FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL DE OURIÇOS-DO

ANDREONE TELES MEDRADO
FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL DE OURIÇOS-DO-MAR
(Lytechinus variegatus, Echinometra lucunter)
Osasco, 2011
CENTRO UNIVERSITÁRIO FIEO
ANDREONE TELES MEDRADO
FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL DE OURIÇOS-DO-MAR
(Lytechinus variegatus, Echinometra lucunter)
Monografia apresentada ao Curso de
Graduação em Ciências Biológicas do
Centro Universitário FIEO – UNIFIEO,
como Trabalho de Iniciação Científica.
Orientador: Profª Dra. Claudia Marie Araki.
Área de Concentração: Embriologia
Osasco, 2011
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho aos meus Pais (Crispiniano e Marinalva), pois nunca deixaram de
me apoiar em todos os momentos e acima de tudo tiveram muita paciência o tempo todo, à
minha Orientadora (Profª Dra. Claudia Marie Araki), que com certeza fez parte desse trabalho
desempenhando um papel extremamente importante que me ensinou muitas coisas,
conhecimentos tais que me acompanharão por toda a vida, à todos os biólogos e
pesquisadores científicos que desempenham esse papel fundamental na distribuição de
conhecimentos de qualidade pelo mundo.
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente à DEUS por tudo que tenho até hoje e aos meus familiares
pelo apoio nas horas mais difíceis, agindo com compreensão, em especial meus pais, que por
sorte os tenho.
Agradeço à Instituição FIEO pela oportunidade de realizar uma Iniciação Científica.
Agradeço a Saudosa Profª Dione, que tive a honra de poder ser seu aluno e aprender
sobre metodologia da pesquisa científica.
Agradeço à minha orientadora e amiga Profª Dra. Claudia Marie Araki, a qual agradeço
imensamente pela oportunidade de ser seu aluno de Iniciação Científica, além de ter todo seu
apoio e uma orientação irrepreensível durante todo o trabalho e por sua imensa contribuição
financeira junto ao Profº Marcelo Rodrigues (Coordenador do Curso de Farmácia – UNIFIEO
2010) que permitiram transformar o antigo Biotério em um Centro de estudos Biológicos
(CEB-Bio) onde o trabalho foi realizado e permitiu que novos trabalhos venham a ser
iniciados.
Agradeço aos amigos de classe, Leonardo Pires Scalco e Cristiane Fernandes dos
Santos, pela ajuda na montagem do sistema para criação de ouriços e limpeza do CEB-Bio,
ajudando até de Sábados sempre com muita disposição e prazer.
Agradeço ao pesquisadores da USP, Profº. Dr. Jose Roberto Machado Cunha da Silva,
Profº. Dr. João Shimada Borges e seus alunos, pela realização de experimento em laboratório.
Agradeço à Dra. Maria Regina, Reitoria UNIFIEO, pela liberação do biotério para que o
trabalho pudesse ser realizado
Agradeço aos técnicos de Laboratório-UNIFIEO pelo imenso apoio e por acompanhar o
trabalho, estando sempre prontos a disponibilizar os materiais laboratoriais necessários para
todo o trabalho.
Agradeço aos alunos de Farmácia, Gilcimar e Grace Kelly - 6ª Semestre, 2011, pela
ajuda na manutenção do CEB-Bio.
Agradeço ao amigo Frederico Ramos responsável pela confecção do Skimmer (aparelho
utilizado nos aquários).
Agradeço à Marina, responsável pelo irrepreensível atendimento do PIBIC.
Termino agradecendo a todos quanto torceram por mim, direta ou indiretamente, pelo
meu sucesso no trabalho.
“Nem tudo que se enfrenta pode ser modificado, mas nada pode ser modificado até que seja
enfrentado.”
(Albert Eisten)
RESUMO
INTRODUÇÃO: Há grande interesse nos estudos de ouriços-do-mar em relação a sua
importância ecológica, seja como bioindicadores ou biomonitores. As espécies de ouriço-domar são dióicas, ou seja, cada indivíduo produz apenas um tipo de gameta, mas poucos
apresentam dimorfismo sexual. Os gametas são lançados no ambiente e se atraem
quimicamente para ocorrer a fecundação e formação do zigoto. Os gametas destes animais
podem ser fertilizados artificialmente e seu desenvolvimento acompanhado. OBJETIVOS:
padronizar um sistema que permite a manutenção e controle dos aquários (SIPANTEME) e a
criação das espécies Lytechinus variegatus e ou Echinometra luchunter, para posterior teste
de fertilização artificial. RESULTADOS: A Padronização conta com a instalação de dois
aquários de 200 litros ligados a um sistema de filtragem (sump), um Skimmer e um
esterilizador UV para evitar proliferação de algas ou bactérias na água. Vários parâmetros
foram definidos e controlados (temperatura de entre 26○C e 27○C, pH=8,0, salinidade, 34). A
fertilização artificial foi realizada in vivo, permitindo a obtenção de gametas através de
estímulos elétricos, como choque elétrico e químicos, através da injeção de KCl 0,5M. Os
gametas foram então fertilizados e os estágios iniciais do desenvolvimento embrionário foram
acompanhados apenas até a fase larval. CONCLUSÃO: O ambiente de aquário marinho foi
padronizado e já se encontra povoado com a espécie Lytechinus variegatus. Os experimentos
de fertilização artificial apresentaram-se satisfatórios e poderão ser desenvolvidos até atingir a
fase adulta, abrindo novos caminhos para pesquisas científicas em diferentes áreas.
Palavras-chave: Ouriço-do-mar, Lytechinus variegatus, Echinometra lucunter, Fertilização
artificial
ABSTRACT
INTRODUCTION: There are exist a great intersting in the studies of urchins-of-sea in
relation its great ecological importance, either as bioindicadores or biomonitores. The species
of urchins-of-sea are dioicious, that is, each individual produces only one type of gametes, but
few present sexual dimorfismo. The gametes are launched in the environment and if they
attract chemically to occur the fertilization and formation of zygote. The gametes could are
artificial fertilization and our development monitored. PURPOSE: Standard a system for then
developed this it allows to a maintenance and control of the aquariums (SIPANTEME) where
the animals are kept Lytechinus variegatus and or Echinometra to luchunter, for futures
artificial fertilization. RESULT: The standardization counts on the installation of two
aquariums of 200 liters on to a filtering system (sump), a Skimmer and a sterilizator UV to
prevent proliferation of seaweed or bacteria in the water. Parameters that are adjusted and
controlled (temperature between 26○C and 27○C, pH=8,0, salinity, 34). The artificial
fertilization was carried through in alive, allowing the attainment of gametes through electric
stimulations, with electric shock and chemistries, through the injection of KCl 0,5M. The
gametes were fertilization and early development embrionary monitored until larval stage.
CONCLUSION: The environment of the aquariums water sea was defined and Lytechinus
variegatus will stay a live. The artificial fertilization experiments presented themselves
satisfactory and great power to promote developed until adult phase, to open new ways for
research cientific on different area.
Key-Words: Urchin-of-sea, Lytechinus variegatus, Echinometra lucunter, artificial
fertilization.
LISTA DE TABELAS
Tabela 01 – Modelo de tabela utilizado para controle e registro de dados do
SIPANTEME..................................................................................................................... ......22
Tabela 02 – Parâmetros utilizados para o controle do SIPANTEME.............................. .......27
Tabela 03 - Medições obtidas nos testes da água do SIPANTEME.......................... .........28
Tabela 04 – Duração aproximada dos estágios do desenvolvimento embriolarval do ouriçodo-mar (Lytechinus variegatus) ............................................................
