TSH IRMA - Meditecno

Transcrição

TSH IRMA
®
Coat-A-Count TSH IRMA
Intended Use: Coat-A-Count TSH IRMA
is an immunoradiometric assay designed
for the quantitative measurement of
thyroid stimulating hormone (thyrotropin,
TSH) in serum. It is intended strictly for in
vitro diagnostic use as an aid in the
assessment of thyroid status.
Research studies have found that the
apparently healthy patients with TSH
>2.0 µIU/mL have increased risk to
develop thyroid diseases in the next 20
years. It has been suggested that it is
likely that the upper limit of the serum TSH
euthyroid reference range will be reduced
to 2.5 µIU/mL because >95% of rigorously
screened normal euthyroid volunteers
have serum TSH values between 0.4 and
22
2.5 µIU/mL.
Catalog Numbers: IKTS1 (100 tubes),
IKTS5 (500 tubes), IKTSX (1000 tubes)
Principle of the Procedure
The 100-tube kit contains less
than 20 microcuries
(740 kilobecquerels) of
125
radioactive I-polyclonal anti-TSH; the
500-tube kit contains less than
100 microcuries (3,700 kilobecquerels);
and the 1,000-tube kit contains less than
200 microcuries (7,400 kilobecquerels).
Coat-A-Count TSH IRMA is a solid-phase
immunoradiometric assay based on
monoclonal and polyclonal anti-TSH
125
antibodies: one I-labeled anti-TSH
polyclonal antibody in liquid phase, and
monoclonal anti-TSH antibodies
immobilized to the wall of a polystyrene
tube. In the procedure:
Summary and Explanation of
the Test
TSH is captured between monoclonal
anti-TSH antibodies immobilized on the
inside surface of the polystyrene tube and
the radiolabeled polyclonal anti-TSH
tracer.
English
Thyroid stimulating hormone (thyrotropin,
TSH) is a pituitary hormone which,
through its action on the thyroid gland,
plays a major role in maintaining normal
circulating levels of the iodothyronines, T4
and T3. TSH is controlled by negative
feedback from circulating T4 and T3, and
by the hypothalamic hormone TRH
(thyrotropin releasing hormone).
In primary hypothyroidism, where there is
impaired production of thyroid hormones,
the TSH level is typically highly elevated.
In secondary or tertiary hypothyroidism, on
the other hand, where thyroid hormone
production is low as a consequence of
pituitary or hypothalamic lesions, the TSH
level is usually low. In hyperthyroidism, the
TSH level is typically suppressed to
subnormal levels. Less often, this
condition may result from hyperstimulation
of the thyroid, due to hypothalamic or
pituitary lesions, in which case the TSH
level is usually increased.
Measurement of circulating TSH has been
used as a primary test for differential
19
diagnosis of hypothyroidism and as an
aid in monitoring the adequacy of thyroid
18
hormone replacement therapy.
2
125
Unbound I-labeled anti-TSH antibody is
removed by decanting the reaction mixture
and washing the tube; this reduces
nonspecific binding to a very low level,
and ensures excellent low-end precision.
The TSH concentration is directly
proportional to the radioactivity present in
the tube after the wash step. The
radioactivity is counted using a gamma
counter, after which the concentration of
TSH in the patient sample is obtained by
comparing the patient counts-per-minute
with those obtained for the set of
calibrators provided.
Reagents to Pipet: 1
Total Incubation Time: 2 Hours
Total Counts at Iodination:
approximately 200,000 cpm
Warnings and Precautions
For in vitro diagnostic use.
Reagents: Store at 2–8°C in a refrigerator
designated for incoming radioactive
materials. Dispose of in accordance with
applicable laws.
Coat-A-Count TSH IRMA (PIIKTS-8, 2010-11-04)
Do not use reagents beyond their
expiration dates.
and in subsequent publications issued by
State and Federal authorities.
Some components supplied in this kit may
contain human source material and/or
other potentially hazardous ingredients
which necessitate certain precautions.
Wipe up spills promptly and
decontaminate affected surfaces. Avoid
generation of aerosols. Dispose of solid
radioactive waste according to license
requirements. General licensees (holders
of NRC Form 483) may dispose of solid
radioactive waste as nonradioactive
waste, after removing labeling. Specific
licensees (NRC Form 313) should refer to
Title 10, Code of Federal Regulations,
Part 20. Licensees in Agreement States
should refer to the appropriate regulations
of their own state. General licensees may
dispose of liquid radioactive waste of the
type contained in this product through a
laboratory sink drain. Licensees must
remove or deface labels from empty
containers of radioactive materials before
disposal of solid waste. Specific licensees
may dispose of small quantities of liquid
radioactive waste of the type used in this
product through a laboratory sink drain.
Refer to the appropriate regulations
applicable to your laboratory.
Follow universal precautions, and handle
all components as if capable of
transmitting infectious agents. Source
materials derived from human blood were
tested and found nonreactive for syphilis;
for antibodies to HIV 1 and 2; for hepatitis
B surface antigen; and for antibodies to
hepatitis C.
Sodium azide, at concentrations less than
0.1 g/dL, has been added as a
preservative. On disposal, flush with large
volumes of water to prevent the buildup of
potentially explosive metal azides in lead
and copper plumbing.
Water: Use distilled or deionized water.
Radioactivity
A copy of any radioisotope license
certificate (Specific or General) issued to a
US customer must be on file with Siemens
Healthcare Diagnostics before kits or
components containing radioactive
material can be shipped. These
radioactive materials may be acquired by
any customer with the appropriate Specific
license. Under a General license these
radioactive materials may be acquired
only by physicians, veterinarians in the
practice of veterinary medicine, clinical
laboratories and hospitals — and strictly
for in vitro clinical or laboratory tests not
involving external or internal
administration of the radioactive material
or its radiation to human beings or other
animals. Its acquisition, receipt, storage,
use, transfer and disposal are all subject
to the regulations and a (General or
Specific) license of the U.S. Nuclear
Regulatory Commission or a State with
which the NRC has entered into an
agreement for the exercise of regulatory
control.
Handle radioactive materials according to
the requirements of your General or
Specific license. To minimize exposure to
radiation, the user should adhere to
guidelines set forth in the National Bureau
of Standards publication on the Safe
Handling of Radioactive Materials
(Handbook No. 92, issued March 9, 1964)
Materials Supplied – Initial
Preparation
TSH Ab-Coated Tubes (ITS1)
Polystyrene tubes coated with murine
monoclonal antibodies to TSH and
packaged in zip-lock bags. Store
refrigerated and protected from moisture,
carefully resealing the bags after opening.
Stable at 2–8°C for one year from the date
of manufacture.
IKTS1: 100 tubes. IKTS5: 500 tubes.
IKTSX: 1000 tubes.
125
I TSH Ab (ITS2)
Iodinated anti-TSH goat polyclonal
antibody, with preservative. The reagent is
supplied in liquid form, ready to use. Each
vial contains 5.5 mL. Stable at 2–8°C for
30 days after opening, or until the
expiration date marked on the label.
Color: red.
IKTS1: 2 vials. IKTS5: 10 vials.
IKTSX: 20 vials.
TSH Calibrators (TSI3–9,X)
Eight vials, labeled A through H, of
lyophilized TSH calibrators in an equine
serum/buffer matrix, with preservative
(gentamicin). 30 minutes before use,
3
reconstitute the zero calibrator A with
6.0 mL distilled water, and the remaining
calibrators B through H with 3.0 mL
distilled water. Use volumetric pipets and
mix by gentle swirling. Stable at 2–8°C for
30 days after opening. The life of the
calibrators may be extended by freezing.
Aliquot, if necessary, to avoid repeated
freezing and thawing.
IKTS1: 1 set. IKTS5: 2 sets.
IKTSX: 3 sets.
The calibrators contain, respectively, 0,
0.15, 0.5, 1.5, 4, 15, 30 and 60
micro-International Units of TSH per
milliliter (µIU/mL) in terms of the World
Health Organization's Second
International Reference Preparations of
TSH for Immunoassay, number 80/558.
Intermediate calibration points may be
obtained by mixing calibrators in suitable
proportions.
Buffered Wash Solution Concentrate
†
(1TSBW*, 3TSBW )
†
40 mL* (200 mL ) of a concentrated
buffered saline solution, with surfactants.
Using a transfer container, dilute each vial
†
of concentrate with 400 mL* (2,000 mL )
distilled water, for a total volume of
†
440 mL* (2,200 mL ). Mix thoroughly
before use. Stable at 2–8°C for 6 months
after preparation.
IKTS1: 1 vial × 40 mL.
IKTS5: 1 vial × 200 mL.
IKTSX: 2 vials × 200 mL.
Dispenser — for delivering 2.0 mL of
Buffered Wash Solution
Foam decanting rack — available from
Siemens Healthcare Diagnostics (catalog
number: FDR).
4-cycle log-log graph paper
A tri-level, human serum-based
immunoassay control, containing TSH as
one of over 25 assayed constituents, is
available from Siemens Healthcare
Diagnostics (catalog number: CON6).
Specimen Collection
The patient need not be fasting, and no
special preparations are necessary.
21
Collect blood by venipuncture into plain
tubes and separate the serum from the
cells. Since TSH is known to exhibit a
small circadian rhythm, the time of
collection should be noted.
The use of an ultracentrifuge is
recommended to clear lipemic samples.
Hemolyzed samples may indicate
mistreatment of a specimen before receipt
by the laboratory; hence the results should
be interpreted with caution.
Materials Required But Not
Provided
Blood collection tubes from different
manufacturers may yield differing values,
depending on materials and additives,
including gel or physical barriers, clot
activators and/or anticoagulants. Coat-ACount TSH IRMA has not been tested with
all possible variations of tube types.
Consult the section on Alternate Sample
Types for details on tubes that have been
tested.
Gamma counter — compatible with
standard 12x75 mm tubes
Volume Required: 200 µL of serum per
tube
Rack shaker — set at approximately 200
strokes per minute
Storage: 2–8°C for 5 days, or 1 month at
20
–20°C.
Reagent Preparation
Distilled or deionized water
Volumetric pipets: 3 mL and 6 mL
Graduated cylinder — for dispensing
†
400 mL (2,000 mL )
Plastic storage container with lid — for
preparation and storage of Buffered Wash
Solution
Immunoassay
Micropipets: 100 µL and 200 µL
4
Before assay, allow the samples to come
to room temperature (15–28°C) and mix
by gentle swirling or inversion. Aliquot, if
necessary, to avoid repeated thawing and
freezing. Do not attempt to thaw frozen
specimens by heating them in a
waterbath.
Immunometric Assay
Procedure
All components must be at room
temperature (15–28°C) before use.
1
Label sixteen TSH Ab-Coated Tubes
A (nonspecific binding) and B through
H ("maximum binding") in duplicate.
Label additional TSH Ab-Coated
Tubes, also in duplicate, for controls
and patient samples.
thoroughly. Again add 2 mL Buffered
Wash Solution, wait 1 to 2 minutes,
and decant thoroughly.
Removing all visible moisture will
greatly enhance precision. After the
second wash, using a foam decanting
rack, decant the contents of all tubes
(except the T tubes) and allow them to
drain for 2 to 3 minutes. Then strike
the tubes sharply on absorbant paper
to shake off all residual droplets.
If Total Counts tubes are required for
data reduction, label two plain
(uncoated) 12x75 mm polystyrene
tubes T (total counts) in duplicate.
2
Calibrators
µIU/mL
A (NSB)
0
B
0.15
C
0.5
D
1.5
E
4
F
15
Count for 1 minute in a gamma
counter.
In multi-head gamma counters, the
(optional) Total Counts tubes should
be separated from the remaining
assay tubes by at least one space, to
minimize the possibility of spillover.
G
30
Calculation and Quality Control
H ("MB")
60
To calculate results (in terms of
concentration units) from a log-log
representation of the calibration curve, first
correct the counts per minute (CPM) of
each pair of tubes by subtracting the
average CPM of the nonspecific binding
tubes (calibrator A):
Pipet 200 µL of each calibrator,
control and patient serum sample into
the tubes prepared.
Pipet directly to the bottom.
Samples expected to contain TSH
concentrations greater than the
highest calibrator (60 µIU/mL) should
be diluted in the zero calibrator before
assay. The use of disposable-tip
micropipets is recommended, to avoid
carryover from sample to sample.
Positive displacement pipets and
automatic pipettor-diluters should be
used only if the possibility of carryover
has been evaluated and found to be
insignificant.
3
6
Add 100 µL of
tube.
125
I TSH Ab to every
Pipet directly to the bottom, and
make sure that sample and tracer are
thoroughly mixed, without foaming. A
repeating dispenser is recommended.
Set the (optional) T tubes aside for
counting at step 6; they require no
further processing.
4
Shake at room temperature (15–28°C)
for 2 hours on a rack shaker set at
200 strokes a minute.
5
Decant thoroughly. Add 2 mL
Buffered Wash Solution to each tube.
Wait 1 to 2 minutes, then decant
Net Counts = (Average CPM) minus (Average
NSB CPM)
Then determine percent binding (relative
to that of the highest calibrator) – here
called "%B/MB" – of each pair of tubes as
a percent of "maximum binding," with the
NSB-corrected counts of the highest
calibrator taken as 100%:
Percent Bound = (Net Counts / Net MB Counts)
× 100
Using 4-cycle log-log graph paper, plot
Percent Bound versus Concentration for
each of the nonzero calibrators, and draw
a curve approximating the path of these
points. (Connect the calibration points with
arcs or straight line segments. Do not
attempt to fit a single straight line to the
data.) Concentrations for controls and
unknowns within range of the nonzero
calibrators may then be estimated from
the calibration curve by interpolation. An
additional plot of Percent Bound versus
Concentration for the three lowest
calibrators on linear-linear graph paper
may be used for interpolation near zero
dose.
5
Comments: Although other approaches
are acceptable, data reduction by the
method just described has certain
advantages from the standpoint of quality
control. In particular, it yields a calibration
curve that is relatively linear in both log-log
and linear-linear representations, and
relatively stable from assay to assay. It
also yields valuable QC parameters,
namely, Percent Bound (%B/MB) values
for the nonzero calibrators. A still more
informative graph, conveying a sense of
within-assay reproducibility as a function
of concentration, can be obtained by
plotting the Percent Bound values of
individual calibrator tubes directly, i.e.
without first averaging the CPM of
replicates.
components should be carefully observed.
Dilute patient samples expected to contain
high concentrations with the zero
calibrator before assay. All samples,
including the calibrators and controls,
should be assayed at least in duplicate. It
is important to use a disposable-tip
micropipet, changing the tip between
samples, in order to avoid carryover
contamination. Positive displacement
pipets and automatic pipettor-diluters
should be used only if the possibility of
carryover has been evaluated and found
to be insignificant. Pairs of control tubes
may be spaced throughout the assay to
help verify the absence of significant drift.
Inspect the results for agreement within
tube pairs.
Alternatives: Although Percent Bound
can be calculated directly from Average
CPM, correction for nonspecific binding
usually produces a calibration curve that is
more nearly linear throughout its range. A
calibration curve can also be constructed
by plotting CPM or Average CPM directly
against Concentration on either log-log or
linear-linear graph paper. (Semi-log graph
paper should not be used.) This approach
has the virtue of simplicity, but is less
desirable from the standpoint of quality
control.
Gamma Counter: To minimize the
possibility of spillover in multi-well gamma
counters, the optional total counts tubes
(T) should be separated by one or more
spaces from the other assay tubes.
Alternatively, add only 25 µL of the tracer
to each of the T tubes at step 3, and
multiply the observed counts per minute in
these tubes by 4.
Computerized Data Reduction: "Pointto-point" methods, including linear and
cubic spline fits, are suitable; but since
they provide little assistance in monitoring
the integrity of an assay, it is important to
prepare the recommended log-log plot of
the calibration curve, either manually or by
computer, as a quality control step. Data
reduction techniques based on the logistic
model may also be applicable. Within this
family, curve-fitting routines based on the
4- or 5-parameter logistic are the most
suitable candidates. However, some
algorithms currently in use may not
converge successfully, even when the
logistic model is true to the data. If a
logistic method is adopted, it is essential
to verify its appropriateness for each day's
assay by monitoring the backcalculation of
the calibrators, and other parameters. In
addition, a plot of the calibrator curve in a
log-log representation is highly
recommended, as this is more informative
than the conventional semi-log plot.
Controls: Controls or serum pools with at
least two TSH concentration levels (low
and high) should routinely be assayed as
unknowns, and the results charted from
day to day as described in Westgard JO,
et al. A multi-rule chart for quality control.
Clin Chem 1981;27:493-501. Repeat
samples are a valuable additional tool for
monitoring interassay precision.
QC Parameters: We recommend keeping
track of these performance measures:
T = Total Counts (as counts per minute)
%NSB = 100 × (Average NSB Counts / Total
Counts)
%MB = 100 × (Net MB Counts / Total Counts)
And the Percent Bound ("%B/MB") values
of all but the highest of the nonzero
calibrators, for example:
%C/MB = 100 × (Net Calibrator "C" Counts / Net
MB Counts)
Record Keeping: It is good laboratory
practice to record for each assay the lot
numbers and reconstitution dates of the
components used, as well as control
results and QC parameters.
Sample Handling: The instructions for
handling and storing patient samples and
6
Further Reading: See Dudley RA, et al.
Guidelines for immunoassay data
reduction. Clin Chem 1985;31:1264-71.
Example Run: For illustration only. Not for
calculating results from another run. (See
"Example Run" table.)
Expected Values
Serum samples from a total of 443 adults
with no known thyroid dysfunction were
assayed by the Coat-A-Count TSH IRMA
procedure. The results showed a nearly
log-normal distribution, with a median of
1.3 µIU/mL, and suggest a reference
range of
0.3 – 5 µIU/mL
for adults with no known thyroid
dysfunction.
Laboratories should consider these results
as guidelines only. Each laboratory should
establish its own reference ranges.
Serum samples from patients with
untreated hyperthyroidism and untreated
primary hypothyroidism were also assayed
by the Coat-A-Count TSH IRMA
procedure, with the following results, in
µIU/mL.
Performance Data
See Tables and Graphs for data
representative of the Coat-A-Coat TSH
IRMA kit's performance. TSH results in the
sections below are expressed as µIU/mL.
Absolute
Range
Median
n
Calibration Range: 0.15 – 60 µIU/mL
Hyperthyroid
<0.15
ND
61
Analytical Sensitivity: 0.03 µIU/mL
Hypothyroid
5.7 – 150
49
77
Intraassay Precision (Within-Run):
Statistics were calculated for each of
seven samples from the results of 20 pairs
of tubes in a single assay. (See
"Intraassay Precision" table.)
Reference Group
ND: not detectable
The table shows that the Coat-A-Count
TSH IRMA procedure achieves a good
separation between patients with frank,
untreated hyperthyroidism or
hypothyroidism, on the one hand, and
individuals with no known thyroid
dysfunction. It should be remembered,
however, that hyperthyroidism and
hypothyroidism are graded conditions; this
implies that not all patients in these
disease categories can be expected to
have TSH levels as extreme as those
indicated in the table above. Conversely,
especially in hospital settings, patients
with no known thyroid dysfunction may
exhibit TSH levels outside the reference
range as a consequence of nonthyroidal
illness or treatment with glucocorticoids,
17
dopamine or other drugs.
Interassay Precision (Run-to-Run):
Statistics were calculated for each of
seven samples from the results of pairs of
tubes in 20 different assays. (See
"Interassay Precision" table.)
End-of-Run Effect: None up to
approximately 350 tubes (See "End-ofRun Effect" table.)
Specificity: The Coat-A-Count TSH IRMA
antibodies are highly specific for TSH, with
an extremely low crossreactivity to other
glycoprotein hormones such as FSH, LH
and HCG.
Three patient samples containing elevated
levels of TSH were spiked with different
amounts of FSH, LH or HCG. The
samples were then assayed both spiked
and unspiked by the Coat-A-Count TSH
7
IRMA procedure. The table shows that
Coat-A-Count TSH IRMA results are
essentially unaffected by wide variations in
the concentration of the compounds
tested. (See "Specificity" table.)
Linearity: Samples were assayed under
various dilutions. (See "Linearity" table for
representative data.)
Recovery: Samples spiked 1 to 19 with
four TSH solutions (23, 139, 274 and
810 µIU/mL) were all assayed. (See
"Recovery" table for representative data.)
Bilirubin: Presence of bilirubin in
concentrations up to 200 mg/L has no
effect on results, within the precision of the
assay.
Hemolysis: Presence of packed red blood
cells in concentrations up to 30 µL/mL has
no effect on results, within the precision of
the assay.
Alternate Sample Type: To assess the
effect of alternate sample types, blood
was collected from 48 volunteers into
plain, heparinized, EDTA and Becton
®
Dickinson SST vacutainer tubes. All
samples were assayed by the Coat-ACount TSH IRMA procedure, with the
following results.
(Heparin) = 1.03 (Serum) – 0.04 µIU/mL
r = 0.985
(EDTA) = 0.99 (Serum) + 0.02 µIU/mL
r = 0.986
(SST) = 1.01 (Plain Tubes) – 0.02 µIU/mL
r = 0.989
Means:
2.10 µIU/mL (Serum)
2.13 µIU/mL (Heparin)
2.11 µIU/mL (EDTA)
2.11 µIU/mL (SST)
Protein Effect: To simulate various
protein concentrations, experiments were
performed in which 6.0 mL aliquots of
three serum pools were freeze-dried and
then reconstituted with various volumes of
water (4.0, 6.0 and 9.0 mL). Each
reconstituted aliquot was then assayed by
the Coat-A-Count TSH IRMA procedure.
Observed and expected TSH values are
tabulated in µIU/mL. (The factor to correct
for reconstitution volume is tabulated
below) The results indicate that variations
in protein have no clinically significant
effect on the Coat-A-Count TSH IRMA
assay. (See "Protein Effect" table.)
8
Method Comparison: Coat-A-Count TSH
IRMA procedure was compared to
IMMULITE Third Generation TSH assay
on 107 patient samples, with TSH values
ranging from approximately 0.29 to
19.3 µIU/mL. (See "Method Comparison"
graph.) By linear regression:
(CAC IRMA) = 1.05 (IMMULITE) – 0.13 µIU/mL
r = 0.998
Means:
2.83 µIU/mL (Coat-A-Count IRMA)
2.81 µIU/mL (IMMULITE)
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http://www.nacb.org/lmpg/thyroid_LMPG_Word.
stm (accessed January 2005).
