HCG IRMA - Meditecno

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HCG IRMA
®
Coat-A-Count HCG IRMA
English
Intended Use: Coat-A-Count HCG IRMA
is an immunoradiometric assay designed
for the quantitative and qualitative
measurement of human chorionic
gonadotropin (HCG) in serum and plasma.
It is intended strictly for in vitro diagnostic
use by professional laboratory personnel
as an aid in the detection of pregnancy.
Catalog Numbers: IKCG1 (100 tubes)
The 100-tube kit contains less
than 20 microcuries
(740 kilobecquerels) of
125
radioactive I polyclonal anti-HCG.
Summary and Explanation of
the Test
Human chorionic gonadotropin (HCG) is a
two-chain glycoprotein hormone (MW ≈
37,000) normally found in blood and urine
only during pregnancy. It is secreted by
placental tissue, beginning with the
primitive trophoblast, almost from the time
of implantation, and serves to support the
corpus luteum during the early weeks of
pregnancy. HCG or HCG-like material is
also produced by a wide variety of
trophoblastic and nontrophoblastic
4,9,10,16
Its measurement, by
neoplasia.
assay systems of suitable sensitivity and
specificity, has proved of great value in the
detection and management of pregnancy.
According to the literature, HCG normally
reaches levels of approximately
2,000 mIU/mL one month after
2,3,10,11
A peak of 50,000 or
conception.
even 100,000 mIU/mL is attained in the
third month, after which a gradual decline
sets in. Following delivery, the HCG level
normally undergoes rapid descent,
reaching nonpregnant concentrations
(usually less than 5 mIU/mL) some two
10
weeks later. Ectopic pregnancies and
pregnancies terminating in spontaneous
abortion tend to have lower than normal
values, while somewhat higher values are
often seen in multiple pregnancies.
The qualitative procedure represents a
simplification of the quantitative
procedure, in that a single reference point
2
is used instead of a full calibration curve. It
allows for determining whether a serum
sample has an HCG concentration above
or below 25 mIU/mL, within the precision
of the assay. Concentrations above this
cutoff may be considered positive for
pregnancy providing other causes of high
HCG levels have been ruled out, viz.
trophoblastic and nontrophoblastic
4,9,10,16
Concentrations below this
neoplasia.
cutoff are to be expected for samples from
individuals who are not pregnant, as well
as those in such an early stage of
pregnancy that the HCG concentration
has not yet reached the decision level set
for the procedure. Assaying another
sample collected two or more days later
should settle the matter, since in early
pregnancy the HCG level can be expected
11
to double in approximately this time. It
may also be of interest to reassay the
original specimen by the quantitative
procedure in order to pinpoint its HCG
concentration more exactly.
Principle of the Procedure
Coat-A-Count HCG IRMA is a solid-phase
immunoradiometric assay. The assay
125
utilizes a I-labeled anti-HCG polyclonal
antibody in liquid phase, and a
monoclonal anti-HCG antibody
immobilized to the wall of a polystyrene
tube.
In the procedure:
HCG is captured between the polyclonal
tracer and monoclonal antibodies coated
to the tube.
Unbound polyclonal tracer is removed by
decanting and washing the tube.
The tube is counted in a gamma counter
for one minute. The concentration of HCG
in the patient sample is directly
proportional to the number of counts per
minute. HCG concentration is determined
by comparing the number of counts with
those obtained from the set of calibrators
provided.
Reagents to Pipet: 2
Total Incubation Time: 1 Hour (on a rack
shaker)
Coat-A-Count HCG IRMA (PIIKCG-9, 2010-11-01)
Total Counts at Iodination:
approximately 300,000 cpm
Warnings and Precautions
For in vitro diagnostic use.
Reagents: Store at 2–8°C in a refrigerator
designated for incoming radioactive
materials. Dispose of in accordance with
applicable laws.
Do not use reagents beyond their
expiration dates.
Some components supplied in this kit may
contain human source material and/or
other potentially hazardous ingredients
which necessitate certain precautions.
Follow universal precautions, and handle
all components as if capable of
transmitting infectious agents. Source
materials derived from human blood were
tested and found nonreactive for syphilis;
for antibodies to HIV 1 and 2; for hepatitis
B surface antigen; and for antibodies to
hepatitis C.
Sodium azide, at concentrations less than
0.1 g/dL, has been added as a
preservative. On disposal, flush with large
volumes of water to prevent the buildup of
potentially explosive metal azides in lead
and copper plumbing.
Water: Use distilled or deionized water.
Radioactivity
A copy of any radioisotope license
certificate (Specific or General) issued to a
US customer must be on file with Siemens
Healthcare Diagnostics before kits or
components containing radioactive
material can be shipped. These
radioactive materials may be acquired by
any customer with the appropriate Specific
license. Under a General license these
radioactive materials may be acquired
only by physicians, veterinarians in the
practice of veterinary medicine, clinical
laboratories and hospitals — and strictly
for in vitro clinical or laboratory tests not
involving external or internal
administration of the radioactive material
or its radiation to human beings or other
animals. Its acquisition, receipt, storage,
use, transfer and disposal are all subject
to the regulations and a (General or
Specific) license of the U.S. Nuclear
Regulatory Commission or a State with
which the NRC has entered into an
agreement for the exercise of regulatory
control.
Handle radioactive materials according to
the requirements of your General or
Specific license. To minimize exposure to
radiation, the user should adhere to
guidelines set forth in the National Bureau
of Standards publication on the Safe
Handling of Radioactive Materials
(Handbook No. 92, issued March 9, 1964)
and in subsequent publications issued by
State and Federal authorities.
Wipe up spills promptly and
decontaminate affected surfaces. Avoid
generation of aerosols. Dispose of solid
radioactive waste according to license
requirements. General licensees (holders
of NRC Form 483) may dispose of solid
radioactive waste as nonradioactive
waste, after removing labeling. Specific
licensees (NRC Form 313) should refer to
Title 10, Code of Federal Regulations,
Part 20. Licensees in Agreement States
should refer to the appropriate regulations
of their own state. General licensees may
dispose of liquid radioactive waste of the
type contained in this product through a
laboratory sink drain. Licensees must
remove or deface labels from empty
containers of radioactive materials before
disposal of solid waste. Specific licensees
may dispose of small quantities of liquid
radioactive waste of the type used in this
product through a laboratory sink drain.
Refer to the appropriate regulations
applicable to your laboratory.
Materials Supplied – Initial
Preparation
HCG Ab-Coated Tubes (ICG1)
Polystyrene tubes coated with anti-HCG
murine monoclonal antibodies and
packaged in zip-lock bags. Store
refrigerated and protected from moisture,
carefully resealing the bags after opening.
Stable at 2–8°C until the expiration date
marked on the bag.
IKCG1: 100 tubes.
125
I HCG Ab (ICG2)
Iodinated anti-HCG polyclonal antibody in
liquid form, ready to use. Each vial
contains 5.5 mL. Stable at 2–8°C for
30 days after opening, or until the
expiration date marked on the label.
IKCG1: 2 vials.
3
HCG Calibrators (CGI3–9)
Seven vials, labeled A through G, of HCG
calibrators in a HCG-free human-serum
matrix, with preservative. The calibrators
are supplied lyophilized. At least 30
minutes before use, reconstitute the zero
calibrator A with 10 mL distilled or
deionized water, the calibrator C with
5 mL, and the remaining calibrators B and
D through G with 2 mL each. (See the
table below.) Use volumetric pipets and
mix by gentle swirling or inversion. Stable
at 2–8°C for 30 days after reconstitution or
–20°C for 6 months (aliquotted).
IKCG1: 1 set.
Calibrator Vial
Reconstitution Volume
Calibrator A
10.0 mL
Calibrator B
2.0 mL
Calibrator C
5.0 mL
Calibrators D – G
2.0 mL
The calibrators are standardized against
(but not prepared from) the World Health
Organization's Third International
Standard for HCG Immunoassay, number
75/537. In terms of this standard, the
calibrators represent 0, 5, 25, 50, 100, 250
and 500 milli-International Units of HCG
per milliliter (mIU/mL, 3rd IS 75/537). The
calibrator values in terms of the World
Health Organization's Second
International Standard for HCG, number
61/6, are identical. Intermediate calibration
points may be obtained by mixing
calibrators in suitable proportions. Note
that the Coat-A-Count HCG IRMA
calibrators are not interchangeable with
those supplied in Double Antibody HCG
kit. The 25 mIU/mL calibrator (Calibrator
C) serves as the positive reference in the
qualitative procedure. Other calibrators
supplied with this kit can be used as
controls in this context.
HCG Assay Buffer (CGAB)
11 mL of buffered diluent. Stable at 2–8°C
for 30 days after opening, or until the
expiration date marked on the label.
IKCG1: 1 vial.
Buffered Wash Solution Concentrate
(2TSBW)
Concentrated buffered saline solution,
with surfactants and sodium azide as a
preservative. Using a transfer container,
4
dilute the contents of each vial with
600 mL distilled water, for a total volume
of 660 mL. Store refrigerated: stable at
2–8°C for 6 months after preparation.
IKCG1: 1 vial × 60 mL.
Materials Required But Not
Provided
Gamma counter — compatible with
standard 12x75 mm tubes
Rack shaker — set at approximately 200
strokes per minute.
Reagent Preparation
Pipets: 2.0 mL, 5.0 mL and 10.0 mL
Distilled or deionized water
Graduated cylinder — for dispensing
600 mL
Plastic storage container with lid — for
preparation and storage of Buffered Wash
Solution
Immunoassay
Micropipet: 100 µL.
Dispenser — for delivering 2.0 mL of
Buffered Wash Solution.
Foam decanting rack — available from
Siemens Healthcare Diagnostics (catalog
number: FDR).
3-cycle log-log graph paper
A tri-level, human serum-based
immunoassay control, containing HCG as
one of 25 assayed constituents, is
available from Siemens Healthcare
Diagnostics (catalog number: CON6).
Specimen Collection
The patient need not be fasting, and no
special preparations are necessary.
19
Collect blood by venipuncture into plain,
heparinized, or EDTA vacutainer tubes,
noting the time of collection.
The use of an ultracentrifuge is
recommended to clear lipemic samples.
Hemolyzed samples may indicate
mistreatment of a specimen before receipt
by the laboratory; hence the results should
be interpreted with caution.
Blood collection tubes from different
manufacturers may yield differing values,
depending on materials and additives,
including gel or physical barriers, clot
activators and/or anticoagulants. Coat-ACoat-A-Count HCG IRMA (PIIKCG-9, 2010-11-01)
Count HCG IRMA has not been tested
with all possible variations of tube types.
Consult the section on Alternate Sample
Types for details on tubes that have been
tested.
Volume Required: 100 µL of serum or
plasma per tube.
Storage: 2–8°C for 7 days, or for up to
2 months at –20°C.
Before assay, allow the samples to come
to room temperature (15–28°C) and mix
by gentle swirling or inversion. Aliquot, if
necessary, to avoid repeated thawing and
freezing. Do not attempt to thaw frozen
specimens by heating them in a water
bath.
Dilutions: The quantitative procedure has
a range of up to 500 mIU/mL, but patient
levels up to 100,000 mIU/mL or more may
be encountered in the course of normal
pregnancy. Normal pregnancy samples,
even those reaching first trimester peak
values, will yield counts per minute greater
than the counts of the highest calibrator, if
assayed without dilution.
Pipetting: Care must be taken in
preparing dilutions and in pipetting
samples to avoid errors due to carryover.
It is important to use a disposable-tip
micropipet, changing the tip between
samples, to avoid carryover
contamination. Positive displacement
pipets and automatic pipettor-diluters
should be used only if the possibility of
carryover has been evaluated and found
to be insignificant.
Pipet all samples and reagents directly to
the bottom. All samples, including the
calibrators and controls, should be
assayed in duplicate. Inspect the results
for agreement within tube pairs. Pairs of
control tubes may be spaced throughout
the run to help verify the absence of
significant drift.
Quantitative Procedure
All components must be at room
temperature (15–28°C) before use.
1
Samples expected to have high levels,
including those from molar
4,9,10,16
must be suitably
pregnancies,
diluted with the zero calibrator before
assay.
Label fourteen HCG Ab-Coated Tubes
A (nonspecific binding) and B through
G ("maximum binding") in duplicate.
Label additional HCG Ab-Coated
Tubes, also in duplicate, for controls
and patient samples.
Optionally, label two plain (uncoated)
12×75 mm polystyrene tubes T (total
counts) in duplicate, and set them
aside until step 6.
To avoid delays caused by having to
reassay samples "off the curve," some
laboratories may wish to make a practice
of setting up a series of 1-in-10 dilutions
on every sample. Assaying samples
undiluted, at 1-in-10 and 1-in-100 will in
most cases bring the sample
concentrations within assay range; an
additional 1-in-1,000 dilution can be
prepared for samples expected to be in
excess of 100,000 mIU/mL.
Calibrator
HCG mIU/mL
3rd IS 75/537
HCG mIU/mL
2nd IS 61/6
—
T*
—
A (NSB)
0
0
B
5
5
C
25
25
D
50
50
E
100
100
F
250
250
G ("MB")
500
500
* Optional
2
Pipet 100 µL of each calibrator,
control and patient sample into the
tubes prepared.
Pipet directly to the bottom. Patient
samples expected to contain HCG
levels greater than 500 mIU/mL
should be suitably diluted with the
zero calibrator before assay. Use a
5
disposable-tip micropipet, changing
the tip between samples to avoid
errors due to carryover. Positivedisplacement pipets and automatic
pipettor-diluters should be used only if
the possibility of carryover has been
evaluated and found to be
insignificant.
3
Shake for 30 minutes on a rack
shaker.
For the Qualitative Procedure, 15
minutes is sufficient.
5
Decant and drain thoroughly. Add
2.0 mL of Buffered Wash Solution to
each tube. Wait 1 to 2 minutes, then
decant and drain thoroughly.
Removing all visible moisture will
greatly enhance precision. After the
wash, decant the contents of all tubes
using a foam decanting rack. Then
strike the tubes sharply on absorbant
paper to shake off all residual
droplets.
6
Add 100 µL of
tube.
125
Shake for 30 minutes on a rack
shaker.
For the Qualitative Procedure, 15
minutes is sufficient.
8
Decant and drain thoroughly. Add
2.0 mL of Buffered Wash Solution to
each tube. Wait 1 to 2 minutes, then
decant and drain thoroughly. Again
add 2.0 mL Buffered Wash Solution,
wait 1 to 2 minutes, and decant
thoroughly.
Removing all visible moisture will
greatly enhance precision. After the
second wash, decant the contents of
all tubes (except the T tubes) using a
foam decanting rack, and allow them
to drain for 2 or 3 minutes. Then strike
6
Count for 1 minute in a gamma
counter.
In multi-head gamma counters, the
(optional) Total Counts tubes should
be separated from the remaining
assay tubes by at least one space, to
minimize the possibility of spillover.
Qualitative Procedure
The Qualitative Procedure represents a
simplification of the Quantitative
Procedure in that a single reference point
is used instead of a full calibration curve. It
allows for determining whether a serum or
plasma sample has an HCG concentration
above or below 25 mIU/mL, within
precision of the assay. Samples expected
to have high HCG levels should be
assayed under appropriate dilutions by the
full Quantitative Procedure described
above.
1
Label two HCG Ab-Coated Tubes C,
for the 25 mIU/mL positive reference.
Label additional HCG Ab-Coated
Tubes, also in duplicate, for controls
and patient samples. Optionally, label
two plain (uncoated) 12×75 mm
polystyrene tubes T (total counts).
I HCG Ab to every
No more than 10 minutes should
elapse during the dispensing of the
tracer. Set the (optional) T tubes aside
for counting at step 9; they require no
further processing.
7
9
Add 100 µL of HCG Assay Buffer to
every tube.
Pipet directly to the bottom. A
repeating dispenser is recommended
for this step, and for the addition of
tracer at step 6.
4
the tubes sharply on absorbant paper
to shake off all residual droplets.
Calibrator
HCG mIU/mL
3rd IS 75/537
HCG mIU/mL
2nd IS 61/6
T*
—
—
C (Reference)
25
25
* Optional
Now continue as in the Quantitative
Procedure described above (steps 2
through 9). The incubation time at steps 4
and 7 can be reduced to 15 minutes.
Calculations and Quality
Control
Quantitative Procedure
To calculate HCG concentrations from a
log-log representation of the calibration
curve, first correct the counts per minute
(CPM) of each pair of tubes by subtracting
the average CPM of the nonspecific
binding tubes (calibrator A):
Net Counts = (Average CPM) minus (Average
NSB CPM)
Then determine percent binding (relative
to that of the highest calibrator) – here
called "%B/MB" – of each pair of tubes as
a percent of "maximum binding," with the
NSB-corrected counts of the highest
calibrator taken as 100%:
Percent Bound = (Net Counts / Net MB Counts)
× 100
Using 3-cycle log-log graph paper, plot
Percent Bound versus Concentration for
each of the nonzero calibrators, and draw
a curve approximating the path of these
points. (Connect the calibration points with
arcs or straight line segments. Do not
attempt to fit a single straight line to the
data.) HCG concentrations for controls
and unknowns within range of the nonzero
calibrators may then be estimated from
the calibration curve by interpolation. An
additional plot of Percent Bound versus
Concentration for the three or four lowest
calibrators on linear-linear graph paper
may be used for interpolation near zero
dose.
Comments: Although other approaches
are acceptable, data reduction by the
method just described has certain
advantages from the standpoint of quality
control. In particular, it yields a calibration
curve that is relatively linear in both log-log
and linear-linear representations, and
relatively stable from assay to assay. It
also yields valuable QC parameters,
namely, Percent Bound (%B/MB) values
for the nonzero calibrators. A still more
informative graph, conveying a sense of
within-assay reproducibility as a function
of concentration, can be obtained by
plotting the Percent Bound values of
individual calibrator tubes directly, i.e.
without first averaging the CPM of
replicates.
Alternatives: Although Percent Bound
can be calculated directly from Average
CPM, correction for nonspecific binding
usually produces a calibration curve that is
more nearly linear throughout its range. A
calibration curve can also be constructed
by plotting CPM or Average CPM directly
against Concentration on either log-log or
linear-linear graph paper. (Semi-log graph
paper should not be used.) This approach
has the virtue of simplicity, but is less
desirable from the standpoint of quality
control.
Computerized Data Reduction: "Pointto-point" methods, including linear and
cubic spline fits, are suitable; but since
they provide little assistance in monitoring
the integrity of an assay, it is important to
prepare the recommended log-log plot of
the calibration curve, either manually or by
computer, as a quality control step. Data
reduction techniques based on the logistic
model may also be applicable. Within this
family, curve fitting routines based on the
4- or 5-parameter logistic are the most
suitable candidates. However, some
algorithms currently in use may not
converge successfully, even when the
logistic model is true to the data. If a
logistic method is adopted, it is essential
to verify its appropriateness for each day's
assay by monitoring the backcalculation of
the calibrators, and other parameters. In
addition, a plot of the calibration curve in a
log-log representation is highly
recommended, as this is more informative
than the conventional semi-log plot.
Sample Handling: The instructions for
handling and storing patient samples and
components should be carefully observed.
Dilute patient samples expected to contain
HCG concentrations greater than the
highest calibrator (500 mIU/mL) with the
zero calibrator before assay. All samples,
including the calibrators and controls,
should be assayed at least in duplicate. It
is important to use a disposable-tip
micropipet, changing the tip between
samples, to avoid carryover
contamination. Positive-displacement
pipets and automatic pipettor-diluters
should be used only if the possibility of
carryover has been evaluated and found
to be insignificant. Pairs of control tubes
may be spaced throughout the assay to
help verify the absence of significant drift.
Inspect the results for agreement within
tube pairs.
Gamma Counter: To minimize the
possibility of spillover in multi-well gamma
counters, the optional total counts tubes
(T) should be separated by one or more
spaces from the other assay tubes.
Alternatively, add only 25 µL of the tracer
to each of the T tubes at step 6, and
multiply the observed counts per minute in
these tubes by 4.
Controls: Controls or patient serum or
plasma pools with at least two HCG
concentration levels (low and high) should
7
routinely be assayed as unknowns, and
the results charted from day to day as
described in Westgard JO, et al. A multirule chart for quality control. Clin Chem
1981; 27:493-501. Repeat samples are a
valuable additional tool for monitoring
interassay precision.
QC Parameters: We recommend keeping
track of these performance measures:
T = Total Counts (as counts per minute)
%NSB = 100 × (Average NSB Counts / Total
Counts)
%MB = 100 × (Net MB Counts / Total Counts)
And the Percent Bound ("%B/MB") values
of all but the highest of the nonzero
calibrators, for example:
%C/MB = 100 × (Net Calibrator "C" Counts / Net
MB Counts)
Record Keeping: It is good laboratory
practice to record for each assay the lot
numbers of the components used, as well
as the dates when they were first
reconstituted or opened.
Further Reading: See Dudley RA, et al.
Guidelines for immunoassay data
reduction. Clin Chem 1985;31:1264-71.
Example Run, Quantitative Procedure:
For illustration only, not for calculating
results from another run. (See "Example
Run, Quantitative Procedure" table.)
Qualitative Procedure
If the (average) counts per minute for the
patient sample tubes are lower than the
(average) counts per minute of the C
calibrator, then the sample contains less
than 25 mIU/mL HCG, within the precision
of the assay. If the patient sample counts
are higher than those of the C calibrator,
then the sample contains more than
25 mIU/mL HCG, within the precision of
the assay.
Relation to Pregnancy: Concentrations
above the 25 mIU/mL cutoff may be
considered positive for pregnancy
providing other causes of high HCG levels
have been ruled out, e.g. trophoblastic
and nontrophoblastic neoplasia, recent
pregnancy or spontaneous abortion, and
4,9,10,16
Concentrations below the
so on.
25 mIU/mL cutoff are to be expected for
samples from healthy males and
nonpregnant females. (See Expected
Values below.) Concentrations below
8
25 mIU/mL are also to be expected for
samples from women in such an early
stage of pregnancy that the HCG
concentration has not yet risen to the
decision level set for the qualitative
procedure. Assaying another sample
collected two or more days later should
settle the matter, since in early pregnancy
the HCG level can be expected to double
11
in approximately this time.
Quality Control: Inspect the counts per
minute of all samples for agreement within
tube pairs. Controls, or patient (serum or
plasma) pools, with HCG concentrations
above and below that of the 25 mIU/mL
reference (calibrator C) should routinely
be assayed as unknowns. Other
calibrators supplied with the kit –
specifically, the 5 and 50 mIU/mL
calibrators (B, D) – can be processed as
additional controls. We recommend
keeping track of the counts per minute of
the reference (calibrator C) and the
controls as a percent of total counts, e.g.
%C/T = 100 × (Average Counts of Calibrator
"C" / Average Total Counts)
A regular practice of determining
intraassay means and CVs, based on
counts, for several replicates each of a low
control, a high control and calibrator C
could further assist in monitoring the
day-to-day integrity of the assay.
Example Run: For illustration only, not for
calculating results from another run. (See
"Example Run, Qualitative Procedure"
table.)
Expected Values
Serum samples from 47 healthy males
and 38 non-pregnant females were
analyzed by the Coat-A-Count HCG IRMA
procedure with the following results:
95% of the male values were less than
1.0 mIU/mL
90% of the female values were less than
3 mIU/mL
100% of all values (male and female) were
5 mIU/mL or less
The results are consistent with an upper
limit of normal of about 5 mIU/mL in the
absence of pregnancy. However,
laboratories should consider these results
as guidelines only.
In another study, 286 serum samples from
women of known gestational age were
assayed by the Coat-A-Count HCG IRMA
procedure. The gestational age was
classified by weeks after the first day of
the last menstrual period (LMP). Results
are as follows:
Median
Absolute Range
95% Range
4 weeks After LMP (n=5)
291
196 – 3,537
5 Weeks After LMP (n=12)
4,117
1,026 – 30,964
6 Weeks After LMP (n=23)
18,897
4,250 – 81,172
7 – 8 Weeks After LMP (n=40)
54,266
6,002 – 114,430
48,841
18,344 – 98,807
11 – 14 weeks After LMP (n=52)
50,841
21,874 – 120,766
15 – 22 weeks After LMP (n=67)
16,418
4,106 – 57,393
11,872
2,468 – 36,142
Serial samples from women in the first 2 to
5 weeks of pregnancy showed doubling
times for HCG concentrations ranging
from 1.5 to 3 days, with a mean doubling
time of 2.2 days.
Consider these limits as guidelines only.
Each laboratory should establish its own
reference ranges.
Performance Data
The following sections contain data
representative of the Coat-A-Count HCG
IRMA kit's performance. In the sections
below, HCG results are expressed as
milli-International Units of HCG per
milliliter (mIU/mL).
Calibration Range: Up to 500 mIU/mL
(3rd IS 75/537 and 2nd IS 61/6).
Standardization: The assay has a
calibration range of 5 to 500 mIU/mL in the
quantitative procedure. The 25 mIU/mL
calibrator serves as the positive reference
in the qualitative procedure. The assay is
standardized in terms of the World Health
Standard for HCG (3rd IS 75/537), and
also in terms of the Second International
Standard for HCG (2nd IS 61/6).
Analytical Sensitivity: 0.3 mIU/mL.
High-dose Hook Effect: None up to
1,000,000 mIU/mL.
Intraassay Precision (Within-Run):
Statistics were calculated for samples
from the results of 20 pairs of tubes in a
single assay. (See "Intraassay Precision"
table.)
Interassay Precision (Run-to-Run):
Statistics were calculated for samples
from the results of pairs of tubes in 20
different assays. (See "Interassay
Precision" table.)
End-of-Run Effect: None up to
approximately 350 tubes. (See "End-ofRun Effect" table.)
Linearity: Samples were assayed under
various dilutions. (See "Linearity" table for
representative data.)
Recovery: Samples spiked 1 to 19 with
three HCG solutions (200, 1,000, and
5,000 mIU/mL) were assayed. (See
"Recovery" table for representative data.)
Specificity: The antibody used in the
Coat-A-Count HCG IRMA procedure is
highly specific for intact HCG, with low
crossreactivity to other glycoprotein
hormones present in patient samples. A
patient specimen containing 23.3 mIU/mL
HCG was spiked with different amounts of
FSH, LH and TSH. The sample was
assayed both spiked and unspiked by the
Coat-A-Count HCG IRMA procedure. (See
"Specificity 1" table.)
The alpha and beta subunits of HCG were
also studied. HCG β-subunit (WHO
75/551), was spiked into the Coat-A-Count
HCG IRMA zero calibrator. (See
"Specificity 2" table.)
HCG α-subunit (WHO 75/569), was
spiked into the Coat-A-Count HCG IRMA
zero calibrator. (See "Specificity 3" table.)
Bilirubin: Presence of bilirubin in
concentrations up to 200 mg/L has no
effect on results, within the precision of the
assay.
Hemolysis: Presence of packed red blood
cells in concentrations up to 30 µL/mL has
9
no effect on results, within the precision of
the assay.
Alternate Sample Type: To assess the
effect of alternate sample types, blood
was collected from 20 volunteers into
plain, heparinized, EDTA and Becton
®
Dickinson SST vacutainer tubes. All
samples were assayed by the Coat-ACount HCG IRMA procedure, with the
following results.
(EDTA) = 1.00 (Serum) – 0.5 mIU/mL
r = 0.996
(Heparin) = 1.04 (Serum) + 0.3 mIU/mL
r = 0.994
(SST) = 0.98 (Plain tubes) + 1.65 mIU/mL
r = 0.993
Means:
101 mIU/mL (Serum)
106 mIU/mL (Heparin)
101 mIU/mL (EDTA)
101 mIU/mL (SST)
Method Comparison: The Coat-A-Count
HCG IRMA procedure was compared to
another immunoradiometric assay for
HCG (Kit A) and also to an HCG
radioimmunoassay (Kit B) on 48 patient
samples. The samples had HCG levels
ranging from 5 to 500 mIU/mL. Linear
regression analysis yielded the following
statistics.
(CAC IRMA) = 1.19 (Kit A) + 0.9 mIU/mL
r = 0.998
Means:
217 mIU/mL (Coat-A-Count IRMA)
182 mIU/mL (Kit A)
(CAC IRMA) = 1.25 (Kit B) – 24.4 mIU/mL
r = 0.983
Means:
193 mIU/mL (Kit B)
References
1) Bangham DR, Storring PL. Standardisation of
human chorionic gonadotropin, HCG subunits,
and pregnancy tests. Lancet 1982;1:390. 2)
Batzer F. Hormonal evaluation of early
pregnancy. Fertil Steril 1980;34:1-12. 3)
Braunstein GD, et al. First-trimester chorionic
gonadotropin measurements as an aid in the
diagnosis of early pregnancy disorders. Amer J
Obstet Gynecol 1978;131:25-32. 4) Clayton L, et
al. Endocrine aspects of trophoblastic neoplasia.