......................32
LISTA DE FIGURAS
Fig. 01 – Fases do Desenvolvimento embrionário de ouriço do mar.................. ...................11
Fig. 02 – Echinometra lucunter…............................................................................. .......12
Fig. 03 – Lytechinus variegatus…..............................................................................
...12
Fig. 04 - Esquema de montagem “SIPANTEME” (CAS).......................................... ......19
Fig. 05 - Esquema de montagem e instalação do Skimmer HSA.................................. .....20
Fig. 06 - Sistema de Reposição automática de água (SARA).......................................... ..20
Fig. 07 - Esquema de instalação do SEUV................................................................. .....21
Fig. 08 - Lytechinus variegatus após estímulos elétricos, destacando a região necrosada,
apontada pela seta.........................................................................................
..............31
Fig. 09 –a. Visão panorâmica; b. Visão dos blastômeros................................
32
SÍMBOLOS
SIPANTEME – Sistema Padronizado Andreone Teles Medrado
CAS – Circulação Aquário-Sump
CSS – Circulação Sump-Skimmer
SARA – Sistema Automático de Reposição de Água
SEULV – Sistema de Esterilização por Luz Ultravioleta
CEB-Bio – Centro de Estudos Biológicos e Biotério
CLA – ComprimentoxLarguraxAltura. (Respectivamente)
pH – Potencial Hidrogeniônico
CN – Ciclo do Nitrogênio
HNO2 – Ácido Nitroso
NH4OH – Hidróxido de Amônio
NH3 – Amônia
NO2- Nitrito
NO3- Nitrato
PO4- Fosfato
KCl- Cloreto de Potássio
T°C – Temperatura
SA – Salinidade da Água
CR - Caixa de Reposição
FA – Fertilização Artificial
HSA – Hight Speed Aeration
R1 – Primeira Regulagem do Skimmer HSA
R2 – Segunda Regulagem do Skimmer HSA
SUMÁRIO
1.INTRODUÇÃO....................................................................................................................09
2.OBJETIVOS.........................................................................................................................14
2.1OBJETIVO GERAL.............................................................................................. 15
2.2OBJETIVOS ESPECÍFICOS...................................................................................15
3.JUSTIFICATIVA.................................................................................................................16
4.MATERIAIS E MÉTODOS.............................................................................................. 18
4.1 MONTAGEM DO AQUÁRIO.............................................................................. 19
4.1.1 Circulação do Aquário Sump (CAS)........................................................19
4.1.2 Circulação Skimmer-Sump (CSS)............................................................20
4.1.3 Sistema Automático de Reposição de Água (SARA)............................. 20
4.1.4 Sistema de Esterilização Ultra-Violeta (SEUV).................................... . 21
4.2 TESTES PERIÓDICOS DA ÁGUA.......................................................................21
4.2.1 Testes de Amônia, Nitrito e Nitrato....................................................... 22
4.2.2 Teste de pH...............................................................................................22
4.2.3 Temperatura............................................................................................. 22
4.2.4 Salinidade da Água.................................................................................. 22
4.3 EXTRAÇÃO DE GAMETAS................................................................................23
4.3.1 Estímulos................................................................................................. 23
4.3.2 Pós-Estímulos.......................................................................................... 23
4.4 FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL............................................................................ 24
4.4.1 Lavagem dos Óvulos............................................................................... 24
4.4.2 Diluição dos Espermatozóides................................................................ 24
4.4.3 Fecundação...............................................................................................24
5.RESULTADOS E DISCUSSÕES.......................................................................................25
5.1 PADRONIZAÇÃO DOS AQUÁRIOS...................................................................26
5.2 TESTES E PARÂMETROS...................................................................................27
5.2.1 Testes de NH3, NO2, NO3.........................................................................29
5.2.2 Teste de pH..............................................................................................29
5.2.3 Salinidade da Água...................................................................................29
5.2.4 Temperatura..............................................................................................30
5.3 EXTRAÇÃO DE GAMETAS................................................................................30
5.4 ESTRESSE ANIMAL.............................................................................................31
5.5 FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL.............................................................................32
6. CONCLUSÃO.....................................................................................................................34
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..............................................................................36
ANEXO I...............................................................................................................................38
ANEXO II.............................................................................................................................46
1. INTRODUÇÃO
Na classe Echinoidea, o corpo esférico ou achatado não se estende formando braços,
a superfície é coberta por espinhos móveis os quais articulam-se com uma carapaça de
ossículos suturados (GILBERT, 1995; TOMMASI, 1966). As áreas ambulacrárias contendo
os pés ambulacrários alternam-se com áreas interambulacrárias organizadas em meridianos
em torno do corpo (GILBERT, 1995; TOMMASI, 1966). As placas da carapaça são
perfuradas para a saída de gametas e para a passagem dos canais que conectam os pés
ambulacrários com as ampolas (GILBERT. 1995; TOMMASI, 1966). As espécies de ouriçodo-mar são dióicas, ou seja, cada indivíduo produz apenas um tipo de gameta (espermatozóide
ou óvulo), mas poucos apresentam dimorfismo sexual (GILBERT, 1995; HARVEY, 1954;
TOMMASI, 1966). Os gametas são lançados no ambiente e se atraem quimicamente para
ocorrer a fecundação e formação do zigoto (GILBERT. 1995; TOMMASI, 1966). Este
geralmente se desenvolve externamente, embora haja espécies que incubem seus ovos. A
larva dos equinóides é um equinoplúteo (também chamado de larva pluteus) e sua
metamorfose ocorre mais para o final da existência planctônica e na época da instalação,
mas não há um estágio fixado (GILBERT. 1995; TOMMASI, 1966). O desenvolvimento é
indireto, e a larva equinoplúteo, caracteriza-se por apresentar braços, os quais desaparecem
com a metamorfose (GILBERT. 1995; TOMMASI, 1966).
As transformações que se produzem no ovo durante este período são difíceis de
observar em material vivo. Depois de o espermatozóide entrar na célula, o núcleo masculino
migra em direção ao núcleo feminino e une-se a ele, restabelecendo a diploidia.
Subseqüentemente, a cromatina organiza-se em cromossomos e a primeira divisão nuclear
ocorre, seguida de divisão celular. O processo pelo qual o ovo fecundado dá origem a um
embrião multicelular é designado por segmentação. (HADORN & WEHNER, 1978, Fig. 01)
Fig. 01. Fases do Desenvolvimento do Ouriço-do-mar. A) Blástula de um ouriço-do-mar. A: aspecto
superficial; B) secção da blástula; bl-blastocélio; cl- cílios; C) Início da gastrulação no ouriço-do-mar,
formação do mesênquima primário, bl-blastocélio; D) início da invaginação gastrular; E) fim da gastrulação,
e.l.- esqueleto larval; F) larva jovem; a- ânus; e.l.- esqueleto larvar, ar-arquêntero; b-boca;; bp-blastóporo; ecectoderme; en- endoderme; i- intestino; m- mesoderme; mes.1º- mesênquima primário; mês. 2º- mesênquima
secundário. As setas indicam os locais de invaginação (adaptado de Hadorn & Wehner, 1978).