Technical Assistance
In the United States, contact Siemens
Healthcare Diagnostics Technical
Services department. Tel: 877.229.3711.
To place an order: Tel: 800.255.3232.
Outside the United States, contact your
National Distributor.
www.siemens.com/diagnostics
The Quality System of Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. is certified to ISO 13485:2003.
Tables and Graphs
Example Run
Duplicate Average Net Percent TSH
CPM2
CPM3 CPM4 Bound5 µIU/mL6
Tube1
188,551
190,715
189,633
A (NSB)
119
114
117
0
—
0
B
317
356
337
220
0.5%
0.15
C
897
845
871
754
1.7%
0.5
D
2,317
2,306
2,312
2,195
4.9%
1.5
E
5,753
5,701
5,727
5,610
13%
4.0
F
17,703
17,579
17,641 17,524
39%
15
G
29,792
29,326
29,559 29,442
66%
30
H
("MB")9
44,212
44,913
44,563 44,446 100%
60
T7
8
10
Unknowns
X1
457
514
X2
11,808
11,885
X3
28,087
28,177
436
319
0.7%
0.22
11,847 11,730
26%
9.7
28,132 28,015
63%
28
Quality Control Parameters:11
T7 = 189,633 cpm
%NSB8 = 0.06%
%MB9 = 24%
Intraassay Precision (µIU/mL)
Mean1
SD2
CV3
1
0.25
0.01
4.5%
2
0.36
0.02
5.8%
3
1.84
0.08
4.4%
4
3.83
0.09
2.5%
5
10.3
0.22
2.1%
6
17.6
0.33
1.9%
7
29.2
0.67
2.3%
9
Interassay Precision (µIU/mL)
1
Linearity (µIU/mL)
2
Mean
3
SD
Dilution1
CV
Observed2 Expected3 %O/E4
5
1
0.24
0.021
9.0%
16 in 16
1.67
—
—
2
0.33
0.019
5.9%
8 in 16
0.83
0.84
99%
3
1.7
0.09
5.1%
4 in 16
0.41
0.42
98%
4
3.5
0.12
3.4%
2 in 16
0.21
0.21
101%
5
9.5
0.50
5.2%
96%
6
17
0.58
3.5%
7
27
1.49
5.5%
1
2
End-of-Run Effect
1
1 in 16
0.10
0.10
32 in 32
18.4
—
—
16 in 32
9.4
9.2
103%
8 in 32
4.5
4.6
97%
4 in 32
2.2
2.3
95%
2 in 32
1.1
1.2
93%
1 in 32
0.6
0.6
105%
Tubes
82-95
Tubes
136-149
Tubes
190-203
Tubes
298-311
Tubes
352-365
1
0.23
0.28
0.29
0.33
0.26
2
0.36
0.40
0.37
0.36
0.38
3
3.7
3.9
3.8
3.8
3.9
128 in 512
15
15
102%
7.9
7.4
107%
98%
3 512 in 512
58
—
—
256 in 512
29
29
100%
4
10.3
10.2
10.5
10.5
10.0
64 in 512
5
17
18
18
18
17
32 in 512
3.6
3.7
6
27
29
26
29
29
16 in 512
1.7
1.8
93%
8 in 512
0.85
0.92
92%
4 in 512
0.44
0.46
95%
2 in 512
0.26
0.23
113%
1 in 512
0.12
0.12
104%
Specificity
Compound1
FSH
LH
HCG
10
mIU/mL
Added2
Apparent
µIU/mL3
–
12.1
100
12.0
50
12.2
25
11.9
–
12.1
200
12.0
100
12.0
50
11.8
–
12.1
1,000
12.1
500
12.0
100
12.1
Protein Effect
Expt.1 Factor2
1
2
3
Approx.
Conc.
g/dL3 Observed4 Expected5
O/E6
1.50×
10.5
2.13
2.36
1.00×
7.0
1.57
–
90%
–
0.67×
4.7
1.13
1.05
108%
88%
1.50×
10.5
8.65
9.83
1.00×
7.0
6.55
–
–
0.67×
4.7
4.77
4.39
109%
94%
1.50×
10.5
21.60
23.00
1.00×
7.0
15.34
–
–
0.67×
4.7
11.30
10.28
110%
Recovery (µIU/mL)
Solution1 Observed2 Expected3 % O/E4
1
2
3
4
—
2.2
—
—
A
3.1
3.2
96%
B
9.7
9.0
108%
C
16.5
15.8
104%
D
42.9
42.6
101%
—
10.6
—
—
A
11.1
11.2
99%
B
16.5
17.0
97%
C
23.6
23.7
99%
98%
D
49.6
50.6
—
13.0
—
—
A
13.3
13.5
98%
B
19.7
19.3
102%
C
26.3
26.0
101%
D
47.6
52.8
90%
—
22.0
—
—
A
22.6
22.1
102%
B
28.5
27.9
102%
C
37.1
34.6
107%
D
59.9
61.5
97%
Method Comparison
CAC TSH IRMA
20
15
10
5
0
0
5
10
15
20
IMMULITE 3rd Gen TSH, µIU/mL
(CAC IRMA) = 1.05 (IMMULITE) – 0.13 µIU/mL
r = 0.998
Deutsch. Example Run: 1Röhrchen, 2Duplikat
CPM, 3Mittelwert CPM, 4Netto CPM, 5Prozent
Bindung, 6Ca. TSH, µIU/mL, 7Total, 8%NSB,
9
%MB, 10Unbekannte,
11
Qualitätskontrollparameter. Intraassay
Precision: 1Mittelwert, 2S
(Standardabweichung), 3CV
(Variationskoeffizient). Interassay Precision:
1
Mittelwert, 2S (Standardabweichung), 3CV
(Variationskoeffizient). Linearity: 1Verdünnung,
2
Beobachtet (B), 3Erwartet (E), 4% B/E, 516 in
16. Recovery: 1Lösung, 2Beobachtet (B),
3
Erwartet (E), 4% B/E. Specificity: 1Verbindung,
2
zugesetzte Menge, 3Gemessene Konzentration.
End-of-Run Effect: 1Röhrchen. Protein Effect:
1
Experiment, 2Faktor, 3Gemessene
Konzentration, 4Beobachtet (B), 5Erwartet (E),
6
% B/E.
Español. Example Run: 1Tubo, 2Duplicado
CPM, 3Media CPM, 4 CPM Netas, 5Porcentaje
de unión, 6TSH, aprox., µIU/mL, 7Total, 8%NSB,
9
%MB, 10Desconocidos, 11Parámetros del
control de calidad. Intraassay Precision:
1
Media, 2DS, 3CV. Interassay Precision:
1
Media, 2DS, 3CV. Linearity: 1 Dilución,
2
Observado (O), 3Esperado (E), 4%O/E, 516 en
16. Recovery: 1Solución, 2Observado (O),
3
Esperado (E), 4%O/E. Specificity:
1
Compuesto, 2Cantidad añadida, 3Concentración
aparente. End-of-Run Effect: 1Tubos. Protein
Effect: 1Experimento, 2Factor, 3Concentración
aparente, 4Observado (O), 5Esperado (E),
6
%O/E.
Français. Example Run: 1Tube, 2Duplicate
CPM, 3 CPM moyen, CPM corrigé,
5
Pourcentage lié, 6Approx. TSH, µIU/mL, 7Total, ,
8
%NSB, 9%MB, 10Patients, 11Paramètres
Contrôle de Qualité. Intraassay Precision:
1
Moyenne, 2SD, 3CV. Interassay Precision:
1
Moyenne, 2SD, 3CV. Linearity: 1Dilution,
2
Observé (O), 3Attendu (A), 4%O/A, 516 dans 16.
Recovery: 1Solution, 2Observé (O), 3Attendu
(A), 4%O/A. Specificity: 1Composé, 2ajouté,
3
Concentration apparente. End-of-Run Effect:
1
Tubes. Protein Effect: 1Experience 2Facteur,
3
Concentration apparente, 4Observé (O),
5
Attendu (A), 6%O/A.
Italiano. Example Run: 1Provetta, 2CPM in
duplicato, 3CPM Medio, 4CPM Netti,
5
Percentuale di Legato, 6Appross. TSH, µIU/mL,
7
Totale, 8%NSB, 9%MB, 10 Campioni Non Noti,
11
Parametri per il Controllo di Qualità.
Intraassay Precision: 1Media, 2SD (Deviazione
Standard), 3CV (Coefficiente di Variazione).
Interassay Precision: 1Media, 2SD (Deviazione
Standard), 3CV (Coefficiente di Variazione).
Linearity: 1Diluizione, 2Osservato (O), 3Atteso
(A), 4%O/A, 516 in 16. Recovery: 1Soluzione,
2
Osservato (O), 3Atteso (A), 4%O/A. Specificity:
1
Composto, 2quantità aggiunta, 3Concentrazione
apparente. End-of-Run Effect: 1Provette.
Protein Effect: 1Esperimento, 2Fattore,
3
Concentrazione apparente, 4Osservato (O),
5
Atteso (A), 6%O/A.
Português. Example Run: 1Tubo, 2Duplicado
CPM, 3Média de CPM, 4Net CPM, 5Percentagem
de Ligação, 6Aprox. TSH, µIU/mL, 7Total,
8
%NSB, 9%MB, 10Desconhecidas, 11Parâmetros
do controlo de qualidade. Intraassay Precision:
1
Média, 2Desvio padrão, 3Coeficiente de
variação. Interassay Precision: 1Média,
2
Desvio padrão, 3Coeficiente de variação.
Linearity: 1Diluição, 2Observado (O), 3Esperado
(E), 4%O/E, 516 em 16. Recovery: 1Solução,
11
2
Observado (O), 3Esperado (E), 4%O/E.
Specificity: 1Composto, 2Quantidade
adicionada, 3Apparent Concentration. End-ofRun Effect: 1Tubos. Protein Effect:
1
Experiência, 2Factor, 3Apparent Concentration,
4
Observado (O), 5Esperado (E), 6%O/E.
Deutsch
Anwendung: Immunradiometrischer
Assay zur direkten quantitativen
Bestimmung des Schilddrüsenstimulierenden Hormon (Thyreotropin,
TSH) im Serum. Der Assay ist
ausschließlich in der In-Vitro-Diagnostik
zur Abschätzung des Schilddrüsenstatus
einzusetzen.
Artikelnummern: IKTS1 (100 Tests),
IKTS5 (500 Tests), IKTSX (1000 Tests)
Die Packung mit 100 Röhrchen
enthält weniger als 20 Microcurie
(740 Kilobequerel) an
125
radioaktivem I-markiertem polyklonalen
anti-TSH; die Packung mit 500 Röhrchen
enthält weniger als 100 Microcurie (3 700
Kilobecquerel) und die Packung mit 1000
Röhrchen enthält weniger als 200
Microcurie (7 400 Kilobecquerel).
Schilddrüse, bedingt durch
Funktionsstörungen der Hypophyse oder
des Hypothalamus, können erhöhte TSHSpiegel gefunden werden.
Die diagnostische Hauptrolle der TSHBestimmung liegt im Screening der
Schilddrüsenfunktion, der
19
Differentialdiagnose der Hypothyreose
und im Monitoring einer
18
Schilddrüsenhormontherapie.
In Forschungsstudien wurde
herausgefunden, dass offensichtlich
gesunden Patienten mit einem TSH-Wert
von größer 2,0 µIU/ml ein erhöhtes Risiko
haben, in den nächsten 20 Jahren eine
Schilddrüsenerkrankung zu entwickeln. Es
wurde vorgeschlagen, die obere Grenze
des Serum TSH Referenzbereiches auf
2,5 µIU/ml zu reduzieren. Es wurden bei
mehr als 95% der normalen, euthyreoten
Spendern Serum TSH-Werte zwischen 0,4
22
und 2,5 µIU/ml gemessen.
Methodik
Der Coat-A-Count TSH IRMA ist ein
Festphasen immunradiometrischer Assay
(beschichtete Röhrchen) mit monoklonalen und polyklonalen anti-TSH
125
Antikörpern: Ein I-markierter polyklonaler anti-TSH Antikörper liegt in der
flüssigen Phase vor und monoklonale antiTSH Antikörper sind auf der Wand eines
Röhrchens immobilisiert.
Klinische Relevanz
Die Hauptfunktion des Schilddrüsenstimulierenden Hormons (Thyreotropin,
TSH), eines HypophysenvorderlappenHormons, ist die Regulierung der
Schilddrüsenfunktion, insbesondere der
T3- und T4-Homöostase. TSH selbst wird
durch einen negativen FeedbackMechanismus über zirkulierendes T3 und
T4 und über das hypothalamische TRH
(Thyreotropin-Releasing-Hormon)
reguliert.
Bei der primären Hypothyreose
(ungenügende T3- und T4-Produktion) ist
das TSH deutlich erhöht. Dagegen sind
bei der sekundären Hypothyreose (HVLStörung) und der tertiären Hypothyreose
(Hypothalamus-Störung) sowohl die T3und T4-Spiegel, als auch die TSH-Spiegel
erniedrigt. Bei einer Hyperthyreose ist bei
erhöhten T4- und / oder T3-Spiegeln das
TSH normalerweise erniedrigt. In seltenen
Fällen einer Überstimulation der
12
Testablauf:
TSH wird zwischen den auf der Wand
eines Polystyrolröhrchens immobilisierten
monoklonalen anti-TSH Antikörpern und
dem radioaktiv markierten polyklonalen
anti-TSH Tracer gebunden.
125
Ungebundene I-markierte anti-TSH
Antikörper werden durch Dekantieren des
Reaktionsgemisches und anschließendem
Waschen der Röhrchen entfernt; dies
reduziert die unspezifischen Bindungen
sehr stark und gewährleistet eine
exzellente Präzision bei niedrigen
Konzentrationen.
Die TSH Konzentration ist der nach dem
Waschen im Röhrchen verbliebenen
Radioaktivität direkt proportional. Die
Radioaktivität wird in einem GammaCounter gemessen. Die TSH
Konzentration in der Patientenprobe wird
durch den Vergleich der gemessenen
Counts pro Minute mit denen der
mitgelieferten Standards unterschiedlicher
Konzentration ermittelt.
Zu pipettierende Reagenzien: 1
Testdauer: 2 Stunden
Totalaktivität zum Zeitpunkt der
Markierung: ca. 200 000 cpm
Hinweise und
Vorsichtsmaßnahmen
Zur In-vitro-Diagnostik.
Reagenzien: Die Packung mit den
Reagenzien sollte bei 2–8°C in einem
Kühlschrank gelagert werden, der für
radioaktives Material ausgewiesen ist. Die
Entsorgung muss nach den jeweils
gültigen Gesetzen erfolgen.
Die Reagenzien dürfen nur bis zum
Verfallsdatum verwendet werden.
Einige Komponenten des Kits können
Material humanen Ursprungs und/oder in
anderer Weise gefährliche Inhaltsstoffe
enthalten, die es unbedingt notwendig
machen die folgenden
Vorsichtsmaßnahmen einzuhalten.
Die generell geltenden
Vorsichtsmaßnahmen sind einzuhalten
und alle Komponenten als potenziell
infektiös zu behandeln. Alle aus
menschlichem Blut gewonnenen
Materialien wurden auf Syphilis,
Antikörper gegen HIV-1 und HIV-2,
Hepatitis-B-Oberflächenantigen und
Hepatitis-C-Antikörper untersucht und
negativ befundet.
Bestimmten Komponenten wurde
Natriumazid (<0,1 g/dl) hinzugefügt. Um
die Bildung von explosiven Metallaziden in
Blei- und Kupferrohren zu vermeiden,
sollten die Reagenzien nur zusammen mit
großen Wassermengen in die Kanalisation
gespült werden.
Wasser: Destilliertes bzw. deionisiertes
Wasser benutzen.
Radioaktivität
Der Umgang mit radioaktivem Material ist
in Deutschland genehmigungspflichtig.
Deshalb muss der Siemens Healthcare
Diagnostics eine Kopie der aktuellen
gültigen Umgangsgenehmigung des
Kunden vorliegen, bevor radioaktive
Reagenzien versendet werden dürfen. Die
Strahlenschutzverordnung ist zu
beachten.
Das radioaktive Material ist gemäß der
jeweiligen Umgangsgenehmigung zu
handhaben.
Die Strahlenexposition ist zu minimieren.
Spritzer sind sofort aufzuwischen und die
betroffene Oberfläche zu dekontaminieren. Aerosolbildung ist zu vermeiden.
Flüssiger und fester radioaktiver Abfall
sind unter Beachtung der gültigen
Richtlinien zu entsorgen.
Bestandteile der Testpackung:
Vorbereitung
TSH Antikörper-beschichtete Röhrchen
(ITS1)
Polypropylen-Röhrchen beschichtet mit
monoklonalen Antikörpern von der Maus
gegen das TSH, verpackt in wiederverschließbaren Plastikbeuteln. Kühl
lagern, vor Feuchtigkeit schützen und
nach dem Öffnen wieder sorgfältig
verschließen. Bei 2–8°C für ein Jahr ab
dem Herstellungsdatum haltbar.
IKTS1: 100 Röhrchen.
IKTS5: 500 Röhrchen.
IKTSX: 1000 Röhrchen.
125
I TSH Antikörper (ITS2)
Jodierte polyklonale anti-TSH Antikörper
von der Ziege, mit Konservierungsmitteln.
Das Reagenz wird in flüssiger Form,
gebrauchsfertig geliefert. Jede Flasche
enthält 5,5 ml. Bei 2–8°C 30 Tage nach
dem Öffnen oder bis zum Verfallsdatum
haltbar. Farbe: rot.
IKTS1: 2 Flaschen. IKTS5: 10 Flaschen.
IKTSX: 20 Flaschen.
TSH Standards (TSI3–9,X)
8 Flaschen, A – H, mit lyophilisiertem TSH
in einer Pferdeserum/Puffer Matrix, mit
Konservierungsmitteln (Gentamicin).
Mindestens 30 Minuten vor Testbeginn
den 0-Standard A mit 6,0 ml destilliertem
Wasser und die restlichen Standards B –
H mit 3,0 ml destilliertem Wasser
auflösen. Volumetrische Pipetten
verwenden und durch vorsichtiges
Umdrehen durchmischen. Bei 2–8°C bis
30 Tage nach dem Öffnen haltbar. Die
Haltbarkeit der Standards kann durch
einfrieren verlängert werden. Um
wiederholtes Einfrieren und Auftauen zu
vermeiden bei Bedarf portionieren.
IKTS1: 1 Set. IKTS5: 2 Sets.
IKTSX: 3 Sets.
13
Die Standards enthalten, 0; 0,15; 0,5; 1,5;
4; 15; 30 und 60 µIU/ml TSH kalibriert an
der “World Health Organization's Second
International Reference Preparation” für
TSH, 80/558. Weitere Standardkurvenpunkte können durch Mischen der
Standards hergestellt werden.
Gepufferte Waschlösung, Konzentrat
†
(1TSBW*, 3TSBW )
†
40 ml* (200 ml ) konzentrierte gepufferte
Salzlösung, mit Tensiden. Unter
Zuhilfenahme eines Transferbehälters,
jede Flasche Konzentrat mit 400 ml*
†
(2 000 ml ) destilliertem Wasser, auf ein
†
Gesamtvolumen von 440 ml* (2 200 ml )
verdünnen. Vor dem Gebrauch gründlich
durchmischen. Bei 2–8°C für 6 Monate
nach der Zubereitung haltbar.
IKTS1: 1 Flasche × 40 ml.
IKTS5: 1 Flasche × 200 ml.
IKTSX: 2 Flaschen × 200 ml.
Erforderliche Laborgeräte und
Hilfsmittel
Gammacounter – kompatibel mit
12x75 mm Röhrchen
Schüttler – ca. 200 Zyklen pro Minute
einstellen
Reagenzienvorbereitung
Destilliertes oder deionisiertes Wasser
Volumetrische Pipetten: 3 ml und 6 ml
Messzylinder - zum Abmessen von 400 ml
†
(2 000 ml )
Plastikbehälter mit Verschluss – zur
Herstellung und Lagerung der gepufferten
Waschlösung
21
Venenpunktion in Röhrchen ohne
Zusätze, Trennung des Serums von den
Blutzellen, Abnahmezeitpunkt notieren.
Da TSH einer geringen zirkadianen
Rhythmik unterliegt ist der Zeitpunkt der
Blutentnahme zu notieren.
Der Einsatz einer Ultrazentrifuge wird zur
Klärung von lipämischen Proben
empfohlen.
Bei hämolysierten Proben besteht die
Möglichkeit einer unsachgemäßen
Handhabung vor Eintreffen im Labor,
daher sind die Ergebnisse mit Vorsicht zu
interpretieren
Blutentnahmeröhrchen von verschiedenen
Herstellern können differierende Werte
verursachen. Dies hängt von den
verwendeten Materialien und Additiven
(Gel oder physische Trennbarrieren,
Gerinnungsaktivatoren und /oder
Antikoagulantien) ab. Coat-A-Count TSH
IRMA sind nicht mit allen möglichen
Röhrchenvariationen ausgetestet worden.
Details der getesteten Röhrchenarten sind
dem Kapitel "Alternative Probenarten" zu
entnehmen.
Erforderliche Menge: 200 µl Serum pro
Röhrchen
Lagerung: Bei 2–8°C für 5 Tage, oder 1
20
Monat bei –20°C.
Die Proben vor Testbeginn auf
Raumtemperatur (15–28°C) bringen und
vorsichtig durchmischen. Um wiederholtes
Einfrieren und Auftauen zu vermeiden bei
Bedarf portionieren. Gefrorene Proben
dürfen nicht durch Erhitzen im Wasserbad
aufgetaut werden.
Immunoassay
Mikropipetten: 100 µl und 200 µl
Testdurchführung
Immunometrischer Assay
Dispenser - Für die Zugabe von 2,0 ml der
gepufferten Waschlösung
Alle Testkomponenten vor Testbeginn auf
Raumtemperatur (15–28°C) bringen.
Dekantierständer – erhältlich bei Siemens
Healthcare Diagnostics (Artikelnummern:
FDR).
1
Logarithmisches Papier, 4 Dekaden
Immunoassay-Kontrollen (mehrere
Parameter, 3 Konzentrationen)
(Artikelnummer: CON6).
