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universidade nilton lins
UNIVERSIDADE NILTON LINS
INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AQUICULTURA
EFEITO DO CLORETO DE SÓDIO NO CONTROLE DE MONOGENOIDEOS EM
JUVENIS DE PIRARUCU Arapaima gigas (SCHINZ, 1822)
JANDIARA KELLY DE OLIVEIRA ARAÚJO
Manaus, Amazonas
Novembro, 2015
JANDIARA KELLY DE OLIVEIRA ARAÚJO
EFEITO DO CLORETO DE SÓDIO NO CONTROLE DE MONOGENOIDEOS EM
JUVENIS DE PIRARUCU Arapaima gigas (SCHINZ, 1822)
Orientador (a): Dra. Elizabeth Gusmão Affonso.
Coorientadora: Dra. Sanny Maria de Andrade Porto.
Dissertação apresentada ao programa de
Pós-graduação
Universidade
em
Nilton
Aquicultura
Lins
em
da
ampla
associação com o Instituto Nacional de
Pesquisas da Amazônia como parte dos
requisitos para obtenção do título de Mestre
em Aquicultura.
Manaus, Amazonas
Novembro, 2015
O687e
Araújo, Jandiara Kelly de Oliveira.
Efeito do cloreto de sódio no controle de monogenoideos em juvenis de
pirarucu Arapaima gigas (SHINZ,1822)/Jandiara Kelly de Oliveira Araújo. Manaus: UNL, 2015.
82f.; il. ; 30 cm
Dissertação (Pós-Graduação em Aquicultura) – Universidade Nilton Lins e
Instituto de Pesquisas da Amazônia, Manaus, 2015.
Orientador (a): Prof. Dra. Elizabeth Gusmão Affonso
1. Banho terapêutico. 2. Fisiologia. 3. Peixes. I – Título. II – Universidade
Nilton Lins/INPA.
CDU-639.2.053.3
O687e
Araújo, Jandiara Kelly de Oliveira.
Efeito do elaborada
cloreto de
sódio
no controle
de 11/978
monogenoideos
juvenis
Ficha Catalográfica
pela
Bibliotecária:
A – CRB
– Biblioteca em
Aderson
Dutrade
pirarucu Arapaima gigas (SHINZ,1822)./ Jandiara Kelly de Oliveira Araújo. - Universidade
Nilton2015.
Lins.
Manaus: UNL,
,,,,f.; il. ; 30 cm
Dissertação (Pós-Graduação em Aquicultura) – Universidade Nilton Lins e
Instituto de Pesquisas da Amazônia, Manaus, 2015.
Orientador (a): Prof. Dra. Elizabeth Gusmão Affonso
1. Banho terapêutico. 2. Fisiologia. 3. Peixes. I – Título. II – Universidade
Nilton Lins/INPA.
Sinopse:
CDU-639.2.053.3
O estudo avaliou o efeito do cloreto de sódio nos parâmetros fisiológicos de juvenis de
pirarucu Arapaima gigas e sua eficácia sobre os monogenoideos dessa espécie.
Palavras-chave:
Banho terapêutico, fisiologia, parasitologia, peixes.
DEDICATÓRIA
iii
Oferecimento
Ao único Deus da minha vida, digno de todo louvor, de toda glória e honra!
“Não a nós, Senhor, nenhuma glória para nós, mas sim ao teu nome, por teu amor e
por tua fidelidade. Salmos 115:1”
iv
Filho meu, se aceitares as minhas palavras e esconderes contigo os meus
mandamentos, para fazeres atento à sabedoria o teu ouvido e para inclinares o
coração ao entendimento, e, se clamares por inteligência, e por entendimento
alçares a voz, se buscares a sabedoria como a prata e como tesouros escondidos a
procurares, então, entenderás o tempo do Senhor e acharás o conhecimento de
Deus.
Porque o Senhor dá a sabedoria, e da sua boca vem à inteligência e o
entendimento. Ele reserva a verdadeira sabedoria para os retos, e é escudo para os
que caminham na sinceridade.
Confia no Senhor de todo o teu coração e não confie no teu próprio entendimento.
Reconhece-o em todos os teus caminhos, e ele endireitará as tuas veredas, pois, o
coração do homem traça o seu caminho, mas o Senhor lhe dirige os passos.
(Provérbios 2:1-7; 3:5-6; 16:9)
Porque a loucura de Deus é mais sábia do que os homens. E a fraqueza de Deus é
mais forte do que os homens. Mas, Deus escolheu as coisas loucas deste mundo
para confundir as sábias, e Deus escolheu as coisas fracas deste mundo para
confundir as fortes. E Deus escolheu as coisas vis deste mundo, e as desprezíveis,
e as que não são para aniquilar as que são, para que nenhuma carne se glorie
perante Ele. Para que como está escrito: Aquele que se gloria, glorie-se no Senhor.
(1 Coríntios 1: 27-29)
“Sábio é o ser humano que tem coragem de reconhecer seus erros e fracassos e
utilizá-los para crescer e se fortalecer”.
(Augusto Cury)
v
Dedicatória
Agradeço primeiramente a Deus por estar presente em todos os momentos da
minha vida, aplainando os meus caminhos e dando firmeza e direção aos meus
passos. Pela força capacidade e coragem para seguir em frente, mesmo quando as
circunstâncias demostravam o contrário. Com Deus, tudo é possível!
Aos meus pais Joselmar Martins de Oliveira e Ana Maria Queiroz de Oliveira, pela
confiança em mim depositada em todos os momentos. Por todo o apoio e incentivo
que deram em relação aos meus estudos, pelas noites mal dormidas por
preocupação comigo e, principalmente, aos conselhos. Obrigada pai e mãe, amo
vocês!
Aos meus irmãos e cunhados, Jouseane e Bruno Santos, Jailson e Lílian de Oliveira,
por todos os conselhos, incentivo, carinho, atenção e por cuidarem, quando precisei,
do meu príncipe Davi.
Aos meus sobrinhos, Ana Heloísa, Heitor e Sara Beatriz, por completarem a nossa
família oferecendo sempre muito amor, carinho e alegria. Titia ama vocês, lindos!
À minha sogra, Margarida Carvalho por cuidar desde o primeiro momento que
precisei, com muito carinho e amor, do meu príncipe Davi. A Sra. Tem sido meu
braço direito, cuidando sempre de tudo por mim, com muita dedicação e proeza.
Amo a Sra. Querida!
Ao meu querido e lindo filho, presente de Deus que surgiu em meio a tantas lutas
que a mamãe teve que enfrentar. Você é o meu presente de Deus, a minha jóia rara,
o meu maior tesouro. Obrigada por toda a força que me deu, por cada sorriso que
cedeu alegrando o meu dia, mesmo quando eram tão difíceis. Mamãe ama muito
você, meu lindo príncipe, Davi!
Ao meu querido esposo, Rodrigo Araújo, a quem tanto amo, por ser um grande
parceiro, meu melhor amigo, confidente, paciente, inteligente enfim, por toda a ajuda
que me deu, por toda a compreensão nos momentos de ausência. Obrigada pelas
orações, pelos conselhos, pelo choque de realidade nos momentos que precisei. Por
ter enfrentado tudo junto, comigo sempre. Amo você, grande amor da minha vida!
A todos os amigos da Igreja Beija-Flor. Obrigada por todo o apoio, orações, carinho
e palavras de incentivo. Deus abençoe!
vi
Dedico a todos os meus familiares e amigos que sempre me apoiaram, incentivaram,
incondicionalmente, em cada conquista alcançada, estando sempre presentes e
oferecendo carinho e conselhos sábios em momentos de grandes dificuldades. Amo
a todos vocês, jóias preciosas, presentes de Deus para mim!
vii
Agradecimento
Primeiramente a Deus, pois toda conquista alcançada, foi com a capacidade e
força que Ele me deu. Posso dizer com firmeza que, até aqui me ajudou o Senhor e
por isso, estou alegre.
À minha orientadora Dra. Elizabeth Gusmão, agradeço pela orientação e,
principalmente, pela oportunidade e confiança. Obrigada pela compreensão,
paciência e por ter gerado em mim, um grande amadurecimento profissional.
Obrigada por tudo!
À minha co-orientadora Sanny Andrade-Porto, pelos ensinamentos, pela
convivência desde os tempos da faculdade. Por todo o incentivo e apoio, muito
obrigada. Só Deus pra recompensá-la!
Ao Programa de Pós-Graduação em Aquicultura da Universidade Nilton Lins
em ampla associação com o Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA)
pela oportunidade e pela infra-estrutura concedida para a realização deste trabalho.
A Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Amazonas - FAPEAM pela
bolsa de mestrado concedida e auxílio a eventos científicos.
A todos do Laboratório de Fisiologia Aplicada a Aquicultura, Marieta, Renata,
Kaila, Jefferson, Valdelira, Karla, Brenda, Felipe, Judá, Seu Marcos, Dna. Fatinha,
Dna. Suzana... Obrigada por toda a ajuda cedida para a realização dos
experimentos, durante todo esse trabalho. Vocês foram fundamentais!
À Ione Castro, secretária do PPG-Aquicultura por todo apoio, incentivo e
amizade, sempre disposta a colaborar com tudo que estava ao seu alcance, muito
obrigada pelo carinho e dedicação.
À minha grande amiga Caroliny Lopes, não tenho palavras para agradecer
toda a ajuda, força e auxílio que me deu, principalmente nesta fase final. Você foi
uma peça-chave para que eu continuasse e conseguisse concluir tudo a tempo.
As minhas amigas Jaqueline, Fernanda e Elenice pela ajuda, força e
companhia em diversos momentos durante os experimentos. Obrigada pelos
conselhos e por ajudar sempre que puderam. Vocês também foram fundamentais
para que este trabalho fosse concluído.
viii
À Iara, amiga, por estar sempre disposta a compartilhar a ajudar e pela sua
prontidão e solidariedade nos momentos de necessidade minha. Obrigada por tudo
o que fez por mim. Creio que Deus irá abençoa-la grandemente!
A Paula e Rafaela pela contribuição nas análises parasitológicas.
Às minhas amigas Marieta e Renata, por seus conselhos, pela solidariedade
prestada a mim, nos momentos em que precisei de ajuda e por suas sugestões e
palavras de incentivo.
À Dra. Vera Val por ter cedido o Laboratório de Ecofisiologia e Evolução
Molecular (LEEM) do INPA para análises experimentais.
Ao Arlan e Renan, pela ajuda e ensinamentos das análises de íons e cortisol.
Agradeço também o incentivo e paciência.
À Dra. Rosemery Roque; Dra. Thaís Billalba e Mestre Caroliny Lopes,
obrigada pelo auxílio, empenho e dedicação para a realização das análises
estatísticas, a ajuda de vocês foi de suma importância para o entendimento dos
dados desta pesquisa.
Ao doutorando Eduardo Akifumi Ono pelos ensinamentos transmitidos em
conversas informais e por todo o auxílio nos momentos em que precisei. Obrigada!
Agradeço a todos os colegas e amigos que conquistei durante o mestrado,
por todos os amigos da turma PPG-AQUI 2013, vou guardá-los em meu coração. A
vitória de vocês, também é minha. Obrigada por toda a amizade e companhia!
A todos os professores do PPG-Aquicultura por todos os ensinamentos de
altíssima qualidade. Obrigada por tudo!
A todos que contribuíram direta ou indiretamente com este trabalho. Muito
obrigada!
ix
Resumo
O cloreto de sódio (NaCl) ou sal, tem sido amplamente utilizado para
prevenção de doenças e diminuição do estresse em peixes de cultivo, sendo
empregado, de forma empírica, nas espécies nativas da região Norte. Com o
objetivo de contribuir com o conhecimento sobre o potencial terapêutico deste
composto, este estudo avaliou a eficácia de diferentes concentrações de sal, em
forma de banhos terapêuticos, contra monogenoideos de juvenis de pirarucus e seus
efeitos na homeostase fisiológica dos peixes. Para isso, foram realizados três
experimentos: 1) determinação da concentração letal em 96 h (CL 50-96h) do sal para
o pirarucu, utilizando 0,0; 8,0; 9,0; 10,0; 11,0; 13,0 e 15,0 g/L de sal obtendo-se a
CL50-96h de 11,64 g/L; 2) teste in vitro, utilizando os resultados das concentrações do
primeiro experimento (0,0; 8,0; 9,0; 10,0 e 11,0 g/L sal), sobre os monogenoideos,
com 100% de eficácia em 2:30 h e, em 1 h, todos os parasitos morreram em 11g/L
de sal; 3) teste de eficácia (in vivo), por meio de banhos terapêuticos em peixes
infestados por monogenoideos, durante duas horas, utilizando cinco concentrações
0,0; 8,0; 9,0; 10,0 e 11,0 g/L de sal, os quais foram acompanhados com a avaliação
das repostas hematológicas dos animais. Os resultados demonstraram que não
houve eficácia do sal sobre os parasitos, após 2 h de exposição no teste in vivo, e
que as análises sanguíneas, com exceção da concentração de hemoglobina e da
concentração de hemoglobina corpuscular média, que tiveram valores baixos em 11
g/L em relação a todas as outras concentrações, não foram alteradas. A qualidade
da água dos experimentos esteve dentro dos limites considerados aceitáveis para o
pirarucu, com alteração significativa somente no pH, condutividade e dureza, as
quais não interferiram nos resultados desse estudo. Com estes resultados, é
possível concluir que as concentrações testadas, em banhos de 2 h, não foram
eficazes no controle de monogenoideos de juvenis de pirarucu, e que estas não
comprometeram a homeostasia dos peixes. Sugere-se novos estudos aumentado o
tempo de exposição ou utilizando maiores concentrações de sal.
Palavras-chave: Banho terapêutico, fisiologia, parasitologia, peixes, sal.
x
ABSTRACT
Sodium Chloride (NaCl), or salt, has been widely used to prevent diseases
and also in reducing stress in fish under culture. Salt has been used on an empirical
way, in the native species of Northern Brazil. The present study evaluated the
effectiveness of different salt concentrations, as therapeutic bath, against parasites of
Arapaima gigas juveniles and its effects on fish physiological homeostasis. Three
experiments were carried out : 1) determination of lethal concentration in 96 h (LC 5096h)
of salt to A. gigas, using 0.0; 8.0; 9.0; 10.0; 11.0;13.0 and 15.0 g/L of salt,
resulting in LC50-96h of 11.64 g/L; 2) test in vitro, using the best results from the first
experiment (0.0; 8.0; 9.0; 10.0 and 11.0 g/L salt), on the parasites, with 100% of
effectiveness in 150 minutes and in 60 minutes, all the parasites died with11g/L
salt;3) test of effectiveness (in vivo), through therapeutic bathes on fish infected with
parasites, during two hours, using five concentrations 0.0; 8.0; 9.0; 10.0 and 11.0 g/L
salt, which were followed with the evaluation of animal physiology. Results showed
that there was not salt effectiveness on the parasites, after 120 min of exposure, and
that blood analysis, except for the hemoglobin and average corpuscular hemoglobin
concentration, which were low, had no significant variation. The water quality
variables were within acceptable levels for A. gigas, with significant alteration only in
pH, conductivity and hardness, which did not interfered on the results. According to
these results, it is possible to conclude that the tested concentrations, in 120 min
bath, were not efficient to control monogenean parasites of the A. gigas and did not
interfere on the fish homeostasis. It is suggested further studies to evaluate
increasing the length of exposure or higher salt concentrations.
Key-words: Therapeutic bathes, physiology, parasitology, fish, salt.
xi
Sumário
1. Introdução ............................................................................................................... 15
1.1 Panorama da piscicultura no Brasil e no Amazonas ......................................... 15
1.2 O pirarucu ......................................................................................................... 16
1.3 Monogenoideos de peixes ................................................................................ 19
1.4 Osmorregulação ................................................................................................ 22
1.5 Cloreto de sódio no controle de parasitos na piscicultura ................................. 26
1.6 Estresse fisiológico em peixes de cultivo .......................................................... 28
2. Objetivos ................................................................................................................. 29
2.1 Geral ................................................................................................................. 29
2.2 Específicos ........................................................................................................ 30
3. Material e métodos .................................................................................................. 30
3.1 Obtenção e aclimatação dos animais ............................................................... 30
3.2 Determinação da concentração letal (CL50) do cloreto de sódio ....................... 30
3.3 Teste in vitro...................................................................................................... 31
3.4 Eficácia de banhos terapêuticos (in vivo) .......................................................... 32
3.5 Coleta de sangue e determinação dos parâmetros sanguíneos ....................... 33
3.6 Monitoramento da qualidade da água ............................................................... 34
3.7 Análises parasitológica...................................................................................... 34
3.8 Análises estatísticas .......................................................................................... 34
4. Resultados e discussão........................................................................................... 35
4.1 Qualidade da água ............................................................................................ 35
4.2 Determinação da concentração letal (CL50) do cloreto de sódio no pirarucu .... 38
4.3 Teste in vitro dos monogenoideos de pirarucu ao cloreto de sódio .................. 41
4.4 Efeito do cloreto de sódio na fisiologia do pirarucu ........................................... 43
4.5 Índices parasitários e eficácia do cloreto de sódio ............................................ 48
5. Conclusão ............................................................................................................... 53
6. Referências Bibliográficas ....................................................................................... 54
xii
Lista de tabelas
Tabela 1. Variáveis físicas e químicas da água das unidades experimentais com
pirarucus submetidos a diferentes concentrações de cloreto de sódio (0; 8; 9; 10;
11; 13 e 15 g/L). Oxigênio dissolvido (O2), temperatura (Temp.), pH; alcalinidade
(Al); Condutividade elétrica (CE), nitrito (Ni); Amônia total (AT). Média ± desvio
padrão.....................................................................................................................36
Tabela 2. Variáveis físicas e químicas da água das unidades experimentais com
pirarucus submetidos a diferentes concentrações de cloreto de sódio (0; 8; 9; 10 e
11 g/L). Oxigênio dissolvido (O2), temperatura (Temp.), Condutividade elétrica (CE),
dióxido de carbono (CO2), amônia total (AT), amônia tóxica (ATO), nitrito (Ni),
alcalinidade (Al), Dureza (Du). Média ± desvio padrão..............................................37
Tabela 3. Testes de toxicidade aguda do Cloreto de sódio (CL50) em diferentes
espécies de peixes.....................................................................................................40
Tabela 4. Mortalidade de monogenoideos das brânquias de Arapaima gigas
expostos a diferentes concentrações do cloreto de sódio após 1, 2, 3 e 4 horas de
exposição, durante teste in vitro.................................................................................42
Tabela 5. Parâmetros sanguíneos de juvenis de Arapaima gigas expostos a
diferentes concentrações de cloreto de sódio após 2 horas de exposição. (Hb)
Hemoglobina; (Ht) Hematócrito; (RBC) Eritrócitos; (VCM) Volume corpuscular médio;
(HCM) Hemoglobina corpuscular média; CHCM= Concentração de hemoglobina
corpuscular
média.
Valores
expressam
as
médias
±
desvio
padrão........................................................................................................................44
Tabela 6. Prevalência (%), Intensidade média, Abundância média e Intensidade de
parasitos monogenoideos de Arapaima gigas do grupo controle e após 2 horas de
tratamento com diferentes concentrações de sal.......................................................50
xiii
Tabela 7. Porcentagem de eficácia (%) do cloreto de sódio contra monogenoideos
de Arapaima gigas, após 2 h de exposição................................................................50
xiv
Lista de figuras
Figura 1. Curva de relação concentração-resposta do cloreto de sódio em pirarucu,
Arapaima gigas, durante 96 horas de exposição.......................................................39
xv
1. Introdução
1.1 Panorama da piscicultura no Brasil e no Amazonas
O Brasil é um dos países com maior potencial para a aquicultura no cenário
do agronegócio mundial, o que torna esta atividade importante para a economia
nacional (IBGE, 2015).
Segundo
estudo
realizado
pelo
grupo
financeiro
Rabobank
(2015),
considerado uma das principais instituições financeiras do setor de alimentos e
agronegócio do mundo, o Brasil reúne condições ideais para suprir o crescimento da
demanda por pescados nos próximos anos. O país dispõe de uma das maiores
reservas de água doce do mundo e ampla oferta de grãos, como soja e milho para a
fabricação de ração (Kubtiza, 2015), o que deverá proporcionar uma produção de
peixes de 960 mil toneladas em 2022, o dobro em relação as 474 mil toneladas de
2014 (IBGE, 2015).