J Repro Med 1981;26:192-99. 5) Corson SL,
Horwitz CA, Lau HL, Soderstrom R. Early
diagnosis of pregnancy: a symposium. J Repro
Med 1981;26:149-78. 6) DeCherney AH, Minkin
MJ, Spangler S. Contemporary management of
10
ectopic pregnancy. J Repro Med 1981;26:51923. 7) Goldstein DP, Berkowitz RS, Kosasa TS.
Measurement of human chorionic gonadotropin.
Maj Prob Obstet Gynecol 1982;14:64-97. 8)
Hager H, Van Weemen BK. Standardisation of
human chorionic gonadotropin, HCG Subunits,
and pregnancy tests. Lancet 1982;1:629. 9)
Kohorn EI. Hydatidiform mole and gestational
trophoblastic disease in southern Connecticut.
Obstet Gynecol 1982;59:78-84. Erratum: the first
diagram belongs with the caption to Figure 3,
and vice versa. 10) Kosasa TS. Measurement of
human chorionic gonadotropin. J Repro Med
1981;26:201-06. 11) Lenton E, Neal L, Sulaiman
R. Plasma concentrations of human
gonadotropin from the time of implantation until
the second week of pregnancy. Fertil Steril
1982;37:773-78. 12) Lindstedt G, Janson PO,
Thorburn J. Sensitivity of serum chorionic
gondotropin assay for ectopic pregnancy. Lancet
1981;1:781-82. 13) McCready J, Braunstein GD,
et al. Modification of the choriogonadotrophin
beta-subunit radioimmunoassay for
determination of urinary choriogonadotropin.
Clin Chem 1978;24:1958-61. 14) Ranta T, et al.
Verbesserte Diagnostik Schwangerschaftsassoziierter gyn;8akologischer Notfallsituationen
durch einen schnell β-HCG Test. Geburtshilfe
und Frauenheilkunde 1981;41:91-92. 15)
Storring PL, Gaines-Das R, Bangham DR.
International Reference Preparation of Human
Chorionic Gonadotrophin for Immunoassay:
potency estimates in various bioassay and
protein binding assay systems. J Endocrinol
1980;84:295-310. 16) Vaitukaitis J. Human
chorionic gonadotropin--a hormone secreted for
many reasons. N Engl J Med 1979;301:324-26.
17) Danzer H, Braunstein GD, et al. Maternal
serum human chorionic gonadotropin
concentrations and fetal sex predictions. Fertil
Steril 1980;34:336-40. 18) Hussa RO. The
clinical marker HCG. New York: Praeger
Publishers, 1987. 19) National Committee for
Clinical Laboratory Standards. Procedures for
the collection of diagnostic blood specimens by
venipuncture; approved standard. 4th ed.
NCCLS Document H3-A4, Wayne, PA: NCCLS,
1998.
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Interassay Precision (mIU/mL)
Tables and Graphs
Example Run, Quantitative Procedure
Tube1
Duplicate Average Net Percent HCG
CPM2
CPM3 CPM4 Bound5 mIU/mL6
T7
288,573
287,469
288,021
A
(NSB)8
428
414
421
0
—
0
B
1,571
1,506
1,539
1,118
1.5%
5.0
C
5,775
6,030
5,903
5,482
7.2%
25
Mean1
SD2
CV3
1
7.4
0.52
7.0%
2
31
2.0
6.5%
3
65
3.0
4.6%
End-of-Run Effect (mIU/mL)
D
11,308
11,888
11,598 11,177
15%
50
E
22,672
22,192
22,432 22,011
29%
100
F
46,283
46,738
46,511 46,090
61%
250
G
("MB")9
75,120
76,966
76,043 75,622 100%
500
1
Tubes
25–30
Tubes
Tubes
Tubes
Tubes
117–122 205–210 293–298 353–358
1
5.0
5.2
4.9
5.0
2
45
44
42
44
4.8
44
3
157
161
154
155
155
Linearity (mIU/mL)
Dilution1 Observed2 Expected3 %O/E4
1
Unknowns10
X1
1,644
1,713
1,679
1,258
1.7%
5.6
X2
29,609
28,608
29,109 28,688
38%
142
X3
67,777
67,656
67,717 67,296
89%
430
2
Quality Control Parameters:11
T7 = 288,021 cpm
%NSB8 = 0.15%
%MB9 = 27%
16 in 165
137
—
—
8 in 16
65
68.5
95%
4 in 16
35
34.3
102%
2 in 16
18
17.1
105%
106%
1 in 16
9.1
8.6
16 in 16
338
—
—
8 in 16
171
169
101%
4 in 16
80
85
94%
2 in 16
42
42
100%
1 in 16
23
21
110%
Example Run, Qualitative Procedure
Tube1
Duplicate
CPM2
Average
CPM3
HCG
Concentration4
C*
4,353
4,304
4,329
25 mIU/mL
X1
1,229
1,185
1,207
< 25 mIU/mL
X2
49,601
49,368
49,485
> 25 mIU/mL
Recovery (mIU/mL)
Solution1 Observed2 Expected3 %O/E4
1
2
* Reference5
Intraassay Precision (mIU/mL)
Mean1
SD2
CV3
1
7.3
0.42
5.8%
2
31
0.9
2.9%
3
66
1.7
2.6%
—
56
—
—
A
59
63
94%
B
105
103
102%
C
296
303
98%
—
120
—
—
A
123
124
99%
B
167
164
102%
C
358
364
98%
11
Specificity 1
Compound1
FSH (mIU/mL)
LH (mIU/mL)
TSH (µIU/mL)
Specificity 2
Added2
Apparent
mIU/mL3
—
23.3
100
Apparent HCG Concentration1
23.3
β-HCG
WHO
75/551
ng/mL
HCG
mIU/mL
HCG
ng/mL*
β-HCG
ng/mL†
Percent
Crossreactivity2
500
23.6
2,800
87
9.4
5.7
0.20%
1,000
23.7
1,400
63
6.8
4.1
0.29%
10,000
23.2
700
42
4.5
2.7
0.39%
—
23.3
350
28
3.0
1.8
0.51%
100
23.7
175
16
1.7
1.0
0.57%
500
23.3
88
9.0
1.0
0.6
0.68%
44
5.0
0.5
0.3
0.68%
1,000
23.8
10,000
22.4
—
23.3
100
23.7
500
23.4
1,000
23.2
10,000
24.7
* mIU HCG/mL × 0.10769 → ng HCG/mL
†
ng HCG/mL × 0.605 → ng β-HCG/mL
Specificity 3
Apparent HCG Concentration1
α-HCG
WHO
75/569
ng/mL
HCG
mIU/mL
HCG
ng/mL*
7,000
305
33
13
0.19%
3,500
162
17
6.7
0.19%
1,750
82
8.8
3.5
0.20%
875
42
4.5
1.8
0.21%
438
24
2.6
1.0
0.23%
219
12
1.3
0.5
0.23%
109
6.0
0.6
0.2
0.18%
55
3.3
0.4
0.2
0.36%
α-HCG
ng/mL†
Percent
Cross
reactivity2
* mIU HCG/mL × 0.10769 → ng HCG/mL
†
ng HCG/mL × 0.395 → ng α-HCG/mL
Deutsch. Example Run, Quantitative
Procedure: 1Röhrchen, 2Duplikat CPM,
3
Mittelwert CPM, 4Netto CPM, 5Prozent Bindung,
6
Ca. HCG, mIU/mL, 7Total, 8%NSB, 9%MB,
10
Unbekannt, 11Qualitätskontrollparameter.
Example Run, Qualitative Procedure:
1
Röhrchen, 2Duplikat CPM, 3Mittelwert CPM,
4
HCG Konzentration. Intraassay Precision:
1
Mittelwert, 2SD (Standardabweichung), 3CV
(Variationskoeffizient). Interassay Precision:
1
Mittelwert, 2SD (Standardabweichung), 3CV
(Variationskoeffizient). Linearity: 1Verdünnung,
2
Beobachtet (B), 3Erwartet (E), 4% B/E, 516 in
16. Recovery: 1Lösung, 2Beobachtet (B),
3
Erwartet (E), 4% B/E. Specificity 1:
1
Verbindung, 2zugesetzte Menge, 3Gemessene
Konzentration. Specificity 2, 3: 1Gemessene
Konzentration, 2% Kreuzreaktivität. End-of-Run
Effect: 1Röhrchen.
12
Español. Example Run, Quantitative
Procedure: 1Tubo, 2Duplicado CPM, 3Media
CPM, 4 CPM Netas, 5Porcentaje de unión,
6
HCG, aprox., mIU/mL, 7Total, 8%NSB, 9%MB,
10
Desconocido, 11Parámetros del control de
calidad. Example Run, Qualitative Procedure:
1
Tubo, 2Duplicado CPM, 3Media CPM,
4
Concentración de HCG. Intraassay Precision:
1
Media, 2DS, 3CV. Interassay Precision:
1
Media, 2DS, 3CV. Linearity: 1 Dilución,
2
Observado (O), 3Esperado (E), 4%O/E, 516 en
16. Recovery: 1Solución, 2Observado (O),
3
Esperado (E), 4%O/E. Specificity 1:
1
Compuesto, 2Cantidad añadida, 3Concentración
aparente. Specificity 2, 3: 1Concentración
aparente, 2% Reacción cruzada. End-of-Run
Effect: 1Tubos.
Français. Example Run, Quantitative
Procedure: 1Tube, 2Double CPM, 3 CPM
moyen, CPM corrigé, 5Pourcentage lié, 6Approx.
HCG, mIU/mL, 7Total, 8%NSB, 9%MB,
10
Inconnus, 11Paramètres Contrôle de Qualité.
Example Run, Qualitative Procedure: 1Tube,
2
Double CPM, 3 CPM moyen,4Concentration en
hCG. Intraassay Precision: 1Moyenne, 2SD,
3
CV. Interassay Precision: 1Moyenne, 2SD,
3
CV. Linearity: 1Dilution, 2Observé (O), 3Attendu
(A), 4%O/A, 516 dans 16. Recovery: 1Solution,
2
Observé (O), 3Attendu (A), 4%O/A. Specificity
1: 1Composé, 2ajouté, 3Concentration apparente.
Specificity 2, 3: 1Concentration apparente,
2
Réaction croisée%. End-of-Run Effect:
1
Tubes.
Italiano. Example Run, Quantitative
Procedure: 1Provetta, 2CPM in duplicato, 3CPM
Medio, 4CPM Netti, 5Percentuale di Legato,
6
Appross. HCG, mIU/mL, 7Totale, 8%NSB,
9
%MB, 10Campioni Non Noti, 11Parametri per il
Controllo di Qualità. Example Run, Qualitative
Procedure: 1Provetta, 2CPM in duplicato, 3CPM
Medio, 4 Concentrazione di HCG. Intraassay
Precision: 1Media, 2SD (Deviazione Standard),
3
CV (Coefficiente di Variazione). Interassay
Precision: 1Media, 2SD (Deviazione Standard),
3
CV (Coefficiente di Variazione). Linearity:
1
Diluizione, 2Osservato (O), 3Atteso (A), 4%O/A,
5
16 in 16. Recovery: 1Soluzione, 2Osservato
(O), 3Atteso (A), 4%O/A. Specificity 1:
1
Composto, 2quantità aggiunta, 3Concentrazione
apparente. Specificity 2, 3: 1Concentrazione
apparente, 2Percentuale di Crossreattività. Endof-Run Effect: 1Provette.
Português. Example Run, Quantitative
Procedure: 1Tubo, 2Duplicado CPM, 3Média de
CPM, 4Net CPM, 5Percentagem de Ligação,
6
Aprox. HCG, mIU/mL, 7Total, 8%NSB, 9%MB,
10
Amostras desconhecidas, 11Parâmetros do
controlo de qualidade. Example Run,
Qualitative Procedure: 1Tubo, 2Duplicado
CPM, 3Média de CPM, 4 Concentração de HCG.
Intraassay Precision: 1Média, 2Desvio padrão,
3
Coeficiente de variação. Interassay Precision:
1
Média, 2Desvio padrão, 3Coeficiente de
variação. Linearity: 1Diluição, 2Observado (O),
3
Esperado (E), 4%O/E, 516 em 16. Recovery:
1
Solução, 2Observado (O), 3Esperado (E),
%O/E. Specificity 1: 1Composto, 2Quantidade
adicionada, 3Apparent Concentration.
Specificity 2, 3: 1Apparent Concentration,
2
Percentagem de reacção cruzada. End-of-Run
Effect: 1Tubos.
4
Deutsch
Anwendung: Der Coat-A-Count HCG
IRMA ist ein immunradiometrischer Assay
zur quantitativen und qualitativen
Bestimmung des humanen
Choriongonadotropin (HCG) im Serum
und Plasma. Der Assay ist ausschließlich
in der In-Vitro Diagnostik durch
professionelles Laboratoriumspersonal im
Zusammenhang mit der Erkennung von
Schwangerschaften einzusetzen.
Artikelnummern: IKCG1 (100 Tests)
Die Packung mit 100 Röhrchen
enthält weniger als 20 Microcurie
(740 Kilobequerel) an
125
I-polyklonalen Anti-HCG.
Klinische Relevanz
Humanes Choriongonadotropin (HCG) ist
ein zweikettiges Glykoprotein (MG: ca.
37 000). Messbare Spiegel im Blut und
Urin werden normalerweise nur während
der Schwangerschaft gefunden. Es wird
vom Plazentagewebe (Trophoblast)
produziert, sobald sich die befruchtete
Eizelle in der Gebärmutter eingenistet hat.
Das HCG stabilisiert den Corpus Luteum
während der frühen Phase der
Schwangerschaft. HCG oder dem HCG
ähnliche Stoffe werden zusätzlich in einer
großen Variation bei trophoblastischen
und nicht-trophoblastischen Neoplasien
4,9,10,16
Die HCG-Messung,
produziert.
durch ein entsprechend sensitives und
spezifisches Assaysystem, hat ihren
großen Wert bei der Erkennung und
Begleitung der Schwangerschaft unter
Beweis gestellt.
In der Fachliteratur wird für die zu
erwartenden Werte im ersten Monat nach
der Befruchtung, eine Konzentration von
2,3,10,11
Die
ca. 2.000 mIU/ml angegeben.
Höchstwerte von
50 000 – 100 000 mIU/ml werden im
13
dritten Monat erreicht. Danach sinken die
Konzentrationen sukzessive ab. Nach der
Entbindung erfolgt eine schnelle Abnahme
der HCG-Konzentration, die nach
2 Wochen Hormonwerte (< 5 mIU/ml)
10
nicht schwangerer Frauen erreicht.
Ektope Schwangerschaften sowie
Schwanger-schaften, die in
Spontanaborten enden, zeigen
normalerweise erniedrigte HCGKonzentrationen, Mehrlingsschwangerschaften dagegen oftmals
erhöhte HCG-Spiegel.
Das qualitative Verfahren ist eine
Vereinfachung des quantitativen
Verfahrens, da ein Referenzpunkt anstatt
einer vollständigen Standardkurve benutzt
wird. Es erlaubt die Entscheidung, ob eine
Serumprobe eine HCG Konzentration
ober- oder unterhalb von 25 mIU/ml hat –
innerhalb der Präzision des Assays.
Konzentrationen oberhalb dieses
Grenzwertes sollten als positiver
Schwangerschaftsnachweis betrachtet
werden, wenn andere Gründe für hohe
HCG Spiegel, wie trophoblastische und
nicht-trophoblastische Neoplasien,
4,9,10,16
ausgeschlossen sind.
Konzentrationen unterhalb dieses
Grenzwertes werden in Proben
nichtschwangerer Frauen und ebenso in
den Frühphasen der Schwangerschaft
erwartet, bei denen die HCG
Konzentration noch nicht die festgelegte
Entscheidungsgrenze des Verfahrens
erreicht hat. Die Bestimmung einer
weiteren Probe, zwei oder mehrere Tage
später entnommen, sollte den Sachverhalt
klären, da erwartet werden kann, dass
sich innerhalb dieser Zeit der HCG
Spiegel gegenüber dem aus der
Frühphase der Schwangerschaft
11
verdoppelt hat. Es kann auch von
Interesse sein, die originale Probe
quantitativ nachzumessen, um die genaue
HCG Konzentration festzustellen.
Methodik
Der Coat-A-Count HCG IRMA ist ein
Festphasen immunradiometrischer Assay.
125
Der Assay benutzt einen I-markierten
polyklonalen anti-HCG Antikörper in
flüssiger Phase und einen monoklonalen
anti-HCG Antikörper, immobilisiert auf der
Wand eines Röhrchens.
14
Testablauf:
HCG wird zwischen dem polyklonalen
Tracer und den monoklonalen Antikörpern
der Beschichtung der Röhrchen
gebunden.
Ungebundener polyklonaler Tracer wird
durch Dekantieren und Waschen der
Röhrchen entfernt.
Das Röhrchen wird eine Minute im
Gammacounter gemessen. Die
Konzentration von HCG in der
Patientenprobe ist direkt proportional zur
Zählrate pro Minute. Die HCG
Konzentration wird durch den Vergleich
der Zählrate pro Minute mit denen der
mitgelieferten Standards unterschiedlicher
Konzentrationen ermittelt.
Zu pipettierende Reagenzien: 2
Testdauer: 1 Stunde (auf einem
Schüttler)
Totalaktivität zum Zeitpunkt der
Markierung: ca. 300 000 cpm
Hinweise und
Vorsichtsmaßnahmen
Zur In-vitro-Diagnostik.
Reagenzien: Die Packung mit den
Reagenzien sollte bei 2–8°C in einem
Kühlschrank gelagert werden, der für
radioaktives Material ausgewiesen ist. Die
Entsorgung muss nach den jeweils
gültigen Gesetzen erfolgen.
Die Reagenzien dürfen nur bis zum
Verfallsdatum verwendet werden.
Einige Komponenten des Kits können
Material humanen Ursprungs und/oder in
anderer Weise gefährliche Inhaltsstoffe
enthalten, die es unbedingt notwendig
machen die folgenden
Vorsichtsmaßnahmen einzuhalten.
Die generell geltenden
Vorsichtsmaßnahmen sind einzuhalten
und alle Komponenten als potenziell
infektiös zu behandeln. Alle aus
menschlichem Blut gewonnenen
Materialien wurden auf Syphilis,
Antikörper gegen HIV-1 und HIV-2,
Hepatitis-B-Oberflächenantigen und
Hepatitis-C-Antikörper untersucht und
negativ befundet.
Bestimmten Komponenten wurde
Natriumazid (<0,1 g/dl) hinzugefügt. Um
die Bildung von explosiven Metallaziden in
Blei- und Kupferrohren zu vermeiden,
sollten die Reagenzien nur zusammen mit
großen Wassermengen in die Kanalisation
gespült werden.
Wasser: Destilliertes bzw. deionisiertes
Wasser benutzen.
Radioaktivität
Der Umgang mit radioaktivem Material ist
in Deutschland genehmigungspflichtig.
Deshalb muss der Siemens Healthcare
Diagnostics eine Kopie der aktuellen
gültigen Umgangsgenehmigung des
Kunden vorliegen, bevor radioaktive
Reagenzien versendet werden dürfen. Die
Strahlenschutzverordnung ist zu
beachten.
Das radioaktive Material ist gemäß der
jeweiligen Umgangsgenehmigung zu
handhaben.
Die Strahlenexposition ist zu minimieren.
Spritzer sind sofort aufzuwischen und die
betroffene Oberfläche zu dekontaminieren. Aerosolbildung ist zu vermeiden.
Flüssiger und fester radioaktiver Abfall
sind unter Beachtung der gültigen
Richtlinien zu entsorgen.
Bestandteile der Testpackung:
Vorbereitung
HCG Antikörper-beschichtete
Röhrchen (ICG1)
Polystyrol Röhrchen beschichtet mit
monoklonalen anti-HCG Antikörper von
der Maus, verpackt in
wiederverschließbaren Plastikbeuteln.
Kühl lagern, vor Feuchtigkeit schützen und
nach dem Öffnen wieder sorgfältig
verschließen. Lagerung bei 2–8°C bis zum
Verfallsdatum.
IKCG1: 100 Röhrchen.
125
30 Minuten vor Testbeginn den
Nullstandard A mit 10 ml destilliertem oder
deionisiertem Wasser, den Standard C mit
5 ml und die restlichen Standards B und D
– G mit je 2 ml rekonstituieren. (Siehe
untenstehende Tabelle.) Volumetrische
Pipetten verwenden und durch
vorsichtiges Wirbeln oder Umdrehen
mischen. Bei 2–8°C für 30 Tage nach der
Rekonstitution oder bei –20°C für 6
Monate (portioniert) haltbar.
IKCG1: 1 Set.
Standardflaschen
Rekonstitutionsvolumen
Standard A
10,0 ml
Standard B
2,0 ml
Standard C
5,0 ml
Standard D – G
2,0 ml
Die Standards sind kalibriert (aber nicht
daraus hergestellt) am “World Health
Standard for HCG Immunoassay”,
Nummer 75/537. Im Sinne dieser
Referenz repräsentieren die Standards 0,
5, 25, 50, 100, 250 und 500 mIU/ml (3rd
IS 75/537). Die Standardwerte im Bezug
auf den “World Health Organization's
Second International Standard for HCG”,
Nummer 61/6 sind identisch. Weitere
Standardkurvenpunkte können durch
mischen der Standards hergestellt
werden. Es ist zu beachten, dass die
Coat-A-Count HCG IRMA Standards nicht
durch die im Doppelantikörper HCG
Testbesteck mitgelieferten austauschbar
sind. Der 25 mIU/ml Standard (Standard
C) wird als Positive Referenz im
qualitativen Verfahren verwendet. Andere,
in diesem Testbesteck mitgelieferte
Standards, können in diesem
Zusammenhang als Kontrollen eingesetzt
werden.
I HCG Antikörper (ICG2)
Jodierte polyklonale anti-HCG Antikörper
in flüssiger Form, gebrauchsfertig. Jede
Flasche enthält 5,5 ml. Bei 2–8°C für
30 Tage nach dem Öffnen oder bis zum
Verfallsdatum auf der Flasche haltbar.
IKCG1: 2 Flaschen.
HCG Assay Puffer (CGAB)
11 ml gepufferter Diluent. Bei 2–8°C für 30
Tage nach dem Öffnen oder bis zum
Verfallsdatum auf dem Etikett haltbar.
IKCG1: 1 Flasche.
HCG Standards (CGI3–9)
7 Flaschen, A – G, mit HCG Standards in
einer HCG-freien humanen Serummatrix,
mit Konservierungsmitteln. Die Standards
werden lyophilisiert geliefert. Mindestens
Gepufferte Waschlösung, Konzentrat
(2TSBW)
Konzentrierte, gepufferte Salzlösung, mit
Detergenz und Natriumazid als
Konservierungsmittel. Unter Zuhilfenahme
eines Transferbehälters jede Flasche
15
Konzentrat mit 600 ml destilliertem
Wasser lösen, das Endvolumen beträgt
660 ml. Gekühlt lagern: Bei 2–8°C für
6 Monate nach der Herstellung haltbar.
IKCG1: 1 Flasche × 60 ml.
Antikoagulantien) ab. Coat-A-Count HCG
IRMA sind nicht mit allen möglichen
Röhrchenvariationen ausgetestet worden.
Details der getesteten Röhrchenarten sind
dem Kapitel "Alternative Probenarten" zu
entnehmen.
Erforderliche Laborgeräte und
Hilfsmittel
Erforderliche Menge: 100 µl Serum oder
Plasma pro Röhrchen.
Gammacounter – kompatibel mit
12x75 mm Röhrchen
Lagerung: Bei 2–8°C für 7 Tage oder bis
zu 2 Monate bei –20°C.
Schüttler – ca. 200 Zyklen pro Minute
einstellen.
Die Proben vor Testbeginn auf
Raumtemperatur (15–28°C) bringen und
vorsichtig durchmischen. Um wiederholtes
Einfrieren und Auftauen zu vermeiden bei
Bedarf portionieren. Gefrorene Proben
dürfen nicht durch Erhitzen im Wasserbad
aufgetaut werden.
Reagenzienvorbereitung
Pipetten: 2,0 ml, 5,0 ml und 10,0 ml
Destilliertes oder deionisiertes Wasser
Messzylinder - zum Abmessen von 600 ml
Plastikbehälter mit Verschluss – zur
Herstellung und Lagerung der gepufferten
Waschlösung
Immunoassay
Mikropipette: 100 µl.
Dispenser – Für die Zugabe von 2,0 ml
der gepufferten Waschlösung.
Dekantierständer – erhältlich bei Siemens
Healthcare Diagnostics (Artikelnummer:
FDR).
Logarithmisches Papier, 3 Dekaden
Immunoassay-Kontrollen (mehrere
Parameter, 3 Konzentrationen)
(Artikelnummer: CON6).
Probengewinnung
Es ist keine besondere Vorbereitung der
Patienten nötig. Blutentnahme durch
19
Venenpunktion in unbeschichtete,
Heparin- oder EDTA Röhrchen,
Abnahmezeitpunkt notieren.
Der Einsatz einer Ultrazentrifuge wird zur
Klärung von lipämischen Proben
empfohlen.
Bei hämolysierten Proben besteht die
Möglichkeit einer unsachgemäßen
Handhabung vor Eintreffen im Labor,
daher sind die Ergebnisse mit Vorsicht zu
interpretieren.
Blutentnahmeröhrchen von verschiedenen
Herstellern können differierende Werte
verursachen. Dies hängt von den
verwendeten Materialien und Additiven
(Gel oder physische Trennbarrieren,
Gerinnungsaktivatoren und /oder
16
Verdünnungen: Das quantitative
Verfahren hat einen Bereich bis
500 mIU/ml, aber es können im Verlauf
einer normalen Schwangerschaft auch
Spiegel bis 100 000 mIU/ml oder mehr
gefunden werden. Proben normaler
Schwangerschaften, besonders die mit
Höchstwerten des ersten Trimesters,
können bei einer Bestimmung ohne
Verdünnung CPMs erzielen, die höher als
der höchste Standard sind.
Alle Proben mit erwartet hohen
Konzentrationen, einschließlich bei
4,9,10,16
, müssen vor der
Blasenmole
Messung mit 0-Standard verdünnt werden.
Um Verzögerungen durch
Wiederholungsmessungen bei Proben
außerhalb der Standardkurve zu
vermeiden, kann auf Wunsch von jeder
Probe eine 1:10 Verdünnung hergestellt
werden. Die Bestimmung der Proben als
unverdünnt, 1:10 und 1:100 wird die
Probenkonzentration in den meisten
Fällen in den Messbereich des Assay
bringen; eine zusätzliche 1:1 000
Verdünnung kann für Proben erstellt
werden, bei denen ein Überschreiten von
100 000 mIU/ml erwartet wird.
Pipettieren: Um Fehler durch
Verschleppung zu vermeiden, wird
empfohlen Einmal-Pipettenspitzen zu
verwenden und die Spitze von Probe zu
Probe zu wechseln.
Verdrängungspipetten, sowie
automatische Pipettor-Dilutoren sollten nur
verwendet werden, wenn eine mögliche
Verschleppung untersucht und für
vernachlässigbar befunden wurde.
Direkt auf den Boden des Röhrchens
pipettieren. Alle Proben, inklusive
Standards und Kontrollen, sollten in
Doppelbestimmung gemessen werden.
Die Einzelergebnisse der
Doppelbestimmungen sollten auf
Übereinstimmung geprüft werden.
Kontrollpaare sollten an verschiedenen
Stellen des Testansatzes platziert werden,
um eine eventuelle Drift zu erkennen.
Quantitatives Verfahren
Alle Testkomponenten vor Testbeginn auf
Raumtemperatur (15–28°C) bringen.
1
Jeweils 2 HCG-Antikörperbeschichtete Röhrchen mit A
(unspezifische Bindung, 0-Standard)
und von B bis G (Maximalbindung)
beschriften. Jeweils 2 weitere
Antikörper-beschichtete Röhrchen für
Kontrollen und Patientenproben
beschriften.
Verdrängungspipetten, sowie
automatische Pipettor-Dilutoren
sollten nur verwendet werden, wenn
eine mögliche Verschleppung
untersucht und für vernachlässigbar
befunden wurde.
3
Direkt auf den Boden des
Röhrchens pipettieren. Für diesen
Schritt und für die Zugabe des Tracer
bei Schritt 6 wird die Verwendung
eines Dispensers empfohlen.
4
HCG mIU/ml
3rd IS 75/537
HCG mIU/ml
2nd IS 61/6
T*
—
—
A (NSB)
0
0
B
5
5
C
25
25
D
50
50
E
100
100
F
250
250
G ("MB")
500
500
5
Jeweils 100 µl der Standards,
Kontrollen und Patientenproben in die
vorbereiteten Röhrchen pipettieren.