Probengewinnung
Es ist keine besondere Vorbereitung der
Patienten nötig. Blutentnahme durch
14
Jeweils 2 TSH-Antikörperbeschichtete Röhrchen mit A
(unspezifische Bindung, 0-Standard)
und von B bis H (Maximalbindung)
beschriften. Jeweils 2 weitere
Antikörper-beschichtete Röhrchen für
Kontrollen und Patientenproben
beschriften.
Sind die Totalaktivitäts (T) Röhrchen
für die Datenberechnung erforderlich,
2 unbeschichtete 12x75 mm
Polystyrol-Röhrchen mit T
(Totalaktivität) beschriften.
Standards
2
µIU/ml
A (NSB)
0
B
0,15
C
0,5
D
1,5
E
4
F
15
G
30
H ("MB")
60
Jeweils 200 µl der Standards,
Kontrollen und Patientenproben in die
vorbereiteten Röhrchen pipettieren.
Direkt auf den Boden des
Röhrchens pipettieren.
Patientenproben mit Konzentrationen
oberhalb des Messbereichs bis
60 µIU/ml müssen vor der Messung
mit 0-Standard verdünnt werden. Um
Verschleppung zu vermeiden, wird die
Verwendung von Einmal-Pipettenspitzen empfohlen. Verdrängungspipetten, sowie automatische PipettorDilutoren sollten nur verwendet
werden, wenn eine mögliche
Verschleppung untersucht und für
vernachlässigbar befunden wurde
3
Vollständiges Entfernen der
Flüssigkeit verbessert die Präzision
deutlich. Nach dem 2. Waschgang,
mit Hilfe eines Dekantierständers alle
Röhrchen (außer die T-Röhrchen)
dekantieren und 2–3 Minuten umgedreht stehen lassen. Anschließend
werden die Röhrchen kräftig auf
Fließpapier ausgeklopft, um alle
restlichen Tröpfchen zu entfernen.
125
100 µl I TSH Antikörper in jedes
Röhrchen hinzufügen.
Direkt auf den Boden pipettieren.
Vergewissern Sie sich, dass Probe
und Tracer gut gemischt sind, ohne
Schaumbildung. Die Verwendung
eines Dispensers wird empfohlen. Die
T-Röhrchen bis zur Messung (siehe
Schritt 6) beiseite stellen; sie bedürfen
keiner weiteren Behandlung.
4
2 Stunden auf einem Schüttler mit
200 Zyklen pro Minute bei
Raumtemperatur (15–28°C)
inkubieren.
5
Vollständig dekantieren. 2 ml
gepufferte Waschlösung in jedes
Röhrchen hinzufügen. 1–2 Minuten
stehen lassen, dann vollständig
dekantieren. Nochmals 2 ml
gepufferte Waschlösung in jedes
Röhrchen geben, 1–2 Minuten stehen
lassen, dann erneut vollständig
dekantieren.
6
Alle Röhrchen 1 Minute im GammaCounter messen.
In Mehrkanal-Gamma-Countern
sollten die T-Röhrchen mindestens
eine Position Abstand von den
übrigen Teströhrchen haben, um ein
Spillover zu vermeiden.
Berechnung der Ergebnisse
und Qualitätskontrolle
Um die Konzentrationen aus der Log-Log
Darstellung der Standardkurve abzulesen
werden zunächst der Mittelwert jedes
Röhrchenpaars, bereinigt um den
Mittelwert der NSB (Standard A) Counts
pro Minute (cpm) berechnet:
Netto Counts = (Mittelwert CPM) minus
(Mittelwert NSB CPM)
Anschließend wird die Bindung jedes
Röhrchenpaars als Prozent der
Maximalbindung (MB, Bmax) bestimmt
(%B/MB). Hierzu werden die mittleren
CPM des H-Standards korrigiert um die
mittlere NSB als 100% gesetzt:
Prozentbindung = (Netto Counts / Netto MB
Counts) × 100
Die Prozentbindungen der Standards
werden gegen die Konzentration auf
Logarithmenpapier mit je 4 Dekaden
aufgetragen und durch eine Kurve mit
bestmöglicher Annäherung an diese
Punkte verbunden. (Die einzelnen
Standardpunkte sollten jeweils mit einem
Bogen oder einer geraden Linie aber nicht
durch eine gerade Linie durch alle Punkte
verbunden werden.) TSH Konzentrationen
innerhalb des Konzentrationsbereichs der
Standards können an der Kurve durch
Interpolation abgelesen werden. Die
Prozentbindungen der drei niedrigsten
Standards können zusätzlich auf linearem
Papier gegen die Konzentration
aufgetragen werden, um durch
15
Interpolation Ergebnisse in der Nähe von
0 genauer zu ermitteln.
Hinweis: Obwohl auch andere Verfahren
akzeptabel sind, hat die beschriebene
Berechnung der Daten Vorteile im Sinne
der Qualitätskontrolle. Man erhält eine
Standardkurve, die sowohl in der Log-Log,
als auch in der Lin-Lin Darstellung
weitgehend linear verläuft und sich von
Ansatz zu Ansatz nur wenig verändert.
Man erhält so auch wichtige Parameter für
die Qualitätskontrolle wie die
Prozentbindungen der Standards mit
Konzentrationen ungleich 0 (%B/Bmax oder
"%B/MB"). Mehr Informationen über die
Intra-Assay-Präzsion als Funktion der
Konzentration vermittelt die direkte
Darstellung der Prozentbindung jedes
einzelnen Standardröhrchens und nicht
des Mittelwertes.
Alternative Berechnung: Obwohl die
Berechnung der Prozentbindung auch
direkt aus dem Mittelwert der CPM
erfolgen kann, führt die Korrektur um die
NSB normalerweise eher zu einer über
den gesamten Messbereich linear
verlaufenden Kurve. Eine Standardkurve
kann auch durch das direkte Auftragen
der CPM, bzw. mittleren CPM gegen die
Konzentration auf Log-Log oder Lin-Lin
Papier erstellt werden.
(Halblogarithmisches Papier sollte nicht
verwendet werden.) Dieses Verfahren ist
zwar einfacher, aber weniger hilfreich für
die Qualitätskontrolle von Lauf zu Lauf.
Computergestützte Berechnung:
"Punkt-zu-Punkt" Methoden, insbesondere
lineare und kubische-spline
Berechnungen können für den Coat-ACount TSH IRMA angewendet werden.
Auch wenn die Berechnung durch ein
Computerprogramm erfolgt, ist die
grafische Log-Log Darstellung der
Standardkurve (manuell oder automatisch)
als ein weiterer Schritt der
Qualitätskontrolle empfehlenswert. Für die
Berechnung der Daten sind auch sog.
logistische Verfahren anwendbar. Aus
dieser Gruppe sind die 4- oder 5Parameter Logistik am besten geeignet.
Es ist zu berücksichtigen, dass manche
der üblichen Algorithmen sich nicht
erfolgreich annähern, selbst wenn
logistische Modelle die Daten richtig
erfassen. Wird ein logistisches Verfahren
angenommen, ist es in jedem Fall
erforderlich, die Korrektheit des täglichen
16
Ansatzes mit Hilfe der Rückberechnung
der Standards und anderer Parameter zu
beurteilen. Zusätzlich wird die grafische
Darstellung in Log-Log-Form empfohlen,
da diese mehr Informationen bietet als die
konventionelle halblogarithmische
Darstellung.
Proben-Handhabung: Die Anweisungen
zur Handhabung und Lagerung von
Proben und Komponenten müssen
beachtet werden. Patientenproben mit
hohen Konzentrationen müssen vor dem
Einsatz in den Test mit 0-Standard
verdünnt werden. Alle Proben, inklusive
Standards und Kontrollen, sollten in
Doppelbestimmung gemessen werden.
Um Verschleppung zu vermeiden ist es
wichtig, Pipetten mit Einwegspitzen zu
verwenden und diese zwischen den
Proben zu wechseln. Verdrängungspipetten, sowie automatische PipettorDilutoren sollten nur verwendet werden,
wenn eine mögliche Verschleppung
untersucht und für vernachlässigbar befunden wurde. Kontrollpaare sollten an
verschiedenen Stellen des Testansatzes
platziert werden, um eine eventuelle Drift
zu erkennen. Die Einzelergebnisse der
Duplikate sollten auf Übereinstimmung
überprüft und Verschleppung von Probe
zu Probe vermieden.
Gamma Counter: In Mehrkanal-GammaCountern sollten die T-Röhrchen
mindestens 1 Position Abstand von den
übrigen Teströhrchen haben, um ein
“Spillover” zu vermeiden. Alternativ
können auch nur 25 µl in die Röhrchen mit
der Totalaktivität im Schritt 3 pipettiert und
anschließend die CPM mit dem Faktor 4
multipliziert werden.
Kontrollen: Kontrollen mit mindestens 2
TSH Konzentrationen (niedrig und hoch)
sollten routinemäßig als unbekannte
Proben eingesetzt und von Tag zu Tag
protokolliert werden.
Wiederholungsmessungen von Proben
sind ein wertvolles Hilfsmittel in der
Beurteilung der Interassay Präzision.
Qualitätskontroll-Parameter: Es wird
empfohlen die folgenden Parameter zu
protokollieren:
T = Totalaktivität (als Counts pro Minute)
%NSB = 100 × (Mittelwert NSB Counts / Total
Counts)
%MB = 100 × (Netto Counts / Total Counts)
Und die Prozentbindungen (%B/Bmax oder
"%B/MB") aller Standards mit Ausnahme
des höchsten Standards, zum Beispiel:
%C/MB = 100 × (Netto Counts Standard "C" /
Netto Counts MB)
Dokumentation: Es ist gute Laborpraxis
die Chargennummern, das Datum der
ersten Öffnung bzw. Rekonstitution der
verwendeten Komponenten, sowie
Kontrollergebnisse und
Qualitätskontrollparameter zu
protokollieren.
Literatur: Siehe: Dudley RA, et al.
Schilddrüsenfehlfunktion erreicht. Es muss
daran erinnert werden, dass sich
Schilddrüsenerkrankungen langsam und
schleichend entwickeln; daher ist zu
berücksichtigen, dass nicht bei allen
Patienten mit Verdacht auf eine
Schilddrüsenfehlfunktion so extreme
Werte wie in der oben dargestellten
Tabelle erwartet werden können.
Andererseits können Patienten,
besonders im Krankenhausbereich, mit
nicht bekannten
Schilddrüsenfehlfunktionen durch NTI
oder Behandlung mit Glukokortikoiden,
Dopamin oder anderen Medikamenten
TSH-Spiegel außerhalb des
17
Referenzbereiches aufweisen.
Auswertungsbeispiel: Dieses Beispiel
dient nur zur Veranschaulichung und ist
nicht dazu geeignet, Werte aus einem
anderen Testansatz damit zu ermitteln.
(siehe Tabelle "Example Run").
Referenzwerte
Serumproben von 443 Erwachsenen mit
keiner bekannten Schilddrüsenfehlfunktion
wurden mit Coat-A-Count TSH IRMA
untersucht. Die Ergebnisse zeigen eine
nahezu log-normale Verbreitung mit einem
Median von 1,3 µIU/ml und deuten für
Erwachsene mit keiner bekannten
Schilddrüsenfehlfunktion einen
Referenzbereich von
0,3 – 5,0 µIU/ml an.
Im Labor sollten diese Ergebnisse
lediglich als Richtwerte betrachtet werden.
Jedes Labor sollte seine eigenen
Referenzbereiche etablieren.
Außerdem wurden Serumproben von
Patienten mit unbehandelten
Hyperthyreose und unbehandelter
primärer Hyperthyreose im Coat-A-Count
TSH IRMA, mit den folgenden
Ergebnissen, in µIU/ml, gemessen.
Absolut
Bereich
Median
n
Hyperthyreose
< 0,15
ND
61
Hypothyreose
5,7 – 150
49
77
Referenzgruppe
NN: Nicht nachweisbar
Die Tabelle zeigt, dass der Coat-A-Count
TSH IRMA eine gute Unterscheidung
zwischen Patienten mit einer bekannten,
untherapierten Hyperthyreose oder
Hypothyreose und nicht bekannten
Leistungsdaten
Im folgenden Abschnitt sind Daten
gezeigt, die für die Leistung des TSH
Coat-A-Count IRMA repräsentativ sind.
Die TSH Ergebnisse in den unteren
Abschnitten sind in µIU/ml angegeben.
Messbereich: 0,15 – 60 µIU/ml
Analytische Sensitivität: 0,03 µIU/ml
Intraassay-Präzision: Statistische
Berechnung der Ergebnisse von 7
Proben, die in 20 Röhrchenpaaren in
einem Ansatz gemessen wurden. (Siehe
Tabelle „Intraassay-Precision“.)
17
Interassay-Präzision: Statistische
Berechnung der Ergebnisse von 7
Proben, die in 20 Röhrchenpaaren in
mehreren Ansätzen gemessen wurden.
(Siehe Tabelle „Interassay-Precision“.)
(EDTA) = 0,99 (Serum) + 0,02 µIU/ml
r = 0.986
"End of Run" Effekt: Tritt bis ca. 350
Röhrchen (Siehe Tabelle "End-of-Run
Effect".)
Mittelwerte:
2,10 µIU/ml (Serum)
2,13 µIU/ml (Heparin)
2,11 µIU/ml (EDTA)
2,11 µIU/ml (SST)
Spezifität: Das in diesem Testbesteck
verwendete Antiserum ist hochspezifisch
mit extrem niedrigen Kreuzreaktivitäten zu
anderen Glykoprotein-Hormonen, wie
FSH, LH und HCG.
3 Patientenproben mit erhöhten Werten
wurden mit verschiedenen Mengen von
FSH, LH oder HCG versetzt. Die Proben,
versetze und unversetzte, wurden dann im
Coat-A-Count TSH IRMA gemessen. Wie
die Ergebnisse in der Tabelle darstellen,
zeigt der Coat-A-Count TSH IRMA über
große Konzentrationsbereiche der
aufgeführten Substanzen keine
wesentliche Beeinträchtigung. (siehe
Tabelle „Spezifität“.)
Linearität: Proben wurden in
verschiedenen Verdünnungen getestet.
(Repräsentative Daten entnehmen Sie
bitte der Tabelle „Linearität“.)
Wiederfindung: Proben wurden 1:19 mit
4 TSH Lösungen (23; 139, 274 und
810 µIU/ml) versetzt und gemessen.
(Repräsentative Daten entnehmen Sie
bitte der Tabelle „Recovery“.)
Bilirubin: Bilirubin hat in Konzentrationen
bis zu 200 mg/l keinen Einfluss auf die
Ergebnisse, der größer als die Impräzision
des Assays selbst ist.
Hämolyse: Erythrozytenkonzentrate
haben in Konzentrationen bis zu 30 µl/ml
keinen Einfluss auf die Messung, der
größer als die Impräzision des Assays
selbst ist.
Alternativer Probentyp: Um die
Auswirkungen von verschiedenen
Probenarten zu untersuchen, wurde Blut
von 48 Freiwilligen in Röhrchen ohne
Additiva, in Heparin-, EDTA- und Becton
®
Dickinson SST Vacutainer-Rörchen
gesammelt. Alle Proben wurden mit dem
Coat-A-Count TSH IRMA Assay mit den
nachfolgend aufgeführten Ergebnissen
bestimmt.
(SST Tubes) = 1,01 (einfachen Röhrchen) –
0,02 µIU/ml
r = 0,989
Protein-Einfluss: Um unterschiedliche
Proteinkonzentrationen zu simulieren,
wurden 6,0 ml Portionen eines
Humanserum-Pools gefriergetrocknet und
anschließend in unterschiedlichen
Volumina (4,0, 6,0 und 9,0 ml) an Wasser
aufgelöst. Jede aufgelöste Portion wurde
im TSH Coat-A-Count IRMA gemessen.
Beobachtete und erwartete TSH Werte
sind in µIU/ml angegeben. (Der jeweilige
Faktor, um das Auflösevolumen zu
korrigieren, ist in der Tabelle aufgelistet.)
Die Ergebnisse zeigen, dass selbst große
Unterschiede in der
Gesamtproteinkonzentration keinen
klinisch signifikanten Einfluss auf den TSH
Coat-A-Count IRMA haben. (Siehe
Tabelle "Protein Effect”.)
Methodenvergleich: Der Coat-A-Count
TSH IRMA wurde mit dem IMMULITE 3.
Generation TSH anhand von 107
Patientenproben, mit TSH Werten von ca.
0,29 – 19,3 µIU/ml verglichen. (Siehe
Grafik "Method Comparison".) Durch
lineare Regression:
(CAC IRMA) = 1,05 (IMMULITE) – 0,13 µIU/ml
r = 0,998
Mittelwerte:
2,83 µIU/ml (Coat-A-Count IRMA)
2,81 µIU/ml (IMMULITE)
Anwendungsberatung
Bei Rückfragen wenden Sie sich bitte an
Ihre Niederlassung.
Das Qualitätsmanagement-System der Siemens
Healthcare Diagnostics Inc. ist zertifiziert nach
DIN EN ISO 13485:2003.
(Heparin) = 1,03 (Serum) – 0,04 µIU/ml
r = 0,985
18
Español
Utilidad del análisis: Coat-A-Count TSH
IRMA es un ensayo inmunoradiométrico
diseñado para la medición cuantitativa de
la hormona estimulante del tiroides (TSH)
en suero. Está diseñado estrictamente
para uso diagnóstico in vitro como un
auxiliar en la detección del estado
tiroideo.
Referencia: IKTS1 (100 tubos),
IKTS5 (500 tubos), IKTSX (1000 tubos)
El kit de 100 tubos contiene
menos de 20 microcurios (740
kilobecquereles) de anti-TSH
125
policlonal I radioactivo; el kit de 500
tubos contiene menos de 100 microcurios
(3 700 kilobecquereles); el kit de 1 000
tubos contiene menos de 200 microcurios
(7 400 kilobecquereles).
Resumen y Explicación del
Test
La hormona estimulante del tiroides
(tirotropina, TSH) es una hormona
pituitaria que, a través de su acción en la
glándula tiroides, desempeña un
importante papel en el mantenimiento de
los niveles circulantes normales de las
yodotironinas, T4 y T3. La TSH está
regulada mediante retroalimentación
negativa por la T4 y T3 circulantes, y por
la hormona hipotalámica TRH (thyrotropin
releasing hormone - hormona liberadora
de tirotropina).
En el hipotiroidismo primario, donde hay
una producción impedida de las hormonas
tiroideas, el nivel de TSH típicamente es
altamente elevado. En el hipotiroidismo
secundario o terciario, por otro lado,
donde la producción de hormona tiroidea
es baja como consecuencia de lesiones
pituitarias o hipotalámicas, el nivel de TSH
es usualmente bajo. En el hipertiroidismo,
el nivel de TSH es típicamente suprimido
a niveles subnormales. Con menos
frecuencia, esta condición puede ser
resultado de la hiperestimulación de la
glándula tiroides, debido a lesiones
hipotalámicas o pituitarias, en cuyo caso
el nivel de TSH está generalmente
elevado.
La determinación de TSH circulante ha
sido utilizada como prueba principal para
el diagnóstico diferencial del
19
hipotiroidismo y como auxiliar en el
seguimiento de la terapia de sustitución
18
de la hormona tiroidea.
Diversos estudios han encontrado que los
pacientes aparentemente sanos con
valores de TSH >2,0 µIU/ml tienen un
riesgo incrementado de desarrollar
enfermedades tiroideas en los siguientes
20 años. Se ha sugerido que es probable
que el límite superior del rango de
referencia eutiroideo de TSH en suero sea
reducido a 2,5 µIU/ml porque >95% de los
voluntarios eutiroideos normales cribados
rigurosamente tienen valores de TSH en
22
suero entre 0,4 y 2,5 µIU/ml.
Principio del análisis
Coat-A-Count TSH IRMA es un ensayo
inmunoradiométrico de fase sólida basado
en anticuerpos monoclonales y
policlonales anti-TSH: un anticuerpo
125
policlonal anti-TSH marcado con I en
fase líquida y un anticuerpo monoclonal
anti-TSH inmovilizado contra la pared del
tubo de poliestireno. En el procedimiento:
La TSH, es capturada entre el anticuerpo
monoclonal anti-TSH inmovilizado en la
superficie interior del tubo de poliestireno
y el trazador anti-TSH policlonal marcado
125
con I .
El anticuerpo anti-TSH no unido marcado
125
con I , es retirado por decantación de la
mezcla de la reacción y lavando el tubo;
esto reduce la unión no específica a un
nivel muy bajo y asegura una excelente
precisión a niveles de concentración
bajos.
La concentración de TSH es directamente
proporcional a la radioactividad presente
en el tubo después del paso de lavado. La
radioactividad se mide empleando un
contador gamma, después de lo cual la
concentración de TSH en la muestra del
paciente se determina comparando los
conteos por minuto de la muestra con
aquellos obtenidos con el juego de
calibradores proporcionado.
Reactivos a pipetear: 1
Tiempo total de incubación: 2 horas
Cuentas totales en la iodización:
aproximadamente 200 000 cpm
19
Advertencias y precauciones
Para uso diagnóstico in vitro.
Reactivos: Almacenar de 2–8°C en una
cámara preparada para almacenar
material radioactivo. Desechar de acuerdo
a la legislación en vigor.
No usar los reactivos después de su fecha
de caducidad.
Algunos componentes suministrados en el
kit pueden contener material de origen
humano y/o otros componentes
potencialmente peligrosos que necesiten
ciertas precauciones.
Siga las precauciones universales y
manipule todos los componentes como si
fueran capaces de transmitir agentes
infecciosos. Los materiales derivados de
sangre humana han sido analizados y son
negativos para sífilis; para anticuerpos
frente al HIV 1 y 2; para el antígeno de
superficie de hepatitis B y para los
anticuerpos de hepatitis C.
Se ha usado Azida sodica, en
concentraciones menores de 0,1 g/dl,
como conservante. Para su eliminacion,
lavar con grandes cantidades de agua
para evitar la constitucion de residuos de
azidas metalicas, potencialmente
explosivas, en las cañerías de cobre y
plomo.
Agua: Usar agua destilada o desionizada.