Apesar de todas estas projeções, ainda existem vários obstáculos que devem
ser superados para que o Brasil atinja todo o seu potencial de produção e mercado,
já alcançados em países como o Chile. Isso reflete a necessidade de maiores
investimentos em novas tecnologias e estudos científicos das espécies nativas, para
alavancar alguns setores desta atividade (Brasil, 2013).
De acordo com o Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE, 2015),
em todas as 27 Unidades da Federação e nos 2.618 municípios, existem
informações sobre a aplicação de algum produto da aquicultura. Neste cenário, a
região Norte vem liderando o ranking da produção de pescado, sendo o estado de
Rondônia o principal produtor, em âmbito nacional, contribuindo com 15,8%. O
Amazonas ocupa a segunda posição, dentre os estados da região Norte, com cerca
de 22 527 138 t, tornando esta atividade de grande importância sócio- econômica e
ambiental (Carvalho, 2015; IBGE, 2015).
Diferente das demais regiões do país, cujo consumo per capita não ultrapassa
9 kg/hab./ano, no estado do Amazonas o consumo médio é de 30 kg/hab./ano,
acima do recomendado pela Organização Mundial de Saúde (OMS) que é de 12
15
kg/hab./ano, o que contribui para o fortalecimento do cultivo de espécies nativas da
Amazônia (Costa et al., 2013; Campos et al., 2015).
Dentre a ampla diversidade ictiológica da Amazônia, em que várias espécies
possuem grande potencial para a piscicultura, destacam-se o tambaqui Colossoma
macropomum (Cuvier, 1818) e o matrinxã Brycon amazonicus (Spix e Agassiz,
1829). Ambas são as mais importantes espécies cultivadas na região Norte do país,
sendo o tambaqui a segunda mais produzida no país (Brasil, 2013; IBGE, 2014,
2015).
Além destas espécies, têm sido intensificados os investimentos para o
desenvolvimento da cadeia produtiva do pirarucu, Arapaima gigas (Brasil, 2013).
Nos últimos anos, a criação dessa espécie apresentou crescimento significativo,
contribuindo com 11.763 t da produção nacional no ano de 2014 (IBGE, 2015).
Essas estatísticas demonstram que o país vem investindo na produção de espécies
nativas, já que estas representam apenas 20% de toda a aquicultura nacional,
diferente da Ásia, onde cerca de 95% dos cultivos estão baseados em espécies
nativas daquele continente (SEBRAE, 2014).
Por incentivo do Governo Federal, foi lançado o Projeto Estruturante do Pirarucu
da Amazônia I e II, coordenado pelo SEBRAE, plano Safra, e vários outros
financiados com recursos da Embrapa, CNPq, FAPs, etc., o que tem contribuído
para intensificar os estudos sobre sua criação. Atualmente, o pirarucu tem sido visto
como a espécie de maior potencial para o futuro da piscicultura brasileira (Souza et
al., 2015).
1.2 O pirarucu
O pirarucu, um Osteoglossiforme da família Arapaimatidae, é encontrado no
Brasil, nas bacias hidrográficas dos rios Amazonas, Araguaia e Tocantins, no Peru,
Colômbia, Bolívia, Equador e Guiana. É considerado o maior peixe com escamas de
água doce do mundo (Ferraris Jr., 2003; Soares & Noronha, 2007).
Esta espécie apresenta características biológicas, zootécnicas e econômicas
que a tornam importante para a região amazônica. Dentre as características
biológicas, a maturação sexual é alcançada aos quatro ou cinco anos de vida,
16
quando o peixe apresenta de 1,60 a 1,85 m e de 40 a 45 kg (SEBRAE, 2013).
Possui
comportamento
sedentário;
apresenta
bexiga
natatória
altamente
vascularizada, o que torna possível captar oxigênio do ar atmosférico e hábito
alimentar carnívoro (Araújo et al., 2009; Bezerra et al., 2014).
Por ser uma espécie de grande porte, apresenta elevado valor econômico e
grande aceitação no mercado local, e, durante anos, sofreu uma acentuada
diminuição dos seus estoques naturais, devido à pesca predatória, tanto para fins
comerciais como de subsistência. Por isso, foi incluído na lista de espécies
ameaçadas de sobrexploração e tornou-se alvo de planos de gestão (Kirsten et al.,
2012; Marinho et al., 2013; SEBRAE, 2013).
Atualmente, no estado do Amazonas, a captura de espécimes da natureza é
proibida durante o ano todo, medida que visa à recuperação dos estoques. Essa
proibição é contemplada pela Portaria Nº 08, da gerência estadual do IBAMA
(Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis) de 1996
e pela Instrução Normativa Nº. 01, de 1º de junho de 2005, do IBAMA (IBAMA, 1996;
2005; Marinho et al., 2013).
Assim, a exploração do pirarucu no Amazonas fica restrita às áreas de
produção em cativeiro e de pesca manejada. Atualmente, existe um total de nove
áreas distribuídas em municípios distintos do estado como, por exemplo, as
Reservas de Desenvolvimento Sustentável de Mamirauá e Amanã, e o Parque
Nacional do Jaú, tendo total apoio e incentivo por parte de órgãos federais,
estaduais e ambientais (Costa, 2006; Figueiredo, 2013; Kubitza, 2015).
A exploração legalizada nos lagos de manejo tem contribuído com o aumento
de 25% da oferta desse pescado no mercado regional. Apesar disso, ainda é
insuficiente para atender uma demanda cada vez maior. Além disso, com todos
estes avanços, ainda existem ocorrências de pesca ilegal realizada de maneira
permanente no estado do Amazonas (Arantes et al., 2007; Amaral, 2009; Figueiredo,
2013). Dessa forma, a criação de pirarucu em confinamento constitui alternativa para
a oferta dessa espécie no mercado regional, nacional e até internacional.
Suas características zootécnicas são consideradas excelentes para a criação,
como: crescimento rápido, podendo atingir mais de 10 kg/ano; capacidade de
sobreviver em ambientes com baixos níveis de oxigênio; elevado rendimento de
carcaça (superior a 45%); carne branca, sem espinhos e de alta qualidade (Imbiriba
17
et al., 2001; Brandão et al., 2006; Honczaryk & Inoue, 2009; Tavares-Dias et al.,
2010; Ono, 2011).
Apesar de todas estas características favoráveis ao seu cultivo, existem vários
obstáculos que devem ser superados para que a criação do pirarucu seja viável, tais
como o domínio da reprodução artificial, que gera dificuldades na obtenção de
alevinos, técnicas de manejo de criação e de treinamento alimentar, determinação
das exigências nutricionais em diferentes fases de desenvolvimento do peixe,
produção adequada de ração específica à espécie e técnicas para a profilaxia e
tratamento de doenças (Del-Castillo, 2012; Queiroz, 2012; Corral, 2014; Silva, 2013;
Medeiros, 2014; Andrade-Porto, 2015), principalmente durante as primeiras fases de
seu desenvolvimento, pois somente 20% dos alevinos sobrevivem nessa fase
(Cavero & Fonseca, 2008; Araújo et al., 2009; SEBRAE, 2010; Ono, 2011; Gomes et
al, 2012; Brsail, 2012).
Uma das principais causas das elevadas taxas de mortalidade do pirarucu,
principalmente na fase de alevinagem ou juvenil, tem sido relacionada com a
incidência parasitária (Araújo et al., 2009; Gomes et al., 2012; Queiroz, 2012; Corral,
2014; Andrade-Porto, 2015). Isso tem refletido, de forma negativa, na produção em
larga escala da espécie, e consequentemente, tem sido a causa de prejuízos
econômicos aos produtores, visto o elevado custo dos juvenis que alcançam valores
de R$ 1,00 a R$ 2,00/cm no mercado local.
Existem várias dificuldades relacionadas à questão sanitária do pirarucu, e
uma delas é a falta de conhecimento sobre a ação terapêutica na ocorrência de
doenças. Por outro lado, os tratamentos, na maioria das vezes, são realizados de
forma empírica, devido à falta de comprovação científica (Andrade-Porto et al.,
2015). A alta infestação por parasitos, e consequente mortalidade dos peixes, tem
ocasionado sérios prejuízos aos produtores, que, sem conhecimento para evitar ou
tratar as doenças, acabam desistindo dos investimentos na criação do pirarucu ou os
tratando de maneira empírica.
Na literatura já foram descritos cinco filos de ectoparasitos para pirarucu, tanto
em ambiente natural como em ambiente de cultivo (Ciliophora, Myxozoa,
Mastigophora, Arthropoda e Platyhelminthes). No filo Ciliophora, Trichodina sp.
(Ehrenberg, 1938) e Ichthyophthirius sp. (Marinho et al., 2015; Serrano-Martinez et
al., 2015), no filo Myxozoa, Henneguya arapaima (Jeijó et al., 2008), no
18
Mastigophora,
Ichthyobodo
sp.
(Pinto,
1928),
Piscinoodinium
pillulare,
no
Arthropoda, representantes de duas ordens, Branchiura e Copepoda, e, por fim, no
filo Platyhelminthes, com três espécies pertencentes à classe Monogenea,
Dawestrema cycloancistrium (Price & Nowlin,1967), Dawestrema cycloancistrioides
(Kritsky et al.,1985) e Dawestrema punctata (Kritsky et al.,1985; Martins et al., 2002;
Araújo et al., 2009, Marinho et al., 2013).
Dentre os principais parasitos de pirarucu, que têm causado grande
mortalidade dos alevinos desta espécie, estão os monogenoideos. Esses possuem
elevado grau de especificidade parasitária, ocorrendo em apenas um hospedeiro, ou
em hospedeiros filogeneticamente próximos, e são capazes de provocar sérios
danos funcionais nas brânquias dos animais altamente infestados (Gomes et al.,
2012; Lima & Batista, 2012).
1.3 Monogenoideos de peixes
Nas últimas décadas, o número de estudos sobre parasitos, e outros
patógenos de organismos aquáticos, tem aumentado, principalmente daqueles
hospedeiros que possuem elevada importância comercial, como é o caso do
pirarucu (Santos et al., 2008). Isso porque a presença de parasitos dificulta a
comercialização, aumenta a mortalidade e, muitas vezes, até interfere no ciclo
reprodutivo e crescimento dos peixes, gerando sérios prejuízos ao produtor (Luque,
2004; Rodrigues, 2010). Dentre esses, os monogenoideos que é o grupo de parasito
mais comum nos peixes de confinamento e são responsáveis por diversos surtos de
mortalidades em pisciculturas intensivas e semi-intensivas (Araújo et al., 2009;
Magalhães, 2010; Queiroz, 2012; Corral, 2014; Andrade-Porto, 2015).
Os monogenoideos pertencem ao filo Platyhelminthes e, em geral, são
pequenos, variando de 300µm a mais de 3 cm. A maioria são ectoparasitos que se
encontram nas brânquias, narinas e superfície do corpo dos hospedeiros, sendo um
pequeno grupo de endoparasitas, localizados no estômago, cavidade visceral,
ovidutos, canais urinários e até nos vasos sanguíneos (Eiras et al., 2010).
A principal característica morfológica desses parasitos é a presença de um
órgão posterior de fixação, o haptor, com formas bastante diversificadas e contendo
19
estruturas esclerotizadas, chamadas ganchos, barras e âncoras, e outros
apresentam ventosas, formações em pinça ou complexos ganchos. É um parasito
que possui elevado grau de especificidade parasitária, com micro-habitat específico,
parasitando apenas uma determinada região comum à espécie (Eiras et al., 2006;
Eiras et al., 2010).
O haptor é também uma importante característica evolutiva desse grupo, pois
possibilitou a instalação destes ectoparasitos nas brânquias, por onde o fluxo de
água é constante. Foi o desenvolvimento de um segundo par de âncoras, em
relação ao ectoparasita ancestral, que proporcionou maior fixação ao hospedeiro,
existindo também, em algumas espécies, secreções adesivas que contribuem na
fixação. Esses novos pares, orientados dorsalmente, representaram uma grande
diversificação e especiação em termos de expansão evolucionária, ocorrendo
paralelamente com a expansão evolutiva dos teleósteos (Kearn,1994; Eiras et al.,
2010).
Os monogenoideos são hermafroditas e monoxenos, e acredita-se que devam
existir cerca de 1.000 diferentes espécies destes parasitos, sendo, a maioria,
pertencentes a duas famílias Dactylogyridae, que são ovíparos e Gyrodactylidae,
que são vivíparos. Esses parasitos são transmitidos por meio da forma infectante,
conhecida como oncomiracídio (larvas recém-eclodidas); Os ovos formam massas
peculiares, devido à presença de filamentos polares, o que favorece sua flutuação
na coluna d’água, facilitando o contato com o hospedeiro. Além disso, alguns ovos
possuem uma cápsula que os torna mais resistentes, podendo, de forma geral,
eclodir de 4 a 21 dias após sua postura, dependendo, principalmente, da espécie do
parasito e da temperatura (Luque, 2004; Thatcher, 2006; Pavanelli et al., 2008;
Noga, 2010).
No Brasil já foram descritas mais de 300 espécies de monogenoideos, tanto
da família Gyrodactylidae, que causa a doença conhecida como Girodactylose, que
é de notificação obrigatória, como a família Dactylogyridae, que causam a doença
conhecida como dactilogirose, sendo esta a mais numerosa, entretanto, supõe-se
que apenas uma pequena fração das espécies existentes seja conhecida (Thatcher,
2006; Eiras et al., 2010).
Existem também duas subclasses, a dos Monopisthocotylea e a dos
Polypisthocotylea, estes diferem, principalmente, quanto ao tipo de haptor e também
20
o tipo de alimentação. Praticamente, todos os Monopisthocotylea alimentam-se de
células epiteliais do hospedeiro, ao contrário dos Plyopisthocotylea, que alimentamse de sangue e, por isso, possuem cor geralmente castanho-escura (Eiras et al.,
2010; Noga, 2010).
As patogenias provocadas por esse grupo de helmintos são consideradas as
mais importantes para a criação de peixes, uma vez que estes parasitos se nutrem
de sangue e tecidos dos hospedeiros, podendo atuar como vetor mecânico de vírus
e bactérias patogênicos (Lupchinski-Jr. et al., 2006; Noga, 2010; Almeida & Cohen,
2011).
Peixes infestados por monogenoideos apresentam intensa produção de
muco nas brânquias e superfície corporal, mudança no comportamento, com sinais
de prurido, além de hiperplasia celular e, em alguns casos, fusão de filamentos das
lamelas branquiais. Nos casos de hipersecreção de muco pode ocorrer
impermeabilização das brânquias, dificultando a respiração e levando os indivíduos
à morte (Pavanelli et al., 2008).
Estes parasitas podem, ainda, causar alterações nos parâmetros sanguíneos,
como foi observado por Takemoto et al., (2004). Devido à gravidade das lesões
causadas por monogenoideos, têm sido relatadas diversas mortalidades em
criações intensivas, onde a densidade de estocagem é maior, favorecendo a
transmissão do parasito (Pavanelli et al., 2008).
É imprescindível o conhecimento da causa da ação parasitária e os possíveis
tratamentos para o controle de monogenoideos em peixes de cultivo, principalmente
quando há lesões ou até grandes mortalidades de hospedeiros. Atualmente, as
questões sanitárias têm sido uma grande preocupação, já que as enfermidades
podem gerar grandes prejuízos, muitas vezes irreversíveis, aos produtores (Paseto,
2011; Andrade-Porto, 2015).
Para a população de pirarucus, objeto deste estudo, a fauna de parasitos é
rica, abrangendo tanto endoparasitos como ectoparasitos. A primeira compilação
sobre os parasitos dessa espécie foi realizada por Baylis (1927) e Travassos et al.
(1928). Posteriormente, Thatcher (1991; 2006) fez uma revisão sobre os parasitos
descritos para o pirarucu na Amazônia (Araújo et al., 2009). Existem relatos de
elevadas mortalidades devido a alta infestação por Dawestrema sp. e Trichodina sp.
21
em juvenis de pirarucu (Araújo et al., 2009ab) e D. cycloancistrium e D.
cycloancistroides também relatadas por Gomes (2007; 2012) e Queiroz (2012).
Estudos com a finalidade de ampliar os conhecimentos sobre a fauna, ação e
controle de parasitos em pirarucu têm sido descritos na literatura. Gomes (2007)
realizou uma revisão sobre a ictiofauna desse peixe e relatou a ocorrência de
parasitos oriundos de diferentes localidades da região amazônica. Araújo et al.
(2009a) estudaram as infecções parasitárias e os efeitos destas nos parâmetros
sanguíneos do pirarucu, cujos resultados demonstraram que os monogenoideos, foi
100% prevalente e os mais abundantes. Além disso, esses autores observaram que
o parasitismo moderado por monogenoideos não causaram processo anemiante,
embora, tenham demonstrado distúrbios osmorregulatórios, leucocitose e linfocitose
nos hospedeiros.
Considerando a gravidade desta parasitose e a importância comercial do
cultivo do pirarucu, o uso de protocolos para o controle destes ectoparasitos se faz
necessário. Os prejuízos são elevados, principalmente nas primeiras fases de vida
dessa espécie, sendo utilizadas diversas metodologias e tipos de medicamentos,
muitas vezes de forma empírica, resultando em elevadas mortalidades e sérios
desequilíbrios osmorregulatórios nos peixes e prejuízos ao ambiente (Schalch,
2009).
1.4 Osmorregulação
Fisiologicamente, a concentração de sal no organismo de um animal é cerca
de 9 g/L, ou 0,9% de sal, sendo o íon sódio (Na +) o mais concentrado,
representando cerca de 75 a 80% dos sais presentes no sangue dos peixes.
Ambientes de água doce, em sua maioria, são desprovidos de sais, o que, muitas
vezes, gera grande gasto de energia para o animal manter sua homeostase
(Baldisserotto et al., 2007; Baldisserotto, 2013; Becker & Baldisserotto, 2014).
Os peixes de água doce, por serem hiperosmóticos em relação ao meio em
que vivem, sofrem com a entrada excessiva de água por osmose e a perda de íons
por difusão. Dessa forma, a osmorregulação nestes animais consiste em evitar a
perda excessiva de íons (ou ter mecanismos que sejam eficientes na absorção de
22
íons do meio) e eliminar todo o excesso de água (ou evitar a sua entrada no
organismo) (Becker & Baldisserotto, 2014).
A osmorregulação nestes animais, conta com a participação do sistema
endócrino através da atuação de alguns hormônios, e de diversos órgãos para a
manutenção do equilíbrio iônico, tais como: superfície corporal, brânquias, trato
gastrointestinal, rins. Em todos estes órgãos existem mecanismos, que diferem entre
espécies de peixes, sendo necessários mais estudos, a fim de se obter maior
compreensão dos mecanismos envolvidos na osmorregulação destes animais
(Evans & Claiborne, 2009; Gutierre, 2011; Becker & Baldisserotto, 2014).
A arginina-vasotocina (AVT) é um hormônio que possui maior secreção
durante o dia, dentre as importantes atuações deste hormônio no organismo, está o
estímulo da liberação do ACTH (hormônio adenocorticotrófico) pela adenoipófise,
que por sua vez, estimula a secreção de cortisol; promove também a contração do
músculo liso dos vasos sanguíneos das brânquias, reduzindo o fluxo de sangue nas
lamelas brânquias; diminui a quantidade de néfrons, reduzindo a filtração glomerular,
e diminuindo a formação e eliminação de urina e, também estimula a secreção de
íons pelas células de cloreto (Baldisserotto, 2013).
A ocitocina é um hormônio que pode aumentar a absorção de Na+, O GH
(Hormônio do crescimento) por sua vez, melhora a tolerância ao aumento da
salinidade, ocasionando o aumento de células ricas em mitocôndrias α (específicas
de animais de água salgada) e diminuindo as células ricas em mitocôndria β
(específicos em peixes de água doce), tendo relação com o aumento da secreção de
IGF-I (Wosnick, 2009; Baldisserotto, 2013).
Outro hormônio importante na osmorregulação é a prolactina que reduz a
permeabilidade branquial e da pele, aumenta a produção de muco, diminuindo a
perda de água por osmose e a perda de íons por difusão. Estimula a produção de
células ricas em mitocôndria, no rim, estimula a reabsorção de Na + e aumenta o
tamanho do glomérulo para eliminar água através da urina. No trato gastrointestinal,
reduz a absorção de Na+, Cl- e água (Mishra, et al., 2012; Baldisserotto, 2013).