Durante este processo, no núcleo e no citoplasma ocorrem fenômenos complexos. À
medida que as células do embrião sofrem mais divisões vai-se formando uma massa
esféricacontendo uma cavidade central cheia de líquido, o blastocélio. Antes de se iniciar a
gastrulação, a blástula nada ativamente durante várias horas, em virtude das suas células
serem providas de cílios. No fim da gastrulação, os três folhetos germinativos vão originar os
vários tecidos e órgãos do animal adulto (HADORN & WEHNER, 1978, Fig. 01).
Dentre as espécies mais encontradas no litoral brasileiro, podemos destacar:
Echinometra
lucunter
(Fig.
02),
Linnaeus (1758), é um ouriço-do-mar tropical
que possui intenso potencial bioerosivo. Essa
característica lhe confere grande importância
ecológica
modificando
a
arquitetura
do
ecossistema e da estrutura da comunidade
residente (SANTOS & FLAMMANG 2005).
Esses Echinoidea são herbívoros, exercendo
significativo controle na população de várias
Fig.02. - Echinometra lucunter
Fonte:http://www.coralvivo.org.br/new/upload/img/Echinometra%20lucunter
-big.jpg
espécies de algas (HOPP & HERDING 1996).
Ocorrem em densidades bastante elevadas nos costões rochosos ao longo da costa brasileira
principalmente no sul e sudeste. Segundo LAWRENCE (2001), a última década caracterizouse por um número crescente de estudos sobre a biologia reprodutiva de Echinoidea,
principalmente por meio da determinação do índice gonadossomático. Alguns fatores
exógenos são citados como os principais agentes sincronizadores do ciclo reprodutivo destes
animais como fotoperíodo, temperatura da água (SPIRLET et al. 2000, JAMES et al. 2007) e
disponibilidade de alimento (PLANK & LAWRENCE 2002, MCBRIDE et al. 2004,
SPHIGEL et al. 2005).
Lytechinus
variegatus
é
uma
espécie
aparentemente rara no local, sendo encontrada
próxima a rochas no infralitoral e com fragmentos
recobrindo o corpo devido a sua sensibilidade à
luz(GIORDANO, F. 1986; KOBAYASHI, N. 1994;
MORTSEN, T. 1947. TOMMASE, L.R,. 1966.
Fig.03).
Fig.03 - Lytechinus variegatus
Fonte:http://reefguide.org/pix/thumb2/variegated
urchin2.jpg
Fertilização artificial (FA)
Os ouriços-do-mar têm o sistema imunológico mais sofisticado de todos os animais
estudados. Estes seres carregam gens associados a muitas doenças humanas, tais como
distrofia muscular e Huntington, além de gens associados ao paladar, olfato, audição e
equilíbrio (http//: www.cib.org.br/em_dia.php?id=810)
Nos últimos anos, o processo de fertilização artificial (FA) com esses animais tem sido
muito utilizado em experimentos in vivo e in vitro. O desenvolvimento do sistema
dopaminérgico acompanhado em embriões (KATOW, et al., 2010) ou estudos sobre novas
isoformas que participam da divisão celular (BELLÉ et al., 2011), além de testes
toxicológicos envolvendo metais (CAPLAT, et al., 2010) ou pesticidas (WANG H. et al.
2010), por exemplo, vem permitindo uma observação mais ampla e concisa sobre efeitos que
implicam ou não no desenvolvimento embriolarval. Nos experimentos é importante que o
animal possa ter seu desenvolvimento acompanhado dia após dia na intenção de identificar e
controlar fatores ou eventos que possam atribuir melhoria ao trabalho.
Os testes toxicológicos dessa natureza permitem simular a reação do animal aos
tóxicos em seus ambientes naturais. Por essa razão, é importante manter um sistema para
criação destes organismos, onde através do controle de variáveis (temperatura, pH, O 2,
salinidade, luminosidade) é possível obter dados mais similares ao que se encontraria no
ambiente natural.
Dentro das condições monitoradas, esse modelo de estudo promove uma ótima
ferramenta, pois além da facilidade de acesso, a fecundação se dá em poucos minutos e seu
desenvolvimento embrionário é relativamente rápido, tendo a formação da larva pluteus entre
24 e 48horas. Modificações microscópicas podem ser acompanhadas e testes bioquímicos e
moleculares, eventualmente realizados.
Considerando que esses animais fornecem um excelente modelo de estudo, a montagem
e padronização das condições ambientais e emprego da fertilização artificial pode ser
empregada em diversas áreas de investigação científica.
2.OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Montagem e padronização do ambiente para criação de ouriço do mar com o intuito de
obter e extrair gametas através de estímulos químicos (KCl à 5%) e/ou elétricos e realizar a
fertilização artificial. Sendo o principal objetivo, obter condições adequadas para atingir a
formação da larva pluteus.
2.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Montagem e padronização do sistema para criação de ouriço-do-mar. Obtenção de
gametas para realização e padronização da fertilização artificial. Fornecimento de óvulos
fecundados para estudos didáticos ou toxicológicos que serão empregados por alunos de
outras áreas, como Ciências Biológicas e Farmácia, em seus projetos de iniciação científica ou
trabalhos de conclusão de curso.
3.JUSTIFICATIVA
O emprego da técnica de fertilização artificial nestes animais promove uma excelente
ferramenta de caráter multidisciplinar para estudos em farmacologia, toxicologia e
embriologia, pois o desenvolvimento destes animais é relativamente rápido, de fácil
visualização e possível de ser realizado em laboratório. Outra importância desta técnica para
alunos de graduação do curso de Ciências Biológicas envolve também estudos de
repovoamento em áreas degradadas.
A padronização das condições gerais para a criação de ouriço do mar das espécies:
Lytechinus variegatus e/ou Echinometra lucunter e extração dos gametas, segundo as normas
da ABNT NBR 15350 (2006), poderá fornecer importante material para aulas práticas de
embriologia onde o aluno conhecerá técnicas de extração de gametas e fertilização artificial,
além do acompanhamento das divisões celulares que culminarão com a formação da larva
equinoplúteo. Além disso, a partir dos óvulos fecundados vários testes in vivo poderão ser
realizados, como por exemplo, testes toxicológicos de água, sedimentos, cosmetologia,
extratos vegetais ou ação de drogas anticancerígenas.
4.MATERIAIS E MÉTODOS
É muito importante enfatizar que a Instituição, Centro Universitário FIEO, ofereceu um
laboratório que permite o desenvolvimento do projeto de forma segura. O projeto foi
desenvolvido no Biotério (atual CEB-Bio). Foi um trabalho de suma importância e que será
utilizado, como citado anteriormente, em projetos de alunos do curso de Farmácia e Ciências
Biológicas, utilizando óvulos fecundados através do experimento deste projeto.
O ambiente criado para manter os animais foi montado utilizando dois aquários (200
litros cada), um sump (filtragem), duas motobombas externas com a vazão de 6000 l/h, um
Skimmer HSA (retenção de matéria orgânica), dois termostatos (300W, cada), uma bóia
eletrônica (para reposição da água automaticamente) e um filtro esterilizador Ultra-Violeta.
Todas as conexões utilizadas para a instalação dos aquários são em PVC.
4.1 MONTAGEM DO AQUÁRIO
O aquário projetado e desenvolvido pode ser dividido em quatro partes: Circulação
Aquário-Sump (CAS), Circulação Sump-Skimmer (CSS), Sistema Automático de Reposição
de Água (SARA) e Sistema de Esterilização da Água por Ultra-Violeta (SEAUV).
