Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N
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Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N
UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO FACULDADE DE MEDICINA DE RIBEIRÃO PRETO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM IMUNOLOGIA BÁSICA E APLICADA Aline Sardinha da Silva Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N-glicanas de TLRs: a interação desencadeia a resposta inicial de defesa contra o parasito Ribeirão Preto 2016 ALINE SARDINHA DA SILVA Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N-glicanas de TLRs: a interação desencadeia a resposta inicial de defesa contra o parasito Tese apresentada ao programa de Pós-Graduação em Imunologia Básica e Aplicada da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, como requisito para a obtenção do título de Doutora em Ciências – área de concentração: Imunologia Básica e Aplicada. Orientadora: Profª. Dra. Maria Cristina Roque Barreira Ribeirão Preto 2016 AUTORIZO A REPRODUÇÃO E DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE TRABALHO, POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO, PARA FINS DE ESTUDO E PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE. Catalogação da Publicação Serviço de Documentação Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo FICHA CATALOGRÁFICA Sardinha-Silva, Aline Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N-glicanas de TLRs: a interação desencadeia a resposta inicial de defesa contra o parasito Ribeirão Preto, 2016. 141p. : il.; 30cm. Tese de Doutorado apresentada à Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto/USP – Área de concentração: Imunologia Básica e Aplicada FOLHA DE APROVAÇÃO 1.Toxoplasma gondii. 2. Proteínas de micronema. 3. Receptores do tipo toll. 4. Imunidade inata. 5. Reconhecimento de carboidrato. Aline Sardinha da Silva Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N-glicanas de TLRs: a interação desencadeia a resposta inicial de defesa contra o parasito Tese de doutorado apresentada à Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo para obtenção do título de doutora em Ciências – Área de concentração: Imunologia Básica e Aplicada. Aprovada em: _____/_____/_____ Banca Examinadora Prof. Dr. ______________________________________ Instituição: ___________________ Julgamento: _____________________ Assinatura: _________________________________ Prof. Dr. ______________________________________ Instituição: ___________________ Julgamento: _____________________ Assinatura: _________________________________ Prof. Dr. ______________________________________ Instituição: ___________________ Julgamento: _____________________ Assinatura: _________________________________ Prof. Dr. ______________________________________ Instituição: ___________________ Julgamento: _____________________ Assinatura: _________________________________ Prof. Dr. ______________________________________ Instituição: ___________________ Julgamento: _____________________ Assinatura: _________________________________ Trabalho realizado nos Laboratórios: - Imunoquímica e Glicobiologia do Departamento de Biologia Celular e Molecular da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto – Universidade de São Paulo. Ribeirão Preto, SP. - Immunobiology Section, Laboratory of Parasitic Diseases, National Institure of Allergy and Infectious Diseases – National Institutes of Health. Bethesda, MD, USA. - Molecular Parasitology Section, Laboratory of Parasitic Diseases, National Institure of Allergy and Infectious Diseases – National Institutes of Health. Bethesda, MD, USA. Apoio Financeiro: CAPES, CNPq e FAPESP AGRADECIMENTOS Aos meus queridos pais, Adilson e Valdete, que independente das minhas escolhas dedicaram esforços e apoiaram integralmente meus objetivos pessoais e profissionais para que eu obtivesse sucesso. Obrigada por todo carinho. Agradeço ainda minhas queridas irmãs Miriam e Daniela, e minha querida Avó Angelina, pelo apoio e por se fazerem sempre presentes. À querida Professora Dra. Maria Cristina Roque Barreira, minha mãezinha científica, pela confiança depositada em meu trabalho e por garantir sempre as melhores condições para o desenvolvimento desta pesquisa. Agradeço ainda pelas lições de responsabilidade, ensinamentos, dedicação, por todo apoio e pelo carinho com que sempre me atendeu. Obrigada pela agradável convivência e por contribuir intensamente para a minha formação acadêmica durante esses seis anos! Sentirei saudade da doce glycofamily! À Dra. Camila Figueiredo Pinzan (Camilinha), por sempre me ajudar com os experimentos, pelo seu tempo disponibilizado, seu apoio e sua dedicação. Suas sugestões e nossas discussões foram essenciais para a realização desse trabalho. À Dra. Dominique Soldati-Favre e ao Dr. Damien Jacot pela gentil doação dos parasitos simples nocaute, e pela geração dos parasitos duplo-nocautes, essenciais para o desenvolvimento deste trabalho. À querida Dra. Dragana Jankovic (Dragana) e ao Dr. Alan Sher pela importante colaboração com os experimentos de infecção in vitro em células TLR11/TLR12 DKO, pela oportunidade de estágio, pelos ensinamentos e por toda ajuda e apoio profissional. Ao colaborador e futuro supervisor Dr. Michael Grigg (Mike) e ao Dr. Asis Khan pela oportunidade de estágio, pelo acolhimento e pela agradável convivência no laboratório. Obrigada pelos inúmeros ensinamentos sobre Biologia Molecular em tão pouco tempo, e por contribuírem para o enriquecimento da minha formação. Às queridas Iza, Aninha e Wendy, do laboratório do Prof. Dr. Célio Lopes Silva, pelo pronto auxílio com as constantes dosagens de LPS. Às queridas irmãs Patrícia (Pati) e Érica (Eriquinha) pela agradável convivência, pela dedicação ao trabalho técnico, com as questões burocráticas e com tantas outras. Obrigada por estarem sempre dispostas a me ajudar. À querida Sandra (Darling) pelo apoio técnico e organização, que facilitam a funcionalidade do laboratório. Aos bioteristas Sr. Domingos, Júlio, Dener, Rinaldo e Cristina pela boa disposição em fornecer e ajudar na manutenção dos animais. À Ana Cristine, que sempre esteve disposta a ouvir minhas dúvidas e solucionar meus problemas. Obrigada pela preocupação comigo com respeito às datas, assuntos burocráticos e documentos, pelas agradáveis conversas e momentos de descontração. A todos os colegas de pós-graduação dos programas de Imunologia Básica e Aplicada e Biologia Celular e Molecular e Bioagentes Patogênicos pela agradável convivência. À querida amiga Dra. Katiuchia Uzzun Sales (Katiu) pelo incentivo profissional, pessoal e pelas inúmeras discussões sobre Biologia Molecular. Ao meu noivo Diego, e em breve marido, por estar ao meu lado durante esses cinco anos, acompanhando e participando de importantes conquistas alcançadas e de outras que estão por vir. Obrigada pelo apoio emocional, pessoal e profissional, e por se fazer presente diariamente, mesmo tão longe. Te admiro muito, pessoal e profissionalmente! Aos meus queridos amigos Fausto Bruno (Faustinho) e Thiago (TT), obrigada pela paciência, pela amizade, pela agradável convivência, pelos inúmeros momentos de descontração e auxílios com dúvidas e experimentos. Obrigada por fazerem parte da minha jornada e tornarem meus dias mais agradáveis! Aos queridos glycofriends Marcel, Mateus (Peteca), Rafael, Aline Oliveira, Flávia, Lívia, Fabrício e Relber. Obrigada pela convivência, pelas discussões, pela ajuda com dúvidas e experimentos. Aos meus familiares, que apesar da distância sempre se fizeram presentes me apoiando e torcendo por mim. A todos que contribuíram direta ou indiretamente para a minha formação e para a realização desse trabalho, muito obrigada. À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pelo apoio financeiro concedido no início da realização desse trabalho. Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pelo apoio financeiro concedido durante a realização desse trabalho. À Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) pelo apoio financeiro concedido durante os quase quatro anos de realização desse trabalho (processo número 2012/12950-0). Gostaria, ainda, de agradecer à FAPESP pelas duas oportunidades de estágio no exterior (NIAID/NIH), que possibilitaram o aperfeiçoamento desse trabalho. “Feliz aquele que transfere o que sabe e aprende o que ensina.” Cora Coralina Resumo | viii Resumo Resumo | ix SARDINHA-SILVA, A. Proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii reconhecem N-glicanas de TLRs: a interação desencadeia a resposta inicial de defesa contra o parasito. 2016. 141p. Tese (doutorado) – Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2016. Toxoplasma gondii infecta as células do hospedeiro de maneira ativa, a partir de um processo que envolve necessariamente a liberação de lectinas, denominadas proteínas de micronema (MIC), provenientes de organelas intracelulares. TgMIC1, TgMIC4 e TgMIC6 formam um complexo na superfície de T. gondii, que permite a adesão do parasito à célula hospedeira, via reconhecimento de carboidratos, uma vez que TgMIC1 liga-se à ácido siálico terminal e TgMIC4 à galactose terminal. Nosso objetivo foi avaliar a interação proteínacarboidrato entre TgMIC1/TgMIC4 e N-glicanas de TLRs extracelulares, bem como o papel dessas proteínas de micronema durante a infecção por T. gondii. Observamos que TgMIC1 e TgMIC4 induzem a produção de citocinas pró-inflamatórias, especialmente IL-12, por células dendríticas e macrófagos provenientes de camundongos C57BL/6. A secreção dessas citocinas foi induzida em níveis similares aos desencadeados por agonistas de TLRs, enquanto que, quando utilizamos macrófagos nocauteados para MyD88, TRIF, TLR2, TLR4 ou ambos os receptores (duplo nocaute TLR2/TLR4), as proteínas de micronema 1 e 4 induziram produção de níveis menores de IL-12, comparado à células do tipo selvagem (wild type; WT). Fato similar não foi observado quando estimulamos macrófagos DKO TLR11/TLR12. Além disso, verificamos que essa ativação foi dependente do reconhecimento de carboidrato, uma vez que duas mutações pontuais no domínio de reconhecimento de carboidrato (CRD) de TgMIC1, e uma mutação pontual no CRD de TgMIC4, prejudicaram a capacidade dessas lectinas em induzir a produção de IL-12 por células dendríticas e macrófagos WT. Verificamos que durante as primeiras horas de infecção com T. gondii, a ausência, concomitante, de TLR2 e TLR4 resultou em menor produção de IL-12 por células dendríticas, enquanto que a falta de TLR11/TLR12 não afetou a secreção dessa citocina. Ademais, a infecção de macrófagos e células dendríticas selvagens com parasitos nocauteados para TgMIC1 ou ambas as proteínas (duplo nocaute TgMIC1/TgMIC4) resultou em prejuízo na ativação celular mesmo após 48 horas, já que houve menor produção de IL-12 do que a determinada pela infecção com parasitos WT. Finalmente, durante a infecção in vivo, TgMIC1 mostrou-se importante para a indução da produção de IL-12 sistêmica, nas Resumo | x primeiras 6 horas de infecção. Uma vez que a diminuição da produção de IL-12 foi observada na fase inicial de infecção, concluímos que TgMIC1 e TgMIC4 desencadeiam a resposta imune inicial a T. gondii, a partir do reconhecimento das N-glicanas de TLR2 e TLR4. Em conjunto, os resultados indicam que as interações estabelecidas por proteínas de micronema de T. gondii com receptores do tipo Toll resultam em ativação da célula hospedeira e exercem um papel relevante na infecção pelo parasito. Palavras-chave: Toxoplasma gondii, proteínas de micronema, receptores do tipo toll, imunidade inata, reconhecimento de carboidrato. Abstract | xi Abstract Abstract | xii SARDINHA-SILVA, A. Toxoplasma gondii microneme proteins 1 and 4 recognize TLRs N-glycans: the interaction triggers the initial immune response to the protozoan. 2016. 141p. Tese (doutorado) – Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2016. Toxoplasma gondii infects host cells through an active process, which requires the release of lectins, named microneme proteins (MIC) from intracellular organelles. TgMIC1, TgMIC4 and TgMIC6 form a complex on T. gondii surface that allows the parasite’s adhesion in the host cell, via carbohydrate recognition since TgMIC1 binds to terminal sialic acid and TgMIC4 binds to terminal galactose. Our aim was to evaluate the proteincarbohydrate interaction between TgMIC1/TgMIC4 with N-glycans of extracellular TLRs, and the role of these proteins during T. gondii initial infection. We observed that TgMIC1 and TgMIC4 induce proinflammatory cytokine production, especially IL-12, by dendritic cells and macrophages from C57BL/6 mice. The secretion of these cytokines was induced in similar levels to those triggered by TLRs agonists, whereas when we used MyD88, TRIF, TLR2, TLR4 or double knockout (DKO TLR2/TLR4) macrophages, the microneme proteins 1 and 4 induced production of lower levels of IL-12 compared to those of wild type cells. We did not observe difference when we stimulated DKO TLR11/TLR12 macrophages. Furthermore, we found that this activation was dependent on carbohydrate recognition, since two pontual mutations on the carbohydrate recognition domain (CRD) of TgMIC1, and one mutation on TgMIC4 CRD impaired the ability of these lectins to induce IL-12 production by wild type dendritic cells and macrophages. We found that during the first hours of T. gondii infection, the concomitant absence of TLR2 and TLR4 resulted in lower IL-12 production by dendritic cells, whereas the lack of TLR11 and TLR12 did not affect the secretion of this cytokine. Moreover, infection of wild type dendritic cells and macrophages with TgMIC1 or double knockout parasites (DKO TgMIC1/TgMIC4) resulted in impaired cellular activation even after 48 hours, since IL-12 production was lower compared with wild type parasites infection. Finally, during in vivo infection TgMIC1 proved to be important for inducing systemic IL-12 in the first 6 hours of infection. Once we observed decreased IL-12 levels during the initial phase of the infection, we concluded that TgMIC1 and TgMIC4 trigger the initial immune response to T. gondii, based on TLR2 and TLR4 N-glycans recognition. Abstract | xiii Together, these results indicate that interactions established between microneme proteins and TLRs result in the host cell activation, and play a key role on the parasite infection. Keywords: Toxoplasma gondii, microneme proteins, toll-like receptors, innate immunity, carbohydrate recognition. Lista de abreviaturas | xiv Lista de Abreviaturas Lista de abreviaturas | xv ArtinM: lectina de semente de jaca (Artocarpus integrifolia). Ligante de manose B6: C57BL/6 BCA: Bicinchoninic acid assay BMDM: “Bone marrow derived macrophages” – Macrófagos derivados de medula óssea CRD: Carbohidrato DAPI: “4’ 6-diamino-2 phenyilindol” DKO: Geneticamente deficiente para os receptores tipo toll 2 e 4 DNA: Ácido desoxirribonucleico DO: Densidade óptica EGF: Fator de crescimento semelhante ao epidermal GAL: “Galactose adherence lectin” – lectina de aderência à galactose GM-CSF: “Granulocyte macrophage colony stimulating factor” – fator estimulador de crescimento de colônias de granulócitos e monócitos (macrófagos e células dendríticas) GPI: “Glycophosphatidylinositol” - glicofosfatidilinositol HEK293: “Human Embryonic Kidney 293 cells” – células embrionárias de rim humano 293 IFN-γ: Interferon gama IL-10: Interleucina 10 IL-12: Interleucina 12 IL-12p40: Subunidade p40 da Interleucina 12 IL-1β: Interleucina 1 beta IL-2: Interleucina 2 IL-6: Interleucina 6 IL-8: Interleucina 8 IPTG: “Isopropyl-β-D-thiogalactoside” kDa: Quilodálton LCCM: “L-cell conditioned media” LPS: Lipopolissacarídeo MAR: Repeticão adesiva de micronema MAR1: Repeticão adesiva 1 MAR2: Repeticão adesiva 2 MCP-1: “Monocyte chemotractant protein 1” – proteína quimioatraente de monócitos 1 Lista de abreviaturas | xvi M-CSF: “Monocyte colony stimulating factor” – fator estimulador de crescimento de colônias de monócitos MIC: Proteínas de micronema mRNA: Ácido ribonucleico RNA mensageiro MyD88: “Myeloid differentiation primary response gene 88” NK: Células “natural killer” NKκB: “Nuclear factor kappa-light-chain-enhancer of activated B cells” NO: Óxido nítrico NT: Amino terminal PAMP: “Pathogen associated molecular patterns” – padrões moleculares associados a patógenos PBS: “phosphate buffered saline” – solução salina de fosfato tamponada PBS-T: salina de fosfato tamponada com 0,05% de tween 20 PCR: “Polymerase chain reaction” – reação em cadeia da polimerase PGN: Proteoglicano PHA-L: “Phytohaemagglutinin-L”. Ligante de galactose, N-acetil glucosamina e manose PNA: “Peanut agglutinin”. Ligante de galactose PRR: “Pattern recognition receptor” – receptor de reconhecimento de padrões RNA: àcido ribonucleico RPM: Rotações por minuto rTgMIC1: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 1 recombnante rTgMIC4: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 4 recombnante SBA: “Soybean agglutinin”. Ligante de N-acetilgalactosamina SBF: Soro bovino fetal SDS: “Sodium dodecyl sulfate” – dodecil sulfato de sódio SDS-PAGE: “Sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis” – gel de eletroforese de dodecil sulfato de sódio SP-A: Proteína surfactante A STAg: Antígeno solúvel de Toxoplasma gondii T. gondii: Toxoplasma gondii TgMIC1: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 1 TgMIC1/4: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 1 e 4 Lista de abreviaturas | xvii TgMIC3: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 3 TgMIC4: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 4 TgMIC6: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 6 TgMIC8: Proteína de micronema de Toxoplasma gondii 8 Th1: T “helper” 1 TLR: “Toll like receptor” – receptor do tipo toll TLR11: Receptor do tipo toll 11 TLR11-/-: Geneticamente deficiente para o receptor do tipo toll 11 TLR12-/-: Geneticamente deficiente para o receptor do tipo toll 12 TLR11-/-/TLR12-/-: Geneticamente deficiente para os receptores do tipo toll 11 e 12 TLR2: Receptor do tipo toll 2 TLR2-/-: Geneticamente deficiente para o receptor do tipo toll 2 TLR2-/-/TLR4-/-: Geneticamente deficiente para os receptores do tipo toll 2 e 4 TLR4: Receptor do tipo toll 4 TLR4-/-: Geneticamente deficiente para o receptor do tipo toll 4 TLR5: Receptor do tipo toll 5 TLR9: Receptor do tipo toll 9 TLR9-/-: Geneticamente deficiente para o receptor do tipo toll 9 TMB: Tetrametil benzidina TNF-α: Fator de necrose tumoral alfa Tregs: Células T reguladoras WGA: “wheat germ agglutinin”. Ligante de N-acetil glucosamina / ácido siálico WT: “Wild type” – tipo selvagem 18 SUMÁRIO Resumo .................................................................................................................. viii Abstract ................................................................................................................... xi Lista de Abreviaturas ............................................................................................ xiv Introdução .............................................................................................................. 20 1. Aspectos gerais .................................................................................................... 21 2. Atividade lectínica do complexo TgMIC1/MIC4 ..................................................... 24 3. Imunidade ao parasito........................................................................................... 25 4. Alguns aspectos sobre a ativação da resposta imune por receptores do tipo Toll 26 Objetivos ................................................................................................................ 29 Objetivo Geral ........................................................................................................... 30 Objetivos Específicos ................................................................................................ 30 Material e Métodos ................................................................................................ 31 1. Declaração de ética e experimentação animal ..................................................... 32 2. Camundongos....................................................................................................... 32 3. Manutenção in vitro da cepa RH de Toxoplasma gondii ....................................... 32 4. Transformação das cepas DH5α e BL21 Codon Plus RIPL de E. coli .................. 32 5. Expressão de TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes ................................................. 33 6. Purificação de TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes ................................................ 34 7. Refolding de TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes ................................................... 34 8. Ensaio de atividade e inibição de TgMIC1 e TgMIC4 ........................................... 35 9. Obtenção e cultura de macrófagos e células dendríticas derivados de medula óssea (BMDMs e BMDCs) ........................................................................................ 35 10. Avaliação da produção de citocinas por células dendríticas e macrófagos após o estímulo com as TgMICs .......................................................................................... 36 11. Transfecção de células HEK293T e avaliação da produção de IL-8 após o estímulo com as TgMICs .......................................................................................... 36 12. Pull-down ............................................................................................................ 