Direkt auf den Boden des
Röhrchens pipettieren.
Patientenproben mit Konzentrationen
oberhalb von 500 mIU/ml sollten vor
der Messung mit 0-Standard verdünnt
werden. Um Fehler durch
Verschleppung zu vermeiden, wird
empfohlen Einmal-Pipettenspitzen zu
verwenden und die Spitze von Probe
zu Probe zu wechseln.
Vollständig dekantieren und abfließen
lassen. 2 ml gepufferte Waschlösung
in jedes Röhrchen geben, 1 – 2
Minuten stehen lassen, dann erneut
vollständig dekantieren und abfließen
lassen.
Vollständiges Entfernen der
Flüssigkeit verbessert die Präzision
deutlich. Nach dem Waschen, mit
Hilfe eines Dekantierständers alle
Röhrchen dekantieren. Anschließend
werden die Röhrchen kräftig auf
Fließpapier ausgeklopft, um alle
restlichen Tröpfchen zu entfernen.
6
125
100 µl I HCG Antikörper in jedes
Röhrchen hinzufügen.
Das Verteilen des Tracers sollte nicht
länger als 10 Minuten dauern. Die TRöhrchen bis zur Messung (siehe
Schritt 9) beiseite stellen; sie bedürfen
keiner weiteren Behandlung.
7
* Optional
2
30 Minuten auf einem Schüttler
inkubieren.
Für das qualitative Verfahren, sind 15
Minuten ausreichend.
Optional: 2 unbeschichtete 12x75 mm
Polystyrol-Röhrchen mit T
(Totalaktivität) beschriften und bis
Schritt 6 zur Seite stellen.
Standard
100 µl HCG Assay Puffer in jedes
Röhrchen hinzufügen.
30 Minuten auf einem Schüttler
inkubieren.
Für das Qualitative Verfahren, sind 15
Minuten ausreichend.
8
Vollständig dekantieren und abfließen
lassen. 2 ml gepufferte Waschlösung
in jedes Röhrchen geben, 1–2
Minuten stehen lassen, dann erneut
vollständig dekantieren und abfließen
lassen. Nochmals 2 ml gepufferte
Waschlösung in jedes Röhrchen
geben, 1–2 Minuten stehen lassen,
dann erneut vollständig dekantieren.
Vollständiges Entfernen der
Flüssigkeit verbessert die Präzision
17
deutlich. Nach dem 2. Waschgang,
mit Hilfe eines Dekantierständers alle
Röhrchen (außer die T-Röhrchen)
dekantieren und 2–3 Minuten umgedreht stehen lassen. Anschließend
werden die Röhrchen kräftig auf
Fließpapier ausgeklopft, um alle
restlichen Tröpfchen zu entfernen.
Für 1 Minute im Gamma Counter
messen.
9
In Mehrkanal-Gamma-Countern
sollten die T-Röhrchen mindestens 1
Position Abstand von den übrigen
Teströhrchen haben, um ein
“Spillover” zu vermeiden.
Qualitatives Verfahren
Das Qualitative Verfahren ist eine
Vereinfachung des Quantitativen
Verfahrens, da ein Referenzpunkt anstatt
einer vollständigen Standardkurve benutzt
wird. Es erlaubt die Entscheidung, ob eine
Serumprobe eine HCG Konzentration
ober- oder unterhalb von 25 mIU/ml –
innerhalb der Präzision des Assays - hat.
Proben mit erwartet hohen HCG Spiegeln
sollten entsprechend den oben für das
quantitative Verfahren beschriebenen
Verdünnungen bestimmt werden
2 HCG Antikörper beschichtete
Röhrchen C, für die 25 mIU/ml
positive Referenz beschriften. Jeweils
2 weitere HCG Antikörperbeschichtete Röhrchen für Kontrollen
und Patientenproben beschriften.
Optional: 2 unbeschichtete 12x75 mm
Polystyrol-Röhrchen mit T
(Totalaktivität) beschriften.
1
Standard
HCG mIU/ml
3rd IS 75/537
HCG mIU/ml
2nd IS 61/6
T*
—
—
C (Standard)
25
25
* Optional
Jetzt mit dem Quantitativen Verfahren, wie
oben beschrieben fortfahren (Schritte 2 bis
9). Bei den Schritten 4 und 7 kann die
Inkubationszeit auf 15 Minuten reduziert
werden.
18
Berechnung der Ergebnisse
und Qualitätskontrolle
Quantitatives Verfahren
Um die HCG Konzentrationen aus der
Log-Log Darstellung der Standardkurve
abzulesen werden zunächst der Mittelwert
jedes Röhrchenpaars, bereinigt um den
Mittelwert der NSB (Standard A) Counts
pro Minute (cpm) berechnet:
Netto Counts = (Mittelwert CPM) minus
(Mittelwert NSB CPM)
Anschließend wird die Bindung jedes
Röhrchenpaares als Prozent der
Maximalbindung (MB, Bmax) bestimmt
(%B/MB). Hierzu werden die mittleren
CPM des G-Standards, korrigiert um die
mittlere NSB, als 100% gesetzt:
Prozentbindung = (Netto Counts / Netto MB
Counts) × 100
Die Prozentbindungen der Standards
werden gegen die Konzentration auf
Logarithmenpapier mit 3 Dekaden
aufgetragen und durch eine Kurve mit
bestmöglicher Annäherung an diese
Punkte verbunden. (Die einzelnen
Standardpunkte sollten jeweils mit einem
Bogen oder einer geraden Linie aber nicht
durch eine gerade Linie durch alle Punkte
verbunden werden.) HCG
Konzentrationen innerhalb des
Konzentrations-Bereichs der Standards
können an der Kurve durch Interpolation
abgelesen werden. Die Prozentbindungen
der drei oder vier niedrigsten Standards
können zusätzlich auf linearem Papier
gegen die Konzentration aufgetragen
werden, um durch Interpolation
Ergebnisse in der Nähe von 0 genauer zu
ermitteln.
Hinweis: Obwohl auch andere Verfahren
akzeptabel sind, hat die beschriebene
Berechnung der Daten Vorteile im Sinne
der Qualitätskontrolle. Man erhält eine
Standardkurve, die sowohl in der Log-Log,
als auch in der Lin-Lin Darstellung
weitgehend linear verläuft und sich von
Ansatz zu Ansatz nur wenig verändert.
Man erhält so auch wichtige Parameter für
die Qualitätskontrolle wie die
Prozentbindungen der Standards mit
Konzentrationen ungleich 0 (%B/Bmax oder
"%B/MB"). Mehr Informationen über die
Intra-Assay-Präzision als Funktion der
Konzentration vermittelt die direkte
Darstellung der Prozentbindung jedes
einzelnen Standard-Röhrchens und nicht
des Mittelwertes.
Alternative Berechnung: Obwohl die
Berechnung der Prozentbindung auch
direkt aus dem Mittelwert der CPM
erfolgen kann, führt die Korrektur um die
NSB normalerweise eher zu einer über
den gesamten Messbereich linear
verlaufenden Kurve. Eine Standardkurve
kann auch durch das direkte Auftragen
der CPM, bzw. mittleren CPM gegen die
Konzentration auf Log-Log oder Lin-Lin
Papier erstellt werden.
(Halblogarithmisches Papier sollte nicht
verwendet werden.) Dieses Verfahren ist
zwar einfacher, aber weniger hilfreich für
die Qualitätskontrolle.
Computergestützte Berechnung:
"Punkt-zu-Punkt" Methoden, insbesondere
lineare und kubische-spline
Berechnungen können für den Coat-ACount HCG IRMA angewendet werden.
Auch wenn die Berechnung durch ein
Computer-Programm erfolgt, ist die
grafische Log-Log Darstellung der
Standardkurve (manuell oder automatisch)
als ein weiterer Schritt der
Qualitätskontrolle empfehlenswert. Für die
Berechnung der Daten sind auch sog.
logistische Verfahren anwendbar. Aus
dieser Gruppe sind die 4- oder 5Parameter Logistik am besten geeignet.
Es ist zu berücksichtigen, dass sich
manche der üblichen Algorithmen nicht
erfolgreich annähern, selbst wenn
logistische Modelle die Daten richtig
erfassen. Wird ein logistisches Verfahren
angenommen, ist es in jedem Fall
erforderlich, die Korrektheit des täglichen
Ansatzes mit Hilfe der Rückberechnung
der Standards und anderer Parameter zu
beurteilen. Zusätzlich wird die grafische
Darstellung in Log-Log-Form empfohlen,
da diese mehr Informationen bietet als die
konventionelle halblogarithmische
Darstellung.
Proben-Handhabung: Die Anweisungen
zur Handhabung und Lagerung von
Proben und Komponenten müssen
beachtet werden. Patientenproben mit
erwarteten Konzentrationen über dem
höchsten Standard (500 mIU/ml) müssen
vor dem Einsatz in den Test mit 0Standard verdünnt werden. Alle Proben,
inklusive der Standards und Kontrollen,
sollten in Doppelbestimmungen gemessen
werden. Um Verschleppung zu vermeiden,
ist es wichtig Pipetten mit Einwegspitzen
zu verwenden und diese zwischen den
Proben zu wechseln. Verdrängungspipetten, sowie automatische PipettorDilutoren sollten nur verwendet werden,
wenn eine mögliche Verschleppung
untersucht und für vernachlässigbar befunden wurde. Kontrollpaare sollten an
verschiedenen Stellen des Testansatzes
platziert werden, um eine eventuelle Drift
zu erkennen. Die Einzelergebnisse der
Doppelbestimmungen sollten auf
Übereinstimmung überprüft werden.
Gamma Counter: In Mehrkanal-GammaCountern sollten die T-Röhrchen
mindestens 1 Position Abstand von den
übrigen Teströhrchen haben, um ein
“Spillover” zu vermeiden. Alternativ
können auch nur 25 µl in die Röhrchen mit
der Totalaktivität im Schritt 6 pipettiert und
anschließend die CPM mit dem Faktor 4
multipliziert werden.
Kontrollen: Kontrollen oder Patienten
Serum oder Plasmapools mit mindestens
2 HCG Konzentrationen (niedrig und
hoch) sollten routinemäßig als unbekannte
Proben eingesetzt und von Tag zu Tag
protokolliert werden.
Wiederholungsmessungen von Proben
sind ein wertvolles Hilfsmittel in der
Beurteilung der Interassay Präzision.
Qualitätskontroll-Parameter: Es wird
empfohlen die folgenden Parameter zu
protokollieren:
T = Totalaktivität (als Counts pro Minute)
%NSB = 100 × (Mittelwert NSB Counts / Total
Counts)
%MB = 100 × (Netto Counts / Total Counts)
und die Prozentbindungen (%B/Bmax oder
"%B/MB") aller Standards mit Ausnahme
des höchsten Standards, zum Beispiel:
%C/MB = 100 × (Netto Counts Standard "C" /
Netto Counts MB)
Dokumentation: Es ist gute Laborpraxis
die Chargennummern, sowie das Datum
der ersten Öffnung bzw. Rekonstitution
der verwendeten Komponenten zu
protokollieren.
Literatur: Siehe auch: Dudley RA, et al.
Auswertebeispiel, Quantitatives
Verfahren: Dieses Beispiel dient nur zur
19
Veranschaulichung und ist nicht dazu
geeignet Werte aus einem anderen
Testansatz damit zu ermitteln. (Siehe
Tabelle "Example Run, Quantitative
Procedure").
werden. Siemens Healthcare Diagnostics
empfiehlt die Erstellung einer Übersicht
der CPM des Standards (Standard C) und
der Kontrollen als % der Totalaktivität,
z.B.:
Qualitatives Verfahren
%C/T = 100 × (durchschnittliche Counts des
Standards "C" / durchschnittliche Counts
Totalaktivität)
Wenn die (durchschnittlichen) Counts pro
Minute für die Patientenprobenröhrchen
niedriger sind als die (durchschnittlichen)
Counts pro Minute für den Standard C,
dann enthält die Probe weniger als
25 mIU/ml HCG, innerhalb der Präzision
des Assays. Wenn die Counts der
Patientenprobe höher sind, als die des
Standard C, dann enthält die Probe mehr
als 25 mIU/ml HCG, innerhalb der
Präzision des Assays.
Im Bezug auf die Schwangerschaft:
Konzentrationen oberhalb des 25 mIU/ml
Grenzwertes sollten als positiver
Schwangerschaftsnachweis betrachtet
werden, wenn andere Gründe für hohe
HCG Spiegel, wie trophoblastische, nichttrophoblastische Neoplasien, kürzliche
Schwangerschaft, Spontanabort usw.
4,9,10,16
ausgeschlossen sind.
Konzentrationen unterhalb dieses
Grenzwertes werden bei gesunden
Männern und nichtschwangeren Frauen
erwartet (Siehe unten “Expected Values”.)
Konzentrationen unterhalb 25 mIU/ml
können auch in Proben nichtschwangerer
Frauen und ebenso in den Frühphasen
der Schwangerschaft erwartet werden, bei
denen die HCG Konzentration noch nicht
die festgelegte Entscheidungsgrenze des
Verfahrens erreicht hat. Die Bestimmung
einer weiteren Probe, zwei oder mehrere
Tage später entnommen, sollte den
Sachverhalt klären, da erwartet werden
kann, dass sich innerhalb dieser Zeit der
HCG Spiegel gegenüber dem der
Frühphase der Schwangerschaft
11
verdoppelt hat.
Qualtitätskontrolle: Die Counts pro
Minute aller Proben sollten auf
Übereinstimmung geprüft werden.
Kontrollen oder Patienten (Serum oder
Plasma) Pools, mit HCG Konzentrationen
über und unter des 25 mIU/ml Standards
(Standard C) sollten als unbekannte
Proben getestet werden. Andere im
Testbesteck mitgelieferte Standards, die 5
und 50 mIU/ml Standards (B, D) – können
als zusätzliche Kontrollen verwendet
20
Eine regelmäßige Erfassung der
Intraassay-Mittelwerte und
-Variationskoeffizienten, basierend auf
den Counts, kann bei mehreren
Wiederholungen jeweils einer niedrigen
Kontrolle, einer hohen Kontrolle und des
Standard C bei der täglichen
Überwachung der Assay-Integrität eine
Hilfe sein.
Auswertebeispiel: Dieses Beispiel dient
nur zur Veranschaulichung und ist nicht
dazu geeignet Werte aus einem anderen
Testansatz damit zu ermitteln. (Siehe
Tabelle "Example Run, Qualitative
Procedure".)
Referenzwerte
Serumproben von 47 gesunden Männern
und 38 nicht-schwangeren Frauen wurden
mit dem Coat-A-Count HCG IRMA
Verfahren mit den folgenden Ergebnissen
analysiert:
95% der männlichen Werte lagen
unterhalb von 1,0 mIU/ml
90% der weiblichen Werte lagen unterhalb
von 3 mIU/ml
100% aller Werte (Männer und Frauen)
lagen bei 5 mIU/ml oder niedriger.
Die Ergebnisse haben ein konstantes
oberes Limit von normalen 5 mIU/ml bei
nicht bestehender Schwangerschaft. Die
genannten Ergebnisse sind nur als
Richtwerte zu interpretieren.
In einer anderen Studie, wurden 286
Serumproben von Frauen mit bekannter
Dauer der Schwangerschaft mit dem
Coat-A-Count HCG IRMA Verfahren
getestet. Die Dauer der Schwangerschaft
wurde als Wochen nach dem ersten Tag
der letzten Menstruation (LMP) eingestuft.
Folgende Ergebnisse wurden ermittelt:
Median
Absolut Bereich
95% Bereich
4 Wochen nach LMP (n=5)
291
196 – 3 537
Median
Absolut Bereich
95% Bereich
4 117
1 026 – 30 964
18 897
4 250 – 81 172
7 – 8 Wochen nach LMP (n=40)
54 266
6 002 – 114 430
48 841
18 344 – 98 807
50 841
21 874 – 120 766
16 418
4 106 – 57 393
11 872
2 468 – 36 142
Serielle Proben von Frauen in den ersten
2 – 5 Wochen der Schwangerschaft
zeigten Verdopplungszeiten der HCG
Konzentrationen in Bereichen von 1,5 – 3
Tagen, mit einer mittleren
Verdopplungszeit von 2,2 Tagen.
Diese Referenzwerte sind lediglich als
Richtlinien aufzufassen. Jedes Labor
sollte seine eigenen Referenzbereiche
etablieren.
Leistungsdaten
Die folgenden Abschnitte enthalten
repräsentative Daten für das Coat-ACount HCG IRMA Testbesteck. In den
Abschnitten unten sind die HCG
Ergebnisse in mIU/ml angegeben.
Messbereich: Bis 500 mIU/ml
(3rd IS 75/537 und 2nd IS 61/6).
Standardisierung: Der Assay hat im
quantitativen Verfahren einen
Standardbereich von
5 – 500 mIU/ml. Der 25 mIU/ml Standard
dient als positive Referenz im qualitativen
Verfahren. Der Assay wurde am “World
Health Organization's Third International
Standard for HCG (3rd IS 75/537)” und am
“Second International Standard for HCG”
(2nd IS 61/6) genormt.
Analytische Sensitivität: 0,3 mIU/ml,
High-Dose-Hook-Effect: keiner bis
1 000 000 mIU/ml.
Intraassay-Präzision: Statistische
Berechnung der Ergebnisse von Proben,
die in 20 Röhrchenpaaren in einem
Ansatz gemessen wurden. (Siehe Tabelle
„Intraassay-Precision“.)
Interassay-Präzision: Statistische
Berechnung der Ergebnisse von Proben,
die in 20 Röhrchenpaaren in
verschiedenen Ansätzen gemessen
wurden. (Siehe Tabelle „InterassayPrecision“.)
"End of Run" Effekt: Tritt bis ca.
350 Röhrchen nicht auf. (siehe Tabelle
"End-of-Run Effect").
Linearität: Proben wurden in
verschiedenen Verdünnungen getestet.
(Repräsentative Daten entnehmen Sie
bitte der Tabelle „Linearität“.)
Wiederfindung: Proben wurden 1:19 mit
HCG Lösungen (200, 1 000 und
5 000 mIU/ml) versetzt und gemessen.
(Repräsentative Daten entnehmen Sie
bitte der Tabelle „Recovery“.)
Spezifität: Der im Coat-A-Count HCG
IRMA verwendete Antikörper ist
hochspezifisch für intaktes HCG, mit
niedriger Kreuzreaktivität zu anderen
Glykoprotein-Hormonen in der
Patientenprobe. Eine Patientenprobe mit
23,3 mIU/ml HCG wurde mit
verschiedenen Mengen an FSH, LH und
TSH versetzt. Die Probe wurde versetzt
und unversetzt mit dem Coat-A-Count
HCG IRMA Verfahren bestimmt. (Siehe
Tabelle "Specificity 1".)
Die HCG alpha und beta Untereinheiten
wurden ebenfalls untersucht. HCG βUntereinheiten (WHO 75/551) wurden mit
dem Coat-A-Count HCG IRMA 0-Standard
versetzt. (Siehe Tabelle "Specificity 2".)
HCG α-Untereinheiten (WHO 75/569)
wurden mit dem Coat-A-Count HCG IRMA
0-Standard versetzt. (Siehe Tabelle
"Specificity 3".)
Bilirubin: Bilirubin hat in Konzentrationen
bis zu 200 mg/l keinen Einfluss auf die
Ergebnisse, der größer als die Impräzision
des Assays selbst ist.
Hämolyse: Erythrozyten haben in
Konzentrationen bis zu 30 µl/ml keinen
Einfluss auf die Messung, der größer als
die Impräzision des Assays selbst ist.
Alternativer Probentyp: Um die
Auswirkungen von verschiedenen
21
Probenarten zu untersuchen, wurde Blut
von 20 Freiwilligen in Röhrchen ohne
Additiva, in Heparin-, EDTA- und Becton
®
Dickinson SST Vacutainer-Rörchen
gesammelt. Alle Proben wurden mit dem
Coat-A-Count HCG IRMA Assay mit den
nachfolgend aufgeführten Ergebnissen
bestimmt.
(EDTA) = 1,00 (Serum) – 0,5 mIU/ml
r = 0,996
(Heparin) = 1,04 (Serum) + 0,3 mIU/ml
r = 0,994
(SST) = 0,98 (einfachen Röhrchen) + 1,65 mIU/ml
r = 0,993
Mittelwerte:
101 mIU/ml (Serum)
106 mIU/ml (Heparin)
101 mIU/ml (EDTA)
101 mIU/ml (SST)
Methodenvergleich: Das Coat-A-Count
HCG IRMA Verfahren wurde mit einem
anderen immunradiometrischen Assays
für HCG (Kit A) und einem HCG
Radioimmunoassay (Kit B) an 48
Patientenproben verglichen. Die Proben
hatten HCG Spiegel von 5 – 500 mIU/ml.
Berechnung der linearen Regression:
(CAC IRMA) = 1,19 (Kit A) + 0,9 mIU/ml
r = 0,998
Mittelwerte:
217 mIU/ml (Coat-A-Count IRMA)
182 mIU/ml (Kit A)
(CAC IRMA) = 1,25 (Kit B) – 24,4 mIU/ml
r = 0,983
Mittelwerte:
193 mIU/ml (Kit B)
Anwendungsberatung
Bei Rückfragen wenden Sie sich bitte an
Ihre Niederlassung.
Das Qualitätsmanagement-System der Siemens
Healthcare Diagnostics Inc. ist zertifiziert nach
DIN EN ISO 13485:2003.
Español
Utilidad del análisis: Coat-A-Count HCG
IRMA es un análisis radioinmunométrico
diseñado para la determinación
22
cuantitativa y cualitativa de la
gonadotropina coriónica humana (HCG)
en suero y plasma. Su uso es
estrictamente para diagnóstico in vitro, por
personal profesional de laboratorio, como
una ayuda en la detección del embarazo.
Referencia: IKCG1 (100 tubos)
El kit de 100 tubos contiene
menos de 20 microcurios (740
kilobequerelios) de anti-HCG
125
policlonal marcada con I radiactivo.
Resumen y Explicación del
Test
La gonadotropina coriónica humana
(HCG) es una hormona glicoproteica de
dos cadenas (peso molecular ≈37 000),
que normalmente se encuentra en la
sangre y la orina sólo durante el
embarazo. Es secretada por el tejido
placentario, comenzando con el
trofoblasto primitivo, casi desde el
momento de la implantación, y sirve para
mantener al cuerpo lúteo durante las
primeras semanas del embarazo. La HCG
o el material tipo HCG también es
producido por una amplia variedad de
neoplasias trofoblásticas y no4,9,10,16
Su determinación, por
trofoblásticas.
sistemas de análisis de sensibilidad y
especificidad adecuados, ha demostrado
ser de gran valor en la detección y el
manejo del embarazo.
De acuerdo con la literatura, la HCG
normalmente alcanza niveles de
aproximadamente 2 000 mIU/ml un mes
2,3,10,11
Para el
después de la concepción.
tercer mes, se alcanza un pico de 50 000
o incluso de 100 000 mIU/ml, después del
cual hay una disminución gradual.
Normalmente después del parto, el nivel
de HCG baja rápidamente, alcanzando las
concentraciones de no embarazo unas
dos semanas después (generalmente
10
menores de 5 mIU/ml). Los embarazos
ectópicos y los embarazos que finalizan
en aborto espontáneo tienden a tener
niveles de HCG circulante más bajos de lo
normal, mientras que se observan niveles
algo más elevados en los embarazos
múltiples.
El procedimiento cualitativo representa
una simplificación del procedimiento
cuantitativo, en cuanto a que sólo se
utiliza un punto de referencia en vez de
una curva de calibración. Este permite
determinar si una muestra de suero tiene
una concentración de HCG superior o
inferior a 25 mIU/ml, dentro de la precisión
del ensayo. Las concentraciones
superiores a este límite pueden
considerarse positivas para el embarazo,
siempre que se hayan descartado otras
causas de los niveles altos de HCG, esto
es, neoplasia trofoblástica y no
4,9,10,16
En las muestras de
trofoblástica.
mujeres no embarazadas, así como en las
de embarazos en las primeras etapas en
las que la concentración de HCG todavía
no han alcanzado el nivel de decisión
establecido para el procedimiento, es de
esperarse concentraciones inferiores al
límite. El análisis de otra muestra recogida
dos o más días después deberá decidir la
cuestión, ya que en los primeros estadíos
del embarazo se puede esperar que el
nivel de HCG se duplique en este tiempo
11
aproximadamente. También puede ser
de interés volver a analizar la muestra
original por el procedimiento cuantitativo
para determinar su concentración de HCG
con más exactitud.
Principio del análisis
Coat-A-Count HCG IRMA es un ensayo
radioinmunométrico en fase sólida. El
ensayo utiliza anticuerpos policlonales
125
anti-HCG marcados con I en fase
líquida y anticuerpos monoclonales antiHCG inmovilizados en la pared de un tubo
de poliestireno.
En el procedimiento:
La HCG es capturada entre el trazador
policlonal y los anticuerpos monoclonales
que recubren el tubo.
El trazador policlonal no unido se remueve
por decantación y lavado del tubo.
El tubo se cuenta en un contador gama
durante 1 minuto. La concentración de
HCG en la muestra del paciente es
directamente proporcional al número de
cuentas por minuto. La concentración de
HCG se determina comparando el número
de cuentas con las obtenidas con el juego
de calibradores suministrados.
Reactivos a pipetear: 2
Tiempo total de incubación: 1 hora (en
un agitador de gradillas)
Cuentas totales en la iodización:
aproximadamente 300 000 cpm
Advertencias y precauciones
Para uso diagnóstico in vitro.
Reactivos: Almacenar a 2–8°C en una
cámara preparada para almacenar
material radiactivo. Desechar de acuerdo
a la legislación en vigor.
No usar los reactivos después de su fecha
de caducidad.
Algunos componentes suministrados en el
kit pueden contener material de origen
humano y/o otros componentes
potencialmente peligrosos que necesiten
ciertas precauciones.
Siga las precauciones universales y
manipule todos los componentes como si
fueran capaces de transmitir agentes
infecciosos. Los materiales derivados de
sangre humana han sido analizados y son
negativos para sífilis; para anticuerpos
frente al VIH 1 y 2; para el antígeno de
superficie de hepatitis B y para los
anticuerpos de hepatitis C.
Se ha usado Azida sódica, en
concentraciones menores de 0,1 g/dl,
como conservante. Para su eliminación,
lavar con grandes cantidades de agua
para evitar la constitución de residuos de
azidas metálicas, potencialmente
explosivas, en las cañerías de cobre y
plomo.
Agua: Usar agua destilada o desionizada.
Radiactividad
Una copia de cualquier certificado de
licencia de radioisótopos (específico o
general) emitido a la aduana de los
EE.UU. se registrará en los ficheros de
Siemens Healthcare Diagnostics antes de
que se puedan enviar kits o componentes
conteniendo material radiactivo. Estos
materiales radiactivos pueden adquirirse
por cualquier cliente con la licencia
específica apropiada. Con una licencia
general, estos materiales radiactivos
pueden adquirirse solo por médicos,
veterinarios en la práctica de la medicina
veterinaria, laboratorios clínicos y
hospitales — y estrictamente para la
clínica in vitro o tests de laboratorio que
no conlleven la administración interna o
externa de material radiactivo o su
radiación a humanos u otros animales. Su
adquisición, recepción, almacenaje, uso,
trasferencia y desecho están regulados y
se expenderá una licencia (general o
23
específica) de la Comisión Nuclear de
EE.UU. o de un Estado con el NRC para
su consiguiente control.
Manejar los materiales radiactivos de
acuerdo a los requerimientos de su
licencia general o específica. Para
minimizar la exposición a la radiación, el
usuario debe adherirse al cuarto conjunto
de guías publicadas por el National
Bureau of Standards con el nombre Safe
Handling of Radioactive Materials
(Handbook No. 92, issued March 9, 1964)
y en las consiguientes publicaciones de
las autoridades Federales o Estatales.
Limpiar y decontaminar rápidamente las
superficies afectadas. Evitar la generación
de aerosoles. Eliminar los residuos sólidos
radiactivos de acuerdo con los
requerimientos de su licencia. Licencias
generales (NRC Form 483) pueden
eliminar sus residuos sólidos radiactivos
como residuos no radiactivos, después de
retirar las etiquetas. Licencias específicas
(NRC Form 313) se deben referir al Título
10, Código de Regulaciones Federales,
Parte 20. Las licencias en Estados
Asociados deben referirse a las
normativas de su correspondiente Estado.
Licencias generales pueden eliminar sus
residuos líquidos radiactivos contenidos
en este tipo de productos como cualquier
otro material líquido, quitando las
etiquetas de los contenedores y
procesándolos como residuos sólidos.
