Determinação de Endoparasitas na Pastagem e

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Determinação de Endoparasitas na Pastagem e
INCT: Informação
Genético-Sanitária da
Pecuária Brasileira
SÉRIE TÉCNICA:
GENÉTICA
Publicado on-line em “www.animal.unb.br” em 13/12/2010
Determinação de Endoparasitas
na Pastagem e nos Animais
Concepta McManus1,4, Helder Louvandini2,4, Viviane Verdolin3, Sonia
Torres3, Daiana Brito3, Cristiano Barros de Melo3, Luiza Seixas4
1
2
Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS), Porto Alegre, RS.
Centro de Energia Nuclear na Agricultura (CENA/USP), Piracicaba, SP.
3
4
Universidade de Brasília (UnB), Brasília, DF.
CNPq / INCT / Informação Genético Sanitária da Pecuária Brasileira, Universidade
de Brasília (UnB) / Universidade Federal de Minas Gerais (UFMG), Belo Horizonte,
MG.
1
Conteúdo
Introdução .................................................................................................... 3
Ciclo Evolutivo dos parasitas ........................................................................... 6
Determinação de Endoparasitas na Pastagem .................................................... 8
Avaliação de parasitas gastrintestinais nas fezes...............................................14
Contagens de OPG ........................................................................................15
Exames coproparasitológicos ..........................................................................15
Correlação entre OPG e larvas infectantes de Strongyloidea (OPG
descriminado) ................................................................................ 16
Cálculo da carga patogênica ou estimativa do número de nematódeos
parasitas de ruminantes .................................................................. 17
Patogenicidade estimada.................................................................. 18
Referencias Bibliográficas ................................................................. 18
2
Introdução
•
Principais parasitos gastrintestinais ovinos e bovinos pertencem à
superfamília Trichostrongylidae e podem ser denominados como
tricostrongilídeos.
o
Haemonchus spp.
o
Trichostrongylus spp.
3
o
Cooperia spp.
o
Ostertagia (Teladorsagia) spp.
4
o
Nematodirus spp.
o
Oesophagostomum
5
o
Strongyloides
o
São responsáveis por prejuízos econômicos na ovinocultura
de diversos países tropicais e temperados (Baker, 1996).
o
Os diferentes gêneros de tricostrongilídeos podem
simultaneamente parasitar um mesmo animal e a
prevalência de um ou mais gêneros sobre outros está
diretamente relacionada com o clima da região, estação do
ano, faixa etária do hospedeiro, sexo, genótipo, status
fisiológico, nutrição e com o sistema de criação adotado
(McClure, 2000).
•
As espécies do gênero Haemonchus spp. e Trichostrongylus spp.
são as mais comuns.
•
Nas diversas regiões do país pode haver maior prevalência de
diferentes espécies (Araújo et al., 1998).
Ciclo Evolutivo dos parasitas
•
Cada espécie apresenta peculiaridades em relação ao seu ciclo
evolutivo;
•
De forma geral o ciclo ocorre do seguinte modo:
o Os parasitas adultos vivem no aparelho digestivo dos animais,
onde põem grandes quantidades de ovos que são eliminados
para o ambiente com as fezes.
6
o Desses ovos eclodem larvas que após um período de
desenvolvimento e transformação, tornam-se infectantes, isto
é aptas a parasitarem um novo hospedeiro.
o Os ovinos ao pastejarem irão ingerir a vegetação contaminada
pelas larvas infectantes, que retomam o desenvolvimento no
aparelho digestivo do ruminante, sofrem mudanças e dão
origem a fêmeas e machos adultos, os quais darão seqüência
ao ciclo evolutivo do parasita (Amarante, 2007).
•
Duas fases distintas na vida do parasita:
o
Uma fase de vida que ocorre no hospedeiro e vai desde a
ingestão da larva infectante até a formação do parasita
adulto, o que leva de 14 a 44 dias pós-infecção,
dependendo da espécie.
o
Uma fase de vida livre que ocorre na pastagem e vai do ovo
até larva infectante. Em condições adequadas de umidade e
temperatura, as larvas infectantes se formam em sete dias
(Oliveira-Sequeira & Amarante, 2001).
•
Os nematódeos da espécie Strongyloides papillosus, parasitas
do intestino delgado, apresentam aspectos biológicos distintos
dos demais nematódeos.
•
Estes helmitos infectam
ativamente na pele.
•
Além disso, são transmitidos da mãe para o recém nascido por
via transmamária.