Radioactividad
Una copia de cualquier certificado de
licencia de radioisótopos (específico o
general) emitido a la aduana de los EEUU
se registrará en los ficheros de Siemens
Healthcare Diagnostics antes de que se
puedan enviar kits o componentes
conteniendo material radioactivo. Estos
materiales radioactivos pueden adquirirse
por cualquier cliente con la licencia
específica apropiada. Con una licencia
general, estos materiales radioactivos
pueden adquirirse solo por medicos,
veterinarios en la prácrica de la medicina
veterinaria, laboratorios clínicos y
hospitales — y estrictamente para la
clínica in vitro o test de laboratorio que no
conlleven la administración interna o
externa de material radioactivo o su
radiación a humanos u otros animales. Su
adquisición, recepción, almacenaje, uso,
trasferencia y desecho están regulados y
se expenderá una licencia (general o
20
específica) de la Comisión Nuclear de
EEUU o de un Estado con el NRC para su
consiguiente control.
Manejar los materiales radioactivos de
acuerdo a los requerimientos de su
licencia general o específica. Para
minimizar la exposición a la radiación, el
usuario debe adherirse al cuarto conjunto
de guías publicadas por el National
Bureau of Standards con el nombre Safe
Handling of Radioactive Materials
(Handbook No. 92, issued March 9, 1964)
y en las consiguientes publicaciones de
las autoridades Federales o Estatales.
Limpiar y decontaminar rápidamente las
superficies afectadas. Evitar la generación
de aerosols. Eliminar los residuos sólidos
radioactivos de acuerdo con los
requerimientos de su licencia. Licencias
generales (NRC Form 483) pueden
eliminar sus residuos sólidos radioactivos
como residuos no radioactivos, después
de retirar las etiquetas. Licencias
específicas (NRC Form 313) se deben
referir al Título 10, Código de
Regulaciones Federales, Parte 20. Las
licencias en Estados Asociados deben
referirse a las normativas de su
correspondiente Estado. Licencias
generales pueden eliminar sus residuos
líquidos radioactivos contenidos en este
tipo de productos como cualquier otro
material líquido, quitando las etiquetas de
los contenedores y procesándolos como
residuos sólidos. Licencias específicas
pueden eliminar pequeñas cantidades de
residuos líquidos radioactivos contenidos
en este tipo de productos como cualquier
otro material líquido. Refiérase a la
normativa aplicable a su laboratorio.
Materiales Suministrados:
Preparación Inicial
Tubos Recubiertos con Ab TSH (ITS1)
Tubos de poliestireno recubiertos con
anticuerpos monoclonales murinos antiTSH envasados en bolsa con cierre.
Almacenar refrigerados y protegidos de la
condensación, cerrando cuidadosamente
las bolsas después de su uso. Estable a
2–8°C durante un año después de la
fecha de fabricación.
IKTS1: 100 tubos. IKTS5: 500 tubos.
IKTSX: 1000 tubos.
TSH Ab I125 (ITS2)
Dos frascos de un anticuerpo policlonal
anti-TSH yodado de cabra, con
conservante. El reactivo se suministra en
forma líquida, listo para usar. Cada frasco
contiene 5,5 ml. Almacenar refrigerado:
estable a 2–8°C por durante 30 días
después de abrir, o hasta la fecha de
caducidad marcada en la etiqueta.
Color: Rojo.
IKTS1: 2 viales. IKTS5: 10 viales.
IKTSX: 20 viales.
Materiales Requeridos pero no
suministrados
Calibradores TSH (TSI3–9,X)
Un juego de ocho frascos, marcados de A
a H, de calibradores de TSH liofilizados en
una matriz de suero/buffer equino, con
conservante (getamicina). 30 minutos
antes de usar, reconstituir el calibrador
cero A con 6,0 ml de agua destilada y los
calibradores restantes B a H con 3,0 ml
de agua destilada. Utilizar pipetas
volumétricas y mezclar agitando
suavemente. Almacenar refrigerado.
Estable a 2–8°C durante 30 días después
de su apertura. La vida de los
calibradores puede extenderse por
congelación. Si es necesario alicuotar,
para evitar repetidas congelaciones y
descongelaciones.
IKTS1: 1 juego. IKTS5: 2 juego.
IKTSX: 3 juego.
Cilindro graduado — para dispensar
†
400 ml (2 000 ml )
Los calibradores contienen
respectivamente, 0, 0,15, 0,5, 1,5, 4, 15,
60 y 150 Unidades micro-Internacionales
de TSH por mililitro (IU/ml) en términos del
World Health Organization's Second
International Reference Preparation of
TSH for Immunoassay, number 80/558.
Se pueden obtener los puntos de
calibración intermedios mezclando los
calibradores en las proporciones
adecuadas.
Concentrado de Solución tamponada
†
de Lavado (1TSBW*, 3TSBW )
†
40 ml* (200 ml ) de solución salina
tamponada, con surfactantes. Utilizando
un depósito de transferencia, diluir el
contenido de cada frasco con 400 ml*
†
(2 000 ml ) de agua destilada, para un
†
volumen total de 440 ml* (2 200 ml ).
Almacenar refrigerado. Estable a 2-8°C
durante 6 meses después de la
preparación.
IKTS1: 1 vial × 40 ml.
IKTS5: 1 vial × 200 ml.
IKTSX: 2 viales × 200 ml.
Contador Gamma — compatible con los
tubos estandar de 12x75 mm tubes
Agitador — configurado para dar
aproximadamente 200 sacudidas por
minuto
Preparación del Reactivo
Agua destilada o desionizada
Pipetas volumétricas: 3 ml y 6 ml
Depósito para almacenamiento de plástico
con tapa — para la preparación y
almacenaje de la Solución tamponada de
Lavado
Inmunoensayo
Micropipetas: 100 µl y 200 µl
Dispensador – para dispensar 2,0 ml de
Solución de Lavado Buffer
Gradilla de espuma — disponible en
Siemens Healthcare Diagnostics
(Referencia: FDR).
Papel para gráfica log-log de 4 ciclos
Un control de inmunoensayo de tres
niveles con base de suero humano,
conteniendo TSH junto con más de otros
25 analitos que puede obtenerse en
Siemens Healthcare Diagnostics
(Referencia: CON6).
Recogida de la muestra
El paciente no necesita estar en ayunas
así como tampoco cualquier otro tipo de
preparación. Recoger la sangre por
21
venopunción en tubos limpios y separar
el suero de las células. Ya que se sabe
que la TSH exhibe un pequeño ritmo
circadiano, la hora de la toma deberá
anotarse.
Se recomienda el uso de una
ultracentrífuga para aclarar las muestras
lipémicas.
Las muestras hemolizadas podrían indicar
una mala manipulación de la muestra
antes de ser recibida por el laboratorio; en
este caso, los resultados deben
interpretarse con precaución.
Los tubos para recoger sangre de
distintos fabricantes pueden producir
21
valores diferentes, dependiendo del
material del tubo y de los aditivos,
incluyendo barreras de gel o barreras
físicas, activadores de la coagulación y/o
anticoagulantes. El Coat-A-Count TSH
IRMA no ha sido analizado con todos los
distintos tipos de tubos. Para obtener
detalles sobre los tipos tubos que se han
analizado, consulte la sección de Tipos de
Muestras Alternativos.
pacientes en los tubos preparados al
efecto.
Pipetear directamente al fondo del
tubo. Las muestras que se espera
contiene concentraciones deTSH
mayores al calibrador mas alto
(60 µIU/ml) deberán diluirse en el
calibrador cero antes del ensayo. Se
recomienda el empleo de
micropipetas con puntas desechables
para evitar acarreo de muestra a
muestra. Se deberán usar pipetas de
desplazamiento positivo y pipetoresdilutores únicamente si se ha
evaluado la posibilidad de acarreo y
se haya encontrado insignificante.
Volumen requerido: 200 µl of suero por
tubo
Conservación: 2–8°C durante 5 días, o
20
durante 1 mes a –20°C.
Antes del ensayo, llevar todas las
muestras a temperatura ambiente (15–
28°C) y mezclar por inversión. Alicuotar, si
es necesario, para evitar la repetición de
congelación y descongelación. No intentar
la descongelación de muestras
congeladas calentándolas en un baño de
agua.
3
Pipetear directamente al fondo del
tubo, y asegurarse de que la muestra
y el trazador están mezclados
completamente, sin espumar. Se
recomienda un dispensador de
repetición. Separe tos tubos T
(opcional) para conteo en el paso 6;
no requieren de mayor
procesamiento.
Ensayo Inmunométrico
Todos los componentes deben llevarse a
temperatura ambiente (15–28°C) antes de
su uso.
1
Marcar 16 tubos recubiertos con TSH
Ab con A (unión no específica) y
desde B a H (“unión máxima”) en
duplicado. Marcar también en
duplicado, tubos recubiertos con TSH
Ab, para controles y muestras de
pacientes.
4
Agitar a temperatura ambiente (15–
28°C) durante 2 horas sobre una
gradilla agitadora colocada a 200
golpes por minuto.
5
Decantar completamente. Agregar
2 ml de Solución de Lavado Buffer a
cada tubo. Esperar de 1 a 2 minutos,
y decantar completamente. Agregar
otra vez 2 ml de Solución de Lavado
tamponada, esperar de 1 a 2 minutos
y decantar completamente.
Si se requieren tubos de Conteos
Totales para reducción de datos,
marcar con T (conteos totales) dos
tubos de poliestireno limpios (sin
recubrir) de 12x75 mm por duplicado.
Calibradores
2
22
Eliminar toda la humedad visible para
mejorar la precisión. Después del
segundo lavado, utilizando una
gradilla de decantación de espuma,
decantar el contenido de todos los
tubos (excepto los tubos T) y
permítales escurrir durante 2 a 3
minutos. Golpear los tubos contra
papel absorbente para eliminar las
gotas residuales.
µIU/ml
A (NSB)
0
B
0,15
C
0,5
D
1,5
E
4
F
15
G
30
H ("MB")
60
Pipetear 200 µL de cada calibrador,
controles y muestras de suero de
Agregar 100 µl de TSH Ab I125 a
cada tubo.
6
Contar durante 1 minuto en un
contador gamma.
En los contadores gamma
multicabezas, los tubos de Conteos
Totales (opcional) deberán separarse
del resto de los tubos de ensayo por
cuando menos un espacio, para
minimizar la posibilidad de
derramamientos dentro de otro tubo.
Cálculo y Control de Calidad
Para calcular los resultados (en términos
de unidades de concentración) desde una
representación log-log de la curva de
calibración, primero corregir los conteos
por minuto (CPM) de cada par de tubos
restando el CPM promedio de los tubos
de unión no específicos (calibrador A).
Cuentas netas = (Media CPM) menos
(Media NSB CPM)
Luego determinar el porcentaje de unión
(relativo al del calibrador más alto) - aquí
llamado “%B/MB” - de cada par de tubos
como por ciento de “unión máxima,” con
los conteos NSB corregidos del calibrador
mas alto tomado como 100%:
Porcentaje de Unión = (Cuentas netas / Cuentas
MB netas) × 100
Utilizando papel de gráficas log-log de 4
ciclos, trazar el Por ciento de Unión
versus la Concentración para cada uno de
los calibradores no cero y dibujar una
curva que se aproxime a la ruta de estos
puntos. (Conectar los puntos de
calibración con arcos o segmentos de
líneas rectas. No intente acomodar una
sola línea recta a los datos.) Las
concentraciones para controles y
desconocidos dentro del rango de
calibradores no cero puede entonces ser
calculada desde la curva de calibración
por interpolación. Se puede usar un trazo
adicional de Por ciento Unido versus
Concentración para los calibradores mas
bajos en papel de gráfica lineal-lineal para
una interpolación de cerca de dosis cero.
Comentarios: Aunque otros enfoques
son aceptables, la reducción de datos por
el método recién descrito tiene ciertas
ventajas desde el punto de vista de
control de calidad. En particular,
proporciona una curva de calibración que
es relativamente lineal en
representaciones tanto log-log como
lineal-lineal y relativamente estable de
ensayo a ensayo. También proporciona
valiosos parámetros de Control de
Calidad, a decir, valores de Porcentaje de
Unión (%B/MB) para los calibradores no
cero. Se puede obtener una gráfica
todavía más informativa, dando un sentido
de reproducibilidad dentro del ensayo
como una función de concentración,
haciendo un trazo de valores de
Porcentaje de Unión de tubos
calibradores directamente, esto es, sin
primero promediar el CPM de duplicados.
Alternativas: Aunque el Porcentaje de
Unión se puede calcular directamente del
CPM Promedio, la corrección para unión
no específica generalmente produce una
curva de calibración que es mas casi
lineal a lo largo de su rango. Una curva de
calibración también puede construirse
trazando el CPM o CPM Promedio
directamente contra la Concentración en o
papel de gráfica log-log o lineal-lineal. (No
debe emplearse papel de gráfica semilog.) Este enfoque tiene la virtud de la
simplicidad, pero es menos deseable
desde el punto de vista de control de
calidad.
Reducción de Datos Computarizada:
Los métodos “punto a punto”, incluyendo
lineal y spline cúbico, no son adecuados;
pero ya que proporcionan poca ayuda en
el monitoreo de la integridad de un
ensayo, es importante preparar el trazo
log-log recomendado de la curva de
calibración, ya sea manualmente o por
computadora, con paso de control de
calidad. Las técnicas de reducción de
datos basadas en el modelo logístico
también pueden ser aplicables. Dentro de
esta familia, las rutinas de curva basada
en el parámetro logístico de 4 o 5 son los
candidatos mas apropiados. Sin embargo,
algunos algoritmos actualmente en uso no
pueden convergir con éxito, aun cuando el
modelo logístico es fiel a los datos. Si se
adopta un método logístico, es esencial
verificar su propiedad para el ensayo de
cada día monitoreando el retrocálculo de
los calibradores y otros parámetros.
Adicionalmente, se recomienda un trazo
de la curva del calibrador en una
representación log-log, ya que esto es
más informativo que el trazo semi-log
convencional.
Manejo de la Muestra: Las instrucciones
para manejar y almacenar las muestras
de pacientes y los componentes deberán
observarse cuidadosamente. Diluir las
muestras de los pacientes que se espera
contengan altas concentraciones con el
calibrador cero antes del ensayo. Todas
las muestras, incluyendo los calibradores
y controles, deberán someterse a ensayo
cuando menos por duplicado. Es
23
importante utilizar una micropipeta con
punta desechable, cambiando la punta
entre muestras para evitar contaminación
por arrastre. Se deberán usar pipetas de
desplazamiento positivo y pipetoresdilutores automáticos sólo si se ha
evaluado la posibilidad de arrastre y se ha
visto sea insignificante. Se pueden
espaciar pares de tubos de control a lo
largo del ensayo para ayudar a verificar la
ausencia de arrastre significante.
Inspeccionar los resultados para
comprobar el acuerdo entre pares de
tubos.
Contador Gamma: Para minimizar la
posibilidad de derrames en los contadores
gamma de múltiples pozos, los tubos de
conteos totales (T) opcionales deberán
estar separados de los otros tubos del
ensayo por uno o más espacios.
Alternativamente, agregar sólo 25 µl del
trazador a cada uno de los tubos T en el
paso 3 y multiplicar los conteos por minuto
observados en estos tubos por 4.
Controles: Los controles o pools de
sueros con al menos dos niveles de
concentración de TSH (bajo y alto)
deberán ensayarse rutinariamente como
desconocidos y los resultados se deberán
trazar de día en día como se describe en
Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981; 27:493501. Las muestras de repetición son una
valiosa herramienta adicional para el
seguimiento de la precisión Inter-ensayo.
resultados de control y los parámetros de
Control de Calidad.
Lectura Adicional: Ver Dudley RA, et al.
Ejemplo: Los valores tabulados abajo son
solo una ilustración y no deberán utilizarse
para calcular resultados de otro ensayo.
(Ver tabla "Example Run".)
Valores esperados
Muestras de suero de un total de 443
adultos sin disfunción tiroidea conocida
fueron sometidas a ensayo con el
procedimiento Coat-A-Count TSH IRMA.
Los resultados mostraron una distribución
log-normal con una media de 1,3 µIU/mL,
y sugieren un rango de referencia de
0,3 – 5 µIU/ml
para adultos sin disfunción tiroidea
conocida.
Estos límites han de considerarse sólo
como una guía. Cada laboratorio deberá
establecer sus propios intervalos de
referencia.
Las muestras de suero de pacientes con
hipertiroidismo no tratado y con
hipotiroidismo primario no tratado también
fueron sujetas a ensayo con el
procedimiento Coat-A-Count TSH IRMA,
con los siguientes resultados, en µIU/ml.
Grupo de
Referencia
Rango
absoluto
Mediana
n
Parámetros de Control de Calidad:
Recomendamos estar pendiente de estas
medidas de desempeño:
Hipertiroideo
< 0,15
ND
61
Hipotiroideo
5,7 – 150
49
77
T = Cuentas totales (como cuentas por minuto)
ND: no detectable
%NSB = 100 × (Media cuentas NSB / cuentas
totales)
%MB = 100 × (Cuentas netas / Cuentas totales)
Y los valores de Unión Porcentual
(“%B/MB”) de todos menos los
calibradores no cero mas altos, por
ejemplo:
%C/MB = 100 × (Cuentas netas del calibrador
"C" / Cuentas netas MB)
Mantenimiento de Registros: Se
considera buena práctica de laboratorio el
registrar para cada ensayo los números
de lote y las fechas de reconstitución de
los componentes utilizados, así como los
24
La tabla muestra que el procedimiento
Coat-A-Count TSH IRMA logra una buena
separación entre pacientes con
hipertiroidismo franco no tratado o
hipotiroidismo, por un lado, e individuos
con ninguna disfunción tiroidea conocida,
por otro lado. Se deberá recordar, sin
embargo, que el hipertiroidismo y el
hipotiroidismo son condiciones de grado;
esto implica que no se puede esperar que
todos los pacientes en estas categorías
de la enfermedad tengan niveles de TSH
tan extremos como los que se indican en
la tabla de arriba. Y al contrario,
especialmente en condiciones de hospital,
los pacientes con ninguna disfunción
tiroidea conocida pueden exhibir niveles
de TSH fuera del rango de referencia
como consecuencia de una enfermedad
no tiroidea o por tratamiento con
glucocorticoides, dopamina u otras
17
drogas.
Especificidad: Los anticuerpos Coat-ACount TSH IRMA son altamente
específicos para TSH con una reactividad
cruzada extremadamente baja a otras
hormonas glicoproteínas tales com FSH,
LH y HCG.
Tres muestras de pacientes conteniendo
niveles elevados de TSH fueron diluidas
con diferentes cantidades de FSH, LH o
HCG. Las muestras fueron entonces
sometidas a ensayo tanto diluidas como
no diluidas con el procedimiento Coat-ACount TSH IRMA. La tabla muestra que
los resultados de Coat-A-Count TSH
IRMA esencialmente no han sido
afectados por las amplias variaciones en
la concentración de los compuestos
probados. (Véase la tabla "Especificidad".)
Linealidad: Las muestras fueron
analizadas con varias diluciones. (Véase
la tabla "Linealidad" para resultados
representativos.)
Recuperación: Se ensayaron muestras 1
a 19 sobrecargadas con cuatro soluciones
de TSH (23, 139, 274 y 810 µIU/ml). (Ver
la tabla "Recuperación" para resultados
representativos.)
Características analíticas
Ver la seccion Tables and Graphs para
datos representativos del rendimiento del
kit de Coat-a-Count TSH IRMA. Los
resultados de TSH en estas secciones
inferiores se expresan como µIU/ml.
Intervalo de calibración:
0,15 – 60 µIU/ml
Sensibilidad analítico: 0,03 µIU/ml
Precisión intraensayo (dentro de una
tanda): Se calcularon las estadísticas
para cada una de siete muestras de los
resultados de 20 pares de tubos en un
solo ensayo. (Véase la tabla "Precisión
intraensayo".)
Precisión entre ensayos (de una tanda
a otra): Se calcularon las estadísticas
para cada una de siete muestras de los
resultados de pares de tubos en 20
ensayos diferentes. (Véase la tabla
"Precisión entre ensayos".)
Efecto deriva: Ninguno hasta
aproximadamente 350 tubos (Ver tabla
"End-of-Run Effect".)
Bilirrubina: La presencia de bilirrubina,
en concentraciones hasta 200 mg/l, no
tiene ningún efecto sobre los resultados
en términos de precisión.
Hemólisis: La presencia de eritrocitos
hasta concentraciones de 30 µl/ml no
tiene efecto en los resultados, en lo
concerniente a la precisión del ensayo.
Tipo de Muestra Alternativa: para
evaluar el efecto de los diferentes tipos de
muestras alternativos, se recogió sangre
de 48 voluntarios en tubos normales,
tubos con Heparina, tubos con EDTA y
®
tubos vacutainer SST de Becton
Dickinson. Todas las muestras fueron
analizadas con el procedimiento TSH
Coat-A-Count IRMA, con los siguientes
resultados.
(Heparina) = 1,03 (Suero) – 0,04 µIU/ml
r = 0,985
(EDTA) = 0,99 (Suero) + 0,02 µIU/ml
r = 0.986
(SST Tubes) = 1,01 (tubos simples) – 0,02 µIU/ml
r = 0,989
Medias:
2,10 µIU/ml (Suero)
2,13 µIU/ml (Heparina)
25
2,11 µIU/ml (EDTA)
2,11 µIU/ml (SST)
Efecto proteico: Para simular varias
concentraciones proteicas, se realizaron
experimentos en los que alicuotas de
6,0 ml de tres pools de sueros fueron
liofilizadas y después reconstituidas con
diferentes volúmenes de agua (4,0, 6,0 y
9,0 ml). Cada alícuota reconstituida fue
ensayada con el procedimiento
Coat-A-Count TSH IRMA. Se obtuvieron
valores de TSH observados y esperados
en µIU/ml. (El factor de corrección del
volúmen de reconstitución utilizado se
indica abajo) Los resultados indican que
variaciones proteicas no tienen efecto
clinico significativo con el kit Coat-A-Count
TSH IRMA (Ver tabla "Protein Effect")
Comparación de los métodos: El kit de
Coat-A-Count TSH IRMA se comparó con
el kit IMMULITE TSH 3ª Generación en
107 muestras de pacientes, con valores
de TSH desde aproximadamente 0,29 a
19,3 µIU/ml. (Ver gráfico "Method
Comparison".) Por regresión lineal:
(CAC IRMA) = 1,05 (IMMULITE) – 0,13 µIU/ml
r = 0,998
Medias:
2,83 µIU/ml (Coat-A-Count IRMA)
2,81 µIU/ml (IMMULITE)
Asistencia técnica
Póngase en contacto con el distribuidor
nacional.