De acordo com os estudos descritos na literatura, o papel desempenhado
pela superfície corporal na osmorregulação tem relação com o muco e superfície
branquial, que possuem radicais com carga elétrica que atrai íons para a superfície
da célula, provocando, assim, um gradiente iônico que possibilita reduzir a perda de
23
íons por difusão. No trato gastrointestinal, o intestino anterior é a estrutura que
desempenha importante função, absorvendo todos os íons da alimentação e da bile,
disponibilizando água e íons em maior concentração que o plasma, sendo, porém,
desprovido de Cl-, que por sua vez, advém, juntamente com o K +, do quimo
resultante do estômago por meio da secreção do HCl (Copatti, 2008; Baldisserotto,
2013).
Os rins de teleósteos possuem um néfron composto por glomérulos, túbulos
proximais, túbulos distais e ductos coletores. Tanto o glomérulo quanto o túbulo
distal, são responsáveis pela excreção de água. No túbulo distal, isto ocorre devido
a presença de claudina-8 (proteína de oclusão) deixando-o impermeável à água,
porém, este túbulo é o que mais reabsorve íons Na + e Cl- (90%) (Xavier, 2006;
Zaccone et al., 2009; Becker & Baldisserotto, 2014).
O túbulo proximal, presente nos rins, reabsorve água, nutrientes e íons Ca 2+,
Mg2+, e SO42-, Na+, Cl-, K+ e HCO3-, sendo os monovalentes reabsorvidos em menor
quantidade. Ainda nos rins, atuando no controle de água no organismo, existem as
células justaglomerulares, que produzem a enzima renina, que é liberada quando há
diminuição da pressão nos capilares glomelulares atuando na conversão do
angiotensinogênio em angiotensinogênio I, que na brânquia, sofre a ação de uma
enzima conversora que o transforma em angiotensina II. A qual provoca
vasoconstrição periférica e renal, redução da eliminação de urina, atuando também
como neurotransmissor no hipotálamo, estimulando a ingestão de água (Hazon et
al., 1999; Anderson et al., 2001; Baldisserotto, 2013; Becker & Baldisserotto, 2014).
Na bexiga urinária, há ainda reabsorção adicional de Na+ e Cl-, mas não de
água, resultando em uma urina bastante diluída e eliminando todo o excesso de
água obtido por osmose pelo peixe (Camargo et al., 2009; Gonzalez et al., 2010;
Becker & Baldisserotto, 2014).
Nas brânquias existem células especiais que participam ativamente da
regulação iônica, tais como as células mucosas, pavimentosas e as chamadas
células cloreto ou ricas em mitocôndrias.Esta última desempenha principal função
osmorregulatória, evitando perdas de sais do sangue para a água, bem como
absorvendo os sais presentes na água, mesmo em baixa concentração (Marchioro &
Baldisserotto, 1999; Bradley, 2009). As células ricas em mitocôndrias, possuem uma
superfície apical ampla com numerosas microcriptas, existindo uma série de vias de
24
transporte iônico, canais, trocadores e ATPases a fim de promover, o equilíbrio
osmótico necessário para homeostasia do animal (Mccormick et al., 2013;
Baldisserotto et al., 2007).
Existem dois tipos de células ricas em mitocôndrias, células α, localizadas na
base das lamelas (com formato arredondado), possui membrana apical ondulada,
um retículo endoplasmático proeminente, tráfego vesicular proeminente entre o
aparelho de Golgi e da membrana apical, e um sistema menos regular de túbulos.
As células β, presentes na região interlamelar dos filamentos (com formato
alongado), estão presentes apenas em teleósteos de água doce, possuem menos
mitocôndrias, são menos eletrodensas e possuem um sistema de túbulos bem
distribuídos no citoplasma (Schlenk & Benson, 2001). Em ambientes de água doce,
as células ricas em mitrocôndiras são responsáveis por boa parte da absorção de
Na+ e Cl- dos peixes existindo uma série de mecanismos para a absorção destes
íons (Baldisserotto, 2013).
Os íons desempenham importantes funções no organismo, por exemplo, o
Na+, que atua no balanço de líquidos no corpo e é essencial para a condução do
impulso nervoso (Carvalho et al., 2002; Becker & Baldisserotto, 2014). O íon Na+ é o
que encontra-se em maior concentração no líquido extracelular, por isso estabelece
os gradientes elétricos apropriados para ocorrer as trocas iônicas por meio das
membranas celulares. Essa diferença elétrica entre o exterior e o interior da célula é
essencial para manutenção do equilíbrio osmótico (Abreu et al., 2001; Carvalho et
al., 2002).
A entrada de Na+ no organismo acontece por meio de uma bomba de Na +/K+
presente na membrana basolateral, criando um meio favorável à entrada de Na + na
célula. Outro mecanismo acontece na membrana apical com a bomba de H+ (VATPase) que elimina H+ e favorece a entrada de Na+ na célula, por meio de um
canal de Na+ localizado na membrana apical. Em água alcalina ou mole, parte da
entrada de Na+ deve-se ao antiporte Na+/H+ também localizado na membrana
apical e, o último mecanismo envolvendo o Na+, é o antiporte Ca2+/Na+ existente na
membrana basolateral, levando o Ca2+ de dentro da célula para o plasma
(Baldisserotto, 2013).
O íon Cl- é absorvido através do antiporte Cl-/ HCO- também presente na
membrana apical e sua saída da membrana basolateral para o plasma, acontece por
25
meio de um canal de Cl- tipo CFTR. Tanto o H+ como o HCO3 que participam
dessas trocas, são oriundos da dissociação do ácido carbônico formado pela
combinação do CO2 com a água, podendo existir uma integração entre a absorção
de íons e a eliminação do CO2 resultante da respiração (Baldisserotto, 2013; Becker
& Baldisserotto, 2014).
Desta forma, a osmolaridade dos fluidos corporais está inversamente
relacionada ao conteúdo iônico presente na água, sofrendo influência direta da
variação de salinidade do ambiente. Por isso, o sal tem sido bastante utilizado no
cultivo de peixes, pois causa a diminuição do gradiente de concentração entre o
sangue e a água, evitando a supressão do sistema imunológico, estimulando a
secreção de muco pelas brânquias, diminuindo o estresse físico e osmótico
decorrente do manuseio durante todo o cultivo e o transporte, além de atuar na
prevenção e controle de doenças parasitárias (Prodocimo et al., 2008; Macedo et al.,
2013).
1.5 Cloreto de sódio no controle de parasitos na piscicultura
As parasitoses, uma vez instaladas nas pisciculturas, são de difícil controle e
podem provocar perdas econômicas consideráveis (Jithendran et al., 2008; Tavechio
et al., 2009; Schalch, 2011; Johansen et al., 2012; Andrade-Porto, 2015).
Alternativas para a prevenção e tratamento das doenças vêm sendo pesquisadas,
onde o uso de produtos, sejam eles naturais ou não, podem auxiliar na qualidade do
cultivo e na redução dos custos de produção (Moraes & Martins, 2004; Tavechio et
al., 2009; Ferreira et al., 2013; Gastalho et al., 2014). Na literatura são descritos
diversos métodos para controle parasitário, tais como banhos terapêuticos, uso de
rações medicadas, pulverização e utilização de produtos injetáveis (Pavanelli et al.,
2008).
Os banhos terapêuticos são indicados para o tratamento de patologias
externas, causadas por parasitas, bactérias ou fungos, com dosagens previamente
padronizadas. Para realizar este procedimento, deve-se ter cuidado com o local
onde será aplicado o produto, podendo ser em banhos de curta ou longa duração
(Pavanelli et al., 2008; Schalch et al., 2009).
26
Os produtos comumente utilizados em banhos terapêuticos para controle de
monogenoideos são: formalina, permanganato de potássio, associação da formalina
e azul de metileno, levamisol, prazinquantel, sulfato de cobre, albendazol e cloreto
de sódio (Kabata, 1985; Thatcher, 1991; Pavanelli et al., 1998, Kubitza & Kubtiza,
1999; Griffin et al., 2002; Onaka et al., 2003; Araújo et al., 2004; Fujimoto et al.,
2006; Queiroz, 2012; Paixão et al., 2013).
Dentre estes produtos, o cloreto de sódio (NaCl), ou sal, tem sido o mais
utilizado, pois possui diversas finalidades, como: redução do estresse relacionado à
despesca, biometrias, transferência dos peixes e confinamento durante a depuração,
transporte de curta e longa duração e no controle de alguns parasitos (Urbinati &
Carneiro, 2001; Gomes et al., 2003; Kubitza, 2007; Pelster et al., 2015; Cozzi et al.,
2015). Além disso, é também uma das poucas substâncias permitidas para uso em
animais de produção, sendo uma das mais recomendadas e utilizadas nos
tratamentos de ectoparasitas, por ser um composto antiparasitário seguro para uso
em peixes que serão consumidos pelo homem (Woo, 2006; WGADCB, 2011).
No Brasil não existe uma legislação específica que autorize o uso de produtos
em pisciculturas, devido à falta de conhecimento quanto à ação das substâncias no
ambiente, o resíduo no animal, a concentração que varia entre as diversas espécies,
entre outros fatores. Por isso, são necessários estudos que possam contribuir com
informações seguras sobre o uso de produtos e dose-resposta adequada para cada
espécie de interesse da piscicultura, inclusive do cloreto de sódio (Vargas, 2004;
MAPA, 2012; Macedo et al., 2013).
Peixes expostos a situações estressantes tendem a perder eletrólitos para o
meio externo e ganhar água. A aplicação de sal eleva a salinidade do meio externo
até valores próximos ao meio interno do organismo, diminuindo o gradiente iônico e
minimizando as respostas metabólicas e hormonais ao estresse, muito frequentes
durante o manejo e o transporte de curta e longa duração (Carneiro & Urbinati, 2001;
Oba et al., 2009).
Apesar dos benefícios gerados pelo uso do sal na piscicultura, como no
tratamento para o controle de ectoparasitos em diversas espécies de peixes, as
informações sobre as concentrações e o tempo de exposição ao sal, não são
específicas para cada espécie, tamanho de peixe, e espécie de parasitos (Schalch
et al., 2009). Assim, é necessária a elaboração de um protocolo de tratamento com
27
concentrações definidas e de forma segura para os peixes, pois, quando
administradas inadequadamente, podem causar sérios distúrbios osmorregulatórios
e reações adversas, podendo levar o animal a óbito (Lombardi, 2004; Vargas, 2004;
Kołodziejska et al., 2013; Quesada et al., 2013; Langford et al., 2014).
1.6 Estresse fisiológico em peixes de cultivo
Em sistemas de cultivo, é comum o aparecimento de doenças em peixes, e,
em geral, está relacionado ao manejo inadequado dos animais (Macedo & SipaúbaTavares, 2010). Esses podem ser submetidos a alterações no ambiente, sejam elas
de natureza química (ex. baixos níveis de O2 dissolvido, elevada concentração de
amônia e nitrito, entre outros), biológica (microrganismos patogênicos ou não),
comportamental (dominância hierárquica) e física (excesso de manuseio, elevada
densidade de estocagem, transporte inadequado, entre outros), que constituem os
agentes estressores dos peixes de cultivo (Wedemeyer, 1996; Val et al., 2006;
Cyrino et al., 2010; Feng et al., 2014).
Uma das principais causas do desenvolvimento de doenças em peixes é o
estresse. Sob tais condições, ocorre a imunossupressão nos peixes, que causa a
diminuição da resistência orgânica contra agressões de microrganismos e parasitos,
muitas vezes já instalados no sistema de cultivo. Se o agente estressor for retirado
do meio, o peixe restabelece o seu potencial imunológico e reduz os sinais de
doenças (Leite, 2011).
Segundo Silveira et al., (2009), os agentes estressores podem ser
classificados como de curta (moderada) ou longa (prolongada) duração, podendo,
também, apresentar diferentes intensidades. Quando exposto a um agente
estressor, os peixes podem apresentar três respostas ao estresse: primária,
secundária e terciária (Barton, 1997; Barton et al., 2002). As respostas primárias são
desencadeadas pela liberação dos hormônios catecolaminas (adrenalina e
noradrenalina) e corticosteroides (cortisol e cortisona). Esses, por sua vez,
estimulam as respostas secundárias, onde ocorrerem alterações nos parâmetros
fisiológicos e bioquímicos, osmorregulatórios e cardiorrespiratórios. As terciárias
comprometem o desempenho dos peixes, a reprodução, a alimentação e a
28
resistência dos peixes devido a imunossupressão (Wedemeyer, 1996; Diniz &
Honorato, 2012; Urbinati et al., 2014).
Dois indicadores de estresse largamente utilizados são a glicose e o cortisol.
O cortisol em peixes atua em dois tipos de fração: mineralocorticoide, na regulação
osmótica e iônica; e glicocorticóide, estimulando a glicogenólise e gliconeogenêse
hepática, indicando, então, resposta primária ao estresse (Pickering, 1981;
Wendelaar-Bonga 1997; Araújo et al., 2004; Silva et al., 2009).
Fatores estressantes tem sido a principal causa de perdas de lucro na
piscicultura, pois afetam o desempenho produtivo dos animais, principalmente
quando há enfermidades. Quando isso ocorre, a preocupação é grande, pois, uma
vez instalada a doença, é maior a dificuldade para erradicá-la do cultivo, gerando
prejuízos ao produtor (Pavanelli et al., 2008). Com base em diagnósticos precoces,
muitos produtores têm utilizado, de forma indiscriminada, o sal e diversos
quimioterápicos, visando controlar doenças parasitárias. Entretanto, essa prática tem
ocasionado o aumento da resistência dos parasitos a vários produtos existentes no
mercado, além de gerar prejuízos ao ambiente, para os organismos aquáticos e para
o homem (Martins, 2004; Sitjá- Bodadilla et al., 2009; Winkaler, 2008; Affonso et al.,
2009).
Neste contexto para que se possa recomendar o uso de determinado produto
no tratamento de doenças de peixes, como por exemplo, o sal, que já é comumente
utilizado nas rotinas das pisciculturas para vários fins, é importante que sejam
avaliados seus efeitos no animal, assim como a concentração ideal para garantir a
saúde dos peixes e a eficácia no controle do patógeno. Assim, esta proposta teve o
objetivo de contribuir com as pesquisas na área de sanidade animal, ampliando o
conhecimento sobre fármacos para uso na aquicultura de espécies nativas.
2. Objetivos
2.1 Geral
Avaliar a eficácia do cloreto de sódio em banhos terapêuticos para o controle
de monogenoideos em juvenis de pirarucu, Arapaima gigas.
29
2.2 Específicos
a) Determinar a concentração letal (CL50-96h) do cloreto de sódio em juvenis de
pirarucu com aproximadamente 20 cm de comprimento padrão;
b) Avaliar, in vitro, a toxicidade de diferentes concentrações do cloreto de sódio em
monogenoideos de pirarucu;
c) Determinar o efeito das diferentes concentrações de cloreto de sódio nas
respostas fisiológicas de pirarucus infestados com ectoparasitos;
d) Avaliar a eficácia do cloreto de sódio no controle de monogenoideos de pirarucu.
3. Material e métodos
3.1 Obtenção e aclimatação dos animais
Os espécimes de pirarucu, com aproximadamente 10 cm e pesando 8 g foram
obtidos de uma piscicultura comercial localizada no município de Novo Airão, AM.
Os peixes foram transportados para a Estação Experimental de Piscicultura da
Coordenação de Tecnologia e Inovação – COTI/INPA, e aclimatados, durante 15
dias, em tanques de polietileno de 500 L, com fluxo e aeração constantes. Durante
esse período, foram alimentados até a saciedade aparente, seis vezes ao dia, com
ração extrusada comercial para peixes carnívoros (55% PB), sendo realizados
raspados de brânquias para verificar a intensidade de ectoparasitos antes dos
experimentos.
Este trabalho foi aprovado pela Comissão de Experimentação Animal (CEUA)
do INPA, Processo No. 013/2015.
3.2 Determinação da concentração letal (CL50) do cloreto de sódio
Para a determinação da concentração letal (CL50) definida como a
concentração que inativa 50% dos organismos expostos a um tempo específico nas
condições de teste, foi realizado um teste preliminar com juvenis de pirarucu,
utilizando diferentes concentrações de sal preconizadas na literatura (4, 6, 8, 10 e 12
g/L sal), por um período de 96 horas. A CL50-96h foi realizada nas mesmas condições
30
do teste preliminar, porém, com concentrações estabelecidas e com limites de
grande amplitude.
No teste preliminar, para cada concentração, foram utilizados três organismosteste (pirarucu) e ao final do ensaio, foi determinada a menor solução-teste capaz de
causar 100% de mortalidade dos organismos e a maior solução-teste na qual não se
observou mortalidade, a fim de determinar as concentrações a serem utilizadas no
experimento para determinação da CL50-96h.
Com base nesses experimentos foram definidos dois extremos (0% e 100%
de mortalidade) os quais foram utilizados como parâmetros para o experimento da
CL50-96h. Os procedimentos adotados durante os testes de toxicidade foram
baseados nos protocolos da USEPA (2002) e ABNT/CEET (2003).
Para determinar a CL50-96h, o delineamento experimental foi inteiramente
casualizados, com sete tratamentos de cloreto de sódio (8, 9, 10, 11, 13 e 15 g/L) e
o controle (sem adição de sal) com três repetições cada. O experimento foi realizado
em aquários de vidro com capacidade para 80 L, na densidade de cinco peixes por
aquário, totalizando 105 peixes, distribuídos em 21 unidades experimentais. Os
peixes foram distribuídos aleatoriamente nos aquários e mantidos em sistema
estático, aeração constante e fotoperíodo de 12 h, sendo registrada a mortalidade,
ao longo do ensaio, após 24, 48, 72 e 96 h (OECD, 1992; ABNT, 2003).
Antes do início dos experimentos, os peixes foram aclimatados, nos aquários
experimentais, por 24 horas. Após esse período, o sal marinho foi adicionado na
água dos aquários e homogeneizado com o auxílio da aeração constante. Durante
todo o período experimental, foram avaliados o comportamento e a mortalidade dos
peixes, sendo considerados mortos os peixes que tinham ausência dos batimentos
operculares e de reação a qualquer estímulo externo. A CL50-96h foi calculada pelo
método Trimmed Spearmann-Karber (Hamilton et al., 1977).
3.3 Teste in vitro
Para testar a toxicidade do cloreto de sódio nos monogenoideos, foi realizado
um teste in vitro, onde as concentrações utilizadas foram determinadas com base no
experimento de toxicidade. O delineamento experimental consistiu de cinco
31
tratamentos: 0 (controle), 8, 9, 10, 11 g/L de sal em duplicata, totalizando 10 arcos
branquiais retirados de cinco peixes.
Os arcos branquiais foram colocados, individualmente, em placas de Petri e
distribuídos,
aleatoriamente,
nas
concentrações
para
observação
em
estereomicroscópio da Zeiss®. Foi selecionado um campo visual, contendo 20
monogenoideos em cada arco branquial, sendo registrada a taxa de mortalidade e o
horário do óbito dos parasitos, a cada 15 minutos, segundo Fajer-Ávila et al. (2003)
e modificado por Andrade-Porto (2015). Os monogenoideos foram considerados
mortos quando permaneciam imóveis, mesmo sob estímulos externos. Dessa forma,
o teste foi finalizado quando 100% dos parasitos do controle estavam mortos.
3.4 Eficácia de banhos terapêuticos (in vivo)
Para o teste in vivo, foi utilizado um banho terapêutico curto, com duração de
duas horas. Os peixes foram expostos a concentrações de cloreto de sódio
utilizando os resultados do teste de toxicidade aguda (CL 50-96h) para juvenis de
pirarucu e do teste in vitro para os monogenoideos. O delineamento experimental foi
inteiramente casualizado, consistindo de cinco tratamentos: 0 (controle), 8, 9, 10 e
11 g/L de sal, com três repetições cada, os peixes foram mantidos em cinco (5)
peixes/unidade experimental, totalizando 75 animais, distribuídos em 15 aquários
com capacidade para 80 L.