36 13. Infecção in vitro de células dendríticas e macrófagos derivados da medula óssea .................................................................................................................................. 37 14. Infecção in vivo de camundongos wt com Toxoplasma gondii............................ 37 15. Clonagem de TgMIC1 e TgMIC4 em SagCatSagTub-GFP e pLUC-GFP ........... 38 19 16. Transfecção de Toxoplasma gondii .................................................................... 39 17. Análise da expressão de antígenos de superfície de T. gondii por citometria de fluxo .......................................................................................................................... 39 18. Análise estatística ............................................................................................... 40 Resultados .............................................................................................................. 41 1. Expressão e purificação de TgMIC1 e TgMIC4 .................................................... 42 2. Atividade lectínica de TgMIC1 e TgMIC4 .............................................................. 43 3. TgMIC1 e TgMIC4 induzem ativação de células da imunidade inata ................... 44 4. A ativação de células da imunidade inata por TgMIC1 e TgMIC4 é dependente de receptores do tipo toll 2 e 4 ....................................................................................... 45 5. A ativação de células da imunidade inata por TgMIC1 e TgMIC4 via TLRs é dependente do reconhecimento de carboidratos ...................................................... 50 6. A produção inicial de IL-12 durante a infecção por T. gondii é dependente de TLR2 e TLR4, mas não de TLR11 e TLR12. ...................................................................... 51 7. TgMIC1 parece ser a responsável pela indução inicial de IL-12 durante a infecção in vitro por T. gondii .................................................................................................. 52 8. TgMIC1 parece contribuir para a indução inicial de IL-12 sistêmica durante a infecção in vivo com T. gondii ................................................................................... 54 9. Geração de parasitos transgênicos para expressão de TgMIC1 e TgMIC4 mutadas .................................................................................................................................. 56 Discussão................................................................................................................ 61 Conclusões ............................................................................................................. 70 Referências Bibliográficas ..................................................................................... 72 Anexo I ................................................................................................................... 79 Anexo II ............................................................................................................... 110 Anexo III .............................................................................................................. 129 Introdução | 20 Introdução Introdução | 21 1. Aspectos gerais A toxoplasmose é causada pelo protozoário Toxoplasma gondii, membro coccídeo do filo Apicomplexa, altamente prevalente pelo mundo, capaz de infectar cronicamente uma variedade de hospedeiros vertebrados, especialmente aves, mamíferos marinhos e terrestres. Infecta aproximadamente um terço da população humana mundial (Dubey, 2009). Apesar do grande número de indivíduos infectados, a prevalência do parasito pode variar entre 10% a 80%, dependendo da localidade e dos status econômico, cultural e de saúde da população (Tenter et al., 2000; Montoya e Rosso 2005; Wasmuth et al., 2012; Macêdo et al., 2013). Em regiões endêmicas, com destaque para o Brasil, cerca de 50 a 80% da população já foi exposta à infecção por T. gondii ao menos uma vez, sendo que casos de múltiplas exposições a diferentes cepas são comuns (Jensen et al., 2015). As manifestações clínicas da toxoplasmose em indivíduos saudáveis podem variar ser assintomáticas ou causar apenas sintomas semelhantes aos de uma gripe. Entretanto, acometimento grave pode ocorrer em indivíduos imunocomprometidos, especialmente naqueles afetados pela síndrome da imunodeficiência adquirida (AIDS), e em fetos em desenvolvimento; nessas populações a toxoplasmose pode ser fatal (Jung et al., 2004). A toxoplasmose congênita pode levar à cegueira por coriorretinite e cursar com linfadenite, encefalite, retardo mental e até mesmo levar a morte (Suzuki et al., 1989; Luft e Remington, 1992; Jung et al., 2004). A variedade de hospedeiros infectados, bem como a diversidade de células invadidas, faz com que haja grande interesse na identificação dos ligantes e receptores envolvidos no processo de adesão e invasão por T. gondii. Sugere-se que o parasito se valha de um ou mais tipos de receptores comuns a diferentes células hospedeiras ou de múltiplos receptores potencialmente presentes nessas células (Blumenschein et al., 2007). As espécies incluídas no filo Apicomplexa fazem uso de um modo particular para entrar na célula hospedeira. Movimentam-se vigorosamente contra a célula, forçando a sua entrada na membrana celular. A invasão por T. gondii ocorre em três etapas distintas: (1) adesão, que se inicia pelo contato do taquizoíta com a membrana da célula do hospedeiro; (2) reconhecimento, que se inicia com um movimento denominado gliding, que é seguido de disposição perpendicular da região do conóide em relação à membrana celular do hospedeiro; (3) penetração, que culmina com a formação do vacúolo parasitóforo, já no interior da célula hospedeira (Dobrowolski e Sibley, 1997). A passagem de uma etapa a outra é rápida e finamente regulada. Ela requer liberação sequencial de proteínas de várias organelas do parasito - micronemas, roptrias e grânulos densos – que são fundamentais para o processo de adesão e invasão do mesmo (figura 1) (Carruthers e Introdução | 22 Sibley, 1997). Micronemas são organelas secretoras em forma de hastes, localizadas na parte anterior do parasito; liberam proteínas essenciais para a adesão e o movimento de gliding, utilizados para invadir a célula hospedeira (Ajioka et al., 2001; Kucera et al., 2010). As roptrias, 8 a 10 organelas em forma de clava, estão entre a extremidade anterior e o núcleo, apresentam um estreitamento na parte que fica no interior do conóide. Essas proteínas são importantes na invasão; compõem a membrana do vacúolo parasitóforo, além de serem encontradas no citoplasma da célula hospedeira, atuando como quinases que regulam a cascata de sinalização intracelular de macrófagos (Ajioka et al., 2001; Denkers et al., 2011). Por fim, os grânulos densos são estruturas esféricas, dispersas no taquizoíta, que liberam proteínas logo após a formação do vacúolo parasitóforo; atuam modificando o ambiente local e permitindo a sobrevivência e replicação do parasito dentro da célula hospedeira. (Dubey et al., 1998; Ajioka et al., 2001). Figura 1. Região Apical de Toxoplasma gondii. O conóide (B) define a extremidade apical (A) e está envolvido na penetração da célula do hospedeiro. As micronemas (C) liberam proteínas essenciais para a adesão do parasita à célula e o movimento de gliding. As proteínas de roptria (D) são liberadas no momento da invasão. Os grânulos densos (E) liberam proteínas após a formação do vacúolo parasitóforo (Figura adaptada de Ajioka et al., 2001). As proteínas de micronemas são as primeiras liberadas pelo taquizoíta no processo de invasão (Carruthers et al., 1997); estabelecem uma conexão direta com o sistema actina-miosina do citoesqueleto do parasito (Jewett e Sibley, 2003) e, dessa maneira, viabilizam sua motilidade (Soldati e Meissner, 2004). A primeira proteína de micronema a ser identificada em T. gondii foi TgMIC1, que participa da adesão celular (Fourmaux et al., 1996). TgMIC1 é uma proteína de 49 KDa, solúvel, multifuncional, capaz de se ligar a receptores das células do hospedeiro. Na superfície do parasito, apresenta-se complexada com outras duas proteínas de micronema, TgMIC4 e TgMIC6 (Brencht et al., 2001, Reiss et al., 2001); o subcomplexo TgMIC1/MIC4 corresponde à estrutura que irá interagir com a célula hospedeira (figura 2). TgMIC1 é essencial para o transporte de Introdução | 23 TgMIC4 e de TgMIC6 através das primeiras vias secretórias (Retículo Endoplasmático e Aparelho de Golgi), o que torna possível a liberação do complexo na superfície do parasito (Reiss et al., 2001; Saouros et al., 2005). O complexo macromolecular é formado pela associação da região β-finger de TgMIC1 ao segundo domínio apple de TgMIC4, podendo existir formas homotriméricas de TgMIC1, ou formas hetero-hexaméricas, decorrentes da associação de TgMIC1 e TgMIC4 (figura 3) (Marchant, et al., 2012). TgMIC1 associa-se ainda a TgMIC6, através de sua porção C-terminal (Friedrich et al., 2010). TgMIC4 interage com células hospedeiras; é uma proteína solúvel, adesiva, de 60 KDa, apresenta 6 domínios apple (A) conservados, expostos extracelularmente (figura 2) (Brencht et al., 2001). Marchant e colaboradores (2012) verificaram que o quinto domínio apple de TgMIC4 é essencial para a interação com glicanos, mais especificamente com aqueles que têm galactose como resíduo em posição terminal (figura 2). Figura 2. Interação do subcomplexo TgMIC1/MIC4 com a célula hospedeira. (A) A formação do subcomplexo TgMIC1/MIC4 decorre da interação do segundo domínio apple de TgMIC4 (A2) com o primeiro domínio de repetição adesiva de TgMIC1 (MAR1). TgMIC4 interage com a célula hospedeira através de seu quinto domínio apple (A5), reconhecendo β-galactosídeos (I). TgMIC1 interage com a célula hospedeira através de seus domínios de repetição adesiva (MAR1 e 2), reconhecendo gicanas sialiladas (II). (B) Forma trimérica de TgMIC1 (região superior), com a presença da região β-finger que interage com domínio apple 2 de TgMIC4. Associação entre TgMIC1 e TgMIC4 resulta na formação do hetero-hexâmero (região inferior). Regiões de interação com ácido siálico (amarelo) e galactose (azul) estão representadas. (Figura adaptada de Marchant, et al., 2012). TgMIC6, uma proteína transmembrana de 34 KDa, através de seu domínio EGF (similar ao fator de crescimento epidermal) liga-se ao domínio galectina-like de TgMIC1. TgMIC6 não está diretamente envolvida na adesão à célula hospedeira (Reiss et al., 2001, Marchant et al., 2012). Estudos com parasitos geneticamente deficientes de cada uma das três proteínas revelaram que TgMIC1 proporciona maior força de adesão à célula hospedeira do que TgMIC4. Introdução | 24 TgMIC1 é capaz de manter a adesividade do parasito mesmo na ausência de expressão das proteínas TgMIC4 e TgMIC6. Atribui-se à TgMIC6 um papel essencialmente estrutural, de suporte às duas proteínas adesivas (Saouros et al., 2005). 2. Atividade lectínica do complexo TgMIC1/MIC4 Os primeiros indícios da propriedade de reconhecimento de açúcar do sub complexo TgMIC1/MIC4 foram proporcionados pela utilização de uma fração denominada Lac+, obtida do antígeno solúvel total de T. gondii (STAg) por afinidade à coluna de lactose-agarose. Constatou-se que essa fração é constituída de TgMIC1 e TgMIC4 dotada de propriedade hemaglutinante, seletivamente inibida por lactose, D-galactose e fetuína. Tal propriedade lectínica foi atribuída a TgMIC1, constituindo-se na primeira descrição de uma proteína ligante de carboidrato de T. gondii, propriedade exercida pelo reconhecimento de β-galactosídeos (Lourenço et al., 2001). O estudo estrutural detalhado da molécula de TgMIC1 (Blumenschein et al., 2007) revelou, na porção N-terminal da proteína (TgMIC1-NT), domínios ligantes de ácido siálico, denominados domínios repetidos de adesão (MAR). Os resíduos de treonina nas posições 126 a 220 de TgMIC1 constituem os aminoácidos responsáveis pela interação com ácido siálico; a região corresponde, portanto, ao sítio de ligação à célula hospedeira (Saouros et al., 2005; Blumenschein et. al, 2007; Hager e Carruthers 2008). Ácido siálico é frequentemente encontrado nas extremidades das glicanas associadas à glicoproteínas e gangliosídeos, exercendo papel de grande relevância nos processos de adesão célula-célula (Tolia e Enemark, 2005). Glicoproteínas e glicolipídeos contêm uma variedade grande de sialo-oligossacarídeos, reconhecidos por lectinas ligantes de ácido siálico. Oligossacarídeos que possuem dois ou mais ácidos siálicos terminais são melhor reconhecidos. A região MAR de TgMIC1-NT contém dois sítios ligantes de ácido siálico, MAR1 e MAR2. Nesses sítios há resíduos conservados e localizados em posições estruturais idênticas, capazes de estabelecer pontes com oligossacarídeos sialilados. Tais domínios ligam-se com alta afinidade e especificidade a glicanas sialiladas de células de mamíferos (Blumenschein et al., 2007), permitindo inferir que essa região contribua para a adesão de T. gondii à célula hospedeira. Como mencionado, está demonstrado que o subcomplexo TgMIC1/MIC4, exposto na superfície de T.gondii, interaja com a célula hospedeira. Embora TgMIC4 interaja mais fracamente com a superfície da célula hospedeira, essa interação se soma à adesão mais forte Introdução | 25 proporcionada por TgMIC1 (Saouros et al., 2005). Quanto ao reconhecimento de βgalactosídeos por TgMIC4, um estudo liderado por S. Matthews e realizado com a nossa colaboração, identificou o quinto domínio apple de TgMIC4 como responsável por reconhecimento de resíduos de galactose (Marchant et al., 2012) (figura 2). As formas recombinantes de TgMIC1 e de TgMIC4, obtidas por nosso grupo, permitiram investigar, com maior rigor, a atividade lectínica de cada uma dessas proteínas. 3. Imunidade ao parasito A resposta imune do hospedeiro à infecção por T. gondii é complexa e envolve mecanismos celulares e humorais, sendo que a imunidade inata proporciona mecanismos cruciais no estabelecimento da relação parasito-hospedeiro, atuantes mesmo na montagem da resposta adaptativa (Neves et al., 2003). Neutrófilos, e posteriormente macrófagos, migram para o sítio de infecção, onde secretam uma grande quantidade de citocinas e quimiocinas (Gazzinelli et al., 1996a; Denkers et al., 2004). Juntamente com outras células, como as dendríticas, cumprem um papel fagocitário importante. O estímulo por T. gondii desencadeia a produção por neutrófilos de interleucina-12 (IL-12) e do fator de necrose tumoral-alfa (TNF-α) (Scharton-Kersten et al., 1996; Bliss et al., 1999). A produção de IL-12 é essencial para o desenvolvimento de uma resposta adaptativa Th1, protetora contra a infecção. Além de neutrófilos, macrófagos ativados e células dendríticas secretam altas concentrações de IL-12 em resposta ao parasito (Gazzinelli et al., 1993; Reiss et al., 2001; Fischer et al., 2000). IL-12, por sua vez, estimula macrófagos a sintetizarem mais IL12, por um processo de feedback positivo. IL-12, associada à TNF-α, induz células natural killer (NK) a produzirem interferon-γ (Hunter et al., 1994). A grande quantidade IFN- liberada no microambiente estimula macrófagos a produzirem NO (óxido nítrico) e metabólitos reativos de oxigênio, capacitando-os a promover a de morte intracelular do protozoário (Scharton-Kersten et al., 1996). Portanto, IL-12, TNF-α e IFN-γ são citocinas críticas na resistência ao T. gondii (Suzuki et al.,1998; Gazzinelli et al., 1993; Scharton-Kersten et al., 1996). A produção dessas citocinas, entretanto, deve ser rigorosamente controlada para se evitar a ocorrência de patologias inflamatórias. A citocina IL-10 é fundamental nesse controle, durante a infecção por T.gondii. Sabe-se que camundongos knockout para IL-10 sucumbem à infecção com cinética notavelmente similar aos animais deficientes de IL-12 e IFN-γ, o que demonstra a sua importância (Gazzinelli et al., 1996b). A morte dos animais desprovidos de IL-10 está Introdução | 26 associada a baixo número de parasitas e elevados níveis de IL-12, TNF-α e IFN-γ, gerando intensa inflamação aguda (Gazzinelli et al., 1996b; Suzuki et al., 2000). Acreditava-se que IL-10 era produzida somente por macrófagos, mas hoje se sabe que células Th1 são uma importante fonte dessa citocina durante infecção por Toxoplasma (Jankovic et al., 2007). Além das células Th1, as T reguladoras (Tregs) são importantes fontes de IL-10, o que garante a manutenção da homeostasia da resposta imunológica. Estudos mostraram que células Tregs residuais possuem uma capacidade alta de suprimir a imunidade na infecção aguda por T. gondii, supressão essa que resulta do aumento do número de Tregs e da alta produção de IL-10. Essa resposta ocasiona uma diminuição da proliferação de células T CD4+ ou CD8+, através de um mecanismo dependente de IL-2 (Tenorio et al., 2011). Por outro lado, a depleção de células Tregs na infecção por T.gondii em camundongos resistentes gerou aumento na produção de citocinas próinflamatórias e maior carga parasitária (Morampudi et al., 2011). Curiosamente, dados apresentados neste estudo demonstram que o estímulo in vitro de células dendríticas e macrófagos derivados de medula óssea de camundongos wild-type (WT) com TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes leva a uma alta produção de IL-12, TNF-α e IL-6. Tal fato é coerente com demonstrações prévias de que STAg (extrato solúvel de taquizoíta) induz acentuada produção de IL-12 por células dendríticas (Aliberti et al., 2000; revisto por Aliberti, Jankovic e Sher 2004) e, o subcomplexo TgMIC1/MIC4 (Lac+) induz a produção de IL-12 e óxido nítrico por células aderentes provenientes do baço (Lourenço et al., 2001). Dessa forma sugere-se que, dentre as proteínas contidas no STAg, TgMIC1/MIC4 sejam, pelo menos em parte, responsáveis pela indução de produção de IL-12 por células dendríticas e macrófagos. Observações preliminares mostraram que lactose, na concentração de 0,05M, inibe a produção de IL-12 induzida por Lac+, sugerindo que domínios de reconhecimento de carboidrato de TgMIC1/MIC4 estejam envolvidos na atividade em foco. 4. Alguns aspectos sobre a ativação da resposta imune por receptores do tipo Toll Células dendríticas (DCs) e macrófagos são células do sistema imune inato que proporcionam uma primeira linha de defesa contra diversos microrganismos. Exercem ainda papel central na apresentação de antígenos a linfócitos T e têm influência sobre a diferenciação de células Th0 em Th1 ou Th2, durante infecções microbianas (revisto por Gorelik e Frischmeyer-Guerrerio, 2015). As células da imunidade inata discriminam o que é próprio do hospedeiro do que é derivado de patógenos, através de PRR (Pattern Recognition Receptors), Introdução | 27 que reconhecem PAMPs (Pathogen-Associated Molecular Pattern). Os receptores do tipo Toll (TLR – Toll-like receptors), que são os mais conhecidos PRRs, cumprem papel fundamental no reconhecimento de PAMPs. Mais de dez tipos de TLRs foram identificados em mamíferos, dotados de capacidade de reconhecer diferentes grupos de ligantes (Takeda e Akira, 2003; revisto por Ulevitch, 2004 e Ashour, 2015). Uma vez estimulados por ligantes microbianos (PAMPs), os TLRs ativam fatores de transdução gênica, NFκB e IRF3, no caso da via de TLR4, além das vias de proteínas quinases ativadoras de mitose (MAPK), como ERK1/2, JNK e p38, presentes em fagócitos (Denkers et al., 2004; Kawai e Akira, 2010). A sinalização intracelular disparada por esses receptores é complexa, mas, de maneira geral, envolve o recrutamento de uma molécula adaptadora comum, MyD88, ou ainda MyD88 e TRIF, no caso de TLR4, localizadas no citosol da célula, além da ativação de outras moléculas, como TRAM, TIRAP/MAL, IRK4, Rip1 e TRAF (Kawai e Akira, 2010). A ativação de moléculas adaptadoras e, posteriormente, de fatores de transcrição culminam na produção de citocinas pro-inflamatórias, como por exemplo, a IL-12 (O’Neill, 2006; Kawai e Akira, 2010). O principal alvo da ação da IL-12 são os linfócitos T (Th0) que, por sua vez, proliferam e diferenciam-se em Th1. Estas células são produtoras de citocinas, especialmente de IFN-γ, citocina crucial para a imunidade adaptativa contra patógenos intracelulares (revisto por Trinchieri, Pflanz e Kastelein 2003). Estudos de Weber e colaboradores, 2004, revelaram que TLR2 e TLR4 são glicosilados e que a glicosilação é necessária para o desempenho de sua função receptora. A importância funcional das glicanas de TLRs pode ser avaliada por seu alto grau de conservação entre as espécies. Dentre as quatro glicanas associadas a TLR2, somente uma delas é conservada entre mamíferos e aves, sendo requerida para a expressão do receptor na membrana celular. As outras três glicanas exibem grande variabilidade dependente da maturação do TLR2 (Weber et al., 2004). Na literatura há diversos relatos de lectinas que se ligam a TLRs (Pluddemann et al., 2006; Gay e Gangloff, 2007), como GAL (galactose-adherence lectin) de Entamoeba histolytica (Campbell et al., 2000), SP-A (proteína surfactante A) (Murakami et al., 2002; Yamada et al., 2006). A lectina GAL está envolvida na aderência de E. histolytica a células do hospedeiro ela induz um aumento da expressão de TLR2 mRNA em macrófagos (Kammanadiminti et al., 2004), atua na ativação dessas células, e induz a produção de IL-12 (Campbell et al., 2000). Já a lectina SP-A, principal constituinte da mistura de lipídeos e proteínas presentes nos alvéolos Introdução | 28 pulmonares, atua na regulação da resposta imune inata pulmonar (Wright, 2005); SP-A interage com o ectodomínio de TLR2, o que faz com que sua presença reduza a ligação de TLR2 a peptideoglicana (PGN) de bactérias gram-positivas. Com isso, há também redução da atividade NF-kB induzida por PGN, (Murakami et al., 2002). Além disso, diversas lectinas de plantas têm sido descritas por interagirem com TLRs, atuando como agonistas não convencionais para esses receptores. É o caso das proteínas PNA (peanut agglutinin) ligante de galactose, SBA (soybean agglutinin) ligante de N-acetilgalactosamina e PHA-L (phytohaemagglutinin-L) ligante de galactose, N-acetilglicosamina e manose, capazes de ativar TLR4; ConA (concanavalina A) ligante de manose, que induz ativação celular via TLR2/6; ArtinM (lectina de semente de jaca) ligante de manose, que interage com TLR2 e ativa células da imunidade inata; e, finalmente, WGA (wheat germ agglutinin) ligante de N-acetilglicosamina e ácido siálico, capaz de ativar todos os TLRs, exceto TLR3 e TLR4 (Unitt e Hornigold 2011; Souza et al., 2013). A presença de glicanos associados aos tolls extracelulares, como TLR2 e TRL4, motivou a hipótese, investigada por nós, de que eles correspondam a alvos de reconhecimento por domínios de reconhecimento de carboidratos (CRD) de proteínas de micronema de T.gondii. Estudos prévios do nosso grupo demonstraram que TgMIC1 e TgMIC4 induzem ativação e secreção de IL-8 por células HEK transfectadas com TLR2/1, TLR2/6 e TLR4, em níveis similares aos observados para os controles positivos (Lopes, 2012; Mendonça, 2014). Além disso, verificamos que as lectinas TgMIC1 e TgMIC4 estabelecem interações com as N-glicanas de TLR2, uma vez que células HEK transfectadas com TLR2 contendo mutações deletérias em um ou mais sítios de N-glicosilação apresentaram prejuízo na ativação induzida pelas MICs (Mendonça, 2014). A interação TLR-TgMIC e o papel de TgMIC1 e TgMIC4 durante a infecção pelo parasito foram alvos de estudo desse trabalho, que pretende contribuir para projetar uma visão mais ampla sobre mecanismos que caracterizam a virulência de T. gondii e sua relação com a regulação do sistema imune do hospedeiro. Objetivos | 29 Objetivos Objetivos | 30 Objetivo Geral Avaliar se a ativação de células da imunidade inata desencadeada por TgMIC1 e TgMIC4 é dependente do reconhecimento de carboidrato de N-glicanas dos receptores do tipo toll, bem como o papel dessas proteínas durante a infecção inicial por T. gondii. Objetivos Específicos 1. Verificar se TgMIC1 e TgMIC4 são capazes de ativar células dendríticas e macrófagos, e se essa fenômeno está associado a ativação de MyD88, TRIF, TLR2, TLR4, TLR11 e/ou TLR12. 