alisson cardoso rodrigues da cruz - Programa de Pós

Transcrição

ALISSON CARDOSO RODRIGUES DA CRUZ
FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA
NO SEMI-ÁRIDO BRASILEIRO
FEIRA DE SANTANA – BAHIA
2008
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE FEIRA DE SANTANA
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BOTÂNICA
FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA
NO SEMI-ÁRIDO BRASILEIRO
ALISSON CARDOSO RODRIGUES DA CRUZ
Dissertação apresentada ao Programa de PósGraduação em Botânica da Universidade
Estadual de Feira de Santana como parte dos
requisitos para a obtenção do título de Mestre
em Ciências – Botânica.
ORIENTADOR: PROF. DR. LUÍS FERNANDO PASCHOLATI GUSMÃO (UEFS)
FEIRA DE SANTANA – BA
2008
BANCA EXAMINADORA
Prof. Dr. José Carmine Dianese
Prof. Dr. José Luiz Bezerra
Prof. Dr. Luís Fernando Pascholati Gusmão
Orientador e Presidente da Banca
FEIRA DE SANTANA – BA
2008
Dedico esse trabalho
à minha mãe, Maria Cardoso,
que nos dá exemplo
de alegria e felicidade todos os dias
AGRADECIMENTOS
Agradeço aos meus pais, Deuzinha e Garé que sempre me incentivaram a lutar
pelos meus sonhos e ainda hoje me dão todo o suporte para alcançá-los;
Ao meu irmão Gabriel, que a cada dia me ensina uma maneira mais leve e
descontraída de viver a vida.
Ao meu amor, Agda, que sempre está ao meu lado, obrigado pelos anos de
maravilhosa convivência. Obrigado pelo apoio nos momentos finais;
Ao meu orientador, Luís Gusmão que sempre ensina tanto sua arte em escrever
artigos quanto à simplicidade no conviver com as pessoas;
Aos colegas do Laboratório de Micologia, Flávia Barbosa, Marcos Marques, Jorge
Luis que há anos vêm me suportando. Obrigado pelo envio de bibliografias e
especialmente a Flávia por escanear pacientemente os desenhos dessa dissertação
enquanto eu estava em Salvador;
À Patrícia, Silvana, Carol, Tiago, Mateus e Tasciano, pelos momentos
descontraídos no laboratório;
À Hermerson Cassiano, pelas estórias criativas contadas com muita descontração,
deixando claro que pesquisadores não precisam ser sérios. Obrigado por mostrar as
diferenças hilárias do português falado no Ceará, além dos conselhos ao longo da
realização dessa pesquisa;
À Sheila Leão e a Venício Moraes pelas brincadeiras e pelas missões bibliográficas
que desempenhavam com gentileza. Valeu Jack!
Ao prof. Alessandro Rapini pela ajuda em alguns problemas taxonômicos,
solucionados até no dia de Natal;
Ao prof. Rafael Castañeda pelo envio de artigos que faltavam em nosso acervo e
pela ajuda na identificação de algumas espécies, mostrando a simplicidade e simpatia de
um dos principais especialistas em fungos conidiais do mundo;
Agradeço às pesquisadoras do Estado de São Paulo, Rosely Piccolo Grandi e
Priscila Silva por estarem sempre dispostas a ajudar com o envio de artigos;
A Emília Valente pelas conversas descontraídas no LAMIC, e por me ajudar com
revisão da dissertação.
Agradeço a Maria das Graças pela confecção dos mapas dos municípios de coleta,
muito obrigado mesmo. Desculpe-me pelos transtornos.
Agradeço ao meu sogro e a minha sogra, Guarim Rocha e Vera Lúcia pela
hospitalidade e pelos momentos descontraídos em Bom Jesus da Lapa;
A Universidade Estadual de Feira de Santana, especialmente ao Laboratório de
Micologia que forneceu a infra-estrutura necessária ao desenvolvimento deste projeto;
Ao Programa de Pós-graduação em Botânica pelo apoio fundamental para a
participação do Congreso Nacional de Botânica;
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico pela bolsa
concedida e a Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia pelo apoio financeiro
ao projeto de mestrado;
Ao Programa de Pesquisa em Biodiversidade do Semi-árido que através do
Ministério de Ciência e Tecnologia forneceu o suporte logístico para a realização das
expedições a campo;
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS.........................................................................................................x
LISTA DE TABELAS.......................................................................................................xii
1. INTRODUÇÃO GERAL...............................................................................................01
1.1. Fungos conidiais: caracterização e classificação...........................................................01
1.2. O estudo dos fungos conidiais na serapilheira no Brasil...............................................02
1.3 Vegetação e Clima..........................................................................................................05
1.4. Áreas de estudo.............................................................................................................07
1.4.1. Buíque/Vale do Ipojuca (PE)......................................................................... 07
1.4.2. Raso da Catarina (BA)....................................................................................07
1.4.3. Médio do São Francisco (BA)........................................................................07
1.4.4. Serra das Confusões (PI)................................................................................07
1.4.5. Senhor do Bonfim (BA)..................................................................................08
1.4.6. Seridó/Borborema (PB e RN).........................................................................08
1.5. A coleta do material botânico e dos fungos conidiais associados.................................11
1.6. Identificação dos fungos................................................................................................11
1.7. Ilustração.......................................................................................................................12
1.8. Referências Bibliográficas............................................................................................12
Capítulo 1. Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. I. espécies do
folhedo..................................................................................................................................19
Resumo..........................................................................................................................20
Abstract..........................................................................................................................20
Introdução.....................................................................................................................21
Materiais e métodos.......................................................................................................22
Resultados e discussão..................................................................................................22
Referências bibliográficas.............................................................................................45
Capítulo 2. Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. II. Espécies
lignícolas..............................................................................................................................53
Resumo.................................................................................................................................54
Abstract..........................................................................................................................54
Introdução.....................................................................................................................55
Resultados e discussão...................................................................................................56
Capítulo 3. Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. III. Espécies
helicospóricas.......................................................................................................................82
Resumo..........................................................................................................................83
Abstract..........................................................................................................................83
Introdução.....................................................................................................................84
Resultados e discussão...................................................................................................86
Capitulo 4. Conidial fungi from semi-arid Caatinga biome of Brazil. New and interesting
Dictyochaeta species............................................................................................................98
Abstract..........................................................................................................................99
Introduction....................................................................................................................99
Materials and Methods………………………………………………………………100
Taxonomic part………………………………………………………………………100
Literature Cited………………………………………………………………………105
Capítulo
5.
Conidial
Subramaniomyces
fungi
pulcher
from the
sp.
nov.
semi-arid
and
Caatinga
notes
biome
on
of
Brazil.
Sporidesmium
circinophorum…………………….…........................................................................…...107
Abstract.................................................................................................................108
Introduction..........................................................................................................108
Materials and Methods………………………………………………………….109
Taxonomy……………………………………………………………………….109
Literature Cited…………………………………………………………………114
Capítulo 6. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Diplococcium
verruculosum sp. nov. and Lobatopedis longistriatum sp. nov………..…………………116
Abstract.................................................................................................................117
Introduction..........................................................................................................117
Materials and Methods………………………………………………………….118
Taxonomy……………………………………………………………………….118
Literature Cited…………………………………………………………………122
CONCLUSÕES GERAIS………………………………………………………………123
RESUMO..........................................................................................................................124
ABSTRACT......................................................................................................................125
LISTA DE FIGURAS
INTRODUÇÃO GERAL
FIGURA 1. Mapa com a localização das áreas de estudo (em vermelho)..........................09
FIGURAS 2-6. Áreas de estudo..........................................................................................10
FIGURA 2. Buíque...............................................................................................10
FIGURA 3. Raso da Catarina................................................................................10
FIGURA 4. Médio São Francisco.........................................................................10
FIGURA 5. Parque Nacional Serra das Confusões...............................................10
FIGURA 6. Senhor do Bonfim.............................................................................10
FIGURA 7. Seridó/Borborema.............................................................................10
CAPÍTULO 1
FIGURAS 1-2. Dicyma vesiculifera Piroz..........................................................................27
FIGURAS 3-4. Falcocladium sphaeropedunculatum Crous & Alfenas.............................27
FIGURAS 5-6. Fusariella concinna (Syd.) S. Hughes.......................................................27
FIGURAS 7-8. Fusariella obstipa (Pollack) S. Hughes……………………………..…...27
FIGURAS 9-10. Heliocephala zimbabweensis Decock, V. Robert & Masuka…..………27
FIGURAS 11-12. Myrmecridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) Arzanlou, W. Gams &
Crous....................................................................................................................................35
FIGURAS 13-14. Phaeostalagmus tenuissimus (Corda) W. Gams....................................35
FIGURAS 15-16. Pseudodictyosporium wauense Matsush................................................35
FIGURAS 17-18. Repetophragma inflatum (Berk. & Ravenel) W.P. Wu.........................35
FIGURAS 19-20. Sporidesmium verrucisporum M.B. Ellis...............................................35
FIGURAS 21-22. Sporidesmiella claviformis P.M. Kira………………………..………..35
CAPÍTULO 2
FIGURAS 1-2. Acrophragmis coronata Kiffer et Reisinger..............................................62
FIGURAS 3-4. Bactrodesmium linderi (J.L. Crane & Shearer) M.E. Palm & E.L.
Stewart..................................................................................................................................62
FIGURAS 5-6. Dactylaria cazorlii Mercado, Gené & Guarro...........................................62
FIGURAS 7-8. Ellisembia bambusae (M.B. Ellis) W.P. Wu ……………….………..….62
FIGURAS 9-10. Gonytrichum mirabile Hol.-Jech.........................................………….…62
FIGURAS 11-12. Paraceratocladium bacilliformis Calduch, Stchigel, Gene et
Guarro...................................................................................................................................62
FIGURA 13. Piricauda cochinensis (Subram.) M.B. Ellis.................................................69
FIGURAS 14-15. Sporoschisma saccardoi E.W. Mason & S. Hughes............................. 69
FIGURAS 16-17. Stachylidium bicolor var. bicolor Link................................................. 69
FIGURAS 18-19. Taeniolella alta (Ehrenb.) S. Hughes.................................................... 69
FIGURAS 20-22. Thozetella queenslandica Paulus, P.Gadek & K.D. Hyde ..…..……... 69
FIGURAS 23-24. Uberispora tropicalis Bhat & W.B. Kendr........................................... 69
FIGURAS 25-26. Vanakripa parva Bhat, W.B. Kendr. & Nag Raj.................................. 69
CAPÍTULO 3
FIGURAS 1-2. Helicosporium aureum (Corda) Linder......................................................93
FIGURAS 3-4. Helicosporium gracile (Morgan) Linder....................................................93
FIGURAS 5-6. Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis............................................93
FIGURAS 7-8. Helicosporium panacheum R.T. Moore ……….........……..………….....93
FIGURAS 9-10. Helicosporium pannosum (Berk. & M.A. Curtis) R.T. Moore..………..93
FIGURAS 11-12. Helicosporium virescens (Pers.) Sivan..................................................93
FIGURAS 13-14. Moorella speciosa P.Rag. Rao & D. Rao…….…………………….....93
CAPÍTULO 4
FIGURAS 1-4. Dictyochaeta caatingensis A.C. Cruz, & Gusmão anam. sp. nov...........101
FIGURAS 5-8. Dictyochaeta caatingensis A.C. Cruz, & Gusmão anam. sp. nov...........102
FIGURAS 9-10. Dictyochaeta britannica (M.B. Ellis) Whitton, McKenzie & K.D.
Hyde…..………………………………………………………………………………….105
FIGURAS 11-12. Dictyochaeta obesispora (S. Hughes & W.B. Kendr.) Whitton,
McKenzie & K.D. Hyde……………………………………...……………………….….105
FIGURAS 13-14. Dictyochaeta triseptata (Matsush.) R.F. Castañeda...........………… 105
CAPÍTULO 5
FIGURAS 1-6. Subramaniomyces pulcher A.C.R. Cruz, Gusmão & R.F. Castañeda.....110
FIGURAS 7-10. Subramaniomyces fusisaprophyticus (Matsush.) P.M. Kirk..................112
FIGURAS 9-14. Sporidesmium circinophorum Matsush................……………….……113
CAPÍTULO 6
FIGURAS 1-4. Diplococcium verruculosum A.C. Cruz, Gusmão & R.F. Castañeda......119
FIGURAS 5-12. Lobatopedis longistriatum A.C. Cruz, Gusmão, S.M. Leão & R.F.
Castañeda............................................................................................................................120
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO 4
TABELA 1. Tabela comparativa entre as espécies de Dictyochaeta................................101
1
INTRODUÇÃO GERAL
1.1. Fungos conidiais: caracterização e classificação
Ao longo do tempo, a designação dos fungos conidiais, variou entre Fungos
imperfeitos, Deuteromycetes, Deuteromycotina, Conyomycetes, Fungos Mitospóricos,
Fungos Conidiais e Fungos anamorfos (Gusmão et al. 2006).
Os fungos conidiais representam à fase assexual de membros dos Filos Ascomycota
e Basidiomycota. A fase assexual (anamórfica) e a fase sexual (teleomórfica)
freqüentemente se desenvolvem em momentos e substratos diferentes, e na maioria dos
casos cada fase tem sido coletada com total ignorância da existência da outra (Kendrick
1992). Por isso o Código de Nomenclatura Botânica tem como legal o uso de dois
binômios para as expressões do genoma fúngico (Greuter et al. 2003).
A classificação dos fungos conidiais mais importante do século XIX foi proposta
por Saccardo (1886) em sua obra Sylloge Fungorum IV. Para este autor os fungos
conidiais estariam relacionados através de caracteres como: (1) cor, septação e forma dos
conídios; (2) padrão de agregação dos conidióforos ou ausência desses; (3) produção, ou
não, de conídios em estruturas fechadas.
No século XX, foram publicadas novas propostas de classificação que enfatizavam
os diferentes eventos de ontogenia do conídio, tratando os caracteres propostos por
Saccardo com importância secundária (Mercado-Sierra 1984). A proposta de Hughes
(1953) foi classificar os conídios, enfatizando principalmente o tipo de crescimento da
célula conidiogênica, a ontogenia conidial e a posição da zona de crescimento do
conidióforo, agrupando-os em oito seções e duas subseções. Barron (1968) propõe uma
classificação que eleva as duas subseções IA e IB propostas por Hughes (1953) ao nível de
seção e divide a seção III em dois grupos (aleuriósporos e anelósporos).
Os conceitos e a terminologia empregados na taxonomia dos fungos conidiais foi
padronizada na reunião realizada em Kananaskis, Canadá (Kendrick 1971). Ellis (1971) foi
o primeiro a fazer uso destes termos, enfatizando a célula que produz o conídio, ou seja, a
ontogenia, ao invés do tipo de conídio formado por esta célula. Esse mesmo autor
introduziu os termos holoblástico e enteroblástico para a participação das paredes das
células conidiogênicas na formação do conídio. A proposta de Ellis (1971), ainda é a mais
utilizada atualmente.
2
Mesmo com as propostas de classificação com ênfase na conidiogênese, nenhuma
se mostrou capaz de esclarecer as relações filogenéticas dos fungos conidiais. Isso fica
evidenciado quando um único gênero de fungo conidial, (ex. Acremonium Link) apresenta
relação com cerca de 30 gêneros com fase teleomorfa ou sexual estabelecida (Kendrick &
DiCosmo 1979).
Atualmente os estudos filogenéticos dos fungos conidiais estão em fase inicial,
principalmente quando se compara ao elevado número de espécies descritas. Um estudo de
Sporidesmium sensu lato forneceu fortes evidências que os gêneros que compõe esse
complexo são parafiléticos (Shenoy et al. 2006). Tsui & Berbee (2006) revelaram que os
fungos helicospóricos evoluíram convergentemente a partir de seis linhagens de
Ascomycota, sugerindo que a forma helicoidal dos conídios pode representar uma
adaptação a ambientes aquáticos. Os estudos filogenéticos também confirmaram
classificações tradicionais, como em Fusarium Link onde as seções morfológicas foram
apoiadas por altos valores de ‘bootstrap’ (Guadet et al. 1989 apud Bruns et al. 1991).
Como conseqüência, nenhuma categoria taxonômica supra genérica é aceita para os
fungos conidiais, com exceção das classes artificiais, Hyphomycetes, Coelomycetes e
Agonomycetes. Entretanto, a identificação baseada em caracteres morfológicos ainda é a
mais utilizada.
1.2. O estudo dos fungos conidiais na serapilheira no Brasil
No Brasil, o estudo dos fungos conidiais iniciaram na década de 50, com A.C.
Batista e seus colaboradores, trabalhando no Instituto de Micologia da Universidade de
Recife, onde coletaram fungos em 24 estados brasileiros, resultando em quase 350 novos
gêneros e um número ainda superior de novas espécies para a ciência, todas associadas a
mais de 120 famílias de plantas, a 20 gêneros de animais e a sete gêneros de protistas
(Silva & Minter 1995). Porém poucos fungos foram associados a materiais vegetais em
decomposição, destaca-se Batista et al. (1960a;b), Batista et al. (1965), Batista et al.
(1967).
Posteriormente Sutton & Hodges Jr. (1975a;b; 1976a;b;c; 1977; 1978) pesquisando
o folhedo de Eucalyptus spp, produziram uma série de artigos e adicionaram cerca de 20
novas espécies para ciência, além de novos gêneros de fungos conidiais, entre eles estão,
Pappimyces B. Sutton & Hodges, Umbellidion B. Sutton & Hodges e Zopheromyces B.
Sutton & Hodges. Também na década de 70, Sutton (1975; 1977) descreveu dois novos
3
gêneros, Fuscophialis B. Sutton e Satchmopsis B. Sutton (Coelomycetes), além da espécie
Sporidesmiella cuneiformis (B. Sutton) P.M. Kirk (como Endophramia cuneiformis B.
Sutton).
Maia (1983) observou a sucessão de fungos na decomposição do folhedo de Hortia
arborea Engl., Licania octandra (Hoffmgg. ex R. & S.) Kuntze e L. kunthiana Hook F. em
uma área de mata atlântica de Pernambuco.
Na mesma década, os fungos conidiais da mata atlântica dos Estados do Paraná e
São Paulo começaram a ser investigados. Grandi et al. (1995) analisaram o folhedo de
Cedrela fissilis Vell., referindo quatro novas ocorrências para o Brasil. A partir da análise
desse folhedo espécies do gênero Gyrothrix Piroz., do grupo Beltrania Penz. e fungos em
conidiomas também foram publicados (Grandi & Gusmão 1995; Gusmão & Grandi 1996,
1997). Em Alchornea triplinervia (Spreng.) Müell. Arg. Grandi & Attili (1996) registraram
16 espécies, duas novas referências para o Brasil e Grandi (1998) referiu 19
Hyphomycetes. Trabalhos pontuais foram realizados em Euterpe edulis Mart., onde foram
encontrados 26 táxons (Grandi 1999) e em Tibouchina pulchra Cogn. com registro de 22
espécies (Grandi & Gusmão, 2002b). Em Miconia cabussu Hoehne Gusmão et al. (2001)
registraram 55 espécies de Hyphomycetes, descrevendo 14 novas ocorrências para o Brasil
e propondo uma nova espécie para a ciência (Gusmão et al. 2000), além do estudo de
Cylindrocladium Morgan (Gusmão 2001) e Subulispora Tubaki (Grandi & Gusmão
2002a). Neste período Grandi & Gusmão (2001) ampliaram a distribuição geográfica de
Virgatospora echinofibrosa Finley a primeira espécie dessa série de estudos em São Paulo
que foi coletada decompondo um substrato lignificado.
Recentemente em São Paulo, Grandi & Silva (2003; 2006) investigaram o folhedo
de Caesalpinia echinata Lam. e relataram nove novas ocorrências para o Brasil. Grandi
(2004) pesquisou a serapilheira em Cubatão, apresentando novas referências para o
município. Schoenlein-Crusius et al. (2006), investigando microfungos, isolaram 125
espécies fungos conidiais, sendo oito reportados pela primeira vez para o Brasil. Silva
(2007) analisando o folhedo de Caesalpinia echinata proveniente de áreas com e sem
impacto de poluição, coletou 33 espécies e relatou Chlamydopsis proliferans Hol.-Jech. &
R.F. Castañeda, Sporidesmium flagelliforme Matsush. e Uberispora heteroseptata
R.F.Castañeda, Guarro & Cano como novas ocorrências para o Brasil.
No sudeste do país pesquisadores estrangeiros adicionaram novas ocorrências e
novas espécies para a ciência (Castañeda et al. 2001, 2003, 2007; Calduch et al. 2002).
4
Os estudos dos fungos conidiais foram retomados na Bahia, entretanto poucos
foram destinados à região litorânea do Estado onde Gusmão & Barbosa (2003) referiram
pela primeira vez para o país, Paraceratocladium polysetosum Castañeda e relataram a
conidiogênese polifialídica para o táxon.
Os estudos dos fungos conidiais no semi-árido brasileiro intensificaram-se a partir
de Gusmão (2004) que identificou 73 espécies de fungos anamórficos para a vegetação de
campos rupestres da Bahia, sendo 22 espécies novas citações para o país e uma inédita para
a ciência (Gusmão & Grandi 2001). Alguns trabalhos trataram especificamente de alguns
gêneros, como Speiropsis Tubaki, Hemibeltrania Piroz. e Curvularia Boedijn (Barbosa &
Gusmão 2005; Gusmão & Barbosa 2005; Gusmão et al. 2005a). Gusmão et al. (2005b) em
pesquisa com microfungos na Chapada Diamantina identificaram 57 espécies de fungos
conidiais.
Uma compilação dos fungos conidiais foi realizada por Gusmão et al. (2006)
reunindo todas as espécies registradas até aquele momento para o semi-árido brasileiro.
Estes chegaram à conclusão que o conhecimento desses fungos ainda é bastante restrito,
registrando 407 espécies de fungos conidiais, distribuídas em 176 gêneros. O Estado com
maior número de espécies foi Pernambuco, com 178 (44%), seguido pela Bahia, com 146
(36%), Paraíba, com 82 (20%). Nos demais estados da região há registros de menos de 15
espécies. Entretanto esses dados não correspondem exclusivamente aos fungos conidiais
que decompõem a serapilheira, incluindo-se fungos que se nutrem a partir de outros
substratos como solo, folhas vivas, entre outros.
Recentemente, em pesquisas no semi-árido, Castañeda-Ruiz et al. (2006),
descreveram duas novas espécies de Brachydesmiella G. Arnaud ex S. Hughes, além de
apresentarem duas combinações e novas ocorrências de Hyphomycetes para o país.
Marques et al. (2007), descreveram Cubasina microspora M.F.O. Marques,
Gusmão & R.F. Castañeda e incluiram novos registros para a América do Sul. Barbosa et
al. (2007) propõem Deightoniella rugosa F.R. Barbosa, Gusmão & R.F. Castañeda e
Diplocladiella cornitumida F.R. Barbosa, Gusmão & R.F. Castañeda, além de novas
ocorrências para o neotrópico. Cruz et al. (2007a; b) descrevem três novas espécies sobre
folhas em decomposição.
Os estudos vêm demonstrando que a região do semi-árido brasileiro é propicia aos
estudos dos fungos conidiais associados à serapilheira, o que evidencia a necessidade de
intensificar o esforço amostral em busca de novas descobertas.
5
1.3 Vegetação e Clima
Nas áreas secas do neotrópico existem diversos tipos de florestas (Pennington
2000). As florestas tropicais sazonalmente secas ocorrem quando a pluviosidade é menor
do que 1600 mm/ano, com pelo menos cinco a seis meses recebendo menos do que 100
mm. Estas florestas estão distribuídas em solos férteis, e são formadas essencialmente por
árvores, sem o estrato gramíneo, xeromórfico e tolerante ao fogo, um importante
componente do cerrado (Pennington 2000).
Atualmente as florestas secas estão distribuídas de forma disjunta, desde áreas
abaixo do trópico de capricórnio a regiões ao norte do trópico de câncer (Pennington
2000). As maiores áreas dessas florestas na América do Sul estão localizadas no nordeste
do Brasil, a caatinga, em duas áreas definidas por Prado & Gibbs (1993), misiones e o
núcleo Piedmont, e na costa caribenha da Colômbia e Venezuela. Outras áreas, menores e
mais isoladas estão distribuídas pela América do Sul, América Central, Caribe, alcançando
até o estado de Sonora no México e a Flórida (Pennington et al. 2006).
A Caatinga representa a maior e a mais isolada floresta seca da América do Sul
(Queiroz 2006). Ela está inserida na região do semi-árido brasileiro, marcado pelas
irregularidades pluviométricas e pelas baixas precipitações (Velloso et al. 2002). Essa
região apresenta um regime climático do tipo Bsh, conforme a classificação de Koppen
(Nimer 1989), semelhante a outras áreas tropicais semi-áridas do globo. Apesar de suas
condições severas, o bioma Caatinga apresenta uma surpreendente diversidade de
ambientes, proporcionados por um mosaico de tipos vegetacionais, em geral caducifólia,
xerófila e, por vezes, espinhosa, variando com o mosaico de solos e a disponibilidade de
água (Velloso et al. 2002).
Velloso et al. (2002) através da análise de processos bióticos e abióticos sugeriram
a existência de oito grandes subdivisões na biodiversidade no bioma Caatinga, a saber: (1)
Ecorregião do Complexo de Campo Maior, (2) Ecorregião do Complexo Ibiapaba-Araripe;
(3) Ecorregião da Depressão Sertaneja Setentrional; (4) Ecorregião do Planalto da
Borborema; (5) Ecorregião da Depressão Sertaneja Meridional; (6) Ecorregião das Dunas
do São Francisco; (7) Ecorregião do Complexo da Chapada Diamantina; (8) Ecorregião do
Raso da Catarina. Além da definição das fronteiras, estes estabeleceram o estado de
preservação e o numero de unidades de conservação em cada Ecorregião.
O Ministério do Meio Ambiente (2002) foi incentivado por iniciativas
internacionais e nacionais, como a apresentada por Velloso et al. (2002), a definir áreas
6
prioritárias para a conservação em todos os biomas brasileiros. Para o bioma Caatinga a
avaliação resultou na identificação de 82 áreas, entre elas estão 27 áreas de extrema
importância biológica.
A partir da identificação destas áreas, o Programa de Pesquisa em Biodiversidade
do Semi-árido (PPBio) definiu seis áreas de extrema importância biológica para iniciar os
estudos no bioma Caatinga (MCT 2005), são elas: (1) Buíque/Vale do Ipojuca
(Pernambuco)–Ecorregião Planalto do Borborema; (2) Médio São Francisco (Bahia)–
Ecorregião Dunas do São Francisco; (3) Raso da Catarina (Bahia)–Ecorregião Raso da
Catarina; (4) Senhor do Bonfim (Bahia)–Ecorregião Depressão Sertaneja Setentrional; (5)
Seridó (Paraíba e Rio Grande do Norte)–Ecorregião Depressão Sertaneja Meridional; (6)
Serra das Confusões (Piauí)–Ecorregião Complexo Ibiapaba-Araripe (Fig. 1). Essas áreas
estão incluídas em seis das oito Ecorregiões propostas por Velloso et al (2002).
No Brasil poucas vezes os fungos foram incluídos em projetos de inventários da
biota, principalmente porque permanece a idéia “Tudo está em todo lugar”, de que
bactérias, e por extensão os outros microrganismos, são cosmopolitas (Staley & Gosink,
1999 apud Manfio 2005), não justificando propostas de conservação. Afirmação que não
se aplica para áreas intensamente estudadas, onde líquens e macrofungos já mostraram ser
de grande valor para propostas de conservação (Hawksworth 1991; Arnolds 1991).
Zak (1993 apud Parungao et al. 2002) estudando a diversidade fúngica em
ecossistemas áridos e semi-áridos comenta que poucos estudos foram realizados nesse tipo
de habitat, mas que sua diversidade pode ser igual ou superior comparada a ambientes
úmidos. Segundo esse autor o baixo potencial hídrico do solo é inapropriado ao
crescimento de bactérias, sendo que a cadeia alimentar em sistemas áridos seria
primariamente baseado nos fungos, que podem se especializar ocupando os nichos antes
ocupados pelas bactérias.
Com o avanço nas pesquisas em biodiversidade no bioma Caatinga este se revela
portador de uma biota singular. E sob a influência do clima semi-árido, com altas
temperaturas e umidade sazonal, os fungos conidiais podem apresentar uma alta riqueza de
espécies. Para se testar essa hipótese é relevante o estudo nestas áreas de extrema
importância biológica do semi-árido brasileiro, especialmente envolvendo a realização de
inventários micológicos.
7
1.4. Áreas de estudo
1.4.1. Buíque/Vale do Ipojuca (PE) – Área 23. (Fig. 2).
A região apresenta como tipo vegetacional mais expressivo a caatinga arbustivaarbórea, mas diferentes fitofisionomias de caatinga e florestas estacionais podem ser
encontradas. É relatada a presença de espécies de plantas endêmicas à caatinga como: Giba
glaziori (O. Kuntze) K. Schum (Bombacaceae) e Oxandra reticulata Mart. (Armonaceae),
Dyckia limae L.B. Sm. (Bromeliaceae) (Silva et al. 2003). Gusmão et al. (2006) registrou
Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc. no município de Buíque.
1.4.2. Raso da Catarina (BA) – Área 29. (Fig. 3).
A região é caracterizada por apresentar caatinga sobre areia e relevo plano
(tabuleiro) com vegetação predominantemente arbustiva densa. Apresenta aves ameaçadas
de extinção e espécies vegetais endêmicas da Caatinga, com distribuição restrita, como
Calliandra aeschynomoides Benth (Leguminosae) (Silva et al. 2003). Melo & Andrade
(2007) coletaram sete espécies de Boraginaceae A. Juss., distribuídas em três gêneros na
região.
1.4.3. Médio do São Francisco (BA) – Área 41. (Fig. 4).
A vegetação é formada por dunas, caatinga arbustiva, brejos, matas de galeria,
cerrado de altitude e carnaubais. A região representa a área de maior grau de endemismos
da Caatinga. Existem, pelo menos, 12 espécies e um gênero de plantas endêmico. A fauna
de répteis local é caracterizada por quatro gêneros endêmicos de lagartos e pelo menos 24
espécies endêmicas de lagartos, serpentes e cobra-de-duas-cabeças (Silva et al. 2003).