4.1.1 CIRCULAÇÃO AQUÁRIO-SUMP (CAS)
Esta parte do aquário compreende a montagem de dois aquários nas medidas de
100x40x50cm (CLA, respectivamente) e um sump, onde a água é bombeada do sump para os
aquários através de uma motobomba externa (Fig. 04-D).
Fig. 04. Esquema de montagem “SIPANTEME” (Sistema Padronizado Andreone Teles Medrado)
(CAS), para criação de ouriços do mar. (A e B) aquários tanque, onde serão mantidos os animais; (C) caixa de
filtragem
e circulação da água
(Sump); (D) Motobomba,
4.1.2
CIRCULAÇÃO
SUMP-SKIMMER
(CSS) realiza a circulação da água em todo o sistema. (E, F, G,
H, I, J, K, L, M, N, O e P) Etapas da circulação da água no ciclo de alimentação do sistema.
4.1.2. CIRCULAÇÃO SKIMER-SUMP (CSS)
O Skimmer HSA (Fig. 05-A) foi instalado acima do nível da água, tendo em seu
sistema hídrico a mesma água presente na circulação do aquário-sump. A água proveniente do
sump é bombeada para o skimmer através de uma segunda motobomba externa, onde toda a
instalação é feita em cano PVC (Fig. 05).
Fig. 05. Esquema de montagem e instalação do Skimmer HSA - A –Skimmer HSA. B - Motobomba Orca
6000, C – Tubo condutor de água para o Skimmer, D – Válvula Spray jet ou becket, E- Caixa , F – Tubo
Principal, G – Copo Coletor, H – “T” branco de 50mm, com registro, I –Registro Esfera PVC marro 50mm e
J – Cano PVC marrom, condutor de água que retorna ao Sump, K - Bancada de apoio do Skimmer.
4.1.2 SISTEMA AUTOMÁTICO DE REPOSIÇÃO DE ÁGUA (SARA)
4.1.3. SISTEMA AUTOMÁTICO DE REPOSIÇÃO DE ÁGUA (SARA)
Consiste em um sistema adaptado e controlado eletronicamente para repor a água que
evapora do sump ou Eclusa (Fig. 06)
Fig. 06. Sistema de Reposição automática de água (SARA). A) Caixa de energia, responsável pela
alimentação elétrica do sistema. B)Motobomba Submersa. C) Caixa de reposição . D) Bóia eletrônica, sensor
de nível. E) Nível de Água.
4.1.3. SISTEMA DE ESTERILIZAÇÃO ULTRAVIOLETA (SEULV)
Todo o sistema hídrico do SIPANTEME passa por um filtro (conhecido comercialmente
por Canister, (Fig. 07-A). A água presente no SEUV é coletada com uma mangueira
siliconada, que parte do próprio canister, fazendo a sucção da água do sump. A sucção é feita
através de uma motobomba inserida no próprio corpo do aparelho, (Fig. 07-B).
A
B
C
Fig. 07. Esquema de instalação do SEULV. A) Filtro Canister BOYU EFU-35. B) Esquema Interno do
Canister. a) entrada da água proveniente do Sump, b) local de saída da água, após passagem obrigatória da
água pela lâmpada germicida ultravioleta de 9W a água retorna ao sump.
4.2 TESTES PERIÓDICOS DA ÁGUA
O sistema montado necessitou de um acompanhamento de determinados parâmetros
químicos e físicos da água. Portanto, para que o mesmo pudesse estar o mais semelhante
possível do ambiente natural alguns parâmetros como Amônia, Nitrito e Nitrato (Anexo II),
pH, Salinidade da Água e Temperatura foram selecionados pois se alterados podem afetar
diretamente a sobrevivência dos animais. Os testes realizados no trabalho são, em sua grande
maioria, utilizados por aquaristas. Foi então criada uma tabela de acompanhamento dos
parâmetros citados, (Tabela 01).
Todos os testes foram realizados de uma a duas vezes por semana, com exceção dos
testes de amônia, nitrito, nitrato, que foram medidos apenas uma vez por semana.
4.2.1 TESTES DE AMÔNIA, NITRITO, NITRATO
Os testes de NH4, NO2 e NO3 foram medidos através de testes para aquários marinhos
da marca Tetra Test®.
4.2.2 TESTE DE pH
O pH foi medido através de um Phmetro de Bancada Orion ®. Para a correção do pH,
foram adicionadas soluções da marca Kalwasser Plus, Two Litlle Fish®
4.2.3 TEMPERATURA
A T°C foi medida através de um termômetro digital com uma sonda sensorial (marca
COEL®) que coleta a temperatura diretamente no Sump. Para permitir o aumento e
estabilidade da temperatura utilizou-se dois termostatos da marca HOPAR®, modelo 300W.
4.2.4 SALINIDADE DA ÁGUA
A Salinidade da Água (SA) é medida através de um densímetro utilizado em aquário
de água salgada. A marca utilizada é Resun®. A correção da salinidade foi feita utilizando a
marca RedSea® (na proporção de 1Kg de Sal para cada 60 litros de água doce, essa medida
permite obter uma água com SA igual a 33)
Obs.: Sempre que são realizados os testes as anotações são passadas para a tabela,
sendo anotadas as Datas e Horários. Se necessário, devem ser anotadas observações que
possam ser importante.
4.3 EXTRAÇÃO DOS GAMETAS
4.3.1 ESTÍMULOS
Por não apresentarem dimorfismo sexual, o sexo dos animais é definido apenas após a
extração dos gametas, sendo machos aqueles que liberam gametas de coloração branca e
fêmeas as de coloração alaranjada. A extração dos gametas foi realizada de duas maneiras,
sendo a primeira através estímulos elétricos com uso de circuitos elétricos, de corrente
alternada, com transformador de 25V (PROSPERI & ARAÚJO, 2002, com adaptações), e a
segunda através de injeção de KCl 0,5M (ABNT 15350, 2006).
Os experimentos para a liberação de gametas empregando choque elétrico foi
realizado no laboratório do Prof. Dr. José Roberto Machado Cunha da Silva (ICB-USP). O
choque elétrico foi aplicado na região aboral, próximo aos gonóporos. Dois eletrodos foram
empregados, sendo que um estava posicionado de maneira permanente ao corpo do animal e o
outro foi encostado com intervalos de aproximadamente 3 segundos. O tempo de contato dos
dois eletrodos simultaneamente ao animal foi de, no máximo, 2 segundos. Este procedimento
foi repetido por 4 vezes.
A extração de gametas por KCl foi feita através da injeção de 1ml de KCl 0,5M na
superfície oral, neste experimento foram utilizadas seringas de 1ml. A dose foi aplicada em
diferentes pontos na região oral. Após a aplicação o animal foi levemente agitado por
movimentos circulares, de forma bem suave, no sentido horário por aproximadamente 4
segundos.
4.3.2 PÓS-ESTÍMULOS
Após os animais serem estimulados, os procedimentos foram os mesmo para os dois
casos. Os animais foram posicionados com a porção aboral voltada para baixo, cada um, sobre
um Becker vazio e esterilizado, na intenção de não haver nenhum tipo de contato com água
salgada para evitar ativação dos gametas. Logo após a obtenção, os gametas foram coletados
por seringas e armazenados em eppendorfs (os gametas foram levados para a geladeira, onde
permaneceram por 24 horas). Após a liberação dos gametas os animais foram devolvidos para
os aquários, onde foram separados os machos das fêmeas, para facilitar futuras extrações de
gametas.