2. Investigar a influência do reconhecimento de carboidratos pelas TgMICs na ativação de células dendríticas e macrófagos. 3. Avaliar o papel de TgMIC1 e TgMIC4 durante a infecção in vitro por Toxoplasma gondii, na ausência de expressão de MyD88, TLR2, TLR4, TLR11, TLR12 e/ou TgMICs. 4. Gerar parasitos transgênicos expressores das formas mutadas de TgMIC1 (T126A/T220A) e TgMIC4 (K469M), e avaliar se a secreção inicial de IL-12 por células dendríticas e macrófagos, durante a infecção in vitro por T. gondii, é dependente do reconhecimento de carboidrato das Nglicanas de TLRs. Material e Métodos | 31 Material e Métodos Material e Métodos | 32 1. Declaração de ética e experimentação animal Todos os experimentos foram desenvolvidos de acordo com os princípios éticos na pesquisa com animais, adotados pela Sociedade Brasileira para o Laboratório de Ciência Animal e aprovado pelo Comitê de Ética em Experimentação e Pesquisa Animal (CETEA) da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, da Universidade de São Paulo (protocolo número 065/2012). Foram feitos todos os esforços para minimizar o sofrimento dos animais e o número de camundongos utilizados em cada experimento. 2. Camundongos Foram utilizados camundongos fêmeas, isogênicos, C57BL/6 (WT), MyD88-/-, TRIF-/-, TLR2-/- e TLR4-/-, background C57BL/6, de 8 a 12 semanas, provenientes do biotério de criação de camundongos transgênicos da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, USP, e camundongos DKO TLR2-/-/TLR4-/- (gerados para esse trabalho), background C57BL/6, de 8 a 12 semanas, provenientes do biotério do departamento de Biologia Celular e Molecular e Bioagentes Patogênicos da FMRP-USP. Além disso, camundongos DKO TLR11-/-/TLR12-/foram criados e cedidos pelo laboratório do Dr. Alan Sher, NIAID-NIH, Bethesda, MD, USA. 3. Manutenção in vitro da cepa RH de Toxoplasma gondii Parasitos wild type parental e nocautes para as proteínas de micronema alvos desse estudo, WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- e DKO TgMIC1-/-/MIC4-/- foram gerados e gentilmente doados pela colaboradora Profa. Dra. Dominique Soldati-Favre, da Universidade de Genebra, Suíça. As linhagens foram mantidos por meio de passagens em células HFF (Human Foreskin Fibroblast), utilizando meio de cultura DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium) (Gibco, Thermo Fisher Scientific Inc, Rockville, MD, USA) acrescido com 0,25 mM de gentamicina (Gibco), 1000 U/ml de penicilina e streptomicina (Gibco) e 5-10% de soro fetal bovino (Gibco), a 37°C com 5% CO2. 4. Transformação das cepas DH5α e BL21 Codon Plus RIPL de E. coli Os vetores pET28a (NdeI e BamHI) (GenScript) e SagCatSag-Tub-GFP (BglII/BstZ17I e AvrII) clonados com a sequência codificadora de TgMIC1 e TgMIC4 wt e mutadas e o vetor SagCatSag-Tub-GFP foram utilizados para a transformação térmica de cepas de E. coli (DH5α e Material e Métodos | 33 Codon Plus RIPL). Para isso, células competentes (50 ul) mais 150 ng dos plasmídeos contento os genes das TgMICs foram adicionados em microtubos, mantidos em gelo durante 50 minutos. Em seguida, as células foram submetidas ao choque térmico (42ºC por 50 segundos), e imediatamente foram adicionados 700 ul de meio líquido LB (Himedia). Para a recuperação das células transformadas, os microtubos foram mantidos sob agitação (240 rpm) a 37ºC durante 1 hora. Posteriormente, as bactérias foram estriadas em placas de Petri com meio sólido LB-Ágar (Himedia), contendo kanamicina (100 ug/mL) ou ampicilina (100 ug/ml), e deixadas em estufa por uma noite a 37°C, para o crescimento das colônias. Após essa etapa, as colônias positivas foram cultivadas em meio LB líquido contendo kanamicina ou ampicilina (100 ug/ml) para a extração de DNA por MiniPrep Kit (QIAprep® Spin Miniprep Kit, Qiagen, Hilden, Alemanha) ou experssão e purificação das proteínas recombinantes. 5. Expressão de TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes Uma colônia das bactérias transformadas (cepa RIPL) foi cultivada em 5 ml de meio líquido LB (Himedia) sob agitação (240 rpm) a 37ºC por uma noite, na presença de ampicilina (100 ug/ml). No dia seguinte, o inóculo de 5 ml foi adicionado a 500 ml de meio LB (100 ug/ml ampicilina), mantido a 37ºC, 240 rpm até atingir densidade óptica (D.O.) entre 0,6 a 0,8. Posteriomente, foi adicionado 0,1 mM de IPTG (Isopropyl-β-D-thiogalactoside) (Sigma, St. Louis, MO, USA), para indução da expressão das proteínas recombinantes, e a cultura bacteriana permaneceu a 37ºC, a 200 rpm, durante 4 horas. Após a indução, as bactérias foram centrifugadas (4000 rpm, 15 minutos) e o pelete foi congelado em freezer -80ºC. Alíquotas foram coletadas da cultura antes e após indução para verificar se houve a expressão de TgMIC1 e TgMIC4. Essas amostras (1 ml cada) foram centrifugadas a 8000 RPM por 5 minutos a temperatura ambiente e o pelete foi ressuspendido em 50 μL de tampão de amostra (0,25 M tris HCl ph 6,8, 12,5% SDS, 50% glicerol e 0,05% azul bromofenol), fervido por 10 minutos (100°C) para quebra total das pontes de hidrogênio. Em seguida, as amostras foram centrifugadas a 13000 RPM por 10 minutos, e estocadas a -20°C até o momento da análise por SDS-page em gel de poliacrilamida 10%. Após a eletroforese, o gel de poliacrilamida foi corado com comassie blue 0,1% (45% metanol, 10% ácido acético) durante 1 hora, e, em seguida, descorado com solução descorante (50% metanol, 12% ácido acético). Material e Métodos | 34 6. Purificação de TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes As proteínas TgMIC1 e TgMIC4 encontradas na fração insolúvel foram purificadas e submetidas ao refolding pelo método de diálise. O pelete bacteriano foi ressuspendido em tampão de lavagem (20 mM Tris, 500 mM NaCl, 0,2% Triton X-100 e 0,1 mM PMSF, pH 8,3), seguido de sonicação em banho de gelo (4 pulsos de 40 segundos cada), e centrifugado a 4000 rpm por 15 minutos. Esse procedimento foi repetido duas a três vezes. Posteriormente, os corpos de inclusão foram ressuspendidos em tampão de solubilização (20 mM Tris, 500 mM NaCl e 8 mM Ureia, pH 8,3) e a solução foi incubada em agitação por uma noite à temperatura ambiente. Após completa solubilização dos corpos de inclusão, a amostra foi novamente centrifugada (4000 rpm, 40 minutos) para a remoção de qualquer material insolúvel, e então foi submetida a cromatografia de afinidade em coluna de níquel (GE Healthcare, Little Chalfont, Reino Unido) para a purificação das proteínas recombinates contendo His-Tag. 7. Refolding de TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes Após cromatografia de afinidade em coluna de níquel, as proteínas recombinantes purificadas diluídas em tampão de refolding (20 mM Tris, 500 mM NaCl e 8 mM Ureia, pH 8,3) foram adicionadas em cassetes de diálise (Thermo Fisher Scientific Inc, Rockville, MD, USA) e dialisadas contra o tampão de refolding contendo concentrações decrescentes de uréia (6; 5; 4; 2; 1; 0,5 e 0 M). Após a remoção de toda a uréia, as amostras foram submetidas a cromatografia de afinidade em coluna com polimixina B imobilizada (Sigma, St. Louis, MO, USA), segundo instruções do fabricante, para eliminar possível contaminação com lipopolissacarídeo (LPS). A concentração proteica foi determinada (dosagem com BCA - Bicinchoninic Acid Solution Sigma) e as amostras armazenadas a –20o C até o momento do uso. Todos os lotes purificados passaram por dosagem de LPS (Limulus Amebocyte Lysate – LAL, QCL-1000, Lonza, Basileia, Suíça) e apresentaram pouca ou nenhuma contaminação resquicial com lipopolissacarídeo (1 a 3 unidades de endotoxina por micrograma de proteína). Antes da realização de cada experimento, as proteínas recombinantes foram incubadas durante 30 minutos (temperatura ambiente) com 10 ug/ml de sulfato de polimixina B (Sigma, St. Louis, MO, USA) para excluir possível contaminação com LPS, mesmo após a putificação em coluna. Material e Métodos | 35 8. Ensaio de atividade e inibição de TgMIC1 e TgMIC4 O ensaio foi realizado em placa de 96 poços, seguindo o protoloco para ELISA. A microplaca foi revestida com glicoproteínas contento ou não ácido siálico terminal, como fetuína e asialofetuína, respectivamente, prefazendo a quantidade de 1 ug de glicoproteína por poço, diluída em 50 ul de tampão carbonato. Posteriormente, a placa foi mantida por uma noite a 4ºC. Em seguida, após lavagem com PBS, foram adicionadas as proteínas de micronema 1 e 4 (wt e mutadas) pré-incubadas ou não com seus açucares especíicos (α(2-3) sialyllactose para TgMIC1 e lacto-N-biose para TgMIC4. A incubação permaneceu por 2 horas a temperatura ambiente. Após lavagem com PBS, o ensaio foi revelado com soro de camundongo infectado com T. gondii (1:50) e a leitura foi realizada a 450 nm em leitor de microplacas (Power Wavex- BIOTEK). 9. Obtenção e cultura de macrófagos e células dendríticas derivados de medula óssea (BMDMs e BMDCs) Células totais da medula óssea foram retiradas dos fêmures de camundongos WT, MyD88-/-, TRIF-/-, TLR2-/-, TLR4-/-, DKO TLR2-/-/TLR4-/- e DKO TLR11-/-/TLR12-/- e cultivadas em placas de Petri do tipo optilux (não tratadas) com dimensões de 100 x 20 mm (Corning), na presença de 10 ml de meio RPMI 1640 (Gibco, Thermo Fisher Scientific Inc, Rockville, MD, USA) suplementado com 20% de soro fetal bovino inativado (Gibco), 1% de penicilina e estreptomicina (1000 U/ml), 2 mM de glutamina, 25 mM HEPES pH 7,2 e 30% do sobrenadante de cultura de células L929 (LCCM - L-Cell Conditioned Media) como uma fonte de M-CSF (Macrophage Colony-Stimulating Factor), para a diferenciação em macrófagos. Concomitantemente, células totais da medula óssea de camundongos WT, TLR2-/-, TLR4-/-, DKO TLR2-/-/TLR4-/- e DKO TLR11-/-/TLR12-/- foram cultivadas na presença de 10 ml de meio RPMI 1640 (Gibco, Thermo Fisher Scientific Inc, Rockville, MD, USA) suplementado com 20% de soro fetal bovino inativado (Gibco), 1% de penicilina e estreptomicina (1000 U/ml), 2 mM de glutamina, 25 mM HEPES pH 7,2 e 15% do sobrenadante de células CHO-GM-CSF, como fonte de GM-CSF para a diferenciação de células dendríticas, de acordo com Goldszmid e colaboradores (2003). No quarto dia para macrófagos ou no terceiro dia para células dendríticas, foi efetuado um reforço e 10 ml foram acrescentados nas placas de cultura. No sétimo dia de cultivo, os macrófagos foram removidos por choque térmico e lavagem das monocamadas com PBS gelado, e as células dendríticas foram coletadas a partir do sobrenadante da cultura. Material e Métodos | 36 10. Avaliação da produção de citocinas por células dendríticas e macrófagos após o estímulo com as TgMICs 5x105 BMDCs ou BMDMs foram plaqueados em placa de 24 poços utilizando meio RPMI-1640, com 10% de soro fetal bovino (Gibco). As células foram estimuladas com TgMIC1 (5 µg/ml) e TgMIC4 (5 µg/ml) ou somente meio (controle negativo). Para os controles positivos as células dendríticas e os macrófagos foram incubados com LPS ultrapuro (500 ng/ml) (Invivogen, San Diego, CA, USA) ou Pam3CSK4 (1 µg/ml) (Invivogen, San Diego, CA, USA) e incubados por 48 horas em estufa a 37ºC com 5% CO2. Os sobrenadantes das culturas foram coletados e estocados a -20ºC para a dosagem de IL-12p40, TNF-α, IL-6 e IL-10 por ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay) de acordo com as instruções do fabricante (BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA). A leitura foi realizada a 450 nm em leitor de microplacas (Power Wavex- BIO-TEK). 11. Transfecção de células HEK293T e avaliação da produção de IL-8 após o estímulo com as TgMICs Os plasmídeos para expressão de TLR2 foram construídos e gentilmente cedidos pelo Professor Dr. Nicolas J. Gay da Universidade de Cambridge, Londres, Inglaterra e descritos por WEBER et al., 2004. Células HEK293T foram cultivadas em placas de 96 poços (3,5 x 104 células/poço) em meio DMEM (Gibco), suplementado com 10% de soro fetal bovino (Gibco), e transfectadas com 60 ng de TLR2 wild type (A6), acrescidas de 70ng de vetor vazio pcDNA3.1, 60 ng de NF-kB e 5 ng de Renilla utilizando Lipofectamina 2000 (Invitrogen) conforme instruções do fabricante. Após esse período, o sobrenadante foi removido e os estímulos adicionados: 100 ng de FSL-1 (EMC Microcolletions), utilizado como controle positivo, e 5 ug de TgMIC1 ou TgMIC4. Após 24 horas o sobrenadante foi coletado e a produção de IL-8 foi mensurada por ELISA. 12. Pull-down Como fonte enriquecida de TLR2 e TLR4, foi utilizado o lisado de células HRK293 transfectadas separadamente com esses receptores fusionados a FLAG-Tag. Para isso, foi adicionado tampão de lise não desnaturante (20mM Tris pH 8.0, 137mM NaCl, 2mM EDTA) suplementado com inibidor de protease (Roche, Basileia, Suíça). Após 30 minutos de incubação Material e Métodos | 37 em gelo, o lisado foi submetido a centrifugação (16000 x g, 4oC por 5 minutos). O conteúdo proteico no sobrenadante foi quantificado pelo método de BCA, aliquotado e estocado a -80oC. Para o ensaio de pull-down, 100 ug do lisado de células HEK293 transfectadas com FlagTLR2 ou Flag-TLR4 foi incubado por 16 horas a 4ºC com 10 ug de TgMIC1 ou TgMIC4. Em seguida, como as proteínas de micronema possuem tag de histidina (His-Tag), as amostras foram purificadas com resina de níquel (GE Healthcare, Little Chalfont, Reio Unido), após incubação de 30 minutos a temperatura ambiente e centrifugação do material ligado ao níquel (16000 x g, 4ºC, 5 minutos). As amostras foram dissolvidas em tampão de amostra, fervidas durante 5 minutos (100ºC) e submetidas a análise por western blot. Primeiramente, a membrana foi revelada com anticorpo anti-Flag (1:1000) (Sigma, St. Louis, MO, USA) para a análise da presença de TLR2 e TLR4. A mesma membrana foi submetida à sondagem secundária e foi revelada com anticorpo anti-His (1:3000) (Sigma, St. Louis, MO, USA) para a detecção de TgMIC1 e TgMIC4. 13. Infecção in vitro de células dendríticas e macrófagos derivados da medula óssea Para a infecção in vitro foram utilizados parasitos da cepa RH (taquizoítos) WT parental, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- ou DKO TgMIC1-/-/MIC4-/- recuperados de garrafas de cultura T25 em células HFF (descrito no item 8). As garrafas foram lavadas com o próprio meio RPMI 1640 para a completa remoção dos parasitos. Em seguida, o material coletado foi centrifugado a 50 g durante 5 minutos, para a remoção dos debris celulares. O pelete foi descartado, e o sobrenadante contendo os parasitos foi centrifugado a 1000 g durante 10 minutos, seguido de contagem. Em placa de 24 poços contendo 5x105 células/poço, provenientes de camundongos WT, MyD88-/-, DKO TLR2-/-/TLR4-/- ou DKO TLR11-/-/TLR12-/- (meio RPMI 1640, 5% soro fetal bovino), foram adicionados três parasitos para cada célula (multiplicidade de infecção, MOI 3), e em seguida a placa foi centrifugada por três minutos a 200 g para sincronizar o contato entre as células e os parasitos. Após 6, 12, 24 e 48 horas de incubação o sobrenadante foi coletado para a dosagem de IL-12p40 por ELISA, como descrito no item 10. 14. Infecção in vivo de camundongos wt com Toxoplasma gondii Camundongos C57BL/6 de 8 a 12 semanas de idade foram infectados com as linhagens WT e nocautes da cepa RH de T. gondii. A via de infecção utilizada foi a intraperitoneal, e para Material e Métodos | 38 o ensaio de cinética os animais foram infectados com 1x105, 1x106 e 1x107 parasitos WT. Após 1, 2, 3, 6 e 18 horas de infecção, o sangue dos camundongos foi coletado do plexo retro-orbital para a dosagem de IL-12p40 presente no soro. Para o ensaio com as diferentes linhagens da cepa RH (WT e nocautes), os camundongos foram infectados com 1x106 parasitos (i.p.), e as amostras de sangue foram coletadas 1, 2 e 6 horas após a infecção. O tempo zero é representado pela dosagem de IL-12 do soro dos animais não infectados. 15. Clonagem de TgMIC1 e TgMIC4 em SagCatSagTub-GFP e pLUC-GFP Para a amplificação de TgMIC1 e TgMIC4, o RNA da cepa RH de T. gondii foi isolado de 1x108 taquizoítas, a partir da purificação com kit RNeasy Mini (Qiagen, Hilden, Alemanha), e a amostra foi mantida em -80ºC. Posteriormente, 500 ng a 1 ug do RNA total foi usado para a conversão em cDNA (SuperScript II, Thermo Fisher Scientific, Rockville, MD, USA). A amplificação de TgMIC1 e TgMIC4 a partir do cDNA (100 a 400 ng) foi realizada com o uso da enzima high-fidelity Herculase II (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA). Os primers utilizados para TgMIC1 foram: forward 5’ GGGGAGATCTATGGGCCAGGCGCTGTTTCTC 3’ (com sítio para a enzima de restrição BglII), reverse para o vetor SagCatSag-Tub-GFP 5’ GGGGCCTAGGAGCAGAGACGGCCGTAGGAC 3’ (com sítio para a enzima de restrição AvrII) e reverse para o vetor pLUC-GFP 5’ GGGGCCTGCAGGTCAAGCAGAGACGGCCGTAG 3’ (com sítio para a enzima de restrição SbfI). Para TgMIC4: forward 5’ GGGGGTATACATGAGAGCGTCGCTCCCGGT 3’ (com sítio para a enzima de restrição BstZ17I) e reverse para o vetor SagCatSag-Tub-GFP 5’ GGGGCCTAGGTTCTGTGTCTTTCGCTTCAA 3’ (com sítio para a enzima de restrição AvrII). Após a amplificação dos genes de interesse, o produto de PCR foi purificado (PCR Purification Kit, Qiagen), e 1 ug de cada amostra de DNA (TgMIC1, TgMIC4 e vetor de interesse) foram submetidos a digestão durante 3 horas a 37ºC, com as respectivas enzimas de restrição (New England Biolabs, UK). Em seguida, as amostras foram analisadas em gel de agarose 1%, e as bandas de interesse foram extraídas por meio de kit (Gel Extraction Kit, Qiagen). As amostras de DNA foram quantificadas em nanodrop, seguidas da etapa de ligação do inserto de interesse ao vetor. Para isso, o DNA de TgMIC1 ou TgMIC4 foi incubado o DNA do vetor (3:1) durante 10 minutos a temperatura ambiente (Quick Ligation™, New England Biolabs, UK), e estocado a -20ºC. Em seguida, o material ligado foi utilizado para a transformação de bactérias competentes, como descrito no item 2. Para o teste das colônias Material e Métodos | 39 positivas por amplificação de TgMIC1 e TgMIC4, utilizamos Taq DNAPolymerase (Thermo Fisher Scientific, Rockville, MD, USA). Por último, três colônias foram selecionadas, cultivadas e submetidas a purificação de plasmídeos por miniprep (QIAprep® Spin Miniprep Kit, Qiagen, Hilden, Alemanha) para sequenciamento e transfecção da cepa RH de T. gondii. 16. Transfecção de Toxoplasma gondii Após a lise total da monocamada de células HFF, os parasitos foram coletados das garrafas T25, filtrados (poros de 3 μm) para a retirada dos debris celulares, centrifugados a 800 x g por 10 minutos, seguidos de lavagem com cytomix (10 nM KPO4, 120 mM KCl, 0.15 mM CaCl2, 5 mM MgCl2, 25 mM Hepes e 2 mM EDTA, pH 7,6) e contagem em câmara de neubauer. Para cada transfecção, foram utilizados 3,5 x107 contidos em 300 ul de cytomix e 30 a 50 ug dos plasmídeos contendo TgMIC1 ou TgMIC4 (diluídos em 100 ul de cytomix), previamente aquecidos a 65ºC por 10 a 20 minutos para eliminar qualquer contaminante bacteriano. Posteriormente, o DNA e os parasitos foram adicionados em cubeta BTX descartável (4 mm), seguidos de eletroporação em eletroporador celular BTX (BTX ECM630) nas seguintes condições: 2 pulsos de voltagem 1400 e resistência 25. Finalmente, após a transfecção, os parasitos foram adicionados em garrafas T25 contendo monocamada de células HFF e mantidos por 24 horas, antes da adição do antibiótico para seleção dos taquizoítas transformados (20 uM de cloramphenicol). 