•
Com isso, os animais com poucos dias de vida já podem
apresentar infecções patentes por S. papillosus.
•
Na maioria das vezes as infecções por esses nematódeos são
leves e não requerem tratamento com anti-helmítico.
•
No caso de Trichuris e Skrjabinema, a forma infectante para o
hospedeiro é o ovo larvado ( Amarante, 2007).
7
os
hospedeiros
ao
penetrarem
Figura 1. Ciclo de evolutivo de nematóides de ovinos.
Figura 1. Ciclo de vida de nematóides de caprinos e ovinos. (Fonte:
EMBRAPA Meio-Norte, Sistemas de produção 1).
Determinação de Endoparasitas na Pastagem
8
Material usado na coleta do capim
O capim pode ser coletado no pré-pastejo e/ou pós- pastejo.
•
Pode-se colher várias
agrupadas em uma:
amostras
no
piquete
que
serão
o
utilizando um quadrado de 1,50m2,
o
cortes ao nível do solo,
o
feito em quatro ponto de cada piquete aleatoriamente,
o
em seguida colocado em uma lona onde o capim é
misturado para ser retirada uma amostra.
o
O procedimento deve ser o mesmo para cada piquete.
9
•
No Laboratório cada amostra deve colocada dentro de um
balde contendo 4 litros de água onde foi adicionado 0,5 ml de
detergente neutro (ExtranR MA 02 Neutro – Merck S.A.).
•
Permanecendo por quatro horas.
•
Após o tempo determinado a amostra deve ser colocada em
outra balde
contendo
a mesma quantidade
de
água e
detergente neutro permanecendo por mais três horas.
•
Depois deste processo de lavagem o capim deverá ser retirado
da balde para ser colocado em estufa à 60ºC por 72 horas para
determinar a matéria seca do capim, o que permitiu calcular o
número de L3 por grama de matéria seca (L3/g MS).
10
•
O conteúdo do primeiro balde foi misturada a do segundo
ficando em repouso por um período de 24 horas.
•
Após este período retira o sobrenadante com auxilio de um
sifão
•
O conteúdo restante é transferido para uma proveta de um
litro onde permane por mais 24 horas.
•
Após esse período é retirado o sobrenadante .
•
Conteúdo restante transferido para um cálice cônico, contendo
sobre ele uma peneira e dentro da peneira um lenço de papel,
11
(SOFTY’S®, lenços duplos de
Melhoramentos Papéis Ltda.).
14,8
x
21,5
cm
cada,
•
Conteúdo colocado de forma que a parte deposita no cálice
ficasse em contato com a peneira também contendo parte da
amostra, permitindo assim que o transporte das larvas até o
fundo do cálice, ficando em repouso por mais 12 horas.
•
Ao passar o tempo a peneira é retirada.
•
Sobrenadante sifonado, deixando uma pequena quantidade no
fundo do cálice.
•
Transferida para um tubo cônico graduado com capacidade de
15 ml , e com tampa de rosca, identificado mantido sob
refrigeração (4ºC) até o momento de serem analisadas.
12
•
•
As L3 extraídas do capim são mortas e coradas com lugol.
Examinadas microscópio óptico, identificada de acordo com
Keith (1953).
Necropsia parasitológica
•
•
Após abate, sistema digestório separado:
o
ligaduras duplas nos diferentes segmentos anatômicos
(abomaso, duodeno, jejuno, íleo, ceco, cólon e reto;
o
conteúdos removidos e as mucosas raspadas.
Material obtido
o
lavado em tamis (0,297mm e tyler 48);
o parte sólida retida, fixada em solução de formol 10% a
80oC.
•
Digestão da mucosa abomasal
o
metodologia preconizada por WOOD et al. (1995);
o
órgão imerso em solução de pepsina 1% e ácido clorídrico
3% a 37oC durante cinco horas;
13
o
o
colheita, contagem e identificação genérica dos parasitos
presentes em cada órgão efetuadas em microscópio
estereoscópio.
diagnóstico específico realizado por meio de microscopia de
luz comum (UENO & GONÇALES, 1998).
Necropsia parasitológica
Avaliação de parasitas gastrintestinais nas fezes
Coleta de fezes
14
Coleta de fezes direta no reto do animal. Os procedimentos que envolviam
as análises fecais estão de acordo com Ueno e Gonçalves (1994).
Contagens de OPG
As contagens de OPG podem ser realizadas pela Técnica de Gordon e
Whitlock, modificada.