4.4 FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL
4.4.1 LAVAGEM DOS ÓVULOS
Os gametas foram retirados da geladeira. A lavagem dos óvulos foi feita em água
salgada esterilizada autoclavada (120°C). Foi utilizado 1ml de óvulos, colocados em um
Becker de vidro de 250ml. Acrescentou-se, então, 200ml de água de diluição. Após a
decantação, que teve um tempo de aproximadamente 20 minutos, foram descartados os
sobrenadantes. Este processo de lavagem foi repetido por 3 vezes.
4.4.2 DILUIÇÃO DOS ESPERMATOZÓIDES
Após a lavagem dos óvulos, foram então, colocado em um Becker de vidro
esterilizado de 250ml e adicionada água salgada esterilizada por autoclave. Foi colocado 1ml
de espermatozóides em 200ml de água de diluição, misturando-se para dissolução dos grumos
e ativação dos espermatozóides.
4.4.3 FECUNDAÇÃO
Aos 200 ml de água salgada contendo os óvulos foi adicionado 5ml da solução
espermática e agitada levemente. Obtendo a solução final. Com o auxílio de uma pipeta de
vidro foram coletadas em diferentes momentos da solução final algumas gotas e colocadas em
lâmina de vidro para observação dos ovos ao microscópio. Várias lâminas foram preparadas
afim de permitir a observação ao microscópio do desenvolvimento embrionário.
5.RESULTADOS E DISCUSSÕES
5.1 PADRONIZAÇÃO DOS AQUÁRIOS
Este trabalho permitiu uma padronização do sistema de criação de ouriços-do-mar
para a obtenção de gametas artificialmente.
Muitos centros de pesquisa utilizam de tanques onde mantém os animais para que
possam ser realizados os experimentos. Esses tanques (geralmente caixas d’água de
polietileno, fibra de vidro ou amianto) contam apenas com uma motobomba submersa e/ou
aerador para que seja suprida a demanda de oxigênio, o que acaba sendo desvantajoso quando
observada a qualidade da água. Nesses casos, para manter a qualidade da água é necessário
realizar uma troca parcial, semanal ou mensal, da água salgada.
Foi desenvolvido um sistema que permite o aumento no período entre as trocas de
água. Foi elaborado e montado o “SIPANTEME”, que permite a interligação de dois ou mais
aquários (Fig. 04), o qual tem sua água filtrada através sistema de filtragem chamado Sump,
além de contar com a adaptação de um Skimmer HSA (Fig. 05) que mantém controlados os
níveis de toxinas presentes na água, como Nitrato, Nitrito e Amônia. Esse aparelho, também
conhecido como Desnatador ou Fracionador de proteínas, tem a finalidade de eliminar
nutrientes indesejáveis da água do aquário como, proteínas, aminoácidos, enzimas, dejetos
orgânicos, restos de comida e a gordura (que eventualmente se localiza na flor da água do
aquário). Também aumenta consideravelmente o teor de oxigênio na água devido a injeção de
oxigênio.
O sistema pode ser por aspiração, onde a bomba puxa o ar ou por uso de
compressores, onde o ar é pressurizado para dentro da câmara de reação. O Skimmer HSA
(Fig.05-A) utilizado nesse projeto é proveniente de fabricação caseira, adquirido através de
um
contato,
(Frederico
Ramos,
http://www.frederico.xpg.com.br/CNC/HSA_
2006/HSA_2006.html, acessado 10/11/10). Instruções como montagem e manutenção
constam no manual, anexado ao fim deste trabalho.
A padronização conta também com um sistema de reposição automática de água doce
(Fig. 06), sendo que, uma vez evaporando a água doce ocorre o aumento da concentração de
solutos na água, evitando constantes oscilações na densidade. A Temperatura também pode
ser controlada através de termostatos que permitem um controle de temperatura de 18° a
34°C.
A reposição é feita através de um aparelho eletrônico conhecido no mercado da
aquariofilia pelo nome de Eclusa I, da marca Zanclus®. Este aparelho consiste em uma bóia
de nível (Fig.06-D) que é ajustada ao nível desejado da água no Sump (Fig.06-E) e sua
fixação se dá através de ventosas ou silicone. A bóia é ligada por um cabo conectado à uma
caixa de energia (Fig.06-A), que também tem ligada a bomba submersa (Fig.06-B). Essa
bomba submersa é responsável por bombear a água presente na caixa de reposição (Fig.06-C)
até o Sump.
Depois de instalado e ligado todo o sistema de reposição de água, a reposição se dá da
seguinte maneira: o nível da água no Sump, estabelecido conforme a necessidade é alterado
pela evaporação. Conforme baixa o nível a bóia desce e cria uma corrente elétrica no interior
do aparelho que ativa a bomba submersa na caixa de reposição. A Bomba submersa bombeia
água até o Sump até que tenha restabelecido o nível de água, o que faz com que a bóia seja
levantada, cortando a corrente e desligando a reposição.
A água presente na Caixa de reposição é doce, de preferência tratada por um sistema
de Deionização, filtro de Osmose Reversa ou Destilação. Eventuais produtos, como
Hidróxido de cálcio, poderão ser adicionados na caixa de reposição, para que sua dosagem no
aquário seja lenta. Com o intuito de permitir uma circulação dos eventuais produtos
adicionados a Caixa de Reposição pode ser utilizada outra bomba submersa independente,
destinada apenas para a circulação.
Obs: Quanto maior a CR, maior o tempo de reposição.
5.2 TESTES E PARÂMETROS
Foram assumidos determinados parâmetros (Tabela 02) para manter os animais nos
aquários. Uma vez que a ABNT 15350 determina como padrão apenas pH e SA os demais
parâmetros foram analisados como teste tomando como medidas, as empregadas em aquários
marinhos.
Os resultados coletados (Tabela 03) mostram que os parâmetros estão muito próximos
aos assumidos como controle apresentando pequenas oscilações. Porém, se faz necessário um
tempo maior de testes e coleta de dados para garantir uma estabilidade dos níveis relatados na
Tabela 03.