Rocha et al. (2004) em um estudo no município de Barra identificaram 86 espécies
distribuídas em 37 famílias de angiospermas.
1.4.4. Serra das Confusões (PI) – Área 37. (Fig. 5).
Os tipos vegetacionais da região são: a caatinga arbórea, arbustiva, mata seca e
cerrado. Apresenta uma área de contato caatinga, cerrado e mata seca possuindo um alto
8
potencial biológico para aves e demais grupos zoológicos. Presença já registrada de
espécies de felinos ameaçados de extinção. É uma região de baixa densidade demográfica e
está em bom estado de conservação da vegetação (Silva et al. 2003).
1.4.5. Senhor do Bonfim (BA) – Área 40. (Fig. 6).
A região de Senhor do Bonfim destaca-se pelos endemismos de plantas, a espécie
Mcvalghia bahiana, exclusiva desta região, além das espécies Senna martiana (Benth.)
H.S.Irwin & Barneby, Chloroleucon extortum Barneby & J.W.Grimes, Rhamnidium molle
Reissek (Silva et al. 2003). Castañeda-Ruiz et al. (2006) registraram oito espécies de
fungos conidiais, sendo duas novas espécies para a ciência.
1.4.6. Seridó/Borborema (PB e RN) – Área 17. (Fig. 7).
Apresenta como hábitat mais expressivo, a caatinga arbustiva aberta. A caatinga
arbustiva é pobre em espécies vegetais, mas possui uma associação única no domínio da
caatinga no Seridó. Na região encontra-se espécies relictuais de lagartos e espécies de aves
endêmicas, ameaçadas de extinção e é sítio de reprodução da avoante (Silva et al. 2003).
9
Fig. 01. Mapa com a localização das áreas de estudo (em vermelho) (MCT 2005).
10
Figuras 2-6 – Áreas de estudo. 2. Região de Buíque/Vale do Ipojuca (município de
Buíque-PE); 3. Raso da Catarina (município de Paulo Afonso-BA); 4. Região do Médio
São Francisco (município de Pilão Arcado-BA); 5. Parque Nacional Serra das Confusões
(município de Caracol-PI); 6. Região de Senhor do Bonfim (município de Senhor do
Bonfim-BA); 7.Região de Seridó/Borborema (município Serra Negra do Norte-RN).
11
1.5. A coleta do material botânico e dos fungos conidiais associados
Foi realizada uma expedição a cada uma das áreas de estudo no período de agosto
de 2006 a fevereiro de 2007, onde cinco amostras compostas contendo os restos vegetais
(folhas, cascas e galhos, etc...) foram coletados e acondicionados em sacos de papel tipo
Kraft, sendo transportadas ao laboratório. Após essa etapa, os restos vegetais foram
colocados em escorredores tipo domestico e depositados sobre bandejas (50x30x9cm),
onde a circulação da água era mantida constante por uma hora. A torneira era aberta de
modo que o jato d’água não incidisse diretamente sobre os restos vegetais, para isso, a
bandeja era mantida inclinada em um ângulo de aproximadamente 45º, sendo a água
eliminada mediante escorrimento. Após esse processo os restos vegetais foram colocados
sobre papel filtro por cerca de 20 minutos (tempo de secagem do material), e
acondicionados em câmaras-úmidas (placa de petri + papel toalha). As câmaras-úmidas
foram acondicionadas em uma caixa de isopor (170l) sobre um suporte ao fundo do
recipiente, cujas paredes e tampa foi recoberta por papel-toalha umedecido. Foi adicionado
ao isopor cerca de 500ml de água contendo três a cinco gotas de glicerina. A caixa era
aberta periodicamente por cerca de 15 minutos para circulação de ar e borrifamento com
água para manter a umidade. Após 72 horas o material incubado era observado sobre
estereomicroscópio e revisado periodicamente até completar 20 dias (modificado de
Castañeda-Ruiz 2005).
Os fungos conidiais foram coletados com auxílio de agulhas de ponta fina
(tipo insulina) e colocados em meio de montagem permanente com resina PVL (álcool
polivinílico + lactofenol) (Trappe & Schenck 1982). As lâminas e material vegetal seco
foram depositados no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS).
1.6. Identificação dos fungos
A identificação foi efetuada a partir da descrição das características das estruturas
de reprodução ao microscópio óptico. Com auxilio da ocular micrométrica foram
realizadas medidas das estruturas de caráter taxonômico. Foram utilizados tanto livros
básicos (Ellis 1971, 1976) como bibliografia espécifica para os gêneros.
12
1.7. Ilustração
Para a ilustração por fotografia em microscopia óptica foi utilizada uma máquina
fotográfica digital, Canon powershot G5, acoplada ao microscópio. O desenho foi uma
representação obtida através da câmara-clara acoplada ao microscópio óptico.
1.8. Referências Bibliográficas
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19
CAPITULO 1
Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido
brasileiro. I. espécies do folhedo
Artigo a ser submetido para publicação na Acta Botanica Brasilica
20
Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. I. Espécies do
folhedo
Alisson Cardoso Rodrigues da Cruz 1,2 e Luís Fernando Pascholati Gusmão 1
RESUMO – (Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. I. Espécies do
folhedo). Um inventário dos fungos conidiais foi realizado em seis áreas de extrema
importância biológica do bioma Caatinga. Foram identificadas 72 espécies, Heliocephala
zimbabweensis é reportada pela segunda vez para a ciência, Sporidesmium verrucisporum e
Sporidesmiella claviformis são novas ocorrências para o continente americano, Dicyma
vesiculifera, Fusariella concinna, F. obstipa, Phaeostalagmus tenuissimus são novas
ocorrências para a América do Sul. Falcocladium sphaeropedunculatum, Myrmecridium
schulzeri var. schulzeri, Pseudodictyosporium wauense, Repetophragma inflatum são
novas ocorrências para a região semi-árida brasileira. As espécies citadas são descritas,
ilustradas e comentadas. Uma lista de todas as demais espécies encontradas também é
apresentada.
Palavras-chave – Fungos anamórficos, taxonomia, folhedo.
ABSTRACT – (Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Fallen leaves
species). An inventory of the conidial fungi was carried out in six areas of extreme
biological importance within the Caatinga biome. Seventy-two species were identified,
Heliocephala zimbabweensis was found for the second time for science, Sporidesmium
verrucisporum and Sporidesmiella claviformis are new records for the American continent,
Dicyma vesiculifera, Fusariella concinna, F. obstipa, Phaeostalagmus tenuissimus are new
records for South America; Falcocladium sphaeropedunculatum, Myrmecridium schulzeri
var. schulzeri, Pseudodictyosporium wauense and Repetophragma inflatum are new
records for the Brazilian semi-arid region. The species above mentioned are described,
illustrated and commented. A list for all others species is present too.
Key words – Anamorphic fungi, taxonomy, fallen leaves.
1
Universidade Estadual de Feira de Santana, Departamento de Ciências Biológicas, Laboratório
de Micologia (LAMIC), Caixa Postal 252, 44031-460, Feira de Santana, BA, Brasil
([email protected]).
2
Autor para correspondência: [email protected].
21
Introdução
O clima semi-árido submete suas paisagens a condições climáticas extremas, como
altas temperaturas médias anuais (26-28ºC) e, sobretudo, a baixas precipitações (3001000mm/ano), irregulares e concentradas em 3 a 6 meses por ano (Prado 2003; Sampaio
1995). A vegetação dominante é a Caatinga, um bioma formado por um mosaico de
florestas secas e vegetação arbustiva, com enclaves de florestas úmidas montanas e de
cerrados (Tabarelli & Silva 2003).
A deciduidade das folhas é comum na Caatinga (Sampaio 1995) e os fungos têm
um importante papel na ciclagem desses nutrientes, particularmente os fungos conidiais,
que estão entre os principais decompositores do folhedo (Dix & Webster 1995).
Os fungos conidiais representam os fungos cuja reprodução se dá assexuadamente,
tendo como unidade de dispersão os conídios (Grandi 1998a). Este grupo apresenta
diversas denominações como Fungos imperfeitos, Deuteromycetes, Deuteromycotina,
Conyomycetes, Fungos Mitospóricos, e fungos anamorfos (Gusmão et al. 2006). O grupo
pode ser dividido em três classes artificiais, os Hyphomycetes, Coelomycetes e
Agonomycetes (Kirk et al. 2001).
Os estudos dos fungos conidiais que atuam na decomposição de folhas no Brasil
foram iniciados por Sutton & Hodges Jr. (1975a;b; 1976a;b;c; 1977; 1978) e Sutton (1975;
1977) que descreveram a partir do folhedo de Eucalyptus spp. novas espécies e novas
referências para o Brasil. No Estado de Pernambuco, Maia (1983) estudou a sucessão de
fungos em três espécies vegetais. A partir dos anos 90 alguns os estudos foram realizados
no estado do Paraná e São Paulo (Grandi et al. 1995; Grandi & Gusmão 1995; 2002a;
2002b; Grandi & Attili 1996; Gusmão & Grandi 1996; 1997; Grandi 1998b; 1999; Gusmão
et al. 2000; Gusmão 2001). No sudeste investigações resultaram em novas espécies
(Castañeda et al. 2001; Calduch et al. 2002).
Recentemente em São Paulo, Grandi & Silva (2003; 2006) e Grandi (2004)
relataram novas ocorrências para o Brasil. O folhedo submerso foi investigado por
Schoenlein-Crusius & Milanez (1990) e os estudos estão sumarizados em SchoenleinCrusius & Grandi (2003). Schoenlein-Crusius et al. (2006), isolaram 125 espécies fungos
conidiais, sendo oito reportados pela primeira vez para o Brasil. Silva (2007) coletou 33
espécies e relatou três novas ocorrências para o país.
No semi-árido brasileiro os fungos conidiais foram compilados por Gusmão et al.
(2006) e estes salientaram que o conhecimento desses fungos na região ainda é bastante
22
restrito. Foram catalogadas 407 espécies, distribuídas em 176 gêneros. O estado com maior
número de espécies foi Pernambuco (178), seguido pela Bahia (146) e Paraíba (82).
Recentemente, em pesquisas no semi-árido, Castañeda-Ruiz et al. (2006), Marques
et al. (2007), Barbosa et al. (2007) e Cruz et al. (2007a; 2007b) descreveram sete novas
espécies para a ciência, além de novas referências para o neotrópico, para a América do
Sul e Brasil.
O estudo dos fungos conidiais no semi-árido mostrou-se promissor. O objetivo
desse trabalho foi inventariar os fungos conidiais que atuam na decomposição de folhas em
áreas de extrema importância biológica, além de descrever e ilustrar as novas ocorrências
para o continente americano, América do Sul e para o semi-árido brasileiro.
Materiais e métodos
No período de agosto de 2006 a fevereiro 2007 foram realizadas coletas da
serapilheira em cada uma das seis áreas de extrema importância biológica do bioma
Caatinga (MMA 2002). As seis áreas estão distribuídas nos seguintes estados, Bahia: (1)
Região do Médio São Francisco (Pilão Arcado); (2) Raso da Catarina (Jeremoabo e Paulo
Afonso), (3) Região de Senhor do Bonfim (Campo Formoso e Senhor do Bonfim);
Pernambuco: (4) Região de Buíque/Vale do Ipojuca (Buíque); Piauí: (5) Parque Nacional
Serra das Confusões (Caracol); Rio Grande do Norte: (6) Região de Seridó/Borborema
(Serra Negra do Norte).
As amostras de folhas foram submetidas à técnica de lavagem descrita por
Castañeda-Ruiz (2005). As câmaras-úmidas foram mantidas a temperatura ambiente e
observadas no período de 20 dias. As estruturas reprodutivas dos fungos conidiais foram
coletadas com auxílio de agulhas de ponta fina e colocados em meio de montagem
permanente com resina PVL (álcool polivinílico + lactofenol). As lâminas foram
depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS).
Resultados e discussão
Foram identificadas 72 espécies associadas às folhas no semi-árido, dessas 11 são
novas ocorrências e são descritas e ilustradas. Comentários e informações sobre a
distribuição geográfica dessas espécies são incluídos.
23
Dicyma vesiculifera Piroz., Mycol. Pap. 129: 12. 1972.
Fig. 1-2
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, eretos, retos ou flexuosos, septados,
ramificados, lisos, castanhos, 175-265 × 3-3,5 µm; células em forma de bastão hialina, 916,5 × 1,5-2,5 µm, vesículas apicais subglobosas, hialinas, 3,5-6 µm diâm. Ramificações
retas, septadas, lisas, castanho-claras, 31,5-70,5 × 1,5-2,5 µm. Células conidiogênicas
holoblásticas, monoblásticas, laterais, em grupos de 2-6 possicionadas em verticilos,
simpodiais, cilíndricas, denticuladas, lisas, hialinas, 6-9,5 × 1-2 µm. Conídios solitários,
secessões esquizolíticas, 0-septados, elípticos, simples, secos, lisos, hialinos, 4-5 × 1,5-2,5
µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, 7/III/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
130981).
Distribuição geográfica: Cuba (Castañeda-Ruiz 1986), Tanzânia (Pirozynski 1972), Nepal
(Stalpers 2007).
São reconhecidas 12 espécies para o gênero (Arx 1982; Guarro & Calvo 1983). No
material examinado os conídios apresentam-se menores que os descritos por Pirozynski
(1972) e Castañeda-Ruiz (1986). Dicyma vesiculifera assemelha-se a D. ampullifera
Boulanger e D. funiculosa Guarro & Calvo (Guaro & Calvo 1983) pela presença de
vesículas. D. ampullifera difere pelos conídios verruculosos e D. funiculosa pela presença
de vesículas menores presentes em conidióforos com ramificações restritas ao ápice.
Dicyma Boulanger tem sua fase teleomórfica associada ao gênero Ascotricha Berk.
(Xylariaceae, Ascomycota). Arx (1982) estudando os gêneros Basifimbria Subram. &
Lodha, Gonytrichella Emoto & Tubaki, Hansfordia S. Hughes e Puciola de Bertoldi
propôs a sinonimização destes com Dicyma. No entanto, mesmo após os estudos de Arx
(1982) pesquisadores continuam a adicionar espécies em Hansfordia, como H. catalonica
Mercado, Gené & Guarro (Gené et al. 2000).
Falcocladium sphaeropedunculatum Crous & Alfenas, S. Afr. J. Bot. 63(5): 287. 1997.
Fig. 3-4
24
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos ou sinemáticos, eretos, retos ou flexuosos,
septados, simples ou ramificados, lisos, subhialinos a hialinos, 15-90 × 2,5-3 µm; estipes
originados na primeira ramificação ou em verticilo nas métulas, aseptados, simples, lisos,
38,5-105 × 1,5-3 µm; vesículas apicais subglobosas, hialinas, 4,5-7,5 × 3-5 µm; métulas
em grupos de 2-3, aseptadas, cilíndricas a cuneiformes, hialinas, 6,5-9 × 3-4,5 µm. Células
conidiogênicas enteroblásticas, fialídicas, terminais, em grupos de 2-5, possicionadas em
verticilo na métula, determinadas, lageniformes, colaretes curvos, lisas, hialinas, 13-17 ×
2-3 µm. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 0-septados, falcados, raramente com
apêndice basal, simples, em mucilagem, lisos, hialinos, 12,5-15 × 0,9-1,2 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Morro do Machado, 20/II/2007,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 130982).
Distribuição geográfica: Brasil (Crous et al. 1997).
O gênero apresenta quatro espécies, F. multivesiculatum S.F. Silveira, Alfenas,
Crous & M.J. Wingf. (Crous et al. 1994), F. sphaeropedunculatum (Crous et al. 1997), F.
thailandicum Crous & Himaman (Crous et al. 2007), F. turbinatum Somrithipol, Sudhom,
Tippawan & E.B.G. Jones (Somrithipol et al. 2007). Os conídios do material examinado
raramente apresentam apêndice basal e são mais estreitos quando comparados à espécietipo (Crous et al. 1997). Falcocladium multivesiculatum e F. thailandicum são as espécies
mais próximas de F. sphaeropedunculatum podendo ser diferenciadas pela forma
elipsoidal da vesícula e maior comprimento do conídio, respectivamente. Crous et al.
(2007) realizaram a análise filogenética de F. multivesiculatum, F. sphaeropedunculatum e
F. thailandicum através da região ITS (Internal Transcribed Spacer) confirmando a
legitimidade das três espécies, o provável polifiletismo do gênero, e o alinhamento com
membros de Hypocreales (Ascomycota).
Fusariella concinna (Syd.) S. Hughes, Mycol. Pap. 28: 8. 1949.
Fig. 5-6
Bas.: Clasterosporium concinnum Syd., Ann. Mycol., Berl. 1933.
simples ou ramificados, lisos, subhialinos, 40,5-67,5 × 2,5-4 µm. Células conidiogênicas
enteroblásticas,
fialídicas,
terminais,
integradas,
determinadas,
cilíndricas,
lisas,
25
subhialinas. Conídios em cadeia, secessões esquizolíticas, 3-septados, cilíndricofusiformes, ápices curvos, simples, secos, lisos, oliva-claros, 16,5-21 × 3-4,2 µm.
130983); Pernambuco: Buíque, 17/VIII/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 130984).
Distribuição geográfica: Argélia (Stalpers 2007), Índia (Hughes 1949; Ellis 1971), Taiwan
(Matsushima 1980) e Panamá (Goos 1997).
Segundo Hughes (1949) o gênero tem como espécie-tipo Fusariella atrovirens
Sacc. proposta em 1884 e não Fusariella atrovirens (Berk.) Sacc. (Saccardo 1886), sendo
esta última um homônimo tardio da espécie tipo. Hughes (1949) reforça o uso de
Fusariella atrovirens Sacc. devido a uma grande variação na dimensão dos conídios de
Fusariella atrovirens (Berk.) Sacc.
O gênero Fusariella Sacc. possui 14 espécies (Hughes 1949, Ellis 1971, 1976,
Matsushima 1985, 1993). As espécies são encontradas no solo, parasitando folhas e em
material vegetal em decomposição. Entre as espécies que apresentam células
conidiogênicas lisas F. concinna é diferenciada pelos conídios oliva-claros com a presença
de ápice curvo. As características do espécime estudado estão de acordo com as descrições
apresentadas por Hughes (1949), Ellis (1971), Matsushima (1980) e Goos (1997).
Fusariella obstipa (Pollack) S. Hughes, Mycol. Pap. 28: 9. 1949.
Fig. 7-8
Bas.: Dendryphium obstipum Pollack, Mycologia 39: 617. 1947.
simples ou ramificados, lisos, subhialinos, 40,5-100,5 × 3-4,5 µm. Células conidiogênicas
enteroblásticas,
fialídicas,
terminais,
integradas,
determinadas,
cilíndricas,
lisas,
subhialinas. Conídios em cadeia, secessões esquizolíticas, 3-septados, curvos, cilíndricofusiformes, simples, secos, lisos, olivaceos, 13-18 × 4,5-7,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Paulo Afonso, 31/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
130985); 28/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 130986).
26
Distribuição geográfica: Argélia (Stalpers 2007), Cuba, Índia (Matsushima 1987), Estados
Unidos da América (Hughes 1949), França, Nova Caledônia, Zâmbia (Ellis 1971), Uganda
(Matsushima 1981).
F. obstipa apresenta uma ampla distribuição geográfica, entretanto é a primeira vez
que é encontrada na América do Sul. Fusariella atrovirens e F. bizzozeriana (Sacc.) S.
Hughes assemelham-se a F. obstipa, contudo apresentam células conidiogênicas
verruculosas e conídios com maior comprimento, respectivamente. As dimensões dos
caracteres taxonômicos estão incluídas dentro dos limites da variação morfológica da
espécie (Ellis 1971, Hughes 1949, Matsushima 1981, 1987). Além de F. concinna e F.
obstipa já foram encontradas no Brasil F. atrovirens (Cruz et al. 2007) e F. hughesii
Chab.-Frydm. (Castañeda-Ruiz et al. 2003).
Heliocephala zimbabweensis Decock, V. Robert & Masuka, Mycologia 90: 333. Fig. 9-10
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, eretos, retos, septados, simples, lisos,
castanhos, 180-320 × 2-6 µm. Células conidiogênicas holoblásticas, monoblásticas,
terminais, evidentes, determinadas, ampuliformes, lisas, castanho-claras, 3,5-4,5 × 1,5-2,5
µm. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 2-septados, elipsóide-rostrados, simples,
secos, lisos, castanho-claros, 12-114 × 3-4,5 µm; rostros retos 4,5-102 × 0,8-2 µm, ápices
podem originar células conidiogênicas secundárias.
Material examinado: BRASIL. Pernambuco: Buíque, 23/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 118030).
Distribuição geográfica: Zimbábue (Decock et al. 1998).
O gênero é constituido por três espécies (Kumaresan & Srinivasan 2002).
Heliocephala zimbabweensis pode ser diferenciada de H. natarajanii Kumaresan & M.
Sriniv. e H. proliferans V. Rao, K.A. Reddy & de Hoog (Rao et al. 1984) pela presença de
rostro curvo e conídio liso, respectivamente. O comprimento do conidióforo do material
examinado pode alcançar dimensão superior à do conidióforo do espécime-tipo (Decock et
al. 1998).
27
Figuras 1-10. 1-2. Dicyma vesiculifera Piroz. 1. Conidióforo. 2. Conídios. 3-4.
Falcocladium sphaeropedunculatum Crous & Alfenas. 3. Conidióforo. 4. Conídios. 5-6.
Fusariella concinna (Syd.) S. Hughes. 5. Conidióforo. 6. Conídios. 7-8. Fusariella obstipa
(Pollack) S. Hughes. 7. Conidióforo. 8. Conídios. 9-10. Heliocephala zimbabweensis
Decock, V. Robert & Masuka. 9. Conidióforo. 10. Conídios.
28
Myrmecridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) Arzanlou, W. Gams & Crous, in Arzanlou,
Groenewald, Gams, Braun, Shin & Crous, Stud. Mycol. 58: 84. 2007.
Fig. 11-12
Bas.: Psilobotrys schulzeri Sacc., Hedwigia 23: 126. 1884.
Sin.: Chloridium schulzerii (Sacc.) Sacc., Syll. Fung. 4: 322. 1886.
Rhinocladiella schulzeri (Sacc.) Matsush., Icon. Microfung. Mats. lect. (Kobe): 124.
1975.
Ramichloridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) de Hoog, Stud. Mycol. 15: 64. 1977.
Acrotheca acuta Grove, J. Bot., Lond. 54: 222. 1916.
Pleurophragmium acutum (Grove) M.B. Ellis in Ellis, More Dematiaceous
Hyphomycetes: 165. 1976.
Rhinotrichum multisporum Doguet, Rev. Mycol., Suppl. Colon. 17: 78. 1953 (nom.
inval. Art. 36) [non Acrotheca multispora (Preuss) Sacc., Syll. Fung. 4:277. 1886].
Acladium multisporum (Doguet) Bat. & Oliveira, Anais XIII Congr. Soc. bot. Brasil:
347. 1964. [1962].
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, eretos, retos ou flexousos, septados,
simples, lisos, castanho nas bases, subhialino nos ápices, 165-275 × 4,5-5 µm. Células
conidiogênicas holoblásticas, monoblásticas, terminais e intercalares, ocasionalmente
laterais, simpodiais, cilíndricas, denticuladas, lisas, castanho-claras a subhialinas. Conídios
solitários, secessões esquizolíticas, 0-septados, elipsóides a obovais, bases truncadas,
simples, secos, lisos, hialinos, 5,5-14 × 3,5-5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Paulo Afonso, 2/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
131002).
Distribuição geográfica: África do Sul, Austrália, Canadá, Holanda, Suíça, Papua-Nova
Guiné, Zaire (Arzanlou et al. 2007), Antiga União das Repúblicas Socialistas Soviéticas
(como Pleurothecium acutum, Farr et al. 2007), China, Estados Unidos da América (como
Ramichloridium schulzeri var. schulzeri, Farr et al. 2007), Cuba (como R. schulzeri var.
schulzeri, Mercado-Sierra et al. 1998), Inglaterra (como P. acutum, Ellis 1976), Taiwan
(como R. schulzeri var. schulzeri, Matsushima 1987).
O gênero Myrmecridium Arzanlou, W. Gams & Crous foi eregido recentemente a
partir da filogenia molecular das espécies de Ramichloridium Stahel ex de Hoog (Arzanlou
29
et al. 2007). Esse estudo sugeriu a existência de um clado formado por R. schulzeri e suas
variedades (Incertae sedis, Sordariomycetes) e outro clado incluindo a espécie-tipo, R.
apiculatum (J.H. Mill., Giddens & A.A. Foster) de Hoog (Mycosphaerellaceae,
Dothideomycetes). A célula conidiogênica nos espécimes brasileiros apresentam
dentículos retângulares, produzidos no ápice ou de modo intercalar, diferente dos
espécimes descritos por Arzanlou et al. (2007) e Matsushima (1975) que apresentam
dentículos triangulares produzidos lateralmente. Os conídios do material examinado
apresentaram uma maior variação nas dimensões e na forma. Batista & Oliveira (1964)
descrevem Acladium multisporum no Brasil, a partir da combinação Rhinotrichum
multisporum, entretanto essa última é considerada nome inválido (Art. 36, Greuter et al.
2003), como conseqüência A. multisporum torna-se um nomem nudum. Apesar disso
aceitamos a ocorrência da espécie no Brasil.
Phaeostalagmus tenuissimus (Corda) W. Gams, Stud. Mycol. 13: 93. 1976.
Fig. 13-14
Bas.: Verticillium tenuissimum Corda, Icon. fung. (Prague) 1: 20.1837.
Sin.: Verticillium apicale Berk. & Broome, Ann. Mag. nat. Hist., Ser. 2. 7: 101. 1851.
Verticicladium apicale (Berk. & Broome) Sacc., Syll. fung. (Abellini) 4: 328. 1886.
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, retos ou flexuosos, septados, simples,
lisos, castanhos, 80-130 × 3-6 µm. Células conidiogênicas enteroblásticas, fialídicas,
laterais e terminais, evidentes, determinadas, lageniformes, lisas, subhialinas, 8-13 × 1,5-3
µm. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 0-septados, elípticos, simples, em
mucilagem, lisos, hialinos, 2-3 × 1-1,5 µm.
(HUEFS 130988).
Distribuição geográfica: Canadá (como Verticillium tenuissimum Corda, Sutton 1973),
China (Tang et al. 2005), Escócia (Kirk & Spooner 1984), Estados Unidos da América,
Índia (Farr et al. 2007), Holanda, República Tcheca (Gams & Holobová-Jechova 1976),
Inglaterra (como Verticillium tenuissimum Corda, Hughes 1951), Polônia (Chlebicki &
Chmiel 2006), Tailândia (Lumyong et al. 2003).
30
O gênero Phaeostalagmus W. Gams foi proposto a partir da combinação de duas
espécies de Verticillium Nees, V. cyclosporus (Grove) E.W. Mason & S. Hughes e V.
tenuissimum Corda (Gams & Holobová-Jechová 1976). Sete espécies estão incluídas em
Phaeostalagmus, mas até o momento nenhuma espécie foi coletada no Brasil.
Phaeostalagmus tenuissimus assemelha-se a P. rossicus B. Sutton & Mel’nik (Sutton &
Mel’nik 1992) e a P. peregrinus Minter & Hol.-Jech. (Minter & Holubová-Jechová 1981)
pelas células conidiogênicas em verticilos simples. P. rossicus apresenta células
conidiogênicas maiores e conídios cilíndricos e P. peregrinus possui conídios maiores com
base trucada. Phaeostalagmus sp. foi associado recentemente a Chaetosphaeria
phaeostalacta Réblová através da cultura dos ascósporos (Reblová 2004).
Pseudodictyosporium wauense Matsush., in Kabayasi et al., Bull. natn. Sci. Mus., Tokyo
14(3): 473. 1971. Fig. 15-16.
Sin.: Kamatia indica V.G. Rao & Subhedar, Trans. Br. mycol. Soc. 66(3): 541. 1976.
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, retos ou flexuosos, septados, ramificados,
lisos, castanhos na base, castanho-claros nos ápice, 56-106,5 × 1,5-4,5 µm. Células
conidiogênicas enteroblásticas, tréticas, terminais, integradas, determinadas, cilíndricas,
lisas, castanho-claras. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, muriformes, palmados,
simples, secos, lisos, castanho-claros, 16-18 × 10,5-13,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, distrito Carrapichel,
21/IX/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 130990).
Distribuição geográfica: Brasil (Grandi & Silva 2003), Costa do Marfim (Rambelli et al.
2004), Cuba (Castañeda-Ruíz 1985), Espanha, Holanda, Porto Rico, Taiwan (Stalpers
2007), Itália (Lunghini & Quadraccia 1991), Japão (Matsushima 1975), Papua-Nova Guiné
(Matsushima 1971), Peru (Matsushima 1993), Venezuela (Castañeda-Ruíz et al. 2003).
Pseudodictyosporium Matsush. é um gênero monotípico descrito originalmente em
folha em decomposição de Musa paradisiaca L. (Matasushima 1971). As características do
espécime estudado estão de acordo com as descrições de Matsushima (1971,1975) e
Grandi & Silva (2003). Tsui et al. (2006) confirmaram a sinonímia entre Kamatia indica e
P. wauense proposta por Kirk et al. (2001) através da filogenia molecular. Tsui et al.
31
(2006) também indicaram que a diferença entre a região ITS de P. wauense e
Cheiromoniliophora elegans Tzean & J.L. Chen não seria suficiente para manter
Cheiromoniliophora como um gênero distinto. Tsui et al. (2006) sugere que
Dictyosporium Corda e os gêneros mencionados pertencem à Massarinaceae
(Ascomycota).
Repetophragma inflatum (Berk. & Ravenel) W.P. Wu, in Wu & Zhuang, Fung. Divers.
Res. Ser. 15: 109, 2005.