17. Análise da expressão de antígenos de superfície de T. gondii por citometria de fluxo A expressão de TgMIC1 na superfície de parasitos transfectados foi avaliada por citometria de fluxo. Para isso, 5x106 parasitos foram fixados durante 10 minutos (temperatura ambiente – T.A.) com cytofix/cytoperm (BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA), seguidos de incubação com BD Perm/Wash Buffer (150 ul) durante 20 minutos (T.A.). Após centrifugação (800 x g), os parasitos foram incubados durante 30 minutos (T.A.) com anticorpo primário anti-MIC1 (1:100) (mAb T10 1F7, gentilmente cedido pelo Dr. Vern Carruthers), ou o isotipo controle (1:100), diluídos em tampão BD Perm/Wash (BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA). Posteriormente, os taquizoítos passaram por 2-3 lavagens com o tampão, seguidos de incubação de 30 minutos (T.A.) com anticorpo secundário anti- IgG de camundongo conjugado a APC (1:200) (BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA). Após 2-3 lavagens, os parasitos Material e Métodos | 40 foram ressuspendidos em tampão BD Perm/Wash, adquiridos com auxílio de citômetro de fluxo LSRII (BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA) e a expressão de TgMIC1 foi analisada com auxílio do software FlowJo (FlowJo, LLC, Data Analysis Software, Ashland, OR, USA). 18. Análise estatística Para análise estatística foi utilizado o programa Prisma 6.0 (Graph Pad Software). Todas as variáveis foram testadas a distribuição normal e a variância homogênea. O teste aplicado foi o One-way ANOVA com pós-teste de Bonferroni. Os resultados foram expressos em média e ± EPM (erro padrão da média), com as diferenças observadas sendo consideradas significativas quando p<0,05 (*). Resultados | 41 Resultados Resultados | 42 1. Expressão e purificação de TgMIC1 e TgMIC4 Para produzir as proteínas recombinantes, alvos deste estudo, o gene wild type de TgMIC1 e TgMIC4, proveniente da cepa RH, foi clonado em vetor para expressão em bactéria (pET28), nos sítios NedI e BamHI, com a presença de tag de histidina (His-Tag) na porção Nterminal. Paralelamente, visando entender o papel do domínio lectínico das TgMICs na indução da ativação celular, TgMIC1 e TgMIC4 sofreram mutações pontuais em seus domínios de reconhecimento de carboidrato e foram então clonadas no vetor pET28, com a presença de tag de histidina (figura 1A). Para induzir a perda da capacidade em reconhecer carboidratos, TgMIC1 sofreu duas mutações em seu CRD, sendo essa, a troca de duas treoninas (posições 126 e 220) por duas alaninas (Blumenschein et. al, 2007; Hager & Carruthers 2008); e TgMIC4 sofreu apenas uma mutação em seu CRD, onde a lisina da posição 469 foi alterada por uma metionina (Marchant et. al, 2012). Todas as sequências (wt e mut) passaram por otimização de códons para expressão em Escherichia coli. Amostras de E. coli transformadas foram cultivadas em meio líquido, e induzidas a expressarem TgMIC1 e TgMIC4. Como observado anteriormente (Pinzan, 2010), as proteínas recombinantes foram avaliadas por SDS-PAGE e detectadas no sedimento, contidas em corpos de inclusão (figura 1B). O sedimento foi solubilizado com alta concentração de uréia (8M) e as proteínas nele contidas foram submetidas a processo de refolding, pelo método da diálise, que proporcionou, em ambos os casos, preparações homogêneas de TgMIC1 e TgMIC4 (figura 1C). Eventual contaminação das preparações com lipopolissacarídeo bacteriano (LPS) foi eliminada por adsorção à polimixina B imobilizada. Cada preparação foi submetida à análise do conteúdo de lipopolissacarídeo pelo método colorimétrico Limulus Amebocyte Lysate (LAL). Em todos os casos, concentrações inferiores a 3 UE/ug (unidade de endotoxina por micrograma de proteína) foram detectadas. Com o objetivo de remover quantidades residuais de LPS, antes de cada experimento, as amostras de TgMIC1 e TgMIC4 foram incubadas com sulfato de polimixina B por 30 minutos. Resultados | 43 B C Figura 1. Expressão e purificação de TgMIC1 e TgMIC4. A) Bactérias E.coli BL21 Codon Plus RIPL foram transformadas com o vetor pET28a contendo o gene das TgMICs wt ou mutadas, foram cultivadas em meio líquido seletivo (100 ug/ml de ampicilina). B) A expressão de TgMIC1 e TgMIC4 foi induzida com 0,5mM de IPTG por 4 horas a 37°C, e amostras da cultura antes e depois da indução foram submetidas as condições desnaturantes, analisada em gel de poliacrilamida (SDS-PAGE 10%). Coloração realizada por azul de comassie 0,1%. Em C, TgMIC1 e TgMIC4 após cromatografia por afinidade a níquel e refolding pelo método da diálise B.I. (before induction): amostra não induzida, coletada antes da adição de IPTG; A.I. (after induction): amostra após 4 horas de indução com IPTG. 2. Atividade lectínica de TgMIC1 e TgMIC4 Uma vez que as proteínas de micronema 1 e 4 possuem atividade lectínica, testamos essa atividade a partir da capacidade de ligação de TgMIC1 (wt e mut) a fetuína, e de TgMIC4 (wt e mut) a asialofetuína. Para isso, as glicoproteínas alvo (fetuína e asialofetuína) revestiram poços de microplacas, seguindo-se incubação com TgMIC1, ∆-TgMIC1 (T126A/T220A), TgMIC4 e ∆-TgMIC4 (K469M). O ensaio foi revelado com soro de camundongos infectados com T. gondii. Adicionalmente, para melhor explorar a propriedade de reconhecimento de açúcar de TgMIC1 e TgMIC4, ensaiamos o efeito inibitório exercido pelos oligossacarídeos específicos em sua ligação às glicoproteínas alvo. Na figura 2, podemos observar que TgMIC1 (barra preta) e TgMIC4 (barra branca) foram capazes de interagir com fetuína e asialofetuína, respectivamente. Em contraste, ∆-TgMIC1 (T126A/T220A) e ∆-TgMIC4 (K469M) não Resultados | 44 interagiram com as glicoproteínas alvo, indicando que as mutações foram eficientes ao fazer com que o CRD deixasse de se ligar a açúcares específicos. Além disso, verificamos que a préincubação com α(2-3) Sialil-lactose inibiu a ligação de TgMIC1 à fetuína (barra preta), enquanto que a pré-incubação com lacto-N-biose inibiu a ligação de TgMIC4 à asialofetuína (barra branca). Esses resultados indicam que a mutação no CRD impediu a ligação das lectinas às glicoproteínas alvo, assim como os açúcares específicos, que foram reconhecidos pelos CRDs das TgMICs e passaram a ocupar fisicamente esse sítio de interação. Esse fato resultou no impedindo da ligação das lectinas a fetuína e a asialofetuína, respectivamente. Figura 2. Atividade lectínica de TgMIC1 e TgMIC4. A atividade lectínica de TgMIC1 e TgMIC4 foi avaliada por interação com glicoproteínas contendo ácido siálico e galacotse terminais. Os poços foram revestidos com fetuína ou asialofetuína, seguidos de incubação por duas horas (TA) com TgMIC1 (préincubada com PBS ou sialylactose) e TgMIC4 (pré-incubada com PBS ou lacto-N-biose), respectivamente. Após incubação, o ensaio foi revelado com soro de camundongo infectado com T. gondii. Resultados expressos em densidade óptica 450nm, média ± SD e são representativos de dois experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). 3. TgMIC1 e TgMIC4 induzem ativação de células da imunidade inata Nosso grupo demonstrou anteriormente que o subcomplexo nativo Lac+ (TgMIC1/TgMIC4) estimula células esplênicas aderentes a produzirem altas concentrações de interleucina 12 (IL-12) (Lourenço et al., 2001). Com o objetivo de averiguar se as proteínas equivalentes recombinantes são capazes de ativar células da imunidade inata, avaliamos a produção das citocinas IL-12 (subunidade p40), TNF-α, IL-6 e IL-10 induzida em células Resultados | 45 dendríticas e macrófagos derivados da medula óssea de camundongos WT (background C57BL/6). Na figura 3, podemos observar que tanto células dendríticas (figuras 3A, B, C e D), quanto macrófagos (figuras 3E, F, G e H) são capazes de produzir níveis significativos de IL12p40 (figuras 3A e 3E), TNF-α (figuras 3B e F), IL-6 (figuras 3C e G) e IL-10 (figuras 3D e H), após o estímulo TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes. Adicionalmente, ambas as proteínas de micronema mostraram-se similarmente capazes de estimular a produção de citocinas por essas células, com exceção de IL-10 por BMDMs. Neste caso os níveis de IL-10 foram maiores após o estímulo com TgMIC1, quando comparado ao estímulo com TgMIC4 (figura 3H). O controle positivo, LPS proporcionou a resposta esperada na condição experimental adotada. * # * Figura 3. Produção de citocinas por células dendríticas e macrófagos estimulados com proteínas de micronema. Células dendríticas (BMDCs) (A, B, C e D) e macrófagos (BMDMs) (E, F, G e H) derivados a partir da melula óssea de camundongos C57BL/6, foram estimulados com TgMIC1 (5 ug/ml) e TgMIC4 (5 ug/ml) por 48 horas. LPS (500 ng/ml) foi utilizado como controle positivo. Os níveis de IL12p40, TNF-α, IL-6 e IL-10 foram mensurados por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de três experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). 4. A ativação de células da imunidade inata por TgMIC1 e TgMIC4 é dependente de receptores do tipo toll 2 e 4 Como demonstrado na figura anterior, as lectinas TgMIC1 e TgMIC4 são capazes de estimular células dendríticas e macrófagos a produzirem níveis significativos de citocinas associadas a resposta imune pró e anti-inflamatória. Uma vez que as proteínas de micronema de Resultados | 46 T. gondii reconhecem ácido siálico (TgMIC1) e β-galactose (TgMIC4) de glicanas presentes na superfície da célula hospedeira e os receptores do tipo toll, diretamente associados a resposta imune inata e indução de citocinas, são glicoproteínas N-glicosiladas, decidimos investigar aqui se a sinalização via TLR está relacionada à ativação celular induzida pelas TgMICs. Para tanto, utilizamos inicialmente macrófagos derivados de medula óssea de animais WT, MyD88-/- e TRIF-/- (background C57BL/6), visando avaliar o efeito da ausência das moléculas adaptadoras das vias de sinalização dos TLRs após o estímulo com as proteínas de micronema. Verificamos que em macrófagos nocauteados para MyD88 (figura 4A), estimulados com TgMIC1 e TgMIC4, a secreção de IL-12 foi 15 vezes menor do que a verificada em macrófagos WT. Na ausência de TRIF (figura 4B) ocorreu uma produção 1,6 vezes menor de IL-12, em relação aos macrófagos WT. Esses resultados indicam que MyD88 é a molécula adaptadora majoritariamente envolvida na ativação celular induzida pelas proteínas de micronema, enquanto que TRIF está apenas parcialmente implicado nessa ativação. Uma vez que MyD88 e TRIF relacionam-se à indução de IL-12 pelas TgMICs, avaliamos se os receptores do tipo toll 2, 4, 11 e 12 estariam envolvidos nesse fenômeno. TLR11 e TLR12 foram descritos anteriormente como reconhecendo profilina, uma proteína citoplasmática de T. gondii, interação essa que induz secreção de IL-12 por células dendríticas (Yarovinsk et al., 2005; Yarovinsky and Sher, 2006; Plattner et al., 2008; Koblansky et al., 2013). Para esse ensaio, macrófagos derivados da medula óssea de camundongos WT, TLR2-/-, TLR4-/-, DKO (TLR2-/-/TLR4-/-) e DKO (TLR11-/-/TLR12-/-) foram estimulados com TgMIC1 ou TgMIC4 e os níveis de IL-12 foram determinados por ELISA. Na figura 4, observamos que a ausência de TLR2 (figura 4C) ou de TLR4 (figura 4D) resulta em prejuízo da ativação celular induzida por TgMIC1 e TgMIC4. Notamos ainda que, a queda determinada pela falta de TLR4 foi mais acentuada, do que a determinada pela falta de TLR2; ressalta-se, entretanto que os macrófagos ainda foram capazes de secretar níveis significativos de IL-12. Finalmente, macrófagos duplamente nocauteados (figura 4E), ou seja, sem a expressão concomitante de TLR2 e TLR4, não produzem IL-12 após o estímulo com as proteínas de micronema, quando comparados à resposta dos macrófagos WT. Esses resultados confirmam que a expressão de ambos, TLR2 e TLR4, é necessária para que a ativação de macrófagos seja induzida por TgMIC1 e TgMIC4. A produção residual de IL-12 verificada em células TLR2-/- pode resultar da ativação de TLR4 (figuras 4C e D), e vice-versa, ou seja, a produção residual por macrófagos TLR4-/- pode ser resultado da ativação de TLR2 (figura 4C). A constatação de que Resultados | 47 macrófagos de camundongos DKO estimulados com proteínas de micronema não produzem IL12 sugere que a ativação celular desencadeada por TgMIC1 ou TgMIC4 não exige a participação de outros receptores de imunidade inata, além de TLR2 e TLR4. Em contraste, a ausência de TLR11 e TLR12 não prejudicou a ativação celular induzida pelas TgMICs, pois nesse caso os níveis de IL-12 detectados foram semelhantes aos produzidos pelos macrófagos WT (figura 4F); esse fato indica que esses receptores não participam da ativação desencadeada por TgMIC1 ou TgMIC4. Os estímulos controles, LPS para TLR4 e Pam3CSK4 (P3C) para TLR2 proporcionaram as respostas esperadas nas condições experimentais adotadas. Figura 4. Produção de IL-12 por macrófagos estimulados com TgMIC1 e TgMIC4 na ausência de sinalização via toll. Macrófagos derivados a partir da medula óssea (BMDMs) de camundongos C57BL/6 WT, MyD88-/-, TRIF-/-, TLR2-/-, TLR4-/-, DKO (TLR2-/-/TLR4-/-) e DKO (TLR11-/-/TLR12-/-) foram estimulados com TgMIC1 (5 ug/ml) e TgMIC4 (5 ug/ml) por 48 horas. LPS (500 ng/ml) e Pam3CSK4 (P3C) (1 ug/ml) foram utilizados como controles positivos. Os níveis de IL-12p40 foram mensurados por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de três experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). Resultados | 48 Com o objetivo de comprovar a interação de TgMIC1 e TgMIC4 com TLR2 e TLR4, realizamos o ensaio de pull-down. Para tanto, o lisado celular de HEK293T enriquecido com Flag-TLR2 ou Flag-TLR4 foi incubado com as proteínas de micronema wt e mutadas, HisTgMIC1 (wt), His-TgMIC1 (mut), His-TgMIC4 (wt) e His-TgMIC4 (mut). Seguiu-se purificação em resina de níquel, e análise da presença de TLR2 e TLR4 por western blot, com o uso de anticorpos α-Flag. A mesma membrana foi submetida à sondagem secundária, e foi revelada com anticorpo α-His, para a detecção das TgMICs. Na figura 5, podemos observar que tanto TgMIC1, quanto TgMIC4 (wt e mutadas), são capazes de interagir com TLR2, como demonstrado nas linhas 1 e 3, colunas 5 e 6 (TLR2+wt-TgMIC e TLR2+mut-TgMIC). O fato das proteínas mutadas em seus CRDs ainda interagirem com TLR2. Sugere que, além da interação proteína-carboidrato (N-glicana de TLR-lectina), também ocorra interação proteínaproteína (TLR-TgMIC). Em contraste, esse experimento não indicou a interação de TgMIC1 e TgMIC4 com TLR4 (linhas 1 e 3, colunas 7 e 8), já que a banda correspondente não foi detectada após a incubação e revelação da membrana com anticorpo α-Flag. Como o input de TLR4 não resultou em detecção de banda (linhas 1 e 3, coluna 2), acreditamos que a transfecção das células HEK tenha gerado expressão muito baixa de TLR4, impossibilitando sua detecção por western blot. Esse ensaio não é definitivo, e repetições estão sendo providenciadas. Até o momento, podemos concluir que TgMIC1 e TgMIC4 interagem fisicamente com receptor do tipo toll 2. Figura 5. Interação de TgMIC1 e TgMIC4 com TLR2 e TLR4. Células HEK293 expressando transientemente Flag-TLR2 ou Flag-TLR4 foram lisadas e incubadas com His-TgMIC1 (wt ou mutada) e His-TgMIC4 (wt ou mutada). His-TgMIC1 e His-TgMIC4 foram submetidas a técnica de pull-down por afinidade a resina de níquel. As amostras foram fervidas (100ºC, 5 minutos) e aplicadas em gel de poliacrilamida, seguidas de transferência para membrana de nitrocelulose. Para detectar a presença de TLR2 e TLR4, a membrana foi incubada com anticorpo α-Flag. Posteriormente, a membrana foi submetida à sondagem secundária por incubação com α-His para confirmar a presença de TgMIC1 e TgMIC4 (wt e mutada). Resultados | 49 Como é sabido, a ativação de TLRs, que culmina na produção de mediadores inflamatórios, associa-se a diferentes vias/moléculas que participam da sinalização intracelular desses receptores. Podemos destacar MyD88 e TRIF, localizadas upstream na cascata de sinalização intracelular, e as MAP-quinases (ERK1/2, JNK e p38) juntamente com NF-kB, situadas downstream na via. Uma vez que TgMIC1 e TgMIC4 induzem ativação de células dendríticas e macrófagos de maneira dependente de TLR2 e TLR4, avaliamos qual (is) molécula (s) da cascata de sinalização downstream seria crucial na indução de IL-12 desencadeada pelas TgMICs. Para isso, macrófagos derivados da medula óssea de camundongos WT foram previamente incubados com os inibidores farmacológicos para as moléculas ERK1/2, JNK, p38 e NF-kB. Posteriormente, essas células foram estimuladas com TgMIC1 e TgMIC4 e os níveis de IL-12 foram determinados. Constatamos que as MAP-quinases ERK1/2 não se associam à ativação celular induzida pelas TgMICs (figura 6A), pois mesmo após a inibição dessas moléculas, a produção de IL-12 pelos macrófagos foi mantida em níveis similares aos verificados em células que não sofreram nenhum tipo de inibição. Em contraste, a inibição de JNK (figura 6B), p38 (figura 6C) e NF-kB (figura 6D) resultou em prejuízo da ativação celular induzida por TgMIC1 e TgMIC4. Observamos que na ausência de resposta de JNK e p38 há uma produção residual de IL-12, enquanto que a ausência isolada de NF-kB resultou na inibição completa da ativação celular. Esses resultados indicam que a secreção de citocinas por macrófagos estimulados com TgMIC1 e TgMIC4 depende, majoritariamente, da ativação intracelular de NF-kB, bem como de sua translocação para o núcleo. Resultados | 50 Figura 6. Efeito da inibição da sinalização intracelular associada a TLR sob a produção de IL-12 por macrófagos estimulados TgMIC1 e TgMIC4. Macrófagos derivados a partir da medula óssea (BMDMs) de camundongos C57BL/6, foram incubados por 3 horas a 37ºC com os inibidores farmacológicos para as MAP-quinases (A) ERK (PD98059) (20 μM), (B) JNK (SP600125) (20 μM) e (C) p38 (SB202190) (20 μM), e para (D) NF-kB (caffeic acid) (15 ug/ml). Em seguida, as células foram estimuladas com TgMIC1 (5 ug/ml) e TgMIC4 (5 ug/ml) por 48 horas. LPS (500 ng/ml) foi utilizado como controle positivo. Os níveis de IL-12p40 foram mensurados por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de dois experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). 5. A ativação de células da imunidade inata por TgMIC1 e TgMIC4 via TLRs é dependente do reconhecimento de carboidratos Dado que o domínio de reconhecimento de carboidrato (CRD) de TgMIC1 e TgMIC4 pode estar envolvido no reconhecimento de N-glicanas de TLR2 e TLR4, desencadeando a ativação de células dendríticas e macrófagos por nós verificada, passamos a avaliar se mutações pontuais no CRD das TgMICs seriam capazes de prejudicar essa ativação celular. Desse modo, estimulamos células dendríticas e macrófagos derivados da medula óssea de camundongos WT (C57BL/6) com TgMIC1 (wt), Δ-TgMIC1 (T126A/T220A), TgMIC4 (wt) e Δ-TgMIC4 (K469M). A figura 7 mostra que as mutações pontuais resultaram em prejuízo da ativação de células dendríticas (figura 7A), macrófagos (figura 7B) e células HEK293T transfectadas com TLR2 (figura 7C), como indica a comparação dos níveis de citocinas induzidos pelas lectinas mutadas e lectinas nativas. Ocorreu uma diferença entre as respostas de células dendríticas e de macrófagos: os níveis de IL-12 secretados pelas DCs estimuladas com as lectinas mutadas foi 1,6 menor quando comparado aos níveis induzidos pelas lectinas wt (figura 7A), enquanto que Resultados | 51 em macrófagos (figura 7B), TgMIC1 wt induziu uma produção de citocina 4,5 vezes maior do que a determinada pela proteína mutada; a diferença entre a resposta ao estímulo de macrófagos com TgMIC4 wt e mutada foi de 2,9 vezes. O mesmo perfil foi verificado quando células HEK293T foram estimuladas com as lectinas wt e mutadas (figura 7C). A produção de IL-8 foi 1,9 vezes menor quando o estímulo por Δ-TgMIC1 foi comparado ao estímulo por TgMIC1 (wt), e 2,8 vezes menor entre Δ-TgMIC4 e TgMIC4 (wt). Esses resultados indicam que o reconhecimento de N-glicanas de TLR por TgMIC1 e TgMIC4 contribui para a ativação celular por nós neste estudo. Contudo, a utilização de mutações pontuais nos CRDs de TgMIC1 e TgMIC4 não bloqueou a produção de citocinas pelas células ensaiadas. Mutações mais extensas podem ser necessárias. Mas, o mais provável é que interação proteína-proteína possa ocorrer entre o TLR e a lectina, como sugere o resultado do western blot (figura 5). Figura 7. Efeito da falta de reconhecimento de carboidrato por TgMIC1 e TgMIC4 sob a ativação celular. Células dendríticas (A) e macrófagos (B) derivados a partir da medula óssea de camundongos C57BL/6, e células HEK293 transfectadas com TLR2 (C) foram estimulados com TgMIC1 (wt), ΔTgMIC1, TgMIC4 (wt) e Δ-TgMIC4 (5 ug/ml) por 48 horas. LPS (500 ng/ml) e FSL-1 (100 ng/ml) foram utilizados como controles positivos. Os níveis de IL-12p40 e IL-8 foram mensurados por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de dois experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). 