Licencias específicas pueden eliminar
pequeñas cantidades de residuos líquidos
radiactivos contenidos en este tipo de
productos como cualquier otro material
líquido. Refiérase a la normativa aplicable
a su laboratorio.
Materiales Suministrados:
Preparación Inicial
Tubos recubiertos de anticuerpo frente
a la HCG (ICG1)
Tubos de poliestireno recubiertos con un
anticuerpo monoclonal murino anti-HCG y
embalados en bolsas de cierre hermético.
Almacenar refrigerados y protegidos de la
condensación, cerrando cuidadosamente
las bolsas después de su uso. Estable a
2–8°C hasta la fecha de caducidad
impresa en la bolsa.
IKCG1: 100 tubos.
24
125
I HCG Ab (ICG2)
Anticuerpo policlonal anti-HCG yodado en
forma líquida, listo para usar. Cada frasco
contiene 5,5 ml. Estable a 2–8°C durante
30 días después de su apertura, o hasta
la fecha de caducidad marcada en la
etiqueta.
IKCG1: 2 vials.
Calibradores HCG (CGI3–9)
Siete viales de calibradores de HCG,
marcados A – G, en una matriz de suero
humano libre de HCG, con conservante.
Los calibradores se suministran
liofilizados. 30 minutos, como mínimo,
antes de su uso: reconstituir el calibrador
cero A con 10 ml de agua destilada o
desionizada, el calibrador C con 5 ml, y
los calibradores restantes, B y D a G, con
2 ml cada uno. (Ver la tabla que se da a
continuación). Usar pipetas volumétricas y
mezclar con movimientos circulares o
inversión suave. Estable a 2–8°C durante
30 días después de la reconstitución, o
hasta 6 meses (alicuotados) a –20°C.
IKCG1: 1 juego.
Vial de Calibrador
Volumen de
Reconstitución
Calibrador A
10,0 ml
Calibrador B
2,0 ml
Calibrador C
5,0 ml
Calibradores D – G
2,0 ml
Los calibradores están estandarizados
contra (pero no preparados de) el Tercer
Estándar Internacional para
Inmunoensayo de HCG de la
Organización Mundial de la Salud, número
75/537. En términos de este estándar, los
calibradores representan 0, 5, 25, 50, 100,
250 y 500 mili-Unidades Internacionales
de HCG por mililitro (mIU/ml, 3rd IS
75/537). Los valores de los calibradores
en términos del Segundo Estándar
Internacional para HCG de la
Organización Mundial de la Salud, número
61/6, son idénticos. Los puntos de
calibración intermedios se pueden obtener
mezclando los calibradores en las
proporciones adecuadas. Note que los
calibradores del kit Coat-A-Count HCG
IRMA no son intercambiables con
aquellos suministrados en el kit Doble
Anticuerpo HCG. El calibrador de 25
mIU/ml (Calibrador C) sirve como la
referencia positiva en el procedimiento
cualitativo. En este contexto, los otros
calibradores suministrados con este kit se
pueden usar como controles.
conteniendo HCG más de otros 25
analitos que puede obtenerse en Siemens
Healthcare Diagnostics (Referencia:
CON6).
Solución Amortiguadora de Ensayo
para HCG (CGAB)
11 ml de diluyente amortiguado. Estable a
2–8°C durante 30 días después de su
apertura, o hasta la fecha de caducidad
marcada en la etiqueta.
IKCG1: 1 vial.
Recogida de la muestra
Concentrado de Solución
Amortiguadora de Lavado (2TSBW)
Solución salina amortiguadora, con
surfactantes, y azida sódica, con
conservante. Utilizando un depósito de
transferencia, diluir el contenido de cada
frasco con 600 ml de agua destilada, para
preparar un volumen total de 660 ml.
Almacenar refrigerado. Estable a 2-8°C
durante 6 meses después de la
preparación.
IKCG1: 1 vial × 60 ml.
Materiales Requeridos pero no
suministrados
Contador Gamma — compatible con
tubos estándar de 12 x 75 mm.
Agitador — configurado para dar
aproximadamente 200 sacudidas por
minuto.
Preparación del Reactivo
Pipetas: 2,0 ml, 5,0 ml y 10,0 ml
Agua destilada o desionizada
Probeta graduada — para dispensar
600 ml
Depósito para almacenamiento de plástico
con tapa — para la preparación y
almacenaje de la Solución Amortiguadora
de Lavado
Inmunoensayo
Micropipeta: 100 µl
Dispensador – para dispensar 2,0 ml de
Solución Amortiguadora de Lavado.
Gradilla de espuma — disponible en
Siemens Healthcare Diagnostics
(Referencia: FDR).
Papel para gráfica log-log de 3 ciclos
Un control de inmunoensayo de tres
niveles con base de suero humano,
El paciente no necesita estar en ayunas
así como tampoco cualquier otro tipo de
preparación. Recoger la sangre por
19
venipunción en tubos vacutainer sin
anticoagulante, heparinizados o con
EDTA, y anotar la hora en que se toma la
muestra.
Se recomienda el uso de una
ultracentrífuga para aclarar las muestras
lipémicas.
Las muestras hemolizadas podrían indicar
una mala manipulación de la muestra
antes de ser recibida por el laboratorio; en
este caso, los resultados deben
interpretarse con precaución.
Los tubos para recoger sangre de
distintos fabricantes pueden producir
valores diferentes, dependiendo del
material del tubo y de los aditivos,
incluyendo barreras de gel o barreras
físicas, activadores de la coagulación y/o
anticoagulantes. El HCG Coat-A-Count
IRMA no ha sido analizado con todos los
distintos tipos de tubos. Para obtener
detalles sobre los tipos tubos que se han
analizado, consulte la sección de
Volumen requerido: 100 µl suero o
plasma por tubo.
Conservación: 2–8°C durante 7 días, o
hasta 2 meses a –20°C.
Antes del ensayo, llevar todas las
muestras a temperatura ambiente (15–
28°C) y mezclar por inversión. Alicuotar, si
es necesario, para evitar la repetición de
congelación y descongelación. No intentar
la descongelación de muestras
congeladas calentándolas en un baño de
agua.
Diluciones: El procedimiento cuantitativo
tiene un rango de hasta 500 mIU/ml, pero
en el curso del embarazo normal se
pueden encontrar niveles en las pacientes
de 100 000 mIU/ml o más. Las muestras
de embarazadas normales, incluso
aquellas que estén alcanzando los valores
picos del primer trimestre, producirán un
valor de cuentas por minuto mayor que el
25
del calibrador más alto si se analizan sin
diluir.
Opcionalmente, marcar con T
(cuentas totales) dos tubos de
poliestireno limpios (sin recubrir) de
12 x 75 mm, por duplicado, y dejarlos
a un lado hasta el paso 6.
Las muestras que se espera que
contengan niveles más altos, incluyendo
4,9,10,16
se
aquellas de embarazos molares,
deben diluir adecuadamente con el
calibrador cero antes del análisis.
Para evitar las demoras ocasionadas al
tener que reevaluar las muestras a partir
de la curva, es posible que algunos
laboratorios deseen poner en práctica la
preparación de una serie de diluciones 1
en 10 de cada muestra. El análisis de
muestras no diluidas, 1 en 10 y 1 en 100,
en la mayoría de los casos pondrá las
concentraciones de las muestras dentro
del rango del ensayo; se puede preparar
una dilución adicional 1 en 1 000 para las
muestras que se espera que excedan
100 000 mIU/ml.
2
3
26
T*
—
—
A (NSB)
0
0
B
5
5
C
25
25
D
50
50
E
100
100
F
250
250
G ("MB")
500
500
Pipetear 100 µl de cada calibrador,
controles y muestras de suero de
pacientes en los tubos preparados al
efecto.
Agregar 100 µl de Solución
Amortiguadora de Ensayo HCG a
cada tubo.
Pipetear directamente en el fondo
del tubo. Para este paso y para
añadir el trazador en el paso 6, se
recomienda usar un dispensador de
repetición.
Todos los componentes deben llevarse a
temperatura ambiente (15–28°C) antes de
su uso.
Marcar por duplicado catorce tubos
recubiertos de anticuerpo frente a la
HCG: A (unión no específica) y B a G
(máxima unión). Marcar tubos
adicionales recubiertos de anticuerpo,
también por duplicado, para los
controles y las muestras de pacientes.
HCG mIU/ml
2nd IS 61/6
Pipetear directamente en el fondo
del tubo. Las muestras de los
pacientes que se espera que
contengan niveles de HCG mayores
de 500 mIU/ml deberán ser diluidas
adecuadamente con el calibrador cero
antes del análisis. Usar una
micropipeta con punta desechable,
cambiando la punta entre muestras
para evitar errores por arrastre. Se
deberán usar pipetas de
desplazamiento positivo y pipetoresdilutores únicamente si se ha
evaluado la posibilidad de acarreo y
se determinado que este sería
insignificante.
Procedimiento cuantitativo
1
HCG mIU/ml
3rd IS 75/537
* Opcional
Pipeteado: Se debe tener cuidado al
preparar las diluciones y pipetear las
muestras para evitar errores por arrastre.
Es importante usar una micropipeta con
punta desechable, cambiando la punta
entre muestras para evitar la
contaminación por arrastre. Sólo se
deberán usar pipetas de desplazamiento
positivo y equipos de dilución automática
si se ha evaluado la posibilidad de
arrastre y se ha determinado que este
sería insignificante.
Pipetear todas las muestras y los
reactivos directamente en el fondo. Todas
las muestras deberán analizarse por
duplicado, incluyendo los calibradores y
los controles. Inspeccionar la
concordancia de los resultados entre los
pares de tubos. Se pueden espaciar pares
de tubos controles a lo largo de la tanda
para ayudar a verificar que no haya una
desviación significativa.
Calibrador
4
Agitar durante 30 minutos sobre un
agitador de gradillas.
Para el Procedimiento Cualitativo, 15
minutos son suficientes.
5
Decantar y dejar escurrir
completamente. Añadir 2,0 ml de la
Solución Amortiguadora de Lavado a
cada tubo. Esperar 1 a 2 minutos,
luego decantar y dejar escurrir
completamente.
Eliminar toda la humedad visible para
mejorar la precisión. Después del
lavado, decantar los contenidos de
todos los tubos usando una gradilla
de decantación de espuma. Golpear
los tubos contra papel absorbente
para eliminar las gotas residuales.
6
Agregar 100 µl de HCG Ab I125 a
cada tubo.
No se debe tardar más de 10 minutos
durante la dispensación del trazador.
Dejar los tubos T a un lado para su
contaje (paso 9); no requieren más
procesamiento posterior.
7
Agitar durante 30 minutos sobre un
agitador de gradillas.
Para el Procedimiento Cualitativo, 15
minutos son suficientes.
8
Decantar y dejar escurrir
completamente. Añadir 2,0 ml de la
Solución Amortiguadora de Lavado a
cada tubo. Esperar 1 a 2 minutos,
luego decantar y dejar escurrir
completamente. Nuevamente, añadir
2,0 ml de la Solución Amortiguadora
de Lavado, esperar 1 a 2 minutos y
decantar.
Eliminar toda la humedad visible para
mejorar la precisión. Después del
segundo lavado, decantar los
contenidos de todos lo tubos (excepto
los tubos T) usando una gradilla de
decantación de espuma, y permitir
que escurran durante 2 o 3 minutos.
Golpear los tubos contra papel
absorbente para eliminar las gotas
residuales.
9
Contar durante 1 minuto en un
contador gamma.
En los contadores gamma
multicabezas, los tubos de Cuentas
Totales (opcional) deberán separarse
del resto de los tubos de ensayo por
cuando menos un espacio, para
minimizar la posibilidad de derrames
dentro de otro tubo.
Procedimiento Cualitativo
El procedimiento cualitativo representa
una simplificación del procedimiento
cuantitativo, en cuanto a que sólo se
utiliza un punto de referencia en vez de
una curva de calibración. Este permite
determinar si una muestra de suero o
plasma tiene una concentración de HCG
superior o inferior a 25 mIU/ml, dentro de
la precisión del ensayo. Las muestras que
se espera que contengan niveles de HCG
altos, se deberán analizar con las
diluciones apropiadas descritas
anteriormente en el Procedimiento
Cuantitativo.
1
Marcar dos Tubos recubiertos con
anticuerpos anti-HCG como C, para la
referencia positiva de 25 mIU/ml.
Marcar otros tubos recubiertos con
anticuerpo anti-HCG, también por
duplicado, para los controles y las
muestras del paciente.
Opcionalmente, marcar dos tubos de
poliestireno (no recubiertos) de
12 x 75 mm como T (cuentas totales).
Calibrador
HCG mIU/ml
3rd IS 75/537
HCG mIU/ml
2nd IS 61/6
T*
—
—
C (Referencia)
25
25
* Opcional
Ahora, continuar como en el
Procedimiento Cuantitativo descrito
anteriormente (pasos 2 a 9). El tiempo de
incubación en los pasos 4 y 7 se puede
reducir a 15 minutos.
Cálculos y Control de Calidad
Procedimiento Cuantitativo
Para calcular los resultados a partir de
una representación log-log de la curva de
calibración, primero corregir las cuentas
por minuto (CPM) de cada par de tubos
restando las CPM promedio de los tubos
de unión no específicos (calibrador A).
Cuentas netas = (Media CPM) menos
(Media NSB CPM)
Luego determinar el porcentaje de unión
(relativo al del calibrador más alto) - aquí
llamado “%B/MB” - de cada par de tubos
como por ciento de “unión máxima,” con
las cuentas NSB corregidas del calibrador
mas alto tomadas como 100%:
Porcentaje de Unión = (Cuentas netas / Cuentas
MB netas) × 100
27
Utilizando papel de gráficas log-log de 3
ciclos, trazar el Porcentaje de Unión
versus la Concentración para cada uno de
los calibradores no cero y trazar una curva
que se aproxime a la trayectoria de estos
puntos. (Conectar los puntos de
calibración con arcos o segmentos de
líneas rectas. No intentar acomodar una
sola línea recta a los datos.) Las
concentraciones para controles y
desconocidos dentro del rango de
calibradores no cero puede entonces ser
calculada de la curva de calibración por
interpolación. Se puede usar un trazo
adicional de Porcentaje Unido versus
Concentración para los calibradores mas
bajos en papel de gráfica lineal-lineal para
una interpolación cercana a la dosis cero.
Comentarios: Aunque otros enfoques
son aceptables, la reducción de datos por
el método recién descrito tiene ciertas
ventajas desde el punto de vista de
control de calidad. En particular,
proporciona una curva de calibración que
es relativamente lineal en
representaciones tanto log-log como
lineal-lineal y relativamente estable de
ensayo a ensayo. También proporciona
valiosos parámetros de Control de
Calidad, es decir, valores de Porcentaje
de Unión (%B/MB) para los calibradores
no cero. Se puede obtener una gráfica
todavía más informativa, dando un sentido
de reproducibilidad dentro del ensayo
como una función de la concentración,
haciendo un trazo de valores de
Porcentaje de Unión de los tubos
calibradores directamente, esto es, sin
primero promediar las CPM de
duplicados.
Alternativas: Aunque el Porcentaje de
Unión se puede calcular directamente de
las CPM Promedio, la corrección para la
unión no específica generalmente
produce una curva de calibración que es
mas lineal a lo largo de su rango. Una
curva de calibración también puede
construirse trazando las CPM o CPM
Promedio directamente contra la
Concentración en papel de gráfica log-log
o lineal-lineal. (No debe emplearse papel
de gráfica semilogarítmico.) Este enfoque
tiene la virtud de la simplicidad, pero es
menos deseable desde el punto de vista
del control de calidad.
Reducción de Datos por Ordenador:
Los métodos “punto a punto”, incluyendo
28
lineal y spline cúbico, no son adecuados;
pero ya que proporcionan poca ayuda en
el monitoreo de la integridad de un
ensayo, es importante preparar el trazo
log-log recomendado de la curva de
calibración, ya sea manualmente o por
ordenador, como un paso de control de
calidad. Las técnicas de reducción de
datos basadas en el modelo logístico
también pueden ser aplicables. Dentro de
esta familia, las rutinas de curva basada
en el parámetro logístico de 4 o 5 son los
candidatos más apropiados. Sin embargo,
algunos algoritmos actualmente en uso no
pueden convergir con éxito, aun cuando el
modelo logístico es fiel a los datos. Si se
adopta un método logístico, es esencial
verificar su propiedad para el ensayo de
cada día monitoreando el retrocálculo de
los calibradores y otros parámetros.
Adicionalmente, se recomienda un trazo
de la curva del calibrador en una
representación log-log, ya que esto es
más informativo que el trazo
semilogarítmico convencional.
Manipulación de la Muestra: Las
instrucciones para manipular y almacenar
las muestras de los pacientes y los
componentes deberán observarse
cuidadosamente. Antes del análisis, diluir
las muestras de los pacientes que se
espera que contengan concentraciones
de HCG mayores que la del calibrador
más alto (500 mIU/ml) con el calibrador
cero. Todas las muestras, incluyendo los
calibradores y los controles, deberán
someterse a ensayo cuando menos por
duplicado. Es importante utilizar una
micropipeta con punta desechable,
cambiando la punta entre muestras para
evitar la contaminación por arrastre. Se
deberán usar pipetas de desplazamiento
positivo y pipetores-dilutores automáticos
sólo si se ha evaluado la posibilidad de
arrastre y se ha determinado que sería
insignificante. Se pueden espaciar pares
de tubos de control a lo largo del ensayo
para ayudar a verificar la ausencia de
arrastre significativo. Inspeccionar los
resultados para comprobar el acuerdo
entre pares de tubos.
Contador Gamma: Para minimizar la
posibilidad de derrames en los contadores
gamma de múltiples pozos, los tubos de
conteos totales (T) opcionales deberán
estar separados de los otros tubos del
ensayo por uno o más espacios.
Alternativamente, agregar sólo 25 µl del
trazador a cada uno de los tubos T en el
paso 6 y multiplicar las cuentas por minuto
observadas en estos tubos por 4.
Controles: Los controles o pools de
sueros con al menos dos niveles de
concentración de HCG (bajo y alto)
deberán ensayarse rutinariamente como
desconocidos y los resultados se deberán
trazar de día en día como se describe en
Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981; 27:493501. Las muestras de repetición son una
valiosa herramienta adicional para el
seguimiento de la precisión inter-ensayo.
Parámetros de Control de Calidad:
Recomendamos controlar estos
parámetros de rendimiento:
T = Cuentas totales (como cuentas por minuto)
%NSB = 100 × (Media cuentas NSB / cuentas
totales)
%MB = 100 × (Cuentas netas / Cuentas totales)
Y los valores de Unión Porcentual
(“%B/MB”) de todos menos los
calibradores no cero mas altos, por
ejemplo:
%C/MB = 100 × (Cuentas netas del calibrador
"C" / Cuentas netas MB)
Mantenimiento de Registros: Se
considera buena práctica de laboratorio el
registrar para cada ensayo los números
de lote y las fechas de reconstitución de
los componentes utilizados, así como los
resultados de control y los parámetros de
Control de Calidad.
Lectura Adicional: Ver Dudley RA, et al.
Guideline for immunoassay data
Ejemplo, Procedimiento Cuantitativo:
Sólo como ilustración, no se puede utilizar
para calcular resultados. (Ver la tabla
"Example Run, Quantitative Procedure".)
Procedimiento Cualitativo
Si el número de cuentas por minuto
(promedio) de los tubos de la muestra del
paciente es menor que el número de
cuentas por minuto (promedio) del
calibrador C, entonces la muestra
contiene menos de 25 mIU/ml de HCG,
dentro de la precisión del ensayo. Si el
número de cuentas de la muestra del
paciente es mayor que el del calibrador C,
entonces la muestra contiene más de
25 mIU/ml de HCG, dentro de la precisión
del ensayo.
Relación con el embarazo: Las
concentraciones superiores al límite de
25 mIU/ml puede considerarse positivas
para el embarazo, siempre que se hayan
descartado otras causas de los altos
niveles de HCG, como por ejemplo,
neoplasia trofoblástica y no-trofoblástica o
4,9,10,16
Para las
aborto espontáneo, etc.
muestras de hombres sanos y mujeres no
embarazadas se espera encontrar
concentraciones inferiores al límite de 25
mIU/ml. (Ver más adelante la sección
“Valores Esperados”). También son
esperables concentraciones inferiores a
25 mIU/ml en las muestras de mujeres
que están en una etapa temprana del
embarazo, en la que la concentración de
HCG aún no ha aumentado al nivel de
decisión establecido para el
procedimiento cualitativo El análisis de
otra muestra recogida dos o más días
después debería resolver la cuestión, ya
que en las etapas tempranas del
embarazo es de esperarse que el nivel de
HCG se duplique en este tiempo
11
aproximadamente.
Control de Calidad Controlar que las
cuentas por minuto de todas las muestras
coincidan entre los pares de tubos. Los
controles o los pools de sueros o plasma
de los pacientes que tengan
concentraciones superiores e inferiores al
valor de referencia de 25 mIU/ml
(calibrador C) deberán analizarse
rutinariamente como desconocidos. Los
otros calibradores que se suministran con
el kit –específicamente, los calibradores
de 5 y 50 mIU/ml (B, D)- pueden
procesarse como controles adicionales.
Recomendamos llevar un registro de las
cuentas por minuto de la referencia
(calibrador C) y los controles como un
porcentaje de cuentas totales, por
ejemplo:
%C/CT = 100 × (Cuentas promedio del
calibrador "C" / Cuentas totales promedio)
La determinación regular de las medias y
los CV intraensayo en base a las cuentas,
para varios duplicados de un control bajo,
un control alto y el calibrador C, podría ser
una ayuda adicional para monitorear
diariamente la integridad del ensayo.
29
Ejemplo: Sólo como ilustración, no se
puede utilizar para calcular resultados.
(Ver la tabla "Example Run, Qualitative
Procedure".)
Valores esperados
Las muestras seriadas de mujeres en las
primeras 2 a 5 semanas del embarazo
mostraron tiempos de duplicación para las
concentraciones de HCG de 1,5 a 3 días,
con un tiempo de duplicación promedio de
2,2 días.
Se analizaron muestras de suero de 47
hombres sanos y 38 mujeres no
embarazadas mediante el procedimiento
Coat-A-Count HCG IRMA, obteniéndose
los siguientes resultados:
Estos límites han de considerarse sólo
como una guía. Cada laboratorio deberá
establecer sus propios intervalos de
referencia.
El 95% de los valores masculinos fueron
menores de 1,0 mIU/ml.
Características analíticas
El 90% de los valores femeninos fueron
menores de 3 mIU/ml.
El 100% de los valores (masculinos y
femeninos) fue 5 mIU/ml o menor.
Los resultados son coherentes con el
límite superior del valor normal de
aproximadamente 5 mIU/ml en ausencia
de embarazo. Sin embargo, los
laboratorios deberán considerar estos
resultados sólo como una guía.
En otro estudio, se analizaron 286
muestras de suero de mujeres de edad
gestacional conocida mediante el
procedimiento Coat-A-Count HCG IRMA.
La edad gestacional se clasificó en
semanas después del primer día del
último periodo menstrual (LMP) Los
resultados son los siguientes:
Mediana
Rango absoluto
Rango 95%
4 semanas después de LMP (n=5)
291
196 – 3 537
4 117
1 026 – 30 964
18 897
4 250 – 81 172
7 – 8 semanas después de LMP (n=40)
54 266
6 002 – 114 430
9 -10 semanas después de LMP (n=27)
48 841
18 344 – 98 807
50 841
21 874 – 120 766
16 418
4 106 – 57 393
11 872
30
2 468 – 36 142
Las secciones siguientes contienen datos
representativos del rendimiento del kit
Coat-A-Count HCG IRMA, y los resultados
de HCG se expresan como mili-Unidades
Internacionales de HCG por mililitro
(mIU/ml).
Intervalo de calibración: Hasta
500 mIU/ml (3rd IS 75/537 y 2nd IS 61/6).
Normalización: El ensayo tiene un rango
de calibración de 5 a 500 mIU/ml en el
procedimiento cuantitativo. El calibrador
de 25 mIU/ml sirve como la referencia
positiva en el procedimiento cualitativo. El
ensayo está normalizado en términos del
Tercer Estándar Internacional para HCG
de la Organización Mundial de la Salud
(3rd IS 75/537), y también en términos del
Segundo Estándar Internacional para
HCG (2nd IS 61/6).
Sensibilidad analítica: 0,3 mIU/ml,
Efecto de gancho a altas dosis:
Ninguno hasta 1 000 000 mIU/ml.
Precisión intraensayo (dentro de una
tanda): Se calcularon las estadísticas
para cada una de siete muestras de los
resultados de 20 pares de tubos en un
solo ensayo. (Ver la tabla "Intraassay
Precision").
Precisión entre ensayos (de una tanda
a otra): Se calcularon las estadísticas
para cada una de siete muestras de los
resultados de pares de tubos en 20
ensayos diferentes. (Ver la tabla
"Interassay Precision").
Efecto deriva: Ninguno hasta
aproximadamente 350 tubos. (Ver tabla
"End-of-Run Effect").
Linealidad: Las muestras fueron
analizadas con varias diluciones. (Véase
la tabla "Linearity" para resultados
representativos).
Recuperación: Se han analizado las
muestras cargadas 1 a 19 con tres
soluciones de HCG (200, 1 000, y
5 000 mIU/ml). (Ver la tabla "Recovery"
para resultados representativos).
Especificidad: El anticuerpo utilizado en
el procedimiento Coat-A-Count HCG
IRMA es altamente específico para la
HCG intacta, con una reactividad cruzada
baja para otras hormonas glicoproteicas
presentes en las muestras de los
pacientes. Se cargó una muestra de
paciente que contenía 23,3 mIU/ml de
HCG con distintas cantidades de FSH, LH
y TSH. La muestra se analizó, cargada y
no cargada, mediante el procedimiento
Coat-A-Count HCG IRMA. (Ver la tabla
“Specificity 1”).
También se estudiaron las subunidades
alfa y beta de la HCG. La subunidad β de
HCG (WHO 75/551), se cargó en el
calibrador cero del procedimiento Coat-ACount HCG IRMA. (Ver la tabla
“Specificity 2”).
101 mIU/ml (EDTA)
101 mIU/ml (SST)
Comparación de los métodos: Se
comparó el procedimiento Coat-A-Count
HCG IRMA con otro análisis
radioinmunométrico para HCG (Kit A) y
también con un radioinmunoanálisis para
HCG (Kit B) en muestras de 48 pacientes.
Las muestras tenían niveles de HCG de 5
a 500 mIU/ml. Un análisis de regresión
lineal produjo los valores estadísticos
siguientes.
(CAC IRMA) = 1,19 (Kit A) + 0,9 mIU/ml
r = 0,998
Medias:
182 mIU/ml (Kit A)
(CAC IRMA) = 1,25 (Kit B) – 24,4 mIU/ml
r = 0,983
Medias:
193 mIU/ml (Kit B)
Asistencia técnica
La subunidad α de HCG (WHO 75/569),
se cargó en el calibrador cero del
procedimiento Coat-A-Count HCG IRMA.
(Ver la tabla “Specificity 3”).
Póngase en contacto con el distribuidor
nacional.
Bilirrubina: La presencia de bilirrubina,
en concentraciones de hasta 200 mg/l, no
tiene ningún efecto sobre los resultados
en términos de precisión.
El Sistema de Calidad de Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. está certificado por la ISO
13485:2003.
Hemólisis: La presencia de eritrocitos
hasta concentraciones de 30 µl/ml no
tiene efecto en los resultados, en lo
concerniente a la precisión del ensayo.
Tipo de Muestra Alternativa: para
evaluar el efecto de los diferentes tipos de
muestras alternativos, se recogió sangre
de 20 voluntarios en tubos normales,
tubos con Heparina, tubos con EDTA y
®
tubos vacutainer SST de Becton
Dickinson. Todas las muestras fueron
analizadas con el procedimiento Coat-ACount HCG IRMA, con los siguientes
resultados.
(EDTA) = 1,00 (Suero) – 0,5 mIU/ml
r = 0,996
(Heparina) = 1,04 (Suero) + 0,3 mIU/ml
r = 0,994
(SST) = 0,98 (tubos simples) + 1,65 mIU/ml
r = 0,993
Français
Coat-A-Count hCG IRMA
Domaine d'utilisation: Coat-A-Count
hCG IRMA est un dosage radioimmunométrique conçu pour la mesure
quantitative et qualitative de la
gonadotrophine chorionique humaine
(hCG) dans le sérum et le plasma. Il est
conçu pour une utilisation strictement
diagnostique in vitro en laboratoire par
des professionnels comme une aide à la
détection de la grossesse.
Référence catalogue : IKCG1 (100 tubes)
Le coffret de 100 tubes contient
moins de 20 microcuries
(740 kilobecquerels) d'anticorps
polyclonal anti-hCG marqué à l'iode 125.