Para o banho terapêutico, utilizou-se um sistema estático, sem renovação de
água e oxigenação constante. Todas as concentrações foram testadas em triplicata
e, ao final do período de exposição, foram retirados três peixes de cada aquário para
análises sanguíneas e parasitológicas. Os demais peixes foram mantidos em
tanques de 500 L, separados, de acordo com a concentração de exposição, para
avaliar 48 h de recuperação, de, após o banho terapêutico
Com os resultados das análises parasitológicas, foram calculados os índices
parasitários de prevalência, intensidade, abundância média e a eficácia (Dotta et al.,
2015). A eficácia dos banhos terapêuticos com sal foi avaliada de acordo com a
metodologia descrita por Martins et al., (2001) e Onaka et al., (2003).
32
Eficácia= (Média de parasitos no controle – Média de parasitos no tratamento) x100/
Média de parasitos no controle.
3.5 Coleta de sangue e determinação dos parâmetros sanguíneos
Amostras de sangue foram coletadas por punção da veia caudal, utilizando
seringas de 3 mL rinsadas com EDTA a 10% e armazenadas sob refrigeração a 4
°C. O sangue total foi destinado à determinação de: hematócrito (Ht%), pelo método
de microhematócrito, expresso em porcentagem (%). Contagem de eritrócitos (RBCeritrócitos/µL) usando câmara de Neubauer em solução de Natt & Herrick (1952) e
leitura em microscópio óptico modelo Axio Lab A1 microscópio trinocular Zeiss®;
concentração
de
hemoglobina
([Hb]-g/dl)
pelo
método
colorimétrico
da
cianometahemoglobina, utilizando solução de Drabkin como reagente e leitura em
espectrofotômetro (BIOPLUS /modelo 2000).
Os índices hematimétricos, volume corpuscular médio (VCM-fL), concentração
de hemoglobina corpuscular média (CHCM-%) e hemoglobina corpuscular média
(HCM-pg) foram calculados a partir dos valores de Ht, RBC e [Hb], segundo
Wintrobe (1934).
O plasma sanguíneo, obtido por centrifugação do sangue total, foi destinado à
análise das concentrações de glicose plasmática (mg/dL), pelo método enzimáticocolorimétrico de glicose oxidase e das proteínas plasmáticas totais (PPT – g/dL),
pelo método de biureto, ambos utilizando kits comerciais, e determinadas em
espectrofotômetro UV/Visível (BIOPLUS 2000). O cortisol foi determinado pelo
método de Elisa, com kits comerciais (Direct ELISA. The EIAsy Way - Cortisol. DIAG.
BIOCHEM Canadá) e a leitura realizada num espectrofotômetro de microplaca
(marca DLS Active, modelo EIA DSL -10 -2000 ACTIVE), calibrado para o
comprimento de onda de 450 nm.
33
3.6 Monitoramento da qualidade da água
Foram determinadas durante todo o período experimental as seguintes
variáveis físicas e químicas da água: oxigênio dissolvido (OD), temperatura (ºC),
condutividade elétrica (µS), utilizando oxímetro digital da YSI, modelo 85/10 e pH,
determinado com pHmetro digital da YSI, modelo 60/10. As concentrações de
amônia total (NH3 + NH4+) (mg/L) e nitrito (NO2-) (mg/L) pelos métodos colorimétricos
de acordo com Verdouw et al. (1978) e Boyd & Tucker (1992) respectivamente. A
alcalinidade total e a dureza total (mg CaCO3/L) foram analisadas por titulação
descritas por Boyd & Tucker (1992) e o gás carbônico (mg/L) segundo Boyd &
Tucker (1992), com uma adaptação, utilizando-se seringas de 10 ml para evitar o
contato das amostras de água com o ar.
3.7 Análises parasitológica
Para análise parasitológica, cada exemplar tinha uma ficha de necropsia
contendo todos os dados referentes ao hospedeiro. Em seguida, foi calculada a
eficácia dos tratamentos, a taxa de prevalência, abundância, intensidade e
intensidade média de infestação, segundo Bush et al., (1997).
Prevalência=
Número de hospedeiros infectados
X 100
Número total de hospedeiros examinados
Intensidade= Número mínimo e máximo de parasitos de uma determinada espécie
em um hospedeiro parasitado.
Intensidade média=
Número total de parasitos nos hospedeiros infectados
Número total de hospedeiros examinados
Abundância= Número total de parasitos nos hospedeiros infectados
Número total de hospedeiros examinados
3.8 Análises estatísticas
34
Os resultados foram analisados quanto à existência de valores discrepantes
e, em seguida, foram testados quanto à normalidade pelo teste de Shapiro-Wilk.
Para o cálculo da concentração letal utilizou-se o programa “LC50 JS Pear Test”
baseado no método Trimmed Spearman-Karber (Hamilton et al., 1977). Regressão
linear foi utilizada para calcular o coeficiente de determinação R 2 e a equação da
reta (y=a+bx) (Fisher, 1949). As variáveis físicas e químicas da água, os parâmetros
sanguíneos e os parasitológicos foram comparados entre os tratamentos
experimentais por Kruskal-Wallis pelo programa STATÍSTICA versão 10. Para
comparações múltiplas foi utilizado o programa LSD (α ≤ 0,05). Todas as análises
citadas acima foram baseadas em Zar (1999) e Sokal & Rohlf (2009).
4. Resultados e discussão
4.1 Qualidade da água
O monitoramento das variáveis físicas e químicos da água em bioensaios é
uma ferramenta importante para evitar interferências destes nos resultados dos
experimentos (Martins, 2004; Arana, 2005; Affonso et al., 2009; Oliveira et al., 2011;
Tavares-Dias et al., 2011).
No presente trabalho, a qualidade da água esteve dentro dos limites
adequados para peixes da Amazônia tanto no teste de toxicidade aguda (CL50-96h)
como no experimento in vivo (Kubitza, 2003; Ono, 2011) (Tabela 1 e 2). No teste de
Toxicidade aguda, não houve diferenças significativas na maioria dos parâmetros
analisados, apenas na alcalinidade os tratamentos com sal foram diferentes em
relação ao controle (sem adição de sal) e na, condutividade houve aumento
proporcional a adição de sal em cada tratamento (Tabela 1).
35
Tabela 1: Variáveis físicas e químicas da água das unidades experimentais com
pirarucus submetidos a diferentes concentrações de cloreto de sódio (0; 8; 9; 10;
11; 13 e 15 g/L). Oxigênio dissolvido (O2), temperatura (Temp.), pH; alcalinidade
(Al); Condutividade elétrica (CE), nitrito (Ni); Amônia total (AT). Média ± desvio
padrão.
Concentração de Cloreto de Sódio (g/L)
Variáveis
Controle
8
9
10
11
13
15
OD
± 7,27
6,92±0,33
6,88±0,41
6,,86±0,43
6,86±0,43
6,84±0,15
6,82±0,09
Temp.
25,82±0,37
25,06±0,28
25,01±0,27
25,52±0,19
25,52±0,19
25,67±0,51
25,32±0,41
pH
7,55±0,18
7,53±0,56
7,52±0,43
7,50±0,91
7,3±0,91
6,99±0,00
6,96±0,00
Alc.
14,03±1,67a
16,8±2,94ab
16,82±3,67abc
16,88±3,34abcd
17,1±3,34bcde
17,59±1,7bcdef
17,6±2,4bcdef
Cond.
66,88±0,9a
12310,0±0,7b
14650,00±0,8c
16430,0±0d
17100,0±0,7e
20650,0±0,8f
21480±0,0g
NO2
<0,005±0,0
0,005±0,0008
0,006±0,00
0,005±0,001
0,007±0,001
0,009±0,00
0,011±0,00
NO3
0,109±0,00
0,113±0,00
0,113±0,00
0,105±0,00
0,119±0,00
AT
0,238±4,78
0,115±5,78
0,123±4,6
0,123±1,22
0,205±0,00
0,112±0,00
0,131±1,22
0,109±0,00
0,197±0,00
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos
No experimento in vivo (banho terapêutico), somente o pH, a condutividade
elétrica e a dureza apresentaram diferença estatística significativa (p<0,05), cujos
valores foram maiores em concentrações elevadas de cloreto de sódio, durante duas
horas de exposição (Tabela 2).
A diminuição nos valores de pH ocorreu em todos os tratamentos após duas
horas de exposição em relação ao controle. Estes resultados corroboram com
Martins (2004) que demonstra a ligeiramente acidificação da água com adição de
cloreto de sódio da água. Apesar de ser um sal neutro, o aumento na concentração,
origem e volume de soluto onde é dissolvido, influenciam na força iônica presente na
solução, pois, ao se dissociar, os íons liberados geram uma força iônica que diminui
a atividade do íon hidróxido, fazendo com que a água fique levemente ácida, quando
36
em pH alcalino ou neutro (Robinson & Stokes, 2002; Seresht & Aliakbarzadeh,
2013).
Tabela 2: Variáveis físicas e químicas da água das unidades experimentais com pirarucus
submetidos a diferentes concentrações de cloreto de sódio (0; 8; 9; 10 e 11 g/L). Oxigênio
dissolvido (O2), temperatura (Temp.), Condutividade elétrica (CE), dióxido de carbono
(CO2), amônia total (AT), amônia tóxica (ATO), nitrito (Ni), alcalinidade (Al), Dureza (Du).
Média ± desvio padrão.
Concentração de Cloreto de sódio (g/L)
Variáveis
Controle
8 água das unidades
9
10
11
Tabela 4: Variáveis físicas
e químicas da
experimentais
com pirarucus
Osubmetidos
6,90 concentrações
± 0,51
6,72 ±de
0.09
6,74
± 0,02(0; 8; 9;
6,63
6,62 ± 0,05
2 (mg/L)
a diferentes
cloreto de
sódio
10±e0,04
11 g/L). Oxigênio
dissolvido
± desvio
Temp.
(C°) (O2), Condutividade
27,70 ± 0,26 elétrica
27,70(CE),
± 0,17Alcalinidade
27,57 ± (Al),
0,06 Dureza
27,60(Du).
± 0,10Média 27,67
± 0,35
padrão.
pH
7,61 ± 0,42a
6,41 ± 0,12b
6,79 ± 0,12bc
6,46 ± 0,23bcd
6,71 ± 0,09bcd
CE (µS/cm3)
31,8±0,26a
18522, 66±48,0b
19580±606,95c
22400±332,86d
23826,6±128,5e
CO2 (mg/L)
10,00 ± 0,00
8,33 ± 2,89
10,00 ± 0,00
10,00 ± 0,00
16,67 ± 11,55
AT (mg/L)
1,44 ± 0,32
1,20 ± 0,14
1,08 ± 0,25
1,14 ± 0,16
1,08 ± 0,10
ATO (mg/L)
0,030±0,004
0,0026±0,001
0,0074±0,002
0,0024±0,001
0,0023±0,001
Ni (mg/L)
0,010±0,010
0,005 ± 0,001
0,006 ± 0,001
0,006 ± 0,001
0,005 ± 0,001
Al (mg/L)
10,63 ± 0,32
10,45 ± 0,55
9,17 ± 0,64
9,53 ± 0,64
10,45 ± 2,91
Du (mg/L)
5,01 ± 2,18a
19,02 ± 0,00b
20,35 ± 0,29bc
23,02 ± 0,50dc
25,03 ± 1,32de
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos
Tanto a alcalinidade quanto a dureza, são responsáveis pelo poder tampão
que impede oscilações bruscas do pH no meio, e, estão relacionadas com a
atividade de íons ligados a salinidade da água. O aumento da dureza e da
condutividade, proporcional à elevação das concentrações de sal nos tratamentos,
pode ter ocorrido devido ao aumento da quantidade de sais dissolvidos na água,
que, segundo Carvalho & Ricardo (2005), elevam a condutividade e da dureza na
água. Apesar destas alterações, a qualidade da água dos banhos terapêuticos com
cloreto de sódio não interferiu no bem-estar dos peixes, cujos valores são
considerados adequados para esta espécie (Cavero et. al., 2004; Ono, 2011).
37
4.2 Determinação da concentração letal (CL50) do cloreto de sódio no pirarucu
Os testes de toxicidade aquática têm sido amplamente utilizados na
aquicultura, pois as respostas do organismo são usadas para detectar ou medir os
efeitos de uma ou mais substâncias, durante um determinado tempo (Fonseca,
2005; Costa et al., 2008; Arenzon et al., 2013). Com essas repostas é possível
estimar as concentrações que uma substância pode causar toxicidade aos
organismos.
O teste de toxicidade pode ser determinado de duas formas: aguda ou
crônica. O teste agudo avalia uma resposta severa e rápida dos organismos a um
estímulo, em um intervalo de 0 a 96 h. Neste teste pode ser observada a letalidade
ou as manifestações que a antecedem, como imobilidade, cujo objetivo é determinar
a concentração letal em 50% (CL50) da população submetida ao teste (OECD, 1992;
Hamilton et al., 1997; USEPA, 2002; Lombardi, 2004; Almeida et al., 2007; Rand,
2008). Já o teste crônico avalia a ação da substância/substâncias no qual o efeito se
traduz pela resposta a um estímulo que permanece por longo tempo, sendo este
considerado sub-letal, pois a concentração do agente tóxico permite a sobrevivência,
mas podem afetar uma ou mais das funções biológicas do organismo, interferindo na
reprodução, crescimento, comportamento, alimentação, etc. (USEPA, 2002;
Lombardi, 2004; Arenzon et al., 2013).
No presente trabalho, os resultados do teste de toxicidade aguda, com
duração de 96 horas, não demonstraram mortalidade dos peixes no grupo controle e
nem nas concentrações de 8, 9 e 10 g/L de sal. Entretanto, com 11 g/L de sal, houve
20% de mortalidade, e em 13 e 15 g/L ocorreu 100% de mortalidade dos peixes, ao
término do experimento.
Quanto aos sinais clínicos, foram observados, nas concentrações de 11; 13 e
15 g/L, opacidade da córnea e nadadeira caudal eritematosa, além de erosão de
nadadeira em13 g/L de sal. Na concentração de 15 g/L, houve aumento de volume
corpóreo, caracterizando um edema generalizado, com afastamento de escamas.
Não foi observado alterações comportamentais, mesmo nas concentrações onde
foram observados os sinais clínicos relatados acima.
38
De acordo com a literatura, a toxicidade de uma substância pode variar em
função de: espécie de peixe, parâmetros físicos e químicos da água, metodologia,
concentração e tempo de exposição, refletindo em uma série de alterações
anatomo-fisiológicas, comportamentais e aparecimento de sinais clínicos que
caracterizam uma intoxicação (Costa et al., 2008; Neto, 2009; Schalch et al., 2009;
Thangam et al., 2014).
Para a determinação da CL50 de organismos aquáticos, o tempo de exposição
deve ser previamente definido, em geral, sendo de 96 horas, e devem-se realizar
testes preliminares para determinar os limites das concentrações que serão
utilizadas no teste de toxicidade. Este deve variar entre a menor concentração com
100% de mortalidade e a maior concentração com 100% de sobrevivência. Com
base nesses resultados, são calculadas as concentrações da CL50 (Ferreira, 2004).
A CL50-96h de cloreto de sódio para o A. gigas foi de 11,64 g/L, com um
intervalo de confiança (IC) de 95% de 11,34 a 11, 97 g/L. A equação linear que
representa a curva de relação concentração-resposta do cloreto de sódio, durante
Mortalidade (%)
96 horas de exposição do A. gigas, está representada na figura 1.
Concentrações avaliadas (g/L)
Figura 1. Curva de relação concentração-resposta do cloreto de sódio em pirarucu,
Arapaima gigas, durante 96 horas de exposição.
39
Valores de CL50, para diferentes espécies de peixes têm sido descritos na
literatura (Tabela 3). O peixe ornamental Betta splendens foi avaliado em seis
concentrações de sal na água (0; 3; 6; 9; 12 e 15 g/L), por 96 h, e foi observado
CL50-96h de 11,88 g/L, corroborando com o presente estudo (Zuanon et al., 2009),
podendo existir relação com o modo de respiração das duas espécies que é aérea.
Bringolf et al. (2005), utilizando de 0 a 34 g/L de sal, determinaram uma CL 50-96h de
10 g/L para Pylodictis olivaris. Diamond et al. (2005), testaram diversas
concentrações de sal em Pimephales pomela e observaram que a sobrevivência
diminuiu em 4 g/L de NaCl em 96 h de exposição, demonstrando maior sensibilidade
a esta substância que as demais citadas acima, incluindo o pirarucu deste estudo.
Tabela 3. Testes de toxicidade aguda do Cloreto de sódio (CL50) em diferentes espécies de
peixes.
Espécie
Rhandia quelem
Espécie
(Quoy e Gaimard, 1824)
[ ] CL50 (g/L)
Exposição (h)
Estágio
Referências
Marchioro &
Autores
Baldisserotto,
9
[ ] CL50 (g/L)
96
Exposição (h)
Alevino
Estágio
Rhandia quelem
9
96
Alevino
(Quoy
e Gaimard,
1824)
Aristichthys
nobilis
7,6
96
Juvenil
1999
1999
(Richardson, 1845)
Aristichthys
nobilis
Pylodictis olivaris
7,6
10
9696
Juvenil
Juvenil
( Richardson,
(Rafinesque,1845)
1818)
Pylodictis
olivaris
Pimephales
promela
104
9696
Juvenil
Juvenil
(Steindachner,
1876)
Betta splendens
4; 48 e 10
9696
4; 8 e 10
11,88
96
96
(Regan, 1910)
Betta
splendensalexandri
Lophiosilurus
11,88
7,5
9696
Juvenil
Larvas
de 0, 8 e 12
Diamond
et al.,
Luz & Santos,
dias de vida
2005
2008
Larvas
2008 et al.,
Zuanon
vida)
2009
Adulto
Juvenil
0,6111,64
e 0,70
2496
7,5
96
Larvas
Juvenil
Mangodu
al.,
Presenteetestudo
(3 e 6 dias de vida)
2011
Juvenil
Mattioli, 2014
(Steindachner, 1876)
Arapaima gigas
Zuanon
et2014
al.,
Mattioli,
2009
(Burchell,
(Schinz,1822)
1822)
Lophiosilurus alexandri
Luz e Santos,
(0; 8 e 12
dias de
Adulto
(Regan,
1910) 1876)
(Steindachner,
Clanias
gariepinus
Arapaima
gigas
Bringolf
et et
al.,al.,
Diamond
2005
2005
(Rafinesque,
1820)
(Steindachner,
1876)
Lophiosilurus Alexandri
Garcia
et et
al.,al.,
Bringolf
1999
2005
(Rafinesque,
(Rafinesque,1818)
1820)
Pimephales
promela
Lophiosilurus
Alexandri
Marchioro
1999 e
Baldisserotto,
Garcia et al.,
40
11,64
96
Juvenil
Presente estudo
(Schinz, 1822)
Tabela 2. Testes de toxicidade aguda do cloreto de sódio (CL50) em diferentes espécies de
Na tabela 3, a CL50 de várias espécies de peixes, em diferentes estágios de
desenvolvimentos, demonstrou que a tolerância ao sal de larvas variou de 4 a 10
g/L, em alevinos de 9 g/L, juvenis de 4 a 10 g/L e adultos de 11,88 g/L. Para juvenis
de pirarucu, neste estudo, o teste de toxicidade aguda (CL 50-90= 11, 64 g/L)
encontra-se acima dos valores obtidos para outras espécies, no mesmo estágio de
desenvolvimento.
Estes estudos são importantes, pois permitem informações que possam
contribuir para a indicação do uso de uma substância, em determinada espécie, com
maior segurança, já que a concentração e o tempo de exposição dependem da
espécie, idade e grupo de parasitos (Schalch et al., 2009).
4.3 Teste in vitro dos monogenoideos de pirarucu ao cloreto de sódio
O teste in vitro contribui para melhor compreensão da resposta nos testes de
eficácia, uma vez que avalia, previamente, o efeito das concentrações no
organismo- alvo oferecendo maior segurança no uso do produto a ser utilizado para
o tratamento in vivo nos organismos- teste (Júnior & Oliveira, 2005; Cordeiro et al.,
2010; Park et al., 2014). A tabela 4 apresenta a mortalidade dos monogenoideos
expostos a diferentes concentrações de cloreto de sódio, em 4 horas de exposição
durante o teste in vitro.
Os resultados demostraram que a concentração de 11 g/L causou 100% de
mortalidade dos parasitos após uma hora de exposição. Nas concentrações de 9 e
10 g/L, 100% dos monogenoideos morreram após 2 horas. Neste mesmo período,
45% dos parasitos morreram em 8 g/L, com 100% de mortalidades em 3 h de
exposição. No grupo controle, 100% dos monogenoideos morreram ao final de 4
horas de experimento (Tabela 4).