6. A produção inicial de IL-12 durante a infecção por T. gondii é dependente de TLR2 e TLR4, mas não de TLR11 e TLR12. Uma vez que células dendríticas e macrófagos murinos produzem IL-12 em resposta ao estímulo com as proteínas de micronema 1 e 4, de maneira dependente de MyD88, em decorrência do reconhecimento de TLR2 e TLR4, passamos a investigar se a ausência dessas moléculas afetaria a resposta de células dendríticas (BMDCs) à infecção com T. gondii WT. Resultados | 52 Para tanto, células dendríticas derivadas da medula óssea de camundongos WT, MyD88-/-, DKO (TLR2-/-/TLR4-/-) e DKO (TLR11-/-/TLR12-/-) foram infectadas com o taquizoítas WT da cepa RH (tipo I) de T. gondii (MOI 3). LPS (500 ug/ml) e STAg (antígeno solúvel de Toxoplasma gondii) (10 ug/ml) foram utilizados como controles positivos. Em seguida, avaliamos a produção de IL-12 após 6, 12, 24 e 48 horas de infecção (figura 8). Confirmando o que já é sabido, verificamos que a secreção de IL-12 resultante da infecção por T. gondii é dependente de MyD88, pois na ausência dessa molécula houve prejuízo da ativação celular induzida tanto pelo parasito como pelos controles positivos (LPS e STAg) (figura 8A). Observamos ainda, que TLR2 e TLR4 são crucias para a indução de IL-12 nas primeiras 12 horas de infecção, uma vez que a ausência concomitante desses receptores prejudicou, significativamente, a secreção dessa citocina por células dendríticas infectadas com T. gondii, quando comparada à obtida com DCs WT (figura 8B). Após 24 e 48 horas de infecção, a produção de IL-12 pelas DCs DKO é restaurada, igualando-se aos níveis secretados pelas células WT. Esse fenômeno pode ser devido a outros componentes do parasito que são comprovadamente capazes de induzir a secreção de IL-12. Figura 8. Produção de IL-12 por células dendríticas infectadas com T. gondii. Células dendríticas derivadas a partir da medula óssea de camundongos WT, (A) MyD88-/-, (B) DKO (TLR2-/-/TLR4-/-) e (C) DKO (TLR11-/-/TLR12-/-) foram infectadas com T. gondii WT da cepa RH (MOI 3). LPS (500 ng/ml) e STAg (10 ug/ml) foram utilizados como controles positivos. Após 6, 12, 24 e 48 horas de infecção, os sobrenadantes das culturas tiveram determinados os níveis de IL-12p40 por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de três experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). ns: não significativo. 7. TgMIC1 parece ser a responsável pela indução inicial de IL-12 durante a infecção in vitro por T. gondii Como observado por nós neste trabalho, as proteínas de micronema 1 e 4 recombinantes induzem a ativação de células dendríticas e macrófagos, culminando na secreção de elevados Resultados | 53 níveis citocinas inflamatórias, especialmente de IL-12. Baseado nisso, propusémo-nos a avaliar a relevância biológica de TgMIC1 e TgMIC4, bem como o papel dessas lectinas na secreção de IL-12 por células dendríticas e macrófagos infectados por T. gondii. Para tanto, BMDCs (figuras 9A, B e C) e BMDMs (figuras 9D, E e F) foram infectados com parasitos WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- e DKO TgMIC1-/-/MIC4-/- (MOI 3), e os níveis de IL-12 foram determinados após 6, 12, 24 e 48 horas de infecção. Uma vez que parasitos nocauteados para TgMIC1 induzem níveis significativamente menores de IL-12 em todos os tempos ensaiados (figura 9A), concluímos que essa proteína é crucial para a indução da secreção de IL-12 por células dendríticas e macrófagos durante a infecção por T. gondii. Notamos que, após apenas 6 horas de infecção das células dendríticas com o parasito WT, a produção de IL-12 foi acentuada (2000 pg/ml), atingindo níveis próximos a 6000 pg/ml com 48 horas (figuras 9A, B e C). Diferentemente das células dendríticas, os macrófagos respondem à infecção mais tardiamente, somente após 24 horas; porém, assim como foi observado para células dendríticas, a ausência de TgMIC1 prejudicou a ativação de macrófagos, resultando em menor produção de IL-12 por essas células após 24 e 48 horas de infecção (figura 9D). Enquanto a ausência de TgMIC1 prejudica a ativação de células dendríticas e macrófagos, a falta de TgMIC4 parece não afetar a produção de IL-12 por essas células, visto que essa citocina é produzida em níveis similares por células dendríticas e macrófagos infectados com o parasito wt ou TgMIC4-/-, em todos os tempos ensaiados (figuras 9B e 9E). O fato de TgMIC4 não parecer importante durante a infecção in vitro por T. gondii pode estar relacionado à presença de TgMIC1, que continua sendo secretada no parasito TgMIC4-/-. Isso se explica pelo fato de TgMIC1 ser expressa isoladamente, em forma de homotrímero, além de associada a TgMIC4, formando um complexo heterohexâmero, (3 moléculas de TgMIC1 para 3 moléculas de TgMIC4), enquanto que TgMIC4 só pode ser secretada pelo parasito quando está associada à TgMIC1 (Reiss et al., 2001; Marchant et al., 2012). Portanto, parasitos TgMIC1-/não secretam TgMIC1 nem TgMIC4 (apesar de expressarem essa última proteína), ao passo que parasitos TgMIC4-/- continuam secretando TgMIC1, mesmo na ausência da expressão de TgMIC4 (Reiss et al. 2001; Marchant et al., 2012). Como esperado, as células dendríticas e os macrófagos infectados com parasitos duplo nocautes (DKO TgMIC1-/-/MIC4-/-) produziram menos IL-12 em todos os tempos analisados, quando comparados com as células infectadas com T. gondii wt (figuras 9C e 9F). Resultados | 54 Os resultados mencionados acima corroboram com nossos achados de que as proteínas de micronema 1 e 4 recombinantes induzem ativação de células dendríticas e macrófagos a secretarem citocinas inflamatórias, via reconhecimento de TLR2 e TLR4. Constatamos ainda, que TgMIC1 possue papel crucial na indução inicial de IL-12 por células dendríticas e macrófagos, durante a infecção in vitro. Figura 9. Produção de IL-12 por células dendríticas e macrófagos infectados com T. gondii. Células dendríticas (A, B e C) e macrófagos (D, E e F) derivados a partir da medula óssea de camundongos WT foram infectados com T. gondii WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- e DKO (TgMIC1-/-/MIC4-/-) da cepa RH (MOI 3). LPS (500 ng/ml) e STAg (10 ug/ml) foram utilizados como controles positivos. Após 6, 12, 24 e 48 horas de infecção, os sobrenadantes das culturas tiveram determinados os níveis de IL-12p40 por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de três experimentos. *p<0,05 (Oneway ANOVA e pós-teste de Bonferroni). ns: não significativo. 8. TgMIC1 parece contribuir para a indução inicial de IL-12 sistêmica durante a infecção in vivo com T. gondii Uma vez que TgMIC1 desempenha papel importante na indução inicial de IL-12 por células dendríticas e macrófagos durante a infecção in vitro por T. gondii, avaliamos se essa proteína também seria importante para indução da produção de IL-12 sistêmica, durante a infecção in vivo pelo protozoário. Para isso, camundongos WT (C57BL/6), de 8 a 12 semanas de idade, foram infectados (i.p.) com quantidades crescentes de parasitos (1x105, 1x106 e 1x107), para que definíssemos a melhor dose e o menor tempo necessário para que IL-12 fosse detectada Resultados | 55 no soro dos animais (figura 10A). As amostras de sangue foram coletadas 1, 2, 3, 6 e 18 horas após a infecção. A injeção de STAg (10 ug/animal) foi utilizada como controle positivo e o sangue coletado antes da infecção foi utilizado como controle negativo (time zero). Os níveis séricos de IL-12, determinados por ELISA, mostraram que já na primeira hora de infecção era possível detectar IL-12 nos grupos inoculados com 1x106 e 1x107 parasitos (figura 10A). Os níveis da citocina permaneceram elevados até 6 horas após a infecção, sofrendo queda drástica após 18 horas. Sendo assim, definimos os tempos a serem ensaiados (zero, 1, 2 e 6 horas p.i.) e o inóculo de 1x106 parasitos por animal. Assim, infectamos camundongos WT (C57BL/6), de 8 a 12 semanas de idade, com o inóculo de 1x106 parasitos por animal e coletamos amostras de sangue após 1, 2 e 6 horas de infecção. Na figura 10B podemos observar que após 1 hora de infecção os níveis de IL-12 detectados foram iguais aos dos camundongos não infectados (time zero), pois, infelizmente, o nível basal de IL-12 desses animais estava elevado antes da infecção. O mesmo foi observado para o tempo de 2 horas, quando os animais infectados com TgMIC1-/- ou DKO TgMIC1-//MIC4-/- secretaram níveis de IL-12 semelhantes aos do grupo infectado com o parasito wt; apenas o grupo infectado com o parasito TgMIC4-/- apresentou maior produção de IL-12 sistêmica, quando comparado ao grupo infectado com T. gondii WT; porém, o alto desvio padrão pode ter interferido nesse resultado (figura 10B). Por último, verificamos que a ausência de TgMIC1 prejudicou parcialmente on níveis sistêmicos de IL-12, após 6 horas de infecção, como indicado pela comparação aos níveis de IL-12 detectados no grupo infectado com o parasito WT (figura 10B). Em contraste, os grupos infectados com taquizoítas TgMIC4-/- e DKO TgMIC1-/-/MIC4-/- responderam de maneira similar ao grupo WT. Esse resultado indica que TgMIC1 pode colaborar para que ocorra o aumento inicial de IL-12 sistêmica, produzida durante a infecção in vivo por T. gondii. Resultados | 56 Figura 10. Produção de IL-12 sistêmica por camundongos infectados com T. gondii. (A) Camundongos WT (C57BL/6), de 8 a 12 semanas de idade, (N=3) foram infectados (i.p.) com T. gondii WT com as doses de 1x105, 1x106 e 1x107 taquizoítas/animal. Um grupo inoculado com PBS (N=3) e animais não infectados foram utilizados como controle negativo (time zero). Após 1, 2, 3, 6 e 18 horas de infecção o sangue foi coletado, e o soro foi separado por centrifugação para determinação dos níveis de IL-12p40 por ELISA. (B) Camundongos WT (C57BL/6), de 8 a 12 semanas de idade, foram infectados com T. gondii WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- ou DKO TgMIC1-/-/MIC4-/- (1x106 taquizoítas por animal). Amostras de sangue de animais não infectados foram utilizados como controle negativo (time zero). Após 1 (N=4), 2 (N=4) e 6 (N=3) horas de infecção o sangue foi coletado, e o soro foi separado por centrifugação para determinação dos níveis de IL-12p40 por ELISA. Resultados expressos em média ± SD e são representativos de dois experimentos. *p<0,05 (One-way ANOVA e pós-teste de Bonferroni). ns: não significativo. 9. Geração de parasitos transgênicos para expressão de TgMIC1 e TgMIC4 mutadas Visto que a ativação de células dendríticas e macrófagos (in vitro) por TgMIC1 e TgMIC4 depende, principalmente, do reconhecimento de resíduos de ácido siálico e galactose das N-glicanas de TLR2 e TLR4, iniciamos a geração de parasitos transgênicos expressores de TgMIC1 e TgMIC4 carreando mutações pontuais em seus CRDs. Essa etapa do estudo tem por objetivo avaliar se o fenômeno por nós demonstrado utilizando as MICs purificadas, também acontece durante a infecção pelo parasito expressando essas proteínas mutadas. Para tanto, as sequências codificadoras de TgMIC1 e TgMIC4 foram amplificadas a partir do cDNA de T. gondii (cepa RH), utilizando primers contendo os sítios para as enzimas BglII e AvrII (TgMIC1) ou BstZ17I e AvrII (TgMIC4) nas extremidades, a fim de possibilitar a clonagem do gene no vetor SagCatSag_TubFNRGFP (figura 11A). Optamos por expressar as MICs fusionadas à GFP, pois a partir do uso do microscópio de fluorescência, essa ferramenta possibilita o acompanhamento dos parasitos transfectados com os plasmídeos. Para isso, excluímos o stop códon das sequências de TgMIC1 e TgMIC4, permitindo a expressão dessas proteínas de forma conjunta à proteína fluorescente. Após a amplificação de TgMIC1 (figura 11B) e de TgMIC4 (figura 11B), estes e o vetor SagCatSag_TubFNRGFP (figuras 11C e D) foram submetidos à digestão com as enzimas de restrição indicadas. Na figura 11D, podemos observar a presença de Resultados | 57 duas bandas de, aproximadamente, 8.560 e 469 pares de base, indicando a eficácia na digestão do vetor contendo GFP. As bandas correspondentes aos fragmentos TgMIC1, TgMIC4 e vetor (fragmento maior) foram extraídas do gel de agarose e o DNA foi purificado (figura 11C e D). Figura 11. Amplificação dos genes de TgMIC1 e TgMIC4 e digestão do DNA. Os transcritos gênicos de TgMIC1 (1371pb) e TgMIC4 (1743pb), contendo os sítios específicos para as enzimas de restrição BglII ou BstZ17I, e AvrII, foram amplificados do cDNA da cepa RH de T. gondii (A), seguidos de digestão (B). Paralelamente, digerimos o vetor SagCatSag_TubFNRGFP (C) com as mesmas enzimas, e o material foi analisado em gel de agarose 1% (D). O marcador utilizado foi GeneRulerTM 1kb DNA Ladder. Em seguida, o material extraído e purificado do gel, após digestão, foi quantificado e submetido a reação de ligação com enzima T4 DNA ligase (quick ligation kit, NEB). A proporção utilizada foi calculada com base na quantidade de DNA do vetor e o tamanho do inserto, como mostra a fórmula abaixo. Para 50 ng de DNA proveniente do vetor, utilizamos 23 ng do DNA de TgMIC1 e 29 ng de TgMIC4. Após a reação de ligação, os produtos foram usados para transformação de bactéria competente (E. coli DH5α), que foram selecionadas em meio seletivo com carbenicilina (100 μg/ml). Posteriormente, selecionamos 13 clones para TgMIC1 e 20 clones para TgMIC4, que foram expandidos em meio sólido e submetidos a PCR de colônia utilizando primers específicos para TgMIC1 ou TgMIC4. Na figura 12B, podemos Resultados | 58 observar que os clones número 1, 2, 3, 4, 6, 8, 10, 11, 12 e 13 são positivos para a TgMIC1, indicando que o gene foi clonado no vetor. Para TgMIC4, verificamos que as colônias 3, 4, 5, 7, 9, 13, 14, 15, 16, 18, 19 e 20 são positivas e apresentam o gene inserido no vetor (figura 12C). Em seguida, três clones foram selecionados, expandidos em meio líquido, e os plasmídeos foram purificados e sequenciados para verificação das sequências de TgMIC1 e TgMIC4, e para análise das corretas inserções no vetor. Figura 12. Clonagem dos genes de TgMIC1 e TgMIC4 em vetor para transfecção de T. gondii. Após a digestão com as enzimas de restrição, os genes de TgMIC1 ou TgMIC4 foram incorporados no vetor com auxílio de enzima de ligação (A). Em seguida, os produtos da ligação foram inseridos em bactérias competentes, que foram inoculadas em meio seletivo LB sólido, contendo 100 μg/ml de carbenicilina. Posteriormente, selecionamos 13 colônias para TgMIC1 (B) e 20 para TgMIC4 (C), e a presença do gene de interesse foi detectada por PCR. Os produtos foram analisados em gel de agarose 1%. O marcador utilizado foi GeneRulerTM 1kb DNA Ladder. Em seguida, cepas de T. gondii nocauteadas para TgMIC1 ou TgMIC4 foram transfectadas com os plasmídeos contendo o gene WT de TgMIC1 ou TgMIC4, respectivamente, para avaliarmos a eficiência do constructo antes de realizarmos as mutações pontuais por PCR. Após 24 horas, a expressão de GFP não foi detectada por microscópio de fluorescência. Para detectar se houve problema na expressão e secreção de TgMIC para a superfície do parasito, os taquizoítas foram mantidos durante sete dias em meio seletivo (cloranfenicol 20 μM), e tiveram a expressão de TgMIC1 e GFP avaliada por citometria de fluxo. Para tanto, taquizoítas transfectados foram incubados com anticorpo primário α-TgMIC1 ou α-GFP, seguidos de incubação com anticorpo secundário α-mouse-APC. Não foi possível Resultados | 59 avaliar a expressão de TgMIC4 devido a ausência de anticorpo para essa proteína. As amostras foram adquiridas em citômetro de fluxo e analisadas. Na figura 13B, podemos observar a detecção da expressão de TgMIC1 em parasitos WT, mas não em parasitos TgMIC1-/-, que foram utilizados como controles positivo e negativo, respectivamente. Não detectamos expressão de TgMIC1 em parasitos nocauteados que foram transfectados com o plasmídeo contendo o gene para essa proteína (figura 13C), assim como não foi detectada a expressão nos parasitos transfectados com o plasmídeo vazio. Além disso, a expressão de GPF foi observada tanto nos parasitos transformados com o plasmídeo contendo TgMIC1, quanto o plasmídeo vazio (figura 13C). Controles para a marcação estão representados (figura 13A). Em paralelo, verificamos a expressão de TgMIC1 por PCR e constatamos a presença do gene codificador da proteína, indicando o sucesso da transfecção (figura 13D). TgMIC1 amplificada a partir do cDNA de T. gondii, parasitos WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- e DKO foram utilizados como controles. Esses resultados não indicam problemas na transfecção, porém demonstram que a proteína TgMIC1 não conseguiu ser secretada e expressa na superfície do parasito. Sugerimos que o dobramento da TgMIC+GFP não foi realizado com sucesso, impedindo esse fato. O mesmo pode ter ocorrido para parasitos transfectados com TgMIC4, uma vez que não detectamos a expressão de GFP fluorescente, por microscopia de fluorescência. A ausência de sucesso nessa construção nos obrigou a construir e utilizar outro vetor (pLUC-GFP) para as clonagens com os genes de TgMIC1 e TgMIC4 WT, para em seguida realizarmos as mutações pontuais por PCR. Até o momento de entrega deste trabalho, os experimentos estão em andamento e serão finalizados em breve. Resultados | 60 A B D C Figura 13. Expressão de TgMIC1 após a transfecção. Após a transfecção de parasitos TgMIC1-/- com o plasmídeo contendo a sequência de TgMIC1 fusionada à GFP ou com o plasmídeo vazio, avaliamos a expressão de ambas as proteínas por citometria de fluxo. Depois de três passagens em meio seletivo (clorafenicol 20 μM), os parasitos foram incubados com anticorpo primário α-TgMIC1 (1:100) ou α-GFP (1:100), seguidos de incubação com anticorpo secundário α- IgG de camundongo (1:200), marcado com fluorocromo APC (C). Parasitos WT e TgMIC1-/- foram utilizados como controles para expressão de TgMIC1 (B). Controles: parasitos não marcados, isotipo controle e somente anticorpo secundário estão representados (A). As amostras foram adquiridas em citômetro de fluxo e analisadas no software FlowJo. Adicionalmente, a expressão de TgMIC1 foi analisada por PCR a partir do DNA genômico dos parasitos WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/-, DKO, TgMIC1-/- + plasmídeo TgMIC1 e TgMIC1-/- + plasmídeo vazio (D). O material foi analisado em gel de agarose 1%, e o marcador utilizado foi GeneRuler TM 1kb DNA Ladder. Resultados são representativos de dois experimentos. Objetivos | 61 Discussão Discussão | 62 Neste estudo, investigamos a ativação de células da imunidade inata desencadeada a partir de interações estabelecidas por proteínas de micronema 1 e 4 de Toxoplasma gondii com receptores do tipo toll 2 e 4. Tais interações resultam em importante produção de IL-12 que, associada à liberação de IFN-γ, é responsável pelo clearance do protozoário e o desenvolvmento de resposta protetora para o hospedeiro. Demonstramos ainda que a secreção de IL-12 depende do reconhecimento de glicanas N-ligadas aos ectodomínios dos TLRs extracelulares alvejados. Diversos microorganismos patogênicos sintetizam proteínas ligantes de carboidratos, e através delas, tiram proveito dos glicoconjugados da superfície de células do hospedeiro para aderir a elas e colonizar tecidos. No caso da infecção por T. gondii, as interações iniciais com a célula hospedeira dependem criticamente de componentes de superfície e de proteínas secretadas, dentre elas lectinas, que medeiam eventos como adesão e invasão (Jung et al., 2004; Macêdo et al., 2013). Essas interações podem promover eventos de transdução de sinal e ativação celular, capazes de interferir na colonização e na infecção, já que induzem a resposta imunitária do hospedeiro (Mineo et al., 1993; Pinzan, 2010; Macêdo et al., 2013). As proteínas de micronema, algumas delas alvos deste trabalho, são expressas na superfície do parasito e também secretadas na forma solúvel. Muitas dessas proteínas formam complexos, como o derivado da associação de TgMIC1, TgMIC4 e TgMIC6 (TgMIC1/4/6). Estudos prévios demonstraram a natureza lectínica do subcomplexo nativo TgMIC1/4, originalmente identificado por sua capacidade de lgação à lactose imobilizada, na ocasião atribuída à TgMIC1 (Lourenço et al., 2001). Entretanto, um estudo detalhado da estrutura atômica dessa proteína revelou que ela se liga ao ácido siálico, e não à lactose (Friedrich et al., 2010). Esses dados favoreceram a ideia de que TgMIC4, e não TgMIC1, fosse responsável pela ligação do subcomplexo à lactose. Mais tarde, a especificidade de TgMIC4 por galactose foi demonstrada num amplo estudo liderado por S. Mathews e que contou com a colaboração do nosso grupo (Marchant et al., 2012). Nesse trabalho, demonstramos que as proteínas de micronema 1 e 4 recombinantes reproduzem suas atividades de ligação ao ácido siálico e à galactose, respectivamente, como anteriormente indicado pela interação com as glicoproteínas fetuína e asialofetuína (figura 2). Esse fenômeno é atribuído a resíduos de aminoácidos específicos presentes no domínio de reconhecimento de carboidrato (CRD) de TgMIC1 e TgMIC4. Para TgMIC1, dois resíduos de treonina, nas posições 126 e 220, são críticos para o reconhecimento de ácido siálico (Blumenschein et al., 2007; revisto por Hager & Carruthers, 2008), enquanto que para TgMIC4, apenas a lisina na posição 469 é crítica para o Discussão | 63 reconhecimento de β-galactose na superfície da célula hospedeira (Marchant et al., 2012). Quando substituímos esses resíduos por aminoácido de características distintas, as proteínas de micronema 1 e 4 perderam sua capacidade de ligação a glicanas, de modo semelhante àquelas que tiveram seu CRD bloqueado fisicamente pelo oligossacarídeo específico (figura 2). Esses resultados indicaram que as mutações pontuais prejudicaram a atividade lectínica dessas MICs. O subcomplexo nativo TgMIC1/4, conforme demonstrado por Lourenço e colaboradores (2001), estimula células esplênicas murinas a secretarem IL-12 , em níveis similares aos induzidos pelo antígeno solúvel de T. gondii, STAg. Além disso, nosso grupo constatou que células HEK tranfectadas com plasmídeos para TLR2/1, TLR2/6 e TLR4 são ativadas em resposta ao estímulo com TgMIC1 e TgMIC4 recombinantes, conforme demontrado pelo aumento da produção de IL-8 (Lopes, 2012; Mendonça, 2014). Esse fato indicou uma possível interação das proteínas de micronema com os receptores do tipo toll expressos na superfície celular, que foi mais detalhadamente investigada neste trabalho. Ele foi desenhado para investigar se as lectinas