Medias:
101 mIU/ml (Suero)
106 mIU/ml (Heparina)
31
Introduction
L'hormone chorio-gonadotrophique
humaine (hCG) est une hormone
glycoprotéique composée de deux sousunités (poids moléculaire env. 37 000)
retrouvée normalement uniquement
pendant la grossesse dans le sang et les
urines. Elle est sécrétée par les cellules
trophoblastiques du tissu placentaire,
pratiquement au début de la nidation, et
permet le maintien du corps jaune durant
les premières semaines de grossesse.
L'hCG, ou une substance semblable à
l'hCG, est également sécrétée par un
grand nombre de néoplasies
trophoblastiques et non
4,9,10,16
Sa mesure par
trophoblastiques.
des systèmes de dosage suffisamment
sensibles et spécifiques s'avère très utile
pour la détection et la gestion de la
grossesse.
Selon les recherches actuelles, le taux
d'hCG atteint normalement 2 000 mUI/ml
2,3,10,11
environ un mois après la conception.
Il atteint un maximum de 50 000 à
100 000 mUI/ml lors du troisième mois,
puis diminue progressivement. Après
l'accouchement, le taux d'hCG diminue
rapidement, jusqu'à des concentrations
observées chez des femmes nonenceintes (habituellement moins de
10
5 mUI/ml) en environ deux semaines.
Dans le cas de grossesses ectopiques ou
de grossesses amenant à un avortement
spontané, les taux d'hCG circulante sont
plus faibles que dans une grossesse
normale, alors que des taux plus élevés
sont observés dans le cas de grossesses
multiples.
La procédure qualitative est une
simplification de la procédure quantitative :
un seul point de référence est utilisé au
lieu d'une courbe de calibration complète.
Elle permet de déterminer si la
concentration d'hCG contenue dans un
échantillon de sérum est inférieure ou
supérieure à 25 mUI/ml, dans les limites
de précision du dosage. Une
concentration supérieure à ce seuil peut
être considérée comme un indicateur
positif de grossesse à condition que
d'autres facteurs pouvant causer des taux
élevés d'hCG aient été exclus, à savoir la
néoplasie trophoblastique et non
4,9,10,16
Une concentration
trophoblastique.
inférieure à ce seuil est attendue dans des
échantillons de femmes non enceintes ou
32
enceintes depuis si peu de temps que le
taux d'hCG n'a pas encore atteint le
niveau de décision établi pour cette
procédure. Le dosage d'un autre
échantillon recueilli au moins deux jours
plus tard devrait régler la question car le
taux d'hCG en début de grossesse peut
11
doubler en 48 heures environ. Il peut
également être intéressant de redoser le
premier spécimen à l'aide de la procédure
quantitative afin de mesurer plus
précisément sa concentration en hCG.
Principe du test
Coat-A-Count hCG IRMA est un dosage
radio-immunométrique à phase solide. Ce
dosage utilise un anticorps polyclonal antihCG marqué à l'iode 125 à phase liquide
et un anticorps monoclonal anti-hCG
immobilisé sur la paroi d'un tube en
polystyrène.
Lors de la procédure :
L'hCG est capturée entre le traceur
polyclonal et les anticorps monoclonaux
recouvrant le tube.
Le traceur non lié est retiré par décantage
et lavage du tube.
Le tube est compté dans un compteur
gamma pendant une minute. La
concentration en hCG de l'échantillon de
patient est proportionnelle au nombre de
comptes par minute. La concentration en
hCG est déterminée par comparaison du
nombre de comptes et des comptes
obtenus à l'aide des calibreurs fournis.
Réactifs à distribuer: 2
Temps d'incubation totale : 1 heure (sur
agitateur)
Activité totale en début de marquage :
environ 300 000 cpm
Précautions d'emploi
Réservé à un usage diagnostique in vitro.
Réactifs : Conserver à +2–8°C dans un
réfrigérateur autorisé à recevoir du
matériel radioactif. Éliminer les déchets
conformément aux lois en vigueur.
Ne pas utiliser les réactifs au delà de leur
date d'expiration.
Certains composants fournis avec ce
coffret peuvent contenir des agents
humains et/ou d'autres éléments
potentiellement infectieux qui nécessitent
certaines précautions.
Respecter les précautions d'emploi et
manipuler tous les composants du coffret
comme des produits potentiellement
infectieux. Les réactifs dérivés de produits
humains et utilisés dans ce coffret ont subi
un test sérologique pour la Syphilis et des
tests de dépistage pour les anticorps antiVIH1 et 2, anti-HCV et pour l'antigène de
surface de l'hépatite B, qui se sont tous
avérés négatifs.
De l'azide de sodium à des concentrations
inférieures à 0,1 g/dl a été ajouté comme
conservateur ; lors de l'élimination,
l'évacuer avec de grandes quantités d'eau
pour éviter une accumulation d'azides
métalliques explosifs dans les
canalisations.
Eau : utiliser de l'eau distillée ou
désionisée.
Radioactivité
Ce coffret de réactif est reservé à l'usage
in vitro (Autorisation DGSNR).
Règles de base de protection contre les
rayonnements ionisants et précautions
d'emploi.
Ce produit radioactif ne peut être reçu,
acheté, détenu ou utilisé que par des
personnes autorisées à cette fin et dans
des laboratoires dotés de cette
autorisation. Cette solution ne peut en
aucun cas être administrée à l'homme ou
aux animaux. Respecter impérativement
les dates de péremption indiquées sur
l'emballage extérieur et sur les étiquettes
des différents réactifs du coffret. Tous les
réactifs, dont les tubes revêtus
d'anticorps, doivent être conservés à
+ 4/+ 8° C dans leur conditionnement
d'origine avant d'être utilisés. L'achat, la
possession, l'utilisation et l'échange de
matières radioactives sont soumis aux
réglementations en vigueur dans le pays
de l'utilisateur. Les règles de base de
protection contre les rayonnements
ionisants doivent être respectées selon
des procédures en vigueur. Ne pas
pipeter des solutions radioactives avec la
bouche. Eviter le contact direct avec la
peau ou les muqueuses de tout produit
radioactif en utilisant des blouses et gants
de protection. Toute manipulation de
matières radioactives se fera dans un
local ad hoc éloigné de tout passage. Les
produits radioactifs seront stockés dans
leur conditionnement d'origine dans un
local approprié. Un cahier de réception et
de stockage de produits radioactifs sera
tenu à jour. Le matériel de laboratoire et la
verrerie qui ont été contaminés doivent
être éliminés au fur et à mesure afin
d'éviter une contamination croisée de
plusieurs isotopes. Chaque contamination
ou perte de substance radioactive devra
être réglée selon les procédures établies.
Toute mise aux déchets de matière
radioactive se fera en accord avec les
réglementations en vigueur. Ne pas
manger, ni boire, ni fumer, ni appliquer
des cosmétiques dans les laboratoires où
des produits radioactifs sont utilisés. Les
réactifs radioactifs ne peuvent être vendus
qu'à des personnes habilitées à manipuler
des substances radioactives.
Matériel Fourni :
Préparation Initiale
Tubes revêtus d'anticorps anti-hCG
(ICG1)
Tubes en polystyrène revêtus d'anticorps
monoclonal murin anti-hCG, conditionnés
dans des sachets hermétiques à glissière.
Les conserver réfrigérés et protégés de
l'humidité, bien refermer les sachets après
utilisation. Stable à +2–8°C jusqu'à la date
d'expiration notée sur le sachet.
IKCG1: 100 tubes.
Anticorps anti hCG marqué à l'iode
I125 (ICG2)
Flacons de traceur constitué par un
anticorps polyclonal de chèvre anti-hCG
marqué à l'iode I125. Prêt à l'emploi,
chaque flacon contient 5,5 ml. Stable au
moins un mois à 2–8°C après ouverture
ou jusqu'à la date inscrite sur le flacon.
IKCG1: 2 flacons.
HCG Calibrators (CGI3–9)
Sept flacons étiquetés de A à G de
calibreurs de l'hCG dans une matrice de
sérum humain ne contenant pas d'hCG,
avec conservateur. Les calibreurs sont
fournis sous forme lyophilisée. 30 minutes
au minimum avant l'emploi : reconstituer
le standard zéro (A) avec 10 ml d'eau
distillée ou désionisée, le standard C avec
5 ml et chaque autre standard (B, D à G)
avec 2 ml. (Voir le tableau ci-dessous.)
Utiliser des pipettes volumétriques et
mélanger doucement par rotations ou
33
retournement. Utiliser des pipettes
volumétriques et mélanger par
renversement ou par agitation délicate.
Stable à +2/ +8 °C pendant 30 jours après
reconstitution, ou 6 mois (aliquoté) à
–20 °C.
IKCG1: 1 jeu.
Flacon de calibreur
Volume de
reconstitution
Matériel requis mais non fourni
Compteur Gamma – permettant
l'utilisation de tubes standard 12x75 mm
Un agitateur portoir réglé à environ 200
rotations par minute.
Calibreur A
10,0 ml
Calibreur B
2,0 ml
Pour la préparation des réactifs :
Pipettes de 2 ml, 5 ml et 10 ml
Calibreur C
5,0 ml
Eau distillée ou désionisée
Calibreurs D – G
2,0 ml
Éprouvette graduée de 600 ml
Les calibreurs sont standardisés selon la
Troisième Norme de l'Organisation
Mondiale de la Santé pour dosages radioimmunométriques de l'hCG numéro
75/537, mais ne sont pas préparés à partir
de cette norme. Selon cette norme, les
calibreurs représentent 0, 5, 25, 50, 100,
250 et 500 milli-unités internationales
d'hCG par millilitre (mUI/ml, 3ème NI
75/537). Les valeurs des calibreurs selon
la Deuxième Norme de l'Organisation
Mondiale de la Santé pour l'hCG numéro
61/6 sont identiques. Des points de
calibration intermédiaires peuvent être
obtenus en mélangeant des proportions
appropriées de calibreurs. Veuillez noter
que les calibreurs du Coat-A-Count hCG
IRMA et ceux fournis dans le coffret hCG
à double anticorps ne sont pas
interchangeables. Le calibreur à
25 mUI/ml (Calibreur C) sert de référence
positive lors de la procédure qualitative.
Les autres calibreurs fournis dans ce
coffret peuvent être utilisés comme
contrôles dans ce contexte.
Tampon de dosage de l'hCG (CGAB)
11 ml de diluant avec tampon. Stable au
moins un mois à 2–8°C après ouverture
ou jusqu'à la date inscrite sur le flacon.
IKCG1: 1 flacon.
Solution Concentrée pour tampon de
lavage (2TSBW)
D'une solution tampon saline concentrée,
avec des surfactants et de l'azide de
sodium comme conservateur. Transférer
dans un autre récipient avec 600 ml d'eau
pour un volume total de 660 ml de tampon
de lavage. Stable à + 2/+8°C au moins 6
34
mois après préparation.
IKCG1: 1 flacon × 60 ml.
Flacon de conservation en plastique avec
couvercle – pour la préparation et le
stockage de la solution de tampon de
lavage.
Pour le dosage radioimmunologique :
Micropipette de 100 µl
Distributeur — pour distribuer 2,0 ml de
solution de tampon de lavage.
Un portoir de décantation – disponible
chez Siemens Healthcare Diagnostics
(Référence catalogue : FDR).
Papier graphe Log-log 3-cycles
Un contrôle immunodosage, à base de
sérum humain, à trois niveaux de
concentration, contenant de la hCG (parmi
plus de 25 constituants dosables), est
disponible chez Siemens Healthcare
Diagnostics (Référence catalogue :
CON6).
Recueil des échantillons
Le patient n'a pas besoin d'être à jeun et
aucune préparation spéciale n'est requise.
Effectuer une prise de sang par ponction
19
veineuse dans des tubes sous vide secs,
héparinés ou EDTA et prendre note de
l'heure.
Il est recommandé de clarifier les
échantillons hyperlipémiques par
ultracentrifugation.
Des échantillons hémolysés peuvent être
révélateurs d'une préparation inadéquate
du prélèvement avant son envoi au
laboratoire ; il faudra donc interpréter les
résultats avec prudence.
Des tubes pour prélèvements sanguins
provenant de fabricants différents peuvent
donner des résultats différents, selon les
matériaux et additifs utilisés, y compris
gels ou barrières physiques, activateurs
de la coagulation et/ou anticoagulants. Le
coffret HCG Coat-A-Count IRMA n'a pas
été testé sur tous les types de tubes
possibles. Veuillez consulter le chapitre
intitulé Autres Types d'Échantillons pour
plus de renseignements sur les tubes qui
ont été évalués.
une micropipette à embout jetable et de
changer l'embout d'un échantillon à un
autre afin d'éviter la contamination
croisée. Des pipettes à déplacement
positif et des dilueurs-pipeteurs
automatiques ne doivent être utilisés que
s'il a été prouvé que le risque de
contamination croisée est négligeable.
Volume nécessaire : 100 µl de sérum ou
plasma par tube.
Pipeter tous les échantillons et les réactifs
directement au fond du tube. Tous les
échantillons, y compris les calibreurs et
les contrôles, doivent être dosés en
double. Vérifier que les tubes de chaque
paire donnent des résultats identiques.
Des paires de tubes de contrôle peuvent
être mesurées entre dosages pendant
toute la procédure afin d'assurer l'absence
de dérive notable.
Conservation: 7 jours à 2–8°C ou 2 mois
à –20°C.
Avant le dosage, laisser les échantillons
revenir à température ambiante (15–
28°C), mélanger doucement par rotations
ou retournement. Aliquoter, si nécessaire,
afin d'éviter de répéter les cycles
congélation / décongélation. Ne pas tenter
de décongeler les spécimens congelés à
l'aide d'un bain marie.
Dilutions : la procédure quantitative peut
déterminer des concentrations jusqu'à
500 mUI/ml, mais les concentrations des
échantillons de patient peuvent atteindre
100 000 mUI/ml ou plus au cours d'une
grossesse normale. Les comptes par
minute d'échantillons de grossesse
normale, même ceux dont la concentration
atteint le maximum pour le premier
trimestre, sont supérieurs à ceux du
calibreur le plus élevé si les échantillons
sont dosés sans être dilués.
Procédure quantitative
Tous les composants doivent être à
température ambiante avant leur utilisation
(15–28°C).
1
Facultativement, étiqueter 2 tubes
(non coatés) 12 x 75 mm en
polypropylène pour l'activité totale, et
les mettre de côté jusqu'à l'étape 6.
Les échantillons à concentration attendue
élevée, notamment en cas de grossesse
4,9,10,16
doivent être suffisamment
môlaire,
dilués à l'aide du calibreur zéro avant le
dosage.
Afin d'éviter les contretemps dus au
redosage d'échantillons en dehors de la
courbe de calibration, certains laboratoires
peuvent établir une série de dilutions 1pour-10 de chaque échantillon. Dans la
plupart des cas, le dosage d'échantillons
non dilués, dilués 1-pour-10 et dilués 1pour-100 ramène les concentrations des
échantillons dans les limites du dosage.
Une dilution supplémentaire 1-pour-1 000
peut être préparée pour des échantillons
dont la concentration attendue dépasse
100 000 mUI/ml.
Pipetage : il est important de préparer les
dilutions et de pipeter les échantillons
avec soin afin d'éviter les erreurs de
contamination. Il est important d'employer
Etiqueter 14 tubes coatés d'anticorps
anti-TSH en double, A (liaison non
spécifique) et de B à G (liaison
maximale LM). Etiqueter les tubes
coatés d'anticorps supplémentaires,
également en double, pour les
échantillons de patients et les
contrôles.
Calibreur
HCG mUI/ml
3rd IS 75/537
HCG mUI/ml
2nd IS 61/6
—
T*
—
A (NSB)
0
0
B
5
5
C
25
25
D
50
50
E
100
100
F
250
250
G ("MB")
500
500
* Facultatif
2
Pipeter 100 µl de chaque standard,
contrôle et échantillon sérique de
patient dans les tubes préparés.
Pipeter directement au fond du
tube. Les échantillons de patient dont
la concentration attendue en hCG
35
dépasse 500 mUI/ml doivent être
suffisamment dilués avec le calibreur
zéro avant le dosage. Il est bon
d'utiliser des embouts de
micropipettes jetables, de changer
d'embout entre les échantillons de
manière à éviter toute contamination.
Les pipettes à « capillaire » et les
pipeteurs-dilueurs automatiques ne
doivent être utilisés que si le risque de
contamination a été évalué et jugé
insignifiant.
3
Ajouter 100 µL de tampon à dosage
HCG à chaque tube.
Pipeter directement au fond du
tube. Une multipipette est
recommandée. Les tubes T peuvent
être mis de côté jusqu'au comptage
(étape 6); ils n'ont besoin d'aucun
autre traitement.
4
Agiter pendant 30 minutes sur
agitateur.
15 minutes suffisent pour la procédure
qualitative.
5
Décanter et vider complètement.
Ajouter 2,0 ml du tampon de lavage.
Attendre 1 à 2 minutes, puis décanter
minutieusement.
Eliminer toute trace d'humidité pour
améliorer la précision du dosage.
Après le lavage, décanter le contenu
de chaque tube à l'aide d'un râtelier
de décantation en mousse. Puis
appliquer les fortement sur du papier
absorbant afin d'éliminer les
gouttelettes résiduelles.
6
Ajouter 100 µl d'anticorps anti-hCG
marqué à l'iode 125 dans chaque
tube.
Le temps d'addition du traceur ne doit
pas dépasser 10 minutes. Les tubes T
peuvent être mis de côté jusqu'au
comptage (étape 9); ils n'ont pas
d'autre traitement.
7
Agiter pendant 30 minutes sur
agitateur.
15 minutes suffisent pour la procédure
qualitative.
8
36
Décanter complètement. Ajouter
2,0 ml du tampon de lavage. Attendre
1 à 2 minutes, puis décanter
minutieusement. De nouveau ajouter
2,0 ml du tampon de lavage. Attendre
1 à 2 minutes, et Décanter
complétement.
Eliminer toute trace d'humidité pour
améliorer la précision du dosage.
Après le second lavage, décanter le
contenu de chaque tube (sauf les
tubes T) à l'aide d'un râtelier de
décantation en mousse et laisser les
tubes se vider pendant 2 à 3 minutes.
Puis appliquer les fortement sur du
papier absorbant afin d'éliminer les
gouttelettes résiduelles.
9
Compter 1 minute dans un compteur
gamma.
Dans un compteur multipuits, éloigner
les tubes T d'au moins un espace
pour prévenir tout risque de
contamination.
Procédure qualitative
La procédure qualitative est une
simplification de la procédure quantitative :
un seul point de référence est utilisé au
lieu d'une courbe de calibration complète.
Elle permet de déterminer si la
concentration d'hCG contenue dans un
échantillon de sérum ou de plasma est
inférieure ou supérieure à 25 mUI/ml,
dans les limites de précision du dosage.
Des échantillons dont la concentration
attendue en hCG est élevée doivent être
dosés après dilution suffisante à l'aide de
la procédure quantitative décrite cidessus.
1
Étiqueter deux tubes à anticorps anti
hCG « C », pour la référence positive
à 25 mUI/ml. Étiqueter d'autres tubes
à anticorps anti-hCG en double
également pour les contrôles et les
échantillons de patient.
Facultativement, étiqueter deux tubes
T secs (sans anticorps) en
polystyrène de 12x75 mm (comptes
totaux).
Calibreur
HCG mUI/ml
3rd IS 75/537
HCG mUI/ml
2nd IS 61/6
T*
—
—
C (Référence)
25
25
* Facultatif
Continuer comme indiqué pour la
procédure quantitative décrite ci-dessus
(étapes 2 à 9). La durée d'incubation aux
étapes 4 et 7 peut être réduite jusqu'à 15
minutes.
Calculs des résultats et
Contrôle de Qualité
Procédure quantitative
Pour calculer les concentrations de HCG à
partir d'une courbe standard représentée
en log-log, il faut, dans un premier temps,
corriger les coups par minute (cpm) de
chaque paire de tubes en soustrayant la
moyenne des cpm des tubes à liaison non
spécifique (standard A):
CPM corrigés = (Moyenne cpm) moins
(Moyenne cpm LNS)
Puis déterminer pour chaque doublet la
capacité de liaison en pourcentage
(%B/B3000, ici nommée "%B/LM") de
liaison maximale (LM), corrigée des cpm
dus au LNS des tubes H tubes considérés
à 100%:
% liaison = (cpm corrigés / cpm corrigés LM) ×
100
Utiliser le papier log-log 3 cycles pour la
construction de la courbe, en portant sur
l'axe des ordonnées les pourcentages de
liaison, et sur l'axe des abscisses les
valeurs des standards différents de zéro.
Tracer la courbe qui passe
approximativement par ces points. Relier
les points par des arcs ou des segments
de droite. Ne pas chercher à réaliser une
seule droite à partir des résultats. Les
concentrations des contrôles et des
inconnus dans le domaine de mesure du
standard zéro peuvent être lues à partir de
la droite par interpolation. Il est possible
de tracer un autre graphe à partir des 3
premiers standards pour apprécier les
valeurs proches de zéro.
Commentaires: Bien que d'autres
approches de calcul soit aussi
acceptables, la réduction des données
avec la méthode indiquée ci-dessus a
certains avantages du point de vue du
contrôle de qualité. En particulier, elle
donne une courbe d'étalonnage qui est
relativement linéaire avec les
représentations log-log et linéaire-linéaire,
et est relativement stable d'un dosage à
l'autre. Elle donne également des
paramètres déterminants pour le contrôle
de qualité, plus précisément, les valeurs
de % de liaison (%B/B3000 ou "%B/LM)
pour les standards différents de zéro. Un
graphique encore plus utile, donnant une
idée de la reproductibilité intra-essai, peut
être obtenu en représentant directement
le pourcentage de liaison de chaque
standard, par exemple sans faire un calcul
de valeur moyenne à partir des cpm des
doublets.
Alternatives: Le pourcentage de liaison
peut être aussi calculé directement à partir
de la moyenne des cpm, la correction par
la liaison non spécifique produit
habituellement une courbe de calibration
qui est pratiquement linéaire sur tout le
domaine. Une courbe de calibration peut
être aussi créée en portant directement
sur l'ordonnée les cpm ou la moyenne des
cpm et en abscisse la concentration sur
du papier log-log ou linéaire-linéaire (le
papier semi-log ne doit pas être utilisé).
Cette méthode à l'avantage de sa
simplicité mais elle est moins
recommandée pour ce qui concerne le
Contrôle de Qualité.
Traitement informatique des données:
Les méthodes "Point-par-point", incluant
les fonctions de lissage linéaire, peuvent
être utilisées ; bien qu'elles ne permettent
qu'une faible assistance pour le suivi de la
qualité des tests, il est important de tracer
en log-log, selon les recommandations, la
courbe d'étalonnage, soit manuellement
soit informatiquement, en considérant que
c'est une étape du Contrôle de Qualité. Le
traitement des données utilisant des
fonctions polynomiales de 4ème ou 5ème
degré est aussi possible et est adapté.
Garder à l'esprit, cependant, que certains
algorithmes actuellement utilisés peuvent
ne pas être adaptés. Si une de ces
méthodes semble adaptée, il est essentiel
de vérifier qu'elle reste appropriée dans le
temps, par recalcul des concentration de
standards et d'autres paramètres. De plus,
un tracé log-log de la courbe de
calibration est fortement recommandé car
il est plus informatif que le tracé habituel
en semi-log.
Traitement des échantillons: Les
recommandations données concernant
l'utilisation et la conservation des sérums
doivent être respectées. Diluer les
échantillons de patient dont la
concentration attendue en hCG est
supérieure au calibreur le plus élevé
(500 mUI/ml) à l'aide du calibreur zéro
avant le dosage. Tous les échantillons,
37
standards et contrôles inclus, doivent être
dosés en double. Il est important d'utiliser
des micropipettes à embouts jetables, de
changer d'embout entre les échantillons
de manière à éviter toute contamination.
Les pipettes de transfert et les pipeteurs
diluteurs automatiques ne doivent être
utilisés que si le risque de transmission de
contamination a été évalué et considéré
comme insignifiante. Les doublets de
tubes de contrôles doivent être espacés
au long de la série de dosage afin de
vérifier l'absence de dérive significative.
Vérifier la concordance des résultats entre
les doublets de tubes.
Compteur Gamma : Pour minimiser
l'éventualité d'une contamination dans le
compteur gamma multipuits, il convient de
séparer les tubes d'activité totale T des
autres tubes par au moins un espace. En
alternative, il est possible d'ajouter
uniquement 25 µl (au lieu de 100 µl) et de
multiplier par 4 le nombre de cpm obtenus
comme activité totale.
Contrôles: Les contrôles ou des pools de
sérum avec au moins deux niveaux de
concentration de hCG (bas et élevé)
doivent être dosés en routine comme
inconnus, et les résultats notés jour après
jour comme décrit par exemple dans
Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981;27:493501. Un redosage d'échantillon peut être
précieux pour suivre la précision inter
essai.
Paramètres du Contrôle de Qualité:
Nous recommandons de garder une trace
de ces résultats de performances:
T = Activité totale (cpm)
%LNS = 100 × (Moyenne des cpm du LNS /
cpm Totaux)
%LM = 100 × (cpm corrigés LM / cpm totaux)
Et toutes les valeurs de pourcentage de
liaison (%B/B3000 ou "%B/LM") sauf la plus
élevée des standards différents de zéro,
par exemple:
%C/LM = 100 × (cpm standard C corrigé / cpm
LM corrigé)
Conservation des données: Il est bon
d'enregistrer pour chaque dosage les
numéros de lots et la date de
reconstitution et/ou ouverture des
composants utilisés.
38
Autre référence: Se rapporter à Dudley
RA, et al. Guidelines for immunoassay
data reduction. Clin Chem 1985;31:126471.
Exemple de série,
Procédure quantitative : A titre
d'exemple uniquement, et non pour
calculer des résultats provenant d'une
autre série. (Voir le tableau « Example
Run ».)
Procédure qualitative
Si les comptes par minute moyens des
tubes d'échantillons de patient sont
inférieurs aux comptes par minute moyens
du calibreur C, l'échantillon contient moins
de 25 mUI/ml d'hCG, dans les limites de
précision du dosage. Si les comptes de
l'échantillon de patient sont supérieurs à
ceux du calibreur C, l'échantillon contient
plus de 25 mUI/ml d'hCG, dans les limites
de précision du dosage.
Rapport à la grossesse : une
concentration supérieure au seuil de
25 mUI/ml peut être considérée comme un
indicateur positif de grossesse à condition
que d'autres facteurs pouvant causer des
taux élevés d'hCG aient été exclus,
comme par exemple la néoplasie
trophoblastique ou non trophoblastique,
une grossesse récente ou un avortement
4,9,10,16
Une concentration
spontané, etc.
inférieure au seuil de 25 mUI/ml est
attendue pour les hommes en bonne
santé et les femmes non enceintes. (Voir
Valeurs Attendues ci-dessous.) Une
concentration inférieure à 25 mUI/ml est
attendue dans des échantillons de
femmes enceintes depuis si peu de temps
que le taux d'hCG n'a pas encore atteint
de niveau de décision établi pour la
procédure qualitative. Le dosage d'un
autre échantillon recueilli au moins deux
jours plus tard devrait régler la question
car le taux d'hCG en début de grossesse
11
peut doubler en 48 heures environ.
Contrôle de qualité : vérifier que les
tubes d'échantillon de chaque paire ont
des comptes par minute identiques. Les
groupes de contrôle ou de patient (sérum
ou plasma) à concentration en hCG
inférieure ou supérieure à celle de la
référence à 25 mUI/ml (calibreur C)
doivent être dosés régulièrement comme
inconnus. D'autres calibreurs fournis dans
le coffret (les calibreurs B et D à 5 et
50 mUI/ml) peuvent être traités comme
contrôles supplémentaires. Il est bon de
suivre les comptes par minute de la
référence (calibreur C) et des contrôles
sous forme de pourcentage des comptes
totaux, c'est-à-dire
%C/T = 100 × (Comptes moyens du calibreur
C / Comptes totaux moyens)
Moyenne
18 897
Intervalle absolu Intervalle de 95%
4 250 – 81 172
7 – 8 semaines après LMP (n=40)
54 266
6 002 – 114 430
48 841
18 344 – 98 807
Il est utile de déterminer les moyennes et
CV entre dosages basés sur les comptes
pour plusieurs réplications d'un contrôle
bas, d'un contrôle haut et du calibreur C
afin de suivre l'intégrité du dosage d'un
jour à l'autre.
Exemple de série : A titre d'exemple
uniquement, et non pour calculer des
résultats provenant d'une autre série. (Voir
le tableau « Example Run, Qualitative
Procedure ».)