41
Tabela 4. Mortalidade de monogenoideos das brânquias de Arapaima gigas
expostos a diferentes concentrações do cloreto de sódio após 1, 2, 3 e 4 horas de
exposição, durante teste in vitro.
Mortalidade dos Monogenoideos (%)
Concentrações
1h
2h
3h
4h
0
0
30
80
100
8
40
45
100
100
9
65
100
100
100
10
75
100
100
100
11
100
100
100
100
(g/L)
Schelkle et al. (2010), avaliaram a eficácia, in vitro, do sal no controle de duas
espécies
de
monogenoideos
de
guppies
(Poecilia
reticulata),
utilizando
concentrações de 3, 5, 7 e 33 g/L de sal e observaram que, independente da
espécie, a sobrevivência diminuiu com o aumento da salinidade, morrendo todos os
parasitos expostos na maior concentração durante 1 h de exposição. Comparando
com os resultados do presente trabalho, apesar da letalidade, em 1 h, a maior
concentração utilizada (11 g/L) foi inferior a descrita por Schelkle et al., (2010).
Forwood et al. (2013), testaram vários produtos, in vitro, para controlar
monogenoideos de perca prata (Bidyanus bidyanus), dentre eles o cloreto de sódio,
nas concentrações de 0,5; 1; 5; 7,5 e 10 g/L, durante 100 minutos. Os resultados
demonstraram que na concentração de 10 g/L, mais de 90% dos parasitos morreram
em 100 minutos de exposição, diferente dos monogenoides de pirarucu, no presente
estudo, que 100% foram a óbito na concentração de 10 g/L, em 120 minutos de
exposição, demonstrando maior resistências destes em relação a perca prata.
O cloreto de sódio também demonstrou eficácia in vitro quando testado no
controle de Edwardsiella ictaluri e E. tarda, causando a morte destas bactérias em 1
g/L de sal, em apenas 1 min. de exposição (Mainous et al., 2010). Várias
concentrações de cloreto de sódio foram testadas, in vitro, para o controle de 9 tipos
42
de fungos por Fuangsawat et al. (2011), demonstrando também eficácia na
concentração de 20 g/L em todos os fungos testados. Khodabandeh & Abtahi
(2006), também relataram a eficácia do cloreto de sódio na prevenção de infecção
em ovos de truta arco-íris e carpa comum nas concentrações de 3 a 3,5 g/L. Correa
et al. (2013), relataram que concentrações de 0 a 10 g/L não houve atividade
antimicrobiana em nenhuma das concentrações de sal testadas nos 12 isolados de
Saprolegnia spp., indicando que o sal é espécie-específico.
Estes resultados sugerem que o sal possui propriedades parasiticidas,
bactericidas e fungicidas, dependendo apenas da concentração utilizada, do tempo
de exposição e da espécie de parasita, sendo necessário, porém, mais estudos que
avaliem o efeito do sal na fisiologia do animal, a fim de determinar seu uso com
segurança.
4.4 Efeito do cloreto de sódio na fisiologia do pirarucu
A hematologia constitui uma ferramenta importante na avaliação do estado de
saúde do animal ou de sua população, além de auxiliar no controle e diagnóstico de
patologias e estresse por manipulação excessiva, comuns na piscicultura (TavaresDias et al., 1999; Walencik & Witeska, 2007; Ishikawa et al., 2010; Maqbool et al.,
2014).
Para estudos relacionados a tratamentos terapêuticos, a hematologia e a
bioquímica, são indicadores comumente utilizados para avaliar as condições
fisiológicas dos peixes sob efeito do produto testado (Schalch et al., 2009; Affonso et
al., 2009; Tavares-Dias et al., 2011; Queiroz, 2012; Brasil, 2013; Corral, 2014;
Andrade-Porto, 2015). Tais indicadores permitem conhecer possíveis alterações
geradas pela ação da substância no organismo do animal, que tenta manter a
homeostasia uma função preexistente em desequilíbrio devido a presença de
patógenos (Spinosa et al., 2006; Maddison et al., 2010). Assim, os diversos estudos
realizados utilizam esta metodologia, durante teste de produtos quimio ou
fitoterápicos, para assegurar sua utilização em tratamentos, resguardando a saúde
do organismo-teste.
No presente trabalho, a exposição dos pirarucus a diferentes concentrações
de cloreto de sódio, durante 2 horas, não causou alterações significativas nos
parâmetros sanguíneos, exceto para a concentração de hemoglobina e da CHCM,
43
cujos valores médios foram significativamente menores (p<0,05) na maior
concentração de sal (11 g/L) em relação ao controle e as demais concentrações
(Tabela 5). Também não foi observada a mortalidade dos peixes expostos as
diferentes concentrações testadas e nem após as 48 horas de recuperação.
Tabela 5: Parâmetros sanguíneos de juvenis de Arapaima gigas expostos a diferentes
concentrações de cloreto de sódio após 2 horas de exposição. (Hb) Hemoglobina; (Ht)
Hematócrito; (RBC) Eritrócitos; (VCM) Volume corpuscular médio; (HCM) Hemoglobina
corpuscular média; CHCM= Concentração de hemoglobina corpuscular média. Valores
expressam as médias ± desvio padrão.
Concentração de Cloreto de Sódio (g/L)
Parâmetros
0
8
9
10
11
Hb [mg/L]
10,61 ± 1,19a
10,92 ± 0,91ab
10,48 ± 1,01abc
10,46 ± 0,78abcd
9,19 ± 0,88cde
Ht (%)
27,83 ± 4,55
29,22 ± 2,90
26,43 ± 2,98
26,33 ± 2,59
31,04 ± 2,57
1,36 ± 0,23
1,40 ± 0,23
1,20 ± 0,22
1,20 ± 0,18
1,13 ± 0,33
RBC (x10⁶/µL)
Tabela 5: Parâmetros
sanguíneos
de juvenis
Arapaima
expostos
237,9±4,46
213,07
± 6,88 de
208,13
±36,96 gigas
225,77
±24,54 a diferentes
264,44±24,12
VCM (fL)
concentrações de cloreto de sódio por um período de 2 horas. (Hb) Hemoglobina; (Ht)
91,08±9,54
HCM (pg)
79,95 ± 9,37
74,86 ± 15,85
87,10 ± 10,88
75,90 ± 12,57
Hematócrito; (RBC) Eritrócitos; (VCM) Volume corpuscular médio; (HCM) Hemoglobina
± 2,86a 37,87 ± 1,08ab 36,59 ± 1,81abc 38,75 ± 3,35abc
30,53 ± 3,21e
CHCM
(g/dL) média;38,46
corpuscular
CHCM= Concentração de hemoglobina corpuscular média. Valores
62,88
±25,17padrão.
99,39 ± 27,65
70,43 ± 22,40
49,88 ± 10,12
77,92 ± 18,68
expressam
as médias
± desvio
Glicose
(mg/dL)
50,49± 16,08
67,90 ± 17,49
78,13 ± 16,77
60,11 ± 15,47
68,06 ± 20,73
Na+ (mEq.L-¹)
291,48± 75,61
270,33 ± 58,35
241,02 ± 25,57
246,77 ± 37,57
250,40 ± 52,63
K+(mEq.L-¹)
7,47 ± 0,70
6,64 ± 1,3
6,81 ± 0,85
6,75 ± 1,1
6,55 ± 0,58
Cl-(mEq.L-¹)
57,72 ± 19,6
52,63 ± 17,82
85,69 ± 47,57
57,26 ± 21,13
63 ± 17,50
Cortisol (mg/ml)
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os
tratamentos
Os eritrócitos podem alterar de tamanho sob diferentes concentrações de
substâncias impermeáveis dissolvidas na água. A hipertrofia ou a atrofia celular, é
causado pelo movimento osmótico de água no interior destas células, por possuírem
44
uma membrana que resiste ao desenvolvimento de grandes pressões intracelulares.
Dessa forma, a água pode ser retirada da célula a medida que entra, ou, pode
ocorrer o bombeamento dos solutos que entraram. Este mecanismo exige grande
gasto energético e à medida que diminui a produção de ATP, o bombeamento contra
o gradiente de concentração é prejudicado. Assim, os íons entram acompanhados
por água, fazendo a célula aumentar de volume (Randall et al., 2011).
A ação de um agente estressor também pode desencadear alterações
osmorregulatórias, gerando aumento ou diminuição dos parâmetros eritrocitários,
que pode resultar em uma hemoconcentração ou hemodiluição das células
vermelhas. A hemoconcentração ocorre quando a demanda por oxigênio é aumenta
em situações com levado gasto energético. A hemodiluição ocorre pela ação direta
de agentes estressores que reduzem a biossíntese de hemoglobina e da
eritropoiese, malformação ou hemólise dos eritrócitos, ou pode comprometer a
absorção do ferro (Affonso et al., 2002; Affonso et al., 2004; Tavares-Dias & Moraes,
2004; Carvalho & Fernandes, 2006; Affonso et al., 2009; Das et al., 2009).
Os estudos sobre tratamentos de patógenos em peixes, utilizando diferentes
substâncias e apresentando variação nos resultados dos parâmetros hematológicos,
demonstram que as alterações observadas ocorrem dependendo da espécie de
peixe e da substância testada (Sudová et al., 2009; Maciel, 2009; Osman et al.,
2010; Kavitha et al., 2011; Ghelf, 2014; Andrade-Porto, 2015).
No presente estudo, houve tendência de diminuição da concentração de
hemoglobina e da CHCM na concentração de 11g/L de cloreto de sódio. Isto poderia
se caracterizar como hemodiluição transitória, devido ao aumento na concentração
de sal na água, em que o organismo, ao tentar adaptar-se a situações adversas,
utiliza-se de mecanismos compensatórios. Nesse caso aumentando a absorção de
água pela célula, diminuindo a concentração de hemoglobina e CHCM.
Rodrigues & Campos (2011), testaram o uso do sal comum no controle de
Ichthyophthirius multifillis em juvenis de Pseudoplatystoma spp. nas concentrações
de 0,5; 1,0 e 1,5 g/L e observaram que não houveram alterações significativas no
eritrograma, apesar da tendência de aumento do VCM, CHCM e diminuição dos
eritrócitos, hemoglobina e hematócrito, caracterizando uma anemia macrocítica e
normocrômica, diferente do resultado no presente trabalho.
45
Souza et al. (2006), testaram respostas fisiológicas de pirarucu submetido a
diferentes concentrações de cloreto de sódio na água de transporte de curta duração
(0, 3 e 6 g/L de sal), e observaram que não houveram alterações significativas nos
parâmetros hematológicos nas concentrações testadas, exceto em 3 g/L, com
aumento no Ht e diminuição do RBC. Semelhante ao presente trabalho, em que
foram utilizadas concentrações maiores, ocorreu aumento do Ht em 11g/L, embora
não tenha sido estatisticamente significativo.
Os
índices
hematimétricos
são
valores
relativos
que
contribuem,
indiretamente, com a avaliação dos eritrócitos e com a concentração de
hemoglobina no sangue. Para isso, são calculados o volume corpuscular médio
(VCM), que indica o tamanho dos eritrócitos, caracterizado como normocítica
(tamanho normal), macrocítica (tamanho aumentado) ou microcítica (redução do
tamanho) e a concentração de hemoglobina corpuscular média (CHCM), que indica
a cor dos eritrócitos, sendo denominados de normocrômico (coloração normal) ou
hipocrômico (coloração reduzida) (Lopes et al., 2007; Colville & Bassert, 2010;
Randall et al., 2011; Brum, 2013; Guiloski, 2014).
Neste estudo, o aumento do VCM, em 11 g/L de sal, embora sem diferença
significativa entre os tratamentos, contribui com os resultados obtidos para [Hb] e
CHCM, demonstrando uma tendência a anemia macrocítica e hipocrômica. O
mesmo ocorreu em tambaqui aclimatado em água com 2 g/L de NaCl, no qual foi
observado redução no Ht, [Hb], RBC e CHCM, e aumento do VCM, quando a
osmolaridade do plasma aumentou devido a presença do sal na água (Maruyamal &
Val, 1998).
Nos bioensaios em que são testados diferentes fármacos, é comum utilizar os
valores de glicose e cortisol como indicadores de estresse. A hiperglicemia ocorre
quando a demanda energética do organismo é elevada (Benfey & Biron 2000; Val et
al., 2004; Affonso et al., 2009; Silveira et al., 2009). O cortisol, assim como as
catecolaminas, é o hormônio liberado na corrente sanguínea que estimula uma série
de alterações fisiológicas no organismo do animal para manter o equilíbrio orgânico
prejudicado pelo agente estressor. Esses hormônios, conhecidos como resposta
primária do estresse, estimulam a resposta secundária, tais como: alterações
hematológicas, metabólicas, osmorregulatórias, cardiorespiratórias e, finalmente, a
46
resposta terciária, que resulta em imunossupressão, prejuízo na reprodução e no
crescimento, até a morte do animal (Urbinati et al., 2014).
Na piscicultura, a adição de sal é uma das medidas mais utilizadas para
diversas finalidades, incluindo profilaxia e tratamento de doenças. Domingues &
Campos (2015), avaliaram a eficácia do sal no controle de I. multifiliis de surubins
híbridos (Pseudoplatystoma reticulatum x P. corruscans) e não observaram
alterações nos parâmetros hematológicos dos peixes nas concentrações testadas.
Resultados similares ao uso do sal foram observados por Hansson (2009), quando
avaliou o seu efeito em banhos curtos de truta prateada (Oncorhynchus mykis) e por
Sabino (2011), ao avaliarem os efeitos desta substância na osmorregulação e
resposta ao estresse em Prochilodus lineatus. Mikos (2011) verificou aumento nas
concentrações de glicose e diminuição do cortisol, sem diferença significativa entre
os tratamentos de tilápias (O. niloticus), após o transporte.
No presente estudo, embora sem diferença estatística, os valores de glicose e
cortisol apresentaram aumento em todas as concentrações com cloreto de sódio em
relação ao controle, exceto na concentração de 10 g/L de sal, o qual ocorreu
diminuição, sendo os valores obtidos em 10 g/L os mais próximos ao do controle.
Mattiolli (2014), ao avaliar o efeito de diferentes concentrações de sal em
juvenis de pacamã Lophiosilurus alexandri, observou alterações nas concentrações
de cortisol nos banhos de sal, sem alteração na glicose plasmática. Brandão et al.
(2008), avaliaram o efeito do sal como mitigador de estresse no transporte de
juvenis de pirarucu, e concluíram que o sal não diminuiu o estresse nas
concentrações testadas. Da mesma forma, Chagas et al. (2012), avaliando o sal no
controle de monogenoideos em tambaqui, observaram que a glicose aumentou nas
maiores concentrações. Gomes et al. (2003), ao testar o sal como redutor de
estresse e verificar a melhor densidade de transporte de juvenis de tambaqui,
observaram que houve aumento significativo da glicose em todas as densidade e
salinidades testadas, sem alteração significativa nos valores de cortisol.
Pelos resultados obtidos, não havendo nenhuma diferença significativa em
nenhum dos principais íons envolvidos, sugere-se que os banhos terapêuticos com
cloreto de sódio, em juvenis de pirarucu, nas concentrações avaliadas, não
interferem na homeostasia dos peixes.
47
4.5 Índices parasitários e eficácia do cloreto de sódio no controle de
monogenoideos de pirarucu
O uso de cloreto de sódio na profilaxia e no controle de ectoparasitos, de
diferentes espécies de peixes, é descrito na literatura (Vargas et al., 2004; Magondu
et al., 2011). Embora o cloreto de sódio não tenha um efeito farmacológico
específico, seu mecanismo de ação reside em alterar o gradiente de concentração
osmótico, provocando alterações osmorregulatórias no hospedeiro e no patógeno.
Banhos de cloreto de sódio hipertônico, por exemplo, é capaz de criar um gradiente
osmótico na água diferente daquele que o patógeno está habituado e acima do que
pode tolerar. Com isso, o organismo desencadeia mecanismos compensatórios,
como ocorre nos peixes, provocando a desidratação celular, e, consequentemente,
morte do mesmo (Kim, 2012).
Na literatura, é descrito a via de absorção do cloreto de sódio pelos
monogenoideos, que é realizada através do tegumento, no qual possui uma
membrana com ligação para o meio interno do helminto. Uma outra via de entrada, é
pelo sistema excretor, que possui células especializadas, as células-flama, ductos
coletores e capilares capazes de transportar o cloreto para o meio interno dos
parasitos (Halton, 1978; Buchmann & Bresciani, 1999; Cohen et al., 2004; Woo,
2006).
O cloreto de sódio tem sido amplamente utilizado no controle de infestações
por tricodinídeos, I. multifilis e monogenoideos, uma vez que, administrado na
concentração ideal, apresenta efeito anti-helmíntico, não causa danos à saúde dos
peixes, ao ecossistema e nem à saúde humana (Moraes & Martins, 2004; Schelklen
et al., 2010; Rodrigues & Campos, 2015).
O sal tem sido comumente utilizado na piscicultura para diversas espécies de
peixes, antes de serem introduzidos nos sistemas de criação. Em geral, recomendase até 10 g/L de sal, em banho de, no máximo, 30 min., para alevinos e até 20 g/L
sal, por 30 min. para peixes adultos (Gomes et al., 2003; Moraes & Martins, 2004;
Andrade et al., 2005). Além dos resultados satisfatórios na profilaxia é bem
documentada na literatura a eficácia desta substância no tratamento de
ectoparasitas. Klein et al. (2004), recomendam concentrações de 5% de sal, por 30
minutos, para o tratamento de I. multifilis em Steindachneridion sp. Miron et al.
48
(2003) verificaram que o sal, em concentração de 4 g/L, diminuiu a infestação por I.
multifilis e aumentou a sobrevivência de juvenis de jundiá (Rhamdia quelen). Silva et
al., (2009) testaram a viabilidade do sal, da formalina e da associação destas
substâncias na eliminação de ectoparasitos em larvas de tilápia (O. niloticus) e
verificaram que os tratamentos com formalina 1:40.000 e com cloreto de sódio 2,5 g
L-1, associado a formalina 1:40.000, foram os mais eficazes, eliminando 100% dos
ectoparasitos, com taxas de sobrevivência das larvas superiores a 90%.
O sal também foi testado em 10 g/L durante 192 horas no controle do
ectoparasito I. multifillis em jundiá, R. quelen, apresentando taxas de mortalidade e
número de parasitos mais reduzidos (Carneiro et al., 2005). Garcia et al. (2007),
obtiveram aumento da sobrevivência de alevinos, dessa mesma espécie, infestados
por I. multifilis, após o uso de 4 g/L de sal por um período contínuo de 30 dias.
Andrade et al. (2006), avaliaram o efeito de antibióticos e de sal em juvenis de
jundiá, infestados por I. multifiliis e infectados com Aeromonas hydrophila, e
observaram maior sobrevivência dos peixes, maior atividade natatória e maior
eficácia no controle dos patógenos nos tratamentos com a combinação das duas
substâncias. Mifsud & Rowland, (2008), avaliaram a eficácia do sal no controle de I.
multifiliis,
Saprolegnia
parasitica
em
perca
prata
(Bidyanus
bidyanus),
e
recomendam a concentração de 2 g/L de sal, por ter tido eficácia e ser observado
100% de sobrevivência dos peixes nesta concentração.
Os resultados dos índices parasitológicos (prevalência, intensidade média,
abundância média e intensidade) estão representados na Tabela 6. Os juvenis de
pirarucu, após 2 h de exposição ao sal, apresentaram 80 a 100% de prevalência de
monogenoideos nos arcos branquiais, em todas as concentrações testadas, e sem
diferença significativa (p>0,05) entre as concentrações de sal em relação ao
controle.
49
Tabela 6. Prevalência (%), Intensidade média, Abundância média e Intensidade de
parasitos monogenoideos de Arapaima gigas do grupo controle e após 2 horas de
tratamento com diferentes concentrações de sal.