El Sistema de Calidad de Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. está certificado por la ISO
13485:2003.
Français
Coat-A-Count Intact TSH IRMA
Domaine d'utilisation : Coat-A-Count
TSH IRMA est un dosage
immunoradiométrique destiné à la mesure
quantitative de la thyrotropine ou TSH
(Thyroid Stimulating Hormone) dans le
sérum. Il est réservé à un usage
diagnostic in vitro et constitue une aide au
diagnostic des maladies thyroïdiennes.
Référence catalogue : IKTS1 (100 tubes),
IKTS5 (500 tubes), IKTSX (1000 tubes)
26
Le coffret de 100 tubes contient
moins de 20 microcuries
(740 kilobecquerels) d'anticorps
polyclonal anti-TSH marqué à l'iode 125.
d'anticorps polyclonal anti-TSH marqué à
l'iode 125. Le coffret de 500 tubes contient
moins de 100 microcuries
(3700 kilobecquerels) d'anticorps
polyclonal anti-TSH marqué à l'iode 125 et
le coffret de 1000 tubes contient moins de
200 microcuries (7400 kilobecquerels)
d'anticorps polyclonal anti-TSH marqué à
l'iode 125.
Introduction
La thyrotropine (TSH) est une hormone
hypophysaire qui, par son action sur la
thyroïde, joue un rôle essentiel dans le
maintien des taux normaux circulants des
hormones thyroïdiennes T4 et T3. Le taux
de TSH est régulé par un rétrocontrôle
négatif des hormones T4 et T3 et par
l'hormone hypothalamique TRH.
Dans l'hypothyroïdie primaire, c'est-à-dire
lors d'une production défaillante des
hormones thyroïdiennes, le taux de TSH
est classiquement élevé. Dans
l'hypothyroïdie secondaire ou tertiaire en
revanche, lorsqu'un taux bas d'hormones
thyroïdiennes est le résultat d'un
dysfonctionnement ou de lésions
hypothalamiques ou hypophysaires, le
taux de TSH est habituellement bas. Dans
l'hyperthyroïdie, le taux de TSH est
généralement abaissé en dessous des
valeurs subnormales. Plus rarement,
l'hyperthyroïdie peut être le résultat d'une
hyperstimulation thyroïdienne, due à des
lésions hypothalamiques ou
hypophysaires, le taux de TSH est alors
généralement élevé.
La mesure du taux de TSH circulant est
utilisée pour le diagnostic de
19
l'hypothyroïdie et comme une aide à la
confirmation et au diagnostic différentiel
des autres pathologies thyroïdiennes. Les
dosages de TSH sont aussi utilisés dans
le suivi des traitements de substitution et
18
freination.
Des études appliquées ont démontré que
des patients apparemment en bonne
santé avec une TSH >2,0 µUI/ml ont un
risque augmenté de développer des
maladies thyroïdiennes dans les 20
prochaines années. Il a été suggéré
d'abaisser le seuil supérieur de
l'Euthyroïdie à 2,5 µUI/ml car plus de 95%
des volontaires sains strictement
sélectionnés euthyroïdiens ont des
valeurs de TSH comprises entre 0,4 et
22
2,5 µUI/ml.
Principe du test
infectieux. Les réactifs dérivés de produits
humains et utilisés dans ce coffret ont subi
un test sérologique pour la Syphilis et des
tests de dépistage pour les anticorps antiVIH1 et 2, anti-HCV et pour l'antigène de
surface de l'hépatite B, qui se sont tous
avérés négatifs.
Coat-A-Count Intact TSH IRMA est un
dosage immunoradiométrique en phase
solide utilisant des anticorps polyclonaux
et monoclonaux anti-TSH, l'un, polyclonal
marqué à l'iode 125, en phase liquide et
un anticorps monoclonal anti-TSH, fixé à
la paroi du tube en polystyrène.
De l'azide de sodium à des concentrations
inférieures à 0,1 g/dl a été ajouté comme
conservateur ; lors de l'élimination,
l'évacuer avec de grandes quantités d'eau
pour éviter une accumulation d'azides
métalliques explosifs dans les
canalisations.
La TSH est « capturée » entre l'anticorps
monoclonal anti-TSH fixé sur le tube et
l'anticorps anti-TSH marqué.
Eau : Utiliser de l'eau distillée ou
désionisée.
La fraction non liée de l'anticorps marqué
à l'iode I125 est éliminée par décantation
et lavage du tube ; ceci permet de réduire
la liaison non spécifique (LNS) et
d'assurer une excellente précision dans
les valeurs basses.
Radioactivité
Ce coffret de réactif est reservé à l'usage
in vitro (Autorisation DGSNR).
La concentration en TSH est directement
proportionnelle à la radioactivité présente
sur le tube après l'étape de lavage. La
radioactivité est mesurée grâce à un
compteur gamma et les concentrations de
TSH dans les échantillons de patients sont
obtenues en comparant les cpm du
patients à ceux obtenus par la gamme
d'étalonnage.
Ce produit radioactif ne peut être reçu,
acheté, détenu ou utilisé que par des
personnes autorisées à cette fin et dans
des laboratoires dotés de cette
autorisation. Cette solution ne peut en
aucun cas être administrée à l'homme ou
aux animaux. Respecter impérativement
les dates de péremption indiquées sur
l'emballage extérieur et sur les étiquettes
des différents réactifs du coffret. Tous les
réactifs, dont les tubes revêtus
d'anticorps, doivent être conservés à
+ 4/+ 8° C dans leur conditionnement
d'origine avant d'être utilisés. L'achat, la
possession, l'utilisation et l'échange de
matières radioactives sont soumis aux
réglementations en vigueur dans le pays
de l'utilisateur. Les règles de base de
protection contre les rayonnements
ionisants doivent être respectées selon
des procédures en vigueur. Ne pas
pipeter des solutions radioactives avec la
bouche. Eviter le contact direct avec la
peau ou les muqueuses de tout produit
radioactif en utilisant des blouses et gants
de protection. Toute manipulation de
matières radioactives se fera dans un
local ad hoc éloigné de tout passage. Les
produits radioactifs seront stockés dans
leur conditionnement d'origine dans un
local approprié. Un cahier de réception et
de stockage de produits radioactifs sera
tenu à jour. Le matériel de laboratoire et la
Réactifs à distribuer : 1
Temps d'incubation totale : 2 heures
Activité totale en début de marquage :
environ 200 000 cpm
Précautions d'emploi
Réservé à un usage diagnostique in vitro.
Réactifs : Conserver à +2/+8°C dans un
réfrigérateur autorisé à recevoir du
matériel radioactif. Éliminer les déchets
conformément aux lois en vigueur.
Ne pas utiliser les réactifs au delà de leur
date d'expiration.
Certains composants fournis avec ce
coffret peuvent contenir des agents
humains et/ou d'autres éléments
potentiellement infectieux qui nécessitent
certaines précautions.
Respecter les précautions d'emploi et
manipuler tous les composants du coffret
comme des produits potentiellement
Règles de base de protection contre les
rayonnements ionisants et précautions
d'emploi.
27
verrerie qui ont été contaminés doivent
être éliminés au fur et à mesure afin
d'éviter une contamination croisée de
plusieurs isotopes. Chaque contamination
ou perte de substance radioactive devra
être réglée selon les procédures établies.
Toute mise aux déchets de matière
radioactive se fera en accord avec les
réglementations en vigueur. Ne pas
manger, ni boire, ni fumer, ni appliquer
des cosmétiques dans les laboratoires où
des produits radioactifs sont utilisés. Les
réactifs radioactifs ne peuvent être vendus
qu'à des personnes habilitées à manipuler
des substances radioactives.
standards en les congelant (–20°C).
Aliquoter, dans des tubes de verre ou
polypropylène bien bouchés, afin d'éviter
de répéter les cycles congélation /
décongélation.
IKTS1 : 1 jeu. IKTS5 : 2 jeux.
IKTSX : 3 jeux.
Matériel Fourni :
Préparation Initiale
Solution Concentrée pour tampon de
†
lavage (1TSBW*, 3TSBW )
†
1 flacon contenant 40 ml* (200 ml ) d'une
solution tampon saline concentrée, avec
des surfactants et de l'azide de sodium
comme conservateur. Transférer dans un
†
autre récipient avec 400 ml* (2 000 ml )
d'eau pour un volume total de 440 ml*
†
(2 200 ml ) de tampon de lavage. Stable à
+ 2/+8°C au moins 6 mois après
préparation.
IKTS1 : 1 flacon × 40 ml.
IKTS5 : 1 flacon × 200 ml.
IKTSX : 2 flacons × 200 ml.
Tubes revêtus d'anticorps anti-TSH
(ITS1)
Tubes en polystyrène revêtus d'anticorps
monoclonal murin anti-TSH, conditionnés
dans des sachets hermétiques à glissière.
Ils doivent être conservés au réfrigérateur
et protégés de l'humidité. Refermer
soigneusement les sachets après
ouverture. Ils sont stables à +2/+8° C
jusqu'à la date de péremption indiquée sur
le sachet.
IKTS1 : 100 tubes. IKTS5 : 500 tubes.
IKTSX : 1000 tubes.
Anticorps anti TSH marqué à l'iode I125
(ITS2)
Flacons de traceur constitué par un
anticorps polyclonal de chèvre anti-TSH
marqué à l'iode I125 avec un
conservateur. Prêt à l'emploi, chaque
flacon contient 5,5 ml. Stable au moins un
mois à 2–8°C après ouverture ou jusqu'à
la date inscrite sur le flacon.
Couleur : rouge.
IKTS1 : 2 flacons. IKTS5 : 10 flacons.
IKTSX : 20 flacons.
TSH Calibrators (TSI3–9,X)
Huit flacons, étiquetés de A à H, de
standard TSH lyophilisé dans une matrice
équine avec conservateur (gentamicine).
Au plus 30 minutes avant utilisation,
reconstituer le standard zéro (A) avec
6 ml d'eau distillée et chaque autre
standard (B à H) avec 3 ml d'eau distillée.
Utiliser des pipettes volumétriques et
mélanger doucement. Stable à +2/+8°C
pendant 30 jours après ouverture. Il est
possible d'augmenter la durée de vie des
28
Les standards contiennent respectivement
0, 0,15, 0,5, 1,5, 4, 15, 30 et 60 microUnités Internationales de TSH par millilitre
(µUI/ml) de la référence internationale
nd
O.M.S. 2 I.R.P. N° 80/558. Des points
intermédiaires peuvent être obtenus en
mélangeant des standards dans des
proportions compatibles.
Matériel requis mais non fourni
Compteur Gamma – permettant
l'utilisation de tubes standards 12x75 mm
Un agitateur portoir réglé à environ 200
rotations par minute
Pour la préparation des réactifs :
Eau distillée ou désionisée
Pipettes de 3 ml, 6 ml
†
Éprouvette graduée de 400 ml (2 000 ml )
Flacon de conservation en plastique avec
couvercle – pour la préparation et le
stockage de la solution de tampon de
lavage
Pour le dosage radioimmunologique :
Micropipettes de 100 µl et 200 µl
Distributeur — pour distribuer 2,0 ml de
solution de tampon de lavage
Un portoir de décantation – disponible
chez Siemens Healthcare Diagnostics
(Référence catalogue : FDR).
Papier graphe Log-log 4-cycles
Un contrôle immunodosage, à base de
sérum humain, à trois niveaux de
concentration, contenant de la TSH (parmi
plus de 25 constituants dosables), est
disponible chez Siemens Healthcare
Diagnostics (Référence catalogue :
CON6).
1
Recueil des échantillons
Etiqueter 2 tubes (non coatés) 12 x
75 mm en polypropylène pour l'activité
totale.
Le patient n'a pas besoin d'être à jeun et
aucune préparation spéciale n'est requise.
21
Prélever le sang par ponction veineuse
sur tubes secs et séparer le sérum des
cellules. Comme la TSH présente un lèger
rythme circadien, noter l'heure de
prélèvement.
Standards
Il est recommandé de clarifier les
échantillons hyperlipémiques par
ultracentrifugation.
Des échantillons hémolysés peuvent être
révélateurs d'une préparation inadéquate
du prélèvement avant son envoi au
laboratoire ; il faudra donc interpréter les
résultats avec prudence.
Des tubes pour prélèvements sanguins
provenant de fabricants différents peuvent
donner des résultats différents, selon les
matériaux et additifs utilisés, y compris
gels ou barrières physiques, activateurs
de la coagulation et/ou anticoagulants. Le
coffret Coat-A-Count TSH IRMA n'a pas
été testé sur tous les types de tubes
possibles. Veuillez consulter le chapitre
intitulé Autres Types d'Échantillons pour
plus de renseignements sur les tubes qui
ont été évalués.
2
Conservation : 5 jours à 2–8°C ou 1 mois
20
à –20°C.
Protocole de dosage
immunométrique
Tous les composants doivent être à
température ambiante avant leur utilisation
(15–28°C).
µUI/ml
A (LNS)
0
B
0,15
C
0,5
D
1,5
E
4
F
15
G
30
H ("LM")
60
Pipeter 200 µl de chaque standard,
contrôle et échantillon sérique de
patient dans les tubes préparés.
Pipeter directement au fond du
tube. Les échantillons de patients
suspectés de contenir des
concentrations de TSH supérieures au
standard le plus élevé (60 µUI/ml)
doivent être dilués avec le standard
zéro avant le dosage. Il est bon
d'utiliser des embouts de
micropipettes jetables, de changer
d'embout entre les échantillons de
manière à éviter toute contamination.
Les pipettes à « capillaire » et les
pipetteurs-diluteurs automatiques ne
doivent être utilisés que si le risque de
contamination a été évalué et jugé
insignifiant.
Volume nécessaire : 200 µl de sérum par
tube.
Avant le dosage, laisser les échantillons
revenir à température ambiante (15–
28°C), mélanger doucement par rotations
ou retournement. Aliquoter, si nécessaire,
afin d'éviter de répéter les cycles
congélation / décongélation. Ne pas tenter
de décongeler les spécimens congelés à
l'aide d'un bain marie.
Etiqueter 16 tubes coatés d'anticorps
anti-TSH en duplicate, A (liaison non
spécifique) et de B à H (liaison
maximale LM). Etiqueter les tubes
coatés d'anticorps supplémentaires,
également en duplicate, pour les
échantillons de patients et les
contrôles.
3
Ajouter 100 µl d'anticorps anti-PTH
marqué à l'iode 125 dans chaque
tube.
Distribuer directement au fond du
tube. Bien s'assurer que l'échantillon
et le traceur sont parfaitement
mélangés. Une multipette est
recommandée. Les tubes T peuvent
être mis de côté jusqu'au comptage
(étape 6); ils n'ont besoin d'aucun
autre traitement.
29
4
Agiter à température ambiante (15–
28°C) pendant 2 heures à 200
rotations/minutes sur agitateur.
5
Décanter complètement. Ajouter 2 ml
du tampon de lavage. Attendre 1 à 2
minutes, puis décanter
minutieusement. De nouveau ajouter
2 ml du tampon de lavage. Attendre 1
à 2 minutes, puis décanter, laisser
égoutter pendant 1 à 2 minutes sur
papier absorbant puis tapoter pour
éliminer les gouttelettes résiduelles.
6
Compter 1 minute dans un compteur
gamma.
Dans un compteur multipuits, éloigner
les tubes T d'au moins un espace
pour prévenir tout risque de
contamination.
Calcul des résultats et Contrôle
de Qualité
Pour calculer les concentrations de TSH à
partir d'une courbe standard représentée
en log-log, il faut, dans un premier temps,
corriger les coups par minute (cpm) de
chaque paire de tubes en soustrayant la
moyenne des cpm des tubes à liaison non
spécifique (standard A):
CPM corrigés = (Moyenne cpm) moins
(Moyenne cpm LNS)
Puis déterminer pour chaque doublet la
capacité de liaison en pourcentage
(%B/B3000, ici nommée "%B/LM") de
liaison maximale (LM), corrigée des cpm
dus au LNS des tubes H tubes considérés
à 100%:
% liaison = (cpm corrigés / cpm corrigés LM) ×
100
Utiliser le papier log-log 4 cycles pour la
construction de la courbe, en portant sur
l'axe des ordonnées les pourcentages de
liaison, et sur l'axe des abscisses les
valeurs des standards différents de zéro.
Tracer la courbe qui passe
approximativement par ces points. Relier
les points par des arcs ou des segments
de droite. Ne pas chercher à réaliser une
seule droite à partir des résultats. Les
concentrations des contrôles et des
inconnus dans le domaine de mesure du
standard zéro peuvent être lues à partir de
la droite par interpolation. Il est possible
de tracer un autre graphe à partir des 3
30
premiers standards pour apprécier les
valeurs proches de zéro.
Commentaires: Bien que d'autres
approches de calcul soit aussi
acceptables, la réduction des données
avec la méthode indiquée ci-dessus a
certains avantages du point de vue du
contrôle de qualité. En particulier, elle
donne une courbe d'étalonnage qui est
relativement linéaire avec les
représentations log-log et linéaire-linéaire,
et est relativement stable d'une dosage à
l'autre. Elle donne également des
paramètres déterminants pour le contrôle
de qualité, plus précisément, les valeurs
de % de liaison (%B/B3000 ou "%B/LM)
pour les standards différents de zéro. Un
graphique encore plus utile, donnant une
idée de la reproductibilité intra-essai, peut
être obtenu en représentant directement
le pourcentage de liaison de chaque
standard, par exemple sans faire un calcul
de valeur moyenne à partir des cpm des
doublets.
Alternatives: Le pourcentage de liaison
peut être aussi calculé directement à partir
de la moyenne des cpm, la correction par
la liaison non spécifique produit
habituellement une courbe de calibration
qui est pratiquement linéaire sur tout le
domaine. Une courbe de calibration peut
être aussi créée en portant directement
sur l'ordonnée les cpm ou la moyenne des
cpm et en abscisse la concentration sur
du papier log-log ou linéaire-linéaire (le
papier semi-log ne doit pas être utilisé).
Cette méthode à l'avantage de sa
simplicité mais elle est moins
recommandée pour ce qui concerne le
Contrôle de Qualité.
Traitement informatique des données :
Les méthodes "Point-par-point", incluant
les fonctions de lissage linéaire, peuvent
être utilisées ; bien qu'elles ne permettent
qu'une faible assistance pour le suivi de la
qualité des tests, il est important de tracer
en log-log, selon les recommandations, la
courbe d'étalonnage, soit manuellement
soit informatiquement, en considérant que
c'est une étape du Contrôle de Qualité. Le
traitement des données utilisant des
fonctions polynomiales de 4ème ou 5ème
degré est aussi possible et est adapté.
Garder à l'esprit, cependant, que certains
algorithmes actuellement utilisés peuvent
ne pas être adaptés. Si une de ces
méthodes semble adaptée, il est essentiel
de vérifier qu'elle reste appropriée dans le
temps, par recalcul des concentration de
standards et d'autres paramètres. De plus,
un tracé log-log de la courbe de
calibration est fortement recommandé car
il est plus informatif que le tracé habituel
en semi-log.
Traitement des échantillons : Les
recommandations données concernant
l'utilisation et la conservation des sérums
doivent être respectées. Les échantillons
de patients suspectés de contenir des
concentrations de TSH supérieures au
standard le plus élevé doivent être dilués
avec le standard zéro avant le dosage.
Tous les échantillons, standards et
contrôles inclus, doivent être dosés en
duplicate. Il est important d'utiliser des
micropipettes à embouts jetables, de
changer d'embout entre les
échantillons de manière à éviter toute
contamination. Les pipettes de transfert et
les pipeteurs diluteurs automatiques ne
doivent être utilisés que si le risque de
transmission de contamination a été
évalué et considéré comme insignifiante.
Les doublets de tubes de contrôles
doivent être espacés au long de la série
de dosage afin de vérifier l'absence de
dérive significative. Vérifier la
concordance des résultats entre les
doublets de tubes.
Gamma Counter : Pour minimiser
l'éventualité d'une contamination dans le
compteur gamma multipuits, il convient de
séparer les tubes d'activité totale T des
autres tubes par au moins un espace. En
alternative, il est possible d'ajouter
uniquement 25 µl (au lieu de 100 µl) et de
multiplier par 4 le nombre de cpm obtenus
comme activité totale.
Contrôles : Les contrôles ou des pools de
sérum avec au moins deux niveaux de
concentration de TSH (bas et élevé)
doivent être dosés en routine comme
inconnus, et les résultats notés jour après
jour comme décrit par exemple dans
Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981;27:493501. Un redosage d'échantillon peut être
précieux pour suivre la précision inter
essai.
Paramètres du Contrôle de Qualité :
Nous recommandons de garder une trace
de ces résultats de performances:
T = Activité totale (cpm)
%LNS = 100 × (Moyenne des cpm du LNS /
cpm Totaux)
%LM = 100 × (cpm corrigés LM / cpm totaux)
Et toutes les valeurs de pourcentage de
liaison (%B/B3000 ou "%B/LM") sauf la plus
élevée des standards différents de zéro,
par exemple:
%C/LM = 100 × (cpm standard C corrigé / cpm
LM corrigé)
Conservation des données : Il est bon
d'enregistrer pour chaque dosage les
numéros de lots et la date de
reconstitution et/ou ouverture des
composants utilisés.
Autre reference : Se rapporter à Dudley
RA, et al. Guidelines for immunoassay
data reduction. Clin Chem 1985;31:126471.
Exemple de série : A titre d'exemple
uniquement, et non pour calculer des
résultats provenant d'une autre série. (Voir
le tableau “Example Run”.)
Valeurs de référence
Une étude réalisée sur les échantillons de
443 adultes sans pathologie thyroïdienne
connue dosés avec le coffret
Coat-A-Count TSH IRMA a donné une
médiane à 1,3 µUI/ml, et propose un
domaine de référence de:
0,3 – 5 µUI/ml
Ces valeurs sont données à titre indicatif
uniquement.Chaque laboratoire devra
établir ses propres valeurs de référence.
Des sérums de patients hyperthyroïdiens
non traités et hypothyroïdiens primaires
non traités, dosés avec la technique
Coat-A-Count TSH IRMA donnent les
valeurs suivantes, en µUI/ml.