TgMIC1 e TgMIC4 de T. gondii interagem com as N-glicanas presentes nos receptores do tipo toll 2 e 4, causando a ativação de células dendríticas e macrófagos. Aqui, demonstramos que TgMIC1 e TgMIC4 ativam células dendríticas e macrófagos a produzirem níveis elevados de diversas citocinas – IL-12, TNF-α, IL-6 e IL-10 (figura 3) – de modo semelhante ao que é promovido por agonistas de TLR2 e TLR4. Confirmamos que essa ativação depende, principalmente, da sinalização intreacelular mediada pela molécula adaptadora MyD88, enquanto que a sinalização via TRIF está apenas parcialmente envolvida nessa resposta. Esses dados corroboram com os achados de que a ausência, simples ou concomitante, de TLR2 e TLR4, mas não de TLR11 e TLR12, está associada ao prejuízo na secreção de IL-12 induzida pelas proteínas de micronema 1 e 4 (figura 4), que ativam de maneira indireta e majoritária a transcrição de NF-kB (figura 6). Constatamos, por fim, que esse fenômeno observado resulta do reconhecimento de resíduos de ácido siálico por TgMIC1 e galactose por TgMIC4, pois a ativação celular é afetada quando o estímulo foi procedido com as proteínas mutadas em seus CRDs (figura 7). Esses achados corroboram com trabalhos do nosso grupo que mostram que as proteínas de micronema interagem com N-glicanas de TLR2, induzindo a ativação de células HEK transfectadas (Lopes, 2012; Mendonça 2014). Além disso, ensaios de glycoarray demonstraram que TgMIC1 liga-se com alta afinidade a resíduos de α2-3 sialilactosaminas enquanto TgMIC4 liga-se a resíduos β1-3 ou β1-4 galactosaminas (Lopes, 2012). Estudos mais recentes do nosso grupo, utilizando glicomutantes de TLR2, confirmaram Discussão | 64 que a ativação desse receptor por proteínas de micronema 1 e 4 depende do reconhecimento de N-glicanas desse receptor. Foi demonstrado que TgMIC1 interage especificamente com a segunda, a terceira e a quarta glicanas de TLR2, enquanto que TgMIC4 reconhece apenas a terceira glicana (Mendonça, 2014). Esses resultados indicam que as glicanas de TLR2 que são importantes para a ativação celular desencadeada por MICs têm na sua constituição os glicoalvos específicos para o reconhecimento pelas respectivas MICs. Lectinas de patógenos e plantas tem sido descritas por também possuírem a propriedade de reconhecer resíduos de açúcar na estrutura de TLRs e de induzirem produção de IL-12 por células da imunidade inata. Paracoccina, uma lectina do fungo Paracoccidioides brasiliensis, induz produção de citocinas por macrófagos de maneira dependente de TLR2 e TLR4, por interagir com resíduos de N-acetilglicosamina presentes na quarta N-glicana do receptor (Alegre-Maller, 2014). Além disso, GAL (galactose-adherence lectin) de Entamoeba histolytica (Campbell et al., 2000) ativa TLR2 e induz a produção de IL-12 (Campbell et al., 2000). A lectina SP-A, caracteristicamente presente nos alvéolos pulmonares, interage com o ectodomínio de TLR2 (Murakami et al., 2002). Sobre as lectinas oriundas de plantas, essa seletividade por glicanas exibidas por um ou outro TLR já foi demonstrada anteriormente e revelou padrões de reconhecimento bastante variáveis, como ilustram os seguintes exemplos: (a) ArtinM, ligante de manose, foi caracterizada por ativar TLR2; (b) PHA-L, ligante de galactose, manose e Nacetilglicosamina, estimulou TLR4; (c) SBA e PNA, ligantes de N-acetilgalactosamina e galactose, respectivamente, também ativaram apenas TLR4; (d) ConA, ligante de manose e glucose, ativou apenas heterodímeros constituídos de TLR2 e TLR6; (e) AIL, ligante de galactose de galactose e N-acetilgalactosamina, revelou-se incapaz de ativar qualquer dos TLRs ensaiados; (f) WGA, ligante de N-acetilglucosamina/ácido siálico, foi a lectina mais promíscua, ativando todos os TLRs com exceção dos 3 e 4. Da mesma maneira, lectinas de patógenos e de mamíferos mostraram seletividade de ligação a TLRs (revisto por Unitt & Hornigold, 2011 e Souza et al., 2013). A especificidade de TgMIC1 e TgMIC4 por TLR2 e TLR4, bem como a de outras lectinas citadas, pode estar associada à posição do resíduo de açúcar específico, presente na estrutura da N-glicana do receptor, uma vez que TgMIC1 reconhece ácido siálico α2-3 ligado à resíduos de galactose, e TgMIC4 reconhece β1-3 e β1-4 galactosaminas. Como as estruturas das N-glicanas de TLR2 e TLR4 não são conhecidas, nós sugerimos que elas possuam esses Discussão | 65 resíduos, que são especificamente reconhecidos pelas proteínas de micronema, desencadeando assim a resposta imune inata. Por outro lado, existem proteínas do parasito que induzem a produção de citocinas próinflamatórias, resposta esta que é independente do reconhecimento de carboidrato. É o caso da profilina (TgPRF), proteína essencial para a motilidade do parasito (gliding) dependente da polimerização de actina. A profilina é liberada antes da invasão, e pode ser reconhecida por TLR11 e TLR12, desencadeando produção de IL-12 por células dendríticas e macrófagos (Yarovinsky et al., 2005; Plattner et al., 2008; Kucera et al., 2010; Koblansky et al., 2012). Além disso, outros componentes do parasito induzem produção de citocinas pró-inflamatórias (especialmente IL-12) de maneira independente dos receptores do tipo toll. Por exemplo, a proteína de grânulo denso 7 (GRA7), secretada pelo parasito após a formação do vacúolo parasitóforo, interage diretamente com TRAF6 e induz a ativação de NF-kB de modo dependente de MyD88, levando à produção de IL-12, TNF-α e IL-6 por macrófagos; essa demonstração foi feita através do estímulo de macrófagos derivados da medula óssea com a forma recombinante de GRA7 (Yang et al., 2016). De forma semelhante, GRA15, outra proteína de grânulo denso, ativa diretamente a subunidade p65 de NF-kB no núcleo, induzindo sua transcrição e a consequente secreção de IL-12, de maneira dependente de TRAF6 e IKK-β e independente de MyD88 (Rosowski et al., 2011). Atribui-se a GRA15 grande parte da responsabilidade por diferenças nos níveis de IL-12 produzidos por distintas cepas de T. gondii. Parasitos avirulentos do tipo II, quando nocauteados para GRA15 replicam-se mais rapidamente do que parasitos WT da mesma cepa, fato que é atribuído aos níveis reduzidos de IL-12 e IFN-γ verificados em camundongos BALB/c (Rosowski et al., 2011). Assim como TgMIC1 e TgMIC4, os componentes TgPRF, GRA7 e GRA15 de T. gondii contribuem para a imunidade protetora do hospedeiro através da indução de citocinas pró-inflamatórias, que ocorre de maneira dependente dos receptores do tipo toll no caso da profilina, e independente, no caso de GRA7 e GRA15. No entanto, T. gondii dispõe de mecanismos capazes de balancear esse quadro inflamatório gerado diretamente pela ação de TgMIC1, TgMIC4, TgPRF, GRA7 e GRA15 e de subverter a resposta imune gerada pelo hospedeiro, favorecendo assim a sobrevivência e a replicação do parasito e o estabelecimento da infecção. Para isso, o parasito lança mão de proteínas de roptrias (ROPs), introduzidas na célula hospedeira durante a formação do vacúolo parasitóforo, como é o caso de ROP5, ROP16, ROP17 e ROP18 (Boothroyd e Dubremetz, 2008; Discussão | 66 revisto por Boothroyd, 2013). A maioria das ROPs possui homologia com proteínas quinases: ROP5 é uma pseudoquinase (pois apresenta o domínio catalítico inativo); ROP16 uma tirosinoquinase, ROP17 e ROP18 são serina/treonina-quinases (revisto por Boothroyd, 2013). Essas proteínas têm como alvo principal moléculas do hospedeiro associadas aos mecanismos de controle intracelular de patógenos, as IRGs (immuno-regulated GTPases), que destroem a membrana do vacúolo parasitóforo, impedindo a sobrevivência e replicação do parasito (revisto por Boothroyd, 2013; Jensen et al., 2015). ROP5 liga-se a moléculas de IRG, impedindo assim sua oligomerização (Fleckenstein et al., 2012; Niedelman et al., 2012); em seguida ROP5 forma um complexo com as quinases ROP17 e ROP18, evitando o recrutamento de IRGs para a membrana do vacúolo parasitóforo contendo T. gondii e prevenindo a eliminação do parasito pelos macrófagos ativados por IFN-γ (revisto por Boothroyd, 2013; Etheridge et al., 2014). Além disso, ROP18 é capaz de invadir o núcleo da célula hospedeira e promover diretamente a degradação da subunidade p65 de NF-kB, impedindo assim a produção de IL-12, TNF-α e IL-6 por macrófagos infectados (Du et al., 2014). ROP5 e ROP18 também estão relacionadas à virulência de cepas atípicas originadas da América do Sul, especialmente associadas à infecção secundária pelo protozoário (Jensen et al., 2015). Tal qual ROP5, ROP17 e ROP18, a proteína ROP16 subverte a resposta imune inflamatória gerada pelo hospedeiro. Por ser uma proteína tirosino-quinase, ROP16 fosforila diretamente STAT3 e STAT6, ativa essas moléculas e induz perfil regulador, inibindo a produção de citocinas e o controle do crescimento dependente da expressão de arginase-1, um aminoácido essencial para replicação e virulência de T. gondii (Ong et al., 2010; Butcher et al., 2011). Os resultados que obtivemos nos ensaios in vitro com as proteínas de micronema 1 e 4 purificadas reforçaram nossa hipótese de que elas estejam associadas à indução da resposta imune inata contra T. gondii de maneira dependente de TLR2 e TLR4 durante a infecção. Esses resultados demonstram que a IL-12 produzida por células dendríticas derivadas da medula óssea, durante as primeiras 24 horas de infecção por T. gondii (WT), depende da ativação de TLR2 e TLR4, mas não de TLR11 e TLR12. Demonstramos ainda que esse evento é dependente da ativação da molécula adaptadora MyD88 (figura 8). Nossos achados são coerentes com estudos prévios que ressaltam a importância da molécula MyD88 na resistência da infecção por T. gondii, pois essa via regula a produção de IL-12 por células dendríticas induzida pelo parasito (Scanga et al., 2002). Debierre-Grockiego e colaboradores (2007) observaram ainda, que moléculas de glicofosfatidilinositol (GPIs), core de glicanas neutras e radicais lipídicos de Discussão | 67 T.gondii ativam TLR2 e TLR4, induzem a ativação de MyD88 e NF-kB, culminando em baixa, mas consistente, produção de IL-12 e IFN-γ por células esplênicas. Ademais, essa interação induziu níveis elevados de TNF-α por células da imunidade inata estimuladas, produção que não está envolvida com o desenvolvimento de linfócitos Th1 em camundongos infectados com T. gondii (Debierre-Grockiego et al., 2007). Entretanto, não houve diferença entre os níveis de IL12 produzidos por células dendríticas selvagens e duplamente nocauteadas para TLR11 e TLR12, o que contrasta com que relatam ser a profilina reconhecida por esses receptores, e que a ausência dos mesmos durante a infecção leva a prejuízo significativo na secreção de IL-12. Esse fato pode estar relacionado à diferença da origem das células utilizadas, uma vez que nossos ensaios foram realizados em células dendríticas derivadas da medula óssea, enquanto que Plattner e colaboradores (2008) e Koblansky e colaboradores (2013) utilizaram células dendríticas CD11c+ provenientes de baço. Células dendríticas da medul óssea e do baço apresentam expressão distinta de TLRs, juntificando-se assim o fato de que em nossos ensaios a produção de IL-12 induzida pelo agonista de TLR4 (LPS) chegou a 30 nanogramas por mililitro, enquanto que em resposta ao estímulo com STAg a secreção dessa citocina não ultrapassou 3 ng/ml. No caso das células dendríticas esplênicas, ocorre o inverso, a produção de IL-12 estimulada por LPS atige níveis entre 2,5 a 3 ng/ml, enquanto STAg induz 10 nanogramas de IL-12 por mililitro (Plattner et al., 2008; Koblansky et al., 2013). Essas observações indicam que a expressão de TLR4 é maior em células dendríticas derivadas da medula óssea do que nas provenientes de baço, enquanto que a expressão de TLR11 e TLR12 é baixa; o oposto é sugerido para as DCs esplênicas, que expressam menores níveis de TLR4 e maiores de TLR11 e TLR12. Esses dados corroboram com o que foi demonstrado para TLR7, onde diferentes subtipos de células dendríticas respondem de maneira diferente ao estímulo com seu agonista, imidazoquinolina, sendo o subtipo CD8α+ irresponsivo devido à falta de expressão de TLR7 (Edwards et al., 2003). Por fim, nossas observações sugerem que, especialmente, TgMIC1 contribui para a secreção de IL-12 por macrófagos e células dendríticas durante as primeiras 48 horas de infecção pelo protozoário, sendo que durante as primeiras 12 horas os níveis de IL-12 parecem depender exclusivamente do estímulo por TgMIC1, uma vez que não foi detectada produção dessa citocina por DCs infectadas com parasitos TgMIC1-/- (figura 9). O mesmo perfil de ativação foi gerado pelos taquizoítas duplo nocaute (TgMIC1-/-/MIC4-/-). Apesar de não detectarmos a participação efetiva de TgMIC4 na ativação das células da imunidade inata Discussão | 68 infectadas, acreditamos que essa lectina participe da indução de IL-12 durante a infecção por T. gondii, uma vez que observamos esse fenômeno nos ensaios in vitro com a proteína purificada. O fato de não demonstrarmos aqui o papel de TgMIC4 durante a infecção por T. gondii pode estar relacionado a não secreção dessa proteína no parasito TgMIC1-/-. Essa ideia é fundamentada em estudos prévios que comprovam que TgMIC4 e TgMIC6 dependem da expressão de TgMIC1 para serem transportadas através da via secretória, bem como para as organelas micronemas, e consequentemente, para a superfície celular do protozoário (Reiss et al., 2001; Marchant et al., 2012). Parasitos TgMIC1-/- ou TgMIC6-/- deixam de secretar TgMIC4/MIC6 ou TgMIC1/MIC4 na superfície celular, respectivamente. Em ambos os casos, a ausência de um ou de outro gene não impede a adesão e a invasão dos taquizoítos em células HFF, uma vez comparados ao parasito WT parental (Reiss et al., 2001). Nesse caso, as proteínas TgMIC4 e TgMIC6 ou TgMIC1 e TgMIC4 ficam retidas nos compartimentos intracelulares na região perinuclear, como o retículo endoplasmático e o complexo de Golgi, e a reposição da expressão de TgMIC1 em parasitos nocauteados para essa proteína restaura o transporte de TgMIC4 e TgMIC6 (Reiss et al., 2001). Mais recentemente, Marchant e colaboradores (2012) propuseram um modelo para a expressão e secreção de TgMIC1 e TgMIC4, no qual TgMIC1 é secretada na forma de homotrímero e TgMIC1/TgMIC4 na forma de heterohexâmero. Esses dados indicam que o parasito TgMIC1-/- não secreta TgMIC4, mas o parasito TgMIC4-/- secreta TgMIC1. No que tange às nossas observações, ao analisarmos a infecção de células dendríticas e macrófagos por parasitos TgMIC4-/-, observamos a produção de IL-12 inicial sendo estimulada por TgMIC1, o que compensa a ausência de TgMIC4. Já na infecção com parasitos TgMIC1-/ocorre o mesmo perfil verificado com parasitos DKO, pois ambos não secretam TgMIC1 e nem TgMIC4. Uma vez que demonstramos que essa ativação é dependente do reconhecimento de carboidrato, iniciamos a geração de parasitos transgênicos, no sentido de restituir a expressão e secreção das proteínas de micronema 1 e 4, em parasitos simples nocaute, carreando as mutações pontuais em seus CRDs (TgMIC1 – T126A/T220A; TgMIC4 – K469M). Essa estratégia foi pensada no sentido de tentar observar se TgMIC4 realmente participa da indução de IL-12 durante o início da infecção por T. gondii, bem como confirmar se nossos achados com as proteínas purificadas reproduzem o que acontece durante a infecção inicial pelo parasito. Nossos achados sobre o papel de TgMIC1 e TgMIC4 durante o início da infecção por T. gondii demonstram, pela primeira vez, a importância do reconhecimento de carboidratos do hospedeiro por proteínas do parasito na indução de uma resposta imune protetora. Em conjunto, Discussão | 69 nossos resultados contribuem para o entendimento das estratégias de sobrevivência e o sucesso no estabelecimento do parasito em diferentes organismos, uma vez que T. gondii possui mecanismos complexos de orquestrar o curso da infecção. Conclusões | 70 Conclusões Conclusões | 71 Os resultados apresentados neste estudo nos levam a concluir que: 1. TgMIC1 e TgMIC4 induzem células dendríticas e macrófagos a produzirem IL-12, TNF-α, IL-6 e IL-10 via ativação de MyD88 e de receptores do tipo toll 2 e 4. 2. A ativação de células da imunidade inata associa-se ao reconhecimento de resíduos de ácido siálico e de galactose supostamente presentes nas N-glicanas de TLR2 e TLR4. 3. A produção de IL-12 durante as primeiras 24 horas de infecção in vitro por Toxoplasma gondii depende de TLR2 e TLR4. 4. TgMIC1 é indispensável para a ativação de células dendríticas e macrófagos durante o período inicial de infecção pelo parasito. Referências Bibliográficas | 72 Referências Bibliográficas Referências Bibliográficas | 73 Ajioka, J.W., Fitzpatrick J.M., Reitter C.P. Toxoplasma gondii genomics: shedding light on pathogenesis and chemotherapy. Expert Reviews in Molecular Medicine, p.1-19, 2001. Alegre-Maller, A.C.P. Paracoccina recombinante reproduz as propriedades biológicas da lectina nativa e induz imunidade protetora contra a infecção por Paracoccidioides brasiliensis. Tese (Doutorado em Biologia Celular e Molecular). Faculdade de Medicina, Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2014. 161p. Aliberti J., Reis e Sousa C., Schito M., Hieny S., Wells T., Huffnagle G.B., Sher A. 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Anexo I | 79 Anexo I Manuscrito em preparação | 80 1 Toxoplasma gondii microneme proteins 1 and 4 recognize N-glycans of TLR2 2 and TLR4: the interaction triggers the initial immune response to the 3 protozoan 4 5 Aline Sardinha-Silva1, Carla Duque Lopes 1,2, Flávia Costa Mendonça-Natividade1, Camila 6 Figueiredo Pinzan1, Diego L. Costa3, Damien Jacot4, André L. V. Zorzetto-Fernandes1, Alan B. 7 Carneiro2,3, Lilian L. Nohara2, Nicholas Gay5, Alan Sher3, Dominique Soldati-Favre4, Dragana 8 Jankovic3, Igor C. Almeida2, Maria Cristina Roque Barreira1 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 1 Departamento de Biologia Celular e Molecular e Bioagentes Patogênicos, Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, 14040130 , Ribeirão Preto, SP, Brasil 2 Border Biomedical Research Center (BBRC), Department of Biological Sciences, University of Texas at El Paso (UTEP), 500W. University Ave. El Paso, TX 79968-0519, USA 3 Immunobiology Section, Laboratory of Parasitic Diseases, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Bethesda, MD 20892, USA 4 Department of Microbiology and Molecular Medicine, CMU, University of Geneva, 1 rue Michel-Servet, 1211 Geneva 4, Switzerland 5 Department of Biochemistry, Cambridge University, 80 Tennis Court Road Cambridge CB2 1GA, United Kingdom 21 22 Key words – Toxoplasma gondii, microneme proteins, Toll-like receptors, TLR2, TLR4, 23 carbohydrate recognition 24 25 Corresponding author. Dr Maria Cristina Roque Barreira, Tel: +55-16-3602-3066, E-mail: 26 [email protected] 27 28 29 30 31 32 Manuscrito em preparação | 81 33 ABSTRACT 34 Toxoplasma gondii infects host cells through an active process, which requires the 35 release of lectins, named microneme proteins (MIC) from intracellular organelles. TgMIC1, 36 TgMIC4 and TgMIC6 form a complex on T. gondii surface that allows the parasite’s adhesion 37 in the host cell, via carbohydrate recognition since TgMIC1 binds to terminal sialic acid and 38 TgMIC4 binds to terminal galactose. Our aim was to evaluate the protein-carbohydrate 39 interaction between TgMIC1/TgMIC4 with N-glycans of extracellular TLRs, and the role of 40 these proteins during T. gondii initial infection. We observed that TgMIC1 and TgMIC4 induce 41 proinflammatory cytokine production, especially IL-12, by dendritic cells and macrophages 42 from C57BL/6 mice. The secretion of these cytokines was induced in similar levels to those 43 triggered by TLRs agonists, whereas when we used MyD88, TRIF, TLR2, TLR4 or double 44 knockout (DKO TLR2/TLR4) macrophages, the microneme proteins 1 and 4 induced production 45 of lower levels of IL-12 compared to those of wild type cells. We did not observe difference 46 when we stimulated DKO TLR11/TLR12 macrophages. Furthermore, we found that this 47 activation was dependent on carbohydrate recognition, since two pontual mutations on the 48 carbohydrate recognition domain (CRD) of TgMIC1, and one mutation on TgMIC4 CRD 49 impaired the ability of these lectins to induce IL-12 production by wild type dendritic cells and 50 macrophages. We found that during the first hours of T. gondii infection, the concomitant 51 absence of TLR2 and TLR4 resulted in lower IL-12 production by dendritic cells, whereas the 52 lack of TLR11 and TLR12 did not affect the secretion of this cytokine. Moreover, infection of 53 wild type dendritic cells and macrophages with TgMIC1 or double knockout parasites (DKO 54 TgMIC1/TgMIC4) resulted in impaired cellular activation even after 48 hours, since IL-12 55 production was lower compared with wild type parasites infection. Finally, during in vivo 56 infection TgMIC1 proved to be important for inducing systemic IL-12 in the first 6 hours of 57 infection. Once we observed decreased IL-12 levels during the initial phase of the infection, we 58 concluded that TgMIC1 and TgMIC4 trigger the initial immune response to T. gondii, based on 59 TLR2 and TLR4 N-glycans recognition. Together, these results indicate that interactions 60 established between microneme proteins and TLRs result in the host cell activation, and play a 61 key role on the parasite infection. 