Concentração
(g/L)
0
8
9
10
11
Prevalência
(%)
100
100
100
88,9
100
Índices parasitários
Intensidade
Abundância
média
média
44,5
44,5
30,8
30,8
46,4
46,4
63,0
56,0
42,8
42,8
Intensidade
24-64
8-56
18-90
0-104
6-92
As diferentes concentrações do sal, após banho terapêutico, demonstram
baixa eficácia contra os monogenoides de pirarucu. Apesar dos resultados obtidos
com os testes in vivo e in vitro demonstrarem resultados satisfatórios dentro dos
limites das concentrações testadas, é provável que a farmacodinâmica e a
farmacocinética dessa substância tenham interferido nos resultados. Para Queiroz
(2012), os testes in vivo são mais complexos que os in vitro, e por isso, podem diferir
nos resultados.
A produção de muco tem sido citada como um bom exemplo relacionado as
diferenças nos resultados de eficácia in vitro e in vivo, uma vez que pode interferir na
absorção da substância pelo parasita, além da influência de fatores abióticos que
podem diminuir o efeito e interferir na eficácia. Assim, é possível que fatores como
estes tenham interferido nos resultados obtidos para juvenis de pirarucu (Tabela 7).
Tabela 7. Porcentagem de eficácia (%) do cloreto de sódio contra monogenoideos
de Arapaima gigas, após 2 h de exposição.
Concentração (g/L)
Eficácia (%)
0
8
9
10
11
30,5
4,5
19
20,5
Soma Total
de parasitas
400
278
418
504
386
Média e desvio
padrão
44,4±14,6
30,8±14,8
46,4±27,1
52,8±25,0
35,3±24,2
50
Chagas et al. (2012), ao avaliarem o efeito do sal (0, 2, 4, 6 e 8 g/L) sobre as
respostas fisiológicas e controle de monogenoideos em tambaqui (C. macropomum),
por 30, 60 e 120 minutos, não obtiveram eficácia no tratamento, além de
observarem, nas maiores concentrações, alterações fisiológicas nos peixes. No
presente estudo, entretanto, as concentrações utilizadas foram superiores e não
foram observadas alterações fisiológicas que prejudicassem o bem-estar dos peixes,
demonstrando que esta espécie é menos sensível aos efeitos desta substância
comparada ao tambaqui.
Forwood et al. (2013), realizando teste in vitro em monogenoideos
(Lepidotrema bidyana) de perca prata (Bidyanus bidyanus), utilizando banho de sal
(0,5; 1,0; 7,5 e 10 g/L), por 100 min., obtiveram 90% de mortalidade dos parasitas
em 10 g/L. No teste in vivo, esses autores utilizaram concentrações de 5, 10 e 15 g/L
de sal, por 60 min., e não obtiveram eficácia nas concentrações testadas, como
observado no presente estudo para o pirarucu.
O cloreto de sódio, testado em várias concentrações no controle de
ectoparasitos em juvenis de O. niloticus, apresentou os melhores resultados com
3%, durante 10 minutos, no controle de Trichodina sp. e Gyrodactylus sp.
(monogenoideo), porém, não foi eficaz no controle de Dactylogyrus sp. (Vargas et
al., 2004). Kubitza & Kubitza (2004), recomendam banhos com cloreto de sódio em
tilápias de 3,5 a 5%, durantes 5 a 10 minutos, ou 2,5 a 3% durante 30 a 60 minutos,
ou, ainda, 0,5 a 1%, por tempo indefinido na profilaxia de peixes. Já Pavanelli et al.
(2008), recomendam banhos terapêuticos com cloreto de sódio para controle de
monogenoideos em concentração de 1 a 3%, porém, os banhos devem ser
realizados em um período de 30 minutos a 3 horas.
Chisholm & Whittington (2002), relataram que durante exposições de
praziquantel em banhos curtos, observaram que os monogenoideos se transferiram
para os espaços interlamelares, onde o contato com o produto era menor, o que,
segundo os autores, provavelmente, diminuiu a eficácia do produto ao final do
tratamento. Além disso, o aumento da salinidade provoca aumento na produção de
muco (Wells & Cone, 1990; Shephard, 1994) que pode funcionar como uma barreira
a superfície do parasito em relação ao ambiente externo, limitando a eficácia tópica
dos tratamentos.
51
Estes resultados da literatura sugerem que as concentrações de cloreto de
sódio, utilizadas na eliminação de monogenoideos, podem variar de espécie para
espécie, além de ser, muitas vezes, necessário aumentar o tempo ou a frequência
de exposição ao cloreto de sódio, a fim de melhorar a eficácia da substância (Wells
& Cone, 1990; Menezes et al., 2006).
52
5. Conclusão
Os resultados sugerem que o cloreto de sódio tem atividade anti-helmíntica
em monogenoideos de pirarucu, sendo influenciada pelo tempo de exposição e pela
concentração utilizada. Com uma elevada tolerância (CL 50-96h = 11,64 g/L g/L) a esta
substância, o pirarucu é capaz de sobreviver por 2 h, sem que ocorra prejuízo a
homeostase fisiológica. Entretanto, as concentrações utilizadas mostraram baixa
eficácia (<36) no controle de monogenoideos dessa espécie, o que sugere-se outros
estudos para avaliar a influência de banhos longos e/ou concentrações maiores nos
testes de eficácia do sal no controle de monogenoides de pirarucu.
53
6. Referências Bibliográficas
ABNT 00:001.44-001. 2003. Aquatic ecotoxicology – Acute toxicity – Test with fish.
Abreu, F.; Sousa, F.T.; Prata, M.M. 2001. Hiponatremia: Abordagem clínica e
terapêutica. Medicina Interna, 8: 37-48.
Affonso, E. G.; Polez, V. L. P.; Corrêa, C. F.; Mazon, A. F.; Araujo.; M. R. R.; Moraes,
G.; Ratin, F. T. 2002. Blood parameters and metabolites in the teleosts fish
Colossoma macropomum exposed to sulfide or hypoxia. Comparative
Biochemistry and Physiology, 133: 375–382.
Affonso, L.O.B.; Basu, N., Nakano, K.; Devlin, R.H.; Iwama, G.K. 2004. Sex-related
differences in the organismal and cellular stress response in juvenile salmon
exposed to treated bleached kraft mill effluent. Fish Physiology and
Biochemistry, 29: 173-179.
Affonso, E.; Barros, F.P.; Brasil, E.M.; Tavares-Dias, M.; Ono, E.A. 2009. Indicadores
fisiológicos de estresse em peixes expostos ao peróxido de hidrogênio H 2O2.
In: Tavares-Dias, M. (Ed.) Manejo e Sanidade de Peixes em Cultivo. Empresa
Brasileira de Pesquisa e Agropecuária (EMBRAPA), Amapá, Macapá, p. 346360.
Almeida, K.S.S.; Cohen, S.C., 2011. Diversidade de Monogenea (Platyhelminthes)
Parasitos de Astyanax altiparanae do Reservatório da Usina Hidrelétrica de
Itaipu. Saúde & Ambiente Revista, 6: 31-41.
Amaral, E. S. R. 2009. O manejo comunitário de pirarucu (Arapaima gigas) como
alternativa econômica para os pescadores das reservas Amanã e Mamirauá,
54
Amazonas, Brasil. Dissertação de Mestrado, Universidade Federal do Pará
(UFPA), Belém, Pará. 85p.
Andrade, R.L.B.; Andrade, L.S.; Boscolo, W.R.; Soares, C.M. 2005. Comportamento,
sobrevivência e desenvolvimento de lebistes, Poecillia reticulata, submetidos
a agentes utilizados na profilaxia de doenças. Acta Scientiarum Animal
Science, 27(4): 523-528.
Andrade, L. S.; Andrade, R. L. B.; Becker, A. G.; Baldisserotto, B. 2006. Survival and
behavior of silver catfish, Rhamdia quelen, submitted to antibiotics and sodium
chloride treatments. Ciência Rural, 36(3): 1004-1007.
Andrade-Porto, S. M. 2015. Formalina no controle de Dawestrema cycloancistrium
(Monogenoidea) do pirarucu Arapaima gigas (Schinz, 1822) (Arapaimidae) e
seus efeitos toxicológicos, histopatológicos, fisiológicos e residuais. Tese de
Doutorado, Universidade Nilton Lins (UNL) em ampla associação com o
Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus, Amazonas.
141p.
Arana, L. V. 2005. Princípios Químicos de qualidade da água em aquicultura: Uma
revisão para peixes e camarões. 2 ed. Edição da Universidade Federal de
Santa Catarina. Florianópolis, Santa Catarina, 231p.
Arantes, C. C.; Castello, L.; Garcez, D. S. 2007. Variações entre contagens de
Arapaima gigas (Schinz) (Osteoglossomorpha, Osteoglossidae) feitas por
pescadores individualmente em Mamirauá, Brasil. Pan-American Journal of
Aquatic Sciences, 2(3): 263-269.
Araújo, L.D.; Chagas, E.C.; Gomes, L.C.; Brandão, F.R. 2004. Efeitos de banhos
terapêuticos com formalina sobre indicadores de estresse em tambaqui.
Pesquisa Agropecuária Brasileira, 39(3): 217-221.
Araújo, C. S. O.; Gomes, A. L.; Tavares-Dias, M.; Andrade, S. A. S.; Belém-Costa A.;
55
Borges, J. B.; Queiroz, M. N.; Barbosa, M. 2009a. Parasitic infections in pirarucu fry,
Arapaima gigas Schinz, 1822 (Arapaimatidae) Kept in a semi-intensive fish
farm in central Amazon, Brazil. Journal Veterinarski Arhivos, 79( 5): 499-507.
Arenzon, A. De Lorenzo, C.; Coimbra, N.J.; Schulz, U.H. 2013. A determinação da
toxicidade crônica para peixes baseada apenas na sobrevivência é suficiente?
Ecotoxicology and Environmental Contamination, 8: 65-68.
Baldisserotto, B.; Mancera, J.M.; Kapoor, B.G. 2007. Fish Osmoregulation. Eds.
Enfield, USA: Science publisher. 540pp.
Bringolf, R.B.; Kwak, T.; Cope, W.G.; Larimore, M.S. 2005. Salinity tolerance of
Flathead Catfish: Implications for dispersal of Introduced. Transactions of
the American Fisheries Society 134:927–936.
Araújo, C.S.O.; Tavares-Dias, M; Gomes, A.L.; Andrade, S.M.S.; Lemos, J.R. G.;
Oliveira, A.T.O.; Cruz, W.R.; Affonso, E.G. 2009b. Infecções parasitárias e
parâmetros sanguíneos em Arapaima gigas, Schinz, 1822 (Arapaimatidae)
cultivados no estado do Amazonas, Brasil. p. 389-424 In: Manejo e
Sanidade de Peixes em Cultivo. Macapá: Embrapa Amapá.
Baldisserotto, B. 2013. Fisiologia de peixes Aplicada à Piscicultura. 3ª edição,
Editora Universidade Federal de Santa Maria (UFSM). Santa Maria, Rio
Grande do Sul. 352pp.
Barton, B.A. 1997. Stress in finfish: past, present and future a historical perspective.
In: Iwama, G.K.; Pickering, A.D.; Sumpter, J.P.; Schreck, C.B. (Eds.). Fish
stress and health in aquaculture. Society for Experimental Biology Seminar
Series 62. Cambridge University Press, New York, NY. p.1-33.
Barton, B.A.; Morgan, J.D.; Vijayan, M.M. 2002. Physiological and condition-related
indicators of environmental stress in fish. In: Adams (ed.). Biological indicator
56
of aquatic ecosystem stress, Bestherda, Maryland, American Fisheries
Society, p.289-320.
Baylis, H. A. 1927. Some parasitic worms from Arapaima gigas (Teleostean fish) with
a description of Nilonema senticosa n sp. (Filarioidea). Parasitology. 19: 3547.
Becker, A. G.; Baldisseroto, B. 2014. Regulação osmótica e iônica. In: Baldisserotto,
B. Cyrino, J. E. P.; Urbinati, E. C. 2014. Biologia e fisiologia de peixes
neotropicais de água doce. FUNEP, UNESP. Jaboticabal, São Paulo. p. 253264.
Benfey, T.J.; Biron, M. 2000. Acute stress response in triploid rainbow trout
(Oncorhynchus mykiss) and brook trout (Salvelinus fontinalis). Aquaculture,
184: 167-176.
Bezerra, R.F.; Soares, M.C.F.; Santos, A.J.G.; Carvalho, E.V.M.M.; Coelho, L.C.B.B.
2014. Seasonality Influence on Biochemical and Hematological Indicators of
Stress and Growth of Pirarucu (Arapaima gigas), an Amazonian Air-Breathing
Fish. The Scientific World Journal,1-6.
Boyd, C.E.; Tucker, C.S. 1992. Water quality and pond soil analyses for aquaculture.
Auburn: Auburn University. 1992, 183p.
Bradley, T.J. 2009. Animal Osmoregulation. Oxford Univ. Press. 320 pp.
Brandão, A. S. P.; Rezende, G. C.; Marques, RWC. 2006. Crescimento agrícola no
período 1999/2004: A explosão da soja e da pecuária bovina e seu impacto
sobre o meio ambiente. Revista Economia Aplicada. 18 p.
Brandão, F. R.; Gomes, L. C.; Crescêncio, R.; Carvalho, E. S. 2008. Uso de sal
durante o transporte de juvenis (1kg) de pirarucu (Arapaima gigas). Acta
Amazonica. 38(4): 767 – 772.
57
Brasil, E.M. 2013. Efeito terapêutico do extrato hidroalcoólico de pimenta-de-macaco
Piper aduncum, sobre juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum,
infectados pela bactéria Aeromonas hydrophila. Dissertação de mestrado.
Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia. Manaus, Amazonas. 67pp.
Brum, M. F. 2013. Eritrograma: Novas perspectivas de análise. Artigo de Conclusão
da Pós-Guraduação na área de Hematologia, como requisito para a obtenção
do Grau de Especialista em Hematologia Laboratorial. Universidade Regional
do Noroeste do Estado do Rio Grande do Sul (UNIJUI). 14pp.
Buchmann,K.; Bresciani, J. 1999: Rainbow trout leuko-cyte activity: influence on the
ectoparasitic monogenean Gyrodactylus derjavini. Dis. Aquat. Org. 35: 13–
22pp.
Bush, A.O.; Lafferty, K.D.; Lotz, J.M.; Shostak, A.W. 1997. Parasitalogy meets
ecology on its own terms: Margolis et al. Revisited. Journal of Parasitalogy,
83(4): 575-583.
Camargo, M.M.P.; Fernandes, M.N.; Martinez, C.B.R. 2009. How aluminium
exposure promotes osmoregulatory disturbances in the Neotropical freshwater
fish Prochilus lineatus. Aquatic Toxicology, 94: 40-46.
Campos, J.L.; Ono, E. A.; Istchuk, P.I. A. 2015. A cadeia de produção e preço do
Tambaqui. Revista Panorama da Aquicultura, 149: 42-45.
Carneiro, P.C.F.; Schorer, M. E.; Mikos, J.D. 2005. Tratamentos terapêuticos
convencionais no controle do ectoparasita, Ichthyophtirius multifiliis em jundiá
(Rhamdia quelen). Pesquisa Agropecuária Brasileira, 40(1): 99-102.
Carvalho, N.L.; Fernandes, C.H.V.; Moreira, V.E.S. 2002. Alimentação de Hoplias
malabaricus (Bloch, 1794) (Osteichthyes, Erythrinidae) no rio Vermelho,
58
Pantanal Sul Mato-Grossense. Revista de Brasileira de Zoociências. 4 (2):
227-236.
Carvalho, C. S.; Fernandes, M. N. 2006. Effect of temperature on copper toxicity and
hematological responses in the neotropical fish Prochilodus scrofa at low and
high pH. Aquaculture, 251: 109-117.
Carvalho, F. 2015. Aqua Nor 2015- A maior feira de aquicultura do mundo reuniu
500 empresas de 27 países. Panorama da aquicultura. 25 (150): 44-55.
Cavero, B.A.S.; Pereira-Filho, M.; Bordinhon, A.M.; Fonseca, F.A.L.; Ituassú, D.R.;
Roubach, R; Ono, E.A. 2004. Tolerância de juvenis de pirarucu ao aumento
da concentração de amônia em ambiente confinado. Pesquisa Agropecuária
Brasileira, 39: 513-516.
Cavero, B.A.S.; Fonseca, F.A.L. 2008. Pirarucu: situação atual e perspectivas na
região amazônica. Panorama da Aquicultura. 18(110): 32-49.
Chagas, E. C.; Araújo, L. D.; Gomes, L. C. ; Malta, J. C. O.; Varella, A. M. B. 2012.
Efeito do cloreto de sódio sobre as respostas fisiológicas e controle de
helmintos monogenóides em tambaqui (Colossoma macropomum). Acta
Amazonica. 42(3): 439 – 444.
Cohen, S. C.; Kohn, A.; Baptista-Farias, M. F. D. 2004. Ultrastructure of the tegument
of
Metamicrocotyla
macracantha
(Alexander,
1954)
Koratha,
1955
(Monogenea, Microcotylidae). Braz. J. Biol. 64(1): 27-31pp.
Chisholm, L.A.; Whittington, I.D. 2002. Efficacy of praziquantel bath treatments for
monogenean infections of the Rhinobatos typus. Journal of Aquatic Animal
Health, 14(3):230-234.
Colville, T.; Bassert, J. M. 2010. Anatomia e Fisiologia Clínica para Medicina
Veterinária. 2ª edição, Elsevier, Rio de Janeiro. p. 383 –385.
59
Cordeiro, L.N.; Athayde, A.C.R.; Vilela, V.L.R.; Costa, J.G.M.; Silva, W.A.; Araujo,
M.M.; Rodrigues, O.G. 2010. Efeito in vitro do extrato etanólico das folhas do
melão-de-São-Caetano (Momordica charantia L.) sobre ovos e larvas de
nematóides gastrintestinais de caprinos. Revista Brasileira de Plantas
Medicinais,12:421-426.
Corral, A.C.T. 2014. Uso do óleo essencial de Piper aduncum na ração para o
controle de nematóides de pirarucu (Arapaima gigas, Schinz 1822).
Dissertação de Mestrado. Universidade Nilton Lins/Instituto Nacional de
Pesquisas da Amazônia, Manaus, Amazonas. 69pp.
Costa, T. V. 2006. Identificação de novas espécies com potencial para criação em
cativeiro: Pescado capturado no estado do Amazonas. Dissertação de
mestrado. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro. Seropédica, Rio de
Janeiro. 65pp.
Costa, C.R.; Olivi, P.; Botta, C.M.R.; Espindola, E.L.G. 2008. A toxicidade em
ambientes aquáticos: discussão e métodos de avaliação. Quimica Nova,
31:1820-1830.
Costa, T. V.; Silva, R. R. S.; Souza, J. L.; Batalha, O. S.; Hoshiba, M. A. 2013.
Aspectos do consumo e comércio de pescado em Parintins. Bol. Inst. Pesca,
São Paulo, 39 (1): 63 – 75.
Copatti, C.E. 2008. Efeito do cloreto de sódio na dieta, dureza e pH da água na
sobrevivência, crescimento e fluxos iônicos de juvenis Rhamdia quelen
infectados com Ichthyophthirius multifillis (Fouquet, 1876). Tese de doutorado,
Universidade Federal de Santa Maria, RS, Brasil. 114p.
60
Corrêa, B.F.; Stohl, F.E.; Robaldo, R.B.; Pereira, D. I.B. 2013. Efeito in vitro de
químicos no crescimento micelial de Saprolegnia spp. Ciência Rural, 43:10211024.
Cozzi, R.R.F.; Robertson, G.N.; Spieker, M.; Claus, L.N.; Zaparilla, G.M.M.; Garrow,
K.L.; Marshall, W.S. 2015.Paracellular pathway remodeling enhances sodium
secretion by teleost fish in hypersaline environments. Journal of Experimental
Biology, 218: 1259-1269.
Cyrino, J.E.P.; Álvaro José de Almeida Bicudo, A.J.A.; Sado, R.Y.; Borghesi, R.;
Dairiki, J.K. 2010. A piscicultura e o ambiente – o uso de alimentos
ambientalmente corretos em piscicultura. Revista Brasileira de Zootecnia, 39:
68-87.
Das, B.K.; Pradhan, J.; Sahu, S. 2009. The effect of Euglena viridis on immune
response of rohu, Labeo rohita (Ham.). Fish & Shellfish Immunology, 26: 871876.
Del-Castillo, C.P.C. 2012. Exigência Proteica e Respostas Fisiológicas de juvenis de
pirarucu Arapaima gigas (Schinz, 1822). Dissertação de Mestrado, Instituto
Nacional de Pesquisas da Amazônia/ Fundação Universidade do Amazonas,
Manaus, Amazonas. 88p.