Valeurs de référence
50 841
21 874 – 120 766
16 418
4 106 – 57 393
11 872
2 468 – 36 142
Des échantillons en série de femmes
enceintes depuis 2 à 5 semaines
indiquent que la concentration en hCG
double sous 1,5 à 3 jours (2,2 jours en
moyenne).
Des échantillons de sérum de 47 hommes
en bonne santé et de 38 femmes non
enceintes ont été analysés à l'aide de la
procédure Coat-A-Count hCG IRMA et ont
donné les résultats suivants :
Utiliser ces valeurs à titre indicatif
uniquement. Chaque laboratoire devra
établir ses propres valeurs de référence.
95% des valeurs pour les hommes étaient
inférieures à 1,0 mUI/ml
90% des valeurs pour les femmes étaient
inférieures à 3 mUI/ml
Consulter les tableaux et graphiques pour
obtenir les données représentatives des
performances de ce test. Les résultats de
la hCG sont exprimés en mUI/ml.
100% de toutes les valeurs (hommes et
femmes) étaient inférieures ou égales à
5 mUI/ml
Intervalle de linéarité : jusqu'à
500 mUI/ml
(3rd IS 75/537 et 2nd IS 61/6).
Ces résultats sont en accord avec une
limite supérieure normale d'environ
5 mUI/ml en l'absence de grossesse.
Cependant, les laboratoires ne doivent se
servir de ces résultats qu'à titre indicatif.
Standardisation : ce dosage a un
intervalle de calibration de 5 à 500 mUI/ml
pour la procédure quantitative. Le
calibreur à 25 mUI/ml sert de référence
positive pour la procédure qualitative. Le
dosage est standardisé selon la Troisième
Norme Internationale de l'Organisation
Mondiale de la Santé (3rd IS 75/357) ainsi
que selon la Deuxième Norme de
l'Organisation Mondiale de la Santé pour
nd
l'hCG (2 IS 61/6).
Lors d'une autre étude, 286 échantillons
de sérum de femmes à un stade de
grossesse connu ont été dosés à l'aide de
la procédure Coat-A-Count hCG IRMA. Le
stade de la grossesse était classé selon le
nombre de semaines après le premier jour
de la dernière menstruation (LMP). Les
résultats sont les suivants :
Moyenne
Intervalle absolu Intervalle de 95%
4 semaines après LMP (n=5)
291
196 – 3 537
4 117
1 026 – 30 964
Performances du test
Sensibilité analytique : 0,3 mUI/ml,
Accoutumance aux doses élevées :
aucune jusqu'à 1 000 000 mUI/ml.
Précision intra-dosage (au sein d'une
même série) : Les résultats ont été
calculés pour chacun échantillons à partir
des résultats de 20 tubes en double dans
une même série. (Voir le tableau
“Intraassay Precision”)
39
Précision inter-dosage (entre plusieurs
séries) : Les résultats ont été calculés
pour chacun échantillons à partir des
résultats de 20 tubes en double. (Voir le
tableau “Interassay Precision”.)
Effet de la position des tubes : Aucun
jusqu'à 350 tubes. (Voir le tableau « Endof-Run Effect ».)
Test de dilution : Des échantillons ont
été dosés à différentes concentrations.
(Voir le tableau « Linearity » pour des
données représentatives.)
Test de récupération : Des échantillons
dosés ont été chargés dans une
proportion de 1 à 19 avec trois solutions
hCG (200, 1 000, et 5 000 mUI/ml). (Voir
le tableau « Recovery » pour des données
représentatives.)
Spécificité : l'anticorps utilisé pour la
procédure Coat-A-Count hCG IRMA est
hautement spécifique pour l'hCG intacte,
et a une réactivité croisée très faible avec
les autres hormones glycoprotéines
présentes dans les échantillons de
patient. Un spécimen de patient contenant
23,3 mUI/ml d'hCG a été chargé avec
différentes quantités de FSH, de LH et de
TSH. L'échantillon chargé et non chargé a
été dosé à l'aide de la procédure
Coat-A-Count hCG IRMA. (Voir le tableau
« Specificity 1 ».)
Les sous-unités alpha et bêta de l'hCG ont
également été étudiées. La sous-unité
hCG β (OMS 75/551) a été chargée dans
le calibreur zéro de la procédure
Coat-A-Count hCG IRMA. (Voir le tableau
« Specificity 2 ».)
La sous-unité hCG α (OMS 75/569) a été
chargée dans le calibreur zéro de la
procédure Coat-A-Count hCG IRMA. (Voir
le tableau « Specificity 3 ».)
Bilirubine : La présence de bilirubine ne
présente aucun effet sur les résultats ni
sur la précision du dosage si la
concentration ne dépasse pas 200 mg/l.
Hémolyse : La présence d'agrégat
d'hématies jusqu'à une concentration de
30 µl/ml, n'a aucun effet sur les résultats
quant à la précision du dosage.
Autres types d'échantillons: pour
estimer l'effet de l'utilisation de différents
type d'échantillons, 20 volontaires ont été
prélevés sur tubes secs, héparinés, EDTA
®
et sur tubes vacutainer SST Becton
40
Dickinson. Tous les échantillons ont été
dosés avec le protocole Coat-A-Count
hCG IRMA et ont donné les résultats
suivants.
(EDTA) = 1,00 (Sérum) – 0,5 mUI/ml
r = 0,996
(Hépariné) = 1,04 (Sérum) + 0,3 mUI/ml
r = 0,994
(SST) = 0,98 (tubes ordinaires) + 1,65 mUI/ml
r = 0,993
Moyennes :
101 mUI/ml (Sérum)
106 mUI/ml (Hépariné)
101 mUI/ml (EDTA)
101 mUI/ml (SST)
Comparaison de méthodes: la
procédure Coat-A-Count hCG IRMA a été
comparée à un autre dosage radioimmunométrique de l'hCG (coffret A) ainsi
qu'à un dosage radio-immunométrique de
l'hCG (coffret B) sur 48 échantillons de
patient dont la concentration en hCG allait
de 5 à 500 mUI/ml. Une régression
linéraire a donné les statistiques
suivantes :
(CAC IRMA) = 1,19 (Kit A) + 0,9 mUI/ml
r = 0,998
Moyennes :
217 mUI/ml (Coat-A-Count IRMA)
182 mUI/ml (Kit A)
(CAC IRMA) = 1,25 (Kit B) – 24,4 mUI/ml
r = 0,983
Moyennes :
217 mUI/ml (Coat-A-Count IRMA)
193 mUI/ml (Kit B)
Assistance technique
Contacter votre distributeur national.
Le Système Qualité de Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. est certifié ISO 13485:2003.
Italiano
Uso: Il Dosaggio Coat-A-Count HCG
IRMA è un dosaggio immunoradiometrico
per la determinazione quantitativa e
qualitativa della gonadotropina corionica
umana (HCG) nel siero e nel plasma. A
solo uso diagnostico in vitro da parte di
personale di laboratorio quale ausilio nella
determinazione della gravidanza.
Codice: IKCG1 (100 provette)
Il kit da 100 determinazioni
contiene meno di 20 microcurie
(740 kilobecquerel) di un
anticorpo policlonale anti-HCG marcato
125
con I .
Riassunto e Spiegazione del
Test
La gonadotropina corionica umana (HCG)
è un ormone glicoproteico a catena
doppia (Peso molecolare ≈ 37 000) che si
riscontra normalmente nel sangue e
nell'urina solo durante la gravidanza.
Viene secreta dal tessuto placentare, ad
iniziare dal trofoblasto primitivo, al
momento dell'impianto e serve da
supporto al corpo luteo durante le prime
settimane di gravidanza. L'HCG o il
materiale HCG-simile viene anche
prodotto da una serie di neoplasie
4,9,10,16
trofoblastiche e non trofoblastiche.
La sua determinazione, attraverso
dosaggi di sensibilità e specificità
adeguate, si è rivelata di grande aiuto
nella rilevazione e gestione della
gravidanza.
possono essere considerate positive per
la gravidanza se sono state escluse altre
cause che possano provocare livelli
elevati di HCG, i.e. neoplasia trofoblastica
4,9,10,16
Concentrazioni
e non trofoblastica.
al di sotto di questo cutoff sono attese per
campioni provenienti da donne non in
gravidanza o nei primi stadi della
gravidanza quando l'HCG non ha ancora
raggiunto la concentrazione necessaria
per l'effettuazione del dosaggio. Il
dosaggio di un altro campione prelevato
due o più giorni dopo dovrebbe rivelarsi
decisivo, poiché nei primi stadi della
gravidanza i valori di HCG raddoppiano in
11
questo lasso di tempo Potrebbe essere
interessante anche ridosare il campione
originario con la procedura quantitativa
per puntualizzare in maniera più esatta la
concentrazione di HCG.
Principio del Dosaggio
Il Dosaggio Coat-A-Count HCG IRMA è un
dosaggio immunoradiometrico in fase
solida. Il dosaggio utilizza un anticorpo
policlonale anti-HCG in fase liquida, ed un
anticorpo monoclonale anti-HCG adeso
alle pareti di una provetta di polistirene.
Nel dosaggio:
Secondo I dati presenti in letteratura,
l'HCG normalmente raggiunge livelli di
circa 2 000 mIU/mL un mese dopo il
2,3,10,11
Un picco di 50 000 o
concepimento.
anche 100 000 mIU/mL viene raggiunto
nel terzo mese di gravidanza, dopo di che
declina gradualmente. A seguito del parto,
il livello di HCG subisce normalmente una
rapida discesa, raggiungendo
concentrazioni pre gravidanza
(normalmente meno di 5 mIU/mL) circa
10
due settimane dopo. Gravidanze
ectopiche e che terminano in aborto
spontaneo tendono ad avere livelli di HCG
più bassi del normale, mentre valori più
elevati sono spesso sinonimo di
gravidanze multiple.
L'HCG viene catturato tra il tracciante
policlonale e gli anticorpi monoclonali
coattati alla provetta.
La procedura qualitativa rappresenta una
semplificazione della procedura
quantitativa, poiché viene utilizzato un
unico punto di riferimento invece che una
curva di calibrazione completa. Consente
di determinare se un campione di siero
abbia una concentrazione di HCG
superiore o inferiore a 25 mIU/mL entro il
range di precisione del dosaggio.
Concentrazioni superiori a questo cutoff
Conte Totali alla iodinazione:
circa 300 000 cpm.
Il tracciante policlonale non legato viene
rimosso decantando e lavando la provetta.
La provetta viene contata in un gamma
counter per un minuto. La concentrazione
di HCG nel campione del paziente è
direttamente proporzionale al numero di
conte al minuto. La concentrazione di
HCG è determinata comparando il numero
di conte con quelle ottenute dal set di
calibratori forniti.
Reagenti da Dispensare: 2
Tempo Totale di Incubazione: 1 ora (su
shaker)
Avvertenze e Precauzioni
Ad uso diagnostico in vitro.
Reagenti: Conservare a 2–8°C in un
frigorifero appositamente destinato al
41
materiale radioattivo. Eliminare secondo le
normative di legge vigenti.
Non utilizzare reagenti oltre la data di
scadenza.
Alcuni componenti forniti in questo kit
possono contenere materiale di origine
umana e/o altri ingredienti potenzialmente
pericolosi che necessitano di precauzioni
di utilizzo.
Seguire le precauzioni universali, e
manipolare tutti i componenti come se
potessero trasmettere agenti infettivi.
Sono stati dosati i materiali di origine
umana e sono stati trovati non reattivi per
la Sifilide; per gli Anticorpi Anti-HIV 1 e 2;
per l'Antigene di Superficie dell'Epatite B;
e per gli Anticorpi Anti-Epatite C.
E' stata aggiunta Sodio Azide a
concentrazioni inferiori a 0,1 g/dL come
conservante. Al momento
dell'eliminazione, irrorare con molta acqua
per evitare la formazione di azidi
metalliche potenzialmente esplosive nelle
tubature di piombo e di rame.
Acqua: Utilizzare solo acqua distillata o
deionizzata.
Radioattività
Una copia di tutti i certificati di
Autorizzazione per radioisotopi (Specifica
o Generica) rilasciata ad un cliente
americano deve essere conservata in file
presso la Siemens Healthcare Diagnostics
prima che i kit o i componenti contenenti
materiale radioattivo possano essere
spediti. Questi materiali radioattivi
possono essere acquisiti da qualsivoglia
cliente in possesso dell'Autorizzazione
Specifica. Con l'Autorizzazione Generica
questi materiali radioattivi possono essere
acquistati solo da medici, veterinari che
esercitino la professione, laboratori clinici
ed ospedalieri – e solo per l'esecuzione di
test clinici o di laboratorio in vitro che non
implichino somministrazione interna o
esterna del materiale radioattivo o delle
sue radiazioni alle persone o animali. La
sua acquisizione, ricevimento,
conservazione, utilizzo, trasferimento ed
eliminazione sono soggette a
regolamentazioni e ad Autorizzazione
(Generica o Specifica) della Commissione
Statunitense per il Nucleare o dello Stato
con il quale l'NRC abbia stipulato un
accordo per l'esercizio del controllo
regolatorio.
42
Manipolare i materiali radioattivi secondo
quanto previsto dall'Autorizzazione
Generica o Specifica. Per minimizzare
l'esposizione alle radiazioni, l'utilizzatore
deve attenersi alle linee guida stabilite dal
National Bureau of Standards publication
su “Safe Handling of Radioactive
Materials” “Norme per una corretta
manipolazione dei Materiali
Radioattivi”.(Guida N° 92, pubblicata il 9
Marzo 1964) e successive edizioni
pubblicate dallo Stato e dalle Autorità
Federali.
Assorbire immediatamente le fuoriuscite e
decontaminare le superfici contaminate.
Evitare la formazione di aerosol. Eliminare
i rifiuti solidi radioattivi secondo quanto
previsto dall'Autorizzazione. Le licenze
generiche (possessori di NRC Form 483)
possono eliminare i rifiuti radioattivi solidi
come non radioattivi, dopo aver rimosso
l'etichetta. I detentori di autorizzazioni
specifiche (NRC Form 313) devono fare
riferimento al Titolo 10, Codice delle
Regolamentazioni Federali Parte 20. I
detentori di Autorizzazioni negli Stati che
hanno stipulato un accordo con l'NRC
dovrebbero far riferimento alle
regolamentazioni idonee dei loro stati. I
detentori di Autorizzazioni Generali
possono eliminare i rifiuti radioattivi liquidi
del tipo contenuto in questo prodotto
attraverso il lavello del laboratorio. I
detentori di autorizzazione devono
eliminare o rendere illeggibili le etichette
dei contenitori vuoti di materiali radioattivi
prima di eliminare i rifiuti solidi. I detentori
di autorizzazioni specifiche possono
eliminare piccoli quantitativi di rifiuti
radioattivi liquidi del tipo utilizzato in
questo prodotto attraverso il lavello del
laboratorio. Fare riferimento alle
regolamentazioni appropriate applicabili al
Vostro laboratorio.
Materiali Forniti – Preparazione
Iniziale
Provette HCG Coattate con Anticorpo
(ICG1)
Provette di polistirene coattate con
anticorpi monoclonali murini anti-HCG e
confezionate in buste a cerniera.
Conservare refrigerate al riparo
dall'umidità, richiudendole dopo l'utilizzo.
Stabili a 2–8°C fino alla data di scadenza
indicata sulla confezione.
IKCG1: 100 provette.
in questo kit possono essere utilizzati
come controlli in questo contesto.
125
Anticorpi anti-HCG marcati con I
(ICG2)
Un anticorpo policlonale iodinato anti-HCG
in forma liquida, pronto all'uso. Ciascun
flacone contiene 5,5 mL. Stabile a 2–8°C
per 30 giorni dopo l'apertura, o fino alla
data di scadenza indicata sull'etichetta.
IKCG1: 2 flaconi.
Calibratori HCG (CGI3–9)
Sette flaconi, etichettati dalla A alla G, di
Calibratori HCG in una matrice di siero
umano priva di HCG, con conservanti. I
calibratori sono forniti liofili. Almeno 30
minuti prima dell'uso, ricostituire il
calibratore zero A con 10 mL di acqua
distillata o deionizzata, il calibratore C con
5 mL, ed i rimanenti calibratori B e D fino
alla G con 2 mL ciascuno. (Vedi tabella di
seguito fornita). Utilizzare pipette
volumetriche e mescolare scuotendo o
capovolgendo dolcemente. Stabile a
2–8°C per 30 giorni dopo la ricostituzione
o a –20°C per 6 mesi (aliquotato).
IKCG1: 1 set.
Tampone HCG (CGAB)
11 mL di un diluente tampone. Stabile a
2–8°C per 30 giorni dopo l'apertura o fino
alla data di scadenza indicata
sull'etichetta.
IKCG1: 1 flacone.
Soluzione/Tampone di Lavaggio
Concentrata (2TSBW)
Soluzione/tampone salina e concentrata
con surfactanti e sodio azide come
conservante. Utilizzare un contenitore per
il trasferimento, diluire il contenuto di
ciascun flacone con 600 mL d'acqua
distillata, per un volume totale di 660 mL.
Conservare refrigerato: stabile a 2–8°C
per 6 mesi dopo la preparazione.
IKCG1: 1 flacone × 60 mL.
Materiali Richiesti Ma Non
Forniti
Gamma counter — compatibile con
provette standard da 12x75 mm.
Rack shaker — settato a circa 200 colpi al
minuto.
Flaconi dei Calibratori
Volume di
Ricostituzione
Calibratore A
10,0 mL
Preparazione dei Reagenti
Pipette: 2,0 mL, 5,0 mL e 10,0 mL
Calibratore B
2,0 mL
Acqua distillata o deionizzata.
Calibratore C
5,0 mL
Calibratori D – G
2,0 mL
Cilindro Graduato — per la dispensazione
di 600 mL
I calibratori sono standardizzati vs. (ma
non preparati da) 3°Standard
Internazionale del WHO per
Immunodosaggi HCG, numero 75/537.
Nei termini di questo standard, i calibratori
rappresentano 0, 5, 25, 50, 100, 250 e
500 milliunità internazionali di HCG per
millilitro (mIU/mL, 3rd IS 75/537). I valori
dei calibratori in termini di WHO 2°
Standard Internazionale per l'HCG,
numero 61/6 sono identici. I punti
intermedi della calibrazione possono
essere ottenuti mescolando i calibratori in
proporzioni idonee. Attenzione che i
calibratori Coat-A-Count HCG IRMA non
sono interscambiabili con quelli forniti con
il Dosaggio Doppio Anticorpo HCG. Il
calibratore da 25 mIU/mL (Calibratore C)
serve come riferimento positivo nella
procedura qualitativa. Altri calibratori forniti
Contenitore di plastica con coperchio –
per la preparazione e la conservazione
della Soluzione di Lavaggio.
Immunodosaggio
Micropipetta: 100 µL
Dispensatore — per la dispensazione di
2,0 mL di Soluzione di Lavaggio.
Foam per la decantazione — disponibile
presso Siemens Healthcare Diagnostics
(Codice: FDR).
Carta per grafici log-log a 3 cicli
Un controllo per immunodosaggi a base
sierica umana a tre livelli, contenente
HCG tra gli oltre 25 costituenti dosati,
disponibile presso Siemens Healthcare
Diagnostics (Codice: CON6).
43
Prelievo dei Campioni
Non è necessario che il paziente sia a
digiuno, non sono necessarie preparazioni
particolari. Prelevare il sangue in
19
provette semplici, eparinizzate o
vacutainer EDTA, annotando l'ora del
prelievo.
Si consiglia l'utilizzo di un'ultracentrifuga
per schiarire i campioni lipemici.
I campioni emolizzati posson indicare il
trattamento non idoneo del campione
prima dell'arrivo al laboratorio; per questo
motivo, i risultati devono essere
interpretati con prudenza.
Provette per il prelievo di sangue di
produttori diversi possono dare valori
differenti, a seconda dei materiali e degli
additivi usati, incluso gel o barriere fisiche,
attivatori di coaguli e/o anticoagulanti.
L'Coat-A-Count IRMA HCG non é stato
verificato con tutte le possibili variazioni di
tipi di provette. Consultare la sezione
riguardante Campioni Alternativi per
dettagli sulle provette testate.
Volume Richiesto: 100 µL di siero o di
plasma per provetta.
Conservazione: 2–8°C per 7 giorni, o fino
a 2 mesi a –20°C.
Prima del dosaggio, consentire ai
campioni di raggiungere temperatura
ambiente (15–28°C) e mescolare
scuotendo leggermente o capovolgendo la
provetta. Aliquotare, se necessario per
evitare cicli ripetuti di congelamento e
scongelamento. Non tentare di scongelare
campioni congelati riscaldandoli in un
bagnetto ad acqua.
Diluizioni: La procedura quantitativa ha
un range fino a 500 mIU/mL, ma livelli fino
a 100 000 mIU/mL o oltre possono essere
riscontrati nel corso di gravidanze normali.
Campioni di gravidanze normali, anche
quelle che raggiungono valori di picco nel
primo trimestre, produrranno conte al
minuto superiori alle conte del calibratore
più elevato, se dosati senza diluizione.
1:10 su ogni campione. Il dosaggio di
campioni non diluiti 1:10 e 1:100 nella
maggior parte dei casi porta la
concentrazione dei campioni entro il range
del dosaggio; un'ulteriore diluizione di
1:1000 può essere preparata per campioni
in eccesso di 100 000 mIU/mL.
Dispensazione: Occorre fare attenzione
nella preparazione delle diluizioni e nella
dispensazione dei campioni per evitare
errori dovuti al carryover. E' importante
utilizzate micropipette con puntali
monouso, cambiando il puntale tra i
campioni per evitare la contaminazione da
carryover. Pipette a dislocazione positiva
e diluitori-pipettatori automatici devono
essere utilizzati solo se la possibilità che si
verifichi il carryover sia stata valutata e
trovata non rilevante.
Dispensare tutti i campioni ed i reagenti
direttamente al fondo. Tutti i campioni,
inclusi i calibratori ed i controlli, devono
essere dosati in duplicato. Ispezionare i
risultati per verificarne la correlazione
entro coppie di provette. Coppie di
provette di controllo possono essere
spaziate lungo tutta la seduta come aiuto
nella verifica dell'assenza di scostamenti
significativi.
Procedura Quantitativa
Tutti i componenti devono essere portati a
temperatura ambiente (15–28°C) prima
dell'utilizzo.
1
Etichettare con A quattordici provette
coattate con anticorpo HCG (legame
non specifico) e dalla B alla G
("legame massimo") in duplicato.
Etichettare altre Provette Coattate con
HCG anch'esse in duplicato, per i
controlli ed i campioni.
In maniera opzionale, etichettare con
T due provette semplici (non coattate)
da 12×75 mm di polistirene (conte
totali) in duplicato, e metterle da parte
fino al punto 6.
Campioni con livelli elevati inclusi quelli di
4,9,10,16
devono essere
gravidanze molari,
convenientemente diluiti con il calibratore
zero prima del dosaggio.
Per evitare ritardi causati da ridosaggi dei
campioni “fuori curva” alcuni laboratori
possono optare per una serie di diluizioni
44
Calibratori
HCG mIU/mL
3° IS 75/537
HCG mIU/mL
2° IS 61/6
T*
—
—
A (NSB)
0
0
B
5
5
C
25
25
D
50
50
E
100
100
F
250
250
G ("MB")
500
500
6
Non devono passare più di 10 minuti
nella dispensazione del tracciante.
Mettere da parte le provette T per la
conta (al punto 9); non sono necessari
ulteriori passaggi.
7
8
Dispensare 100 µL di ciascun
calibratore, controllo e campione nelle
provette preparate.
Pipettare direttamente al fondo.
Campioni con livelli attesi di HCG
superiori a 500 mIU/mL devono
essere adeguatamente diluiti con il
calibratore zero prima del dosaggio.
Utilizzare una micropipetta con puntali
monouso cambiando il puntale tra un
campione e l'altro per evitare errori
dovuti al carryover. Pipette a
dislocazione positiva e pipettatoridiluitori automatici devono essere
utilizzati solo se la possibilità che si
verifichi il carryover è stata valutata e
trovata insignificante.
3
4
Scuotere per 30 minuti su shaker.Per
la Procedura Qualitativa, 15 minuti
sono sufficienti.
5
Decantare ed asciugare
completamente. Aggiungere 2,0 mL di
Soluzione di Lavaggio ad ogni
provetta. Attendere 1 o 2 minuti,
quindi decantare ed asciugare
completamente.
Rimuovere tutta l'umidità visibile
aumentando così la precisione. Dopo
lavaggio, decantare il contenuto di
tutte le provette utilizzando un foam.
Tamponarle su carta assorbente per
eliminare completamente i liquidi.
Decantare completamente.
Aggiungere 2 mL di Soluzione di
Lavaggio ad ogni provetta. Attendere
1 o 2 minuti, quindi decantare
completamente. Aggiungere ancora
2 mL di Soluzione di Lavaggio,
attendere 1 o 2 minuti, e decantare
completamente.
Rimuovere tutta l'umidità visibile
aumentando così la precisione. Dopo
il secondo lavaggio, decantare il
contenuto di tutte le provette (ad
eccezione delle provette T) utilizzando
un foam e fare in modo che si
asciughino per 2 o 3 minuti.
Tamponarle su carta assorbente per
eliminare completamente i liquidi.
9
Contare per 1 minuto in un gamma
counter.
Nei gamma counter multi-testina, le
provette delle Conte Totali (opzionali)
devono essere separate dalle
rimanenti provette di almeno uno
spazio, per minimizzare la possibilità
che si verifichino fuoriuscite.
Aggiungere 100 µL del Tampone
HCG in ogni provetta.
Pipettare direttamente al fondo. Si
consiglia per questo passaggio e per
l'aggiunta del traccianto al punto 6,
l'utilizzo di un dispensatore a
ripetizione.
Scuotere per 30 minuti su shaker.
Per la Procedura Qualitativa,15 minuti
sono sufficienti.
* Opzionali
2
Aggiungere 100 µL di anticorpo HCG
125
marcato con I in ogni provetta.
Procedura Qualitativa
La Procedura Qualitativa rappresenta una
semplificazione della Procedura
Quantitativa poiché viene utilizzato un
solo punto di riferimento invece di una
curva di calibrazione completa. Consente
di determinare se il campione di siero o di
plasma abbia una concentrazione di HCG
superiore o inferiore a 25 mIU/mL, entro il
Campioni con livelli attesi di HCG superiori
dovrebbero essere dosati a diluizioni
appropriate con la Procedura Quantitativa
sopra descritta.
1
Etichettare con C due Provette
Coattate con Anticorpo anti-HCG, per
il riferimento positivo da 25 mIU/mL.
Etichettare altre Provette Coattate con
45
un Anticorpo anti-HCG, anch'esse in
duplicato per i controlli ed i campioni.
Etichettare con T due provette
semplici di polistirene (non coattate,
opzionali) da 12x75 mm (Conte totali).
Calibratore
HCG mIU/mL
3° SI 75/537
HCG mIU/mL
2° SI 61/6
T*
—
—
C (Riferimento)
25
25
* Opzionale
Continuare come nella Procedura
Quantitativa più sopra descritta (punti 2
fino a 9). Il tempo di incubazione ai punti
4 e 7 può essere ridotto a 15 minuti.
Calcolo e Controllo di Qualità
Procedura Quantitativa
Per calcolare le concentrazioni di HCG da
una rappresentazione log-log della curva
di calibrazione, correggere inizialmente le
conte al minuto (CPM) di ciascuna coppia
di provette sottraendo i CPM medi delle
provette del legame non specifico
(calibratore A):
Conte Nette = (Media dei CPM) Meno (Media
CPM NSB)
Quindi determinare la percentuale di
legato (relativa a quella del calibratore più
elevato) – qui chiamato "%B/MB" – di
ciascuna coppia di provette come
percentuale del “legame massimo” con le
conte corrette NSB del calibratore più
elevato preso al 100%:
Percentuale di Legato = (Conte Nette / Conte
Nette MB) × 100
Utilizzando una carta per grafici log-log a
tre cicli, tracciare la Percentuale di Legato
vs. la Concentrazione per ciascuno dei
calibratori non zero e tracciare una curva
lungo questi punti. (Collegare i punti della
calibrazione con archi o segmenti. Non
tentare di utilizzare un'unica linea retta).
Le concentrazioni per i controlli ed i
campioni non noti entro il range dei
calibratori non zero possono essere
calcolate dalla curva di calibrazione per
interpolazione. E' possibile tracciare una
curva ulteriore tra la Percentuale di Legato
e la Concentrazione per i tre calibratori più
bassi con un grafico linear-linear per
46
calcolare l'interpolazione della dose
prossima a zero.