Fig. 17-18
Bas.: Helminthosporium inflatum Berk. & Ravenel, Grevillea 3: 104. 1875.
Sin.: Helminthosporium subfuscum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3: 104. 1875.
Helminthosporium tiara Berk. & Ravenel, Grevillea 3(no. 27): 104. 1875.
Helminthosporium episphaericum Cooke & Peck, Rep. N.Y. St. Mus. nat. Hist. 29:
52. 1878.
Helminthosporium collabendum Cooke, Grevillea 17: 67. 1889.
Clasterosporium herculeum Ellis, Proc. Acad. nat. Sci. Philad.: 92. 1891.
Clasterosporium sigmoideum Ellis & Everh., Bull. Torrey bot. Club 24: 472. 1897.
Sporidesmium inflatum (Berk. & Ravenel) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 70: 70. 1958.
lisos, castanhos, ápices castanho-claros, 137,5-405 × 6-7 µm. Células conidiogênicas
holoblásticas, monoblásticas, terminais, integradas, com proliferações percurrentes,
cilíndricas, lisas, castanho-claras. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 4-5septados, sigmóides, simples, secos, lisos, células basais trapezóides, castanho-claras, 6-7,5
µm larg., 2ª e 3ª células cilíndrico-trucadas, castanhas, 4ª células trapezóides alongadas,
castanho-claras, células apicais subuladas, subhialinas a castanho-claras, 76,5-85,5 × 13,516,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Piauí: Caracol, 5/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
130991).
Distribuição geográfica: Brasil (Grandi & Silva 2006), China, Inglaterra (Wu & Zhuang
2005), Cuba (Mercado-Sierra 1984), Estados Unidos da América, Serra Leoa (Ellis 1958),
Guiné, Uganda (Ellis 1971), Índia (Farr et al. 2007), Japão (Matsushima 1975), PapuaNova Guiné (Matsushima 1971), Peru (Matsushima 1993), Taiwan (Matsushima 1980).
32
O gênero Repetophragma foi proposto por Subramanian (1992) para acomodar
espécies de Sporidesmium Link que apresentavam conídios euseptados com células
conidiogênicas com proliferação percurrente. Atualmente o gênero apresenta 15 espécies
descritas (Wu & Zhuang 2005). Sporidesmium longiphorum R.F. Castañeda & W.B.
Kendr. é a espécie que mais se assemelha a R. inflatum, no entanto, pode ser diferenciado
pela presença de células centrais castanhas, transversalmente estriadas. O espécime
coletado no semi-árido apresentou conidióforos maiores quando comparado aos descritos
por Wu & Zhuang (2005) e Ellis (1958). A primeira citação da espécie para o Brasil foi
feita por Grandi & Silva (2006) ainda sob o nome de Sporidesmium. Recentemente
Castañeda et al. (2006) propuseram a combinação de duas espécies para o gênero,
Repetophragma fasciatum (R.F. Castañeda) R.F. Castañeda, Gusmão & Saikawa e
Repetophragma filiferum (Piroz.) R.F. Castañeda, Gusmão & Heredia, a partir de
Endophragmiella fasciata (R. F. Castañeda) R. F. Castañeda e Sporidesmium filiferum
Piroz., respectivamente.
.
Sporidesmium verrucisporum M.B. Ellis, Mycol. Pap. 70: 57. 1958.
Fig. 19-20
lisos, castanho-escuros, 46,5-165 × 3-5,5 µm. Células conidiogênicas holoblásticas,
monoblásticas, terminais, integradas, com proliferações percurrentes ou doliformes,
cilíndricas, lisas, castanho-escuras. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 6-8septados, obpiriformes, subulados, retos ou levemente curvos, simples, secos, células da
base castanho-escuras, verrucosos, células apicais lisas, castanho a castanho-claras, 49,585 × 6-10,5; base 2-3,5 µm larg.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, 29/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
130992).
Distribuição geográfica: China (Zhou et al. 2001), Nova Zelândia (Farr et al. 2007), Serra
Leoa (Ellis 1958).
Sporidesmium é um gênero cosmopolita com cerca de 60 espécies (Cai et al. 2006).
É caracterizado pelos conídios euseptados produzidos em células conidiogênicas sem
33
proliferação ou apresentando proliferação lageniforme ou doliforme (Wu & Zhuang 2005).
Apesar dos conídios mais estreitos e 6-8-septados, as características apresentadas pelo
espécime estudado enquadram-se em S. verrucisporum (Ellis 1958). Sporidesmium
flagellatum (S. Hughes) M.B. Ellis e S. tropicale M.B. Ellis apresentam conídios
verruculosos, podendo ser diferenciados pela presença de rostro e pelas maiores
dimensões, respectivamente. Shenoy et al. (2006) analisaram filogeneticamente a
subunidade maior do DNA ribossomal e a segunda subunidade maior da RNA polimerase
II e forneceram fortes evidências que os gêneros que compõe Sporidesmium “sensu lato”
são parafiléticos e estão posicionados entre as duas maiores classes de Ascomycota,
Dothideomycetes e Sordariomycetes.
Sporidesmiella claviformis P.M. Kirk, Trans. Br. mycol. Soc. 79(3): 479. 1982. Fig. 21-22
lisos, castanho-escuros, ápices castanho-claros, 162-249 × 4,5-5,5 µm. Células
conidiogênicas holoblásticas, monoblásticas, terminais, integradas, com proliferações
percurrentes anelídicas, cilíndricas, lisas, castanhas. Conídios solitários, secessões
esquizolíticas, 2-pseudoseptados, obovais, bases truncadas ou afiladas, simples, secos,
subhialinos, 20,5-24 × 9-10,5 µm; bases 0,5-4 larg. µm.
(HUEFS 130993).
Distribuição geográfica: China (Wu & Zhuang 2005), Malásia (Kuthubutheen & Nawawi
1993), Reino Unido (Kirk 1982).
Sporidesmiella claviformis é a espécie-tipo do gênero Sporidesmiella P.M. Kirk que
apresenta 24 espécies e duas variedades (Wu & Zhuang 2005, Yanna et al. 2001). O
material examinado apresentou conídios com maiores dimensões do que os referidos por
Wu & Zhuang (2005), Kuthubutheen & Nawawi (1993) e Kirk (1982). A base do conídio
afilada é uma novidade para a espécie. S. caribensis R.F. Castañeda possui conídios 2pseudoseptados, castanho-claros a castanhos na margem. Três espécies foram coletadas no
Brasil, S. hyalosperma var. hyalosperma (Corda) P.M. Kirk (Grandi 1990), Sporidesmiella
34
parva (M.B. Ellis) P.M. Kirk (Barbosa et al. 2007) e Sporidesmiella vignalensis W.B.
Kendr. & R.F. Castañeda (Marques et al. 2007).
Lista com as demais espécies encontradas
Acrogenospora
sphaerocephala
(Berk.
&
Broome)
M.B.
Ellis,
Dematiaceous
Hyphomycetes (Kew): 114. 1971.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, Mata das Pororocas, sobre folha em
decomposição de Palmae, 30/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129304).
Alternaria alternata (Fr.) Keissl., Beih. Bot. Zbl., Abt. 1 29(2): 434. 1912.
Material examinado: BRASIL. Piauí: Caracol, 28/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129289); Rio Grande do Norte: Serra Negra do Norte, 26/X/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129290).
Atrosetaphiale flagelliformis Matsush., Matsush. Mycol. Mem. 8: 14 (1995)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, Mata das Pororocas, 30/I/2007, A.C.R.
Cruz s.n. (HUEFS 129291); Pilão Arcado, Barra do Iu, 27/II/2007, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129292); Piauí: Caracol, 07/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129293).
Beltrania rhombica Penz., Michelia 2(no. 8): 474. 1882.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, Mata da Esterzinha, 05/X/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129297); Paulo Afonso, 16/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129294); Paulo Afonso, 28/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129295); Pilão Arcado,
Quirino, 19/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129296); Pernambuco: Buíque,
23/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129298); Buíque, sobre folha em decomposição
05/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129299); Piauí: Caracol, 24/XI/2006, A.C.R. Cruz
s.n. (HUEFS 129300); Caracol, 27/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129301); Caracol,
06/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129302); Rio Grande do Norte: Serra Negra do
Norte, 25/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129303).
Beltraniella portoricensis (F. Stevens) Piroz. & S. D. Patil, Can. J. Bot. 48:575. 1970.
35
Figuras 11-22. 11-12. Myrmecridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) Arzanlou, W. Gams &
Crous. 11. Conidióforo. 12. Conídios. 13-14. Phaeostalagmus tenuissimus (Corda) W.
Gams. 13. Conidióforo. 14. Conídios. 15-16. Pseudodictyosporium wauense Matsush. 15.
Conidióforo. 16. Conídios. 17-18. Repetophragma inflatum (Berk. & Ravenel) W.P. Wu.
17. Conidióforo. 18. Conídios. 19-20. Sporidesmium verrucisporum M.B. Ellis. 19.
Conidióforo. 20. Conídios. 21-22. Sporidesmiella claviformis P.M. Kirk. 21. Conidióforo.
22. Conídios.
36
Cruz s.n. (HUEFS 129305); Pernambuco: Buíque, 23/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129306).
Beltraniopsis ramosa R.F. Castañeda, Revta Jardín bot. Nac., Univ. Habana 6(1): 53.
1985.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, 28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129308).
Bipolaris sorokiniana (Sacc.) Shoemaker, Can. J. Bot. 37(5): 884. 1959.
129330).
Chaetopsina fulva Rambelli, Diagn. IV 3: 5. 1956.
Cruz s.n. (HUEFS 129311); Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, 19/IX/2006, A.C.R.
Cruz s.n. (HUEFS 129312).
Circinotrichum papakurae S. Hughes & Piroz., N.Z. Jl Bot. 9(1): 40. 1971.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, 19/X/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129316).
Curvularia eragrostidis (Henn.) J.A. Mey., Publ. Inst. nat. Étude agron. Congo belge, Sér.
sci. 75: 183. 1959.
129321); Caracol, 23/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129322); Rio Grande do Norte:
Serra Negra do Norte, 26/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129323).
Curvularia lunata (Wakker) Boedijn, Bull. Jard. Bot. Buitenz, 3 Sér. 13(1): 127. 1933.
Material examinado: BRASIL. Rio Grande do Norte: Serra Negra do Norte, 13/XI/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129324); Serra Negra do Norte, 14/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129325).
37
Dictyochaeta britannica (M.B. Ellis) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde, Fungal Diversity
4: 137. 2000.
129376).
Dictyochaeta novae-guineensis (Matsush.) A.I. Romero, Boln Soc. argent. Bot. 22: 76.
1983.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, 5/X/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129366); Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, 18/X/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129367); Pernambuco: Buíque, 31/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129368), Buíque, 8/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129369).
Dictyochaeta pluriguttulata Kuthub. & Nawawi, Mycol. Res. 95: 1212. 1991.
(HUEFS 129372).
Dictyochaeta simplex (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech., Folia geobot. phytotax. 19:
434. 1984.
(HUEFS 129363), Buíque, 8/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129364).
Dictyochaeta triseptata (Matsush.) R.F. Castañeda, Fungi Cubenses: 8. 1986.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, Mata das Pororocas, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129374).
Dicyma pulvinata (Berk. & M.A. Curtis) Arx, Gen. Fungi Sporul. Cult., Edn 3 (Vaduz):
316. 1981.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, sobre folha em decomposição de
Mauritia flexuosa L., 22/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129327).
Dischloridium laeense (Matsush.) B. Sutton, Kavaka 4: 47. 1977.
38
Drechslera halodes (Drechsler) Subram. & B.L. Jain, Curr. Sci. 35: 354. 1966.
Material examinado: BRASIL. Rio Grande do Norte: Serra Negra do Norte, 26/XI/2006,
Ellisembia brachypus (Ellis & Everh.) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B. Biol.
Sci. 58: 183. 1992.
(HUEFS 129334).
Epicoccum nigrum Link, Magazin Ges. naturf. Freunde, Berlin 7: 32. 1815.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, 18/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129331).
Gonytrichum chlamydosporium var. chlamydosporium G.L. Barron & G.C. Bhatt,
Mycopath. Mycol. appl. 32: 126. 1967.
(HUEFS 129335); Buíque, sobre folha em decomposição 18/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129336); Buíque, sobre folha em decomposição 21/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129337).
Gonytrichum macrocladum (Sacc.) S. Hughes, Trans. Br. mycol. Soc. 34: 565. 1951.
(HUEFS 129339); Buíque, 26/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129340).
Gyrothrix microsperma (Höhn.) Piroz., Mycol. Pap. 84: 14. 1962.
129341); Pilão Arcado, Quirino, 2/III/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129343);
Pernambuco: Buíque, 31/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129345).
Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3: 51. 1874.
(HUEFS 129353).
39
Helicosporium virescens (Pers.) Sivan., Bitunicate Ascomycetes and their Anamorphs:
591-592. 1984.
Material examinado: BRASIL. Pernambuco: Buíque, 11/X/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129359).
Idriella lunata P.E. Nelson & S. Wilh., Mycologia 48(4): 550. 1956.
129378).
Idriella ramosa Matsush., Bull. Natn. Sc. Mus., Tokio 14(3):466. 1971.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha,
25/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129382).
Idriella setiformis R.F. Castañeda & G.R.W. Arnold. Revta. Jardín Bot. Nac., Univ.
Habana 6: 50. 1985.
129379); Senhor do Bonfim, 19/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129380); Senhor do
Bonfim, fazenda Passaginha, 18/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129381).
Janetia mangiferae S. Hughes & Cavalc., Can. J. Bot. 61(8): 2224. 1983.
Material examinado: Brasil. Piauí: Caracol, 23/XI/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129394).
Kionochaeta ramifera (Matsush.) P.M. Kirk & B. Sutton, Trans. Br. mycol. Soc. 85(4):
715. 1986.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, 11/X/2006,
Memnoniella echinata (Rivolta) Galloway, Trans. Br. mycol. Soc. 18(2): 165 (1933)
129384); Pilão Arcado, 8/III/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129385); Piauí: Caracol,
6/XII/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129387); Rio Grande do Norte: Serra Negra do
Norte, 14/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129388).
40
Menisporopsis theobromae S. Hughes, Mycol. Pap. 48: 59. 1952.
Material exainado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, Mata das Pororocas, sobre fruto em
decomposição, 18/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129389); Senhor do Bonfim,
29/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129390); Pernambuco: Buíque, 21/VIII/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129392); Buíque, 17/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129393).
Myrothecium gramineum Lib., Pl. Crypt., Arduennae: 380. 1837.
129399); Paulo Afonso, 1/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129400).
Myrothecium leucotrichum (Peck) M.C. Tulloch, Mycol. Pap. 130: 12. 1972.
129395); Pilão Arcado, 6/III/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129396); Pernambuco:
Buíque, 26/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129397); Piauí: Caracol, 5/XII/2006,
Myrothecium roridum Tode ex Fr., Fung. mecklenb. sel. (Lüneburg) 1: 25. 1790.
(HUEFS 129401); Piauí: Caracol, 1/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129402);
Caracol, 15/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129403); Rio Grande do Norte: Serra
Negra do Norte, 14/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129404).
Myrothecium verrucaria (Alb. & Schwein.) Ditmar ex Fr.: 7 (1813) [1817].
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Barra do Iu, 26/II/2007, A.C.R. Cruz
s.n. (HUEFS 129406); Piauí: Caracol, 14/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129407);
Caracol, 7/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129408).
Neojohnstonia minima Gusmão & Grandi, Mycotaxon 80: 98. 2001.
129409).
Nigrospora sphaerica (Sacc.) E.W. Mason, Trans. Br. mycol. Soc. 12: 158. 1927.
41
129410); Caracol, sobre folha em decomposição 4/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129411); Caracol, 12/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129412).
Periconia cookei E.W. Mason & M.B. Ellis, Mycol. Pap. 56: 72. 1953.
129414); Senhor do Bonfim, 19/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129415);
Pernambuco: Buíque, 8/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129416); Piauí: Caracol,
27/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129417); Caracol, sobre folha em decomposição
11/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129419).
Periconia hispidula (Pers.) E.W. Mason & M.B. Ellis, Mycol. Pap. 56: 112. 1953.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, sobre folha de Eriocaulaceae em
decomposição, 17/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 125352); Pilão Arcado, sobre folha
de Eriocaulaceae 26/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 125353), Piauí: Caracol,
4/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 125355); Caracol, 13/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129418).
Phaeoisaria clematidis (Fuckel) S. Hughes, Can. J. Bot. 36: 794. 1958.
(HUEFS 129420).
Pithomyces chartarum (Berk. & M.A. Curtis) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 76: 13. 1960.
129421); Paulo Afonso, 28/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129423); Pilão Arcado,
Quirino, 21/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129424); Piauí: Caracol, 4/XII/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129425); Caracol, 1/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS
129426).
Repetophragma filiferum (Piroz.) R.F. Castañeda, Gusmão & Heredia, Mycotaxon
95:269. 2006.
(HUEFS 129431); Buíque, 1/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129432).
42
Spegazzinia tessarthra (Berk. & M.A. Curtis) Sacc., Syll. fung. (Abellini) 4: 758. 1886.
Material examinado: BRASIL. Pernambuco: Buíque, 8/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129433); Piauí: Caracol, 4/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129434);
Caracol, 6/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129435); Caracol, 14/XII/2006, A.C.R.
Speiropsis scopiformis Kuthub. & Nawawi, Trans. Br. mycol. Soc. 89(4): 584. 1987.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, Mata da Esterzinha, 5/X/2006,
A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129437); Senhor do Bonfim, Distrito de Carrapichel, 9/X/2006,
Sporidesmiella hyalosperma var. hyalosperma (Corda) P.M. Kirk, Trans. Br. mycol. Soc.
79(3): 481. 1982.
(HUEFS 129443).
Stachybotrys nephrospora Hansf., Proc. Linn. Soc. London 155: 45. 1943 [1942-43].
129443); Pilão Arcado, morro do Machado, 7/III/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129444);
Senhor do Bonfim, Distrito de Carrapichel, 10/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129445);
Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, 10/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129446);
Pernambuco: Buíque, 24/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129447); Piauí: Caracol,
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Pernambuco: Buíque, 8/XI/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129485); Piauí: Caracol,
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s.n. (HUEFS 129487); Pilão Arcado, Morro do Machado, 21/III/2007, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129488).
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Programa de Pesquisa em Biodiversidade do Semi-árido
pelo suporte financeiro (PPBio semi-árido/Ministério da Ciência e Tecnologia) e aos Drs.
Rafael Castañeda-Ruiz, David W. Minter, Gregorio Delgado, Josep Guarro, Acelino
Alfenas, Uwe Braun, Carlos Inácio, Sayanh Somrithipol, Eric Mckenzie, Antonio
Hernández-Gutiérrez, as Dras. Marizeth Groenewald, Rosely Piccolo-Grandi, Barbara
Paulus, Astrid Ferrer e Msc. Priscila Silva, pela generosidade no envio de literatura. O
primeiro autor agradece ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e
Tecnológico (CNPq) pela bolsa concedida, à Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da
Bahia pelo apoio financeiro (Proc. APR071/2007) e ao Programa de Pós-graduação em
Botânica (PPGBot/UEFS).
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53
CAPITULO 2
brasileiro. II. Espécies lignícolas
Artigo a ser submetido para publicação na Acta Botanica Brasílica
54
Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. II. Espécies
lignícolas
RESUMO – (Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. II. Espécies
lignícolas). Um inventário dos fungos conidiais foi realizado em seis áreas de extrema
importância biológica do bioma Caatinga. Foram identificadas 46 espécies, Dactylaria
cazorlii, Thozetella queenslandica, Vanakripa parva são descritas pela segunda vez para a
ciência, Ellisembia bambusae, Gonytrichum mirabile, Uberispora tropicalis são novas
ocorrências para o continente americano, Acrophragmis coronata, Bactrodesmium linderi,
Piricauda cochinensis, Taeniolella alta são novas ocorrências para a América do Sul,
Sporoschisma saccardoi, Stachylidium bicolor var. bicolor são novas ocorrências para o
Brasil e Paraceratocladium bacilliformis é uma nova ocorrência para o semi-árido
brasileiro. As novas ocorrências são descritas, ilustradas e comentadas. Uma lista com as
demais espécies encontradas é incluída.
Palavras-chave – Fungos anamórficos, taxonomia, serapilheira.
ABSTRACT – (Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. II.
Lignicolous species). An inventory of the conidial fungi was carried through in six areas of
extreme biological importance of Caatinga biome. Forty six species were identified,
Dactylaria cazorlii, Thozetella queenslandica, Vanakripa parva are described the second
time for science, Ellisembia bambusae, Gonytrichum mirabile, Uberispora tropicalis are
new records for American continent, Acrophragmis coronata, Bactrodesmium linderi,
Piricauda cochinensis, Taeniolella alta are new records for South America, Sporoschisma
saccardoi, Stachylidium bicolor var. bicolor are new records for Brasil and
Paraceratocladium bacilliformis is a new record for the brazilian semi-arid region. The
new records are described, illustrated and commented. A list with the others species found
is included.
Key words – Anamorphic fungi, taxonomy, leaf litter.
1
Universidade Estadual de Feira de Santana, Departamento de Ciências Biológicas,
Laboratório de Micologia (LAMIC), Caixa Postal 252, 44031-460, Feira de Santana, BA,
Brasil ([email protected]).
2
55
Introdução
A região semi-árida corresponde à cerca de 60% do nordeste brasileiro (CNRBC
2004). A região é marcada pelo déficit hídrico, originado tanto pelas baixas precipitações
anuais (300-1000mm/ano), irregulares e concentradas (3-6 meses), quanto pela
evapotranspiração potencial elevada (1500-2000mm/ano), estas juntamente com as altas
temperaturas, determinam à fisionomia da região (Prado 2003).
Estudos recentes no bioma Caatinga têm revelado uma biota diversa, comparada às
outras florestas tropicais secas da América do Sul (Queiroz 2006; Giulietti et al. 2002;
Rodrigues 2003; Rosa et al. 2003). Porém, apenas 1% da sua área está sob a proteção
integral em unidades de conservação, sendo considerado o bioma brasileiro mais
vulnerável e um dos menos estudados quanto a sua biodiversidade (Leal et al. 2005). O
Ministério do Meio Ambiente (2002) indicou 82 áreas prioritárias para a conservação, das
quais 27 foram classificadas como de extrema importância biológica.
Os fungos conidiais lignícolas produzem suas estruturas reprodutivas em substratos
como madeira e córtex (Godeas & Arambarri 2007). Mundialmente, os estudos deste
grupo, apesar de dispersos, vêm revelando novos gêneros e espécies (Goos 1970;
Holubová-Jechová 1984, Nawawi & Kuthubutheen 1989). No Brasil, o estudo dos fungos
lignicolas é pouco explorado. Alguns autores investigaram substratos lignificados, mas um
número reduzido de fungos conidiais foram encontrados, entre os trabalhos, destaca-se
Batista et al. (1960a;b), Batista et al. (1965), Batista et al. (1967), Grandi & Gusmão
(2001), Calduch et al. (2002) e Castañeda-Ruiz et al. (2003a).
Recentemente para a região semi-árida, Castañeda-Ruiz et al. (2006), Marques et
al. (2007) e Barbosa et al. (2007) descreveram novas espécies e adicionaram novas
ocorrências de fungos conidiais lignícolas para o Brasil e para o Neotrópico.
O objetivo desse trabalho foi descrever e ilustrar as novas ocorrências de fungos
conidiais lignícolas encontradas em áreas de extrema importância biológica no semi-árido
brasileiro.
Materiais e métodos
56
As amostras de galhos, cascas e frutos foram submetidas à técnica de lavagem
descrita por Castañeda-Ruiz (2005). As câmaras-úmidas foram mantidas a temperatura
ambiente e observadas no período de 20 dias. As estruturas reprodutivas dos fungos
conidiais foram coletadas com auxílio de agulhas de ponta fina e colocados em meio de
montagem permanente com resina PVL (álcool polivinílico + lactofenol). As lâminas
foram depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS).
Foram identificadas 46 espécies associadas a galhos, cascas e frutos no semi-árido,
dessas 13 são novas ocorrências e são descritas e ilustradas. Comentários e informações
sobre a distribuição geográfica dessas espécies são incluídos.
Acrophragmis coronata Kiffer et Reisinger, Revue Ecol. & Biol. Sol 7: 16. 1970. Fig. 1-2
simples, lisos, castanho-escuros, ápices castanho-claros, 67-271 × 4-6 µm. Células
conidiogênicas monoblásticas, terminais, proliferações percurrentes, lisas, castanho-claras.
Conídios solitários, secessões rexolíticas, 2-septados, elípticos, células centrais mais largas
com um anel com 6-9 protuberâncias hemisféricas, secos, lisos, células basais e apicais
castanho-claras, células centrais castanho-escuras, 12-13,5 × 9-10 µm; células basais 3-3,5
µm larg.; apêndices flexuosos raramente presentes nas células apicais, unicelulares,
simples, hialinos, 4-18 × 1,5-4 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, sobre
galho em decomposição, 3/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130976).
Distribuição geográfica: China (Wu & Zhuang 2005), Congo (Kiffer & Reisinger 1970,
Ellis 1976), Cuba (Mercado-Sierra & Mena-Portales 1986).
57
O gênero Acrophragmis é caracterizado pela presença de conídios com um anel
com pequenas protuberâncias, célula central mais larga e mais escura, (Wu & Zhuang
2005). Os conidióforos do material examinado alcançaram as maiores dimensões já
relatadas para a espécie (Kiffer & Reisinger 1970; Ellis 1976; Mercado-Sierra & MenaPortales 1986; Wu & Zhuang 2005). Além de A. coronata, A. canadensis S. Hughes
(Hughes 1979) e A. reisingeri V.G. Rao & A.P. Reddy (Rao & Reddy 1978) compõem o
gênero, sendo A. coronata a única a apresentar conídios 2-septados com protuberâncias
hemisféricas. Acrophragmis laevispora Gamundí & Aramb. (Gamundí et al. 1979) é
descrita com conídios tréticos e sem protuberâncias, sendo considerada sinônimo de
Endophragmiella lignicola S. Hughes (Castañeda et al. 1997).
Bactrodesmium linderi (J.L. Crane & Shearer) M.E. Palm & E.L. Stewart, Mycotaxon 15:
319. 1982.
Fig. 3-4
Bas.: Trichocladium linderi J.L. Crane & Shearer, Mycologia 70(4): 866. 1978.
Conidióforos micronemáticos, esporodoquiais, flexuosos, septados, simples, lisos, hialinos.
Células conidiogênicas monoblásticas, terminais, lisas, hialinas. Conídios solitários, com
secessões rexolíticas, 1-septados, raros 2-septados, obpiriformes, simples, lisos, células
basais castanhas ou hialinas, células apicais castanho-escuras a negras, em mucilagem,
lisos, 21-27 × 16-23 µm; células basais 1,5-4,5 × 4,5-8 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Barra do Iu, sobre casca em
decomposição, 15/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130977); Pilão Arcado, Barra do Iu,
sobre casca em decomposição, 18/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130978); Pilão
Arcado, Brejinho, sobre galho em decomposição, 14/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS
130979).
Distribuição geográfica: Austrália (Hyde & Goh 1998), China (Farr et al. 2007), Estados
Unidos da América (Crane & Shearer 1978).
Bactrodesmium Cooke apresenta atualmente cerca de 40 espécies (Markovskaja
2006). O gênero esporodoquial é heterogêneo e inclui espécies com conídios
pseudoseptados, como B. rahnii M.B. Ellis (Ellis 1976) ou euseptados com ou sem a
58
presença de bandas negras nos septos. Raramente são verrucosos, como B. palmicola
Mercado, Heredia & J. Mena (Mercado-Sierra et al. 1995). As dimensões dos conídios do
espécime brasileiro estão de acordo com as apresentadas por Crane & Shearer (1978) e
Palm & Stewaet (1982). Bactrodesmium atrum M.B. Ellis, B. globosum Hol.-Jech. e B.
palmicola são similares a B. linderi pela presença da célula apical castanha-escura a negra,
mas diferenciam-se pelo maior número de septos, maiores dimensões e verrucosidade nos
conídios, respectivamente. Um ponto controverso no gênero é o tipo de secessão do
conídio, sendo referidas tanto espécies esquizolíticas como rexolíticas. Zucconi &
Lunghini (1997) examinaram a espécie-tipo do gênero e determinaram a sua condição
esquizolítica, sugerindo a revisão das espécies rexolíticas.
Dactylaria cazorlii Mercado, Gené & Guarro, Mycol. Res. 104: 1404. 2000. Fig. 5-6
simples, lisos, castanhos, 30-58,5 × 3-3,5 µm; bases geralmente arredondadas 4,5-7 µm.
Células conidiogênicas holoblásticas, poliblásticas, terminais, simpodiais, cilíndricas,
denticuladas, lisas, castanho-claras a subhialinas. Conídios solitários, secessões
esquizolíticas, 2-5-septados, elipsóides, subclavados, levemente curvos, simples, secos,
lisos, hialinos, 10,5-26 × 3-4,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Paulo Afonso, IBAMA, sobre casca em
decomposição, 30/VIII/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130980).
Distribuição geográfica: Espanha (Gené et al. 2000).
O gênero Dactylaria Sacc. é composto atualmente por 94 espécies destacando-se a
revisão de de Hoog (1985) (41 espécies), e as compilações de Goh & Hyde (1997) (37
espécies) e Paulus et al. (2003) (14 espécies). Dactylaria crinospora (G.F. Atk.) U. Braun
& Crous, apresenta conídios 1-4 septados (Crous & Braun 2003), D. leptospermi J.A.
Cooper (Cooper 2005) e D. plovercovensis Goh & K.D. Hyde apresentam conídios 3septados, diferindo, portanto de D. carzorlli. Dactylaria crinospora difere pela forma
(cilíndrico-filiforme a subfusifome) e pelas maiores dimensões dos conídios. O material
brasileiro possui conidióforos menores quando comparado ao espécime-tipo (Gené et al.
2000).
59
Ellisembia bambusae (M.B. Ellis) W.P. Wu, Wu & Zhuang, Fung. Divers. Res. Ser. 15:
109, 2005.