Domaine
absolu
Médiane
n
Hyperthyroide
< 0,15
ND
61
Hypothyroide
5,7 – 150
49
77
Groupe
ND :non détectable
Ces valeurs démontrent que le dosage
Coat-A-Count TSH IRMA permet une
bonne séparation des patients avec une
hyperthyroïdie franche non traitée, ou
hypothyroïdie, des sujets sans pathologie
thyroïdienne connue. Il ne faut pas oublier
que l'hyperthyroïdie et l'hypothyroïdie sont
31
des maladies progressives ; cela signifie
que tous les patients ayant ces type de
maladies n'ont pas nécessairement des
taux de TSH aussi extrêmes que ceux
donnés dans ce tableau. Inversement, en
cas d'hospitalisation, des patients sans
désordres thyroïdiens connus peuvent
donner des résultats de TSH en dehors du
domaine de référence suite à leur
maladie, ou des traitements aux
glucocorticoïdes, dopamine ou autre
17
médications.
Effet de la position des tubes : Aucun
jusqu'à 350 tubes (Voir le tableau « Endof-Run Effect ».)
Spécificité : Les anticorps du coffret
Coat-A-Count TSH IRMA sont
extrêmement spécifiques de la TSH, avec
des réactions croisées très basses pour
les autres glycoprotéines telles FSH, LH et
HCG.
3 échantillons contenant des valeurs
élevées de TSH ont été surchargés avec
différentes quantités de FSH, LH ou HCG.
Ces échantillons ont été dosés avant et
après surcharge avec la technique
Coat-A-Count TSH IRMA. Les résultats
démontrent l'absence d'effet même sur de
grandes variations de concentration des
composés testés (Voir le tableau «
Specificity ».)
Test de dilution : Des échantillons ont
été dosés à différentes concentrations.
(Voir le tableau « Linearity » pour des
données représentatives.)
Test de récupération : 4 échantillons
sont mélangés dans les proportions 1 à 19
avec 4 solutions de TSH (23, 139, 274 et
810 µUI/ml), puis analysés. (Voir le
tableau « Recovery » pour des données
représentatives.)
Bilirubine : La présence de bilirubine ne
présente aucun effet sur les résultats ni
sur la précision du dosage si la
concentration ne dépasse pas 200 mg/l.
Performances du test
Consulter les tableaux et graphiques pour
obtenir les données représentatives des
performances de ce test. Les résultats de
la TSH sont exprimés en µUI/ml.
Intervalle de linéarité : 0,15 – 60 µUI/ml
Sensibilité analytique : 0,03 µUI/ml
Précision intra-dosage (au sein d'une
même série) : Les calculs ont été
effectués à partir des résultats de 20
dosages en double pour chacun des 7
échantillons dans une seule série (Voir le
tableau « Intraassay Precision ».)
Précision inter-dosage (entre plusieurs
séries) : : Les calculs ont été effectués à
partir de 7 échantillons dosés en double
au cours de 20 séries différentes. (Voir le
tableau « Interassay Precision ».)
32
Hémolyse : La présence d'agrégat
d'hématies jusqu'à une concentration de
30 µl/ml, n'a aucun effet sur les résultats
quant à la précision du dosage.
Autres types d'échantillons : pour
estimer l'effet de l'utilisation de différents
type d'échantillons, 48 volontaires ont été
prélevés sur tubes secs, héparinés, EDTA
®
et sur tubes vacutainer SST Becton
Dickinson. Tous les échantillons ont été
dosés avec le protocole Coat-A-Count
TSH IRMA et ont donné les résultats
suivants.
(Hépariné) = 1,03 (Sérum) – 0,04 µUI/ml
r = 0,985
(EDTA) = 0,99 (Sérum) + 0,02 µUI/ml
r = 0.986
(SST Tubes) = 1,01 (tubes ordinaires) –
0,02 µUI/ml
r = 0,989
Moyennes :
2,10 µUI/ml (Sérum)
2,13 µUI/ml (Hépariné)
2,11 µUI/ml (EDTA)
2,11 µUI/ml (SST)
Effet des protéines : Pour simuler
différentes concentrations en protéines,
des expériences ont été effectuées en
reconstituant des aliquotes de 6 ml de
sérums humains lyophilisés avec
différents volumes d'eau (4,0, 6,0 et
9,0 ml). Chaque aliquote reconstitué a été
dosé à l'aide de la méthode Coat-A-Count
TSH-IRMA. Les valeurs attendues et
observées de TSH sont données en
µUI/ml. Les résultats montrent, que même
de grandes variations de la concentration
en protéines n'ont pas d'effet sur le
dosage. (Voir le tableau "Protein Effect"
pour les données représentatives.)
Comparaison de méthodes : Le dosage
Coat-A-Count TSH IRMA a été comparé à
ième
génération IMMULITE sur
la TSH de 3
107 patients avec des valeurs de TSH
entre 0,29 et 19,3 µUI/ml. (Voir le
graphique "Method Comparison".) Par
régression linéaire :
(CAC IRMA) = 1,05 (IMMULITE) – 0,13 µUI/ml
r = 0,998
Moyennes :
2,83 µUI/ml (Coat-A-Count IRMA)
2,81 µUI/ml (IMMULITE)
Assistance technique
Contacter votre distributeur national.
Le Système Qualité de Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. est certifié ISO 13485:2003.
Italiano
Uso: Il Coat-A-Count TSH IRMA è un
dosaggio immunoradiometrico per la
misurazione quantitativa dell'ormone
stimolante la tiroide (tirotropina, TSH) nel
siero. A solo uso diagnostico in vitro quale
ausilio nella determinazione dello stato
tiroideo.
Codice: IKTS1 (100 provette),
IKTS5 (500 provette),
IKTSX (1000 provette)
Il kit da 100 determinazioni
contiene meno di 20 microcurie
(740 kilobecquerel) di Anti-TSH
125
policlonale marcato con I ; il kit da 500
determinazioni contiene meno di
100 microcurie (3 700 kilobecquerel); il kit
da 1000 determinazioni contiene meno di
200 microcurie (7 400 kilobecquerel)
Riassunto e Spiegazione del
Test
L'ormone che stimola la tiroide (tirotropina,
TSH) è un ormone ipofisario che,
attraverso la sua azione sulla tiroide, gioca
un ruolo di grande importanza nel
mantenimento di livelli normali nel sangue
di iodotironine, T4 e T3. Il TSH è
controllato attraverso feedback negativo
dalla T4 e dalla T3 circolanti e dall'ormone
ipotalamico TRH (hormone che rilascia la
tirotropina).
Nell'ipotiroidismo primario, laddove vi è
una produzione disomogenea degli
ormoni tiroidei, il livello di TSH è
tipicamente molto elevato.
Nell'ipotiroidismo secondario e terziario,
d'altro canto, laddove la produzione di
ormoni è bassa quale conseguenza di
lesioni ipofisarie o ipotalamiche, il livello di
TSH è tipicamente soppresso a livelli sotto
la normalità. Nell'ipertiroidismo, il livello di
TSH è tipicamente soppresso a livelli sotto
la normalità. Meno sovente, questa
condizione può essere il risultato di
un'iperstimolazione della tiroide, a causa
di lesioni ipotalamiche o ipofisarie nelle
quali il livello di TSH è normalmente più
elevato.
Le misurazioni del TSH circolante sono
state utilizzate quale test primario per la
19
diagnosi differenziale dell'ipotiroidismo e
quale ausilio nel monitorare l'adeguatezza
18
della terapia sostitutiva degli ormoni
tiroidei.
Alcuni studi hanno rilevato che I pazienti
in apparente stato di buona salute con un
TSH >2,0 µIU/mL corrono un rischio
maggiore di sviluppare patologie tiroidee
nel corso dei seguenti 20 anni. E' stato
suggerito che il limite più alto del range di
riferimento del siero TSH eutiroideo venga
ridotto a 2,5 µIU/mL perchè >95% dei
volontari normalmente eutiroidei
rigorosamente monitorizzati hanno i valori
22
di TSH sierico tra 0,4 e 2,5 µIU/mL.
33
Procedura del Dosaggio
Il dosaggio Coat-A-Count TSH IRMA è un
dosaggio immunoradiometrico in fase
solida basato su anticorpi monoclonali e
policlonali anti-TSH: uno degli anticorpi è
125
policlonale anti-TSH marcato con I in
fase liquida, e l'altro è monoclonale ed è
adeso alle pareti della provetta di
polipropilene.
In questo dosaggio: il TSH viene catturato
tra gli anticorpi monoclonali anti-TSH
adesi alla superficie interna della sferetta
di polistirene ed il tracciante policlonale
anti-TSH radiomarcato.
125
L'anticorpo anti-TSH marcato con I e
non legato viene rimosso decantando la
miscela di reazione e lavando la provetta;
ciò riduce il legame non specifico ad un
livello molto basso, ed assicura
un'eccellente precisione “low-end”.
La concentrazione di TSH è direttamente
proporzionale alla radioattività presente
nella provetta dopo il lavaggio. La
radioattività è contata utilizzando un
gamma counter, dopo di che la
concentrazione di TSH nel campione del
paziente viene ottenuta comparando le
conte-per-minuto del paziente con quelle
ottenute per il set di calibratori forniti.
Reagenti da Dispensare: 1
Tempo Totale di Incubazione: 2 ore
Conte Totali alla iodinazione:
circa 200 000 cpm
Avvertenze e Precauzioni
Ad uso diagnostico in vitro.
Reagenti: Conservare a 2–8°C in un
frigorifero appositamente destinato al
materiale radioattivo. Eliminare secondo le
normative di legge vigenti.
Non utilizzare reagenti oltre la data di
scadenza.
Alcuni componenti forniti in questo kit
possono contenere materiale di origine
umana e/o altri ingredienti potenzialmente
pericolosi che necessitano di precauzioni
di utilizzo.
Seguire le precauzioni universali, e
manipolare tutti i componenti come se
potessero trasmettere agenti infettivi.
Sono stati analizzati i materiali di origine
umana e sono stati trovati non reattivi per
la Sifilide; per gli Anticorpi anti-HIV 1 e 2;
34
per l'Antigene di Superficie dell'Epatite B;
e per gli Anticorpi Anti-Epatite C.
E' stata aggiunta Sodio Azide a
concentrazioni inferiori a 0,1 g/dL come
conservante. Al momento
dell'eliminazione, irrorare con molta acqua
per evitare la formazione di azidi
metalliche potenzialmente esplosive nelle
tubature di piombo e di rame.
Acqua: Utilizzare solo acqua distillata o
deionizzata.
Radioattività
Una copia di tutti i certificati di
Autorizzazione per radioisotopi (Specifica
o Generica) rilasciata ad un cliente
americano deve essere conservata in file
presso la Siemens Healthcare Diagnostics
prima che i kit o i componenti contenenti
materiale radioattivo possano essere
spediti. Questi materiali radioattivi
possono essere acquisiti da qualsivoglia
cliente in possesso dell'Autorizzazione
Specifica. Con l'Autorizzazione Generica
questi materiali radioattivi possono essere
acquistati solo da medici, veterinari che
esercitino la professione, laboratori clinici
ed ospedalieri – e solo per l'esecuzione di
test clinici o di laboratorio in vitro che non
implichino somministrazione interna o
esterna del materiale radioattivo o delle
sue radiazioni alle persone o animali. La
sua acquisizione, ricevimento,
conservazione, utilizzo, trasferimento ed
eliminazione sono soggette a
regolamentazioni e ad Autorizzazione
(Generica o Specifica) della Commissione
Statunitense per il Nucleare o dello Stato
con il quale l'NRC abbia stipulato un
accordo per l'esercizio del controllo
regolatorio.
Manipolare i materiali radioattivi secondo
quanto previsto dall'Autorizzazione
Generica o Specifica. Per minimizzare
l'esposizione alle radiazioni, l'utilizzatore
deve attenersi alle linee guida stabilite dal
National Bureau of Standards publication
su “Safe Handling of Radioactive
Materials” “Norme per una corretta
manipolazione dei Materiali
Radioattivi”.(Guida N° 92, pubblicata il 9
Marzo 1964) e successive edizioni
pubblicate dallo Stato e dalle Autorità
Federali.
Assorbire immediatamente le fuoriuscite e
decontaminare le superfici contaminate.
Evitare la formazione di aerosol. Eliminare
i rifiuti solidi radioattivi secondo quanto
previsto dall'Autorizzazione. Le licenze
generiche (possessori di NRC Form 483)
possono eliminare i rifiuti radioattivi solidi
come non radioattivi, dopo aver rimosso
l'etichetta. I detentori di autorizzazioni
specifiche (NRC Form 313) devono fare
riferimento al Titolo 10, Codice delle
Regolamentazioni Federali Parte 20. I
detentori di Autorizzazioni negli Stati che
hanno stipulato un accordo con l'NRC
dovrebbero far riferimento alle
regolamentazioni idonee dei loro stati. I
detentori di Autorizzazioni Generali
possono eliminare i rifiuti radioattivi liquidi
del tipo contenuto in questo prodotto
attraverso il lavello del laboratorio. I
detentori di autorizzazione devono
eliminare o rendere illeggibili le etichette
dei contenitori vuoti di materiali radioattivi
prima di eliminare i rifiuti solidi. I detentori
di autorizzazioni specifiche possono
eliminare piccoli quantitativi di rifiuti
radioattivi liquidi del tipo utilizzato in
questo prodotto attraverso il lavello del
laboratorio. Fare riferimento alle
regolamentazioni appropriate applicabili al
Vostro laboratorio.
Materiali Forniti – Preparazione
Iniziale
Provette Coattate con anticorpi antiTSH (ITS1)
Provette di polistirene coattate con
anticorpi monoclonali murini anti-TSH e
confezionati in buste a cerniera.
Conservare refrigerate al riparo
dall'umidità, richiudendole dopo l'utilizzo.
Stabile a 2–8°C per un anno dalla data di
produzione.
IKTS1: 100 provette. IKTS5: 500 provette.
IKTSX: 1000 provette.
-
125
Anticorpi anti TSH marcati con I
(ITS2)
Anticorpi policlonali di capra anti-TSH, con
conservanti. Il reagente viene fornito in
forma liquida, pronto all'uso. Ciascun
flacone contiene 5.5 mL. Stabile a 2-8°C
per 30 giorni dopo l'apertura o fino alla
data di scadenza indicata sull'etichetta.
Colore: Rosso.
IKTS1: 2 flaconi. IKTS5: 10 flaconi.
IKTSX: 20 flaconi.
Calibratori TSH (TSI3–9,X)
Otto flaconi, etichettati dalla A alla H, di
calibratori in forma liofila, in una
matrice/tampone di siero equino, con
conservanti (gentamicina). 30 minuti prima
dell'uso, ricostituire il calibratore zero A
con 6,0 mL di acqua distillata ed i
rimanenti calibratori dalla B alla H con
3,0 mL. Stabili a 2-8°C per 30 giorni dopo
l'apertura. Per periodi di conservazione
più lunghi aliquotare per evitare cicli
ripetuti di congelamento e scongelamento.
IKTS1: 1 set. IKTS5: 2 set. IKTSX: 3 set.
I calibratori contengono, rispettivamente 0,
0,15, 0,5, 1,5, 4, 15, 30 e 60 micro-unità
internazionali di TSH per millilitro (µIU/mL)
in termini di Seconda Preparazione di
Riferimento Internzionale del TSH per
immunodosaggi del WHO, numero
80/558. Possono essere ottenuti punti
intermedi della calibrazione mescolando i
calibratori in proporzioni idonee.
Soluzione di Lavaggio Concentrata
†
(1TSBW*, 3TSBW )
†
40 mL* (200 mL ) di una
soluzione/tampone salina concentrata,
con surfactanti. Utilizzando un contenitore
di trasferimento, diluire ciascun flacone di
†
concentrato con 400 mL* (2 000 mL ) di
acqua distillata, per un volume totale di
†
440 mL* (2 200 mL ). Mescolare
completamente prima dell'utilizzo. Stabile
a 2–8°C per 6 mesi dopo la preparazione.
IKTS1: 1 flacone × 40 mL.
IKTS5: 1 flacone × 200 mL.
IKTSX: 2 flaconi × 200 mL.
Materiali Richiesti Ma Non
Forniti
Gamma counter – compatibile con le
provette standard 12x75 mm
Rack shaker — settato a circa 200 colpi al
minuto
Preparazione dei Reagenti
Acqua distillata o deionizzata
Pipette volumetriche: 3 mL e 6 mL
Cilindro graduato — per dispensare
†
400 mL (2 000 mL )
Contenitori di plastica con coperchio – per
la preparazione e la conservazione della
Soluzione di Lavaggio
Immunodosaggio
Micropipette: da 100 µL e 200 µL
35
Dispensatore — per la dispensazione di
2,0 mL di Soluzione di Lavaggio
1
Foam per la decantazione — disponibili da
Siemens Healthcare Diagnostics (Codice:
FDR).
Carta per grafici log-log a 4 cicli
Un controllo umano su base sierica a tre
livelli, contenente TSH tra gli oltre 25
costituenti dosati, disponibile da Siemens
Healthcare Diagnostics. (Codice: CON6).
Se sono richieste le provette per le
Conte Totali, etichettare due provette
semplici (non coattate) di polipropilene
12x75 mm con T (conte totali) in
duplicato.
Prelievo dei Campioni
Calibratori
Non è necessario che il paziente sia a
digiuno, non sono necessarie preparazioni
21
particolari. Prelevare il sangue in
provette semplici, e separare il siero o il
plasma dalle cellule. Occorre annotare
l'ora del prelievo poiché il TSH presenta
un ridotto ritmo circadiano.
Si consiglia l'utilizzo di un'ultracentrifuga
per schiarire i campioni lipemici.
I campioni emolizzati posson indicare il
trattamento non idoneo del campione
prima dell'arrivo al laboratorio; per questo
motivo, i risultati devono essere
interpretati con prudenza.
2
Provette per il prelievo di sangue di
produttori diversi possono dare valori
differenti, a seconda dei materiali e degli
additivi usati, incluso gel o barriere fisiche,
attivatori di coaguli e/o anticoagulanti.
L'Coat-A-Count TSH IRMA non é stato
verificato con tutte le possibili variazioni di
tipi di provette. Consultare la sezione
riguardante Campioni Alternativi per
dettagli sulle provette testate.
Conservazione: 2–8°C per 5 giorni, o 1
20
mese a –20°C.
Procedura del Dosaggio
Tutti i componenti devono essere a
temperatura ambiente (15–28°C) prima
dell'utilizzo.
36
µIU/mL
A (NSB)
0
B
0,15
C
0,5
D
1.5
E
4
F
15
G
30
H ("MB")
60
Dispensare 200 µL di ciascuno dei
calibratori, controlli e campioni dei
pazienti nelle provette preparate.
Pipettare direttamente al fondo
della provetta. Campioni con
concentrazioni attese di TSH superiori
al calibratore più alto (60 µIU/mL)
devono essere diluiti nel calibratore
zero prima del dosaggio. Si consiglia
l'utilizzo di micropipette con puntale
monouso per evitare il carryover da
campione a campione. Sono
consigliate pipette a dislocazione
positiva. Pipettatori-diluitori automatici
possono essere utilizzati solo se la
possibilità che si verifichi il carryover è
stata ritenuta poco rilevante.
Volume Richiesto: 200 µL di siero per
provetta
Prima del dosaggio, consentire ai
campioni di raggiungere temperatura
ambiente (15–28°C) e mescolare
scuotendo leggermente o capovolgendo la
provetta. Aliquotare, se necessario per
evitare cicli ripetuti di congelamento e
scongelamento. Non tentare di scongelare
i campioni congelati riscaldandoli in un
bagnetto termostatato.
Etichettare con A sedici provette
coattate con anticorpo (legame non
specifico) e dalla B alla H (“legame
massimo”) in duplicato. Etichettare
altre provette coattate con anticorpo,
anch'esse in duplicato, per i controlli
ed i campioni dei pazienti.
3
Aggiungere 100 µL di un anticorpo
125
anti-TSH marcato con I ad ogni
provetta.
Pipettare direttamente al fondo
della provetta, fare attenzione che il
campione ed il tracciante siano ben
mescolati senza formazione di
schiuma. Si consiglia di utilizzare un
dispensatore a ripetizione. Mettere da
parte le provette T per la conta (al
punto 6); non sono necessari ulteriori
passaggi.
4
Agitare a temperatura ambiente (15–
28°C) per 2 ore su uno shaker settato
a 200 colpi al minuto.
5
Decantare completamente.
Aggiungere 2 mL di Soluzione di
Lavaggio Tamponata in ogni provetta.
Attendere 1 o 2 minuti, quindi
decantare completamente.
Aggiungere ancora 2 mL di Soluzione
di Lavaggio Tamponata, attendere 1 o
2 minuti, e decantare completamente.
Rimuovere tutta l'umidità visibile
aumentando così la precisione. Dopo
il secondo lavaggio, utilizzando un
foam decantare il contenuto delle
provette (ad eccezione delle provette
T) e fare in modo che le stesse
asciughino per 2 o 3 minuti.
Tamponarle su carta assorbente per
eliminare completamente i liquidi.
6
Contare per 1 minuto in un gamma
counter.
In un gamma counter multi-testina, le
provette delle Conte Totali (optional)
devono essere separate dalle
rimanenti provette da almeno uno
spazio per minimizzare la possibilità di
fuoriuscite.
Calcolo e Controllo di Qualità
Per calcolare i risultati (in termini di unità
di concentrazione) da una
rappresentazione log-log della curva di
calibrazione, correggere inizialmente le
conte per minuto (CPM) di ciascuna
coppia di provette sottraendo i CPM medi
delle provette senza legame specifico
(calibratore A):
Conte Nette = (Media dei CPM) Meno (Media
CPM NSB)
Quindi determinare la percentuale di
legato (relativa a quella del calibratore più
elevato) – qui chiamato "%B/MB" – di
ciascuna coppia di provette come
percentuale del “legame massimo” con le
conte corrette con NSB del calibratore più
alto prese al 100%:
Percentuale di Legato = (Conte Nette / Conte
Nette MB) × 100
Utilizzando una carta per grafici log-log a
4 cicli, tracciare la Percentuale di Legato
vs. la Concentrazione per ciascuno dei
calibratori non zero e tracciare la curva
lungo il percorso di questi punti.