Tabela 03. Medições obtidas nos testes da água do SIPANTEME
TESTES
DATA
NO2
NO3
NH3
mg/L
mg/L
mg/L
A
B
C
pH
T°C
SA
D
E
F
1
25.11.2010
7,8
0
0
0
24
28
2
29.11.2011
7,87
-
-
-
24
28
3
03.12.2010
7,87
0
0
0
25
29
4
06.12.2010
7,9
-
-
-
25
29
5
10.12.2010
8,1
0
0
0
26
30
6
13.12.2010
8,1
-
-
-
26
30
7
17.12.2010
8,1
0
0
0
25
30
8
21.12.2010
8,1
-
-
-
25
30
9
24.02.2010
8,1
0
0
0
25
31
10
27.12.2010
7,9
-
-
-
25
31
11
03.01.2011
8,2
0
0
0
26
31
12
07.01.2011
8,2
-
-
-
26
31
13
10.01.2011
8,2
0
0
0
26
31
14
14.01.2011
8,2
-
-
-
24
31
15
17.01.2011
8,2
0
0
0
26
33
16
21.01.2011
8,2
-
-
-
26
33
17
24.01.2011
8,2
0
0
0
26
32
18
28.01.2011
8,2
-
-
-
26
32
19
31.01.2011
8,2
0
0
0
27
32
20
03.02.2011
8,2
-
-
-
27
32
21
07.01.2011
8,2
0
0
0
27
32
22
11.01.2011
8,3
-
-
-
27
33
23
14.01.2011
8,3
0
0
0
29
33
24
18.01.2011
8,4
-
-
-
29
33
25
22.01.2011
8,3
0
0
0
29
33
26
25.01.2011
8,3
2
20
2,2
29
33
27
28.01.2011
8,2
1
16,2
1,3
29
33
28
31.01.2011
8,2
0,4
10
0,5
29
33
29
04.02.2011
8,3
0,2
10
29
34
30
07.02.2011
8,3
0,2
0
29
34
31
10.02.2011
8,3
0
0
29
34
0
32
14.02.2011
8,3
-
-
-
29
34
33
18.02.2011
8,3
0
0
0
29
34
34
21.02.2011
8,3
-
-
-
29
34
5.2.1 TESTES DE NH3, NO2, NO3
A fim de calcular o nível tóxico de matéria orgânica (compostos nitrogenados liberados
na água, bem como eficiência do Skimmer, foi analisado o CN (Ciclo do Nitrogênio). Quando
esses compostos nitrogenados são liberados, (pela morte de um organismo, ou parte dele, ou
pelas suas excreções), ou são derivados de restos alimentares, eles são processados por
bactérias decompositoras, e um dos principais produtos dessa decomposição é o gás Amônia
(NH3). A amônia, em contato com a água, forma o Hidróxido de Amônio (NH4OH), uma
substância altamente tóxica que em grandes concentrações tem o efeito de uma base altamente
corrosiva (ANEXO II). A morte de alguns ouriços devido ao estresse provocada pelos
estímulos elétricos elevou os níveis de NH3, NO2, NO3 (Tabela 03), o que foi corrigido
apenas através do uso do Skimmer. Caso o sistema não contasse com um Skimmer seria
necessária uma troca parcial ou total da água. O que mostra um ótimo desempenho do
equipamento, justificando sua necessidade na padronização do sistema.
5.2.2 TESTE DE pH
É comum a ocorrência de algumas alterações no pH durante no decorrer do trabalho.
Essas alterações são consequência do acúmulo de matéria orgânica liberada na água. Mas
pode ocorrer a queda do pH devido à reposição de água com níveis de pH diferentes.
Conforme dados presentes na Tabela 03, observa-se um salto do pH de 7,9 para 8,1, que é
devido a adição de Hidróxido de Cálcio, na medida de uma colher dosadora proveniente do
produto.
5.2.3 SALINIDADE DA ÁGUA
Por mais que a evaporação da água não cause tantas alterações rápidas no nível de
salinidade, devido à reposição automática, ao longo do tempo pode ocorrer essa alteração. A
densidade da água teve uma variação inicial, pois a água coletada apresentava SA igual a 28.
Para correção da densidade foi feita a adição de sais sintéticos utilizados em aquários
marinhos, portanto, para aumentar a SA nos aquários é necessário adicionar pequenas
quantidades de sal e acompanhar com o densímetro. Essa elevação foi feita gradativamente,
ao longo do mês, até manter estável em 34. Sendo que para essas espécies a SA está entre 3335 (BARNES, R.D. & RUPPERT, E.E. 1996).
5.2.4 TEMPERATURA
A T°C é importante para permitir um metabolismo dos organismos como ocorre no
ambiente natural. Para permitir o aumento da temperatura foram utilizados dois termostatos
de 300W cada. Levando em consideração a fórmula utilizada por aquaristas (1W/Litro de
água). Para cada litro de água é necessário um Watts de potência. A potência pode ser maior
que o necessário, mas nunca pode ser menor. Nesse último caso, em uma necessidade de
aquecimento o termostato será insuficiente. Se necessário, a temperatura pode ser resfriada
através de um Chiller, equipamento utilizado em aquários marinhos que precisam manter a
temperatura em até no máximo 26°C ou 27°C.
O SEUV tem um papel muito importante no SIPANTEME porque a uma temperatura
mais elevada, como é o caso de 29ºC, pode eventualmente permitir o desenvolvimento de
algas, bactérias ou algum outro tipo de microorganismo. O aparelho Canister ficará ligado 24
horas por dia, circulando e esterilizando toda a água do sistema, que passa em seu interior
entrando em contato com a radiação da lâmpada Germicida Ultra-Violeta de 9W. Calcula-se
que o Canister é capaz de circular aproximadamente 1,45 vezes o volume total dos aquários
em uma hora. Enquanto que em sistemas desprovidos de equipamentos similares podem
sofrer com o surgimento de microorganismos indesejados.
De maneira geral, a qualidade da água em relação aos parâmetros foi mantida durante
todo o projeto, não necessitando de trocas de água semanais, ou até mesmo, mensais.
Eventualmente foi apenas acrescentada água para nivelar, não alterando os padrões do
ambiente marinho.
5.3 EXTRAÇÃO DE GAMETAS
Como dito anteriormente, a extração de gametas foi realizada de duas maneiras, através
da injeção de 1 ml de KCl 0,5M na região oral e através de estímulos elétricos na região
aboral. Nesta última, a extração ocorreu no Laboratório de Ciências Biomédicas, Lab. Prof.º
Dr. José Roberto C. M. da Silva – ICB/USP, onde o Profº Dr. João Carlos Shimada Borges,
realizou todo processo de estímulo elétrico, através de um transformador de 25V (adaptador
de PROSPERI & ARAÚJO, 2002). Essas duas técnicas para a liberação dos gametas foram
empregadas para testes, pois quando se estimula a liberação dos gametas com KCl (0,5M)
todo o estoque de gametas do animal é liberado, enquanto que com a estimulação elétrica,
apenas pequenas quantidades de gametas são liberados.
Os gametas foram coletados por volta das 14h50min e armazenados em eppendorfs,
separados os gametas masculinos dos femininos. Foram armazenados em geladeira, onde
permaneceram até as próximas 14h59min do dia seguinte. Estes gametas foram levados para o
CEB-Bio onde a fecundação foi realizada. Uma vez feita a mistura dos gametas, logo ocorre a
fecundação e as divisões celulares, o que não poderia ter sido acompanhada no laboratório do
ICB/USP, por esse motivo teve de ser armazenado. Segundo relatos do Prof. João Carlos, os
óvulos não durariam mais do que algumas horas. Porém, em nossos experimentos, não penas
sobreviveram , mas também, foram fecundados e se dividiram
5.4 ESTRESSE ANIMAL
Foi observado um enorme estresse animal em relação à extração utilizando choque
elétrico. Os animais utilizados no experimento foram doados ao CEB-Bio para que
experimentos posteriores pudessem ser realizados. Porém, em menos de 24 horas após o
estímulo elétrico os animais apresentaram necroses na região aboral, seguida de uma intensa e
constante queda dos espinhos. Em menos de dois dias os animais morreram. Fig. 08.
Fig.08 – Lytechinus variegatus após estímulos elétricos,
destacando a região necrosada, apontada pela seta.
O volume médio de gametas liberados é de aproximadamente 6ml, sendo que para os
experimentos não são necessários mais do que 1ml. Estes testes com o choque elétrico
visavam à liberação periódica dos gametas que poderiam ser empregados para outros testes
posteriormente. Apesar da estimulação elétrica liberar pequena quantidade de gametas, essa
técnica necessitaria de mais aprimoramento, pois os animais não resistiram ao choque.
5.5 FERTILIZAÇÃO ARTIFICIAL
O processo de FA permitiu acompanhar as etapas do desenvolvimento embriolarval
dos animais estudados. A observação do desenvolvimento foi acompanhada até o estágio da
gástrula. Os estágios foram acompanhados e anotados, conforme a Tabela 04.