Fig. 7-8
Bas.: Sporidesmium bambusae M.B. Ellis, Mycol. Pap. 103: 43. 1965.
Sin.: Imimyces bambusae (M.B. Ellis) A. Hern. Gut. & B. Sutton, Mycol. Res. 101(2): 203.
1997.
Imicles bambusae (M.B. Ellis) Shoemaker & Hambl., Can. J. Bot. 79(5): 598. 2001.
lisos, castanho-escuros, 35-77,5 × 4,5-7,5 µm. Células conidiogênicas holoblásticas,
monoblásticas, terminais, integradas, determinadas ou raramente com proliferações
percurrentes doliformes, cilíndricas a lageniformes, lisas, castanho-escuras. Conídios
solitários, secessões esquizolíticas, 8-12-septados, obclavados, bases truncadas, retos ou
curvos, simples, secos, células da base castanhas, células medianas castanho-claras, células
apicais subhialinas, 72,5-90 × 10-12,5 µm; base 3,5-5,5 µm larg.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Brejinho, sobre casca em
decomposição, 14/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 131003).
Distribuição geográfica: China (Wu & Zhuang 2005), Índia, Serra Leoa, Taiwan
(Hernández-Gutiérrez & Sutton 1997).
O gênero Ellisembia Subram. foi proposto a partir de Sporidesmium Link e abriga
espécies que possuem conídios pseudoseptados, com células conidiogênicas determinadas
ou com proliferação percurrente lageniforme a doliforme (Subramanian 1992). O espécime
estudado apresentou a maioria das células conidiogênicas com crescimento determinado.
Quando apresentou proliferações percurrente na célula conidiogênica não se observou
diferenças na coloração em relação às demais células do conidióforo, como descrito em
Hernández-Gutiérrez & Sutton (1997). Apesar de mais estreitos, os conídios do material
examinado estão mais relacionados aos descritos por Hernández-Gutiérrez & Sutton (1997)
do que os apresentados por Wu & Zhuang (2005) que descreveram E. bambusae com
apêndice filiforme aseptado envolto por uma bainha mucilaginosa.
60
Gonytrichum mirabile Hol.-Jech., Gams & Holubová-Jechová, Stud. Mycol. 13: 84. 1976.
Fig. 9-10
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, eretos, flexuosos, ápices helicoidais,
septados, irregularmente ramificados, lisos, castanhos, 225-325 × 3-3,5 µm. Ramificações
flexuosas, ápices helicoidais ou curvas, septadas, lisas, castanhas, 78,5-255 × 3-5 µm.
Células conidiogênicas enteroblásticas, fialídicas, laterais, solitárias ou em grupos de 2-3,
evidentes, determinadas, lageniformes, lisas, castanho-claras, 5-11,5 × 2,5-5 µm. Conídios
solitários, secessões esquizolíticas, 0-septados, elípticos, simples, em mucilagem, lisos,
hialinos, 2-3 × 1-2 µm.
Material examinado: BRASIL: Bahia. Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, sobre
casca em decomposição, 20/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130987).
Distribuição geográfica: República Tcheca (Gams & Holobová-Jechová 1976).
Gonytrichum Nees ex Wallr. é caracterizado por possuir conidióforos castanhos,
simples ou ramificados, com extremidades estéreis, apresentando um colar de células onde
são produzidas as fiálides, conídios hialinos, 0-septados, envoltos em mucilagem (Hughes
1951a; Gams & Holobová-Jechová 1976). Atualmente seis espécies e cinco variedades são
aceitas no gênero (Saccardo 1886; Hughes 1951a; Hughes 1958; Barron & Bhatt 1967;
Gams & Holobová-Jechová 1976; Holubová-Jechová 1982). Gonytrichum mirable
apresenta conidióforos ramificados e é a única espécie que não produz fiálides associada a
um colar no conidióforo. Os conídios se apresentam menores que os descritos por Gams &
Holobová-Jechová (1976). A espécie foi coletada apenas na sua localidade-tipo, sendo este
o segundo registro da espécie para a ciência.
Paraceratocladium bacilliformis Calduch, Stchigel, Gene et Guarro, Mycologia 94: 1074.
2002.
Fig. 11-12
Setas eretas, retas ou flexuosas, septadas, simples, acerosas, lisas, castanho-escuras, 140261 × 3,5-6 µm. Conidióforos micronemáticos, mononemáticos, prostrados nas setas,
flexuosos, septados, simples, lisos, subhialinos, 1-2 µm larg. Células conidiogênicas
enteroblásticas, fialídicas, laterais e terminais, evidentes, determinadas, lageniformes, lisas,
61
subhialinas, 4-11 × 2,4-3,6 µm. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 0-septados,
baciliformes ou cilíndrico-alantóides, simples, em mucilagem, lisos, hialinos, 3-4,5 × 0,5-1
µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, sobre casca em decomposição,
19/I/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 118031).
Distribuição geográfica: Brasil (Calduch et al. 2002).
Paraceratocladium R.F. Castañeda possui seis espécies descritas que ocorrem desde
serapilheira submersa, como P. malaysianum Goh & K.D. Hyde (Goh & Hyde 2000) a
restos vegetais no solo, como P. polysetosum R.F. Castañeda (Castañeda-Ruiz 1987), tanto
decompondo folhas, P. triseptata Dulym., W. Wu & Peerally (Dulymamode et al. 1998),
como sobre substratos lignificados, P. bacilliformis (Calduch et al. 2002). As células
conidiogênicas dos espécimes coletados são maiores em comprimento quando comparadas
às descritas no espécime-tipo (Calduch et al. 2002). Paraceratocladium bacilliformis
apresenta setas simples e difere das demais espécies pelos conídios unicelulares
baciliformes. Além de P. bacilliformis, foram coletadas no Brasil, P. polysetosum (Gusmão
& Barbosa 2003) e P. silvestre R.F. Castañeda (Cruz et al. 2007).
Piricauda cochinensis (Subram.) M.B. Ellis, More Dematiaceous Hyphomycetes (Kew):
367. 1976.
Fig. 13
Bas.: Petrakia cochinensis Subram., Sydowia 1: 15. 1957.
Conidióforos micronemáticos, mononemáticos, prostrados, flexuosos, septados, simples,
lisos, castanhos, 2,5 -3 µm larg. Conídios solitários, multiseptados, piriformes, simples,
secos, bases frequentemente verrucosas, castanho-escuros, 42-76,5 × 40,5-70,5 µm, com 39 apêndices eretos, retos ou flexuosos, septados, simples, lisos, castanhos a castanho-claros
nos ápices, 10-118,5 × 3,5-7,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, sobre espata de Syagrus coronata
(Mart.) Becc. em decomposição, 1/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130989).
62
Figuras 1-12. 1-2. Acrophragmis coronata Kiffer et Reisinger. 1. Conidióforo. 2. Conídios.
3-4. Bactrodesmium linderi (J.L. Crane & Shearer) M.E. Palm & E.L. Stewart. 3. Conídios.
4. Conidióforo e conídios. 5-6. Dactylaria cazorlii Mercado, Gené & Guarro. 5.
Conidióforo. 6. Conídios. 7-8. Ellisembia bambusae (M.B. Ellis) W.P. Wu. 7. Conidióforo.
8. Conídios. 9-10. Gonytrichum mirabile Hol.-Jech. 9. Conidióforo. 10. Conídios. 11-12.
Paraceratocladium bacilliformis Calduch, Stchigel, Gene et Guarro. 11. Conidióforo. 12.
Conídios.
63
Distribuição geográfica: Cuba (Mercado-Sierra et al. 1997), Etiópia (Bhat & Sutton 1985),
Índia (Ellis 1976), Japão (Nakagiri & Ito 1995), China, Malásia, Ilhas Seicheles (Farr et al.
2007), México (Heredia-Abarca et al. 1997).
Ellis (1971) inclui neste no gênero fungos com conidióforos semi-macronemáticos
que apresentavam conídios tréticos, multiseptados, frequentemente apendiculados.
Segundo Mercado-Sierra et al. (2005) o gênero é composto por oito espécies e uma
variedade. Piricauda longispora Mercado, Gené & Guarro é a espécie mais próxima de P.
cochinensis, podendo ser diferenciada pelo conídio fusiforme ou cilíndrico. O espécimetipo de P. cochinensis foi coletado decompondo espata de palmeira e esta espécie parece
estar fortemente associada a restos vegetais da família Palmae (Ellis 1976; HolubováJechová & Mercado-Sierra 1989; Nakagiri & Ito 1995; Heredia-Abarca et al. 1997). No
Brasil, foram coletadas P. anacardii Bat. & C. Ram, P. paraguayensis var. paraguayensis
(Speg.) R.T. Moore e P. paraguayensis var. echinulata Bat. & H. Maia, dessas apenas a
segunda espécie foi considerada por Mercado-Sierra et al. (2005).
Sporoschisma saccardoi E.W. Mason & S. Hughes, Hughes, Mycol. Pap. 31: 20. 1949.
Fig. 14-15
Hifas capitadas retas ou flexuosas, septadas, lisas, castanhas, 114-207 × 6-7,5 µm, ápices
arredondados 7,5-11,5 µm larg. Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, associados
a uma ou duas hifas capitadas, eretos, retos ou flexuosos, septados, simples, lisos,
castanho-escuros, 204-270 × 8,5-11,5 µm; ventres 13,5-16,5 µm larg. Células
conidiogênicas enteroblásticas fialídicas, terminais, integradas, castanho-escuras. Conídios
em cadeia, secessões esquizolíticas, 5-septados, geralmente conscritos nos septos, células
centrais mais longas em relação às células das extremidades, cilíndricos, simples, secos,
lisos, células centrais castanho-escuras, células das extremidades castanho-claras 37,5-46,5
× 10-12 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, sobre casca em decomposição,
12/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130994).
Distribuição geográfica: África do Sul, Brunei, China, Malásia (Goh et al. 1997), Austrália
(Matsushima 1989), Antiga União das Repúblicas Socialistas Soviéticas, Índia (Farr et al.
64
2007), Canadá (Stalpers 2007), Estados Unidos da América (Raja et al. 2007), Gana
(Hughes 1952), México (Heredia-Abarca et al. 2004), Itália (Nag Raj & Kendrick 1975),
Tailândia (Lumyong et al. 2003), Taiwan (Matsushima 1980), Venezuela (Castañeda-Ruiz
et al. 2003b).
O gênero Sporoschisma Berk. & Br. apresenta sete espécies descritas (Goh et al.
1997). As dimensões do espécime estudado corroboram com a descrição apresentada por
Goh et al. (1997), exceto pela menor largura do ventre da célula conidiogênica.
Sporoschisma nigroseptatum D. Rao & R. Rao possui conídios 5-septados, entretanto, as
mensurações dos conidióforos e conídios a diferenciam de S. saccardoi (Rao & Rao 1964;
Goh et al. 1997).
Stachylidium bicolor var. bicolor Link, Mag. Ges. Naturf. Fr. Berlin 3: 15. 1809. Fig. 1617
Sin.: Stachylidium bicolor Link ex Fr. Systema mycologicum 3: 391. 1832.
Botrytis bicolor (Link) Pers., Mycologia europaea 1: 37. 1822.
Acremonium bicolor (Link ex Fr.) Bon., Handbuch der allgeeinen Mykologie. 92.
1851.
Dematium verticillatum Hoffm., Deutschlands Flora oder Botanisches Taschenbuch
3: 2. 1795.
Acrostalagmus olivaceus Corda, Icon. fung. 2: 15. 1838.
Stachylidium olivaceum (Corda) Sacc., Syll. fung. 4: 332. 1886.
Stachylidium fuscum Cooke & Ellis, Grevillea 8: 12. 1879.
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, retos ou flexuosos, septados, ramificados,
verruculosos, castanhos, ápices castanho-claros, 135-225 × 2,5-4,5 µm. Ramificações
retas, septadas, dispostas simpodialmente ou em verticilos, verruculosas, castanho-claras,
24-39 × 3-4 µm. Células conidiogênicas enteroblásticas, fialídicas, laterais e terminais,
verticiladas, evidentes, determinadas, cilíndricas, verrucolosas, castanho-claras, 11,5-19,5
× 2-4 µm. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 0-septados, elípticos, com uma
cicatriz basal, simples, em mucilagem olivácea, subhialinos, 3,5-6 × 1,5-2,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, sobre fruto em decomposição,
2/III/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130995).
65
Distribuição geográfica: Belize (Morris 1978), Canadá, China, Ilhas Seicheles, PapuaNova Guiné (Farr et al. 2007), Costa do Marfim (Rambelli et al. 2004), Costa Rica (Morris
1972), Cuba (Mercado-Sierra 1984), Espanha, Nepal, Turquia, (Stalpers 2007), Estados
Unidos da América (como S. fuscum, Hughes 1951a), Hungria (Révay 1998), Inglaterra,
Gana, Malásia, Serra Leoa (Hughes 1951a), Japão (Matsushima 1975), México (HerediaAbarca et al. 2004), Nova Zelândia (Hughes 1978), Reino Unido (Ellis et al. 1950),
República Tcheca (como S. olivaceum, Hughes 1951a), Tailândia (Lumyong et al. 2003),
Taiwan (Matsushima 1980), Uganda (Hansford 1943), Venezuela (Castañeda-Ruiz et al.
2003b).
Stachylidium Link foi proposto em 1809 para acomodar duas espécies, S. terrestre
Link e S. bicolor Link. O gênero é facilmente reconhecido pelas células conidiogênicas
monofiálidicas verticiladas, com colarete inconspícuo. Os conidióforos e células
conidiogênicas verruculosos não foram reportados por Hughes (1951a), mas MercadoSierra et al. (1997) relatam que essa condição foi rara no material cubano. Stachylidium
bicolor var. bicolor pode ser diferenciada de S. bicolor var. caespitosum Hol.-Jech. pelos
conidióforos comumente agrupados e pelos conídios cilíndricos (Mercado-Sierra et al.
1997). Stachylidium griseum Berl. é a única espécie coletada no Brasil (Luna & Neto
1971).
Taeniolella alta (Ehrenb.) S. Hughes, Can. J. Bot. 36: 817. 1958.
Fig. 18-19
Bas.: Hormiscium altum Ehrenb., Sylv. mycol. berol. (Berlin): 10, 22. 1817
Sin.: Torula alta (Ehrenb.) Pers., Mycol. Europ., 1: 22. 1822.
Taeniola alta (Ehrenb.) Bon., Handb.: 36. Stuttgart. 1851.
Torula alnea Peck, Rep. N.Y. St. Mus. nat. Hist. 25: 89. 1873.
Septonema dichaenoides Peck & Cooke, in Peck, Rep. N.Y. St. Mus. nat. Hist. 30:
53. 1878.
Septonema nitidum P. Karst., Meddn Soc. Fauna Flora fenn. 16: 44. 1888.
lisos, castanho-escuros a avermelhados, 22,5-75 × 8-15,5 µm. Células conidiogênicas
holoblásticas, monoblásticas, terminais, integradas, determinadas, cilíndricas, lisas,
castanho-escuras. Conídios em cadeia, secessões esquizolíticas, 2-6-septados, geralmente
66
3-septados, elíptico-truncados, retos ou levemente curvos, simples, secos, células basais e
apicais castanhas, células medianas castanho-escuras, 17,5-42,5 × 7,5-12,5 µm.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, sobre casca em decomposição,
16/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130996).
Distribuição geográfica: Antiga União das Repúblicas Socialistas Soviéticas (Farr et al.
2007), Bielorrússia (Yurchenko 2001), França, Suíça (Stalpers 2007), Hungria (Révay
1985), Estados Unidos da América, Canadá (Hughes 1980).
O gênero Taeniolella S. Hughes possui conidióforos geralmente curtos, simples ou
ramificados na base, com célula conidiogênica holoblástica, produzindo conídios em
cadeia, lisos ou verrucosos, uni a multiseptados. Taeniolella alta apresenta conídios com
mais de 10 µm de larg. como T. breviuscula (Berk. & M.A. Curtis) S. Hughes, T. exilis (P.
Karst.) S. Hughes e T. rudis (Sacc.) S. Hughes. Entretanto T. breviuscula difere por possuir
septos transversais e longitudinais, T. exilis possui conídios 1-3 septados de parede grossa
e T. rudis apresenta conídios 5-8 septados (Ellis 1971, 1976).
Thozetella queenslandica Paulus, P.Gadek & K.D. Hyde, Mycologia 96: 1081. 2004. Fig.
20-22
Esporodóquios dispersos, superficiais, sésseis, massas de conídios brancas a castanhoclaras envolvendo os conidióforos. Conidióforos macronemáticos, densamente agrupados,
reto ou flexuosos, septados, ramificados, lisos, subhialinos a castanho-claros, 75-89,5 × 2-3
µm. Células conidiogênicas enteroblásticas monofialídicas, terminais, integradas,
determinadas, cilíndricas, lisas, subhialinas, 10-22 × 2-3 μm; microarestas uncinadas,
ápices verrucosos, 17-27 × 2,5-4 μm. Conídios solitários, 0-septados, lunados, simples,
lisos, em mucilagem, hialinos, 11-14 × 1-2 μm; sétulas filiformes nas extremidades, 4-6,5
μm comp.
Material examinado: BRASIL. Pernambuco: Buíque, sobre galho em decomposição,
28/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130997).
Distribuição geográfica: Austrália (Paulus et al. 2004).
67
Thozetella Kuntze apresenta atualmente 14 espécies (Paulus et al. 2004, Allegrucci
et al. 2004), que são caracterizadas pela presença de uma estrutura estéril, a microaresta,
que é produzida e liberada juntamente com os conídios. O conidioma em esporodóquio e
as microarestas uncinadas com ápice verrucoso foram determinantes para a identificação
do espécime. Thozetella havanensis R.F. Castañeda e T. buxifolia Allegr., Cazau, Cabello
& Aramb. são as espécies mais próximas, no entanto diferem por apresentar conidioma
sinematoso e microaresta sigmóide, além de conídios com maiores dimensões.
Uberispora tropicalis Bhat & W.B. Kendr., Mycotaxon 49: 73. 1993.
Fig. 23-24
lisos, castanho-claros, 105-162,5 × 4,5-6,5 µm. Células conidiogênicas holoblásticas,
monoblásticas, terminais, integradas, proliferações percurrentes, cilíndricas, lisas,
castanho-claras. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 3-septados, simples, secos,
15-16,5 µm diâm.; células basais castanho-claras, 4,5-6 × 7,5-9 µm, células satélites
castanho-claras, 3-4,5 × 7,5-9 µm, células centrais castanho-escuras.
Distribuição geográfica: Coréia do Sul (Mel'nik & Shin 2005), Índia (Bhat & Kendrick
1993).
Uberispora Piroz. & Hodges possui três espécies descritas, U. heteroseptata R.F.
Castañeda, Guarro & Cano, U. simplex (Ichinoe) Piroz. & Hodges e U. tropicalis. Os
principais caracteres para distinção entre as espécies é a forma, a posição e septação das
células satélites dos conídios. Os conídios ora estudados apresentam a célula basal e as
células satélites mais largas do que os espécimes descritos por Bhat & Kendrick (1993) e
Mel'nik & Shin (2005). Uberispora tropicalis difere de U. simplex pela presença de células
satélites obtusas e pela ausência de células apicais. Uberispora heteroseptata difere das
demais espécies do gênero, por apresentar células satélites frequentemente septadas.
Vanakripa parva Bhat, W.B. Kendr. & Nag Raj, Mycotaxon 49: 77. 1993.
Fig. 25-26
68
Conidiomas
esporodoquiais,
punctiformes,
dispersos.
Conidióforos
e
células
conidiogênicas não observados. Células de separação vermiformes, cilíndricas, lisas,
hialinas, 10-55 × 4,5-6,5 µm. Conídios solitários, secessões rexolíticas, 0-septados,
simples, elípticos a subglobosos, obovóides, secos, lisos, castanho-escuros, 15-18,5 × 915,5 µm.
14/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 130999).
Distribuição geográfica: Índia (Bhat & Kendrick 1993).
O gênero Vanakripa Bhat, W.B. Kendr. & Nag Raj foi proposto por Bhat &
Kendrick (1993) com duas espécies, V. gigaspora Bhat, W.B. Kendr. & Nag Raj e V.
parva. Recentemente, três espécies foram acrescidas, V. ellipsoidea K.M. Tsui, Goh &
K.D. Hyde (Tsui et al. 2003), V. minutiellipsoidea Pinnoi (Pinnoi et al. 2003) e V. fasciata
R.F. Castañeda, M. Stadler & Decock (Castañeda-Ruiz et al. 2005). Entre as espécies do
gênero, V. parva é a única que apresenta conídios com dimensões reduzidas. O material
examinado apresenta conídios maiores que os descritos por Bhat & Kendrick (1993),
entretanto as demais características do táxon possibilitam o enquadramento em V. parva.
Trata-se do segundo registro da espécie para a ciência.
Lista com as demais espécies encontradas
Cacumisporium sigmoideum Mercado & R.F. Castañeda, Acta Botánica Cubana 50: 1.
1987.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, Mata da Esterzinha, sobre galho
em decomposição, 19/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129310); Senhor do Bonfim,
fazenda Passaginha, sobre fruto em decomposição, 02/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS
129309).
Chalara alabamensis Morgan-Jones & E.G. Ingram, Mycotaxon 4(2): 489. 1976.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, Mata das Pororocas, sobre casca em
decomposição, 18/I/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129313).
69
Figuras 13-26. 13. Piricauda cochinensis (Subram.) M.B. Ellis. 13. Conídios. 14-15.
Sporoschisma saccardoi E.W. Mason & S. Hughes. 14. Conidióforo. 15. Conídios. 16-17.
Stachylidium bicolor var. bicolor Link. 16. Conidióforo. 17. Conídios. 18-19. Taeniolella
alta (Ehrenb.) S. Hughes. 18. Conidióforo. 19. Conídios. 20-22. Thozetella queenslandica
Paulus, P.Gadek & K.D. Hyde. 20. Detalhe das células conidiogênicas. 21. Microarestas.
22. Conídios. 23-24. Uberispora tropicalis Bhat & W.B. Kendr. 23. Conidióforo. 24.
Conídios. 25-26. Vanakripa parva Bhat, W.B. Kendr. & Nag Raj. 25. Aspecto geral. 26.
Conídios e células de separação.
70
Chloridium virescens var. virescens (Pers.) Gams & Hol.-Jech., Stud. Mycol. 13: 17.
1976.
06/III/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129314); Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha,
sobre galho em decomposição, 12/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129315).
Cryptophiale kakombensis Piroz., Can. J. Bot. 46: 1124. 1968.
4: 137. 2000.
Dictyochaeta fertilis (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech., Folia geobot. phytotax. 19:
426. 1984.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, sobre fruto em decomposição,
28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129370); Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha,
sobre fruto em decomposição, 4/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129371).
Dictyochaeta novae-guineensis (Matsush.) A.I. Romero, Boln Soc. argent. Bot. 22: 76.
1983.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, Mata da Esterzinha, sobre casca
em decomposição, 4/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129365).
Dictyochaeta obesispora (S. Hughes & W.B. Kendr.) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde,
Fungal Diversity 4: 145. 2000.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, sobre casca
Dictyochaeta simplex (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech., Folia geobot. phytotax. 19:
434. 1984.
71
Material examinado: BRASIL. Bahia: Paulo Afonso, sobre fruto em decomposição,
Ellisembia adscendens (Berk.) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B. Biol. Sci.
58: 183. 1992.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, Mata da Esterzinha, sobre casca
em decomposição, 12/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129332); Senhor do Bonfim, sobre
galho em decomposição, 19/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129333).
Gonytrichum chlamydosporium var. chlamydosporium G.L. Barron & G.C. Bhatt,
Mycopath. Mycol. appl. 32: 126. 1967.
14/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129332); Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha,
sobre casca em decomposição, 20/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129333); Senhor do
Bonfim, fazenda Passaginha, sobre fruto em decomposição, 04/X/2006, A.C.R. Cruz s.n
(HUEFS 129334); Pernambuco: Buíque, sobre galho em decomposição, 17/VIII/2006,
A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129338).
Gyrothrix microsperma (Höhn.) Piroz., Mycol. Pap. 84: 14. 1962.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, próximo a casa 3, sobre fruto em
decomposição, 1/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129342); Senhor do Bonfim, fazenda
Passaginha, sobre fruto em decomposição, 27/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129344).
Helicosporium aureum (Corda) Linder, Ann. Mo. bot. Gdn 16: 279. 1929.
16/II/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129346); Senhor do Bonfim, Distrito de Carrapichel,
sobre galho em decomposição, 9/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129347).
Helicosporium gracile (Morgan) Linder, Ann. Mo. bot. Gdn 16: 281. 1929.
Material examinado BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, sobre galho
em decomposição, 25/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129360).
Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3: 51. 1874.
72
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, sobre fruto em decomposição,
18/I/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129350); Senhor do Bonfim, sobre fruto em
decomposição, 28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129351); Senhor do Bonfim, sobre
galho em decomposição, 28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129352).
Helicosporium panacheum R.T. Moore, Mycologia 46: 92, 1954.
decomposição, 16/I/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129348); Senhor do Bonfim, fazenda
Passaginha, sobre casca em decomposição, 5/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129349).
Helicosporium pannosum (Berk. & M.A. Curtis) R.T. Moore, Mycologia 49: 582. 1957.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, sobre fruto
Helicosporium virescens (Pers.) Sivan., Bitunicate Ascomycetes and their Anamorphs:
591-592. 1984.
em decomposição, 19/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129355); Jeremoabo, sobre casca
em decomposição, 17/I/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129356); Senhor do Bonfim,
Distrito de Carrapichel, sobre espata de Syagrus coronata (Mart.) Becc. em decomposição,
9/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129357); Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, sobre
casca em decomposição, 11/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129358).
Memnoniella echinata (Rivolta) Galloway, Trans. Br. mycol. Soc. 18(2): 165 (1933)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Barra do Iu, sobre fruto em
decomposição, 6/III/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129386).
Menisporopsis theobromae S. Hughes, Mycol. Pap. 48: 59. 1952.
Material exainado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, Mata das Pororocas, sobre fruto em
decomposição, 18/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129389).
Moorella speciosa P.Rag. Rao & D. Rao, Mycopathologia 22: 52. 1964.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Barra do Iu, sobre casca em
decomposição, 14/II/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129361).
73
Myrmecridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) Arzanlou, W. Gams & Crous, in Arzanlou,
Groenewald, Gams, Braun, Shin & Crous, Stud. Mycol. 58: 84. 2007.
Myrothecium verrucaria (Alb. & Schwein.) Ditmar ex Fr.: 7 (1813) [1817].
Material examinado BRASIL. Bahia: Paulo Afonso, sobre semente em decomposição,
Periconia cookei E.W. Mason & M.B. Ellis, Mycol. Pap. 56: 72. 1953.
Periconia hispidula (Pers.) E.W. Mason & M.B. Ellis, Mycol. Pap. 56: 112. 1953.
Material examinado: BRASIL. Piauí: Caracol, sobre fruto em decomposição,
12/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 125354).
Pithomyces chartarum (Berk. & M.A. Curtis) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 76: 13. 1960.
Pleurothecium recurvatum (Morgan) Höhn., Zentbl. Bakt. Parasitkde, Abt. II 60:26. 1923.
Material examinado: BRASIL, Bahia: Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, sobre
casca em decomposição, 2/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129427).
Pseudobotrytis terrestris (Timonin) Subram., Proc. Indian Acad. Sci. Sect. B. 43: 277.
1956.
Repetophragma filiferum (Piroz.) R.F. Castañeda, Gusmão & Heredia, Mycotaxon
95:269. 2006.
74
Material examinado: BRASIL. Bahia: Campo Formoso, Mata da Esterzinha, sobre espata
de Syagrus coronata (Mart.) Becc. em decomposição, 5/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS
129429); Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, sobre galho em decomposição,
4/X/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129430).
Stachybotrys globosa P.C. Misra & S.K. Srivast., Trans. Br. mycol. Soc. 78(3): 556. 1982.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, Barra do Iu, sobre fruto em
decomposição, 8/III/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 125381).
Torula herbarum (Pers.) Link, Magazin Ges. naturf. Freunde, Berlin 3(1-2): 19. 1809.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, sobre fruto em decomposição,
28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129472).
Vermiculariopsiella immersa (Desm.) Bender, Mycologia 24: 412. 1932.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Pilão Arcado, sobre pecíolo de Mauritia flexuosa
L. em decomposição, 20/II/2007, A.C.R. Cruz s.n (HUEFS 129478).
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Programa de Pesquisa em Biodiversidade do Semi-árido
pelo suporte financeiro (PPBio semi-árido/Ministério da Ciência e Tecnologia) e aos Drs.
Rafael F. Castañeda-Ruiz, David W. Minter, Gregorio Delgado, Josep Guarro, Acelino
Alfenas, Uwe Braun, Carlos Inácio, Sayanh Somrithipol, Eric Mckenzie, Antonio
Hernández-Gutiérrez, as Dras. Marizeth Groenewald, Rosely Piccolo-Grandi, Barbara
Paulus, Astrid Ferrer e Msc. Priscila Silva, pela generosidade no envio de literatura. O
primeiro autor agradece ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e
Bahia pelo apoio financeiro (Proc. APR071/2007) e ao Programa de Pós-graduação em
Botânica (PPGBot/UEFS).
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82
CAPITULO 3
brasileiro. III. Espécies helicospóricas
Artigo a ser submetido para publicação na Acta Botanica Brasilica
83
Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. III.
Espécies helicospóricas
RESUMO – (Fungos conidiais do bioma Caatinga no semi-árido brasileiro. III. Espécies
helicospóricas). Sete espécies de fungos helicospóricos foram encontradas no bioma
Caatinga e são descritas, ilustradas e comentadas. As espécies são novas ocorrências para o
continente americano (Moorella speciosa); América do Sul (Helicosporium aureum, H.
gracile e H. panacheum); Brasil (H. virescens) e bioma Caatinga (Helicosporium griseum
e H. pannosum).
Palavras-chave – Fungo anamórfico, Helicosporium, Moorella, taxonomia.
ABSTRACT – (Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. III.