Commenti: Benché altri approcci risultino
accettabili, il calcolo dei dati con il metodo
appena descritto ha alcuni vantaggi dal
punto di vista del controllo di qualità. In
particolare, produce una curva di
calibrazione che è relativamente lineare
sia nella rappresentazione log-log che
linear-linear, e relativamente stabile da
dosaggio a dosaggio. Produce anche
parametri di QC validi, ad es.: Valori di
Percentuale di Legato (%B/MB) per i
calibratori non zero. Un grafico che porta
ancora più informazioni, con un senso di
riproducibilità intra-dosaggio in funzione
della concentrazione, può essere ottenuto
direttamente tracciando i valori della
Percentuale di Legato delle singole
provette dei calibratori, i.e. senza prima
calcolare la media dei CPM dei replicati.
Alternative: Benché la Percentuale di
Legato possa essere calcolata
direttamente dai CPM medi, la correzione
per il legame non specifico produce
normalmente una curva di calibrazione
che è più lineare lungo il suo range. Una
curva di calibrazione può anche essere
costruita tracciando i CPM o la Media dei
CPM direttamente vs. la concentrazione
sia su grafico log-log che linear-linear.
(non utilizzare grafici semi-log). Questo
approccio ha il vantaggio della semplicità,
ma è meno auspicabile dal punto di vista
del controllo di Qualità.
Calcolo Computerizzato dei Dati: Sono
accettabili metodi "Punto-a-punto", incluse
linee spline cubiche e lineari; ma poiché
sono poco d'aiuto nel monitoraggio
dell'integrità del dosaggio, è importante
preparare la rappresentazione log-log
della curva di calibrazione, sia
manualmente che con il computer come
step del controllo di qualità. Possono
essere utilizzate anche le tecniche di
calcolo dei dati basate sul modello
logistico. All'interno di questa famiglia, le
routine di curve-fitting basate sulla
logistica a 4 o 5 parametri sono i candidati
più idonei. Tuttavia, alcuni algoritmi ad
oggi in uso possono non convergere in
modo uniforme, anche quando il modello
logistico è in accordo con i dati. Se viene
adottato un metodo logistico, è essenziale
verificarne l'appropriatezza per la routine
giornaliera monitorando il calcolo dei
calibratori e di altri parametri. Inoltre, si
consiglia una rappresentazione log-log
della curva di calibrazione, poiché fornisce
più informazioni della rappresentazione
convenzionale semi-log.
Ed i valori della Percentuale di Legato
("%B/MB") di tutti i calibratori tranne il più
elevato tra i calibratori non zero, ad
esempio:
Manipolazione dei Campioni: Le
istruzioni per la manipolazione e la
conservazione dei campioni e dei
componenti devono essere attentamente
osservate. Diluire i campioni dei pazienti
con concentrazioni attese di HCG
superiori al calibratore più elevato
(500 mIU/mL) con il calibratore zero prima
del dosaggio. Tutti i campioni, inclusi i
calibratori ed i controlli devono essere
dosati almeno in duplicato. E' importante
utilizzare una micropipetta con puntale
monouso, cambiando il puntale da un
campione all'altro, per evitare la
contaminazione da carryover. Pipette a
dislocazione positiva e pipettatori-diluitori
automatici devono essere utilizzati solo se
la possibilità che si verifichi il carryover è
stata valutata e ritenuta insignificante.
Coppie di provette possono essere
intervallate lungo tutto il dosaggio per
aiutare nella verifica dell'assenza di
deviazioni significative. Ispezionare i
risultati per verificare la correlazione entro
le coppie di provette.
%C/MB = 100 × (Conte Nette del Calibratore "C"
/ Conte Nette MB)
Gamma Counter: Per minimizzare la
possibilità che si verifichino fuoriuscite in
gamma counter multi-pozzetto, le provette
delle conte totali opzionali (T) devono
essere separate da uno o più spazi dalle
altre provette. In alternativa, aggiungere
solo 25 µL del tracciante ad ognuna delle
provette T al punto 6, e moltiplicare le
conte per minuto osservate in queste
provette per 4.
Controlli: controlli o pool di sieri con
almeno due livelli di concentrazioni di
HCG (basso ed alto) devono essere dosati
routinariamente come campioni non noti,
ed i risultati annotati giorno dopo giorno
come indicato in Westgard JO, et al. A
multi-rule chart for quality control. Clin
Chem 1981;27:493-501. Ripetere i
campioni costituisce un utile strumento per
monitorare la precisione interdosaggio.
Parametri di QC: Consigliamo di
annotare i risultati delle prestazioni come
segue:
T = Conte Totali (conte al minuto)
%NSB = 100 × (Conte NSB Medie / Conte
Totali)
%MB = 100 × (Conte Nette / Conte Totali)
Archivio Dati: Si consiglia per ogni
dosaggio di annotare i numeri di lotto dei
componenti utilizzati, le date di
ricostituzione o di apertura.
Ulteriori Letture: Vedi Dudley Ra et al.
Reduction. Clin Chem 1985;31:1264-71.
Seduta Esemplificativa, Procedura
Quantitativa: a solo scopo illustrativo e
non per calcolare i risultati di un'altra
seduta. (Vedi tabella "Example Run,
Quantitative Procedure".)
Procedura Qualitativa
Se le conte (medie) al minuto per le
provette dei pazienti sono inferiori alle
conte (medie) al minuto del Calibratore C,
il campione contiene meno di 25 mIU/mL
di HCG, entro il range di precisione del
dosaggio. Se le conte dei campioni sono
superiori a quelle del Calibratore C, allora
il campione contiene più di 25 mIU/mL di
HCG, entro il range di precisione del
dosaggio.
In relazione alla Gravidanza:
Concentrazioni al di sopra del cutoff di
25 mIU/mL possono essere considerate
positive per la gravidanza a patto che altre
cause che provocano un innalzamento dei
livelli di HCG siano state escluse i.e.
neoplasia trofoblastica e non trofoblastica,
gravidanze recenti o aborto spontaneo, e
4,9,10,16
Sono attese concentrazioni
così via.
inferiori ad un cutoff di 25 mIU/mL per
campioni provenienti da adulti maschi in
buona salute e da donne non in
gravidanza. (Vedi sezione “Valori Attesi”).
Concentrazioni inferiori a 25 mIU/mL sono
attese anche per campioni di donne ad
uno stadio iniziale della gravidanza
quando la concentrazione di HCG non ha
ancora raggiunto un livello decisivo per la
procedura qualitativa. Il Dosaggio di un
altro campione raccolto due o più giorni
dopo dovrebbe rivelarsi decisivo, poiché
nei primi stati della gravidanza il livello di
11
HCG raddoppia in questo arco di tempo.
Controllo di Qualità: Verificare le conte
al minuto di tutti i campioni per la
47
correlazione entro coppie di provette.
Controlli o pool di sieri o plasma, con
concentrazioni di HCG al di sopra ed al di
sotto di quella del riferimento di
25 mIU/mL (calibratore C) devono essere
dosati di routine come campioni non noti.
Altri calibratori forniti con il kit –
specificatamente, i calibratori da 5 e
50 mIU/mL (B, D) – possono essere
processati come controlli aggiuntivi.
Consigliamo di annotare le conte al minuto
del riferimento (calibratore C) e dei
controlli come percentuale delle conte
totali, i.e.
Valore
Mediano
%C/T = 100 × (Conte Medie del Calibratore "C" /
Media delle Conte Totali)
48 841
L'abitudine a determinare le medie ed i CV
intradosaggio, sulla base delle conte, per
diversi replicati ciascuno di un controllo
basso, alto e del calibratore C possono
essere d'aiuto nel monitoraggio
dell'integrità del dosaggio giorno dopo
giorno.
50 841
Range Assoluto
Range al 95%
4 settimane dopo LMP (n=5)
291
196 – 3 537
5 Settimane dopo LMP (n=12)
4 117
1 026 – 30 964
6 Settimane dopo LMP (n=23)
18 897
4 250 – 81 172
7 – 8 Settimane dopo LMP (n=40)
54 266
6 002 – 114 430
18 344 – 98 807
11 – 14 settimane dopo LMP (n=52)
21 874 – 120 766
15 – 22 settimane dopo LMP (n=67)
16 418
4 106 – 57 393
11 872
2 468 – 36 142
Seduta Esemplificativa: a solo scopo
illustrativo e non per calcolare i risultati di
un'altra seduta. (Vedi tabella "Example
Run, Qualitative Procedure".)
Campioni seriali di donne nelle prime 2–5
settimane di gravidanza hanno presentato
un raddoppio dei tempi per concentrazioni
di HCG da 1,5 a 3 giorni con una media
doppia del tempo di 2,2 giorni.
Valori Attesi
Considerare questi limiti soltanto come
linee guida. Ogni laboratorio dovrebbe
stabilire i propri range di riferimento.
Campioni di siero di 47 uomini in buona
salute e 38 donne non in gravidanza sono
stati dosati con il dosaggio Coat-A-Count
HCG IRMA con i seguenti risultati:
95% dei valori dei maschi erano inferiori a
1,0 mIU/mL.
Il 90% dei valori delle donne erano
inferiori a 3 mIU/mL.
Il 100% di tutti I valori (maschi e femmine)
era 5 mIU/mL o inferiori.
I risultati sono in linea con un limite
superiore di normalità di circa 5 mIU/mL in
assenza di gravidanza. Tuttavia, i
laboratori dovrebbero considerare questi
risultati solo come linee guida.
In un altro studio, 286 campioni di siero di
donne con età gestazionale nota sono
stati dosati con il dosaggio Coat-A-Count
HCG IRMA. L'età gestazionale è stata
classificata in base alle settimane dopo il
primo giorno dell'ultimo periodo mestruale
(LMP). I risultati sono come segue:
Valore
Mediano
48
Range Assoluto
Range al 95%
Prestazioni del Dosaggio
Le seguenti sezioni contengono dati
reppresentativi delle prestazioni del
dosaggio Coat-A-Count HCG IRMA. Nelle
sezioni di seguito fornite, i risultati di HCG
sono espressi in milliunità internazionali di
HCG per millilitro (mIU/mL).
Range di Calibrazione: Fino a
500 mIU/mL (3° SI 75/537 e 2° SI 61/6).
Standardizzazione: il dosaggio ha un
range di calibrazione da 5 a 500 mIU/mL
nella procedura quantitativa. Il calibratore
da 25 mIU/mL serve come riferimento
positivo nella procedura qualitativa. Il
dosaggio è standardizzato in termini di
WHO 3° Standard Internazione per l'HCG
(3° SI 75/537), ed anche in termini di
Secondo Standard Internazionale per
l'HCG (2° SI 61/6).
Sensibilità Analitica: 0,3 mIU/mL,
Effetto Gancio a Dosi Elevate: Nessun
effetto fino a 1 000 000 mIU/mL.
Precisione Intra-Dosaggio (All'interno
della stessa seduta): Sono state
calcolate statistiche per campioni dai
risultati di 20 coppie di provette in un
unico dosaggio. (Vedi tabella “Intraassay
Precision”.)
Precisione Inter-Dosaggio (Da una
seduta all'altra): Sono state calcolate
statistiche per campioni dai risultati di
coppie di provette in 20 dosaggi diversi.
(Vedi tabella “Interassay Precision”.)
Effetto Fine-Seduta: Nessuno fino a circa
350 provette. (vedi tabella "End-of-Run
Effect").
Linearità: I campioni sono dosati a varie
diluizioni. (Vedi tabella “Linearità” per dati
rappresentativi.)
Recupero: Sono stati dosati campioni
diluiti 1:19 con tre soluzioni di HCG (200,
1 000, e 5 000 mIU/mL). (Vedi tabella
“Recovery” per dati rappresentativi).
Specificità: L'anticorpo utilizzato nel
dosaggio Coat-A-Count HCG IRMA è
altamente specifico per l'HCG intatto, con
una crossreattività bassa verso altri
ormoni glicoproteici presenti nei campioni
dei pazienti. Un campione contenente
23,2 mIU/mL HCG è stato diluito con
quantitativi diversi di FSH, LH e TSH. Il
campione è stato dosati sia diluito che non
diluito con il Dosaggio Coat-A-Count HCG
IRMA. (Vedi tabella "Specificity 1").
Sono state anche studiate le sottounità
alfa e beta dell'HCG. La sottounità HCG β(WHO 75/551), è stata aggiunta nel
calibratore zero del Dosaggio
Coat-A-Count HCG IRMA. (Vedi tabella
"Specificity 2".)
La sottounitàα dell'HCG (WHO 75/569), è
stata aggiunta nel calibratore zero del
Dosaggio Coat-A-Count HCG IRMA (Vedi
tabella "Specificity 3")
Bilirubina: La presenza di bilirubina in
concentrazioni fino a 200 mg/L non ha
nessun effetto sui risultati entro il range di
precisione del dosaggio.
Emolisi: La presenza di globuli rossi
impaccati in concentrazioni fino a
30 µL/mL non ha effetto sui risultati entro il
Tipo di Campione Alternativo: Per
determinare l'effetto di campioni
alternativi, è stato prelevato del sangue da
20 volontari in provette semplici,
eparinizzate, EDTA e Becton Dickinson
®
vacutainer SST . Tutti i campioni si sono
analizzati mediante il procedimento di
HCG dell'Coat-A-Count IRMA, con i
risultati seguenti.
(EDTA) = 1,00 (Siero) – 0,5 mIU/mL
r = 0,996
(Eparina) = 1,04 (Siero) + 0,3 mIU/mL
r = 0,994
(SST) = 0,98 (tubi semplici) + 1,65 mIU/mL
r = 0,993
Valore medio:
101 mIU/mL (Siero)
106 mIU/mL (Eparina)
101 mIU/mL(EDTA)
101 mIU/mL (SST)
Comparazione di Metodi: il Dosaggio
Coat-A-Count HCG IRMA è stato
comparato ad un altro dosaggio
immunoradiometrico per l'HCG (Kit A) ed
anche ad un radioimmunodosaggio per
l'HCG (Kit B) su 48 campioni di pazienti. I
campioni presentavano livelli di HCG da 5
a 500 mIU/mL. La regressione lineare ha
prodotto le seguenti statistiche.
(CAC IRMA) = 1,19 (Kit A) + 0,9 mIU/mL
r = 0,998
Valore Medio:
182 mIU/mL (Kit A)
(CAC IRMA) = 1,25 (Kit B) – 24,4 mIU/mL
r = 0,983
Valore Medio:
193 mIU/mL (Kit B)
Assistenza Tecnica
All'estero: Si prega di contattare il proprio
Distributore Nazionale.
Il Sistema Qualità della Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. è certificato ISO 13485:2003.
Português
Utilização: O Coat-A-Count HCG IRMA é
um ensaio imunoradiométrico concebido
para a medição qualitativa e quantitativa
da gonadotropina coriónica humana
(HCG) em soro e em plasma. Destina-se
estritamente a uso de diagnóstico in vitro
49
por técnicos qualificados de laboratório e
como auxiliar na detecção da gravidez.
Números de catálogo: IKCG1 (100 tubos)
O kit de 100 tubos contém menos
de 20 microcuries (740
quilobecquerels) de anti-HCG
125
radioactivo policlonal I.
Sumário e explicação do teste
A gonadotropina coriónica humana (HCG)
é uma hormona glicoproteína de cadeia
dupla (MW ≈ 37 000) que se encontra
normalmente no sangue e na urina
apenas durante a gravidez. É segregada
pelo tecido placentário, começando com o
trofoblasto primitivo, datando praticamente
da altura da implantação, e serve para
suportar o corpus luteum durante as
primeiras semanas de gravidez. O
material da HCG ou tipo HCG é também
produzido por uma grande variedade de
casos de neoplasia trofoblástica e não
4,9,10,16
A sua medição por
trofoblástica.
sistemas de ensaio de sensibilidade e
especificidade adequadas demonstrou já
ser de grande valor na detecção e
acompanhamento da gravidez.
Segundo a literatura disponível, a HCG
atinge normalmente níveis de
aproximadamente 2 000 mIU/mL um mês
2,3,10,11
Valores
após a concepção.
máximos de 50 000 ou mesmo de
100 000 mIU/mL são obtidos no terceiro
mês, registando-se um declínio gradual a
partir desse momento. Depois do parto, o
nível de HCG sofre normalmente uma
diminuição rápida, atingindo
concentrações fora da gravidez
(normalmente inferiores a 5 mIU/mL)
10
cerca de duas semanas mais tarde.
Casos de gravidez ectópica e de gravidez
terminando em aborto espontâneo
tendem a apresentar valores inferiores
aos normais, enquanto os casos de
gravidez múltipla registam frequentemente
valores ligeiramente superiores.
O procedimento qualitativo representa
uma simplificação do procedimento
quantitativo, na medida em quel é usado
um único ponto de referência em vez de
uma curva de calibração completa. Isto
permite determinar se uma amostra de
soro tem uma concentração de HCG
superior ou inferior a 25 mIU/mL, dentro
da precisão do ensaio. As concentrações
acima deste intervalo podem ser
50
consideradas como resultados positivos
de gravidez, desde que tenham sido
excluídas outras causas possíveis dos
níveis elevados de HCG, ex. casos de
neoplasia trofoblástica e não
4,9,10,16
Prevêem-se
trofoblástica.
concentrações abaixo deste intervalo em
amostras de pessoas que não estejam
grávidas, bem como em pessoas numa
fase tão inicial da gravidez que a
concentração da HCG não tenha atingido
ainda o nível de decisão definido para o
procedimento. O ensaio de uma nova
amostra recolhida dois ou mais dias mais
tarde deverá produzir um resultado
decisivo, uma vez que num estado inicial
de gravidez se prevê que o nível da HCG
duplique mais ou menos dentro deste
11
período. Este facto pode também ser de
interesse para submeter o espécimen
original a novo ensaio, segundo o
procedimento quantitativo, de modo a
apurar com maior precisão a
concentração da HCG.
Princípio do Procedimento
O Coat-A-Count HCG IRMA é um ensaio
imunoradiométrico de fase sólida. O
ensaio utiliza um anticorpo policlonal anti125
HCG na fase líquida marcado com I, e
um anticorpo monoclonal anti-HCG
imobilizado na parede de um tubo de
poliestireno.
No procedimento:
A HCG é capturada entre o marcador
policlonal e os anticorpos monoclonais
que revestem o tubo.
O marcador policlonal não ligado é
removido por decantação e lavagem do
tubo.
O tubo é contado num contador gama
durante um minuto. A concentração da
HCG na amostra de paciente é
directamente proporcional ao número de
contagens por minuto. A concentração da
HCG é determinada comparando o
número de contagens com as contagens
obtidas a partir do conjunto de
calibradores fornecido.
Reagentes para Pipetar: 2
Tempo de Incubação: 1 hora (num
agitador mecânico.
Contagens Totais na Marcação com o
Iodo: aproximadamente 300 000 cpm
Precauções
Para uso de diagnóstico in vitro.
Reagentes: Conservar a 2–8°C num
frigorífico destinado para materiais
radioactivos. Eliminar de acordo com as
leis aplicáveis.
Não utilize reagentes com prazo de
validade expirado.
Alguns componentes fornecidos com este
dispositivo podem conter matéria de
origem humana e/ou outros ingredientes
potencialmente perigosos que necessitem
de algumas precauções.
Manipule com as devidas precauções
todos os materiais capazes de transmitir
doenças infecciosas. As matérias primas,
obtidas de soro humano, foram testadas,
revelando resultados negativos para a
sífilis, para os anticorpos do vírus da
imunodeficiência humana (HIV) 1 e 2;
para o antigénio de superfície da hepatite
B (HBsAg) e para os anticorpos do vírus
da hepatite C.
Azida de sódio foi adicionada como
conservante; para evitar acumulações de
azidas metálicas explosivas em
canalizações de cobre e alumínio, os
reagentes devem ser rejeitados no esgoto
apenas se estiverem diluídos e forem
lavados com grandes volumes de água.
Água: Utilize água destilada ou
desionizada.
Radioactividade
Uma cópia da licença de uso de produtos
radioactivos (especifico ou geral) enviada
pelo cliente, deve estar em poder da
Siemens Healthcare Diagnostics antes do
envio dos kits ou componentes contendo
material radioactivo. Estes materiais
radioactivos podem ser adquiridos por
qualquer cliente que possua a necessária
licença especifica. Com uma licença
generalista estes produtos radioactivos só
podem ser adquiridos por médicos,
veterinários na prática de medicina
veterinária, laboratórios clinicos e
hospitais. E somente para uso clinico in
vitro ou testes laboratoriais não
envolvendo administração externa ou
interna do material radioactivo ou da sua
radiação para o ser humano ou outros
animais. A sua aquisição, receita,
armazenamento uso, transporte e
eliminação estão sujeitas aos
regulamentos e à licenciada Comissão de
Regulação Nuclear ou do Estado
respectivo de acordo com a lei em vigor.
Tratar os materiais radioactivos de acordo
com a regulamentação da sua licença,
específica ou generalista. De modo a
minimizar a exposição à radiação deve o
utilizador seguir as instruções da
publicação do Departamento Nacional de
Padrões (Utilização segura de materiais
radioactivos-Livro No. 92, publicado em
Março de 1964) e publicações seguintes
do Estado e Autoridades Federais.
Limpar os derrames prontamente e
descontamine as superficies afectadas.
Evitar os aerossois. Elimine os lixos
radioactivos de acordo com a
regulamentação da licença. As licenças
generalistas (portadores da licença NRC
483) podem eliminar os lixos sólidos
radioactivos como lixo não radioactivo
depois de remover os rótulos. Licenças
Especificas (Licença NRC 313) devem ter
em conta o Capitulo 10 do artigo 20, do
Código de Regulamentações Federais.
Cada Estado deve referir a legislação em
vigor aprovada para o seu território. As
licenças generalistas podem eliminar os
lixos radioactivos liquidos do tipo deste
produto para um esgoto de laboratório. Os
licenciados devem remover os rótulos dos
frascos vazios de materiais radioactivos
antes de os colocar no esgoto sólido. As
licenças especificas podem eliminar
pequenas quantidades de lixo radioactivo
deste tipo de produto para o esgoto
normal do laboratório. Ter em atenção as
regulamentações em vigor para o seu
laboratório.
Materiais Fornecidos –
Preparação Inicial
Tubos Revestidos com Anticorpos
HCG (ICG1)
Tubos de poliestireno revestidos com
anticorpos monoclonais murinos anti-HCG
e embalados em saquetas de fecho
hermético. Conservar refrigerado e
protegido da humidade, selar os sacos
cuidadosamente após cada abertura.
Estável a 2–8°C até à data de validade
inscrita na embalagem.
IKCG1: 100 tubos.
51
125
Anticorpos I HCG (ICG2)
Anticorpo policlonal anti-HCG iodado na
forma líquida, pronto a usar. Cada frasco
contém 5,5 mL. Estável a 2–8°C durante
30 dias depois de aberto ou até ao prazo
de validade indicado no rótulo.
IKCG1: 2 frascos.
Calibradores HCG (CGI3–9)
Sete frascos, rotulados de A a G, de
calibradores HCG numa matriz de soro
humano sem HCG, com conservante. Os
calibradores são fornecidos liofilizados.
No mínimo 30 minutos antes da utilização,
reconstituir o calibrador zero A com
10 mL de água destilada ou desionizada,
o calibrador C com 5 mL, e os restantes
calibradores B e D a G com 2 mL cada.
(Ver tabela abaixo.) Usar pipetas
volumétricas e misturar com movimentos
lentos ou por inversão. Estável a 2–8°C
durante 30 dias depois de reconstituído
ou a –20°C durante 6 meses (aliquotado).
IKCG1: 1 conjunto.
Frasco de Calibrador
Volume de
Reconstituição
Calibrador A
10,0 mL
Calibrador B
2,0 mL
Calibrador C
5,0 mL
Calibradores D – G
2,0 mL
Os calibradores são normalizados (mas
não preparados) de acordo com a
Terceira Norma Internacional para
Imunoensaios da HCG, número 75/537,
da Organização Mundial de Saúde.
Segundo esta norma, os calibradores
representam 0, 5, 25, 50, 100, 250 e 500
milli-Unidades Internacionais de HCG por
mililitro (mIU/mL, 3ª NI 75/537). Os
valores do calibrador de acordo com a
Segunda Norma Internacional para a
HCG, número 61/6, da Organização
Mundial de Saúde, são idênticos. Os
pontos de calibração intermédios podem
ser obtidos misturando os calibradores
nas proporções adequadas. De notar que
os calibradores do Coat-A-Count HCG
IRMA não podem ser substituídos pelos
calibradores fornecidos com o kit Duplo de
Anticorpo HCG. O calibrador de 25
mIU/mL (Calibrador C) funciona como
referência positiva no procedimento
qualitativo. Outros calibradores fornecidos
52
com este kit podem ser usados como
controlos neste contexto.
Tampão de Ensaio HCG (CGAB)
11 mL de diluente tamponizado. Estável a
2–8°C durante 30 dias depois de aberto,
ou até ao prazo de validade indicado no
rótulo.
IKCG1: 1 frasco.
Concentrado de Solução de Lavagem
Tamponizado (2TSBW)
Solução salina de concentrado
tamponizado, com surfactantes e azida de
sódio como conservante. Usando um
recipiente de transporte de amostra, diluir
o conteúdo de cada frasco com 600 mL
de água destilada, para um volume total
de 660 mL. Armazenar refrigerado:
estável a uma temperatura de 2–8°C
durante seis meses depois de preparado.
IKCG1: 1 frasco × 60 mL.
Materiais necessários mas não
fornecidos
Contador gama — compatível com tubos
standard 12x75 mm
Agitador mecânico — definido para
aproximadamente 200 movimentos por
minuto.
Preparação de Reagentes
Pipetas: 2,0 mL, 5,0 mL e 10,0 mL
Água destilada ou desionizada
Proveta graduada — para uma dosagem
de 600 mL
Contentor plástico de armazenamento
com tampa — para preparação e
armazenamento da Solução de Lavagem
Tamponizada
Imunoensaio
Micropipeta: 100 µL
Dispensador — para uma dosagem de
2,0 mL de Solução de Lavagem
Tamponizada.
Dispositivo de decantação de espuma —
disponível na Siemens Healthcare
Diagnostics (Números de catálogo: FDR).
Papel milimétrico log-log de 3 ciclos
Um controlo de imunoensaio baseado em
soro humano de três níveis, contendo
HCG como um dos 25 constituintes
submetidos a ensaio, está disponível na
Siemens Healthcare Diagnostics
(Números de catálogo: CON6).
Colheita
O paciente não necessita dieta. Não são
necessárias preparações especiais.
19
Colher sangue por punção venosa para
tubos lisos, heparinizados, ou tubos de
vácuo de ácido-etileno-diaminotetracético, anotando a data e hora da
colheita.
Recomenda-se o uso de uma ultra
centrífuga para clarear amostras
lipémicas.
Amostras hemolisadas podem indicar
tratamento incorrecto de uma amostra
antes do envio para o laboratório; portanto
os resultados devem ser interpretados
com cuidado.
Os tubos para colheita sanguínea de
diferentes fabricantes, podem originar
diferentes valores, dependendo dos
materiais e aditivos, incluíndo gel ou
barreiras fisicas, activadores do coágulo
e/ou anti coagulantes. Coat-A-Count
IRMA HCG não foram ainda testados com
todas as possiveis variações originadas
pelos tipos de tubos. Consultar a secção
Tipos de Amostras Alternativas para obter
detalhes sobre os tubos que foram
testados.
Volume de Amostra: 100 µL de soro ou
plasma por tubo.
Armazenamento: 2–8°C durante 7 dias,
ou até 2 meses a –20°C.
Deixar as amostras atingir a temperatura
ambiente (15–28°C) e agitar suavemente
ou por inversão. Aliquotar se necessário
para evitar repetidos congelamentos/
descongelamentos. Não tentar liquefazer
os espécimens congelados, aquecendoos em banho-maria.
Diluições: O procedimento quantitativo
tem uma gama de até 500 mIU/mL, no
entanto, podem ser encontrados níveis de
paciente até 100 000 mIU/mL ou
superiores no decurso de uma gravidez
normal. As amostras em gravidez normal,
incluindo as que atinjam valores máximos
no primeiro trimestre, produzirão
contagens por minuto superiores às
contagens do calibrador mais elevado, se
submetidas a ensaio sem diluição.
Amostras que se preveja que contenham
níveis elevados, incluindo amostras de
4,9,10,16
devem ser
casos de gravidez molar,
adequadamente diluídas com o calibrador
zero antes do ensaio.
A fim de evitar atrasos devidos ao facto de
terem de ser submetidas a novo ensaio
amostras "fora da curva", alguns
laboratórios poderão manter uma prática
de definir uma série de diluições de 1 para
10 em todas as amostras. Submeter a
ensaio amostras não diluídas, nas
proporções de 1 para 10 e 1 para 100
fará, na maioria dos casos, com que as
amostras registem concentrações dentro
da gama do ensaio; uma diluição
adicional de 1 para 1 000 pode ser
preparada para as amostras que se
preveja que contenham um nível superior
a 100 000 mIU/mL.