•
Pesar 2 g (ovinos) ou 4 g (bovinos) de fezes coletadas
diretamente do reto do animal;
•
Acrescentar 58 mL (ovinos) ou 56 mL (bovinos) de solução
hipersaturada de NaCl ás fezes em um recipiente e triturá-las com
um bastão;
•
Homogeneizar a suspensão fecal, retirar uma pequena quantidade
de amostra e preencher as áreas da câmara McMaster.
•
Espera-se 1-2 minutos, para realizar a contagem em observação
microscópica com ocular de 5x ou 8x e objetiva de 10x, contando
os ovos em ambas as áreas.
•
O total de ovos encontrados deve ser multiplicado por 100
(ovinos) ou 50 (bovinos) para a obtenção do resultado de OPG
(Ueno, 1998).
Exames coproparasitológicos
•
Realizada com pool de fezes de todos os animais de mesma
espécie do mesmo grupo;
•
Técnica de Roberts e O’Sullivan (Ueno, 1998);
•
Misturar, manualmente, 20-30 g de fezes frescas (coletadas
diretamente do reto do animal) com fezes eqüinas secas e
esterilizadas e um pouco de água, de forma que a mistura
formasse uma massa úmida;
15
•
•
Enchia-se cerca de ¾ da capacidade de um frasco de vidro, de
cerca de 150 ml, tampado com uma placa de Petri, deixando uma
abertura permitindo a aerização do cultivo;
Os cultivos devem ser mantidos a temperatura ambiente e
umedecidos sempre que havia ressecamento do mesmo, por 7
dias.
Coleta das larvas infectantes:
•
Frasco preenchido até a borda com água a 37 ºC, tampava-se o
frasco com uma placa de Petri que era invertido bruscamente,
deixando sua borda para baixo.
•
Coloca mais 5-10 mL na placa de Petri e um pequeno calço
colocado abaixo dela para facilitar a retirada da água que continha
as larvas, que ocorria cerca de 3 horas após a inversão.
•
Após a retirada das larvas com o auxilio de uma pipeta, as larvas
devem ser levadas a geladeira por no mínimo 2 a 3 horas antes da
realização das leituras.
•
As larvas contadas até a centésima unidade, resultado dado em
porcentagem.
Correlação entre OPG e larvas infectantes de Strongyloidea (OPG
descriminado)
•
utilizada para correlacionar a identificação e contagem de larvas
cultivadas dos diferentes gêneros da superfamília Strongyloidea
com as contagens de OPG de cada um dos gêneros.
•
usa, como fator de correção, o numero total de ovos inicialmente
obtidos no OPG, utilizando-se a seguinte forma:
Total de OPG
de
x
Strongyloidea
Percentagem de larvas
identificadas por gênero =
16
OPG de cada gênero
dos
ovos
de
Strongyloidea
Cálculo da carga patogênica ou estimativa do número de
nematódeos parasitas de ruminantes
•
Estimar o numero aproximado de helmintos adultos
ruminantes, baseado nos resultados de OPG e coprocultura:
em
1) Cálculo do número de fêmeas
Número
fêmeas
de
OPG x quantidade de fezes/dia
=
Postura/fêmeas/dia
Seguindo a seguinte ovopostura média diária:
Tabela 1. Ovopostura média diária de algumas espécies de nematódeos.
Espécie
Quantidade de ovos/dia
Haemonchus
5000
Trichostrongylus
200
Cooperia
200
Strongyloides
3000
Oesophagostomum
3000
•
Ovinos eliminam cerca de 5% do seu peso vivo em fezes
diariamente;
•
Bovinos esta quantidade corresponde a 10% do seu peso vivo.
2) Cálculo do número de machos
•
Em termos patogênicos corresponde a 70% do número de fêmeas
3) Cálculo do número de parasitas total
•
Soma do número de machos e fêmeas
17
Patogenicidade estimada
•
Considerando que 1 carga patogênica é equivalente a 500
Haemonchus spp. em ovinos e a 1000 em bovinos, os seguintes
valores mostram a patogenicidade estimada dos parasitas.
Tabela 2 Patogenicidade estimada entre número de nematódeos adultos nas
espécies ovina e bovina.
Espécie
Ovinos
Bovinos
Haemonchus
500
1000
Trichostrongylus
4000
8000
Cooperia
4000
8000
Strongyloides
4000
8000
Oesophagostomum
100
200
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