TABELA 04. Duração aproximada dos estágios do desenvolvimento embriolarval do ouriço-do-mar
(Lytechinus variegatus)
Formação da membrana de Fecundação
2-7 min.
Dois Blastómeros
45-72 min.
Quatro Blastómeros
80-110 min.
Oito Blastómeros
104-150 min.
Blástula
6-10 hs
Gástrula
12-20 hs
A despeito de não ter sido observada a fase larval, nossos experimentos foram
satisfatórios, pois os tempos e fases embrionárias estão de acordo com padrões já
estabelecidos (ABNT 15350, 2006). Na Figura 09a, podemos observar uma visão panorâmica
de óvulos fecundados (zigoto) em divisão celular. Na Figura 09b, em aumento maior duas
células em divisão formando o blastômero.
a
b
Fig.09 –a.Visão panorâmica; b. Visão dos blastômeros.
Fases posteriores não foram observadas, pois não foi detectado movimento nem
mudança de fase embrionária. Provavelmente, o que pode ter ocorrido aos embriões foi à
temperatura elevada e falta de oxigenação, tendo em vista que passaram a noite sem
monitoramento. Testes futuros deverão ser acompanhados mais cuidadosamente para atingir o
estágio larval.
6.CONCLUSÃO
O sistema desenvolvido (SIPANTEME) neste trabalho mostrou-se muito eficiente no
controle dos parâmetros do ambiente marinho.
A Fertilização fui efetuada com sucesso, obtendo o acompanhamento dos estágios
embriolarval das espécies estudadas e cultivadas no aquário desenvolvido. O sucesso do
experimento permitiu avaliar que há uma viabilidade dos gametas para a fecundação à
temperaturas de 18○C por um período de até 24 horas.
Os animais mantidos nos aquários se adaptaram de maneira satisfatória, mantendo seu
comportamento natural, alimentando-se de forma autônoma ou induzida, não ocorrendo
óbitos dos animais que não passaram por experimentação.
Experimentos posteriores deverão ser realizados afim melhor padronizar as condições
de fertilização para o acompanhamento até a fase adulta do animal. Além disso, estes
experimentos servirão de base para experimentos futuros, tendo em vista a sobrevivência dos
animais em ambiente artificial.
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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static acute toxicity tests with echinoid embryos. ASTM / E 1563-95.
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(principally north american species) In: G. Czihak (ed) The sea urchin embryo:
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of the International Association on Water Polluition Research. ;61(11):2733-9.
ANEXO I
MANUAL DO SKIMMER HSA “SPRAY JET” OU “BECKETT”
por Frederico Ramos
(adaptado e revisado por Andreone Teles Medrado)
ESPECIFICAÇÃO
O Skimmer HSA (Hight Speed Aeration), Fig. 01, é um
aparelho de altíssima performance que promove uma
excelente
oxigenação
da
água,
aumentando
substancialmente os níveis de ORP do aquário. Deve ser
usado com uma bomba que tenha uma potência mínima de
100 watts (quanto mais, melhor) e vazão por volta dos
5.000 litros/hora. A “pressão” é mais importante que a
vazão. Dê preferência à bombas que consigam recalcar
água acima dos 4 metros de altura.
Fig. 01 – Skimmer HSA
CUIDADOS INICIAIS
– Ao encaixar a torre de injeção, não aperte demais a união, pois a vedação é perfeita somente
com um leve aperto;
– Cuidado para não perder o-ring de vedação da união e do copo;
– Nunca segure ou puxe o skimmer pela torre de injeção de PVC, a alavanca pode quebrar ou
descolar a tampa da caixa. Segure sempre pela caixa;
– Ao colocar os parafusos de plástico no flange, aperte-os de forma cruzada, sem colocar
muita força. O melhor é apertar com a mão e somente encostar os parafusos. A vedação é
perfeita somente com uma leve pressão.
MONTAGEM
O skimmer contém as seguintes partes separadas:
– Caixa com tubo principal;
– Registro de saída d’água (T parte externa e parte interna);
– Copo com tampa;
– Torre de injeção de PVC com válvula spray Jet (ou beckett).
O registro d’água é encaixado na parte de trás da caixa de reação do skimmer.
Rotacionar o joelho que fica dentro da caixa de modo que ele fique com a “boca” para baixo,
a fim de impedir que as bolhas saiam do skimmer (Fig. 02).
Fig. 02 - Instalação do joelho, voltado para baixo.
Para vedação usa-se somente o o-ring externo (grosso) e um interno (fino). Não
precisa apertar muito, somente o suficiente para que o conjunto fique firme. Se o aperto não
for satisfatório quando o registro estiver na posição vertical, pode-se trocar o êmbolo de lado
do T, para um ajuste melhor. (Fig. 03)
Fig. 03 - Instalação do registro conectado ao joelhos, vedados por ring (anais de borracha).
O copo coletor é fixado através dos 8 parafusos de nylon. Não é necessário
tirar os parafusos para encaixar ou tirar o copo. O sistema “twist&lock” permite a retirada do
copo com rapidez (Fig. 04).
Fig. 04 – Copo coletor com sistema de “twist&lock”
A vedação do copo é feita pelo o-ring localizado no flange inferior. Evite forçar a
rosca do parafuso. O o-ring deve ficar corretamente posicionado o sulco livre de qualquer tipo
de sujeira ou detrito (Fig. 05).
Fig. 05 – Vedação através de ring (anel de borracha)
No copo coletor existe um dreno (Fig. 06) que deverá ser ligado via uma mangueira de
1/2” a um reservatório qualquer. Esse reservatório irá colher o excesso de líquido e sujeira.
Particularmente recomendo que esse reservatório fique dentro do sump para o caso de uma
desregulagem faça transbordar uma grande quantidade de água.
Fig. 06 – Dreno, ou “ladrão”. Evita o transbordamento.
O nível de água do sump não deverá passar da tampa da caixa (24cm). Se o nível for
mais alto que isso, coloque o skimmer em cima de um apoio. O skimmer poderá ser usado
internamente (dentro do sump) ou externamente. No segundo caso o registro de saída deve ser
trocado por um registro de esfera de 1 1/2” (não incluso).
REGULAGEM
Existem dois tipos de regulagem para esse skimmer. A primeira (R1) em que se abre
pouco o ar e usa-se o nível da água mais alto e a segunda (R2) em que o nível da água é bem
mais baixo e o ar mais aberto. Somente com o uso você poderá determinar a melhor
regulagem para seu sistema. A bomba é o fator que mais influencia a regulagem.
Após montagem e posicionamento dentro ou fora do sump, abrir o registro de saída de
água totalmente e feche o registro de ar totalmente.
Ligue a bomba e observe a água subir. Dependendo da potência da bomba, mesmo
com o registro todo aberto a água pode subir até transbordar. Nesse caso retire a parte interna
do registro e aumente o orifício com um estilete ou lima.
O registro tem um curso de 90º entre a posição de totalmente fechado até totalmente
aberto. Regular de modo que o nível de água fique em 3/4 do tubo (R1) ou 1/3 do tubo (R2).
Por alguns minutos observe se o nível dentro do tubo fica constante.
Como será a primeira vez que o skimmer é usado, demora algumas horas ou até dias
para ele “amaciar”. Esse amaciamento nada mais é que a limpeza de resíduos de gordura e
outras substâncias que se encontram na superfície do acrílico.
Esse tipo de skimmer é bem sensível quanto a adição de substâncias no aquário.