(Collegare i punti della calibrazione con
archi o segmenti. Non tentare di utilizzare
un'unica linea retta). Le concentrazioni per
i controlli ed i campioni non noti entro il
range dei calibratori non zero possono
essere calcolate dalla curva di
calibrazione per interpolazione. E'
possibile tracciare una curva ulteriore tra
la Percentuale di Legato e la
Concentrazione per i tre calibratori più
bassi con un grafico linear-linear per
calcolare l'interpolazione della dosa
prossima a zero.
Commenti: Benché altri approcci risultino
accettabili, il calcolo dei dati con il metodo
appena descritto ha alcuni vantaggi dal
punto di vista del controllo di qualità. In
particolare, produce una curva di
calibrazione che è relativamente lineare
sia nella rappresentazione log-log che
linear-linear, e relativamente stabile da
dosaggio a dosaggio. Produce anche
parametri di QC validi, ad es.: Valori di
Percentuale di Legato (%B/MB) per i
calibratori non zero. Un grafico che porta
ancora più informazioni, con un senso di
riproducibilità intra-dosaggio in funzione
della concentrazione, può essere ottenuto
direttamente tracciando i valori della
Percentuale di Legato delle singole
provette dei calibratori, i.e. senza prima
calcolare la media dei CPM dei replicati.
Alternative: Benché la percentuale di
Legato possa essere calcolata
direttamente dai CPM medi, la correzione
per il legame non specifico produce
normalmente una curva di calibrazione
che è più lineare lungo il suo range. Una
curva di calibrazione può anche essere
costruita tracciando i CPM o la Media dei
CPM direttamente vs. la concentrazione
sia su grafico log-log che linear-linear.
(non utilizzare grafici semi-log). Questo
approccio ha il vantaggio della semplicità,
ma è meno auspicabile dal punto di vista
del controllo di Qualità.
Calcolo Computerizzato dei Dati: Sono
accettabili metodi "Punto-a-punto", incluse
linee spline cubiche e lineari; ma poiché
sono poco d'aiuto nel monitoraggio
dell'integrità del dosaggio, è importante
preparare la rappresentazione log-log
della curva di calibrazione, sia
manualmente che con il computer come
step del controllo di qualità. Possono
essere utilizzate anche le tecniche di
37
calcolo dei dati basati sul modello
logistico. All'interno di questa famiglia, le
routine di curve-fitting basate sulla
logistica a 4 o 5 parametri sono i candidati
più idonei. Tuttavia, alcuni algoritmi ad
oggi in uso possono non convergere in
modo uniforme, anche quando il modello
logistico è in accordo con i dati. Se viene
adottato un metodo logistico, è essenziale
verificarne l'appropriatezza per la routine
giornaliera monitorando il calcolo dei
calibratori e di altri parametri. Inoltre, si
consiglia una rappresentazione log-log
della curva di calibrazione, poiché fornisce
più informazioni della rappresentazione
convenzionale semi-log.
Manipolazione dei Campioni: Le
istruzioni per la manipolazione e la
conservazione dei campioni e dei
componenti del kit devono essere
scrupolosamente osservate. Diluire i
campioni con concentrazioni attese
elevate con il calibratore zero prima di
dosarli. Tutti i campioni, inclusi i calibratori
ed i controlli debbono essere dosati
almeno in duplicato. E' importante
utilizzare una micropipetta con puntali
monouso, cambiando il puntale tra i
campioni per evitare la contaminazione da
carry-over. E' possibile utilizzare pipette a
dislocazione positiva e pipettatori-diluitori
automatici solo se è già stata esclusa la
possibilità che si verifichi il carry-over.
Coppie di provette dei controlli possono
essere intervallate all'interno del dosaggio
per verificare l'assenza di deviazioni
significative. Controllare i risultati per
verificare la concordanza all'interno delle
coppie di provette.
Gamma Counter: Per minimizzare la
possibilità che si verifichino fuoriuscite in
gamma counter multi-pozzetto, le provette
delle conte totali opzionali (T) devono
essere separate da uno o più spazi dalle
altre provette. In alternativa, aggiungere
solo 25 µL del tracciante ad ognuna delle
provette T al punto 3, e moltiplicare le
conte per minuto osservate in queste
provette per 4.
Controlli: controlli o pool di sieri con
almeno due livelli di concentrazioni di TSH
(basso ed alto) devono essere dosati
routinariamente come campioni
sconosciuti, ed i risultati annotati giorno
dopo giorno come indicato in in Westgard
JO, et al. A multi-rule chart for quality
control. Clin Chem 1981;27:493-501.
38
Ripetere i campioni quale ulteriore
strumento di monitoraggio dell precisione
inter-dosaggio.
Parametri di QC: Consigliamo di
annotare tali prestazioni:
T = Conte Totali (conte al minuto)
%NSB = 100 × (Conte NSB Medie / Conte
Totali)
%MB = 100 × (Conte Nette / Conte Totali)
Ed i valori delle Percentuali di Legato
("%B/MB") di tutti i calibratori più alti ad
eccezione di quelli zero, ad esempio:
%C/MB = 100 × (Conte Nette del Calibratore "C"
/ Conte Nette MB)
Archivio Dati: E' buona norma annotare
per ogni dosaggio i numeri di lotto e le
date di ricostituzione dei componenti
utilizzati, i risultati dei controlli ed i
parametri di QC.
Ulteriori Letture Vedi Dudley Ra et al.
Seduta Esemplificativa: A solo scopo
illustrativo. Non utilizzarlo per calcolare i
risultati di un'altra seduta. (Vedi tabella
"Example Run".)
Valori Attesi
Sono stati dosati campioni di siero
provenienti da un totale di 443 adulti con
nessuna disfunzione tiroidea nota
utilizzando il dosaggio Coat-A-Count TSH
IRMA. I risultati hanno presentato una
distribuzione quasi log-normale, con una
mediana di 1,3 µIU/mL, ed un range di
riferimento suggerito di
0,3 – 5 µIU/mL
per gli adulti con nessuna disfunzione
tiroidea nota.
I laboratori devono considerare questi
risultati soltanto come linee guida. Ogni
laboratorio dovrebbe stabilire i propri
range di riferimento.
Campioni di siero di pazienti con
ipertiroidismo non trattato e ipotiroidismo
primario non trattato sono stati dosati con
il kit Coat-A-Count TSH IRMA, con i
seguenti risultati, in µIU/mL.
Gruppo di
Riferimento
Range di Calibrazione: 0,15 – 60 µIU/mL
Range
Assoluto
Mediana
n
Ipertiroidismo
< 0,15
ND
61
Ipotiroidismo
5,7 – 150
49
77
ND: non determinabile
La tabella mostra come il dosaggio
Coat-A-Count TSH IRMA raggiunga una
buona separazione tra pazienti con
ipertiroidismo o ipotiroidismo conclamati e
non trattati, da una parte, e soggetti con
nessuna disfunzione tiroidea nota.
Occorre ricordare, tuttavia, che
l'ipertiroidismo e l'ipotiroidismo sono
caratterizzati da diversi stadi; ciò implica
che non tutti i pazienti in queste categorie
possono avere livelli di TSH estremi come
quelli indicati in tabella. In maniera
contraria, specialmente negli ospedali,
pazienti privi di disfunzioni tiroidee
possono presentare livelli di TSH al di
fuori del range di riferimento come
conseguenza di malattie non tiroidee o di
terapie con glucocorticoidi, dopamina o
17
altri farmaci.
Sensibilità analitica: 0,03 µIU/mL
Precisione Intra-Dosaggio (All'interno
della stessa seduta): Sono state
calcolate statistiche per ciascuno dei sette
campioni dai risultati di 20 coppie di
provette in un unico dosaggio. (Vedi
tabella “Intraassay Precision”.)
Precisione Inter-Dosaggio (Da una
seduta all'altra): Sono state calcolate
statistiche per ciascuno dei sette campioni
dai risultati di coppie di provette in 20
dosaggi diversi. (Vedi tabella “ Interassay
Precision ”.)
Effetto Fine-Seduta: Nessuno fino a circa
350 provette (Vedi tabella "End-of-Run
Effect".)
Specificità: Gli anticorpi Coat-A-Count
TSH IRMA sono altamente specifici per il
TSH, con una crossreattività
estremamente bassa verso altri ormoni
glicoproteici quali l'FSH, l'LH e l'HCG.
Tre campioni di pazienti contenenti livelli
elevati di TSH sono stati diluiti con
quantitativi diversi di FSH, LH o HCG. I
campioni sono stati conseguentemente
dosati sia diluiti che non diluiti con il
dosaggio Coat-A-Count TSH IRMA. La
tabella indica che il dosaggio
Coat-A-Count TSH IRMA non viene
interessato dalle ampie variazioni nella
concentrazione dei composti testati. (Vedi
tabella "Specificity".)
Linearità: I campioni sono stati dosati a
varie diluizioni. (Vedi tabella “Linearity” per
dati rappresentativi.)
Recupero: I campioni sono stati dosati
diluiti 1:19 con quattro soluzioni di TSH
(23, 139, 274 e 810 µIU/mL). (Vedi tabella
“Recovery” per dati rappresentativi.)
Bilirubina: La presenza di bilirubina in
concentrazioni fino a 200 mg/L non ha
nessun effetto sui risultati entro il range di
precisione del dosaggio.
Prestazioni del Dosaggio
Emolisi: La presenza di globuli rossi
impaccati in concentrazioni fino a
30 µL/mL non ha effetto sui risultati entro il
range di precisione del dosaggio.
Vedi tabelle e Grafici per dati
rappresentativi delle prestazioni del
dosaggio Coat-A-Coat TSH IRMA. I
risultati del TSH results di seguito
presentate sono espressi in µIU/mL.
Tipo di Campione Alternativo: Per
determinare l'effetto di campioni
alternativi, è stato prelevato del sangue da
48 volontari in provette semplici,
eparinizzate, EDTA e Becton Dickinson
39
®
vacutainer SST . Tutti i campioni si sono
analizzati mediante il procedimento di
TSH dell'Coat-A-Count IRMA, con i
risultati seguenti.
Português
(Eparina) = 1,03 (Siero) – 0,04 µIU/mL
r = 0,985
TSH IRMA Coat-A-Count
(EDTA) = 0,99 (Siero) + 0,02 µIU/mL
r = 0.986
(SST Tubes) = 1,01 (tubi semplici) –
0,02 µIU/mL
r = 0,989
Valore medio:
2,10 µIU/mL (Siero)
2,13 µIU/mL (Eparina)
2,11 µIU/mL (EDTA)
2,11 µIU/mL (SST)
Effetto delle Proteine: Per simulare varie
concentrazioni di proteine, sono stati
effettuati esperimenti nei quali aliquote da
6,0 mL di tre pool di sieri sono state
liofilizzate e quindi ricostituite con vari
volumi d'acqua (4,0, 6,0 e 9,0 mL).
Ciascuna aliquota ricostituita è stata
quindi dosata con il test Coat-A-Count
TSH IRMA. I valori di TSH osservati ed
attesi sono riportati in µIU/mL.(Il fattore
per correggere il volume di ricostituzione
indica che le variazioni nelle proteine non
hanno un effetto clinico significativo sul
dosaggio Coat-A-Count TSH IRMA: (Vedi
tabella "Protein Effect").
Comparazione di Metodi: Il dosaggio
Coat-A-Count TSH IRMA è stato
comparato al dosaggio IMMULITE TSH di
Terza Generazione su 107 campioni dei
pazienti, con valori di TSH che andavano
da circa 0,29 a 19,3 µIU/mL. (Vedi grafico
"Method Comparison"). Mediante
regressione lineare:
(CAC IRMA) = 1,05 (IMMULITE) – 0,13 µIU/mL
r = 0,998
Valore medio:
2,83 µIU/mL (Coat-A-Count IRMA)
2,81 µIU/mL (IMMULITE)
Assistenza Tecnica
All'estero: Si prega di contattare il proprio
Distributore Nazionale.
Il Sistema Qualità della Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. è certificato ISO 13485:2003.
Utilização: O TSH IRMA Coat-A-Count é
um ensaio imunoradiométrico
desenvolvido para a mensuração
quantitativa do hormona estimulante da
tireóide (tirotropina, TSH) em soro. É
destinado estritamente para uso
diagnóstico in vitro usado como um
auxíliar na avaliação no estado da
tireóide.
Números de catálogo: IKTS1 (100 tubos),
IKTS5 (500 tubos), IKTSX (1000 tubos)
O kit de 100 tubos contêm menos
que 20 microcuries
(740 kilobecquerels) de anti-TSH
125
policlonal I radioactivo; e o kit de 500
tubos contêm menos que 100 microcuries
(3 700 kilobecquerels); e o kit de 1,000
tubos contêm menos que 200 microcuries
(7 400 kilobecquerels).
Sumário e explicação do teste
O hormónio estimulante da tireóide
(tirotropina, TSH) é um hormónio da
pituitária, o qual através de sua acção
sobre a glândula tireóide, desempenha
um papel majoritário na manutenção dos
níveis normais circulantes de
iodotironinas, T3 e T4. O TSH é
controlado pela retroalimentação negativa
a partir do T4 e T3 circulantes e pelo
hormónio hipotalâmico TRH (hormónio
liberador de tirotropina).
No hipotireoidismo primário, onde há
produção reduzida de hormónios da
tireóide, o nível de TSH está tipicamente
muito elevado. No hipotireoidismo
secundário ou terciário, por outro lado,
onde a produção de hormónios da tireóide
é baixa como consequência de lesões no
hipotalamo ou na pituitária, o nível do TSH
é normalmente baixo. No hipertireoidismo,
o nível de TSH é tipicamente suprimido
para níveis sub-normais. Pouco frequente,
esta condição pode resultar de
hiperestimulação da tireóide devido a
lesões hipotalâmicas ou na pituitária, em
tais casos o nível TSH esta normalmente
aumentado.
Medidas do TSH circulante têm sido
usadas como um teste primário para
40
diagnóstico diferencial do
19
hipotireoidismo e como um auxiliar no
monitoramento da adequação da terapia
18
de reposição de hormónios da tireóide.
Reagentes: Conservar a 2–8°C num
frigorífico destinado para materiais
radioactivos. Eliminar de acordo com as
leis aplicáveis.
Estudos de investigação têm mostrado
que indivíduos aparentemente saudáveis
com TSH >2,0 µIU/mL têm um risco
acrescido de desenvolver doenças da
tiróide nos próximos 20 anos. Isto sugere
que o limite superior para o TSH no soro
para eutiroideos sera reduzida para 2,5
µIU/mL porque mais de 95% dos
voluntários testados eutiroideos têm
valores séricos de TSH entre 0,4 e 2,5
22
µIU/mL.
Não utilize reagentes com prazo de
validade expirado.
Princípio do Procedimento
O TSH IRMA Coat-A-Count é um ensaio
imunoradiométrico fase sólida baseado
nos anticorpos anti-TSH monoclonal e
policlonal: um anticorpo policlonal anti125
TSH fase líquida marcado com I, e
anticorpo monoclonal anti-TSH
imobilizado no interior do tubo de
poliestireno. No procedimento:
O TSH é capturado entre o anticorpo
monoclonal anti-TSH imobilizado no
interior da superfície do tubo de
poliestireno e o anti-TSH policlonal
radiomarcado.
125
O anticorpo anti-TSH marcado com I é
removido por decantação da mistura de
reacção e pela lavagem do tubo; isto
reduz a ligação não específica a um nível
muito baixo, e assegura uma excelente
precisão na parte baixa da curva.
A concentração de TSH é directamente
proporcional a radioactividade presente
no tubo após o item de lavagem. A
radioactividade é medida usando-se um
contador gamma, após a qual a
concentração de TSH na amostra do
paciente é obtida pela comparação das
contagens por minuto do paciente com as
obtidas do conjunto de calibradores
fornecidos.
Reagentes para Pipetar: 1
Tempo de Incubação: 2 horas
Contagens Totais na Marcação com o
Iodo: aproximadamente 200 000 cpm
Precauções
Para uso de diagnóstico in vitro.
Alguns componentes fornecidos com este
dispositivo podem conter matéria de
origem humana e/ou outros ingredientes
potencialmente perigosos que necessitem
de algumas precauções.
Manipule com as devidas precauções
todos os materiais capazes de transmitir
doenças infecciosas. As matérias primas,
obtidas de soro humano, foram testadas,
revelando resultados negativos para a
sífilis, para os anticorpos do vírus da
imunodeficiência humana (HIV) 1 e 2;
para o antígeno de superfície da hepatite
B (HBsAg) e para os anticorpos do vírus
da hepatite C.
Azida de sódio foi adicionada como
conservante; para evitar acumulações de
azidas metálicas explosivas em
canalizações de cobre e alumínio, os
reagentes devem ser rejeitados no esgoto
apenas se estiverem diluídos e forem
lavados com grandes volumes de água.
Água: Utilize água destilada ou
deionizada.
Radioactividade
Uma cópia da licença de uso de produtos
radioactivos (especifico ou geral) enviada
pelo cliente, deve estar em poder da
Siemens Healthcare Diagnostics antes do
envio dos kits ou componentes contendo
material radioactivo. Estes materiais
radioactivos podem ser adquiridos por
qualquer cliente que possua a necessária
licença especifica. Com uma licença
generalista estes produtos radioactivos só
podem ser adquiridos por médicos,
veterinários na prática de medicina
veterinária, laboratórios clínicos e
hospitais. E somente para uso clinico in
vitro ou testes laboratoriais não
envolvendo administração externa ou
interna do material radioactivo ou da sua
radiação para o ser humano ou outros
animais. A sua aquisição, receita,
armazenamento uso, transporte e
eliminação estão sujeitas aos
regulamentos e à licenciada Comissão de
Regulação Nuclear ou do Estado
respectivo de acordo com a lei em vigor.
41
Tratar os materiais radioactivos de acordo
com a regulamentação da sua licença,
específica ou generalista. De modo a
minimizar a exposição à radiação deve o
utilizador seguir as instruções da
publicação do Departamento Nacional de
Padrões (Utilização segura de materiais
radioactivos-Livro No. 92, publicado em
Março de 1964) e publicações seguintes
do Estado e Autoridades Federais.
Limpar os derrames prontamente e
descontamine as superfícies afectadas.
Evitar os aerossóis. Elimine os lixos
radioactivos de acordo com a
regulamentação da licença. As licenças
generalistas (portadores da licença NRC
483) podem eliminar os lixos sólidos
radioactivos como lixo não radioactivo
depois de remover os rótulos. Licenças
Especificas (Licença NRC 313) devem ter
em conta o Capitulo 10 do artigo 20, do
Código de Regulamentações Federais.
Cada Estado deve referir a legislação em
vigor aprovada para o seu território. As
licenças generalistas podem eliminar os
lixos radioactivos líquidos do tipo deste
produto para um esgoto de laboratório. Os
licenciados devem remover os rótulos dos
frascos vazios de materiais radioactivos
antes de os colocar no esgoto sólido. As
licenças especificas podem eliminar
pequenas quantidades de lixo radioactivo
deste tipo de produto para o esgoto
normal do laboratório. Ter em atenção as
regulamentações em vigor para o seu
laboratório.
Material Suprido – Preparação
Inicial
Tubos revestidos de TSH ab (ITS1)
Tubos de poliestireno revestidos anticorpo
monoclonal murino anti-TSH embalados
em sacos com fecho de segurança.
Conservar refrigerado e protegido da
humidade, selar os sacos
cuidadosamente após cada abertura.
Estável de 2–8°C por 1 ano da data de
fabricação.
IKTS1: 100 tubos. IKTS5: 500 tubos.
IKTSX: 1000 tubos.
125
TSH I Ab (ITS2)
Anticorpo policlonal de cabra iodado antiTSH, com conservante. O reagente é
fornecido na forma líquida, pronto para
uso. Cada frasco contêm 5,5 mL. Estável
42
de 2–8°C por 30 dias após a abertura ou
até a data de expiração marcada no
rótulo. Cor: Vermelho
IKTS1: 2 frascos. IKTS5: 10 frascos.
IKTSX: 20 frascos.
Calibradores de TSH (TSI3–9,X)
Oito frascos, rotulados de A a H, de
calibradores de TSH liofilizado em soro
equino/matriz tamponada, com
conservante (gentamicina). 30 minutos
antes do uso reconstituir o calibrador zero
A com 6,0 mL de água destilada, e os
calibradores de B a H com 3,0 mL de
água destilada. Usar pipetas volumétricas
e misturar gentilmente por rotação.
Estável a 2–8°C durante 30 dias depois
de aberto. A vida útil dos calibradores
pode ser estendida por congelamento.
Aliquotar, se necessário, para evitar ciclos
repetitivos de congelamento e
descongelamento.
IKTS1: 1 conjunto. IKTS5: 2 conjuntos.
IKTSX: 3 conjuntos.
Os calibradores contêm respectivamente,
0, 0,15, 0,5, 1,5, 4, 15, 30 e 60
micro-Unidades Internacional de TSH por
millilitro (µIU/mL) nos termos da Segunda
Preparação Internacional de Referência
de TSH por imunoensaio da Organização
Mundial da Saúde, número 80/558.
Pontos de calibração intermediários
podem ser obtidos pela mistura dos
calibradores em proporções adequadas.
Solução de Lavagem Concentrada
†
Tamponada (1TSBW*, 3TSBW )
†
40 mL* (200 mL ) de solução salina
concentrada tamponada, com
surfactantes. Usando-se um container
para transferência, diluir cada frasco do
†
concentrado com 400 mL* (2 000 mL ) de
água destilada, para um volume total de
†
440 mL* (2 200 mL ). Misture
adequadamente antes do uso. Estável de
2–8°C por 6 meses após preparação.
IKTS1: 1 frasco × 40 mL.
IKTS5: 1 frasco × 200 mL.
IKTSX: 2 frascos × 200 mL.
Materiais necessários mas não
fornecidos
Contador gama – compatível com tubos
padrão 12x75 mm
Agitador de estante - ajustado em cerca
de 200 movimentos por minuto
Preparação dos Reagentes
Água destilada ou deionizada
Volume de Amostra: 200 µL de soro por
tubo
Pipetas volumétricas: 3 mL e 6 mL
Armazenagem: 2–8°C por 5 dias, ou 1
20
mês a –20°C.
Cilindro graduado – para dispensação
†
400 mL (2 000 mL )
Container plástico para armazenagem
com tampa – para a preparação e
conservação da Solução de Lavagem
Tamponada
Imunoensaio
Micropipetas: 100 µL e 200 µL
Dispensador – para a adição de 2,0 ml de
Solução de Lavagem Tamponada
Rack de espuma para decantação –
disponível na Siemens Healthcare
Diagnostics (Números de catálogo: FDR).