62 63 64 65 Manuscrito em preparação | 82 66 AUTHOR SUMMARY 67 One of the first steps of the T. gondii invasion is the discharge of microneme proteins 68 (MICs) which adhere the parasite onto the host cell surface. MICs are released by T. gondii in a 69 complex formed mainly by TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6. TgMIC1 and TgMIC4 recognize 70 sugars expressed by host cell. TgMIC1 binds to sialic acid, whereas TgMIC4 recognizes glycans 71 terminated in galactose. Besides, TgMIC1/4/6 complex elicits an immune response against the 72 parasite, through unknown mechanisms. Here, we found that TgMIC1 and TgMIC4 act as 73 agonists of Toll-like receptors (TLR) 2 and 4; they bind to both heterodimers of TLR2: TLR2/1 74 and TLR2/6, with the involvement of accessory proteins, CD14 and CD36. A more detailed 75 study on the interaction established with TLR2 showed that TgMICs bind to the sugar moieties 76 of this receptor; more precisely, TgMIC1 binds to the second, third and fourth sugar chains of 77 TLR2, whereas TgMIC4 binds only to the third sugar chain. We also verified that both 78 microneme proteins stimulated phagocytes to produce proinflammatory cytokines, in a manner 79 that depends on the TLR2 or TLR4 expression on the cells surface. Then we supposed that 80 TgMIC1 and TgMIC4 could be responsible by the known IL-12 production that follows the 81 infection of phagocytes with T. gondii. Indeed, when we infected phagocytes with parasites that 82 were TgMIC1- or TgMIC4-genetically deficient the IL-12 production was significantly inhibited 83 in the early phase of infection. Taken together our results reveal a novel role of TgMIC1 and 84 TgMIC4: they bind to TLRs, activate phagocytes and trigger innate immunity response. These 85 events are relevant in the initial phases of T. gondii infection. 86 87 INTRODUCTION 88 Toxoplasma gondii belongs to the phylum Apicomplexa, which includes important 89 pathogens of humans and animals. The invasion of host cells by parasites of this phylum is an 90 active process that relies on the actomyosin system (glideosome) and the sequential secretion of 91 proteins from two specialized apical organelles - microneme and rhoptries [1]. T. gondii 92 discharges microneme proteins (TgMICs) onto the surface of the host cell [2, 3] that interact 93 tightly with membrane receptors from host cell and initiate the invasion cell [2]. Among the 94 secreted MICs, T. gondii microneme protein 1 (TgMIC1), TgMIC4, and TgMIC6 form a 95 complex that exerts a critical role in the invasion of host cells [4, 5], contributing to the 96 virulence of the parasite [6, 7]. Immunization with the subcomplex Lac+, consisting of TgMIC1 97 and TgMIC4, protects against infection by T. gondii [8]. However, the way that TgMICs interact 98 and activate a protective immune response remains unclear. Manuscrito em preparação | 83 99 The innate immunity is conserved among vertebrates and has among its components the 100 pattern recognition receptors (PRRs), which recognize pathogen-associated molecular patterns 101 (PAMPs), and related signal transducers. Toll-like receptors (TLRs) are the best characterized 102 PRRs [9, 10] and they signal using a pathway that depends on the adaptor protein MyD88. The 103 susceptibility of MyD88-knockout mice to infection by T. gondii suggested that TLRs 104 participate in recognition of the parasite [11, 12]. Nonetheless, little is known about T. gondii 105 ligands for TLRs. It was demonstrated that a profilin-like component of the parasite (TgPRF) is 106 recognized by murine TLR11 [13] and TLR12 [14, 15], and human TLR5, a member 107 evolutionarily 108 Glycosylphosphatidylinositol (GPI) anchors derived from T. gondii were shown to activate 109 TLR2 and TLR4 [17]. In addition, parasite RNA and DNA are ligands for TLR7 and TLR9, 110 respectively [15]. TLR2 has attracted particular interest because it recognizes several distinct 111 lipid ligands and forms active heterodimers with TLR1 and TLR6 [18]. The accessory protein 112 CD14, a GPI-anchored protein, and the class B scavenger receptor CD36 enhance TLR2 113 signaling [19, 20, 21]. A direct interaction of the components of T. gondii with TLR2 114 heterodimers or accessory protein has not yet been reported. closer of the TLR gene family to mouse TLR11 [16]. 115 Several studies have shown that efficient invasion by T. gondii depends on carbohydrate 116 recognition [22, 23, 24]. Interestingly both TgMIC1 and TgMIC4 have lectin domains [25, 4, 7, 117 29] and the binding of TgMIC1 to sialylated oligosaccharides is biologically relevant because 118 the presence of soluble sialic acid reduces the efficiency of T. gondii invasion by 90% [7, 26]. 119 There is evidence that TLR1, TLR2, TLR6, and TLR4 are glycoproteins. The expression 120 and function of receptors require glycosylation of the mature TLR2 and TLR4 proteins [27, 28]. 121 All the nine N-glycosylation sites of the TLR4 molecule are highly conserved among species, 122 suggesting that N-glycans are biologically important to this receptor. Although only one of four 123 glycosylation sites are conserved in TLR2, the heterodimers comprising TLR1 and TLR6 124 conserve two of six and five of nine glycosylation sites, respectively [27]. 125 Here, we used recombinant forms of the microneme proteins TgMIC1 and TgMIC4 to 126 demonstrate their ability to activate TLR2 and TLR4. We focused on investigating the activation 127 of TLR2, to verify whether its heterodimeric forms TLR2/1 and TLR2/6 amplify the cellular 128 response to TgMIC1 and TgMIC4. We found that TLR2 is critical for the binding of TgMICs 129 and among the four N-glycans of TLR2, we identified that the N-glycans occupying the second, 130 third and fourth of glycosylation sites are the most probable targets for TgMIC1 recognition, 131 whereas TgMIC4 recognizes only the third N-glycan of TLR2. Furthermore, we showed that 132 TgMICs account for the early IL-12 production by macrophages infected with T. gondii. Our Manuscrito em preparação | 84 133 results reveal a new role of T. gondii microneme proteins: they are ligands for TLRs, their 134 binding is dependent on carbohydrate recognition and they are important to induce early innate 135 immune activation. 136 137 RESULTS 138 Recombinant TgMIC1 and TgMIC4 features are consistent with those of the 139 subcomplex Lac+ of the parasite. 140 Because native TgMIC1 and TgMIC4 have lectin properties, we investigated whether the 141 recombinant proteins used here reproduced the sugar binding specificity of the native proteins 142 complex, which corresponds to the Lac+ fraction purified from the soluble antigens of T. gondii. 143 The glycoarray analysis showed that (i) the subcomplex Lac+ (consisting of native TgMIC1 and 144 TgMIC4) bound to glycans with terminal α(2-3)-sialyl and β(1-4) or β(1-3)-galactose; (ii) 145 TgMIC1 bound exclusively to the α(2-3)-sialyl residue linked to β-galactosides; and (iii) 146 TgMIC4 interacted with a diverse range of oligosaccharides with terminal β(1-4) or β(1-3)- 147 galactose (Figure 1A). Therefore, the combined specificities of the individual recombinant 148 proteins correspond to the double sugar specificity of Lac+. In conclusion, the glycoarray 149 analysis revealed that sugar recognition properties of recombinant TgMIC1 and TgMIC4 are 150 consistent with those of the subcomplex Lac+ of the parasite. 151 On the basis of the selectivity of sugar recognition by TgMIC1 and TgMIC4 reported by 152 us and others [7, 25, 26], we wondered whether three commercially available oligosaccharides 153 (lacto-N-biose, β(1-3)-galactosyl-N-acetylgalactosamine, and α(2-3) sialyllactose) could inhibit 154 the binding of microneme proteins to the glycoproteins, fetuin and asialofetuin (Figure 1B). 155 156 TgMIC1 and TgMIC4 trigger the activation of dendritic cells and macrophages 157 Because we have previously demonstrated that the subcomplex Lac+ isolated from the 158 soluble antigens of T. gondii stimulated murine spleen cells to produce proinflammatory 159 cytokines [8], we sought to determine whether the recombinant proteins TgMIC1 and TgMIC4 160 could retain this activity and exert similar effect on bone marrow-derived dendritic cells 161 (BMDCs) and bone marrow-derived macrophages (BMDMs). BMDCs (Figures 2A-D) and 162 BMDMs (Figures 2E-H) produced IL-12 (Figure 3A and 3E), TNF-α (Figures 3B and F), IL-6 163 (Figures 3C and G) and IL-10 (Figures 3D and 3H) in response to stimulation with TgMIC1 or 164 TgMIC4. The measured levels were similar to those recorded for known agonists of TLRs, such 165 as Pam3CSK4 (P3C) and LPS. We concluded that recombinant TgMIC1 and TgMIC4 exert 166 proinflammatory activity consistent with that of the subcomplex Lac+ of the parasite. Manuscrito em preparação | 85 167 The activation of dendritic cells and macrophages by TgMIC1 and TgMIC4 depends on 168 interaction with TLR2 and TLR4, and not on TLR11 or TLR12 169 To investigate the potential mechanisms through which the microneme proteins induce 170 innate immune cells to produce cytokines, we evaluated whether TgMIC1 or TgMIC4 could 171 interact with TLRs expressed on cells surface. We used wild type or TLRs knockout BMDMs, 172 and HEK293A cells transfected with pairs of TLRs (TLR2/1 or TLR2/6) or with TLR4, as well 173 as with the co-receptors CD14, CD36 and MD2. We detected cell activation by measuring the 174 concentration of IL-12 or IL-8 in the cells supernatant, which revealed that both TgMIC1 and 175 TgMIC4 are able to induce macrophage (Figures 3A-F) and HEK cells (Figures 3G-I) activation 176 in a dependent manner of TLR2 and TLR4, but not TLR11 and TLR12. The activation levels 177 determined by the optimum concentrations of microneme proteins (around 200 nM for TgMIC1 178 and 160 nM for TgMIC4) were similar to those obtained with the positive controls, i.e., the 179 agonists P3C (TLR2/1), FSL (TLR2/6), and LPS (TLR4), and were significantly different from 180 the result provided by the negative control (medium). 181 To confirm in a more natural system the primary role played by TLR2 and TLR4 in the 182 cell activation triggered by microneme proteins, which was verified in transfected HEK293T 183 cells, we compared the IL-12 production by BMDMs from wild-type mice in response to 184 TgMIC1 or TgMIC4 with the responses of BMDMs from mice that were knocked out of TLR2, 185 TLR4, TLR2 and TLR4 (DKO), and MyD88. We detected lower, but still significant, levels of 186 IL-12 production by BMDMs from MyD88KO (Figure 3A), TRIFKO (Figure 3B), TLR2KO 187 (Figure 3C) and TLR4KO (Figure 3D) mice. In contrast, BMDMs from DKO mice did not 188 produce IL-12 in response to TgMIC1 or TgMIC4 (Figure 3E). These results confirm that TLR2 189 and TLR4 are both relevant for the macrophage activation induced by TgMIC1 and TgMIC4. 190 The cytokine residual production verified in macrophages from TLR2KO or MyD88KO may 191 result from the activation of TLR4 (Figure 3A and 3C), and vice-versa, i.e. the residual IL-12 192 levels produced by macrophages from TLR4KO mice may result from TLR2 activation. The 193 finding that microneme proteins-stimulated macrophages from DKO mice did not produce IL-12 194 suggests that cell activation triggered by TgMIC1 or TgMIC4 does not require the participation 195 of other innate immunity receptors beyond TLR2 and TLR4. 196 Nonetheless, once TLR11 and TLR12 were previously reported as accounting for the IL- 197 12 production by macrophages infected with T. gondii or stimulated with the parasite component 198 profilin, the involvement of both receptors in the response to TgMIC1 or TgMIC4 was 199 investigated. Similar levels of IL-12 were produced by BMDMs from wild-type and double- Manuscrito em preparação | 86 200 knocked out mice for TLR11 and TLR12 (Figure 3F), indicating that cell activation triggered by 201 TgMIC1 or TgMIC4 does not depend on these receptors. 202 203 Recognition of TLR2 and TLR4 N-glycans accounts for the TgMIC1- or TgMIC4- 204 triggered cell activation 205 Since TgMIC1 and TgMIC4 have carbohydrate recognition domains (CRD) 4, 7, 28, 29 206 and TLR2 and TLR4 are a glycoproteins with four and eight N-glycans linked to its ectodomain, 207 respectively 27 , we hypothesized that these structures interact to trigger cell activation. We 208 tested this hypothesis using wild type BMDCs and BMDMs, or HEK293T cells transfected with 209 TLR2 mutants for N-glycosylation sites and we checked the production of IL-8 as readout for 210 TLR2 activation. The obtained results are shown in Figure 4. We confirmed that cells 211 transfected with the fully N-glycosylated ectodomain of TLR2 (WT) responded to both stimuli, 212 TgMIC1 or TgMIC4. In addition, cells lacking only the first N-glycan (mutant ∆-1) also 213 responded to all assayed stimuli. In contrast, cells expressing unglycosylated TLR2 (mutant ∆- 214 1,2,3,4) were not responsive to any of the assayed stimuli, which include the control agonist 215 FSL-1. This finding is consistent with the previous report that this mutant is not secreted by 216 HEK293T cells and justifies their exclusion of the further analysis performed herein. Under 217 stimulus of TgMIC1, the IL-8 secretion was significantly reduced in cells transfected with five 218 different TLR2 mutants, lacking the second, third and fourth N-glycans. Under TgMIC4 219 stimulus, the IL-8 production was significantly reduced in cells transfected with the mutants 220 lacking the third N-glycan. Taken together, our results indicate that TLR2 N-glycans are 221 essential targets for the microneme proteins. Among TLR2 N-glycans, the second, the third and 222 the fourth are probably targeted by the TgMIC1 CRD, while the third is likely targeted by 223 TgMIC4 CRD. 224 225 TgMIC1 and TgMIC4 contribute to the early IL-12 production that follows T. gondii- 226 infection of dendritic cells and macrophages 227 Since macrophages are induced to produce IL-12 in both conditions, T. gondii infection 228 and stimulation with TgMICs, we investigated whether infected BMDMs with T. gondii lacking 229 TgMIC1 or TgMIC4 had the IL-12 secretion affected. By comparing the time-course infection 230 of BMDMs by integral parasites or parasites lacking TgMIC1, TgMIC4 or both (double 231 knockout), in terms of IL-12 levels detected in the cells supernatants, we found that the absence 232 of the either microneme proteins diminished the initial production of IL-12 (at 6, 12 and 24 233 hours p.i.) by the macrophages (Figure 6). In later time points of infection, (at 24 and 48 hours), Manuscrito em preparação | 87 234 the cytokine production by BMDMs was similar among cells expressing or not microneme 235 proteins, maybe it is due to other T. gondii components, such as profilin (TgPRF), which was 236 reported to induce IL-12 secretion via TLR11 and TLR12 activation [11, 13,14]. Taken together, 237 our results suggest that TgMICs are important in the early stimulation of macrophages to 238 produce IL-12, a cytokine that is essential to drive the immune response toward a protective 239 axis. 240 241 DISCUSSION 242 We found that the T. gondii micronemal proteins TgMIC1 and TgMIC4 activate TLR2 243 and trigger innate immunity responses. We also determined that TgMIC1 and TgMIC4 interact 244 with TLR4, but we did not investigate this interaction extensively. Our findings amplify the 245 spectrum of roles exerted by micronemal proteins during infection by T. gondii, which already 246 includes parasite motility, formation of the moving cell junction, and attachment to and invasion 247 of the host cell. 248 TgMIC1/4/6, the most often studied microneme complex, favors the invasion process 249 and increases the virulence of the parasite by attaching the CRD of TgMIC1 to sialic acid on the 250 surface of the host cells [32]. In addition, TgMIC1 recruits TgMIC4, which also plays an 251 adhesive function during invasion [4, 5], since it interacts with a variety of galactose-terminating 252 oligosaccharides [29]. Here, we confirmed these sugar recognition properties of TgMIC1 and 253 TgMIC4 constitute a novel functional feature concerning the ability of both TgMIC1 and 254 TgMIC4 to activate TLR2 and trigger strong innate responses against the parasite. 255 Previous studies have led us to infer that microneme proteins are relevant when searching 256 a way to elicit immunity against T. gondii. Our group has shown that mice immunized with 257 Lac+ fraction, a protein complex consisting of TgMIC1 and TgMIC4 that was affinity-isolated 258 from the parasite protects against T. gondii during the acute phase of infection [8]. More 259 recently, we have verified that the recombinant forms of TgMIC1 and/or TgMIC4 also confer 260 protection against experimental toxoplasmosis (unpublished data). Other authors have attributed 261 similar protective effects to TgMIC6 and TgMIC8 [33, 34]. However, the mechanisms that 262 trigger protection remain poorly understood. The present study supports the idea that activation 263 of TLRs, which subsequently triggers innate immune responses, may contribute to the protection 264 conferred by immunization with micronemal proteins. This supposition is coherent with the fact 265 that the cellular immunity developed in response to parasites, including T. gondii, depends on 266 their initial encounter with antigen-presenting cells (APCs) [11, 35]. Here we have shown that Manuscrito em preparação | 88 267 TgMIC1 and TgMIC4 stimulate macrophages and dendritic cells to produce pro-inflammatory 268 cytokines, especially IL-12. This production is critical during infection by T. gondii, because IL- 269 12 induces T and NK cells to release IFN-γ, which plays a pivotal role in host protection [11]. 270 Few molecules isolated from T. gondii can interact with APC receptors to activate the innate 271 immunity [13, 14, 15, 17]. Although, in mice model, single knockout of TLR2 [37] or TLR4 did 272 not showed the same susceptibility seen in MyD88 knockout mice [12], the direct interaction of 273 TgMIC1 and TgMIC4 with key host-cell receptors, such as TLR2 and TLR4, and the consequent 274 induction of Th1 immunity may favor significantly the defense mechanisms of other hosts 275 against T. gondii, like humans. 276 Although some TLRs can be stimulated by T. gondii components, neither isolated TLR 277 absence has provides the susceptibility phenotype found in MyD88 knockout mice [11, 12, 13, 278 14, 15, 17, 37, 38]. In very early steps of our study we verified that the TgMIC1- and TgMIC4- 279 stimulated production of pro-inflammatory cytokines strongly depends on MyD88, a fact that 280 has motivated us to investigate the microneme proteins interactions with individual TLRs. 281 Very few components of T. gondii interact with TLRs. Glycosylphosphatidylinositol 282 (GPI)- anchored proteins, which abounds in the tachyzoite plasma membranes of T. gondii as 283 well as in other parasites such as Trypanosoma cruzi and Plasmodium falciparum, are agonists 284 of TLR2 and TLR4 [11, 14, 15, 17, 39, 40]. In addition, T. gondii profilin-like protein (TgPRF), 285 a regulator of actin polymerization, binds to TLR11 [13] and TLR12 [14, 15], probably working 286 as heterodimers [15]. Because humans lack functional tlr11 and tlr12 genes, the production of 287 high levels of pro-inflammatory cytokines during the first steps of infection by T. gondii, 288 suggests that other receptors and ligands can trigger such production. One possibility is the 289 activation of nucleic acid-sensing Toll-like receptors, as proposed by Andrade et al (2013). We 290 postulate that the interaction of TgMIC1 and TgMIC4 with TLR2 and TLR4 provides an 291 important mechanism that induces the generation of IL-12 during infection by T. gondii. Akin 292 to cells from MyD88-knockout mice, macrophages from TLR2- knockout mice produce lower 293 levels of pro-inflammatory cytokines in response to stimulus with TgMIC1 or TgMIC4. This 294 indicates that TgMIC1 and TgMIC4, which are early secreted by T. gondii during the invasion 295 process, induce pro-inflammatory cytokines by innate immune cells through a mechanism that 296 depends, at least in part, on the activation of TLR2 and TLR4. 297 TLR2, which was our main focus, acts as a heterodimer; which can result from 298 interaction with either TLR1 or TLR6 [18, 41]. Preferably, microbial ligands bind to only one 299 form of TLR2 heterodimer [42, 43]. Unpredictably, we demonstrated that TgMIC1 and 300 TgMIC4, in nanomolar concentrations, can stimulate both TLR2/1 and TLR2/6 heterodimers; Manuscrito em preparação | 89 301 we also found that TgMIC1 and TgMIC4 stimulate TLR4. It is worth pointing out that our 302 TLR4-activation assays with recombinant TgMIC1 or TgMIC4 were done in the presence of the 303 LPS inactivator, polymyxin B, to avoid any misinterpretation due to potential contamination 304 with E. coli LPS. The unusual activation of TLR4 by TgMIC1 and TgMIC4 may create an 305 efficient cooperation among different TLRs during infection by T. gondii, which would enhance 306 the immune host response. 307 As well established for TLR4 [44, 45], the TLR2 complex formed on the surface of the 308 cell includes the accessory proteins CD14 [46, 47] and CD36 [30, 21]. The approximation of 309 CD14 and CD36 to TLR2 depends on the presence of ligands. The CD14 ligand concentrates 310 into microdomains with TLR4 and TLR2 [48, 49, 50, 51] and allows the recruitment of ligands 311 to the proximity of TLR and the transference of the ligand cargo to the receptors [46]. We found 312 that CD14 is also important, albeit not essential, for the activation of TLR2/1 or TLR2/6 in 313 response to stimulus with TgMIC1 or TgMIC4. On the other hand, CD36 appears to be 314 specifically involved in TLR2/6- but not in TLR2/1-mediated responses. These results are 315 consistent with previous studies using bacterial TLR2 agonists, that found that diacylated 316 lipoproteins like LTA and FSL-1 require the presence of CD14 and CD36 to activate the innate 317 immunity response, whereas the triacylated lipopeptide, P3C, requires the presence of CD14, 318 TLR2, and TLR1, but not of CD36 [17, 21]. 