Diamond, J., Bowersox, M., Latimer, H., Barbour, C., Bearr, J., Butcher, J. (2005).
Effects of pulsed contaminant exposures on early life stages of fathead
minnow. Archives of Envionmental Contamination and Toxicology, 49 :511519.
Diniz, N. M.; Honorato, C. A. 2012. Algumas alternativas para diminuir os efeitos do
estresse em peixes de cultivo - revisão. Arquivos de Ciências Veterinárias e
Zoologia da UNIPAR, Umuarama, 15:149-154.
61
Ehrenberg, C. G. (1838). Die Infusionstierchen als volkommene Organismes: ein
Blick in das tiefere organische Leben der Natur. Leipzig: Leopold Voss, 547
pp.
Eiras, J.C.; Takemoto, R.M.; Massato, R.; Pavanelli, G.C. 2006. Métodos de estudo e
técnicas laboratoriais em parasitologia de peixes. Ed. UEM; Maringá, 2006,
169p.
Eiras, J.C.; Takemoto, R.M; Pavanelli, G.C. 2010. Diversidade dos parasitas de
peixes de água doce do Brasil, Maringá, 333p.
Evans, D. H.;
Claiborne, J. B. 2009. Osmotic and ionic regulation in fishes. In:
Osmotic and Ionic Regulation. Cells and animals (ed. D. H. Evans), pp. 295–
366. CRC Press, Boca Raton, Fla.
Fajer-Ávila, E.; Farra, I.A.; Aguilar-Zarate, G.; Contreras-Arce, R.; Zaldivar-Ramirez,
J.; Betancourt-Lozano, M. 2003. Toxicity of formalin to bullseye puffer fish
(Shoeroides annulatus Jenyna, 1843) and its effectiveness to control
ectoparasites. Aquaculture, 223: 41-50.
Feijó MM, Arana S, Ceccarelli PS, Adriano EA. Light and scanning electron
microscopy of Henneguya arapaima n. sp. (Myxozoa: Myxobolidae) and
histology of infected sites in pirarucu (Arapaima gigas: Pisces: Arapaimidae)
from the Araguaia River, Brazil. Vet Parasitol 2008; 157(1-2): 59-64.
http://dx.doi.org/10.1016/j.vetpar.2008.06.009. PMid:18771855
Feng, M.B.; Qu, R.; Li, Y.; Wei, Z.; Wang, Z. 2014.Biochemical biomarkers in liver
and gill tissues of freshwater fish Carassius auratus following in vivo exposure
to hexabromobenzene. Environmental Toxicology, 29(12):1460-1470.
Ferraris Jr., C. J. 2003. Arapaimatidae. p. 31. In: Reis, R.E.; Kullander, S.O.; Ferraris,
Jr, C.J. (Eds.). Check list of the freshwater fishes of South and Central
America. Edipucrs, Porto Alegre.
62
Ferreira, M.S.; Aride, P.H.R.; Silva, M.N.P.; Val, A.L. 2013. Efeito da quantidade de
proteína na dieta e treinamento físico sobre parâmetros fisiológicos e
zootécnicos de matrinchã (Brycon amazonicus, Günther 1869). Acta
Amazonica, 43(4) 2013: 439-446.
Figueiredo, E. S. A. 2013. Biologia, conservação e manejo participativo de pirarucus
na Pan-Amazônia. Instituto de desenvolvimento Sustentável Mamirauá. Tefé,
Amazonas. 278pp.
Forwood, J.M.; Harris, J.O.; Deveney, M.R. 2013. Validation of a rapid counting
method for assessing treatment efficacy against Lepidotrema bidyana infecting
silver perch Bidyanus bidyanus. Diseases of Aquatic Organisms, 105: 253257.
Fuangsawat, W.; Abking, N.; Lawhavinit, O.
2011. Sensitivity comparison of
pathogenic aquatic fungal hyphae to sodium chloride, hydrogen peroxide,
acetic acid and povidone iodine.v Kasetsart Journal of Natural Science, 45:8489.
Fujimoto, R.Y.; Vendruscolo, L.; Schalch, S.H.C.; Moraes, F.R. 2006. Avaliação de
três diferentes métodos para o controle de monogenéticos e Capillaria sp.
(Nematoda: Capillariidae), parasitos de acará-bandeira (Pterophyllum scalare
Liechtenstein,1823). Boletim Instituto de Pesca de São Paulo, 32(2):183-190.
Garcia, L.O.; Becker, A.G.; Copatti, C.E.; Baldisseroto, B.; Radunz Neto, J. 2007.
Salt in the food and water as a supportive therapy for Ichthyophthirius multifiliis
infestation on silver catfish, Rhamdia quelen, fingerlings. Journal of the World
Aquaculture Society, Boston, 38(1): 1-11.
63
Gastalho, S.; Silva, G.J.D.; Ramos, F. 2014. Antibiotics in aquaculture and bacterial
resistance: Health care
impact. Acta Farmacêutica Portuguesa. 3(1): 28-
44.
Ghelf, A. 2014. Efeitos toxicológicos do diclofenaco em peixes Rhamdia quelen.
Dissertação de mestrado. Universidade Federal do Paraná, Curitiba. 72pp.
Gomes, L.C.; Chippari-Gomes, A.R.; Lopes, N.P.; Roubach, R.; Araujo-lima, C.
A.R.M.E.; Urbinati, E.C. 2003. Effect of fish density on the stress physiological
responses and mortality of juvenile tambaqui Colossoma macropomum during
transportation. Journal of the World Aquaculture Society, 34(1): 76-84.
Gomes, A. L. S. 2007. Estrutura da comunidade de metazoários parasitos do
Arapaima gigas (Schinz, 1822) (Osteichthyes: Arapaimatidae) da reserva de
desenvolvimento sustentável Mamirauá, Amazonas. Tese de doutorado.
Instituto Nacional de pesquisas da Amazônia/Fundação Universidade do
Amazonas. Manaus, Amazonas. 56pp.
Gomes, A.L.; Bernardino, G.; Costa, A.B.; Corrêa, M.A.; Feitosa, C.P. 2012.
Investigação sanitária de peixes cultivados no Estado do Amazonas. Anais do
V Aquaciência, Palmas, TO, 1-5 de julho.
Gonzalez, R.J.; Brauner, C.J.; Wang, Y.X.; Richards, J.G.; Patrick, M.L.; Xi, W.;
Matey, V.; Val, A.L. 2010. Impact of ontogenetic changes in branchial
morphology on gill function in Arapaima gigas. Physiological and Biochemical
Zoology, 83: 322-332.
Griffin, B.R.; Davis, K.B.; Darwish, A.; Straus, D.L. 2002. Effect of exposure to
potassium permanganate on stress indicators in channel catfish Ictalurus
punctatus. Journal of the World Aquaculture Society. 33(1): 1-9.
Guiloski, I. C. 2014. Efeitos bioquímicos, genéticos, hematológicos, morfológicos e
64
reprodutivos dos micropoluentes diclofenaco e paracetamol em Rhamdia quelen
(Pisces: Teleostei). Tese de doutorado. Universidade Federal do Paraná,
Curitiba, Paraná. 116pp.
Gutierre, S.M.M. 2011. Ferramentas fisiológicas para avaliação do potencial invasor
de peixes dulcícolas. Dissertação de mestrado. Universidade Federal do
Paraná, Curitiba. 73pp.
Halton, D. W. 1978. Trans-tegumental absorption of L-alanine and L-leucine by a
monogenean, Diclidophora merlangi. Parasitology. 76(1): 29-37pp.
Hamilton, M.A.; Russo, R.C.; Thurton, R.V. 1977. Trimed Spearman-Karber method
for estimating median lethal concentration in toxicity biossays. Environmental
Science & Technology, 11(7): 714-719.
Honczaryk, A.;Inoue, L. A. K. A. 2009. Anestesia do pirarucu por aspersão
diretamente nas brânquias do eugenol em solução aquosa. Ciência Rural.
39(2): 577-579.
IBAMA- Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis.
Portaria IBAMA n° 08, 2 de fevereiro de
1996. Encontrado em:
http://www.icmbio.gov.br/cepsul/images/stories/legislacao/Portaria/1996/p_iba
ma_08_1996_regulamentapescabaciahidroraficarioamazonas.pdf.
Acesso
em: 20/09/2015.
IBAMA- Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis.
Instrução normativa IBAMA-AM nº 01, de 01 de junho de 2005. Encontrado
em:
http://www.icmbio.gov.br/cepsul/images/stories/legislacao/Instrucao_normativ
a/2005/in_ibama_01_2005_am_regulamenta_pesca_pirarucu_am.pdf. Acesso
em: 20/09/2015.
65
Imbiriba, E.P. 2001. Potencial da criação de pirarucu, Arapaima gigas (Shinz, 1822)
em cativeiro. Acta Amazonica. 31(2): 299-316.
Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE). 2014. Produção da Pecuária
Municipal (2013).
Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE). 2015. Produção da Pecuária
Municipal (2014).
Ishikawa, M. M.; Pádua, S.B.; Satake, F.; Pietro, P.S. de; Hisano, H. 2010.
Procedimentos básicos para colheita de sangue em peixes. Embrapa
Agropecuária Oeste, Dourados. Circular técnica, 17. 8pp.
Jithendran, K.P.; Natarajan, M.; Azad, I.S. 2008. Crustacean parasites and their
management in brackishwater finfish culture. Marine Finfish Aquaculture
Network, 47–50.
Júnior, D.A.C.; Oliveira, P.R. 2005. Avaliação in vitro da eficácia de acaricidas sobre
Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acari: Ixodidae) de bovinos no
município de Ilhéus, Bahia, Brasil. Ciência Rural, 35:1386-1392.
Johansen, I.B.; Sorensen, C.; Sandvik, G.K.; Nilsson, G.E.; Höglund, E.; Bakken, M.;
Overli, O. 2012. Neural plasticity is affected by stress and heritable variation in
stress coping style. Comp Biochem Physiol Part D Genomics Proteomics.
7(2): 161-71.
Kabata, Z. 1985. Parasites and diseases of fish cultured in the tropics. Taylor and
Francis Ltd., London, UK. 318p.
Kavitha, C., Ramesh, M., Kumaran S.S., Lakshmi, S.A., 2011. Toxicity of Moringa
oleifera seed extract on some hematological and biochemical profiles in a
fresh water fish, Cyprinus carpio. Experim. and Toxicol. Pathol. 64, 7-8: 681-7.
66
Kearn, G.C. 1994. Evolutionary expansion of the Monogenea. International Journal
for Parasitology, 24(8): 1227-1271.
Khodabandeh, S.; Abtahi, B. 2006. Effect of sodium chloride, formalin and iodine on
the hatching success of common carp, Cyprinus carpio, eggs. Journal of
Applied Ichthyology, .22: 54-56.
Kirsten, I. F.; Ruck L. P.; Mateus, L. A. F.; Catella, A. C.; Lima, I. S. 2012. A pesca do
pirarucu (Arapaima sp.) na bacia do rio Araguaia em Mato Grosso – Brasil.
Bol. Inst. Pesca, São Paulo. 38: 131 – 144.
Kritsky, D.C.; Boeger, W.A.; Thatcher, V.E. 1985. Neotropical Monogenea 7.
Parasites of the pirarucu, Arapaima gigas (Cuvier), with descriptions of two
new species and redescription of Dawestrema cycloancistrium Price and
Nowlin, 1967 (Dactylogyridae: Ancyrocephalinae). Proceedings of the
Biological Society of Washington, 98: 321-331.
Luz, R. K.; Dos Santos, J. C. E. 2008. Avaliação da tolerância de larvas do pacamã
Lophiosilurus alexandri Steindachner, 1877 (Pisces: Siluriformes) a diferentes
salinidades. Acta Scientiarum. Biological Sciences, 30:p.345-350.
Nowlin, 1967 (Dactylogyridae: Ancyrocephalinae). Proceedings of the Biological
Society of Washington, 98: 321-331.
Kim, W. B.S. 2012. Therapeutic review: Sodium chloride. Journal of Exotic Pet
Medicine. 21 (2012): 94–98pp.
Klein, S. 2004. Utilização de produtos químicos no controle de Ichthyophtirius
multifiliis,
Fourquet
(1876)
em
alevinos
de
surubim
do
Iguaçu
Steindachneridion sp., Garavello (1991). Semina: Ciencias Agrárias, 25(1): 5158.
Kolodziejska, M.; Maskowska, J.; Bialk-Bienlinska, A.; Steudte, S.; Kumirska, J.;
Stepnowski, P.; Stefan, S. 2013. Aquatic toxicity of four veterinary drugs
67
commonly applied fish farming and animal husbandry. Chemosphere,
93:1253-1259.
Kubtiza, F.; Kubtiza, L.M.M. 1999. Principais parasitoses e doenças dos peixes
cultivados. 3 ed. Jundiaí. 96p.
Kubtiza, F. 2003. Amenizando as perdas de alevinos após o manejo e o transporte.
Revista Panorama da Aquicultura. 43 e 44:(7).
Kubtiza, F.; Kubtiza, L.M.M. 2004. Principais parasitoses e doenças dos peixes
cultivados. 4ª. ed. Jundiaí, 2004. 118 p.
Kubitza, F.A. 2007. Versatilidade do sal na piscicultura. Panorama da aquicultura.
Rio de Janeiro, setembro/outubro, p.36-41.
Kubtiza, F. 2015. Aquicultura no Brasil- Principais espécies, áreas de cultivo, rações,
fatores limitantes e desafio. Revisa Panorama da Aquicultura, 25(150): 10-23.
2015.
Langford, K.; Oexnevad, S. ; Schoeyen, M.; Thomas, K.L.; 2014. Do antiparasitic
medicines used in aquaculture pose a risk to the Norwegian Auqatic
Environment? Environmental Science & Tecnology, 48:7774.
Leite, C.A.L. 2011. Noções aplicadas sobre manejo higiênico-sanitário em
piscicultura
comercial.
66p.
(www.nucleoestudo.ufla.br/naqua/arquivos/Manejo). Acesso em 25/09/2013.
Lima, L.G.; Batista, V.S. 2012. Estudos etnoictiológicos sobre o pirarucu Arapaima
gigas na Amazônia Central. Acta Amazonica, 42(3): 337-344.
Lombardi, J. V. 2004. Fundamentos de Toxicologia Aquática. In: Ranzani-Paiva,
M.J.T.; Takemoto, R.M.; Lizama, M. de los A.P. (Eds). Sanidade de
organismos aquáticos. Varela, São Paulo, Brasil. p. 263-272.
68
Lopes, S.; Biondo, A.; Santos, A. 2007. Manual de Patologia Clínica Veterinária.
Santa Maria: Universidade Federal de Santa Maria - Centro de Ciências
Rurais. 3ª edição, Santa Maria, Rio Grane do Sul. 117pp.
Luque, J.L. 2004. Biologia, epidemiologia e controle de parasitos de peixes. Revista
Brasileira de Parasitologia Veterinária, 13: 161-164.
Lupchinski – Jr, E.; Vargas, L.; Ribeiro, R.P.; Moreira, H.L.M.; Valentim, M.; Povh,
J.A. 2006. A importância da utilização da técnica RAPD para a identificação
de dactilogirídeos em Tilápias do Nilo (Oreochromis niloticus). Arquivo de
Ciências Veterinárias e Zoologia da UNIPAR, 9(1): 49-57.
Macedo, C.F.; Sipaúba-Tavares, L.H. 2010. Eutrofização e qualidade da água na
piscicultura: Consequências e recomendações. Boletim Instituto de Pesca de
São Paulo, 36(2): 149-163.
Macedo, C.R.; Luz, L.F.M.; Lima, A.C.S; Castro, C.M.V.A. 2013. Influência de
diferentes concentrações de NaCl em embriões e alevinos de teleósteos –
Revisão. XIII Jornada de ensino, pesquisa e extensão – JEPEX 2013 –
UFRPE.
Maciel, P.O. 2009. Efeito do praziquantel sobre as variáveis sangüíneas de
Colossoma macropomum Curvier, 1818 (Characidae: Serrasalminae) e sua
eficiência como anti-helmíntico no controle de parasitas monogenóides
(Plathyhelminthes:
Monogenoidea).
Dissertação
de
mestrado.
Instituto
Nacional de Pesquisa da Amazônia/ Fundação Universidade do Amazonas,
Manaus, Amazonas. 81pp.
Maddison, J. E.; Page, S. W.; Church, D. B. 2010. Farmacologia clínica de pequenos
animais. 2ª edição. Saunders Elsevier, Rio de Janeiro. 247pp.
69
Magalhães, F.G.L. 2010. O uso do cipó-alho (Adenocalymna alliacea) no combate
de monogenéticos, parasitos do tambaqui (Colossoma macropomum, Cuvier,
1818), criado em cativeiro. Dissertação de Mestrado, Universidade Nilton Lins,
Manaus, Amazonas, 40p.
Magondu, E. W.; Rasowo, J.; Oyoo-Okoth, E.; Charo-Karisa, H. 2011. Evaluation of
sodium chloride (NaCl) for potential prophylactic treatment and its short-term
toxicity to African catfish Clarias gariepinus (Burchell 1822) yolk-sac and
swim-up fry. Aquaculture. 319(2011): 307–310.
Maqbool, A.; Ahmed, I.; Sheikh, Z. A. 2014. Effects of two commonly used
anticoagulants on haematology and erythrocyte morphology of rainbow trout
(Oncorhynchus mykiss). International Journal of Fisheries and Aquatic
Studies. 2(1): 239-243.
Marchioro, M.I.; Baldisserotto, B. 1999. Sobrevivência de alevinos de jundiá
(Rhamdia quelen Quoy & Gaimard, 1824) à variação de salinidade da água.
Ciência Rural, Santa Maria, 29(2): 315-318.
Marinho, R.G.B.; Tavares-Dias, M.; Dias-Grigório, M.K.R.; Neves, L.R.; Yoshioka, E.
T.O.; Boijink, C.L.; Takemoto, R.M. 2013. Helminthes and protozoan of farmed
pirarucu (Arapaima gigas) in eastern Amazon and host-parasite relationship.
Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 65(4): 1192-1202.
Martins, M. L. 2004. Cuidados básicos e alternativas no tratamento de enfermidades
de peixes na aqüicultura brasileira, p.357-370. In: Ranzani-Paiva M. J.;
Takemoto R. M.; Lizama M. A. P. (Eds), Sanidade de Organismos Aquáticos.
Editora Varela, São Paulo, 2004.
Martins, M.L.; Onaka, E.M.; Moraes, F.R.; Fujimoto, R.Y. 2001. Mebendazole
treatment against Anacanthorus penilabiatus (Monogenea: Dactylogygidae)
gill parasite of cultivated Piaractus mesopotamicus (Osteichthyes: Characidae)
in Brazil. Acta Parasitologica, 46(4): 332-336.
70
Martins, M.L. 2004. Cuidados básicos e alternativas no tratamento de enfermidades
de peixes na aquicultura brasileira. In: Ranzani-Paiva, M.J.T.; Takemoto, R.M.;
Lizama, M. de los A.P. (Eds). Sanidade de organismos aquáticos. Varela, São
Paulo, Brasil. p.357-370.
Maruyamal, K. R.; Val, A. L. 1998. Efeito da salinidade sobre a homeostase iônica e
parâmetros hematológicos de Colossoma macropomum (Cuvier, 1818). In:
Congresso Brasileiro de zoologia, 22, Recife, Anais. p. 240.
Mattioli, C. C. 2014. Efeito da salinidade da água sobre juvenis de pacamã
Lophiosilurus alexandri. Dissertação de mestrado. Universidade Federal de
Minas Gerais, Belo Horizonte. 66pp.
Mainous AG, 3rd, Diaz VA, Knoll ME, Hulihan MM, Grant AM, Wright RU. Transferrin
saturation and hospital length of stay and mortality in Medicare beneficiaries. J
Am Geriatr Soc. 2013A;61(1):132–136.
Mccormick, S.D.; Regish, A.M.; Christensen, A.K.; Björnsson, B.T. 2013. Differential
regulation of sodium–potassium pump isoforms during smolt development and
seawater exposure of Atlantic salmon. The Journal of Experimental Biology.
216: 1142-1151pp.