Papel gráfico log-log com 4
Deixar as amostras atingir a temperatura
ambiente (15–28°C) e agitar suavemente
ou por inversão. Aliquotar se necessário
para evitar repetidos congelamentos/
descongelamentos. Não descongelar as
amostras por aquecimento em banhomaria.
Procedimento Imunométrico de
doseamento
Todos os componentes devem estar à
temperatura ambiente(15–28°C) antes de
usar.
1
Controle em três níveis para imunoensaio
baseado em soro humano, contendo TSH
como um dos 25 constituintes ensaiados,
disponível na Siemens Healthcare
Diagnostics. Número de catálogo CON6.
Se necessitar de tubos para
contagem total para os cálculos,
rotular dois tubos comuns (não
revestidos) 12x75 mm de poliestireno
em duplicata: tubos T (contagem
total).
Colheita
O paciente não necessita dieta. Não são
necessárias preparações especiais.
21
Colher o sangue por punção venosa em
tubos comuns e separar o soro das
células. Considerando que o TSH exibe
um pequeno ritmo circadiano, a hora da
colheita deve ser anotado.
Calibradores
Recomenda-se o uso de uma ultra
centrífuga para clarear amostras
lipémicas.
Amostras hemolisadas podem indicar
tratamento incorrecto de uma amostra
antes do envio para o laboratório; portanto
os resultados devem ser interpretados
com cuidado.
Os tubos para colheita sanguínea de
diferentes fabricantes, podem originar
diferentes valores, dependendo dos
materiais e aditivos, incluíndo gel ou
barreiras fisicas, activadores do coágulo
e/ou anti coagulantes. Coat-A-Count TSH
IRMA não foram ainda testados com
todas as possiveis variações originadas
pelos tipos de tubos. Consultar a secção
Tipos de Amostras Alternativas para obter
detalhes sobre os tubos que foram
testados.
Rotular 16 tubos revestido com
anticorpo anti-TSH: A (contagem não
específica), e os padrões de B a H
(ligação máxima) em duplicata.
Rotular tubos revestidos adicionais,
também em duplicata, para controles
e amostras de pacientes.
2
µIU/mL
A (NSB)
0
B
0,15
C
0,5
D
1,5
E
4
F
15
G
30
H ("MB")
60
Pipetar 200 µL de cada calibrador,
controle e amostra de soro de
paciente nos tubos pré preparados.
Pipetar directamente para a base
dos tubos. Amostras das quais se
esperam conter concentrações de
TSH superiores ao calibrador mais
alto (60 µIU/mL) devem ser diluídas
com o calibrador zero antes do
ensaio. O uso de micropipeta com
ponteiras descartáveis é
43
recomendada para evitar arraste de
amostra a amostra. Pipetas de
deslocamento positivo e pipetadoresdiluidores automáticos só devem ser
usados se a possibilidade de arraste
for avaliada e encontrada como sendo
insignificante.
3
Adicionar 100 µL de TSH Ab
todos os tubos.
125
Ia
Pipetar directamente para a base
do tubo. E tenha certeza que amostra
e traçador estão bem misturados sem
a formação de espuma. A utilização
de dispensadores repetitivos, é
recomendado. Se houver tubos T
separá-los para contagem, pois eles
não necessitam mais processamento.
4
Agitar a temperatura ambiente (15–
28°C), por 2 horas num agitador de
estantes, ajustado para 200
movimentos por minuto.
5
Decantar vigorosamente. Adicionar
2 mL da solução de lavagem
tamponada a cada tubo, esperar de 1
a 2 minutos e decantar. Adicionar
novamente 2 mL da solução de
lavagem tamponada a cada tubo,
esperar de 1 a 2 minutos e decantar
vigorosamente.
Removendo todo o líquido
remanescente melhora-se bastante a
precisão. Após a segunda lavagem
utilizar uma estante de espuma de
decantação para decantar o conteúdo
de todos os tubos (excepto tubos T).
Deixar os tubos invertidos para
escorrer por 2 ou 3 minutos, eliminar
todas gotas residuais com papel
absorvente.
6
Contar 1 minuto em contador
gamma.
Em contadores multi-canal, separar o
tubo de contagem total dos tubos
remanescentes por pelo menos um
espaço, para minimizar a
possibilidade de interferência na
contagem.
Cálculo e Controlo de
Qualidade
Para calcular resultados (em termos de
unidades de concentração) de uma
representação tipo log-log, da curva de
calibração, primeiro calcule a contagem
44
correcta por minuto (CPM) para cada par
de tubos subtraindo a média de CPM dos
tubos de ligação não específica
(calibrador A).
Contagens reais = (Média CPM) minutos (Média
NSB CPM)
Então determine a capacidade de ligação
(relativa àquela do calibrador mais alto) –
aqui chamada de % B/MB – para cada par
de tubos como uma porcentagem da
“ligação máxima”, com contagem do mais
alto calibrador corrigida para NSB tomada
como 100%.
Percentagem de Ligação = (Contagens reais /
Contagens MB reais) × 100
Usando o papel gráfico log-log de quatro
ciclos, plotar a porcentagem de ligação
versus a concentração de cada par de
calibrador diferente de não-zero e
desenhar a linha aproximada que passa
por esses pontos. (Conectar os pontos
com arcos e rectas, não tente usar uma
recta para todos os pontos). As
concentrações para os controles e
desconhecidos, dentro da faixa de
calibradores não-zero, podem ser
estimadas através da interpolação da
curva. Uma plotagem de porcentagem de
ligação adicional versus concentração
para os 3 calibradores mais baixos com
representação de papel gráfico linearlinear pode ser usado para interpolação
próxima da dose zero.
Comentários: Embora outras abordagens
sejam aceitáveis, o cálculo dos resultados
através do método descrito apresenta
certas vantagens do ponto de vista do
controle de qualidade. Produz uma curva
de calibração que é relativamente linear
tanto na representação log-log quanto
linear-linear, além de relativamente
estável entre ensaios. Produz também
parâmetros importantes de QC (Controle
de Qualidade), ou seja Porcentagem de
Ligação (%B/MB) para os calibradores
não-zero. Um gráfico ainda mais
informativo, que dá a idéia da
reprodutibilidade inter-ensaio, pode ser
obtido plotando directamente os valores
de Porcentagem de Ligação dos tubos
individuais dos calibradores, ou seja, sem
proceder inicialmente ao cálculo da média
das CPM das replicatas.
Alternativas: Embora a Porcentagem de
Ligação possa ser calculada directamente
das CPM médias, a correcção para a
ligação não específica, geralmente produz
uma curva de calibração que é mais linear
em sua extensão. A curva de calibração
também pode ser construída plotando
CPM ou CPM média directamente contra
Concentração, tanto em papel milimetrado
log-log ou linear-linear. (O papel
milimetrado semi-log não deve ser usado).
Essa abordagem tem a vantagem da
maior simplicidade, mas é menos
recomendada do ponto de vista do
controle de qualidade.
Cálculo dos Resultados
Computadorizados: Métodos “ponto-aponto”, incluindo curvas tipo “spline”
lineares e cúbicas, são adequados; mas,
uma vez que não permitem uma avaliação
da integridade do ensaio, é importante
que se trace a curva log-log de calibração,
manualmente ou através de computador,
como uma etapa de controle de
qualidade. Técnicas de cálculo de
resultados baseados no modelo logístico
também podem ser utilizadas. Entre elas,
as mais adequadas são as técnicas de
adaptação de curvas baseadas na
logística de 4 ou 5 parâmetros. Entretanto,
alguns algoritmos utilizados actualmente
podem não apresentar boa convergência,
mesmo que o modelo logístico seja fiel
aos dados. Se um modelo logístico for
adoptado, é fundamental que se proceda
uma verificação diária da adequação dos
ensaios, através do monitoramento do
cálculo inverso dos calibradores e de
outros parâmetros. Além disso,
recomenda-se plotar a curva de
calibração na forma log-log, que traz mais
informações que a forma convencional de
semi-log.
Manipulação das Amostras: As
instruções de manipulação e
armazenamento de amostras de
pacientes devem ser cuidadosamente
seguidas. Antes do ensaio, dilua com
calibrador zero as amostras de pacientes
com expectativa de conter altas
concentrações de TSH. Todas as
amostras, inclusive calibradores e
controles, devem ser testados no mínimo
em duplicata. É fundamental que uma
micropipeta de ponteiras descartáveis
seja utilizada, com troca da ponteira entre
cada amostra, para evitar contaminação
por arraste. Pipetas de deslocamento
positivo e pipetadores-diluidores
automáticos, somente deverão ser
utilizados quando a possibilidade de
arraste tiver sido avaliada e considerada
insignificante. Pares de tubos controle
devem ser dispersos entre os tubos do
ensaio para auxiliar na detecção de
qualquer desvio significativo. Inspeccione
sempre os resultados, verificando a
concordância dos valores para cada par
de tubos.
Contador Gamma: Para reduzir a
possibilidade de interferência na
contagem de tubos contínuos em
contadores gama múlticanal, separe os
tubos T (opcionais) de contagens totais
dos demais tubos do ensaio por um ou
mais espaços. Opcionalmente, adicione
somente 25 µl de traçador a cada um dos
tubos T no passo 3, e multiplique por 4 o
valor obtido de contagens por minuto para
estes tubos.
Controles: Controles ou “pools” de soros
de pelo menos dois níveis de
concentração de TSH (baixo e alto)
devem ser testados rotineiramente como
“desconhecidos”, e os resultados
anotados diariamente de acordo com as
instruções de Westgard JO, et al. (A multirule chart for quality control. Clin Chem
1981; 27:493-501). O teste de amostras
repetidas permite um controle adicional da
precisão inter-ensaios.
Parâmetros de QC: Recomendamos o
controle contínuo das seguintes medidas
de desempenho:
T = Contagens Totais (como contagens por
minuto)
%NSB = 100 × (Média Contagens NSB /
Contagens Totais)
%MB = 100 × (Contagens MB reais / Contagens
Totais)
E também os valores de Porcentagem de
Ligação (“%B/MB”) para todos
calibradores não-zero, com excepção do
de maior concentração, por exemplo:
%C/MB = 100 × (Contagens Líquidas Calibrador
"C" / Contagens Líquidas MB)
Registro de Dados: Para cada ensaio, a
boa prática laboratorial recomenda o
registro de cada número de lote,
descrição dos componentes utilizados,
resultados dos controles e parâmetros de
QC.
Leituras Complementares: Consultar
Dudley RA, et al. Guidelines for
45
immunoassay data reduction. Clin Chem
1985:31:1264-71.
Exemplo: Os valores abaixo são apenas
ilustrativos, e não devem ser utilizados
para o cálculo de resultados de outros
ensaios. (Ver tabel “Exemplo de ensaio”.)
Valores de Referência
Amostras de soro de um total de 443
adultos sem nenhuma disfunção
tireoideana conhecida foram ensaiadas
pelo procedimento TSH IRMA Coat-ACount. Os resultados mostraram uma
distribuição aproximadamente normal
logarítmica, com uma mediana de
1,3 µIU/mL, e sugerindo uma faixa de
referência para adultos sem nenhuma
disfunção da tireóide:
0,3–5 µIU/mL
Laboratório devem considerar estes
resultados como directrizes apenas. Cada
laboratório deve estabelecer os seus
próprios pontos de referência.
Amostras séricas de pacientes com
hipertireoidismo não tratado e
hipotireoidismo primário não tratado foram
também foram ensaiadas pelo método
TSH IRMA Coat-A-Count, com os
seguintes resultados, em µIU/ml.
Grupo de
Referência
Características do Ensaio
Ver tabelas e gráficos para dados
representativos da performance do kit de
TSH IRMA Coat-A-Count. O resultado de
TSH nas secções abaixo estão
apresentados em µIU/mL.
Calibração: 0,15 – 60 µIU/mL
Faixa
Absoluta
Mediana
n
Sensibilidade Analítica: 0,03 µIU/mL
Hipertireoideano
< 0,15
ND
61
Hipotireoideano
5,7 – 150
49
77
Precisão Intra-ensaio (entre ensaios):
Estatísticas foram calculadas para cada 7
amostras, a partir dos resultados de 20
pares de tubos em um único ensaio.
(Consulte a tabela “Precisão Intraensaio”.)
ND: significa não detectável
A tabela mostra que o procedimento TSH
IRMA Coat-A-Count obtém um boa
separação entre pacientes com franco
hipertireoidismo não tratado, ou
hipotireoidismo, e por outro lado, e
indivíduos com disfunção tireóideana
desconhecida. Deve-se lembrar,
entretanto, que o hipertireoidismos e o
hipotireoidismo são condições graduais;
isto implica que nem todos pacientes
nesta categoria de doença pode-se
esperar ter níveis de TSH tão extremos
quanto aqueles indicados na tabela
acima. Ao contrário, especialmente em
hospitais, pacientes sem disfunção
conhecida da tireóide pode exibir níveis
de TSH fora da faixa de referência como
consequência de doença não tireoideana
ou tratamento com glicocorticóides,
17
dopamina ou outras drogas.
46
Precisão Inter-ensaio (ensaio a ensaio):
Estatísticas foram calculadas para cada 7
amostras, a partir dos resultados de pares
de tubos em 20 ensaios diferentes
(Consulte tabela “Precisão Inter-ensaio”.)
Efeito fim-de-série: Nenhum até
aproximadamente 350 tubos. (Ver tabela
“Efeito fim-de-série”.)
Especificidade: Os anticorpos do TSH
IRMA Coat-A-Count são altamente
específicos para o TSH, com uma
reactividade cruzada extremamente baixa
a outros hormónios glicoprotéicos, tais
como FSH, LH e HCG.
Três amostras de pacientes contendo
níveis elevados de TSH foram misturadas
com diferentes quantidades de FSH, LH
ou HCG. As amostras puras e misturadas
foram então ensaiadas pelo método TSH
IRMA Coat-A-Count. A tabela mostra que
os resultados de TSH IRMA Coat-A-Count
são essencialmente inalterados pela
grande variação nas concentração dos
compostos testados. (Ver tabela de
“Especificidade”).
ensaiada pelo procedimento TSH IRMA
Coat-A-Count. Os valores de TSH
observados e esperados estão tabulados
em µIU/mL (o factor para corrigir o volume
de reconstituição está tabulado abaixo).
Os resultados indicam que variações na
proteína não possui efeito clinicamente
significante no ensaio de TSH IRMA CoatA-Count. (Ver tabela “Efeito de Proteína”).
Linearidade: As amostras foram
doseadas sob várias diluições (Consulte a
tabela “Linearidade” para dados
representativos.)
Comparação do Método: O
procedimento de TSH Irma Coat-A-Count
foi comparado ao ensaio de TSH 3a
Geração IMMULITE em 107 amostras de
pacientes, com valores de TSH na faixa
de aproximadamente 0,29 a 19,3 µIU/mL.
(Ver gráfico “Comparação Métodos”).
Regressão linear:
Recuperação: Amostras foram
misturadas em 1 para 19 com quatro
soluções de TSH (23, 139, 274 e
810 µIU/mL) e foram todas ensaiadas.
(Ver tabela de Recuperação para dados
representativos.)
Bilirrubina: A presença de bilirrubina em
concentrações até 200 mg/L não tem
efeito em resultados, dentro da precisão
do ensaio.
Hemólise: A Presença de eritrocitos em
concentrações até 30 µL/mL não tem
efeito no resultado, dentro da precisão do
ensaio.
Tipo de amostra alternativa: Para
determinar o efeito de amostras
alternatives, foi colhido sangue de 48
voluntários em tubos secos, com EDTA,
®
heparinizados e tubos de vacum SST da
Becton Dickinson. Todas as amostras
foram ensaiadas pelo método Coat-ACount TSH IRMA, com os seguintes
resultados.
(Heparina) = 1,03 (Soro) – 0,04 µIU/mL
r = 0,985
(EDTA) = 0,99 (Soro) + 0,02 µIU/mL
r = 0.986
(SST Tubes) = 1,01 (tubos simples) –
0,02 µIU/mL
r = 0,989
Médias:
2,10 µIU/mL (Soro)
2,13 µIU/mL (Heparina)
2,11 µIU/mL (EDTA)
2,11 µIU/mL (SST)
Efeito de Proteína: Para simular várias
concentrações de proteína, foram
realizados experimentos no qual aliquotas
de 6 mL de 3 pools de soro foram
liofilizados e posteriormente reconstituídos
com vários volumes de água (4,0, 6,0 e
9,0 mL). Cada aliquota reconstituída foi
(CAC IRMA) = 1,05 (IMMULITE) – 0,13 µIU/mL
r = 0,998
Médias:
2,83 µIU/mL (Coat-A-Count IRMA)
2,81 µIU/mL (IMMULITE)
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Nacional.
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Diagnostics Inc. está registado sob a norma ISO
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associated component sizes and radioactivity
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Provided section, added FDR catalog number
for foam decanting rack; removed “available
from Siemens” claim for graph paper ZP43L,
47
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Symbol Definition
En: In vitro diagnostic medical
device
De: Medizinisches Gerät zur
In-vitro Diagnose
Es: Dispositivo médico para
diagnóstico in vitro
Fr: Dispositif médical de
diagnostic in vitro
It: Dispositivo medico per
diagnostica in vitro
Pt: Dispositivo médico para
diagnóstico in vitro
En: Catalog Number
De: Katalog-Nummer
Es: Número de referencia
Fr: Numéro de référence
catalogue
It: Numero catalogo
Pt: Número de catálogo
En: Manufacturer
De: Hersteller
Es: Fabricante
Fr: Fabricant
It: Produttore
Pt: Fabricante
Symbol Definition
En: Authorized Representative in
the European Community
De: Autorisierte Vertretung in der
Europäischen Union
Es: Representante autorizado en
la Unión Europea
Fr: Représentant agréé pour
l’Union européenne
It: Rappresentante autorizzato
nella Comunità europea
Pt: Representante Autorizado na
Comunidade Europeia
En: CE Mark
De: CE-Kennzeichen
Es: Símbolo de la CE
Fr: Marque CE
It: Marchio CE
Pt: Marca CE
En: CE Mark with identification
number of notified body
De: CE-Kennzeichen
Identifikationsnummer der
benannten Stelle
Es: Marca de la CE con número
de identificación del organismo
notificado
Fr: Marque CE avec numéro
d’identification du corps notifié
It: Marchio CE con numero
identificativo dell'ente notificato
Pt: Marca CE, com número de
identificação do órgão notificado
En: Consult instructions for use
De: Bedienungshinweise
beachten
Es: Consulte las instrucciones de
uso
Fr: Consulter le mode d’emploi
It: Consultare le istruzioni per
l'uso
Pt: Consulte as instruções de
utilização
En: Caution! Potential Biohazard
De: Vorsicht! Biologisches
Risikomaterial
Es: ¡Precaución! Peligro Biológico
Potencial
Fr: Avertissement ! Risque
biologique potentiel
It: Attenzione! Potenziale Pericolo
Biologico
Pt: Precaução! Potenciais Riscos
Biológicos
En: Radioactive Materials
De: Radioaktives Material
Es: Materiales radiactivos
Fr: Matériaux radioactifs
It: Materiali radioattivi
Pt: Materiais Radioactivos
48
Symbol Definition
En: Caution
De: Vorsicht
Es: Precaución
Fr: Avertissement
It: Attenzione
Pt: Precaução
LOT
En: Temperature limitation
(2–8°C)
De: Temperaturgrenze (2–8°C)
Es: Limitación de la temperatura
(2–8°C)
Fr: Limites de température
(2–8°C)
It: Limiti di temperatura (2–8°C)
Pt: Limites de temperatura
(2–8°C)
En: Upper limit of temperature
(≤ -20°C)
De: Obere Temperaturgrenze
(≤ -20°C)
Es: Limitación superior de la
temperatura (≤ -20°C)
Fr: Limite supérieure de
température (≤ -20°C)
It: Limite superiore di temperatura
(≤ -20°C)
Pt: Limite máximo de temperatura
(≤ -20°C)
En: Lower limit of temperature
(≥2°C)
De: Mindesttemperatur (≥2°C)
Es: Temperatura maxima (≥2°C)
Fr: Limite inférieure de
température (≥2°C)
It: Limite inferiore di temperature
(≥2°C)
Pt: Limite inferior de temperatura
(≥2°C)
En: Do not freeze (> 0°C)
De: Nicht einfrieren (> 0°C)
Es: No congelar (> 0°C)
Fr: Ne pas congeler (> 0°C)
It: Non congelare (> 0°C)
Pt: Não congele (> 0°C)
En: Keep away from sunlight
De: Vor Sonneneinstrahlung
schützen
Es: Mantener protegido de la luz
solar
Fr: Maintenir hors de portée de la
lumière du soleil
It: Non esporre alla luce del sole
Pt: Manter protegido da luz solar
Symbol Definition
En: Batch code
De: Chargenbezeichnung
Es: Código de lote
Fr: Numéro de code du lot
It: Codice lotto
Pt: Código de lote
En: Contains sufficient for (n)
tests
De: Es reicht für (n) tests
Es: Contiene material para (n)
pruebas
Fr: Suffisant pour (n) tests
It: Contiene materiale sufficiente
per (n) test
Pt: Contém o suficiente para (n)
testes
2008-01
En: Date format (year-month)
De: Datumsformat (Jahr-Monat)
Es: Formato de fecha (año-mes)
Fr: Format de la date
(année-mois)
It: Formato data (anno-mese)
Pt: Formato de data (ano-mês)
En: Use by
De: Verwendbar bis
Es: Fecha de caducidad
Fr: A utiliser avant
It: Usare entro
Pt: Use até
En: Harmful
De: Gesundheitsschädlich
Es: Nocivo
Fr: Nocif
It: Nocivo
Pt: Nocivo
En: Corrosive
De: Ätzend
Es: Corrosivo
Fr: Corrosif
It: Corrosivo
Pt: Corrosivo
En: Toxic
De: Giftig
Es: Tóxico
Fr: Toxique
It: Tossico
Pt: Tóxico
En: Dangerous for the
environment
De: Umweltgefährlich
Es: Peligroso para el medio
ambiente
Fr: Dangereux pour
l'environnement
It: Pericoloso per l'ambiente
Pt: Perigoso para o ambiente
49

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