Helicosporous species). Seven species of helicosporous fungi founded in the Caatinga
Biome were described, ilustrated and commented. The species are new records for
American Continent (Moorella speciosa); South America (Helicosporium aureum, H.
gracile and H. panacheum); Brazil (Helicosporium virescens); and Caatinga Biome
(Helicosporium griseum and H. pannosum).
Key words – Anamorphic fungi, Helicosporium, Moorella, taxonomy.
1
Universidade Estadual de Feira de Santana, Departamento de Ciências Biológicas,
Laboratório de Micologia (LAMIC), Caixa Postal 252, 44031-460, Feira de Santana, BA,
Brasil ([email protected]).
2
84
Introdução
Os fungos helicospóricos possuem os conídios helicoidais ou espiralados
(Mercado-Sierra 1982), variando morfologicamente quanto à cor, tamanho, espessura do
filamento, além de outras características como o número de espirais e a presença de
filamentos higroscópicos (Zhao et al. 2007). A maioria das espécies apresenta ontogenia
conidial holoblástica (Goos 1987).
Os fungos helicospóricos são sapróbios, decompondo a serapilheira em contato
com o solo, no entanto existem gêneros com representantes fitopatogênicos, e apenas uma
única espécie parasita de animal (Goos 1987). Podem viver em ambientes aquáticos ou
terrestres, sendo considerados fungos aero-aquáticos, encontrados comumente em lagoas e
corpos d’água com correnteza fraca, esporulando apenas em contato com o ar (Webster &
Descals, 1981).
Saccardo (1886) reconheceu a tribo Helicosporae como uma entidade taxonômica,
incluindo 33 espécies em quatro gêneros. Linder (1929) iniciou o estudo das relações entre
a fase peritecial e seus estágios conidiais, e forneceu descrições de 72 espécies conhecidas
à época. Moore (1954; 1955; 1957), Pirozynski (1972) e Matsushima (1971; 1975)
adicionaram várias espécies ao grupo. Na década de 80, destacam-se os estudos de
Mercado-Sierra (1982) que reportou 10 espécies para Cuba e Goos (1985; 1986; 1989) que
revisou os gêneros Helicomyces Link, Helicoma Corda e Helicosporium Nees. Neste
período os fungos helicospóricos representavam 165 espécies incluídas em 43 gêneros
(Goos 1987). Recentemente, Arias et al. (2000) relataram cinco novos registros para o
México. Zhao et al. (2007) revisaram a literatura do grupo e relataram a existência de 71
espécies na China, sendo nove inéditas para a ciência. Os fungos helicospóricos acomodam
atualmente cerca de 240 espécies distribuídas em 47 gêneros (Zhao et al. 2007).
Recentemente estudos filogenéticos estão esclarecendo as relações entre os fungos
helicospóricos e a sua conexão anamorfo-teleomorfo. Tsui et al. (2006) analisaram
espécies de Helicomyces, Helicoma e Helicosporium a partir de regiões do DNA
ribossomal e verificaram que todas estavam relacionadas as espécies do gênero Tubeufia
Penz. & Sacc. sensu Barr (Tubeufiaceae, Ascomycota), porém nenhum dos gêneros
apresentaram-se monofiléticos. Neste estudo, a correlação entre os clados e a maioria dos
caracteres morfológicos foi negativa, mas sugeriram que a coloração do conídio e as
diferenças na célula conidiogênica poderiam ser possíveis indicadoras das relações
filogenéticas. Tsui & Berbee (2006) confirmaram e ampliaram o polifiletismo dos gêneros
85
supracitados com Helicodendron Peyronel e Helicoön Morgan, e sugeriram que a forma
convergente dos conídios é uma possível adaptação à dispersão em ambientes aquáticos.
Os fungos helicospóricos ainda são pouco estudados no Brasil. Espécimes de
Helicoma sp. (Samuels & Müller 1978) e Helicomyces sp. (Samuels et al. 1978) foram
encontradas em associação com sua fase sexual, Helicosporium sp. foi isolado da água e do
solo na região amazônica (Silva 2002 apud Schoenlein-Crusius & Grandi 2003). Até o
momento cinco espécies foram reportadas para o país, Helicominopsis jambosae Bat., J.L.
Bezerra & Peres (Batista et al. 1962), Helicosporium griseum (Stalpers 2007), H.
pannosum (Sivanesan 1984), Hiospira jambosae Bat., J.L. Bezerra & Peres (Batista et al.
1964) e Xenosporium berkeleyi (M.A. Curtis) Piroz. (como Xenosporella berkeleyi (M.A.
Curtis) Linder (Mendes et al. 1998).
Este estudo teve como objetivo inventariar os fungos helicospóricos associados à
serapilheira, visando o aumento do conhecimento sobre a diversidade fúngica do semiárido brasileiro.
Material e métodos
O clima semi-árido abrange aproximadamente 858.000 km2 e representa cerca de
60% do nordeste brasileiro (CNRBC 2004). É caracterizado por altas temperaturas (2628ºC) e baixas precipitações (300-1000 mm/ano), concentradas em 3-6 meses e anos sem
chuvas são comuns (Sampaio 1995). O bioma Caatinga domina a paisagem, geralmente
formada por pequenas árvores e arbustos. A vegetação da Caatinga é o maior núcleo das
florestas tropicais sazonalmente secas no neotrópico (Pennigton et al. 2006).
As amostras da serapilheira (folhas, galhos, cascas, frutos) foram submetidas à
técnica de lavagem descrita por Castañeda-Ruiz (2005). As câmaras-úmidas foram
mantidas a temperatura ambiente e observadas no período de 20 dias. As estruturas
86
reprodutivas dos fungos helicospóricos foram coletadas com auxílio de agulhas de ponta
fina e colocados em meio de montagem permanente com resina PVL (álcool polivinílico +
lactofenol). As lâminas foram depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Feira
de Santana (HUEFS).
Helicosporium aureum (Corda) Linder, Ann. Mo. bot. Gdn 16: 279. 1929.
Fig. 1-2
Bas.: Helicomyces aureus Corda, Ícones Fung. 1: 9. 1837.
Sin.: Helicosporium pilosum Ellis & Everhart, Bull. Torrey Bot. Club 24: 476. 1877.
Helicosporium citreoviride Tubaki, Trans. Mycol. Soc. Japan 5: 2-3. 1964.
Tel.: Acanthostigma scopulum (Cooke & Peck) Peck, Bull. New York State Mus. 1:22
(1887)
Sin.: Sphaeria scopula Cooke & Peck., Ann. Rep. Ney York State Mus. 32: 51. 1880.
Lasiosphaeria scopula (Cooke & Peck) Sacc., Syll. fung. 9: 852. 1891.
Tubeufia scopula (Cooke & Peck) M.E. Barr, Mycotaxon 12(1): 164. 1980.
Acanthostigmina scopula (Cooke & Peck) J.L. Crane, Shearer & M.E. Barr, Can. J.
Bot. 76(4): 606. 1998.
Colônias pilosas, amarelas, efusas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, retos a flexuosos, septados, simples, lisos, castanhos a castanho-claros nos
ápices, 147-255 × 4-5,5 µm; bases 6-9 µm. Células conidiogênicas poliblásticas, laterais,
evidentes, simpodiais, lageniformes, denticuladas, lisas, castanho-claras, 4,5-13,5 × 2,5-3,5
µm. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 9-20-septados, cocleados, raramente
planados, simples, secos, lisos, hialinos, 10,5-15µm diâm.; largura dos filamentos 1-1,65
µm, enrolados 2¼-4 vezes.
16/II/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129346); Senhor do Bonfim, Distrito de Carrapichel,
sobre galho em decomposição, 9/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129347).
Distribuição geográfica: África do Sul, República Tcheca (Stalpers 2007), Antiga União
das Repúblicas Socialistas Soviéticas, Paquistão (Farr et al. 2007), Austrália, Nova
Zelândia (como Tubeufia scopula, Farr et al. 2007), Áustria (como Acanthostigma
87
scopulum, Farr et al. 2007), Belize (Morris 1978), China (Zhao et al. 2007), Estados
Unidos da América, Japão, Panamá (Goos 1989).
Helicosporium aureum assemelha-se a H. decumbens Linder, H. guianense Linder
e H. hiospiroides B.S. Reddy, D. Rao & G.V. Rao pela presença de células conidiogênicas
poliblásticas e evidentes. Helicosporium decumbens e H. hiospiroides diferem por possuir
menor e maior diâmetro do conídio, respectivamente. Helicosporium guianense é
caracterizada pelas células conidiogênicas que usualmente se desenvolvem em
ramificações. O espécime examinado apresenta conidióforos sem ramificações apicais
corroborando com as descrições de Linder (1929), Goos (1989) e Zhao et al. (2007).
Helicosporium gracile (Morgan) Linder Ann. Missouri Bot. Gard. 16: 281, 1929. Fig. 3-4
Bas.: Helicomyces gracilis Morgan, J. Cincin. Soc. Nat. Hist. 15: 40, 1892.
Colônias pulverulentas, brancas, efusas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, retos ou flexuosos, simples ou ocasionalmente ramificados próximo à
base, lisos, castanhos, 32,5-155 × 3-7,5 µm; vesículas apicais, presentes ou ausentes,
globosas, castanho-claras a hialinas, 7,5-19,5 × 6-8,3 µm. Ramificações quando presentes,
lisas, castanhas a castanha-claras, 10-35 (-80) × 3-6 µm. Células conidiogênicas
holoblásticas surgindo dos micélios prostados, dos conidióforos ou das ramificações,
terminais, intercalares, integradas, cilíndricas, dentículos geralmente agrupados sob o
septo, lisas, castanhas a castanha-claras. Conídios solitários, secessões esquizolíticas, 1015-septados, planados a cocleados, simples, secos, lisos, hialinos, 11-18 µm diâm.; largura
dos filamentos 1-1,5 µm, enrolados 2-3½ vezes.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha, sobre galho
em decomposição, 25/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129360).
Distribuição geográfica: África (Goos 1989), China (Zhao et al. 2007), Estados Unidos da
América (Linder 1929).
Helicosporium guianense Linder é a espécie mais próxima de H. gracile
diferenciando-se pelas ramificações consistentes ao logo do conidióforo (Zhao et al. 2007).
88
O espécime examinado difere em relação a todos os espécimes descritos, pela presença de
vesículas no ápice dos conidióforos e pela coloração branca dos conídios na colônia.
Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3: 51. 1874. [non H. griseum
(Bon.) Sacc. 1886].
Fig. 5-6
Bas.: Helicosporium lumbricoides Sacc., Michelia 1: 86. 1877.
Sin.: Helicosporium leptosporum Sacc., emend. Matruchot, Rech. Devel Quel. Mucid. 537. 1892.
Helicosporium cinereum Peck, N.Y. State Bot. Rep. 33: 28. 1880.
Helicomyces cinereus (Peck) Morgan, Cincin. Soc. Nat. Hist. J. 15: 41. 1892.
Colônias aveludadas, róseo-claras, agrupadas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, flexuosos, septados, ramificados, lisos, castanho-claros, 159-390 × 3-5
µm. Células conidiogênicas holoblásticas, intercalares próximo ao septo, integradas,
determinadas, cilíndricas, denticuladas, lisas, castanho-claras. Conídios solitários,
secessões esquizolíticas, 15-25-septados, planados, raramente cocleados, simples, secos,
lisos, hialinos, 11,5-15 µm diâm.; largura dos filamentos 1-1,5 µm, enrolados 3½-4 vezes.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Jeremoabo, sobre fruto em decomposição,
18/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129350); Senhor do Bonfim, sobre fruto em
decomposição, 28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129351); Senhor do Bonfim, sobre
galho em decomposição, 28/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129352); Pernambuco:
Buíque, sobre folha em decomposição, 21/VIII/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129353).
Distribuição geográfica: África do Sul, Alemanha, Bélgica, Canadá, Estados Unidos da
América, Japão, Nova Guiné, Panamá, Taiwan (Goos 1989), Antiga União das Repúblicas
Socialistas Soviéticas (Farr et al. 2007), Austrália (Paulus et al. 2006), Brasil (Stalpers
2007), China (Zhao et al. 2007), Costa Rica (Mercado-Sierra et al. 1997), Cuba (DelgadoRodrígues et al. 2002), Hungria (Révay 1998), México (Heredia et al. 1995), Nova
Zelândia (Cooper 2005), República Tcheca (Tsui et al. 2006).
Helicosporium griseum é caracterizado pelos conidióforos muito ramificados,
freqüentemente anastomosados. O diâmetro dos conídios apresenta-se menor que os
observados por Linder (1929), Goos (1989) e Mercado-Sierra (1984), mas está de acordo
89
com as dimensões apresentadas por Zhao et al. (2007). Helicosporium lumbricopsis Linder
assemelha-se a H. griseum, diferenciando-se pelo filamento mais largo e conídios com
maior diâmetro, além de conidióforos mais robustos (Linder 1929; Zhao et al. 2007). Esta
espécie foi coletada no Brasil sob o nome H. griseum (Bonord.) Sacc. (Stalpers 2007), mas
segundo R.F. Castañeda (comunicação pessoal) esse material apresenta colônias
aveludadas e conidióforos anastomosados, representando um espécime de H. griseum
Berk. & M.A. Curtis.
Helicosporium panacheum R.T. Moore, Mycologia 46: 92, 1954.
Fig. 7-8
Colônias pulverulentas, brancas, efusas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, retos ou flexuosos, septados, simples ou ramificados, lisos, castanhos a
castanho-claros, 36-135 × 3-4,5 µm. Células conidiogênicas holoblásticas, terminais,
laterais, integradas, determinadas, cilíndricas, denticuladas, lisas, subhialinas a hialinas.
Conídios solitários, secessões esquizolíticas, multiseptados, planados a cocleados, simples,
secos, lisos, hialinos, 12-16,2 µm diâm.; largura dos filamentos 1-1,5 µm, enrolados 2-3½
vezes.
decomposição, 16/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129348); Senhor do Bonfim, fazenda
Passaginha, sobre casca em decomposição, 5/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129349).
Distribuição geográfica: Canadá (Goos 1989), China (Zhao et al. 2007), Estados Unidos da
América (Moore 1954), Japão (Stalpers 2007), México (Arias et al. 2000), Taiwan (Chang
2001).
Os espécimes coletados apresentam conídios menores em comparação com a
descrição do espécime-tipo (Moore 1954), mas exibem as características típicas da espécie
como, conidióforos ramificados e hialinos no ápice e massa de conídios branca. Zhao et al.
(2007) descrevem espécimes com características semelhantes aos aqui descritos, diferindo
por apresentar conidióforos mais claros.
Helicosporium pannosum (Berk. & M.A. Curtis) R.T. Moore, Mycologia 49: 582. 1957.
Fig. 9-10
90
Bas.: Drepanospora pannosa Berk. & M.A. Curtis, [como 'Drepanispora'], Grevillea 3:
105. 1875.
Sin.: Helicosporium elinorae Linder, Ann. Missouri Bot. Gard. 16: 289. 1929.
Helicosporium nematosporum Linder, Ann. Missouri Bot. Gard. 16: 288-289. 1929.
Helicosporium serpentinum Linder, Ann. Missouri Bot. Gard. 16: 288. 1929.
Helicosporium linderi R.T. Moore, Mycologia 46: 90. 1954.
Helicosporium gigasporum K.M. Tsui, Goh, K.D. Hyde & Hodgkiss, Mycologia 93:
392. 2001.
Tel.: Thaxteriella helicoma (W. Phillips & Plowr.) J.L. Crane, Shearer & M.E. Barr, Can.
J. Bot. 76(4): 610. 1998.
Sin.: Lasiosphaeria helicoma (W. Phillips & Plowr.) Sacc., Syll. Fun.. 2: 192. 1883.
Sphaeria helicoma W. Phillips & Plowr., Grevillea 6: 26. 1877.
Tubeufia rugosa C. Booth, Mycol. Pap. 94: 13. 1964.
Tubeufia helicoma (W. Phillips & Plowr.) Piroz., Mycol. Pap. 129: 30. 1972.
Colônias pilosas, castanhas, efusas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, retos ou flexuosos, septados, simples, lisos, castanhos na base, a hialino
nos ápices, 94-216 × 6-7,5 µm. Células conidiogênicas holoblásticas, laterais, integradas,
determinadas, cilíndricas, denticuladas, lisas, castanhas. Conídios solitários, secessões
esquizolíticas, 25-50-septados, cocleados, raramente planados, simples, secos, lisos,
amarelados, 34,5-45 µm diâm.; largura dos filamentos 3-4,5 µm, enrolados 1½-4 vezes.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Senhor do Bonfim, fazenda Passaginha, sobre fruto
em decomposição, 5/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129354).
Distribuição geográfica: Austrália, Nova Zelândia (como Tubeufia helicoma, Hughes
1978), Brasil, Tanzânia (Sivanesan 1984), Chile, Inglaterra (como Tubeufia helicoma, Barr
1980), China (como H. gigasporum, Tsui et al. 2001), Cuba (como Drepanospora
pannosa, Delgado-Rodríguez et al. 2002), Guiana (como H. nematosporum, Linder 1929),
Estados Unidos da América (como H. linderi, Linder 1929), Haiti, Ilhas Seicheles, Sri
Lanka (como Drepanospora pannosa, Farr et al. 2007), Japão (Matsushima 1975), Papua
Nova Guiné (Stalpers 2007), Suriname (como H. elinorae, Linder 1929), Tailândia (como
H. gigasporum, Pinruan et al. 2007).
91
Helicosporium pannosum está entre as espécies do gênero que apresentam os
filamentos do conídio mais largos. Os conídios do material examinado são lisos, ao
contrário dos espécimes observados por Goos (1989). Helicosporium pannosum
assemelha-se a H. hongkongense K.M. Tsui, Goh, K.D. Hyde & Hodgkiss (Tsui et al.
2001) pela presença de conidióforos simples, mas são diferenciados pelos conídios
relativamente menores (Zhao et al. 2007).
Helicosporium virescens (Pers.) Sivan. Bitunicate Ascomycetes and their Anamorphs
(Vaduz): 591. 1984.
Fig. 11-12
Bas.: Dematium virescens Persoon, Römers Neues Mag. Bot. 1: 121. 1794.
Sin.: Helicosporium vegetum Nees, Syst. Pilze Schawämme: 68. 1817.
Helicotrichum vegetum (Nees) Wallr., Fl. Crypt. German. 2: 161.1833.
Helicomyces vegetus (Ness) Corda, Icon. Fung. 1: 9. 1837
Helicomyces vegetus (Nees) Pound & Clem., Minn. Geol. Nat. Hist. Surv. 9: 659.
1896.
Helicotrichum pulvinatum Nees & T.F.L. Ness, Nova Acta Acad. Caes. Leop. 9: 246.
1818.
Helicosporium olivaceum Peck, Rep. N.Y. State Mus. 27: 102. 1875.
Helicosporium neesii R.T. Moore, Mycologia 49: 582. 1957.
Tel.: Tubeufia cerea (Berk. & M.A. Curtis) Höhn., Sber. Akad. Wiss. Wien, Math.-naturw.
Kl., Abt. 1 128: 562. 1919.
Sin.: Ver Barr (1980).
Colônias pilosas, amarelas, efusas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, retos ou flexuosos, septados, simples, lisos, castanhos, ápices castanhoclaros, 125-375 × 3-6 µm. Células conidiogênicas holoblásticas, laterais, integradas,
determinadas, cilíndricas, denticuladas, lisas, castanhas. Conídios solitários, secessões
esquizolíticas, multiseptados, cocleados, raramente planados, simples, secos, lisos,
hialinos, 7,5-13 µm diâm.; largura dos filamentos 0,75-1,2 µm, enrolados 2-3½ voltas.
em decomposição, 19/IX/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129355); Jeremoabo, sobre casca
em decomposição, 17/I/2007, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129356); Senhor do Bonfim,
Distrito de Carrapichel, sobre espata de Syagrus coronata (Mart.) Becc. em decomposição,
92
9/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129357); Senhor do Bonfim, Serra da Maravilha,
sobre casca em decomposição, 11/X/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129358);
Pernambuco: Buíque, sobre folha em decomposição, 11/X/2006, A.C.R. Cruz s.n.
(HUEFS 129359).
Distribuição geográfica: Alemanha, Áustria, França, Inglaterra (como H. vegetum, Linder
1929), Bélgica (como Tubeufia cerea, Barr 1980), Bielorrússia (Yurchenko 2001), Índia
(como Tubeufia cerea, Sivanesan 1984), Canadá, Estados Unidos da América, Guiana,
Holanda (Goos 1989), China (Zhao et al. 2007), Costa Rica (Mercado-Sierra et al. 1997),
Cuba (Mercado-Sierra et al. 1998), Hungría (como H. vegetum, Révay 1998), Lituânia,
Polônia, Reino Unido (como Tubeufia cerea, Farr et al. 2007), México (Heredia et al.
1995), Tailândia (como H. vegetum, Tsui et al. 2006).
As características dos espécimes estão inseridas dentro da variação morfológica da
espécie (Goos 1989; Zhao et al. 2007). A espécie em questão se diferencia de H. aureum
pela presença de células conidiogênicas integradas e de H. murinum Goos por apresentar
conidióforos menores com dentículos pequenos. Esta espécie é referida pela primeira vez
para o Brasil.
Moorella speciosa P.Rag. Rao & D. Rao, Mycopathologia 22: 52. 1964.
Fig. 13-14
Colônias pilosas, castanho-escuros, efusas no substrato. Conidióforos macronemáticos,
mononemáticos, eretos, retos, septados, ramificados, verrucosos, castanho-escuros, 186300 × 6-6,5 µm. Células conidiogênicas holoblásticas, terminais, laterais, integradas,
denticuladas, lisas, castanhas a castanho-claras, 9-43,5 × 4,5-9 µm. Conídios solitários,
secessões esquizolíticas, 4-6-septados, circinados, simples, secos, lisos, castanho-claros a
subhialinos, 9-12 µm diâm.; largura dos filamentos 2,5-3,5 µm, enrolados 1½ vez.
14/II/2006, A.C.R. Cruz s.n. (HUEFS 129361).
Distribuição geográfica: China (Zhao et al. 2007), Índia (Sutton 1973) e Paquistão (Ellis
1976).
93
Figuras 1-14. 1-2. Helicosporium aureum (Corda) Linder 1. Conidióforo. 2. Conídios. 3-4.
Helicosporium gracile (Morgan) Linder. 3. Conidióforo. 4. Conídios. 5-6. Helicosporium
griseum Berk. & M.A. Curtis. 5. Conidióforo. 6. Conídios. 7-8. Helicosporium panacheum
R.T. Moore. 7. Conidióforo. 8. Conídios. 9-10. Helicosporium pannosum (Berk. & M.A.
Curtis) R.T. Moore. 9. Conidióforo. 10. Conídios. 11-12. Helicosporium virescens (Pers.)
Sivan. 11. Conidióforo. 12. Conídios. 13-14. Moorella speciosa P.Rag. Rao & D. Rao. 13.
Conidióforo. 14. Conídios.
94
As características do material examinado não diferiram das descritas por Sutton
(1973), Ellis (1976) e Zhao et al. (2007), a não ser pelos conidióforos verrucosos e pela
menor largura do filamento nos conídios. Moorella speciosa e M. monocephala Matsush.
compõem o gênero, mas a segunda espécie apresenta células conidiogênicas restritas ao
ápice do conidióforo. Sivanesan et al. (1976) estabeleceram a associação entre M. speciosa
e a sua fase sexual, Thaxteriellopsis lignicola Sivan., Panwar & S.J. Kaur atualmente
Chaetosphaerulina lignicola (Panwar & S.J. Kaur) J.L. Crane, Shearer & M.E. Barr
(Tubeufiaceae, Ascomycota). A espécie em questão foi referenciada apenas em países do
sudeste asiático e este é o primeiro registro para o continente americano.
Agradecimentos
O primeiro autor agradece ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e
Bahia (FAPESB) pelo apoio financeiro (Proc. APR071/2007) e ao Programa de Pósgraduação em Botânica (PPGBot/UEFS). Os autores agradecem ao Programa de Pesquisa
em Biodiversidade do Semi-árido pelo suporte financeiro (PPBio semi-árido/Ministério da
Ciência e Tecnologia) e aos Drs. Rafael Castañeda-Ruiz, Carlos Inácio, Antonio
Hernández-Gutiérrez, pela generosidade no envio de literatura.
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98
CAPÍTULO 4
Conidial fungi from semi-arid Caatinga biome of Brazil.
New and interesting Dictyochaeta species
Artigo submetido para publicação na Mycotaxon
RESUMO
Fungos conidiais no bioma Caatinga do semi-árido brasileiro.
Nova e interessantes espécies de Dictyochaeta
Durante o inventário dos fungos conidiais da serapilheira em seis áreas de extrema
importância biológica do bioma Caatinga uma nova espécie de Dictyochaeta foi
encontrada. Dictyochaeta caatingensis é distinguida pelos conídios 3-septados, uni ou
bisetulados. D. obesispora é reportada pela segunda vez para a ciência, D. britannica é um
novo registro para o continente americano e D. triseptata é um novo registro para o Brasil.
D. fertilis, D. novae-guineensis, D. pluriguttulata e D. simplex também foram foram
encontradas. Dictyochaeta caatingensis e os novos registros para a região semi-árida
brasileira são descritos, ilustrados e comentados. Uma chave para as espécies de
Dictyochaeta encontradas no Brasil também foi incluída.
Mycotaxon MSWord Template and Styles Sheet 2007—
99
MYCOTAXON
Mycotaxon Styles 2
Revised, February, 2007
Conidial fungi from semi-arid Caatinga biome of Brazil.
New and interesting Dictyochaeta species.
ALISSON CARDOSO RODRIGUES
DA
CRUZ
[email protected]
Departamento de Ciências Biológicas,Laboratório de Micologia
Universidade Estadual de Feira de Santana
BR116 KM03, 44031-460, Feira de Santana, BA, Brazil
LUÍS FERNANDO PASCHOLATI GUSMÃO
[email protected]
Departamento de Ciências Biológicas,Laboratório de Micologia
BR116 KM03, 44031-460, Feira de Santana, BA, Brazil.
Abstract – During the inventory of the conidial fungi from leaf litter in six areas of extreme biological
importance of Caatinga biome some species of Dictyochaeta were found. Dictyochaeta caatingensis sp.
nov. is distinguished by presence of setae, monoblastic or rare polyblastic conidiogenous cells and 3septate conidia with reduced setulae at each end. D. obesispora is reported for the second time to world, D.
britannica and D. triseptata are new records for the neotropica and Brazil, respectively. D. fertilis, D.
novae-guineensis, D. pluriguttulata, D. simplex were found too.
Key words – litter fungi, systematic, semi-arid fungi, hyphomycetes
Introduction
The genus Dictyochaeta was proposed by Spegazzini in 1923, with the D. fuegiana as the
type-species. However, the generic name remained without use until a redescription of this
species by Gamundi et al. (1977). In this period, was erected the genus Codinaea Maire,
with characteristics very closed to Dictyochaeta Speg. Since the rediscovery of D. fuegiana
Speg., most authors have used the name Dictyocheta preferably to Codinaea, and all
species of this genus have been transferred to Dictyochaeta or Dictyochaetopsis Aramb. &
Cabello (Whitton et al. 2000).
The characters of higher taxonomic value are: presence or absence of the septum and setula
at conidia, presence or absent of setae fertile or sterile (Kuthubutheen & Nawawi 1991b).
Recently, two species have been described, D. multifimbriata R. Kirschner Chee & J. Chen,
with conidia reniformes, 0-septate and D. curvispora L. Cai, McKenzie & KD Hyde, with
curved without setulae conidia (Kirschner & Chen 2002; Cai et al. 2004). The genus is
composed by approximately 75 species.
For Brazil six species were collected, D. eucalypti (Sutton & B. Hodges) Aramb. &
Cabello, D. septata (Sutton & B. Hodges) Whitton, McKenzie & KD Hyde, D. simplex (S.
Hughes & WB Kendr.) Hol.-Jech. (as Codinaea, Sutton & Hodges 1975), D. fertilis (S.
Hughes & WB Kendr.) Hol.-Jech. (Grandi 1990), D. novae-guineensis (Matsush.) A.I
Romero (Grandi 1998) and D. pluriguttulata Kuthub. & Nawawi (Barbosa et al. 2007).
100
Materials and Methods
Samples of litter plant material were placed in separate paper bags and taken to the
laboratory, then incubated in Petri dishes, in moist chambers at 25º C, in plastic containers
(170 l capacity) with 200 ml of sterile water plus 2 ml of glycerol, and examined at regular
intervals for the presence of microfungi. Mounts were prepared in polyvinyl alcoholglycerol (8.0 g in 100 ml of water, plus 5 ml of glycerol) and measurements made at a
magnification of × 1000.
Taxonomic part
Dictyochaeta caatingensis A.C. Cruz, & Gusmão anam. sp. nov.
MYCOBANK #: MB
Fig. 1-8
Coloniae effusae, brunneae. Mycelium plurumque in substrato immersum. Hyphae septate, ramosae,
laeviae, brunneae. Setae solitariae vel 1-2 fasciculatae, erectae, rectae vel flexuosae, 9-15 septatae, laeves,
subulatae, basin versus atrobrunneae, apicem versus brunneae vel pallide brunneae, 160-295 × 4.5-6 µm,
ad basim dilatata 7.5-9.5 µm latae. Conidiophora solitaria vel 2-5 fasciculata, macronematosa,
mononematosa, erecta, recta vel flexuosa, 1-4 septata, simplicia, laevia, basin versus pallide brunnea,
apicem versus subhialina, 37-89 × 3.5-6 µm. Cellulae conidiogenae monophialidicae, raro
polyphialidicae, in conidiophoris incorporatae, determinatae, raro cum proliferationibus sympodialis,
cylindricae, pallide brunneae versus hyalinae, 12-48 × 3.5-6 µm. Conidia 3-septata, falcata vel
allantoidea, laevia, hyalina, in massam mucosum, 27-35.5 × 3.3-5.5 µm; plerumque utrinque setulis
simplitibus, 0.5-2.5 µm longis praedita.