Medeiros, P.A. 2014. Dietas práticas com diferentes níveis de proteína e energia na
alimentação de juvenis de pirarucu Arapaima gigas (Schinz, 1822) durante a
engorda em tanque-rede. Dissertação de Mestrado, Instituto Nacional de
Pesquisas da Amazônia/ Fundação Universidade do Amazonas, Manaus,
Amazonas. 61p.
Menezes, J. O.; Chagas, E. C.; Chaves, F. C. M.; Fujimoto, R. Y. 2014. Efeito de
Óleo Essencial de Alfavaca Cravo (Ocimum gratissimum) no Controle de
Parasitos Monogenóides de Tilápia do Nilo (Oreochromis niloticus). Anais, IV
71
Seminário de Iniciação Científica e Pós-Graduação da Embrapa Tabuleiros
Costeiros.
Mifsud, C.; Rowland, S.J. 2008. Use of salt to control ichthyophthiriosis and prevent
saprolegniosis in silver perch, Bidyanus bidyanus. Aquaculture Research,
39(11): 1175-1180.
Mikos, J. D. 2011. Efeito do transporte sobre o estresse e a qualidade da carne de
tilápia do Nilo (Oreochromis niloticus). Dissertação de mestrado. Pontifícia
Universidade Católica do Paraná, São José dos Pinhais. 63pp.
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA). 2012. Plano Agrícola e
Pecuário 2011-2012 / Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento.
Secretaria de Política Agrícola. – Brasília: Mapa/SPA,2011.92 p.
Ministério da Pesca e Aquicultura (MPA). 2012. Boletim Estatístico da Pesca e
Aquicultura.(http://www.mpa.gov.br/images/Docs/Informacoes_e_Estatisticas/
Boletim%20Estat%C3%ADstico%20MPA%202010.pdf). Acesso em: Agosto
de 2013.
Ministério da Pesca e Aquicultura – MPA. 2013. Boletim Estatístico da Pesca e
Aquicultura.(http://www.mpa.gov.br/images/Docs/Informacoes_e_Estatisticas/
Boletim%20MPA%202011FINAL3.pdf). Acesso em: Agosto de 2013.
Miron, D.S.; Silva, L.V.F.; Golombieski, J.; Baldisserotto. B. 2003. Efficacy of different
salt (NaCl) concentrations in the treatment of Ichtyophthirius multifiliis infected
silver catfish, Rhamdia quelen, fingerlings. Journal Apply Aquaculture, 14(1/2):
155-161.
Moraes, F.R.; Martins, M.L. 2004. Condições predisponentes e principais
enfermidades de teleósteos em piscicultura intensiva. In: Cyrino, J.E.P.;
Urbinati, E.C.; Fracalossi, D.M.; Castagnollli, N. (Eds.), Tópicos Especiais em
72
Piscicultura de Água Doce Tropical Intensiva. Sociedade Brasileira de
Aquicultura e Biologia Aquática, p. 343-386.
Natt, M.P.; Herrick, C.A. 1952. New blood diluent for counting the erythrocytes and
leukocytes of the chicken. Poultry Sci. (31): 735–738.
Noga, E.J. 2010. Fish Disease: Diagnosis and Treatment. U.S. Library of Congress.
538p.
Oba, E.T.; Mariano, W.S.; Santos, L.R.B. 2009. Estresse em peixes cultivados:
agravantes e atenuantes para o manejo rentável. In: Tavares-Dias, M. (Ed.)
Manejo e Sanidade de Peixes em Cultivo. EMBRAPA. Amapá, Macapá. p.226247.
OECD, 1992. Guideline for testing of chemicals. Fish, Acute Toxicity Test. 9p.
Oliveira, E.A.S. 2011.Processamento das drogas no organismo. Disponível (on line)
em: http://www.easo.com.br/. Acesso em: 15/08/2014.
Onaka, E.M.; Martins, M.L.; Flávio Ruas de Moraes, F.R. 2003. Eficácia do
albendazol e praziquantel no controle de Anacanthorus penilabiatus
(Monogenea: Dactylogyridae), parasito de pacu Piaractus mesopotamicus
(Osteichthyes: Characidae) em banhos terapêuticos. Boletim Instituto de
Pesca de São Paulo, 29(2): 101-107.
Ono, E. A. 2011. A produção de Pirarucu no Brasil: uma revisão geral. Revista
Panorama da Aquicultura, 21(124): 40-45.
Osman, A.G.M.; Koutb, M.; Sayed, A. El-Din H. 2010. Use of hematological
parameters to assess the efficiency of quince (Cydonia oblonga Miller) leaf
extract in alleviation of the effect of ultraviolet – A radiation on African catfish
73
Clarias
gariepinus
(Burchell,
1822),
Journal
of
Photochemistry
and
Photobiology B: Biology, 99: 1-87.
Paixão, L. F.; Santos, R. F. B.; Ramos, F. M.; Fujimoto, R. Y.; 2013. Efeitos do
tratamento com formalina e sulfato de cobre sobre os parâmetros
hematológicos e parasitos monogenéticos em juvenis de Hemigrammus sp.
(Osteichthyes: Characidae). Acta Amazonica. 43(2): 211-216.
Park, S.B.; Jang, H.B.; Fagutao, F.F.; Kim, Y.K.; Nho, S.W.; Cha, I.S.; Yu, J.E.; Jung,
T.S. 2014. Combination treatment against scuticociliatosis by reducing the
inhibitor
effect
of
mucus
in
olive
flounder
Paralichthy
solivaceus.
Fish and Shellfish Immunology, 38(2): 282-286.
Paseto, A. 2011. Identificação de Parasitos de Peixes Cultivados e Selvagens em
Mato Grosso do Sul. Trabalho de Conclusão de Curso (para obtenção do
título de Engenheira de Aquicultura). Universidade Federal de Santa Catarina.
Florianópolis/SC, 52pp.
Pavanelli, G. C.; Eiras, J. C.; Takemoto, R. M. 1998. Doenças de Peixes: Profilaxia,
Diagnóstico e Tratamento. EDUEM: Universidade Estadual de Maringá. 264p.
Pavanelli, G. C.; Eiras, J. C.; Takemoto, R. M. 2008. Doenças de peixes. Profilaxia,
diagnóstico e tratamento. EDUEM: Universidade Estadual de Maringá. 305p.
Pelster, B.; Egg, M. 2015. Multiplicity of hypoxia-Inducible transcription factors and
their connection to the circadian clock in the Zebrafish. Physiological and
biochemical zoology. 88: 146-157.
Pickering, A. D. 1981. Introduction : the concept of biological stress, p.2-9. In:
Pickering (ed). Stress and fish. London, New York. Academic Press, London
and New York.
74
Prodocimo, V.C.F.; Souza, C.; Pessini, L.C.; Fernandes, C.A.; Freire. 2008.
Metabolic substrates are not mobilized from the osmoregulatory organs (gills
and kidney) of the estuarine pufferfishes Sphoeroides greeleyi and S.
testudineus upon short-term salinity reduction. Neotropical Ichthyology. 6(4):
613-620.
Queiroz, M. N. 2012. Efeito do extrato aquoso da Piper aduncum L no controle de
parasitas monogenéticos (Plathyhelminthes: Monogenoidea) e parâmetros
fisiológicos do pirarucu Arapaima gigas (Schinz 1822). Dissertação de
mestrado. Universidade Nilton Lins em ampla associação com o Instituto
Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA). 73pp.
Quesada, S.P.; Paschoal, J.A.R.; Reyes, F.G. R. 2013. Considerations on the
Aquaculture development ando n the use veterinary drugs: Special issue for
fluoroquimolones – a review. Journal of Food Science, 78: 1321-1333.
Rand, G.M. 2008. Fish Toxicity Studies. In: Giulio, R.T.D.; Hinton, D.E. The
Toxicology of Fishes. CRC Press, Taylor e Francis Group, Boca Raton,
London, New York. p.659-679.
Randall, D.; Burggren, W.; French, K. 2011. Fisiologia animal: Mecanismos e
adaptações. 4ª edição. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro. 729pp.
Robinson, R. A.; Stokes, R. H. 2002. Electrolyte solutions. 2 ed. revised. Dover
publications, INC. Mineola, New York. 590pp.
Rodrigues, M.V. 2010. Presença do parasita anisaquídeo em pescada (Cynoscion
spp.) como ponto crítico de controle na cadeia produtiva do pescado
comercializado na baixada santista. Dissertação de Mestrado, Instituto
Biológico, São Paulo, 72p.
75
Rodrigues, R.A.; Campos, C.M. Uso do sal comum no controle de Ichthyophthirius
multifillis em juvenis de Pseudoplatystoma spp. In: Anais EPEX –
ENIC/UEMS, 2011.
Sabino, S. T. 2011. Efeitos do tratamento com NaCl na osmorregulação e resposta
de estresse do peixe Prochilodus lineatus. Dissertação (Mestrado em
Programa Multicêntrico em Ciências Fisiológicas) - Universidade Estadual de
Londrina.
Santos, S.M.C.; Ceccarelli, P.S.; Luque, J.L. 2008. Helmintos parasitos do pirarucu,
Arapaima gigas (Schinz, 1822) (Osteoglossiformes: Arapaimidae), no rio
araguaia, estado de Mato Grosso, Brasil. Revista Brasileira de Parasitologia
Veterinária, 17(3): 171-173.
Schalch, S.H.C.; Tavares-Dias, M.; Onaka, E.M. 2009. Principais métodos
terapêuticos para peixes em cultivo. In: Tavares- Dias, M. (Org.) Manejo e
Sanidade de Peixes em Cultivo. Embrapa Amapá, Macapá, AP. p.226-247.
Schalch, S.H.C. 2011. Impactos causados por parasitoses em peixes criados na
região noroeste paulista do estado de São Paulo. Pesquisa & Tecnologia,
Apta regional.
Schelkle, B.; Doetjes, R.; Cable, J. 2011. The salt myth revealed: treatment of
gyrodactylid
infections
on
ornamental
guppies,
Poecilia
reticulata.
Aquaculture. 311,74–79.
Schenkel, A.C.; Bernardi, M.L.; Bortolozzo, F.P. 2010. Body reserve mobilization
during lactation in first parity sows and its effect on second litter size. Livestock
Science, 132:165-172.
76
Serviço Brasileiro de Apoio ás Micro e Pequenas Empresas (SEBRAE). 2010.
Manual de boas práticas de produção e cultivo do pirarucu em cativeiro. Porto
Velho. (www.projetopacu.com.br/public/paginas). Acesso em 20/08/2013.
Serviço Brasileiro de Apoio às Micro e Pequenas Empresas (SEBRAE). 2013.
Manual de boas práticas de produção do pirarucu em cativeiro. Projeto
estruturante do Pirarucu da Amazônia. Brasília, 46pp.
Serviço Brasileiro de Apoio ás Micro e Pequenas Empresas (SEBRAE). 2014.
Manual de boas práticas de reprodução de pirarucu em cativeiro. 1 edição.
2013, Porto Velho, 6-72.
Silva, A. L.; Marcassi Alves, F. C.; Andrade Talmelli, E. F.; Ishikawa, C. M.; Nagata,
M. K.; Rojas, N. E. T. 2009. Utilização de cloreto de sódio, formalina e a
associação destes produtos na eliminação de ectoparasitas em larvas de
tilápia (Oreochromis niloticus). Boletim do Instituto de Pesca, São Paulo,
35(4): 597 – 608.
Silva, R. M. 2013. Substituição parcial da farinha de peixe pelo farelo de soja na
dieta de juvenis de pirarucu Arapaima gigas (SCHINZ, 1822). Dissertação de
Mestrado. Universidade Nilton Lins. Manaus, Amazonas. 55 pp.
Silveira, U. S.; Logato, P. V. R.; Pontes, E. C. 2009. Fatores estressantes em peixes.
Revista eletrônica nutritime. 6:1001-1017.
Shephard, K.L. 1994. Functions for fish mucus. Reviews in Fish Biology and
Fisheries, 4: 401-429.
Soares, M. C. F.; Noronha, E. A. P. 2007. Pirarucu, Arapaima gigas: Uma revisão
bibliográfica visando à aqüicultura sustentavél. 1º Congresso Brasileiro de
Produção de Peixes Nativos de Água Doce. Mato Grosso do Sul.
77
Souza, R.T.Y.B; Oliveira, S.R.; Ono, E.A.; Andrade, J.I.A.; Brasil, E.M.; Marcon, J.L. ;
Tavares- Dias, M.; Affonso, E. G. Respostas fisiológicas em Pirarucu
Arapaima gigas Cuvier, 1829 (Osteoglossidae) transportados com diferentes
concentrações de cloreto de sódio. CIVA 2006 (IV Congreso Iberoamericano
Virtual de Acuicultura 2006), 1048-1053.
Sokal, R.R.; Rohlf, F.J. 2009. Introduction to Biostatistics. 2ed. Ed. Dover edition.
2009, 366p.
Spinosa, H. S.; Górniak, S. L.; Bernardi, M. M. 2006. Farmacologia aplicada à
medicina veterinária. 4ª edição, Guanabara Koogan, Rio de Janeiro. 742pp
Sitjá-Bobadilla, A.; Alvarez-Pellitero, P. 2009. Experimental transmission of
Sparicotyle chrysophrii (Monogenea: Polyopisthocotylea) to gilthead seabream
(Sparus aurata) and histopathology of the infection. Folia Parasitologica,
56(2): 143-15.
Sudová, E.; Piacková, V.; Kroupová, H.; Pijácek, M.; Svobodova, Z. 2009. The effect
of praziquantel applied per os on selected haematological and biochemical
indices in common carp (Cyprinus carpio L.). Fish Physiology and
Biochemistry, 35: 599-605
Takemoto, R. M.; Lizama, M. L. A. P.; Guidelli, G. M.; Pavannelli, G. C. 2004.
Parasitos de peixes de águas continentais. In. Ranzani-Paiva, M. J. T.;
Takemoto, R. M.; Lizama, M. L. A. P. Sanidade de Organismos Aquáticos.
Varela, São Paulo, 2004. 179-198p.
Tavares-Dias, M.; Tenani, R. A.; Gioli, L. D.; Faustino, C. D. 1999. Cracterísticas
hematológicas de teleósteos brasileiros. II. Parâmetros sanguíneos do
Piaractus mesopotamicus, Holmberg, 1887 (Ostheichthyes: Characidae) em
policultivo intensivo. Revista Brasileira de Zoologia. 16 (2): 423-431.
78
Tavares-Dias, M.; Moraes, F. R. 2004. Hematologia de peixes teleósteos. Ribeirão
Preto. 144pp.
Tavares-Dias, M.; Araújo, C.S.O.; Gomes, A. L. G.; Andrade, S. M. S. 2010. Relação
peso-comprimento e fator de condição relativo (Kn) do pirarucu Arapaima
gigas Schinz, 1822 (Arapaimatidae) em cultivo semi-intensivo no estado do
Amazonas, Brasil. Revista Brasileira de Zoociências . 12(1): 59-65.
Tavares-Dias, M.; Ferreira, J.S; Affonso, E.G.; Ono, E.A.; Martins, M.L. 2011.
Toxicity and effects of copper sulfate on parasitic control and hematological
response of tambaqui, Colossoma macropomum. Boletim do Instituto de
Pesca, São Paulo, 37(4): 355-365.
Tavechio, H.L.G.; Guidelli, G.; Portz, L. 2009. Alternativas para a prevenção e o
controle de patógenos em piscicultura. Boletim do Instituto de Pesca, 35: 335341.
Thatcher, V. E. 1991. Amazon fish parasites. Amazoniana, v. 11, p. 263-572.
Thatcher, V. E. 2006. Amazon fish parasites. Amazoniana, Sofia–Moscow 509p.
Travassos, L.; Teixeira de Castro, J. F.; Kohn, A. 1928. Trematódeos do Brasil.
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 67: 1-866.
Urbinati, E.C.; Carneiro, P.C.F. 2001. Metabolic and hormonal responses of the
matrinxã Brycon cephalus (Teleostei: Characidae) to the stress of transport
under the influence of benzocaine. Journal of the Aquaculture in the Tropics,
16(1): 75-85.
Urbinati, E. C.; Zanuzzo, F. S.; Biller-Takahashi. 2014. Estresse e sistema imune em
peixes. In: Baldisserotto, B. Cyrino, J. E. P.; Urbinati, E. C. 2014. Biologia e
fisiologia de peixes neotropicais de água doce. FUNEP, UNESP. Jaboticabal,
São Paulo. p. 87-105.
79
United States Environmental Protection Agency (USEPA), 2002. Methods for
Measuring the Acute Toxicity of Effluents and Receiving Waters to Freshwater
and Marine Organisms.1200 Pennsylvania Avenue, NW. Washington, DC. 15ª
Ed. 266p.
Val, A.L.; da Silva, N.M.; Almeida -Val, V.M.F. 2004. Estresse em peixes – Ajustes
fisiológicos e distúrbios orgânicos. p. 75-88. In: Ranzani-Paiva, M.J.T.;
Takemoto, R.M.; Lizama, M.de los A. Sanidade de Organismos Aquáticos.
Livraria Varella Editora, São Paulo: 426pp.
Val, A.L.; Menezes, A.C.L.; Ferreira, M.S.; Silva, M.N.P.; Araújo, R.M.; Almeida Val,
V M.F. 2006. Estresse em peixes: respostas integradas para a sobrevivência
e adaptação. In: Silva Souza, A. T. (org.). Sanidade de organismos aquáticos
no Brasil. Maringá: Abrapoa. p. 211-228
Vargas, L. 2004. Efeito da vitamina C, da vitamina E, do cloreto de sódio e da
formalina na ocorrência de ectoparasitos em tilápias do Nilo (Oreochromis
niloticus). In: Ranzani-Paiva, M.J.T.; Takemoto R.M.; Lizama M.A.P. (Eds),
Sanidade de Organismos Aquáticos. Editora Varela, São Paulo, 2004.
Sanidade de organismos aquáticos. São Paulo. p.371-382.
Verdouw, H., Van Echted C.J.A., Dekkers, E.M.J. 1978. Ammonia determination
based on indophenol formation with sodium silicylate. Water Research; 12:
397-402.
Xavier, G.F. 2006. Tópicos de fisiologia comparativa. Departamento de Fisiologia do
Instituto de Biociências – USP. 112pp.
Zaccone, G.; Meseguer, J.; García-Ayala, A.; Kapoor, B.G. 2009. Fish Defenses. 234
May Streem, Enfield, New Hampshire, United States of America: Science
Publishers.
80
Walencik, J.; Witeska, M. 2007. The effects of anticoagulants on hematological
indices and blood cell morphology of common carp (Cyprinus carpio L.).
Comparative
Biochemistry
and
Physiology:
Part
C:
toxicology
and
pharmacology, Elmsford. 146(3):331-5.
Wedemeyer, G.A. 1996. Physiology of fish in intensive culture systems. New York:
Chapman & Hall.
Wells, P.R.; Cone, D.K. 1990. Experimental studies on the effect of Gyrodactylus
colemanensis and G. salmonis (Monogenea) on density of mucous cells in the
epidermis of fry of Oncorhynchus mykiss. Journal of Fish Biology. 37: 599-603
Wendelaar- Bonga, S.E. 1997. The stress response in fish. Physiological Reviews,
77: 591-625.
Wintrobe, M.M. 1934. Variations on the size and hemoglobin content of erythrocytes
in the blood of various vertebrates. Folia Haematologica, 51: 32-49.
Winkaler, E. U. 2008. Aspectos ecotoxicológicos dos insenticidas Diflunbezuron e
Teflubezuron para o pacu (Piaractus mesopotamicus). Tese de doutorado.
Programa de pós-graduação em Aquicultura CAUNESP, Jaboticabal. 79p.
Woo, P.T.K. 2006. Fish Diseases and Disorders: Protozoan and Metazoan
Infections. 2da Ed. University of Guelph, Canada, 802p.
Working Group on Aquaculture Drugs, Chemicals, and Biologics (WGADCB). 2011.
American Fisheries Society Fish Culture Section. 58pp.
Zar, J.H. 1999. Biostatistical Analysis. Prentice-Hall, Inc., Englewood Cliffs, New
Jersey, 1999, 471p.
81
Zuanon, J.A.S.; Salaro, A.L.; Veras, G.C.; Tavares, M.M.; Chaves, W. 2009.
Tolerância aguda e crônica de adultos de beta, Betta splendens, à salinidade
da água. Revista Brasileira de Zootecnia, 38(11): 2106-2110.
82

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