Sempre que colocamos a mão dentro da água ou alimentamos os peixes, ele para de funcionar,
voltando em 10 a 30 minutos. Quanto mais “amaciado”, menos tempo demora a retomar o
fracionamento.
Essa fase inicial pode parecer frustrante, mas em poucos dias (ou horas) ele começará
a espumar.
Abra o ar bem devagar e um pouco somente
Fig. 07 – Registro de ar
O registro de ar é duro mesmo, a fim de dificultar movimentos involuntários.
Deixe assim por algumas horas. Nesse tempo, deve haver uma separação da espuma
por cima da água.
A regulagem do ar é a parte mais sensível. As bolhas têm que ser as menores
possíveis. Bolhas grandes desestabilizam o processo de fracionamento e causam
transbordamento.
A Fig.07 mostra a regulagem aproximada do registro de ar para a R1 (ar mais
fechado).
A partir do momento que se formar uma espuma fina, que tende a subir pelo tubo,
deve-se fechar o registro de água lentamente (pouco de cada vez) até que o nível da água
fique entre 1,5 e 3,0 cm do copo coletor (R1). O topo da espuma deve tocar a base do copo.
Na Fig.08 ocorre uma R1 excepcional com uma espuma de mais de 5cm. O normal é
entre 1 e 3 cm.
Fig. 08 – Copo Central, mostrando separação da espuma livre e água misturada com espuma.
Lentamente feche ou abra o registro da água de modo que a espuma suba pelo tubo
cônico e transborde pelo copo coletor.
Na R1 podemos optar pela espuma seca ou molhada.
Espuma seca: é aquela obtida com o ar mais fechado e/ou nível mais baixo
de água e sobe mais lentamente. Tem a vantagem de ser mais estável, sofrendo menos
oscilações e ser mais concentrada (retirando menos água).
Fig. 08 – Copo Central, mostrando separação da espuma livre e água misturada com espuma.
Espuma molhada: é aquela obtida com o ar mais aberto e/ou nível muito alto. Esse
tipo de espuma tem a desvantagem de retirar muita água junto com a sujeira, mas, retira
matéria orgânica mais rapidamente.
Esse skimmer foi desenhado para trabalhar de preferência com a espuma mais para
seca. Para isso, o tubo de transbordo possui formato cônico, forçando a saída da espuma mais
rapidamente.
Na R2, que é geralmente a que usamos com bombas muito fortes onde o ar é aberto
até, no máximo, (45º). Deixando a água bem baixa, a espuma que se forma sobe por todo o
tubo e transborda no copo.
Essa regulagem é a mais difícil de se obter mas é a mais eficiente. Depois de atingida,
a probabilidade do skimmer transbordar é mínima.
Experimente entre as duas regulagens e eleja a que mais se adapte ao seu sistema.
MANUTENÇÃO
Recomendo limpar o copo do skimmer pelo menos uma vez por semana usando
somente água e uma esponja macia. Não usar sabão ou detergente, senão o skimmer vai
demorar muito mais a voltar a funcionar normalmente.
Retirar o skimmer completo do sump e lavar a caixa de reação internamente e o
registro de saída a cada 2 meses.
Deixar a bomba funcionando em uma solução de vinagre (ácido acético 10%) por
aproximadamente 8 horas a cada 3 meses (isso evita quebra do rotor por calcificação).
Se aparecerem manchas provenientes do cálcio da água na superfície do acrílico, usar
a mesma solução de vinagre para limpar. Usar o mesmo procedimento no caso de
aparecimento de algas calcáreas. Uma vez a cada 06 meses recomendo desmontar a injeção e
lavar a beckett (ou spray-jet) com bastante com água doce e bucha macia. Pode-se deixar a
válvula de molho no vinagre. Se o skimmer começar a funcionar de modo estranho, sem que a
regulagem tenha sido alterada, pode ser que alguma sujeira tenha agarrado na válvula.
Tabela 01 -Tabela de Bombas recomendadas para o Skimmer HSA.
Tabela 01 – Performances alcançadas com determinadas bombas submersas ou externas: (+) Normal,
(++) Média Alta, (+++) Alta, (++++) Excepcional
ANEXO II
CICLO DO NITROGÊNIO (CN)
A fim de calcular a nível tóxico de matéria orgânica (Compostos Nitrogenados
liberados na água, bem como eficiência do Skimmer, foi analisado o CN (Ciclo do
Nitrogênio). Quando esses compostos nitrogenados são liberados, (pela morte de um
organismo, ou parte dele, ou pelas suas excreções), ou são derivados de restos alimentares,
eles são processados por bactérias decompositoras, e um dos principais produtos dessa
decomposição é o gás Amônia (NH3). A amônia, em contato com a água, forma o Hidróxido
de Amônio (NH4OH), uma substância altamente tóxica que em grandes concentrações tem o
efeito de uma base altamente corrosiva.
A amônia, em níveis elevados, é uma substância letal para os peixes, e a sua
toxicidade depende da temperatura, do pH e da salinidade da água. Por exemplo, quanto mais
ácido for o pH, mais hidróxido de Amônio é neutralizado e portanto diminui a toxicidade da
amônia. Por outro lado, quanto mais alcalino o pH mais perigosa é a Amônia. Essa substância
é consumida por bactérias do gênero Nitrosomonas, que na presença de oxigênio
transformam a amônia em Nitrito (NO2-) obtendo energia através do seguinte processo:
2 NH3 + 3 O2 ----> 2 HNO2 + 2 H2O + Energia
O HNO2 (ácido nitroso) dentro da água se dissolve liberando o íon nitrito (NO 2-). O
nitrito é mais uma substância altamente tóxica para plantas e animais, mas felizmente ele
também não se acumula em um aquário bem montado, pois logo as bactérias do
gênero Nitrospira o transformam em Nitratos (NO3-), também obtendo energia pela reação:
2 HNO2 + O2 ----> 2 HNO3 + Energia
Agora, então, o nitrogênio que partiu das moléculas orgânicas decompostas finalmente
assumiu uma forma bem menos tóxica. No aquário, o NO3 é lentamente acumulando como
resultado desse processo. Mas não deve se acumular muito porque isso acaba levando ao
crescimento excessivo de algas, que o aproveitam como nutriente.
As bactérias nitrificantes irão fixar-se em qualquer local onde haja uma boa
oxigenação (visto que o processo principal do ciclo é aeróbico, ou seja, com a presença de
oxigênio). Porém, as colônias serão mais prósperas em locais onde não haja muita luz, e onde
a corrente de água não as moleste em demasia. Esta é a parte mais importante do Ciclo do
Nitrogênio em termos de aquarismo, mas na verdade ele não para por aqui. Por exemplo, se
faltar oxigênio na água o Nitrato pode ser transformado novamente em Nitrito ou então, por
um processo chamado denitrificação, ele volta a ser transformado por bactérias anaeróbicas
em nitrogênio gasoso (N2), e o ciclo fica completo
(CN)
. Para realizar as medições podem ser
utilizados teste de NO2, NO3 e NH3 (da marca Tetra®, RedSea® ou Prodac®). O ideal é que
os níveis de NO2, NO3 e NH3 sejam mantidos em ZERO (0ppm) ou o mais próximo possível.
Podem do ser corrigido através de corretores disponíveis no mercado da aquariofilia.
Corretores líquidos são emergenciais, utilizados em casos de altíssimos níveis, considerados
alerta, conforme indicação da marca utilizada. Nesse caso pode optar pelas marcas Mydor®
ou Seachem Alfa®.