Etymology: caatingensis, in reference to the Caatinga biome.
Colony effuse, brown. Mycelia immerse in substrate. Hypha septate, branched, smooth,
brown. Setae solitary or grouped 2-3, erect, straight or flexuous, 9-15-septate, smooth,
subulate, brown to pale brown, 160-295 × 4.5-6 µm; rounded base 7.5-9.5 µm.
Conidiophore solitary or grouped 2-5, macronematous, mononematous, straight or
flexuous, 1-4-septate, simples, smooth, brown to subhyaline at apex, 37-89 × 3.5-6 µm.
Conidiogenous cells monophialidic or rare polyphialidic, determinate, rare simpodial,
integrated, cylindric, pale brown to hyaline, 12-48 × 3.5-6 µm; collarette, 1-3 × 1-2 µm.
Conidia 3-septate, falcate to allantoid, smooth, hyaline, in slimy mass, 27-35.5 × 3.3-5.5
µm; with a simple, single setula 0.5-2.5 µm long at each end.
Matrix: BRAZIL. BAHIA: Senhor do Bonfim, Carrapichel district, on decaying spathe of Palmae,
21.IX.2006, coll. ACR Cruz. HOLOTYPE: HUEFS 129377.
D. matsushimae (Hewings JL & Crane) Whitton, McKenzie & KD Hyde is the only species
that have conidia 3-septate and sterile setae associated to the conidiophore. The conidia
measurement are minor in length (20-27 μm) and have a greater setulae at each end (5.5-7.8
μm) when compared with D. caatingensis. D. macrospora Kuthub. & Nawawi
(Kuthubutheen & Nawawi 1991a) and D. triseptata (Matsush.) RF Castañeda (CastañedaRuiz 1986) are similar to the proposed new species, but differs by conidiophores
consistently polyphialidic and the greatest lengths of conidia and setulae in both species.
The material examined can be easily separated from related Dictyochaeta species (Table 1)
and therefore it is described as a new species.
25 µm
25 µm
4
1
2
3
Figs. 1-4. Dictyochaeta caatingensis. 1-3. Setae and conidiophores. 4.
Conidia. From Holotype (HUEFS 129377).
Table 1. Synoptic table to comparation of Dictyochaeta species.
polyphialidic
No.
septa
1-3
Conidia
Size
(µm)
21.0-24.5 × 3.03.7
Setulae
(µm)
1.4-2.7
Absent
monophialidic
polyphialidic
0
3
10-18 × 1-2
22-28 × 7-8
absent
5-6
D. macrospora
Absent
polyphialidic
3
38-47 × 5-7
22-30
D. septata
Present
polyphialidic
1-3
(14.5) 17-23 × 2
5.5-10
D. matsushimae
Present
polyphialidic
3 (1-2)
20-27 × 3.3-5.4
5.5-7.8
D. triseptata
Absent
polyphialidic
3
21-30 × 6-7.5
3-6
D. variabilis
Absent
monophialidic
1-3
30-40 × 4.5-5.7
17-23
D. caatingensis
Present
monophialidic
polyphialidic
3
27-35,5 × 3,3-5,5
0,5-2,5
Species
Setae
Conidiogenesis
D. brevisetula
Present
D. dimorpha
101
5 µm
10 µm
20 µm
6
25 µm
5
102
7
8
Figs. 5-8. Dictyochaeta caatingensis. 5. Setae and conidiophore. 6.
Conidia. 7-8. Conidiophores.
4: 137. 2000.
Fig. 9-10
Bas.: Codinaea britannica M.B. Ellis, More Dematiaceous Hyphomycetes: 472. 1976.
Sin.: Menispora britannica (M.B. Ellis) P.M. Kirk, Mycotaxon 23: 334, 1985.
Setae solitary, erect, straight or flexuous, septate, subulate, smooth, brown to subhyaline,
60-345 × 3-6 µm; apex acerose to rounded. Conidiophore macronematosous,
mononematosous, solitary or in groups of 2-5 at the base of setae, straight or flexuous,
septate, simples, smooth, brown to pale brown, 49.5-79.5 × 3-4.5 µm. Conidiogenous cells
103
monophialidic or polyphialidic, integrated, sympodial proliferation, conspicuous collarette,
pale brown. Conidia solitary, 0-septate, lunate, simples, smooth, mucilaginous, hyaline,
12.5-19 × 1-2.5 µm; setulae filiform on each end, 7-10.5 µm.
Material examined: BRAZIL. BAHIA: Jeremoabo, “Mata das Pororocas”, on decaying bark, 17/I/2007, coll.
ACR Cruz (HUEFS 129375); Paulo Afonso, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 31/I/2007, coll. ACR
Cruz (HUEFS 129376).
Known distribution: United Kingdown, Kenia (Ellis 1976, Kirk 1985).
Dictyochaeta britannica is similar to D. australensis (B. Sutton) Whitton, McKenzie & KD
Hyde, but differs by the increased width of conidia and by the presence of radially basal
cell at the bases of setae. The dimensions of conidia are consistent with the descriptions
given by Ellis (1976) and Kirk (1985), however, the setule have of the specimen examined
is greater than the material studied by Kirk (1985). D. britannica is being referred for the
first time for the Neotropic.
Dictyochaeta obesispora (S. Hughes & W.B. Kendr.) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde,
Fungal Diversity 4: 145. 2000.
Fig. 11-12
Bas.: Codinaea obesispora S. Hughes & W.B. Kendr., N.Z. Jl Bot. 6: 351. 1968.
Synnema straight or flexuous, septate, simples, dark brown, subhyaline apex,
300-980 × 10.5-15 µm. Conidiophore densely grouped, septate, branched at apex, smooth,
dark brown. Conidiogenous cells enteroblastic, monophialidic, terminal, integrate,
determinate, pale brown to hyaline, inconspicuous collarette. Conidia solitary, 0-septate,
lunate, simples, smooth, in slimy mass, hyaline, 12-15.5 × 3.5-5.5 μm; setulae filiform at
each end, 1.2-1.8 μm.
Material examined: BRAZIL. BAHIA: Senhor do Bonfim, “Serra da Maravilha”, on decaying bark, 11/X/2006,
coll. ACR Cruz (HUEFS 129373).
Known distribution: New Zealand (Hughes & Kendrick 1968).
Only two species of Dictyochaeta showing conidiophores organized on synnemata, D.
obesispora and D. dendroidea Kuthub. The first one has synnemata formed by up to 45
conidiophores and the last one up to 25 conidiophores; the conidia of D. dendroidea are
smaller than D. obesispora (Kuthubutheen 1987). The measurement of conidia and setulae
for the examined material are reduced when compared with the type material description.
Hughes (1968) referring the presence of polyblastic conidiogenous cells, however, in the
Brazilian material only monoblastic cells was observed. This discrepancy will be probable
related with the difference of the age of material.
Dictyochaeta triseptata (Matsush.) R.F. Castañeda, Fungi Cubenses, 8. 1986.
Bas.: Codinaea triseptata Matsush., Matsush. Mycol. Mem. 2: 4. 1981.
Fig. 13-14
Conidiophore macronematous, mononematous, aggregated, rare solitary, flexuous, smooth,
dark brown to pale brown at apex, 175-272 × 4.5-9 µm. Conidiogenous cells enteroblastic,
polyphialidic, integrated, percurrent and sympodial proliferation, pale brown, conspicuous
collarette. Conidia solitary, 3-septate, elliptic to lunate, simples, smooth, in slimy mass,
hyaline, 18-25.5 × 4.5-7 µm; setulae filiform at each end, 6-9 µm.
Material examined: BRAZIL. BAHIA: Jeremoabo, “Mata das Pororocas”, on dead leaves of unidentified
dicotyledonous, 18/I/2007, coll. ACR Cruz (HUEFS 129374).
104
Known distribution: Cuba (Castañeda-Ruiz 1986), Micronesia (Matsushima 1981), Guiana (Cannon & Simmons
2002) and Malaysia (Herb. IMI on-line).
Dictyochaeta triseptata is closely to D. dimorpha (Toyaz. & Udagawa) Whitton, McKenzie
& K.D. Hyde and D. macrospora Kuthub. & Nawawi. D. triseptata was differentiated for
above mentioned species by dimorphic conidiophores and conidia, and the bigger
measurement of conidia and setulae, respectively (Kuthubutheen & Nawawi 1991b). The
material examined have the conidia smaller than observed by Castañeda-Ruiz (1986),
however, it is comparable with observations realized by Matsushima (1981).
Other species found on semi-arid region
Dictyochaeta fertilis (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech., Folia geobot. phytotax. 19: 426. 1984.
Material examined: BRAZIL. BAHIA: Senhor do Bonfim, on decaying fruit, 28/IX/2006, coll. ACR Cruz
(HUEFS 129370); Senhor do Bonfim, on decaying fruit, 4/X/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS 129371).
Dictyochaeta novae-guineensis (Matsush.) A.I. Romero, Boln Soc. argent. Bot. 22: 76. 1983.
Material examined: BRASIL. BAHIA: Campo Formoso, on decaying bark, 4/X/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS
129365); Senhor do Bonfim, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 5/X/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS
129366); Senhor do Bonfim, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 18/X/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS
129367); PERNAMBUCO: Buíque, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 31/VIII/2006, coll. ACR Cruz
(HUEFS 129368); Buíque, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 8/IX/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS
129369).
Dictyochaeta pluriguttulata Kuthub. & Nawawi, Mycol. Res. 95: 1212. 1991.
Material examined: BRAZIL. PERNAMBUCO: Buíque, on dead leaves of unidentified dicotyledonous,
18/VIII/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS 129372).
Dictyochaeta simplex (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech., Folia geobot. phytotax. 19: 434. 1984.
Material examined: BRASIL. BAHIA: Paulo Afonso, on decaying fruit, 28/I/2007, coll. ACR Cruz (HUEFS
129362); PERNAMBUCO: Buíque, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 28/VIII/2006, coll. ACR Cruz
(HUEFS 129363); Buíque, on dead leaves of unidentified dicotyledonous, 8/IX/2006, coll. ACR Cruz (HUEFS
129364).
Key to Dictyochaeta species collected in Brazil
1a. Conidiophores synnematous...........................................................................................D. obesipora
1b. Conidiophores mononematous..........................................................................................................2
2a(1b). Conidia non-septate.....................................................................................................................3
2b. Conidia septate...................................................................................................................................6
3a(2a). Setae present................................................................................................................................4
3b. Setae absent........................................................................................................................D. simplex
4a(3a). Setae fertile.....................................................................................................................D. fertilis
4b. Setae sterile........................................................................................................................................5
5a(4b). Conidia pluriguttulate, setulae inconspicuous....................................................D. pluriguttulata
5b. Conidia non-guttulate, setulae conspicuous...................................................................D. britannica
6a(2b). Conidia 1-septate.........................................................................................................................7
6b. Conidia 3-septate...............................................................................................................................8
6c. Conidia 1-3 septate..............................................................................................................D. septata
7a(6a). Setae present................................................................................................D. novae-guineensis
7b. Setae absent......................................................................................................................D. eucalypti
8a(6b). Setae present.........................................................................................................D. caatingensis
8b. Setae absent.....................................................................................................................D. triseptata
105
10
75µm
12
25µm
20µm
10µm
25µm
30µm
14
9
11
13
Figs. 9-10.Dictyochaeta britannica. 9. Setae and conidiophores. 10. Conidia. 11-12.
Dictyochaeta obesispora, 11. Synnema. 12. Conidia. 13-14. Dictyochaeta
triseptata. 13. Conidiophores. 14. Conidia.
Acknowledgements
We are deeply indebted to Prof. Marc Stadler (Washington State University) and Dr D.W. Minter (CABI) for
kindly reviewing the manuscript and for many suggestions that greatly improved it. Part of the support for this
work came from the Program of Research of Biodiversity in the Brazilian Semi-arid (PPBIO Semi-arid/Ministry
of Technology and Science). The authors LFP Gusmão and ACR Cruz thank the CNPq and “Programa de Pósgraduação em Botânica – PPGBot/UEFS”. ACR Cruz extends thanks to FAPESB (Proc. APR071/2007).
Literature Cited
Barbosa FR, Gusmão LFP, Castañeda-Ruiz RF, Marques MFO, Maia LC. 2007. Conidial fungi from the semi-arid
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Matsushima T. 1981. Matsushima Mycological Memoirs n. 2. Published by the author, Kobe.
107
CAPÍTULO 5
Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil.
Subramaniomyces pulcher sp. nov. and notes on
Sporidesmium circinophorum
Artigo publicado na revista Mycotaxon
RESUMO
Subramaniomyces pulcher sp. nov. e uma nota sobre
Neste artigo é descrito Subramaniomyces pulcher como uma nova espécie para a
ciência. Esta espécie pode ser distinguida das demais espécies do gênero pela forma
fusiforme a limoniforme e pela coloração castanha ou castanho-escura dos conídios basais
e intercalares. Esse gênero é caracterizado por apresentar conidióforos mononematosos
simples, com célula conidiogênica integrada e denticulada. A característica mais
importante do gênero é a disposição em cadeia dos seus conídios. Apenas duas espécies
tinham sido descritas em Subramaniomyces, S. fusisaprophyticus e S. simplex.
Sporidesmium circinophorum também é descrito no artigo, essa espécie possui conídios
apresentando um rostro longo e uma novidade apresentada no artigo é a presença da célula
apical com produção de um sinanamorfo com características de Selenosporella, esse
sinanamorfo
produz
conídios
reduzidos,
0-septados.
Além
dessas
espécies,
Subramaniomyces fusisaprophyticus, também é descrita no artigo e as diferenças entre ela
e S. pulcher foram apresentadas.
108
MYCOTAXON
Volume 102, pp. 25–32
October–December 2007
Subramaniomyces pulcher sp. nov.
and notes on Sporidesmium circinophorum
Alisson Cardoso Rodrigues Da Cruz
[email protected]
Departamento de Ciências Biológicas, Laboratório de Micologia
Luís Fernando Pascholati Gusmão
[email protected]
BR116 KM03, 44031-460, Feira de Santana, BA, Brazil.
Rafael F. Castañeda Ruíz
[email protected]
Instituto de Investigaciones Fundamentales en Agricultura Tropical ‘Alejandro de Humboldt’
Calle 1 Esq. 2, Santiago de Las Vegas, C. Habana, Cuba, C.P. 17200
Abstract — During an investigation of microfungi on dead plant material in a semi-arid
region of northeast Brazil, two interesting fungi were collected that are herein described
and illustrated. Subramaniomyces pulcher, distinguished by catenulate, broad fusiform
to limoniform, brown to dark brown basal and intercalary conidia and acerose, hyaline
apical conidia, is proposed as a new species. The Selenosporella-like synanamorph of
Sporidesmium circinophorum, which arises from the apical or subapical cell of the
conidial rostrum, is also reported.
Key words — anamorphic fungi, hyphomycetes, leaf litter, systematics
Introduction
The Brazilian semi-arid zone, known as the Caatinga biome, was described
in detail by Velloso et al. (2002) and Giulietti et al. (2006). This zone, located
almost exclusively in the northeast of the country, is an expanse of dry lands that
stretches between 3–17° S and 35–45° W, covers almost 8 % of the territory of
Brazil, occupying an area approximately 900 000 km2. The climate of northeast
109
26 ... Cruz, Gusmão & Castañeda Ruiz
Brazil is one of the most complex systems in the world, with an annual rainfall
up to 2000 mm along the coast and only 300–500 mm in the semi-arid zone.
During a mycological survey of conidial fungi from the semi-arid region
in Bahia and Pernambuco States, a conspicuous fungus clearly related to the
genus Subramaniomyces was collected. This genus was proposed by Varghese
& Rao (1980) to accommodate their new species, S. indicus, and Hemibeltrania
navicularis. Kirk (1982), who considered that Ramularia fusisaprophytica
(Matsushima 1971) provided an earlier name, proposed S. fusisaprophytica
with S. navicularis and S. indicus as synonyms. Castañeda (1985) described
S. ventricosus but later (Castañeda & Kendrick 1990) reassigned his species as
Lauriomyces ventricosus (R.F. Castañeda) R.F. Castañeda & W.B. Kendr., leaving
Subramaniomyces with two accepted species, S. fusisaprophyticus and S. simplex
U. Braun & C.F. Hill (Braun & Hill 2002). Below S. pulcher is proposed as a new
third species for Subramaniomyces.
Sporidesmium circinophorum Matsush. is also described and illustrated.
Materials and methods
Samples of plant litter collected in separate paper bags were taken to the
laboratory where each was incubated at 25º C in Petri dishes within 50 L
plastic moist chambers containing 200 ml sterile water and 2 ml glycerol. The
plant material was screened at regular intervals for microfungi. Mounts were
prepared in polyvinyl alcohol-glycerol (8 g per 100 ml H20, plus 5 ml glycerol).
Measurements made under oil at a magnification of ×1000.
Taxonomy
Subramaniomyces pulcher A.C.R. Cruz, Gusmão & R.F. Castañeda anam. sp. nov.
MycoBank #: MB 510881
Figs 1–6
Coloniae in substrato naturali effusae, caespitosae, griseo-brunneae. Mycelium plerumque
in substrato inmersum. Hyphae septatae, ramosae, 1.5–2.0 µm diam., pallide brunneae
vel brunneae, laeviae. Conidiophora macronematosa, mononematosa, 1- ad 8-septata,
simplicia, erecta, recta vel flexuosa, ad basim lobulata, 4–7 µm crassa, infra brunnea,
dilute brunnea vel subhyalina ad apicem, laevia, 24–90 × 2.5–5 µm. Cellulae conidiogenae
polyblasticae, cum proliferationibus sympodialibus, interdum monoblasticae, determinatae,
denticulatae, cylindricae vel subulatae, pallide brunneae vel subhyalinae, 8–28 × 2.5–4.0
µm. Ramoconidia holoblastica, navicularia, unicellularia, hyalina, laevia, sicca, 15–21
× 3–5 µm. Conidia blastocatenulata, unicellularia, laevia, sicca, dimorpha, diverse
pigmentifera; conidia (conidiis apicalibus exclusa) late fusiformia ad limoniformia, 11–15
× 4.5–6.0 µm, brunnea vel atrobrunnea; conidia apicalia late acerosa, incolorata, 20–28 ×
3.0–5.5 µm. Teleomorphosis ignota.
Etymology: Latin, pulcher, meaning beautiful.
Colonies on the natural substratum effuse, caespitose, gray-brown. Mycelium
superficial and immersed. Hyphae septate, branched, 1.5–2.0 µm, pale brown
110
Subramaniomyces pulcher, from Brazil’s Caatinga ... 27
Figs. 1-6. Subramaniomyces pulcher, from holotype (HUEFS120863). Fig. 1. Conidiophore.
Fig. 2. Conidiogenous cell and denticle. Figs. 3-6. Intercalary and terminal conidia.
Scale is indicated by bars.
111
to brown, smooth. Conidiophores macronematous, mononematous or densely
grouped, simple, 1- to 8-septate, erect, straight or flexuous, basal cell 4–7 µm
wide, radially lobed, brown below, pale brown to subhyaline towards the apex,
smooth, 24–90 × 2.5–5 µm. Conidiogenous cells polyblastic, sympodially
proliferating, sometimes monoblastic, denticulate, determinate, integrated,
cylindrical to subulate, smooth, subhyaline to pale brown, 8–28 × 2.5–4.0 µm.
Ramoconidia holoblastic, mostly navicular, aseptate, smooth, dry, colorless,
15–21 × 3–5 µm. Conidia blastocatenulate, aseptate, smooth-walled, dry,
dimorphic, variously pigmented, all conidia (except the apical conidia) are
broadly fusiform to limoniform, brown to dark brown, 11–15 × 4.5–6.0 µm;
apical conidia are broadly acerose, colorless 20–28 × 3.0–5.4 µm. Teleomorph
unknown.
TYPUS: BRAZIL. Pernambuco, Buíque, on an unidentified rotten leaf, 25.VIII.2006,
coll. A.C.R. da Cruz. HOLOTYPE: HUEFS120863.
Comments: The genus Subramaniomyces was introduced by Varghese & Rao
(1980) for species with fusiform unicellular conidia in long branched chains.
Kirk (1982) amended the original description based on S. fusisaprophyticus,
noting as a conspicuous character that the terminal conidia are morphologically
distinct from the basal and intercalary. With respect to conidial morphology in
Subramaniomyces, S. pulcher resembles only S. fusisaprophyticus. That species,
however, differs in having basal and intercalary conidia that are fusiform, 15–20
× 2.5–3.5 µm, and subhyaline and terminal conidia that are acerose to narrowly
navicular, 25–35 × 2.5–3.0 µm, and brown to dark brown (Kirk 1983, Bhat &
Sutton 1985, Cooper 2005).
Subramaniomyces fusisaprophyticus (Matsush.) P.M. Kirk,
Trans. Br. Mycol. Soc. 78(1): 71. 1982.
Figs. 7–10
≡ Ramularia fusisaprophytica Matsush., Microfungi of the Solomon Islands
and Papua-New Guinea (Osaka): 48. 1971.
= Hemibeltrania navicularis B. Sutton, Kavaka 4: 43. 1977 (1976).
≡ Subramaniomyces navicularis (B. Sutton) Varghese & V.G. Rao, Kavaka 7: 85. 1980.
= Subramaniomyces indicus Varghese & V.G. Rao, Kavaka 7: 83. 1980 (1979).
Colonies on the natural substratum caespitose to velvety, hyphophyllous, gray.
Conidiophores macronematous, mononematous, erect, simple or branched,
septate, smooth, radially lobed at the base, brown, up to 45 µm tall, 5–7 µm
wide at the base. Conidiogenous cells polyblastic, terminal, sympodially
proliferating, denticulate. Conidia fusiform, blastocatenate, truncate at each
end, 13–20 × 3–5 µm, smooth, dimorphic, differently pigmented, all basal and
intercalary conidia subhyaline, terminal conidia navicular, brown.
Specimen examined: CUBA. Mantanzas: Mantanzas, Sierra de Bibanasi, on dead leaf
of Diospyros crassivervis (Ebenaceae), 9.IV.1991, coll. R.F. Castaneda, INIFATC91/122.
112
Figs. 7-10. Subramaniomyces fusisaprophyticus, from INIFAT C91/122. Intercalary and terminal
conidia.
Sporidesmium circinophorum Matsush.,
Icon. microfung. Matsush. lect. (Kobe): 136 (1975)
Figs. 11–14
Colonies on the natural substrate, effuse, conspicuously hairy, amphigenous,
black. Mycelium mostly immersed. Hyphae septate, branched, smooth, brown.
Conidiophores mononematous, macronematous, simple, 0- to 5-septate,
erect, straight or curved, brown to dark brown, 20–63 × 6–9 µm, sometimes
113
Figs. 11-14. Sporidesmium circinophorum, from (HUEFS120862). Figs. 11-13. Details of
conidiophores, conidiogenous cells and Selenosporella-like synanamorph developing at the apical
cell of the conidia. Fig. 14. Conidia.
reduced to conidiogenous cells. Conidiogenous cells monoblastic, integrated,
terminal, determinate, subulate, pale brown to brown, 9–19 × 3–7 µm. Conidia
holoblastic, solitary, narrowly obclavate, 15- to 30-septate, rarely 6-septate,
acrogenous, mostly longi-rostrate (rostrum cylindrical, brown, multi-septate,
114
69–234 × 3.0–4.5 µm); obconically truncate at the base, smooth-walled, with
basal and suprabasal cells pale brown, remaining 3 to 5 cells dark brown and
black at the septa, 60–273 × 9–12 µm (rostrum included). Synanamorph
Selenosporella-like, sometimes arising from the apical or subapical cells of the
conidial rostrum, with polyblastic, inconspicuously denticulate, cylindrical to
subulate, slightly inflated at the apex, sympodial, indeterminate or determinate,
pale brown to subhyaline, more less verticillate conidiogenous cells, 6.5–12.5 ×
2–3 µm. Conidia fusiform, solitary, aseptate, smooth-walled, hyaline, 3.5–5.5
× 0.5 µm.
Specimen examined: BRAZIL. Bahia: Senhor do Bonfim, on unidentified leaf,
05.X.2006, coll. A.C.R. da Cruz., HUEFS120862.
Comments: Sporidesmium circinophorum was described from pure culture
on potato sucrose agar (Matsushima 1975). Although the conidia are
morphological similar to the specimen described above, there are some new
characters observed in this fungus from nature: 1) the basal cell and sometimes
supra-basal cell are brown, not dark brown to black as are the other 3-4
succeeding cells; 2) a Selenosporella-like synanamorph sometimes arises from
the apical cell.
Acknowledgements
We are deeply indebted to Prof. Lori M. Carris (Washington State University), Dr. Paul
M. Kirk (CABI), and Prof. U. Braun (Martin-Luther-Universität) for kindly reviewing
the manuscript and for many suggestions that greatly improved it. We thank Ciencia y
Tecnología para el Desarrollo (CYTED RED-XII.J) and the Cuban Ministry of Agriculture
for facilities. Part of the support for this work came from the Program of Research of
Biodiversity in the Brazilian Semi-arid (PPBIO Semi-arid/Ministry of Technology and
Science). The author ACR Cruz thanks the CNPq, FAPESB (Proc. APR071/2007) and
“Programa de Pós-graduação em Botânica – PPGBot/UEFS”. The author RFCR thanks
Drs. David W. Minter, Pedro Crous, Uwe Braun, Ludmila Marvanová, Cony Decock,
Jerry A. Cooper, Rosa M. Arias, Josep Guarro, Walter Gams, Antonio HernándezGutiérrez, Carlos Inacio and Josep Cano for their generous and valuable assistance with
literature not available in our library.
Literature cited
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Conservancy do Brasil. Recife.
116
CAPÍTULO 6
Diplococcium verruculosum sp. nov. and Lobatopedis
longistriatum sp. nov.
Artigo publicado na revista Mycotaxon
RESUMO
Diplococcium verruculosum sp. nov. e Lobatopedis longistriatum sp. nov.
Neste artigo são descritas e ilustradas duas novas espécies de fungos conidiais,
Diplococcium verruculosum e Lobatopedis longistriatum. O gênero Diplococcium é
caracterizado por apresentar conídios tréticos em cadeias curtas. A nova espécie possui
conídios castanho-claros, 1-4 septados e verruculosos. Apenas uma espécie do gênero
possuía conídios ornamentados, sendo diferenciada da nova espécie por apresentar apenas
conídios 1-septados. No artigo outras espécies são diferenciadas de D. verruculosum.
Lobatopedis longistriatum é caracterizado pelos conídios vermiformes, uncinados, com
estrias longitudinais, característica que o diferencia de qualquer outra espécie do gênero. O
gênero apresenta conidióforos micro a semi-macronematoso e apenas três espécies tinham
sido descritas em Lobatopedis. Comentários sobre a diferença entre L. longistriatum e a
espécie mais próxima são incluídos.
117
MYCOTAXON
Volume 102, pp. 33–38
October–December 2007
Diplococcium verruculosum sp. nov.
and Lobatopedis longistriatum sp. nov.
Alisson Cardoso Rodrigues Da Cruz
[email protected]
Luís Fernando Pascholati Gusmão
[email protected]
Sheila Miranda Leão-Ferreira
[email protected]
Rafael F. Castañeda Ruíz
[email protected]
Instituto de Investigaciones Fundamentales en Agricultura Tropical ‘Alejandro de Humboldt’
Calle 1 Esq. 2, Santiago de Las Vegas, C. Habana, Cuba, C.P. 17200
Abstract — During investigation of microfungi on dead plant material in a semiarid region of northeast Brazil, two interesting fungi were collected and are herein
described and illustrated. Diplococccium verruculosum is distinguished by catenulate,
oblong to cylindrical, 1- to 4-septate, verruculose, pale brown conidia and Lobatopedis
longistriatum is characterized by vermiform, uncinate, striate, 16- to 31-septate, brown
to dark brown conidia; both are proposed as new species.
Key words — anamorphic fungi, hyphomycetes, leaf litter, systematics
Introduction
The Brazilian semi-arid zone, called the Caatinga biome, is located almost
exclusively in the northeast of the country. This is an expanse of dry lands which
stretches between 3–17ºS and 35–45ºW, covers almost 8% of the territory of
118
34 ... Cruz et al.
Brazil, and occupies an area approximately 900,000 km2. The climate of northeast
Brazil is one of the most complex systems in the world, with an annual rainfall
up to 2000 mm along the coast and only 300–500 mm in the semi-arid zone
(Giulietti et al. 2006). During a mycological survey of conidial fungi from the
semi-arid region in Bahia and Pernambuco states two conspicuous fungi were
collected that are clearly related to the genera Diplococcium and Lobatopedis;
these collections are described herein as new taxa.
Materials and methods
Samples of plant litter collected in separate paper bags were taken to the
laboratory where each was incubated at 25º C in Petri dishes within 50 L
plastic moist chambers containing 200 ml sterile water and 2 ml glycerol. The
plant material was screened at regular intervals for microfungi. Mounts were
prepared in polyvinyl alcohol-glycerol (8 g per 100 ml H20, plus 5 ml glycerol),
and measurements were made at a magnification of × 1000. The fungi were
isolated from single conidia captured under a stereo microscope, immediately
transferred to Petri dishes on oat meal agar, and incubated at 25° C under
alternating cycles of 12 h of daylight and darkness.
Taxonomy
Diplococcium verruculosum A.C. Cruz, Gusmão & R.F. Castañeda, anam. sp. nov.
MycoBank MB510999
Figs. 1–4
Coloniae in substrato naturali effusae, velutinae, amphigenae, brunneae. Mycelium partim
superficiale et partim in substrato inmersum. Hyphae septatae, ramosae, laeves, brunneae.
Conidiophora macronematosa, mononematosa, erecta, recta, cylindrica, usque ad
25-septata, simplicia, brunnea vel pallide brunnea, circa apicem verruculosa, cetero laevia,
93–215 × 4–5 µm. Cellulae conidiogenae mono- et polytreticae, terminales et intercalares,
cylindricae, pallide brunneae, plerumque verruculosae interdum laeves, in conidiophoris
incorporatae. Conidia breviter blastocatenulata, oblonga usque ad cylíndrica, 1- ad
4-septata, dilute brunnea, verruculosa, sicca, 9–25 × 4.5–6.0 µm. Teleomorphosis ignota.