Pipetação: As diluições e a pipetação das
amostras deve ser cuidadosa a fim de
evitar erros por contaminação. É
importante usar uma micropipeta de ponta
descartável, substituindo a ponta entre as
amostras, a fim de evitar contaminação.
Pipetas de transporte e pipetadoresdiluidores automáticos deverão ser
usados apenas se a possibilidade de
contaminação tiver sido avaliada e
considerada como não significativa.
Pipetar todas as amostras e reagentes
directamente para a base do tubo. Todas
as amostras, incluindo os calibradores e
os controlos, deverão ser submetidas a
ensaio duplicado. Analisar os resultados
para verificar a concordância entre os
pares de tubos. Os pares de tubos de
controlos podem ser espaçados ao longo
do ensaio a fim de verificar a ausência de
desvio significativo.
53
como para a adição do marcador na
etapa 6.
Procedimento Quantitativo
Todos os componentes devem estar à
temperatura ambiente(15–28°C) antes de
usar.
1
Rotular catorze Tubos A Revestidos
com Anticorpos HCG (ligação não
específica) e B a G ("ligação
máxima") em duplicado. Rotular
Tubos Revestidos com Anticorpos
HCG adicionais, também em
duplicado, para controlos e amostras
de paciente.
4
Para o Procedimento Qualitativo, 15
minutos é suficiente.
5
HCG mIU/mL
3ª NI 75/537
HCG mIU/mL
2ª NI 61/6
T*
—
—
A (NSB)
0
0
B
5
5
C
25
25
D
50
50
E
100
100
F
250
250
G ("MB")
500
500
6
Pipetar 100 µL de cada calibrador,
controlo e amostra de paciente para
os tubos preparados.
7
Adicionar 100 µL de Tampão de
Ensaio HCG a cada tubo.
Pipetar directamente para a base
dos tubos. Recomenda-se um
dispensador de repetição (Nichiryo ou
equivalente) para esta etapa, bem
54
125
I
Misturar durante 30 minutos num
agitador mecânico.
Para o Procedimento Qualitativo, 15
minutos é suficiente.
8
Pipetar directamente para a base
dos tubos. As amostras de paciente
que se preveja contenham níveis de
HCG superiores a 500 mIU/mL
deverão ser adequadamente diluídas
com o calibrador zero antes do
ensaio. Usar uma micropipeta de
ponta descartável, substituindo a
ponta entre amostras, a fim de evitar
erros por contaminação. Pipetas de
transporte e pipetadores-diluidores
automáticos deverão ser usados
apenas se a possibilidade de
contaminação tiver sido avaliada e
considerada como não significativa.
3
Adicionar 100 µL de Anticorpos
HCG a cada tubo.
Adicionar o marcador I 125 no espaço
de 10 minutos após pipetar os
calibradores, controlos e amostras.
Deixar os tubos T para as contagens
(nº 9); não necessitam mais
processamento.
* Opcional
2
Decantar e drenar cuidadosamente.
Adicionar 2,0 mL de Solução de
Lavagem Tamponizada a cada tubo.
Esperar 1 a 2 minutos, e de seguida,
decantar e drenar cuidadosamente.
Removendo todo o líquido
remanescente melhora-se bastante a
precisão. Após a lavagem, decantar o
conteúdo de todos os tubos usando
um dispositivo de decantação de
espuma. Eliminar todas as gotas
residuais com papel absorvente.
Opcionalmente, rotular dois tubos T
lisos de poliestireno (não revestidos)
12x75 mm (contagens totais) em
duplicado, e separá-los até à etapa 6.
Calibrador
Misturar durante 30 minutos num
agitador mecânico.
Decantar e drenar cuidadosamente.
Adicionar 2,0 mL de Solução de
lavagem Tamponizada a cada tubo.
Esperar 1 a 2 minutos, de seguida,
decantar e drenar cuidadosamente.
Adicionar novamente 2,0 mL de
Solução de Lavagem Tamponizada,
esperar 1 a 2 minutos, e Decantar
vigorosamente.
Removendo todo o líquido
remanescente melhora-se bastante a
precisão. Após a segunda lavagem,
decantar o conteúdo de todos os
tubos (à excepção dos tubos T)
usando um dispositivo de decantação
de espuma e deixar drenar durante 2
ou 3 minutos. Eliminar todas as gotas
residuais com papel absorvente.
9
Contar durante 1 minuto num
contador gama.
Em contadores gama de cabeça
múltipla, os tubos de Contagem Total
(opcionais) deverão ser separados
dos restantes tubos de ensaio pelo
menos um espaço, a fim de minimizar
o risco de derrame.
Procedimento Qualitativo
O procedimento Qualitativo representa
uma simplificação do Procedimento
Quantitativo, na medida em quel é usado
um único ponto de referência em vez de
uma curva de calibragem completa. Isto
permite determinar se uma amostra de
soro ou plasma apresenta uma
concentração de HCG inferior ou superior
a 25 mIU/mL, dentro da precisão do
ensaio. As amostras que se preveja que
contenham níveis elevados de HCG
deverão ser submetidas a ensaio com as
diluições apropriadas segundo o
Procedimento Quantitativo completo
acima descrito.
1
Rotular dois Tubos C Revestidos com
Anticorpos HCG, para a referência
positiva de 25 mIU/mL. Rotular Tubos
Revestidos a Anticorpos HCG
adicionais, também em duplicado,
para controlos e amostras de
paciente. Opcionalmente, rotular dois
tubos T lisos de poliestireno (não
revestidos) 12x75 mm (contagens
totais).
Calibrador
HCG mIU/mL
3ª NI 75/537
HCG mIU/mL
2ª NI 61/6
T*
—
—
C (Referência)
25
25
* Opcional
Prosseguir agora com o Procedimento
Quantitativo acima descrito (etapas 2 a 9).
O tempo de incubação das etapas 4 e 7
pode ser reduzido para 15 minutos.
Cálculos e Controlo de
Qualidade
Procedimento Quantitativo
Para calcular concentrações de HCG a
partir de uma representação log-log da
curva de calibração, começar por corrigir
as contagens por minuto (CPM) de cada
par de tubos subtraindo a CPM média dos
tubos de ligação não específica
(calibrador A):
Contagens reais = (Média CPM) minutos (Média
NSB CPM)
De seguida, determinar a percentagem de
ligação (relativa à do calibrador mais
elevado) – aqui designada "%B/MB" – de
cada par de tubos como uma
percentagem da "ligação máxima," com
as contagens corrigidas com NSB do
calibrador mais elevado consideradas
como 100%:
Percentagem de Ligação = (Contagens reais /
Contagens MB reais) × 100
Usando papel milimétrico log-log de 3
ciclos, representar a Percentagem de
Ligação relativamente à Concentração
para cada um dos calibradores diferentes
de zero, e desenhar uma curva
aproximando a trajectória destes pontos.
(Ligar os pontos de calibração com arcos
ou segmentos de linha recta. Não tentar
aplicar uma única linha recta aos dados.)
Podem então calcular-se por interpolação
a partir da curva de calibração as
concentrações de HCG para controlos e
amostras desconhecidas dentro da gama
dos calibradores diferentes de zero. Uma
representação adicional da Percentagem
de Ligação relativamente à Concentração
para os três ou quatro calibradores mais
baixos em papel milimétrico linear-linear
pode ser usada para interpolação próximo
da dose zero.
Observações: Embora sejam aceitáveis
outras abordagens, a redução de dados
pelo método acabado de descrever
oferece certas vantagens do ponto de
vista do controlo da qualidade. Em
particular, produz uma curva de calibração
relativamente linear tanto em
representações log-log como linear-linear,
e relativamente estável de ensaio para
ensaio. Produz igualmente parâmetros de
CQ úteis, tais como valores de
Percentagem de Ligação (%B/MB) para
os calibradores diferentes de zero. Pode
obter-se um gráfico ainda mais
informativo, que veicula uma ideia de
reprodutibilidade intra-ensaio como
função da concentração, representando
directamente os valores da Percentagem
de Ligação de tubos de calibrador
individuais, ou seja, sem ter de calcular
primeiro a média da CPM das réplicas.
Alternativas: Embora a Percentagem de
Ligação possa ser calculada directamente
a partir da CPM Média, a correcção da
ligação não específica produz
normalmente uma curva de calibração
55
mais linear em toda a sua amplitude.
Também é possível gerar uma curva de
calibração representando directamente a
CPM ou a CPM Média relativamente à
Concentração em papel milimétrico loglog ou linear-linear. (Não deve ser usado
papel milimétrico semi-logarítmico). Esta
abordagem tem a vantagem de ser mais
simples, mas é menos recomendável do
ponto de vista do controlo da qualidade.
Redução de Dados Computadorizados:
Os métodos “ponto-a-ponto”, incluindo as
aproximações lineares e por spline cúbico,
são adequadas; todavia, uma vez que
fornecem pouca ajuda na monitorização
da fiabilidade de um ensaio, é importante
preparar a representação log-log
recomendada da curva de calibração,
manualmente ou por computador, como
etapa do controlo da qualidade. As
técnicas de redução de dados baseadas
no modelo logístico poderão também ser
aplicadas. Nesta família, as rotinas de
aproximação de curvas baseadas em
logística de 4 ou 5 parâmetros são as
possibilidades mais adequadas. Deve
contudo, ter-se em atenção que alguns
algoritmos actualmente utilizados não
convergem com êxito, mesmo quando o
modelo de logística é fiel aos dados. Se
for adoptado um método logístico, é
essencial verificar a sua adequabilidade
para o ensaio de cada dia, monitorizando
o cálculo de confirmação dos calibradores
e outros parâmetros. Além disso, é
altamente recomendada uma
representação da curva de calibração em
log-log, já que é mais informativa do que a
representação semi-logarítmica
convencional.
Manuseamento das Amostras: Devem
ser criteriosamente observadas as
instruções de manuseamento e
armazenamento das amostras de
paciente. Diluir as amostras de paciente
que se preveja que contenham
concentrações de HCG superiores às do
calibrador mais elevado (500 mIU/mL)
com o calibrador zero antes do ensaio.
Todas as amostras, incluindo os
calibradores e controlos, deverão ser
submetidas a ensaio pelo menos duplo. É
importante usar uma micropipeta de ponta
descartável, substituindo as pontas entre
as amostras, a fim de evitar
contaminação. Pipetas de transporte e
pipetadores-diluidores automáticos
56
deverão ser usados apenas se a
possibilidade de contaminação tiver sido
avaliada e considerada como não
significativa. Os pares de tubos de
controlos podem ser espaçados ao longo
do ensaio a fim de verificar a ausência de
desvio significativo. Analisar os resultados
relativamente à concordância entre os
pares de tubos.
Contador Gama: Para minimizar a
possibilidade de derrame em contadores
gama de reservatório múltiplo, os tubos
opcionais de contagens totais (T) deverão
ser separados por um ou mais espaços
dos restantes tubos do ensaio.
Alternativamente, adicionar apenas 25 µL
do marcador a cada um dos tubos T na
etapa 6, e multiplicar por 4 as contagens
por minuto observadas nestes tubos.
Controlos: Os controlos ou os pools de
soro ou plasma de paciente com pelo
menos dois níveis de concentração de
HCG (baixo e elevado) devem por rotina
ser submetidos a ensaio como amostras
desconhecidas, e os resultados devem
ser representados em gráfico de dia para
dia de acordo com o procedimento
descrito em Westgard JO, et al. Um
gráfico de regras múltiplas para controlo
de qualidade. Clin Chem 1981; 27:493501. A repetição das amostragens
constitui uma ferramenta adicional útil
para monitorizar a precisão inter-ensaios.
Parâmetros de CQ: Recomendamos o
acompanhamento destas medições de
desempenho:
T = Contagens Totais (como contagens por
minuto)
%NSB = 100 × (Média Contagens NSB /
Contagens Totais)
%MB = 100 × (Contagens reais / Contagens
Totais)
E os valores de Percentagem de Ligação
("%B/MB") de todos os calibradores
excepto do calibrador diferente de zero
mais elevado, por exemplo:
%C/MB = 100 × (Contagens Líquidas Calibrador
"C" / Contagens Líquidas MB)
Manutenção de Registos: È boa prática
laboratorial registar para cada ensaio o
número do lote dos componentes usados,
bem como as datas de quando foram
primeiro reconstituidas ou abertas.
Literatura Adicional: Ver Dudley RA, et
al. Guidelines for immunoassay data
Exemplo de Ensaio, Procedimento
Quantitativo: Apenas para ilustração, não
para calcular resultados de outro ensaio.
(Ver tabela "Exemplo de Ensaio,
Procedimento Quantitativo".)
Procedimento Qualitativo
Se as contagens por minuto (média) para
os tubos de amostras de paciente forem
inferiores às contagens por minuto
(média) do calibrador C, a amostra
conterá menos de 25 mIU/mL de HCG,
dentro da precisão do ensaio. Se as
contagens da amostra de paciente forem
superiores às do calibrador C, a amostra
conterá mais de 25 mIU/mL de HCG,
dentro da precisão do ensaio.
Relação com a Gravidez: Concentrações
superiores ao valor de 25 mIU/mL podem
ser consideradas como resultado positivo
de gravidez, desde que tenham sido
excluídas outras causas de níveis
elevados de HCG, ex. Neoplasia
trofoblástica e não trofoblástica, gravidez
ou aborto espontâneo recente, e
4,9,10,16
Concentrações inferiores ao
outras.
valor de 25 mIU/mL devem ser esperadas
em amostras de indivíduos do sexo
masculino saudáveis e indivíduos do sexo
feminino fora da gravidez. (Ver Valores
Esperados abaixo.) Concentrações
inferiores a 25 mIU/mL são também
esperadas em indivíduos do sexo
feminino numa fase inicial da gravidez em
que a concentração de HCG não tenha
ainda atingido o nível de decisão definido
para o procedimento qualitativo. Submeter
a ensaio nova amostra recolhida dois ou
mais dias mais tarde deverá produzir um
resultado decisivo, uma vez que se prevê
que em estados iniciais de gravidez o
nível de HCG duplique dentro deste
11
período aproximadamente.
Controlo de Qualidade: Analisar as
contagens por minuto de todas as
amostras para verificar a concordância
entre os pares de tubos. Os controlos, ou
os pools de amostras de paciente (soro ou
plasma), com concentrações de HCG
superiores ou inferiores ao valor de
referência 25 mIU/mL (calibrador C)
devem ser por rotina submetidos a ensaio
como amostras desconhecidas. Outros
calibradores fornecidos com o kit –
especificamente, os calibradores de 5 e
50 mIU/mL (B, D) – podem ser
processados como controlos adicionais.
Recomendamos que sejam
acompanhadas as contagens por minuto
da referência (calibrador C) e dos
controlos como uma percentagem das
contagens totais, ex.
%C/T = 100 × (Contagens Médias do Calibrador
"C" / Contagens Totais Médias)
Uma prática comum para determinar as
médias e amostragens coriónicas intraensaio, com base em contagens, para
várias réplicas, cada uma delas de baixo
controlo, um controlo elevado e o
calibrador C podem prestar um auxílio
adicional na monitorização da fiabilidade
dia a dia do ensaio.
Exemplo de Ensaio: Apenas para
ilustração, não para calcular resultados de
outro ensaio. (Ver tabela "Exemplo de
Ensaio, Procedimento Qualitativo".)
Valores de Referência
As amostras de soro de 47 indivíduos do
sexo masculino saudáveis e 38 indivíduos
do sexo feminino fora da gravidez foram
analisadas segundo o procedimento
Coat-A-Count HCG IRMA com os
seguintes resultados:
95% dos valores dos indivíduos do sexo
masculino foram inferiores a 1,0 mIU/mL
90% dos valores dos indivíduos do sexo
feminino foram inferiores a 3 mIU/mL
100% de todos os valores (indivíduos do
sexo masculino e feminino) foram de
5 mIU/mL ou inferiores
Os resultados são consistentes com um
limite superior dos valores normais de
cerca de 5 mIU/mL fora da gravidez. No
entanto, os laboratórios deverão
considerar estes resultados apenas como
orientação.
Num outro estudo, foram submetidas a
ensaio 286 amostras de soro de
indivíduos do sexo feminino com idade
gestacional conhecida segundo o
procedimento Coat-A-Count HCG IRMA.
A idade gestacional foi classificada por
semanas depois do primeiro dia do último
período menstrual (UPM). Os resultados
foram os seguintes:
57
Mediana
Gama Absoluta
95% Gama
4 semanas Depois UPM (n=5)
291
196 – 3 537
5 Semanas Depois UPM (n=12)
4 117
1 026 – 30 964
6 Semanas Depois UPM (n=23)
18 897
4 250 – 81 172
7 – 8 Semanas Depois UPM (n=40)
54 266
6 002 – 114 430
48 841
18 344 – 98 807
11 – 14 semanas Depois UPM (n=52)
50 841
21 874 – 120 766
15 – 22 semanas Depois UPM (n=67)
16 418
4 106 – 57 393
11 872
2 468 – 36 142
As amostras de série de indivíduos do
sexo feminino nas primeiras 2 a 5
semanas de gravidez mostraram períodos
de duplicação das concentrações de HCG
entre 1,5 e 3 dias, com um tempo de
duplicação médio de 2,2 dias.
Considere estes limites apenas como
directrizes. Cada laboratório deve
estabelecer os seus próprios valores de
referência.
Características do Ensaio
As secções seguintes contêm dados
representativos do desempenho do kit
Coat-A-Count HCG IRMA. Nas secções
abaixo, os resultados de HCG são
expressos em milli-Unidades
Internacionais de HCG por mililitro
(mIU/mL).
Calibração: Até 500 mIU/mL
(3ª NI 75/537 e 2ª NI 61/6).
Normalização: O ensaio apresenta uma
gama de calibração de 5 a 500 mIU/mL no
procedimento quantitativo. O calibrador de
25 mIU/mL funciona como referência
positiva no procedimento qualitativo. O
ensaio é normalizado segundo a terceira
Norma Internacional para HCG (3ª NI
75/537) da Organização Mundial de
Saúde, e também de acordo com a
Segunda Norma Internacional para HCG
(2ª NI 61/6).
58
Sensibilidade Analítica: 0,3 mIU/mL,
Efeito Hook de Alta Dose: nenhum até
1 000 000 mIU/mL.
Precisão Intra-ensaio (Entre ensaios):
Foram calculadas estatísticas para
amostras a partir dos resultados de 20
pares de tubos num único ensaio.
(Consulte a tabela “Precisão Intraensaio".)
Precisão Inter-ensaio (Ensaio a
ensaio): Foram calculadas estatísticas
para amostras a partir dos resultados de
pares de tubos em 20 ensaios diferentes.
(Consulte a tabela “Precisão Interensaio".)
Efeito fim-de-série: Nenhum até
aproximadamente 350 tubos. (Ver tabela
"Efeito fim-de-série".)
Linearidade: As amostras foram
doseadas sob várias diluições. (Consulte
a tabela "Linearidade" para dados
representativos.)
Recuperação: Foram submetidas a
ensaio amostras a que foram adicionadas
três HCG (200, 1 000, e 5 000 mIU/mL) na
proporção de 1 para 19. (Ver tabela de
"Recovery" para dados representativos.)
Especificidade: O anticorpo usado no
procedimento Coat-A-Count HCG IRMA é
altamente específico para HCG intacta,
com baixa reactividade cruzada com
outras hormonas de glicoproteína
presentes em amostras de paciente.
Foram adicionadas diferentes
quantidades de FSH, LH e TSH a um
espécimen de paciente contendo
23,3 mIU/mL de HCG. A amostra foi
submetida a ensaio com e sem adição
segundo o procedimento Coat-A-Count
HCG IRMA. (Ver tabela
"Especificidade 1".)
As subunidades alfa e beta da HCG foram
também estudadas. A -subunidade β de
HCG (OMS 75/551), foi adicionada no
calibrador zero do Coat-A-Count HCG
IRMA. (Ver tabela "Especificidade 2".)
A subunidade α de HCG (OMS 75/569),
foi adicionada no calibrador zero do
Coat-A-Count HCG IRMA. (Ver tabela
"Especificidade 3".)
Bilirrubina: A presença de bilirrubina em
concentrações até 200 mg/L não tem
efeito em resultados, dentro da precisão
do ensaio.
Hemólise: A Presença de eritrocitos em
concentrações até 30 µL/mL não tem
efeito no resultado, dentro da precisão do
ensaio.
Tipo de amostra alternativa: Para
determinar o efeito de amostras
alternatives, foi colhido sangue de 20
voluntários em tubos secos, com EDTA,
®
heparinizados e tubos de vacum SST da
Becton Dickinson. Todas as amostras
foram ensaiadas pelo método
Coat-A-Count HCG IRMA, com os
seguintes resultados.
(EDTA) = 1,00 (Soro) – 0,5 mIU/mL
r = 0,996
(Heparina) = 1,04 (Soro) + 0,3 mIU/mL
r = 0,994
(SST) = 0,98 (tubos simples) + 1,65 mIU/mL
r = 0,993
Médias:
101 mIU/mL (Soro)
106 mIU/mL (Heparina)
101 mIU/mL(EDTA)
101 mIU/mL (SST)
Comparação de Métodos: O
procedimento Coat-A-Count HCG IRMA
foi comparado com outros ensaios
imunoradiométricos para HCG (Kit A) e
também com um radioimunoensaio HCG
(Kit B) em 48 amostras de paciente. As
amostras apresentavam níveis de HCG
entre 5 e 500 mIU/mL. A análise de
regressão linear produziu os seguintes
dados estatísticos
(CAC IRMA) = 1,19 (Kit A) + 0,9 mIU/mL
r = 0,998
Médias:
182 mIU/mL (Kit A)
(CAC IRMA) = 1,25 (Kit B) – 24,4 mIU/mL
r = 0,983
Médias:
193 mIU/mL (Kit B)
Assistência Técnica
©2010 Siemens Healthcare Diagnostics Inc. All
rights reserved.
Origin: US
Siemens Healthcare Diagnostics Inc.
Los Angeles, CA 90045 USA
Siemens Healthcare Diagnostics Ltd.
Sir William Siemens Sq.
Frimley, Camberley, UK GU16 8QD
2010-11-01
PIIKCG – 9
Changes in this Edition:
cc#19759: Removed IKCG2 and IKCG5 kit sizes
and all associated component sizes and
radioactivity information. In Materials Required
But Not Provided section, added FDR catalog
number for foam decanting rack; removed
“available from Siemens” claim for graph
paper ZPIRM, rack shaker DPSR1/DPSR2, and
2 mL dispenser DB2ML. Removed Technical
Bulletin ZJ019 from Further Reading section.
Minor editing: Corrected kit name in English
Alternate Sample Type section.
Understanding the Symbols
Understanding the Symbols
En English
Erklärung der Symbole
De Deutsch
Descripción de los símbolos
Es Español
Explication des symboles
Fr Français
Comprensione dei simboli
It
Descrição dos símbolos
Pt Português
Italiano
The following symbols may appear on the
product labeling: / Die folgenden Symbole
können auf dem Produktetikett verwendet
werden: / Los siguientes símbolos pueden
aparecer en la etiqueta del producto: / Les
symboles suivants peuvent apparaître sur les
étiquettes des produits : / Sull'etichetta del
prodotto possono essere presenti i seguenti
simboli: / Os seguintes símbolos podem
aparecer no rótulo dos produtos:
Por favor contacte o seu Distribuidor
Nacional.
O Sistema da Qualidade da Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. está registado sob a norma ISO
13485:2003.
Coat-A-Count® is a trademark of Siemens
Healthcare Diagnostics.
59
Symbol Definition
En: In vitro diagnostic medical
device
De: Medizinisches Gerät zur
In-vitro Diagnose
Es: Dispositivo médico para
diagnóstico in vitro
Fr: Dispositif médical de
diagnostic in vitro
It: Dispositivo medico per
diagnostica in vitro
Pt: Dispositivo médico para
diagnóstico in vitro
En: Catalog Number
De: Katalog-Nummer
Es: Número de referencia
Fr: Numéro de référence
catalogue
It: Numero catalogo
Pt: Número de catálogo
En: Manufacturer
De: Hersteller
Es: Fabricante
Fr: Fabricant
It: Produttore
Pt: Fabricante
En: Authorized Representative in
the European Community
De: Autorisierte Vertretung in der
Europäischen Union
Es: Representante autorizado en
la Unión Europea
Fr: Représentant agréé pour
l’Union européenne
It: Rappresentante autorizzato
nella Comunità europea
Pt: Representante Autorizado na
Comunidade Europeia
En: CE Mark
De: CE-Kennzeichen
Es: Símbolo de la CE
Fr: Marque CE
It: Marchio CE
Pt: Marca CE
En: CE Mark with identification
number of notified body
De: CE-Kennzeichen
Identifikationsnummer der
benannten Stelle
Es: Marca de la CE con número
de identificación del organismo
notificado
Fr: Marque CE avec numéro
d’identification du corps notifié
It: Marchio CE con numero
identificativo dell'ente notificato
Pt: Marca CE, com número de
identificação do órgão notificado
60
Symbol Definition
En: Consult instructions for use
De: Bedienungshinweise
beachten
Es: Consulte las instrucciones de
uso
Fr: Consulter le mode d’emploi
It: Consultare le istruzioni per
l'uso
Pt: Consulte as instruções de
utilização
En: Caution! Potential Biohazard
De: Vorsicht! Biologisches
Risikomaterial
Es: ¡Precaución! Peligro Biológico
Potencial
Fr: Avertissement ! Risque
biologique potentiel
It: Attenzione! Potenziale Pericolo
Biologico
Pt: Precaução! Potenciais Riscos
Biológicos
En: Radioactive Materials
De: Radioaktives Material
Es: Materiales radiactivos
Fr: Matériaux radioactifs
It: Materiali radioattivi
Pt: Materiais Radioactivos
En: Caution
De: Vorsicht
Es: Precaución
Fr: Avertissement
It: Attenzione
Pt: Precaução
En: Temperature limitation
(2–8°C)
De: Temperaturgrenze (2–8°C)
Es: Limitación de la temperatura
(2–8°C)
Fr: Limites de température
(2–8°C)
It: Limiti di temperatura (2–8°C)
Pt: Limites de temperatura
(2–8°C)
En: Upper limit of temperature
(≤ -20°C)
De: Obere Temperaturgrenze
(≤ -20°C)
Es: Limitación superior de la
temperatura (≤ -20°C)
Fr: Limite supérieure de
température (≤ -20°C)
It: Limite superiore di temperatura
(≤ -20°C)
Pt: Limite máximo de temperatura
(≤ -20°C)
Symbol Definition
En: Lower limit of temperature
(≥2°C)
De: Mindesttemperatur (≥2°C)
Es: Temperatura maxima (≥2°C)
Fr: Limite inférieure de
température (≥2°C)
It: Limite inferiore di temperature
(≥2°C)
Pt: Limite inferior de temperatura
(≥2°C)
En: Do not freeze (> 0°C)
De: Nicht einfrieren (> 0°C)
Es: No congelar (> 0°C)
Fr: Ne pas congeler (> 0°C)
It: Non congelare (> 0°C)
Pt: Não congele (> 0°C)
En: Keep away from sunlight
De: Vor Sonneneinstrahlung
schützen
Es: Mantener protegido de la luz
solar
Fr: Maintenir hors de portée de la
lumière du soleil
It: Non esporre alla luce del sole
Pt: Manter protegido da luz solar
LOT
En: Batch code
De: Chargenbezeichnung
Es: Código de lote
Fr: Numéro de code du lot
It: Codice lotto
Pt: Código de lote
Symbol Definition
En: Harmful
De: Gesundheitsschädlich
Es: Nocivo
Fr: Nocif
It: Nocivo
Pt: Nocivo
En: Corrosive
De: Ätzend
Es: Corrosivo
Fr: Corrosif
It: Corrosivo
Pt: Corrosivo
En: Toxic
De: Giftig
Es: Tóxico
Fr: Toxique
It: Tossico
Pt: Tóxico
En: Dangerous for the
environment
De: Umweltgefährlich
Es: Peligroso para el medio
ambiente
Fr: Dangereux pour
l'environnement
It: Pericoloso per l'ambiente
Pt: Perigoso para o ambiente
En: Contains sufficient for (n)
tests
De: Es reicht für (n) tests
Es: Contiene material para (n)
pruebas
Fr: Suffisant pour (n) tests
It: Contiene materiale sufficiente
per (n) test
Pt: Contém o suficiente para (n)
testes
2008-01
En: Date format (year-month)
De: Datumsformat (Jahr-Monat)
Es: Formato de fecha (año-mes)
Fr: Format de la date
(année-mois)
It: Formato data (anno-mese)
Pt: Formato de data (ano-mês)
En: Use by
De: Verwendbar bis
Es: Fecha de caducidad
Fr: A utiliser avant
It: Usare entro
Pt: Use até
61

HCG IRMA - Meditecno

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