Etymology: Latin, verruculosus, referring to the small wart-like projections covering the
outer wall of the conidia.
Colonies on the natural substratum effuse, velvety, amphigenous, brown.
Mycelium superficial and immersed. Hyphae septate, branched, smooth,
brown. Conidiophores macronematous, mononematous, densely grouped,
simple, up to 25-septate, erect, straight or flexuous, cylindrical, rounded at the
apex, brown to pale brown, below smooth, but 2-4-cells apical and subapical
verruculose, 93–215 × 4–5 µm. Conidiogenous cells mono- and polytretic,
determinate, integrated, cylindrical, terminal and intercalary, pale brown,
mostly verruculose, sometimes smooth. Conidia short blastocatenulate, oblong
to cylindrical, 1- to 4-septate, pale brown, verruculose, dry, 9–25 × 4.5–6.0 µm.
Teleomorph unknown.
119
New Diplococcium & Lobatopedis spp. (Brazil) ... 35
Figs. 1-4. Diplococcium verruculosum (From HUEFS120872). 1-3. Aspects of conidiophores,
coniogenous cells and conidia. 4. Conidia.
Scale indicated by bars.
120
36 ... Cruz et al.
Figs. 5-12. Lobatopedis longistriatum (From HUEFS120870). 5-7. Aspects of conidiogenous cells
and conidia. 8-10. Details of conidia production and rexolytic secession. 11. Detail of longitudinally
striate conidia. 12. Conidia.
Scale indicated by bars.
121
New Diplococcium & Lobatopedis spp. (Brazil) ... 37
TYPUS: BRAZIL. Bahia: Senhor do Bonfim, on unidentified rotten leaf, 11.X.2006,
Comments: The genus Diplococcium Grove is distinguished by polytretic
conidiogenous cells that produce conidia in short acropetal, branched
or unbranched chains. Most of the described species were included in a
treatment and key by Goh & Hyde (1998). Two other species described are
D. atrovelutinum U. Braun et al. (Braun et al. 1996) and D. hughesii C.J.K. Wang
& B. Sutton (Wang & Sutton 1998). Only D. asperum Piroz. (Pirozynski 1972)
is similar in ornamentation to D. verruculosum, but the former has 1-septate,
ellipsoid to obclavate conidia. Diplococcium stoveri (M.B. Ellis) R.C. Sinclair et
al. (Sinclair et al. 1985) and D. varieseptatum Goh & K.D. Hyde (Goh & Hyde
1998) superficially resemble D. verruculosum, but D. stoveri has conidia that are
cylindrical to obclavate, 1- to 7-septate, slightly constricted at the septa, brown,
smooth, 14–33 × 6–9 µm; D. varieseptatum has conidia that are cylindrical
to ellipsoid, (1–)2–3(–5)–septate, brown, dark at the septa, smooth, (11–)
19–42(–60) × (5–)7–11(–15) µm. Both species can be easily separated from
D. verruculosum.
Lobatopedis longistriatum A.C. Cruz, Gusmão, S.M. Leão & R.F. Castañeda, anam.
sp. nov.
MycoBank MB510998
Figs. 5–12
Ad omnibus speciebus Lobatopedis differt quod habet conidia solitaria, acrogena,
vermiformia, uncinata, 16- ad 31-septata, longitudinaliter striata, brunnea usque ad
atrobrunnea, laevia, 95–188 × 6.5–8.0 µm.
Etymology: Latin, longistriatus-, referring to the longitudinal parallel striae covering the
outer wall of the conidia.
Colonies on the natural substratum effuse, amphigenous, dark brown to black.
Mycelium superficial and immersed. Hyphae septate, branched, brown, 2–3
µm diam., smooth. Conidiophores macronematous, mononematous, densely
complex, grouped or solitary, simple or irregularly branched, arising from
superficial and immersed hyphae, erect to recumbent, straight or flexuous to
slightly curved, brown below, very pale brown to subhyaline towards the apex,
smooth, 19–33 × 3.5–4 µm. Conidiogenous cells monoblastic, determinate,
integrated, terminal, lageniform to cylindrical or subulate, smooth, subhyaline
to hyaline, 3–6 × 3–5 µm. Conidia holoblastic, solitary, acrogenous, vermiform,
uncinate, 16- to 31-septate, striate with striae longitudinally parallel, brown to
dark brown, dry, 95–188 × 6.5–8.0 µm; with a marginal frill 0.6–6.0 µm long
produced by rhexolytic conidial secession. Teleomorph unknown.
TYPUS: BRAZIL. Pernambuco, Buíque, on unidentified rotten leaf, 16.VIII.2006,
Culture from the holotype: Colonies on oat meal agar extract, attaining 20–25
cm after 13 days at 25°C, floccose, dark olivaceous. Reverse black to blackish
green. Hyphae thick walled, septate, brown, 2–3 µm diam, smooth. Conidia
122
38 ... Cruz et al.
solitary, acrogenous, vermiform, uncinate to semi-circular, longitudinally
solitary,
striate, dark brown, 166–238× 6–8 µm, with marginal frill 2–7 µm long.
Culture deposited: CCMB 295.
Comments: The genus Lobatopedis was introduced by Kirk (1979) for a single
species, L. foliicola. Subsequently two other species were described, L. elegans
P.M. Kirk (Kirk 1982) and L. variabilis B. Sutton (Sutton 1993). The morphology
of conidiophores and conidiogenous cells of L. longistriatum is very close to
L. variabilis, but the latter species has conidia solitary or catenate, ellipsoid
to fusiform, 2- to 9-septate, verruculose, brown, 11–25 × 6–8 µm and can be
differentiated easily from L. longistriatum.
Acknowledgements
We are deeply indebted to Prof. Lori M. Carris (Washington State University) and Dr
D. W. Minter (CABI) for kindly reviewing the manuscript and for many suggestions
that greatly improved it. We thank Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (CYTED
RED-XII.J) and the Cuban Ministry of Agriculture for facilities. Part of the support for
this work came from the Program of Research of Biodiversity in the Brazilian Semiarid (PPBIO Semi-arid/Ministry of Technology and Science). The author RFCR thanks
Drs. Marc Stadler, David W. Minter, Josep Guarro, Ludmila Marvanová, Cony Decock,
Paul M. Kirk, Kevin Hyde, Walter Gams, Pedro Crous, Jerry A. Cooper, Uwe Braun,
Carlos Inácio, Antonio Hernández-Gutiérrez, Rosa M. Arias, and Josep Cano for their
generous and valuable assistance with literature not available in our library. The authors
LFP Gusmão, SM Leão-Ferreira and ACR Cruz thank the CNPq and “Programa de Pósgraduação em Botânica – PPGBot/UEFS”. ACR Cruz extends thanks to FAPESB (Proc.
APR071/2007).
Literature cited
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Can. J. Bot. 76: 1608–1613.
123
CONCLUSÕES GERAIS
¾
103 espécies de fungos conidiais estão associadas à decomposição da
serapilheira em seis áreas do semi-àrido brasileiro;
¾
39 espécies são novas ocorrências, estão subdivididas em seis grupos:
• Novas espécies para a ciência: Dictyochaeta caatingensis, Diplococcium
verruculosum, Lobatopedis longistriatum e Subramaniomyces pulcher;
• Segunda citação para a ciência: Dactylaria cazorlii, Dictyochaeta
obesispora, Heliocephala zimbabweensis, Sporidesmium circinophorum,
Thozetella queenslandica, Vanakripa parva;
• Novos registros para o continente americano: sete espécies;
• Novas ocorrências para a América do Sul: 11 espécies;
• Espécies inéditas para o Brasil: quatro espécies;
• Novos registros para a região semi-árida: sete espécies;
¾
Senhor do Bonfim foi a área com maior número de espécies (41) e maior
número de ocorrências de fungos conidiais (55), e a área do Serisó/Borborema
foi a que apresentou menor número de espécies (8) e menor número de
ocorrências (10);
¾
As folhas abrigam o maior número de fungos conidiais, porém os substratos
mais lignificados apresentam o maior número de novas ocorrências;
¾
As áreas designadas pelo Programa de Pesquisa em Biodiversidade do Semiárido são, em geral, boas para o estudo de fungos conidiais associados a
decomposição da serapilheira;
124
FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA NO
SEMI-ÁRIDO BRASILEIRO
Alisson Cardoso Rodrigues da Cruz
RESUMO
Os fungos conidiais representam à fase assexual dos Filos Ascomycota e
Basidiomycota. Visando aumentar o conhecimento da biodiversidade no semi-árido
brasileiro foi realizado um estudo dos fungos conidiais associados à serapilheira em seis
áreas de extrema importância biológica. Expedições foram realizadas no período de agosto
de 2006 a fevereiro 2007 para a coleta da serapilheira em áreas distribuídas nos estados da
Bahia, Pernambuco, Piauí e Rio Grande do Norte. A serapilheira, composta de folhas,
galhos, cascas e frutos em decomposição, foi submetida à técnica de lavagem em água
corrente sendo mantidas em câmaras-úmidas por 20 dias. Lâminas permanentes foram
confeccionadas e depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana.
Foram encontradas 103 espécies de fungos conidiais. A primeira seção é dedicada aos
fungos conidiais do folhedo, onde foram encontradas 72 espécies, sendo 11 novos registros
para o continente americano, América do Sul e semi-àrido; A segunda seção foi dedicada
aos fungos conidiais lignícolas, foram encontradas 46 espécies, com 13 novos registros
para o continente americano, América do Sul, Brasil e semi-àrido. Os fungos conidiais
helicospóricos foram tratados na terceira seção desse estudo, oito espécies foram
encontradas, sendo novos registros para o continente americano, América do Sul, Brasil e
semi-àrido; A quarta seção descreve uma nova espécie de Dictyochaeta para a ciência,
juntamente com outros três para o continente americano e Brasil, uma chave para as
espécies do gênero coletadas no Brasil é incluída. Na quinta seção são apresentados dois
artigos com três novas espécies para ciência e uma nota sobre Sporidesmium
circinophorum Matsush. No total 39 espécies são novos registros e a região de Senhor do
Bonfim foi a área com um maior número de espécies.
Palavras-chave: Hyphomycetes, serapilheira, taxonomia.
125
CONIDIAL FUNGI FROM SEMI-ARID CAATINGA
BIOME OF BRAZIL
Alisson Cardoso Rodrigues da Cruz
ABSTRACT
Conidial fungi represent the assexual stage of the Phyla Ascomycota and
Basidiomycota. Aiming to increase the knowledge of biodiversity of the Brazilian semiarid, a study of the conidial fungi from the leaf litter in six areas of extreme biological
importance was carried through. Trips were made during the period of August of 2006 to
February 2007 for the collection of the leaf litter in areas distributed in the states of Bahia,
Pernambuco, Piauí and Rio Grande do Norte. The leaf litter was processed by the
technique of washing in current water and incubation in moist chamber by 20 days.
Permanent slides had been prepared and deposited in the Universidade Estadual de Feira
de Santana Herbarium. 103 species of conidial fungi have been found. The first section is
dedicated to the conidial fungi on fallen leaves, where 72 species were found, with 11 new
records to American continent, South America and semi-arid; the second section was
dedicated to the lignicolous conidial fungi, with 46 species, of which 13 were new records
to American continent, South America, Brazil and semi-arid. The helicosporous fungi were
treated in the third section of this study, eight species have been found which are new
records to American continent, South America, Brazil and semi-arid. In the fourth section,
a new species of Dictyochaeta is described, together with other new records to American
continent and Brazil; a key for all collected in Brazil is given too. In the fifth and last
section two articles with three new species for science and a note on Sporidesmium
circinophorum are presented. In total, 39 species are new records and the region of Senhor
do Bonfim was the area with a bigger number of species.
Palavras-chave: Hyphomycetes, leaf litter, semi-arid, taxonomy.
ANEXOS
Tabela 1. Espécies de fungos conidiais encontrados nas áreas estudadas (região de Buíque/Vale do Ipojuca, Raso da Catarina, região do Médio São Francisco, Parque
Nacional Serra das Confusões, região de Senhor do Bonfim e a região de Seridó/Borborema), com os respectivos dados do tipo de substrato no qual foram encontrados.
Substratos: Fs – Folhas, Ga – Galhos, Ca – Cascas, Es – Espata, Pp – Pecíolo de Palmae e Fr – Fruto.
Áreas de Coleta/Substrato
Buíque/
Vale do Ipojuca
Espécie
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Raso da Catarina
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Parque Nacional Serra das
Confussões
Médio São Francisco
Fr
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
Senhor do Bonfim
Fo
Es
Pp
Fr
Fo
1
1
1
1
2
Beltraniella portoricensis
1
1
1
1
2
Bactrodesmium linderi
Beltrania rhombica
1
3
1
1
9
1
1
1
1
Cacumisporium sigmoideum
1
1
2
1
2
1
Chloridium virescens var.
virescens
1
1
1
2
1
Circinotrichum papakurae
1
1
1
2
Curvularia eragrostidis
Curvularia lunata
1
2
2
Bipolaris sorokiniana
Dactylaria cazorlii
Fr
4
1
Cryptophiale kakombensis
Pp
3
2
Beltraniopsis ramosa
Chalara alabamensis
Es
1
1
Alternaria alternata
Atrosetaphiale flagelliformis
Ga Ca
1
Acrophragmis coronata
Dictyochaeta britannica
Ca
1
Acrogenospora sphaerocephala
Chaetopsina fulva
Ga
Total de
Ocorrências da
espécie
Seridó/Borborema
1
3
2
2
1
1
1
2
Buíque/
Vale do Ipojuca
Espécie
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Raso da Catarina
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Confussões
Fr
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
Senhor do Bonfim
Fo
Ga
Ca
Es
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
1
Dictyochaeta fertilis
Dictyochaeta novae-guineensis
Pp
Total de
Ocorrências da
espécie
Seridó/Borborema
2
2
Dictyochaeta obesispora
Dictyochaeta pluriguttulata
1
Dictyochaeta simplex
2
1
5
1
1
1
1
3
1
Dictyochaeta triseptata
1
Dictyochaeta caatingensis sp.
nov.
1
1
Dicyma pulvinata
1
1
Dicyma vesiculifera
1
1
1
Diplococcium verruculosum
1
1
Dischloridium laeense
1
1
Drechslera halodes
1
Ellisembia adscendens
1
2
1
Ellisembia bambusae
Ellisembia brachypus
1
1
1
1
Epicoccum nigrum
1
1
Falcocladium
sphaeropedunculatum
1
1
1
2
Fusariella concinna
1
2
Fusariella obstipa
Gonytrichum chlamydosporium
var. chlamydosporium
3
Gonytrichum macrocladum
2
Gonytrichum mirabile
1
2
1
1
1
7
2
1
1
Buíque/
Vale do Ipojuca
Espécie
Fo
Gyrothrix microsperma
1
Ga
Ca
Es
Pp
Raso da Catarina
Fr
Fo
Ga Ca
1
Es
Pp
Confussões
Fr
Fo
1
1
Ga
Ca
Es
Pp
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
Senhor do Bonfim
Fo
Helicosporium gracile
Helicosporium griseum
1
Es
1
1
Heliocephala zimbabweensi
1
1
1
1
2
1
5
1
1
1
2
3
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
Myrothecium leucotrichum
1
Myrothecium roridum
1
1
2
1
1
2
1
Myrothecium verrucaria*
5
5
1
Myrothecium gramineum
Nigrospora spherica
1
1
1
Moorella speciosa
Neojohnstonia minima
4
1
Janetia mangiferae
Kionochaeta ramifera
2
Fr
1
Idriella ramosa
Memnoniella echinata
Pp
1
1
Idriella setiformis
Es
5
1
1
Ga Ca
1
1
Idriella lunata
Myrmecridium schuzeri var.
schuzeri
Fo
1
Helicosporium virescens
Menisporopsis theobromae
Fr
2
Helicosporium pannosum
Lobatopedis longistriatum
Pp
1
1
Helicosporium panacheum
Ca
1
1
Helicosporium aureum
Ga
Total de
Ocorrências da
espécie
Seridó/Borborema
2
1
4
1
4
3
1
3
3
Buíque/
Vale do Ipojuca
Espécie
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Raso da Catarina
Fr
Fo
Es
Pp
Fr
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
Senhor do Bonfim
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
1
1
Total de
Ocorrências da
espécie
Seridó/Borborema
Fr
Fo
1
Paraceratocladium bacilliformis
Periconia cookei
Ga Ca
Confussões
Ga Ca
Es
Pp
Fr
1
1
2
2
Periconia hispidula
2
1
6
1
5
Phaeoisaria clematidis
1
1
Phaeostalagmus tenuissimus
1
1
1
Piricauda cochinensis
2
Pithomyces chartarum
1
1
1
2
6
Pleurothecium recurvatum
1
1
Pseudobotrytis terrestris
1
1
1
Pseudodictyosporium wauense
Repetophragma filiferum
2
1
Repetophragma inflatum
Spegazzinia tessarthra
1
1
1
4
1
1
3
4
2
Speiropsis scopiformis
2
Sporidesmiella claviformis
1
1
Sporidesmiella hyalosperma var.
hyalosperma
1
1
1
1
Sporidesmium verrucisporum
1
1
Sporoschisma saccardoi
1
Stachybotrys globosa
Stachybotrys nephrospora
1
1
1
1
1
2
1
1
Stachybotrys parvispora
Stachylidium bicolor var. bicolor
1
1
2
2
8
1
1
Buíque/
Vale do Ipojuca
Espécie
Fo
Subramaniomyces pulcher
Ga
Ca
Es
Pp
Raso da Catarina
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
Fo
Ga
Ca
Es
Pp
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
Senhor do Bonfim
Fo
Ga
Fr
Fo
Ga Ca
Es
Pp
Fr
1
1
1
2
1
1
1
1
5
2
3
1
Thozetella queenslandica
Torula herbarium
3
Uberispora heteroseptata
1
1
1
1
5
1
1
Uberispora tropicalis
1
1
Vanakripa parva
1
2
Vermiculariopsiella immersa
1
Verticicladium trifidum
1
3
1
1
2
1
2
2
6
1
Zygosporium gibbum
1
2
2
Zygosporium masonii
Total de Ocorrências/Área
Pp
1
Thozetella cubensis
Total de Ocorrências/Substrato
Es
1
Tetraploa aristata
Wiesneriomyces laurinus
Ca
Total de
Ocorrências da
espécie
Seridó/Borborema
1
Taeniolella alta
Thozetella cristata
Confussões
41
2
0
0
0
0
28
0
8
43
* Espécime coletado também sobre semente
0
42
0
6
23
2
9
0
38
1
3
35
0
0
0
36
0
1
24
9
11
4
55
0
7
10
0
0
0
10
0
0
224
ACTA BOTANICA BRASILICA
1. A Acta Botanica Brasilica publica artigos originais em todas as áreas da Botânica, básica ou aplicada, em
Português, Espanhol ou Inglês. Os trabalhos deverão ser motivados por uma pergunta central que denote a
originalidade e o potencial interesse da pesquisa, de acordo com o amplo espectro de leitores nacionais e
internacionais da Revista, inserindo-se no debate teórico de sua área.
2. Os artigos devem ser concisos, em quatro vias, com até 25 laudas, seqüencialmente numeradas,
incluindo ilustrações e tabelas (usar fonte Times New Roman, tamanho 12, espaço entre linhas 1,5; imprimir
em papel tamanho A4, margens ajustadas em 1,5 cm). A critério da Corpo Editorial, mediante entendimentos
prévios, artigos mais extensos poderão ser aceitos, sendo o excedente custeado pelo(s) autor(es).
3. Palavras em latim no título ou no texto, como por exemplo: in vivo, in vitro, in loco, et
al. devem estar em itálico.
4. O título deve ser escrito em caixa alta e baixa, centralizado, e deve ser citado da mesma maneira no
Resumo e Abstract da mesma maneira que o título do trabalho. Se no título houver nome específico, este
deve vir acompanhado dos nomes dos autores do táxon, assim como do grupo taxonômico do material tratado
(ex.: Gesneriaceae, Hepaticae, etc.).
5. O(s) nome(s) do(s) autor(es) deve(m) ser escrito(s) em caixa alta e baixa, todos em seguida, com números
sobrescritos que indicarão, em rodapé, a filiação Institucional e/ou fonte financiadora do trabalho (bolsas,
auxílios etc.). Créditos de financiamentos devem vir em Agradecimentos, assim como vinculações do artigo
a programas de pesquisa mais amplos, e não no rodapé. Autores devem fornecer os endereços completos,
evitando abreviações, elegendo apenas um deles como Autor para correspondência. Se desejarem, todos os
autores poderão fornecer e-mail.
6. A estrutura do trabalho deve, sempre que possível, obedecer à seguinte seqüência:
- RESUMO e ABSTRACT (em caixa alta e negrito) - texto corrido, sem referências bibliográficas, em um
único parágrafo e com cerca de 200 palavras. Deve ser precedido pelo título do artigo em Português, entre
parênteses. Ao final do resumo, citar até cinco palavras-chave à escolha do autor, em ordem de importância.
A mesma regra se aplica ao Abstract em Inglês ou Resumen em Espanhol.
- Introdução (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): deve conter uma visão clara e
concisa de: a) conhecimentos atuais no campo específico do assunto tratado; b) problemas científicos que
levou(aram) o(s) autor(es) a desenvolver o trabalho; c) objetivos.
- Material e métodos (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): deve conter descrições
breves, suficientes à repetição do trabalho; técnicas já publicadas devem ser apenas citadas e não descritas.
Indicar o nome da(s) espécie(s) completo, inclusive como autor. Mapas - podem ser incluídos se forem de
extrema relevância e devem apresentar qualidade adequada para impressão. Todo e qualquer comentário de
um procedimento utilizado para a análise de dados em Resultados deve, obrigatoriamente, estar descrito no
item Material e métodos.
- Resultados e discussão (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): podem conter tabelas e
figuras (gráficos, fotografias, desenhos, mapas e pranchas) estritamente necessárias à compreensão do texto.
Dependendo da estrutura do trabalho, resultados e discussão poderão ser apresentados em um mesmo item ou
em itens separados.
As figuras devem ser todas numeradas seqüencialmente, com algarismos arábicos, colocados no lado inferior
direito; as escalas, sempre que possível, devem se situar à esquerda da figura. As tabelas devem ser
seqüencialmente numeradas, em arábico com numeração independente das figuras. Tanto as figuras como as
tabelas devem ser apresentadas em folhas separadas (uma para cada figura e/ou tabela) ao final do texto
(originais e 3 cópias). Para garantir a boa qualidade de impressão, as figuras não devem ultrapassar duas
vezes a área útil da revista que é de 17,5 × 23,5 cm. Tabelas - Nomes das espécies dos táxons devem ser
mencionados acompanhados dos respectivos autores. Devem constar na legenda informações da área de
estudo ou do grupo taxonômico. Itens da tabela, que estejam abreviados, devem ter suas explicações na
legenda.
As ilustrações devem respeitar a área útil da revista, devendo ser inseridas em coluna simples ou dupla, sem
prejuízo da qualidade gráfica. Devem ser apresentadas em tinta nanquim, sobre papel vegetal ou cartolina ou
em versão eletrônica, gravadas em .TIF, com resolução de pelo menos 300 dpi (ideal em 600 dpi). Para
pranchas ou fotografias – usar números arábicos, do lado direito das figuras ou fotos. Para gráficos - usar
letras maiúsculas do lado direito.
As fotografias devem estar em papel brilhante e em branco e preto. Fotografias coloridas poderão ser
aceitas a critério da Corpo Editorial, que deverá ser previamente consultada, e se o(s) autor(es)
arcar(em) com os custos de impressão.
As figuras e as tabelas devem ser referidas no texto em caixa alta e baixa, de forma abreviada e sem plural
(Fig. e Tab.). Todas as figuras e tabelas apresentadas devem, obrigatoriamente, ter chamada no texto.
Legendas de pranchas necessitam conter nomes dos táxons com respectivos autores. Todos os nomes dos
gêneros precisam estar por extenso nas figuras e tabelas. Gráficos - enviar os arquivos em Excel. Se não
estiverem em Excel, enviar cópia em papel, com boa qualidade, para reprodução.
As siglas e abreviaturas, quando utilizadas pela primeira vez, devem ser precedidas do seu significado por
extenso. Ex.: Universidade Federal de Pernambuco (UFPE); Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV).
Usar unidades de medida de modo abreviado (Ex.: 11 cm; 2,4 μm), o número separado da unidade, com
exceção de percentagem (Ex.: 90%).
Escrever por extenso os números de um a dez (não os maiores), a menos que seja medida. Ex.: quatro
árvores; 6,0 mm; 1,0 4,0 mm;125 exsicatas.
Em trabalhos taxonômicos o material botânico examinado deve ser selecionado de maneira a citarem-se
apenas aqueles representativos do táxon em questão e na seguinte ordem: PAÍS. Estado: Município, data,
fenologia, coletor(es) número do(s) coletor(es) (sigla doHerbário).
Ex.: BRASIL. São Paulo: Santo André, 3/XI/1997, fl. fr., Milanez 435 (SP).
No caso de mais de três coletores, citar o primeiro seguido de et al. Ex.: Silva et al. (atentar para o que deve
ser grafado em CAIXA ALTA, Caixa Alta e Baixa, caixa baixa, negrito, itálico).
Chaves de identificação devem ser, preferencialmente, indentadas. Nomes de autores de táxons não devem
aparecer. Os táxons da chave, se tratados no texto, devem ser numerados seguindo a ordem alfabética. Ex.:
1. Plantas terrestres
2. Folhas orbiculares, mais de 10 cm diâm.
................................................ 2. S. orbicularis
2. Folhas sagitadas, menos de 8 cm compr.
.................................................. 4. S. sagittalis
1. Plantas aquáticas
3. Flores brancas .............................. 1. S. albicans
3. Flores vermelhas ......................... 3. S. purpúrea
O tratamento taxonômico no texto deve reservar o itálico e o negrito simultâneos apenas para os nomes de
táxons válidos. Basiônimo e sinonímia aparecem apenas em itálico.
Autores de nomes científicos devem ser citados de forma abreviada, de acordo com índice
taxonômico do grupo em pauta (Brummit & Powell 1992 para Fanerógamas). Ex.:
1. Sepulveda albicans L., Sp. pl. 2: 25. 1753.
Pertencia albicans Sw., Fl. bras. 4: 37, t. 23, f. 5. 1870.
Fig. 1-12
Subdivisões dentro de Material e métodos ou de Resultados e/ou discussão devem ser escritas em caixa alta e
baixa, seguida de um traço e o texto segue a mesma linha. Ex.: Área de estudo - localiza se...
Resultados e discussão devem estar incluídos em conclusões.
- Agradecimentos (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): devem ser sucintos; nomes de
pessoas e Instituições devem ser por extenso, explicitando o porquê dos agradecimentos.
- Referências bibliográficas
- Ao longo do texto: seguir esquema autor, data. Ex.:
Silva (1997), Silva & Santos (1997), Silva et al. (1997) ou Silva (1993; 1995), Santos (1995; 1997) ou (Silva
1975; Santos 1996; Oliveira 1997).
- Ao final do artigo: em caixa alta e baixa, deslocado para a esquerda; seguir ordem alfabética e cronológica
de autor(es); nomes dos periódicos e títulos de livros devem ser grafados por extenso e em negrito.
Exemplos:
Santos, J. 1995. Estudos anatômicos em Juncaceae. Pp. 5-22. In: Anais do XXVIII Congresso Nacional de
Botânica. Aracaju 1992. São Paulo, HUCITEC Ed. v.I.
Santos, J.; Silva, A. & Oliveira, B. 1995. Notas palinológicas. Amaranthaceae. Hoehnea 33(2): 38-45.
Silva, A. & Santos, J. 1997. Rubiaceae. Pp. 27-55. In: F.C. Hoehne (ed.). Flora Brasilica. São Paulo,
Secretaria da Agricultura do Estado de São Paulo.
Para maiores detalhes consulte os últimos fascículos recentes da Revista, ou os links da mesma na
internet: www.botanica.org.br. ou ainda artigos on line por intermédio de www.scielo.br/abb.
Não serão aceitas Referências bibliográficas de monografias de conclusão de curso de graduação, de
citações resumos simples de Congressos, Simpósios, Workshops e assemelhados. Citações de Dissertações e
Teses devem ser evitadas ao máximo; se necessário, citar no corpo do texto. Ex.: J. Santos, dados não
publicados ou J. Santos, comunicação pessoal.
MYCOTAXON
Instructions to Authors
MYCOTAXON is an international mycological journal devoted to research on the taxonomy
and nomenclature of fungi. Publication is open to everyone. Authors are responsible for
preparing camera-ready computer files or hard copy and obtaining and documenting peer
reviews of the manuscript made by experts in the field prior to submission. Authors must
prepare concise, well-formatted, error-free copy that accurately conveys the author’s ideas
with an economy of space. The Editor-in-Chief receives camera-ready computer files and/or
hard copy of the final manuscript accompanied by a cover letter and complete documentation
of the peer reviews.
No page charges are incurred for papers with 64 or fewer pages and one or fewer
photographic halftone plates per 10 pages.
THESE INSTRUCTIONS WERE UPDATED OCTOBER 2003.
OVERVIEW
I. Determining what is suitable for publication in Mycotaxon
II. Preparing the first draft
III. Preparing camera-ready illustrations
IV. Obtaining peer reviews and revising reviewed manuscripts
V. Avoiding automatic manuscript rejection
VI. Submission process: required pre-submission review & final submission
VII. Obtaining reprints and/or PDF files of the published paper
VIII. Final author checklist
I. DETERMINING WHAT IS SUITABLE FOR PUBLICATION IN MYCOTAXON
Mycotaxon is restricted to papers on the taxonomy and nomenclature of fungi. We intend
this broadly to include monographic works, reviews of taxonomic groups and/or taxonomic
criteria, arguments dealing with specific nomenclatural problems, proceedings of symposia
on taxonomic or nomenclatural matters, and well-documented floras. Papers that deal with
other mycological disciplines (cytology, ecology, genetics, physiology, etc.) should be
submitted to another journal unless their primary focus is taxonomic. Prospective authors are
encouraged to send a draft to the Editor-in-Chief for consultation regarding suitability of their
manuscripts for publication in the journal.
Articles may be of any length. A maximum of 64 pages per sole/senior author is permitted
free of charge during any one year. ($18US per page will be charged for each page in excess
of 64 pages). Similarly, authors are granted one halftone photographic plate for every 10
manuscript pages, so that 11-20 pages qualify for 2 halftone plates, 21-30 pages qualify for 3
halftone plates, and so on. Authors who wish to publish papers with halftones in excess of
this allowance will be charged $18US per extra plate. A plate may contain one or more
images but is always accompanied by only one legend. Line drawings are not considered
half-tone images and are counted as regular pages in assessing page charges.
ABOUT CHECKLISTS: Until 2003, Mycotaxon published annotated regional checklists of
fungi. These often provided the first comprehensive records of fungi from under-explored
areas. Because web-based documents offer a searchable interface and permit rapid integration
of new information, the editorial board has now decided that such checklists are better
presented online. Beginning in 2004, Mycotaxon will no longer publish regional fungal
inventories in their entirety. Instead, the editorial office asks that authors post checklists on
the Internet and submit to Mycotaxon short (1-4 page) papers summarizing taxa, range and
distributions, habitats, and/or references covered and listing URLs to the checklist sites.
Mycotaxon will post links to the websites summarized in such papers on a special checklists
webpage on <www.mycotaxon.com/authors/weblists.html>. Mycotaxon will also post PDF
files of checklists formatted by authors who do not maintain their own websites.
Checklist authors are strongly encouraged to cite references used to identify the taxa in their
research. Checklists and summaries, which will follow the same editorial procedures as
regular manuscripts, should be submitted together to the Mycotaxon Editor-in-Chief after
peer review. After receiving editorial approval, authors wishing to post their checklists on the
Mycotaxon website should contact the Business manager <[email protected]> who will
supervise placing the PDF files on the webpage and assess a one-time fee of $25. There will
be an additional $10 charge for each revision posted on our website with each new version
prominently displaying its most recent revision date.
II. PREPARING THE FIRST DRAFT
Articles may be written in either English or French. Authors submitting copy in English
should apply a uniform spelling and grammatical convention (American or British)
throughout a manuscript. Precise adherence to all formatting rules (see below) is required.
Papers should be prepared for publication prior to peer review.
Authors are urged to prepare and submit computer-generated manuscripts using wordprocessing applications (MSWord®, Corel WordPerfect®). Mycotaxon also encourages use
of publishing applications (Adobe Pagemaker®, Quark Express®) where authors can easily
combine text with illustrations in one document. Sheridan Press, now responsible for
printing Mycotaxon, provides a PDF booklet <http://www.mycotaxon.com/DigiArt_WP.pdf>
that fully explains how to prepare illustrations for use in documents sent for printing. Webusers may also submit up to 3 digital TIFF files to “Digital Expert” <http://dx.sheridan.com/>
for diagnosis of potential problems prior to submission. Although peer-reviewers must review
both text and illustrations, figures need not be integrated into a draft manuscript until after
peer-review. Use of standard word-processing applications during this initial phase may be
necessary; authors planning to use PDF files, Pagemaker®, or other expensive publishing
applications should inquire as to the availability of a computer program to peer-reviewers
before preparing reviewer copy. Authors are requested not to submit PDF files to the editorial
office, however, as the Editor must place the Mycotaxon header on the title page before
sending the fully formatted manuscript to Sheridan Press.
Hard-copy submissions are permitted, but authors should be aware that manuscript
processing for hard copy is longer than for computer-formatted copy.
Mycotaxon no longer will reduce over-sized manuscripts. Authors are now required to
prepare text at the same size as it will appear in the final copy, that is, at 100% or full-scale.
Authors are also strongly urged to format all illustration materials (including graphs,
photographs, and line drawings) at 100%.
FINAL COPY MUST CONFORM TO THE FOLLOWING SPECIFICATIONS
A. Page dimensions and margins Margins should be set so as to produce an 11 cm x
17.5 cm print area on the Mycotaxon-sized 15.2 x 22.8 cm [6” x 9”] page. Extra space must
be allowed at the top of the first (title) page to permit the Editor to insert the Mycotaxon
header prior to publication. When setting up a page in a word-processing application,
computer users should enter a custom size of 15.2 x 22.8 cm and then set the following
margins:
Top margin, Page 1 (Title Page) —> 4 cm
Top margin, Pages 2 and following—> 2.3 cm
Side margins —> 2.1 cm
Bottom margin —> 3.0 cm
B. Font faces, sizes, and styles Standard elements of an article are the title, author
address information, abstract, keywords, main text, figure legends, acknowledgements, and
literature cited. A choice of two serif fonts — Times, Times New Roman (TNR) — and two
sans serif fonts — Helvetica, Arial — is offered. (Authors wishing to use other fonts should
check with the Editor before formatting their manuscripts.) Except for occasional line breaks
between sections, all text is to be single-spaced. Text formatted with the leading font set one
point higher than the text font is permitted; text formatted with 1 1/2 spaces between lines is
not acceptable.
SECTION
Main Title
Authors
Author Address
Abstract & Keywords2
Subheadings
Main Text
Subordinated Text3
1
FONT
Helvetica/Arial
FONT SIZE
FONT STYLE
11–12 pt
Bold & Bold Italic
Helvetica/Arial1
10–11 pt
Times/TNR
9–10 pt
Regular or
LARGE & SMALL
CAPS
Plain or Italic
7–8 pt
Plain (Italic for Latin
Names)
10 pt
Bold
Times/TNR
9–10 pt
Plain
Times/TNR
7–8 pt
Plain (Italic for Latin
Names)
Times/TNR
Helvetica/Arial
1
Optional: Author and Subheadings in Times/TNR
Abstract & Keywords paragraphs should be narrower, indented ~5mm from each margin.
Subordinated text includes Latin diagnoses, Specimens examined, Figure legends,
Acknowledgments, References cited.
2
3
C. Main title The main title should be centered on the line and placed in bold face
(preferably Helvetica 12-point font) with Latin scientific names in bold italics. Latin names
of supra-generic taxa may be either in bold or bold italic. No longer format titles in upper
case: use instead “sentence case” in which only the first word and proper nouns are
capitalized. Titles should be concise, yet informative enough to interest readers. Authors
should include names of significant taxa but not the names of authorities (author citations).
(Titles containing author citations will be automatically rejected and returned for
reformatting unless the author justifies why an authority is necessary to the title in the cover
letter.) List the name of a genus in full only once, but otherwise avoid abbreviations. Use
arabic, rather than roman, numerals. Never end a title with a period, unless the final word is
an abbreviation (e.g., “sp. nov.”). A sample of a properly formatted title follows:
Studies in Agaricales 3: Phaeocollybia phaeogaleroides and
P. rifflipes, new western North American species
D. Author address information List names (with all necessary diacritical markings) and
mailing addresses for all authors. E-mail addresses (in lower case and without diacritical
markings) are required for the senior or corresponding author and recommended for junior
authors.
E. Abstract An abstract is required for all articles. Compose a paragraph (or sentence or
two for 1-4 page papers) that summarizes the paper and is meaningful when read alone and
apart from the remainder of the paper. Include all new taxa, new combinations, and
conclusions. Always prepare one abstract in English. For longer articles, one or two
additional abstracts in other languages may be added. Abstracts should be informative but
brief, usually no more than 15 printed lines long. Omit author citations unless necessary to
differentiate homonyms. Abstracts that do not meet these criteria will be returned to the
authors for correction.
F. Keywords Authors are encouraged to insert a heading for keywords followed by a list of
up to 5 such keywords for use by abstracting services. Do not repeat terms already used in the
title or abstract. Separate keywords or keyword phrases by commas, and do not capitalize
keywords unless the word or phrase is a proper noun. End this section without a period.
G. Main text Briefly introduce your subject, citing significant background literature.
Document your own observations concisely and stress new discoveries Comply with the
current International Code of Botanical Nomenclature when describing new taxa or
proposing new combinations. To minimize confusion when discussing generic epithets
beginning with the same initial letter, we strongly recommend that you abbreviate one using
the first two letters of the epithet throughout the paper (e.g., C. for Cantharellus and Cr. for
Craterellus). Names of authorities should appear only once, in a separate table or in the text
near where the names are first mentioned or (if new) formally proposed. For authorities of
taxa use the abbreviations cited by IPNI in the International Plant Names Index
<www.ipni.org/ipni/query_author.html>, the Harvard University Herbaria database
<brimsa.huh.harvard.edu/cms-wb/botanist_index.html>, or CABI’s Index Fungorum
<www.indexfungorum.org/Names/Names.asp>. Authors of Plant Names by Brummit &
Powell (1992) and Authors of Fungal Names by Kirk & Amsell (1992) may also be
consulted. For acceptable herbarium & collections acronyms, consult Index Herbariorum
(Holmgren et al. 1990) <www.nybg.org/bsci/ih/searchih.html>. Authors describing new taxa
are expected to cite relevant acronyms and registration numbers to facilitate retrieval of the
material/data by readers and to deposit (i) type specimens in an official, public herbarium, (ii)
ex-type strains in a public culture collection, and/or (iii) sequence data in GenBank.
H. Literature cited Include all references cited in the text, ensuring that all references in the
“Literature Cited” section are also found in the main text. Standardize abbreviations of
journal and other periodical titles. See BPH (Botanico-Periodico-Huntianum, Lawrence & al.
eds., 1968), BPH/S (Botanico-Periodico-Huntianum/Supplementum Bridson ed., 1991), TL2
(Taxonomic Literature, Stafleu & Cowan, 1976-1988), and the Supplements to Taxonomic
Literature (Stafleu & Mennenga, 1992-1995) for recommended abbreviations. Authors are
required to single-space entries (that is, do not separate citations by a blank line) and to
follow a consistent citation style throughout. Placing references in 7-8 pt font and using
hanging indents is strongly advised. Recommended as a space-saving measure are (i)
replacing given names (surnames) by initials, (ii) eliminating periods after initials, (iii)
universally placing last names before initials, and (iv) using commas only to separate listed
authors (no “&” or “and”).
EXAMPLES
Kirk PM, Cannon PF, David JC, Stalpers JA. 2001. Ainsworth & Bisby’s Dictionary of the
Fungi. CAB International, Surrey UK.
Senior AA, Junior BB. 1997. Title with Latin name here. Mycotaxon 56: 254-272. (See
sample
manuscript
<www.mycotaxon.com/authors/sampleMS.pdf>
(or
<www.mycotaxon.com/authors/sampleMS.rtf>) for further suggestions.)
III. PREPARING CAMERA-READY ILLUSTRATIONS
A. Illustration size and placement All articles published in Mycotaxon begin on an
odd-numbered (right-hand) page, so plan size and placement of illustrations within the text
accordingly. When possible, insert an illustration within or facing the page of text where the
illustration is first mentioned (preferably on a right-hand page). Submit illustrations at the
same sizes that they will appear in the final publication. (Authors who cannot reduce their
illustrations to publication size should contact the Editor-in-Chief for advice or permission to
submit oversized copy.) Also group figures to facilitate species comparisons and keep page
numbers to a minimum. Place figure legend/s on the same page as (preferred) or on the page
facing the illustration.
B. Line drawings may be submitted as digital images imported from scanned originals or
as reduced copies of original artwork. Drawings that have been produced digitally using
vector information can be submitted as 600dpi or 1200dpi EPS postscript files, which
describe a single page and thus contain any combination of text, graphics, and images.
1. Hard copy Because line drawings convey only black and white information, they are
reproduced by the same process as the main text, enabling drawings and text to be printed
together. Carefully place line drawings onto existing text pages with captions printed
directly below or to the side of each drawing. With care, authors generally can reduce
oversized drawings using the reduction feature on photocopiers without decreasing image
quality and assemble an attractive arrangement from the cut & paste illustrations and
captions.
2. Digital files Authors equipped with computer scanners and applications such as Adobe
Photoshop® & Pagemaker® and QuarkXpress® can speedily convert line drawings to
300dpi TIFF or .jpg files for insertion directly into the document. Adjustments to the image
— including insertion of scales, numbers, and arrows — are easily handled in such
applications. See guidelines for preparation of digital photographs (C2 below) for further
suggestions.
C. Black and white photographs Mycotaxon prints only black & white photographs, but
authors may submit color hard copy photos if necessary. Both black & white and color filmbased (non-digital) photographs have a “continuous tone” requiring transformation into a
separate halftone image before they can be printed in a magazine or on a computer printer. A
halftone image consists of many variously sized and spaced dots, which are easily seen using
a hand lens. Black & white halftones consist only of black dots, but all color halftones
contain different sized dots of several colors (usually three plus black) spaced to achieve the
desired color balance. Authors using digital or computer-generated images must not print
such images themselves as “print-ready hard copy” but instead submit high-resolution TIFF
computer files with their documents to the Editor. The TIFF files must be formatted in black
& white to allow the press to format the photographs properly before printing. When
grouping photographs into plates, authors should ensure that the contrast among individual
photographs is not too great before converting the plate to a TIFF file. Mycotaxon will accept
photographs or plates that are shorter than page height, but the plates generally should span
the full-page width of 11 cm.
1. Hard copy photographs When submitting hard copy (or electronic text +
illustration hard copy) photographs or plates made by combining photographs, mount each
plate onto a separate sheet of heavy white paper or matte board, allowing sufficient margins
around the photograph for editorial markings and printer's directions. Write the (senior)
author’s name on the reverse of each plate, and place no text except for necessary
numbering or lettering, arrows, and other annotations on the halftone plate faces. Print
figure legends and other text separately as part of the main text. Sheridan Press will insert
the finished photographic halftone plates into the appropriate camera-ready text page(s).
Whenever a plate fills an entire page and leaves no room for a caption, place the legend at
the bottom of the text page facing the plate, separating the caption from the main text by a
thin line. Do not border or edge photographs and plates with a line.
2. Digital files Authors who submit digital photographs may insert all illustrations and
figures into the document utilizing options provided by a publishing application such as
Pagemaker or QuarkXpress, and a software program such as Adobe Photoshop® will allow
preparation of digital photographic TIFF files. (Low-resolution files — such as jpgs or
bitmaps —are not suitable for print publication of half-tone photographs.) Configure TIFF
image files by selecting a black and white setting and typing in dimensions that match the
exact final printed size when printed at 300-600 dpi (dots per inch). Label each TIFF file
with the (senior) author's name and plate number (e.g., name_pl#.tif) and mark the location
of each on the appropriate blank manuscript areas (e.g., TIFF plate #). When using a
publishing application such as Adobe Pagemaker®, you must submit both your TIFF files
and the copy-ready document file. Before formatting your document, please check with the
Editor-in-Chief to verify that the Mycotaxon press recognizes your publication program.
IV. OBTAINING PEER REVIEWS AND REVISING REVIEWED MANUSCRIPTS
Mycotaxon is unusual among scientific journals in that it is the responsibility of the authors to
obtain peer reviews of their papers before submitting the manuscript. Send a copy of your
fully formatted manuscript to two scientists in your field of study but outside your home
institution for critical comment. If you are uncertain whom to approach for review of a
manuscript, you are encouraged to send a summary or draft to the Editor-in-Chief, who will
then suggest several researchers in the appropriate field.
It is your responsibility to provide each peer reviewer with the 2001 Reviewer's Guidelines
for Mycotaxon Articles (Mycotaxon 78: 539-540) or advise the reviewer that they can be
downloaded from the journal's website. It is also your responsibility to provide each reviewer
with all figures (photographs, line-drawings, graphs, tables, etc.) and formatted text.
You are expected to revise the manuscript in response to reviewer comments before final
submission and to address discrepancies in your cover letter should you disagree with a
reviewer. Be prepared to revise your pages when reviewer suggestions alter original page
endings. Double check that changes have not resulted in any “widows” or “orphans” (single
lines at the top or bottom of a page). Peer reviewer comments and cover letters must
accompany manuscripts submitted to the Editor-in-Chief, who will acknowledge all peer
reviewers in the closing pages of each volume.
V. AVOIDING AUTOMATIC REJECTION OF A MANUSCRIPT
In our ongoing effort to improve the professional appearance of the journal we are enforcing
the following criteria that may result in automatic rejection of submitted manuscripts.
Automatically rejected papers may be resubmitted after authors reformat the papers to meet
these criteria. The points below must be carefully followed to ensure that your paper is not
rejected on formatting grounds:
A. Employ single-spacing throughout the paper: Camera-ready documents must be
single-spaced throughout. Main text formatted with 1 1/2 spaces between lines will be
rejected. Text formatted with the line spacing set one point higher than the selected text font
is acceptable and will provide sufficient separation between text lines of text (In MSWord®,
this paragraph formatting is achieved by selecting the “exactly” option and typing in a font
size one point higher than the text font size — e.g., “exactly 11pt” for text formatted in 10pt
font.) Single blank lines may be used to separate paragraphs but should not be used to
separate entries in the literature-cited section. A typical full text page should contain 40–48
lines; pages with subordinated text sections formatted to 7- or 8-point fonts will contain
more.
B. Select the proper font faces and sizes: Format titles in sentence case in Helvetica
or Arial [optionally Times or Times New Roman (TNR)] 11– or 12–point bold font, placing
Latin scientific names in bold italics. Stand-alone section headers should be in Helvetica or
Arial (Times/TNR again optional) 10- or 11–point boldface font. Main Text must be in
Times/TNR 9- or 10–point fonts. Mycotaxon recommends Times/TNR 7- or 8–point font for
subordinated materials (abstract, Latin diagnoses, specimens examined, figure legends,
acknowledgments, and literature cited). Use of other fonts and sizes without prior editorial
approval is reason for automatic rejection.
C. Select the proper font style: Titles no longer are to be formatted in upper case;
authors are required to place titles in “sentence case”, in which only first word and proper
nouns are capitalized. Use bold for names of all new taxa of all ranks at the point in the text
where they are formally described. Latin names of taxa at generic rank and below should
otherwise be in italics. Names of taxa above generic rank may be formatted in either italic or
normal typeface at the author’s discretion. Occasional use of bold face for subheadings within
the text or for names of taxa within keys may be pleasing. You can also occasionally
emphasize text using UPPERCASE or LARGE AND SMALL CAPS. (See the sample
manuscript <www.mycotaxon.com/authors/sampleMS.pdf> (or <www.mycotaxon.com/
authors/sampleMS.rtf>for examples of font styles in technical descriptions and specimens
examined.)
D. Never use underlining: Although underlining is an easy option when using a
computer, never underline when preparing camera-ready manuscripts. Underlining, which
makes text difficult to read in single-spaced formatted documents, is never used in printed
publications. To achieve emphasis use italic, bold, or (exceptionally) bold italic typeface.
Please be aware that some word-processing applications (such as MSWord®) are set to
format email addresses or website URLs automatically in hyperlink format, which usually
produces the address in underlined, often blue underlined, font. Such formatting is not
acceptable for Mycotaxon. To ensure that such hyperlinks do not appear in the final paper,
authors should turn off the automatic hyperlink feature before generating their manuscript.
(Macintosh users can turn off this feature by (i) selecting “AutoCorrect” on the Tools menu,
(ii) clicking on the “AutoFormat As You Type” tab, (iii) under “Replace As You Type”,
remove the check from the “Internet paths with Hyperlink” check box by selecting (clicking
on) the check box. Consult your computer manuals for guidance on other platforms or in
other applications.)
E. Headings must not occur alone as the bottom line of a page: Prevent “orphan”
headings by arranging them so that there are at least two lines below a heading on the bottom
of a page whenever possible. Also do not end any heading with a period.
F. Prevent punctuation problems: Commas, periods, and other punctuation should be in
the same font style as the words immediately preceding them. Thus commas following
italicized words should also be in italics, in bold when the preceding words are in bold, and
in bold italic when the immediately preceding words are in bold italic. The ONLY exception
is with paired marks (parentheses, square brackets, quotation marks, single quotation marks),
where the closing mark takes the same font style as the preceding open mark. With the
exception of the sanctioning colon (e.g., Fr. : Fr.), no spaces should come between a
punctuation mark and the text preceding it. Likewise, no space should come between an
initial paired mark, such as an open parenthesis, and the following text. Only one space
should separate sentences following a period in computer formatted manuscripts.
G. The micron symbol: µ can be generated in most computer text fonts by using special
keystrokes (e.g., “option+m” on a Macintosh or “insert symbol” on a PC). Do not import a
micron mark from a font different from the one you are using (such as Greek). PC-users who
must select µ from “Symbols” should place the symbol in the same-sized font as the
surrounding text.
H. Learn the difference between a hyphen, an en-dash and an em-dash. A
hyphen will break at a line end and should be used whenever the author needs to hyphenate a
word manually to ensure well-populated lines in justified text. An en dash (generated on
Macintosh computers with “option+dash”) is a longer hyphen that does not break at a line
end and is frequently used for minus signs in mathematical notation or for “to” in such
constructions as “8–10”. (In the latter case, an en dash prevents the “8-” from occurring on
one line and the “10” on the next.) No spaces should come between an en dash and the
elements it connects. An em dash (“shift+option+dash” on Macintosh computers) is the
longest and — generally — is reserved to set aside parenthetical observations. The three look
like this: hyphen: -, en-dash: –, and em-dash: —. On a PC the keystrokes are different, but the
concept is the same.
I. Do not print headers or page numbers on the camera-ready copy. You may
wish to use author names, page number headers, and line numbers during the pre-submission
peer review process. Remember to remove all headers, footers and line numbers before
submitting final computer-formatted copy. On submitted hard copy, add the senior author’s
name and page numbers using a soft pencil on the back (top left) of each page.
J. Make a final check for spelling and grammatical errors. It is the responsibility of
the author to proofread the manuscript for spelling, typographic, and grammatical errors. Ask
someone fluent in English (or French) to proofread the paper if you are not. Special attention
should be given to Latin diagnoses: authors are encouraged to keep these short by citing only
key characters separating a proposed taxon from similar taxa, and shorter diagnoses are likely
to contain fewer errors than more elaborate and complicated descriptions. Two common
spelling errors are (i) mistakes in the author’s own name and address and (ii) spelling names
of taxa one way in the text and another way in an illustration caption.
K. Print camera-ready manuscript. Hard-copy submissions should be centered within
an invisible 11 x 17.5 cm “frame” on US standard letter (8.5” x 11”) or A4 paper. Document
settings usually can be customized in computer-generated files within the application. In the
MSWord® print set-up menu, for example, authors would enter “15.2 cm x 22.8 cm” (6 in. x
9 in.) into the “custom” size box and then set margins at 4.0 cm (top, title page), 2.3 cm (top,
all other pages), 2.1 cm (side), and 3.0 cm (bottom).
VI. SUBMISSION PROCESS (Post peer-review)
A. Send pre-submission materials to the Editor-in-Chief: Pre-approval of title,
abstracts, and keywords by the Mycotaxon Editor-in-Chief is required and of an entire
computerized manuscript strongly encouraged. Before submitting a final manuscript, E-mail
the above three required features as a formatted attachment to <[email protected]>, and
include “For Mycotaxon pre-approval” in the subject header. This will help diagnose
problems in the text that historically have most often resulted in automatic rejection.
B. Double-check grammar, spelling, and overall formatting We strongly suggest
that you use your word-processing program's grammar and spelling checker if it has one.
C. Submit manuscripts and supporting documents
After pre-approval of the title, abstracts, and keywords by the Editor-in-Chief, the author
may formally submit the manuscript and supporting documents.
The manuscript consists of
(i)
computer-generated camera-ready files on CDs (formatted for both Macintosh and
PC), zip disks (Macintosh formatted), or PC formatted floppies;
(ii)
original camera-ready hard copy with illustrations, printed only on one side of the
paper and with author’s name and page numbers on the back top left of each text
page and with name and plate number on the back of each illustration; and
(iii)
a photocopy of the camera-ready text hard copy for the Index Editor (no
illustrations needed)
The manuscript must be accompanied by the following supporting documents:
(iv) a cover letter with the following information:
a. title of the article,
b. number of pages,
c. the senior and/or corresponding author's mailing address
d. e-mail addresses and/or fax numbers for all authors
e. placement of accents or diacritical marks associated with names of the
authors
f. names, institutional affiliations, and E-mail addresses of the peer reviewers,
g. an explanation of why any reviewer comments were not accepted,
h. a statement indicating a willingness to pay the excess page or plate charges
(to be paid after acceptance but prior to publication),
(v)
complete copies of peer review comments
(vi)
all peer reviewer Check Lists < www.mycotaxon.com/authors/reviewers.html>
(vii) (optional) a self-addressed envelope, stamped or, for foreign authors, with
sufficient International Reply Coupons, to cover the cost of returning the
plate(s).
D. Retain back-up copies. Keeping a dated, print-ready computer file and/or photocopies
of all materials you send to the Editor will minimize resubmission time should the manuscript
go astray during the submission process. Also, remember that authors are asked to submit two
hard copies of the final manuscript to the Editor. For those submitting only hard copy, one
copy must be the original camera-ready copy on which the Editor will insert the Mycotaxon
header and page numbers. The second, to be used by the Index Editor, may be a simple
photocopy. Consult the Author’s Checklist below as a final check of the readiness of the
manuscript. And finally, pack the manuscript securely for the mails.
English Language Manuscripts and accompanying documents should be sent to:
Dr Lorelei L Norvell
Mycotaxon Editor-in-Chief
Pacific Northwest Mycology Service
6720 NW Skyline Boulevard
Portland, OR 97229-1309 USA
French Language Manuscripts and accompanying documents should be sent to:
Prof Grégoire L Hennebert
Mycotaxon French Language Editor
32 Rue de l'Élevage
B-1340 Ottignes-LLN, BELGIUM
We look forward to processing your manuscript promptly. You will normally receive an
email from the Editor-in-Chief within 2 weeks after receipt of the manuscript. That letter will
provide the permanent Mycotaxon accession number for your manuscript and inform you
whether your manuscript is provisionally accepted or has been rejected on technical grounds
(and why). The Editor-in-Chief reserves the right to reject papers of questionable taxonomic
merit or those that otherwise do not meet the Mycotaxon requirements with respect to subject
matter or presentation. The Editor-in-Chief will send you formal acceptance and final journal
pagination (or provide reasons for rejecting re-submitted manuscripts) at a later date.
VII. OBTAINING REPRINTS AND/OR PDF FILES OF THE PUBLISHED PAPER
Mycotaxon no longer provides free offprints but does send one copy of the printed paper to
the corresponding author immediately after publication to use in xerographic production of
reprints. You may purchase reprints and/or PDF files as soon as your article is accepted. Our
posted price list <www.mycotaxon.com/authors/reprints.html> shows costs for 100 (or more)
reprints as well as for PDF files for printing copies using a computer printer or for placing on
the author’s own website for downloading by others. Alternatively, a local printer can make
high quality reprints from the printed copy sent to the corresponding author. Mycotaxon also
no longer returns original text or provides photo offset negatives used in printing. We will,
however, return original photographs and line drawings to authors who include in their
submission packet a self-addressed envelope, stamped or (for foreign authors), with
sufficient International Reply Coupons to cover the cost of returning the plate(s).
VIII. FINAL AUTHOR CHECKLIST
Remember that the author is both designer and printer of the paper and that the Editor cannot
change submitted text.
• PAGE FORMAT (very important)
⎯
Fonts, font size, and font styles all conform to Mycotaxon standards as set forth
in the author guidelines under Preparing the First Draft.
⎯
All text is at 100% (full-scale) for a page size of 11 x 17.5 cm with margins set
at 4.0 cm (top, title page), 2.3 cm (top, all other pages), 2.1 cm (side), and 3.0 cm
(bottom).
⎯
NO headers or page numbers appear in computer-submitted print-ready files or
printed on camera-ready manuscript pages. (All such notations should be kept far
away from the text and added to the backs of printed hard-copy pages using a
soft pencil.)
• TITLE
⎯
is printed in Helvetica or Arial 12–point font in Bold sentence-case with Latin
names in bold italics;
⎯
is centered on the page and starts at the prescribed distance 4.0 cm from the top
of page 1.
• SINGLE-SPACING
⎯
is used throughout text of article. At most, a single blank line may be inserted
between sections or paragraphs. (Use hanging indents, not blank lines, to
separate references in the literature cited section.)
• AUTHOR CITATIONS
⎯
have been checked against a standard citation index
• LITERATURE CITED
⎯
has been checked again to ensure all citations are consistent and follow the same
style.
• ALL ILLUSTRATIONS
⎯
are scaled to fit the final page or you have received editorial permission to send
unreduced plates to the Editorial office.
• PHOTOGRAPHS OR COMPOSITE PHOTOGRAPHIC PLATES
⎯
fill the entire width of the page (except where text or legend takes part of the
width),
⎯
are mounted separately from the text on heavy paper or board in hard-copy
submissions with ample margins for editor’s and printer’s marks,
⎯
captions are printed within the text, not on the photographic plate, and
⎯
when in digital form are submitted according to our instructions.
• FORMAT
⎯
was checked again (to assure yourself that your paper will not be rejected on
formatting grounds).
• DATED HARD COPY AND COMPUTER FILES OF THE FINAL MANUSCRIPT
⎯
were saved for yourself.
• SECURELY PACKED SUBMISSION PACKAGE includes
⎯
cover letter,
⎯
electronic copy of final manuscript on CD or zip-disk,
⎯
camera-ready copy,
⎯
hard-copy of final, camera-ready manuscript for Index Editor,
⎯
reviewer cover letters (from at least two peer reviewers) with comments and
checklist, and
⎯
is being mailed to the appropriate language editor.
STILL HAVE QUESTIONS?
Contact the Editor-in-Chief:
Lorelei L Norvell
Pacific Northwest Mycology Service
6720 NW Skyline Boulevard
Portland, OR 97229-1309 USA
E-mail: [email protected]
Fax: +503.297.3296
NOTE: Please remember to use “Mycotaxon” AND manuscript/checklist or some other
unique identifier in the subject line of an E-mail to differentiate your message from “spam”.
OR check FAQ on our website at < www.mycotaxon.com>

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