319 The interaction of TLRs with specific ligands induces the initiation of signaling 320 pathways, which in turn activate the transcription factor NFκB and recruit MAP kinases such as 321 p38, c-Jun N-terminal kinases (JNK), and ERK1/2, which eventually activate the transcription 322 factor AP-1 [52]. The activation of transcription factors promotes several physiological changes, 323 including the production of pro-inflammatory cytokines. Contrary to our expectations, in the 324 absence of both accessory proteins CD14 and CD36, TLR2/1-transfected HEK293A cells 325 respond distinctly to stimulus with either TgMIC1 or TgMIC4, as attested by examining the six 326 fold higher activation of NF B and decreased production of IL-8. This divergence can be due to 327 distinct abilities of each member of the TLR complex to stimulate more than one signaling 328 pathway. The specific contribution of each component of the TLR2 complex (or other TLRs) to 329 the final activation of several signaling pathways is unknown. Nonetheless, the relevance of the 330 component to signaling can be inferred from previous reports. The presence of CD14 can alter 331 the TLR4- mediated signaling pathway [31]. CD36 participates in cellular events that trigger the 332 recruitment of kinases from the MAPK family [30, 53]. JNK activation contributes exclusively 333 to the expression of TLR1. Hence, the participation of certain members of the TLR complex 334 may drive the involvement of different signaling pathways, consequently optimizing the Manuscrito em preparação | 90 335 activation of TLR. The complex signaling mechanisms that account for the activation of TLR 336 deserves further investigation. 337 In its infection strategy, T. gondii uses carbohydrate-binding proteins to facilitate host 338 cell invasion [6, 7, 26]. TgMIC1 and TgMIC4 bind to sialic acid and galactose, respectively [25, 339 4, 7, 26]. We showed that α2-3 sialyllactosamine and β-1-4 or β-1-3-galactose inhibit the 340 binding of TgMIC1 and TgMIC4 to the surface of the macrophage by almost 50%. The 341 molecular structure of TgMIC1 contains two adhesion sites, denominated MAR (micronemal 342 adhesive repeat region), which are responsible for binding to sialic acid-terminated glycans [7]. 343 The activation of TLR2 triggered by TgMIC1 depends on glycosylation of the receptor, more 344 specifically, glycosylation of the second N-glycosylation site of TLR2, which is probably 345 targeted by the MAR region of TgMIC1. Although the exact structure of the glycans of TLR2 346 has not been determined yet, we can predict that the second N-glycan contains sialylated 347 residues. The crystal structure of the TLR1/2 ectodomain bound to the triacylated peptide, 348 PAM3CSK4, revealed the molecular mechanism by which this interaction activates signaling 349 [55]. Two acyl chains of the ligand insert into the hydrophobic core of the TLR2 ectodomain 350 horseshoe-shaped solenoid and the third chain binds to a hydrophobic groove on the surface of 351 TLR1. This promotes the formation of an extensive area of protein-protein interaction between 352 the ectodomains of TLR1 and -2, estabilizing the characteristic M-shaped heterodimer. The 353 proteins used in this structural analysis were produced in insect cells, so they do not have native 354 N-glycans. Nevertheless, a residual N-deoxy-glucose residue is present in the structure, at 355 glycosylation site 2. This chain is not close to the dimerization interface and projects out of the 356 solenoid structure. Binding of TgMIC1 to this glycan could stabilize the protein dimerization 357 interface in the absence of the lipid ligand, activating the receptor heterodimer. 358 In contrast to TgMIC1, the TgMIC4-stimulated activation of TLR2 does not depend on 359 the recognition of the receptor N-glycans. This feature of TgMIC4 also contrasts with its 360 adhesive function, associated with its galactose-binding property [29]. Failure in the 361 carbohydrate-recognition domain of the recombinant TgMIC4 used here could account for the 362 unexpected observation. However, the glycoarray analysis clearly demonstrated that the 363 recombinant TgMIC4 recognizes N-glycans that coincide with a set of carbohydrates that bind 364 the native complex protein Lac+. This shows that the recombinant protein is functionally closed 365 to TgMIC4 secreted by the parasite. Marchand et al. (2012) described similar carbohydrate 366 specificity for TgMIC4. 367 The Gal/GalNAc lectin of the surface of the protozoan Entamoeba histolytica can 368 activate TLRs, making a upregulation of TLR2 expression in murine macrophages, activation of Manuscrito em preparação | 91 369 NFκB and generation of pro-inflammatory cytokines, such as TNF-α and IL-12 [56]. The 370 antibodies specific to the cysteine-rich region of this lectin encompass its CRD [57] and inhibit 371 the expression of TLR2- mRNA stimulated by the Gal/GalNAc lectin, an indirect evidence that 372 the lectin property of Gal/GalNAc determines its pro-inflammatory effect [56]. The recombinant 373 CRD of the amoebic Gal/GalNAc lectin activates TLR2 and TLR4 of human colonic cells, 374 reinforcing this assumption [58]. The functional analogies between the micronemal proteins of 375 T. gondii and the Gal/GalNAc lectin of E. histolytica suggest that activation of innate immunity 376 by protozoan carbohydrate-binding proteins may be more universally shared than previously 377 supposed. 378 Here, we have demonstrated that when TgMIC1 and TgMIC4 act as TLR2- and TLR4- 379 ligands, they acquire functions that can coincide with those exerted by microbial agonists, 380 named PAMPs [21, 17, 46, 47]. Besides activating the pro-inflammatory signaling, recognition 381 of PAMPs by TLRs may also uptake the whole microbe [59]. Even if the nature of the receptor 382 interacting with TgMIC1 is still unknown, the importance of this microneme protein for 383 invasion by T. gondii is clear [60, 7, 26]. On the basis of our results, we speculate that 384 TgMIC1/4 interacts with TLRs to enhance the penetration of T. gondii as well as efficient 385 endocytosis/phagocytosis mechanisms of the parasite. The internalization of TLR-TgMIC1/4 386 makes the plasma membrane permissive, allowing T. gondii to enter the host cell. The conserved 387 structure of TLR2 from mammals to birds [27] makes TLR2 an efficient facilitator of parasite 388 entry into cells of a wide range of species and partially explains the promiscuity of cell invasion 389 by T. gondii. 390 In summary, our data evidence a new function of TgMIC1 and TgMIC4: their ability to 391 activate the host innate immunity via interaction with key host-cell receptors, especially TLR2. 392 TgMIC1 interacts with TLR2 via a mechanism that depends on carbohydrate recognition. The 393 interactions established by either TgMIC1 or TgMIC4 trigger the production of pro- 394 inflammatory cytokines, which can culminate in the protective immunity against infection by T. 395 gondii upon administration of TgMIC1 or TgMIC4 to mice. Indeed, binding of adequate ligands 396 to TLR induces innate immunity and mediates the antimicrobial adaptive response [61]. 397 We have made progress toward understanding the way through which T. gondii interacts 398 with host defense. Despite the intense investigations in the field, we are only starting to answer 399 fundamental questions on this subject. It is clear that during infection by T. gondii the parasite 400 uses complex strategies to modulate the host immune response and facilitate its own survival, 401 whereas host cells elaborate diverse mechanisms to eliminate the pathogen. By reporting this 402 new role of micronemal proteins in innate immunity, we reinforce the well-established idea that Manuscrito em preparação | 92 403 host-parasite relationship is based on interplays between defense mechanisms of the host and 404 survival strategies of the parasite. The understanding of this relationship is crucial to implement 405 new vaccines and drugs to prevent and treat this protozoan disease. Our results may contribute 406 to the design of a vaccine and/or immunotherapy against toxoplasmosis, besides open 407 perspectives on the mechanisms through which infection by T. gondii operates. 408 409 MATERIAL and METHODS 410 Reagents 411 Synthetic triacylated protein P3C (Pam3CSK4) (used as agonist for TLR2/1), the 412 ultrapure LPS for E. coli K12 (used as agonist for TLR4), and synthetic diacylated protein 413 derived from Mycoplasma salivarium (FSL-1) (used as agonist for TLR2/6) were obtained from 414 InvivoGen (San Diego, CA). The TLR2/6 agonist (Malp-2), isolated from Mycoplasma 415 fermentans, was purchased from Enzo Life Sciences (Exeter, UK). Polymyxin B sulfate was 416 purchase from Sigma (St. Louis, MO). 417 418 Animals 419 C57BL/6 WT, TLR2-/-, CH3/HEPAS, CHe/HeJ and MyD88-/- mice were acquired from 420 the animal house of the Campus of Ribeirão Preto, University of São Paulo, Ribeirão Preto, São 421 Paulo, Brazil and housed in the Animal Facility of the Molecular and Cellular Biology 422 Department of the Faculty of Medicine of Ribeirão Preto, University of São Paulo, under 423 optimized hygienic conditions. All experiments were conducted in accordance with the ethical 424 guidelines of the Animal Studies Ethics Committee. The experimental mice were used at 7–10 425 wk of age and matched for sex and age (within 2 wk) within experiments. 426 427 Lac+ fraction 428 Lac+ fraction was obtained as previously reported 25 . Briefly, STAg was loaded in a 429 lactose column (Sigma- Aldrich) equilibrated with PBS containing 0.5M NaCl. The material 430 adsorbed to the resin and eluted with 0.1M lactose, in equilibrium buffer, was denoted Lac+ and 431 confirmed to contain TgMIC1 and TgMIC4, as previously reported. 432 433 434 Production of recombinant micronemal proteins Genes mic1 and mic4 were amplified by PCR from a cDNA library of tachyzoites of 435 ME49-PDS prepared in ZAP II (Stratagene, La Jolla, CA). This library was kindly provided 436 by Dr. Ian Manger, Department of Microbiology and Immunology, Stanford University School Manuscrito em preparação | 93 437 of Medicine, Stanford, CA). cDNAs of mic1gene was amplified by using the primers: A-MIC1 438 5´GGGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCT 439 TCGAAGGAGATAGAACCATGTCGCATTCTCATTCGCCGGCA-3´ 440 GGGGACCACTTT 441 GTACAAGAAAGCTGGGTTCAAGCAGAGACGGCCGTAGGACT-3´ whereas to mic4 gene 442 A-MIC4 443 5´GGGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTTCGAAGGAGATAGAACCATGATCAC 444 GCCTGCAGGTGATGAC-3´ 445 GGGGACCCTTTGTACAAGAAAGCTGGGTTCATTCTGTTGTCTTTCGC 446 TTCAAG- 3´. cDNA were cloned into the vector pDONRTM201 and subcloned into the vector 447 pDESTTM17 (Gateway Tecnhology, Invitrogen) by site specific-recombinant reactions. Vector 448 was transformed into electrocompetent E. coli Rosetta (DE3) and protein expression induced 449 with 1 mM isopropyl b-D-thiogalactopyranoside (IPTG) (Invitrogen). The proteins were 450 solubilized from the inclusion bodies in solution containing 8 M urea, 500 mM NaCl and 20 mM 451 Tris and refolded in Tris-buffer (100mM NaCl and 20mM Tris-HCl, pH 8.0). After refolding, 452 the hexahistidine-thioredoxin-MIC1 or MIC4 fusion protein was purified using nickel- 453 nitrolotriacetic acid HISBind resin (Sigma). The proteins were treated in polymyxin column 454 (Sigma, St.Louis, MO), concentrated and stored at -20 °C in Tris buffer. and and K-MIC4 K-MIC1 5´- 5´- 455 456 Sugar competition binding assay 457 Raw 264.7 cells were provided by Dr. Dario Simões Zamboni and cultivated in RPMI 458 1640 supplemented with 10% heat-inactivated FCS, 100 μg mL-1 penicillin, 100 μg mL-1 459 streptomycin, and 1% of an antibiotic-antimycotic solution. For the binding assay, TgMIC1 and 460 TgMIC4 (1 mg mL-1) conjugated to FITC were incubated with various concentrations of lacto- 461 N-biose, β1-3Gal-N-acetyl galactosaminyl-β1-4Gal-β1-4Glc, α2-3 sialyllactose (V-lab, Dextra, 462 LA, USA) for 1 h, at 37 °C. Raw 264.7 cells were covered with the solution contain 50 µg of 463 microneme protein and sugar for 45 min, at 37°C. The reaction was washed twice and fixed with 464 3.5% formaldehyde. Flow cytometry was conducted on CytoSoftBlue Software – Guava 465 EasyCity – (Guava Tecnologies, Millipore). 466 467 TLR complex constructs and cell expression 468 The mouse CD14, MD-2, and HA epitope-tagged Toll-like receptor (TLR) constructs, 469 the β-actin Renilla luciferase construct, and the reporter ELAM-1-firefly luciferase construct 470 were kindly provided by Dr. Richard Darveau (University of Washington, Seattle, WA). The Manuscrito em preparação | 94 471 mouse CD36 construct was kindly provided by Dr. Kathryn J. Moore (Harvard Medical School, 472 Boston, MA). Mouse CD14 was cloned into the expression vector pcDNA3.1/Zeo (Invitrogen) 473 [60] and mouse MD-2 cloned into the pEFBOS vector [63, 64]. Mouse TLR1, TLR4, and TLR6 474 were cloned into a modified pDisplay vector (Invitrogen) that provides a signal peptide and an 475 amino-terminal HA tag. In the modified pDisplay vector, the myc epitope tag and the PDGFR 476 transmembrane domain were deleted [65]. Mouse TLR2 was cloned into the modified pDisplay 477 vector (Invitrogen), in which the neomycin resistance cassette was replaced with a Zeocin™ 478 resistance cassette (Life Technologies) [62]. For the ELAM-1-firefly luciferase construct, the E- 479 selectin promoter containing a NFκB binding site was cloned upstream of the firefly luciferase 480 reporter gene in the pGL2-basic plasmid (Promega) [66]. For the β-actin Renila luciferase 481 construct, the β-actin promoter was cloned upstream of the Renilla luciferase gene in the pRL 482 null plasmid (Promega) [67]. Mouse CD36 was cloned into pcDNA3.1/hygro (Invitrogen) [68]. 483 484 Human TLR2 Mutant plasmids 485 The human TLR2 mutant plasmids were provided by Dr. Nicholas Gay. The constructs 486 were generated as shown in [27]. HEK293 cells were plated at 3.5 × 105 cells per mL in 96- 487 well plates (3.5 × 104 cells per well) on the day before transfection. The cells were transfected 488 using Lipofectamine (Invitrogen) with 60 ng of a NFκB reporter plasmid (NFκBLuc) and 0.5 ng 489 Renilla luciferase plasmid, together with 60 ng of each gene of single and multiple glycosylation 490 mutants and TLR2WT genes [27]. Twenty-four hours after transfection, cells were stimulated 491 overnight with Malp-2 (Enzo Life Science) and the luciferase activity was measured using a 492 Dual-Luciferase reporter assay system (Promega) according to the manufacturer’s instructions 493 or analyzed by IL-8 ELISA assay. 494 495 Peritoneal macrophages 496 Peritoneal macrophages were obtained from mice peritoneal cavity elicited with 3% 497 thioglicollate. The peritoneal fluid was removed from TLR2-/-, MyD88-/-, and WT mice in 5 mL 498 phosphate buffered saline solution (PBS). Cells were plated in a 24-well plate for 30 min. The 499 non-adherent cells were removed by vigorous washing with PBS. Adherent macrophages were 500 analyzed by flow cytometry using antibody F4/80 stained with PE (Bioscience), providing more 501 than 80% positive cells. The cells (1 × 106 cells) were plated in RPMI 1640 supplemented with 502 10% heat-inactivated FCS, 100 μg mL-1 penicillin, 100 μg mL-1 streptomycin, and 1% of an 503 antibiotic-antimycotic solution (Gibco®). The peritoneal macrophages were stimulated or not 504 during indicated periods. The supernatant was analyzed by ELISA. Manuscrito em preparação | 95 505 506 Generation of Bone Marrow-derived Dendritic Cells (BMDCs) and macrophages 507 (BMDMs) 508 BMDCs were obtained as previously described by [69] with some modifications. Briefly, 509 femurs and tibias were flushed with RPMI medium, to release the bone marrow cells. The latter 510 cells were cultured in 10-mm2 culture plate in RPMI 1640 medium supplemented with 10% 511 heat-inactivated FCS, 100 μg mL-1 penicillin, 100 μg mL-1 streptomycin, 5 × 10-5 M β- 512 mercaptoethanol, 30 ng mL-1 murine granulocyte-macrophage colony-stimuling factor (GM- 513 CSF), and 10 ng mL-1 murine recombinant IL-4 (Prepotech, Rocky Hill NJ, USA). On days 3 514 and 6, supernatants were gently removed and replaced with the same volume of supplemented 515 medium. On days 7-8, non-adherent cells were removed and analyzed by flow cytometry for DC 516 phenotyping. Over 80% of the cells presented showed high expression of CD11c. The BMDCs 517 were stimulated or not, and the supernatant was analyzed by ELISA. 518 519 Toxoplasma gondii infection 520 Infection of bone marrow-derived macrophages with Toxoplasma gondii for the in vitro 521 infection: it was used tachyzoite forms of WT, TgMIC1ko and TgMIC4ko parasites, all of 522 which were from the RH strain, recovered from VERO cell cultures. Petri dishes were washed 523 with RPMI medium for the complete removal of parasites. Next, the collected material was 524 centrifuged for 5 min at 50 x g to remove cell debris. The resulting pellet was discarded and the 525 supernatant containing the parasites was then centrifuged for 10 min at 1000 x g, and re- 526 suspended in RPMI medium for counting and concentration adjustments. Bone marrow-derived 527 macrophages were dispensed in 24 wells plates at 5x105 cells/well (in RPMI medium 528 supplemented with 5% FCS), and cells were infected with 3 parasites/cell (MOI 3:1). The plate 529 was then centrifuged for 3 min at 200 x g to synchronize the contact between cells and parasites, 530 and incubated at 37° Celsius in 5% CO2 atmosphere. The supernatants were collected at 6, 12, 531 24 and 48 h after infection for quantification of IL-12p40. 532 533 Glycan array 534 The carbohydrate-binding profile of micronemal proteins was determined by the Core H, 535 Consortium for Functional Glycomics (Emory University), using a printed glycan microarray as 536 comment in [70]. Briefly, TgMIC1-Fc, TgMIC4-Fc, and Lac+-Fc in binding buffer (1% BSA, 537 150mM NaCl, 2mM CaCl2, 2mM MgCl2,, 0.05% (w/v) Tween 20 and 20mM Tris-HCl (pH 7.4) 538 were applied onto covalently printed glycan array and incubated for 1 h at room temperature, Manuscrito em preparação | 96 539 followed by incubation with Alexa Fluor 488-conjugated. Slides were scanned, and the average 540 signal intensity was calculated. The common features of glycans with stronger binding are 541 depicted in Figure 1A. The average signal intensity detected for all the glycans was calculated 542 and set as the baseline. 543 544 Cytokines assays 545 The concentration of human IL-8 and mouse IL-12, IL-6, and TNF-α in the supernatant 546 of the cultures were measured by a sandwich ELISA assay using paired cytokine specific 547 monoclonal antibodies, following the manufacturer’s instructions (OptEIA set; PharMingen). 548 549 Statistical Analysis 550 Statistical significance of the obtained results was calculated using One-way ANOVA 551 analysis followed by bonferroni post-tests. P < 0.05 values were considered significant. In vitro 552 experiments were performed in triplicate at each experiment, from cell preparations obtained at 553 least three times, to confirm the obtained results. Data were analyzed using the GraphPad Prism 554 software (GraphPad, La Jolla, CA). 555 556 557 558 559 560 561 562 563 564 565 566 567 568 569 Manuscrito em preparação | 97 570 ACKNOWLEDGEMENTS 571 This work was supported by grants from Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de 572 São Paulo (FAPESP) (2013/04088-0, 2012/12950-0 and 2008/52130-7) and National Institutes 573 Health (NIH) (grants 8G12MD007592, 2G12RR008124-16A1, and 2G12RR008124-16A1S1). 574 We thank Julio A. Siqueira and Domingos Soares de Souza Filho for expert animal care; and 575 and Dr. Richard Darveau (University of Washington) and Dr. Kathryn J. Moore (Harvard 576 Medical School) for TLR and CD36 constructs, respectively; and Dr David Smith and Dr 577 Richard Cummings at Core H, Consortium for Functional Glycomics (Emory University) for the 578 glycan array screenings, We also thank Lani P. Alcazar, Sandra Thomaz, and Patricia 579 Vendruscolo for excellent technical assistance. We are grateful to the Biomolecule Analysis 580 Core Facility (BACF) at the University of Texas at El Paso (UTEP) for the access to the 581 instrumentation used in this study. The BACF is supported by the Research Centers in Minority 582 Institutions 583 2G12RR008124-16A1S1, to the Border Biomedical Research Center (BBRC) at UTEP, from 584 the National Institutes on Minority Health and Health Disparities (NIMHD), a component of the 585 NIH. (RCMI) program, grants 8G12MD007592, 2G12RR008124-16A1, and 586 587 AUTHOR CONTRIBUTIONS 588 Conceived and designed the experiments: ASS, CDL, FCMN, CFP and MCRB. Performed the 589 experiments: ASS, CDL, FCMN, CFP, DLC, ALVZF and DJ. Analyzed the data: ASS and 590 MCRB. Contributed reagents/materials/analysis tools: NG, ICA, DJ, DSF, AS, DJ and MCRB. 591 Wrote the paper: ASS, CDL and MCRB. 592 593 594 595 596 597 598 599 600 601 602 603 Manuscrito em preparação | 98 604 REFERENCES 605 1. 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J Allergy Clin Immunol 123: 1268- 1276. 786 787 788 789 790 791 792 793 794 795 Manuscrito em preparação | 104 796 LEGENDS FOR FIGURES 797 Figure 1. Lectin activity of TgMIC1 and TgMIC4. (A) Glycoarray of TgMIC1/MIC4 native 798 subcomplex from parasite (Lac+), and recombinant forms of TgMIC1 and TgMIC4. 320 799 oligosaccharide probes were analyzed by reading their fluorescence intensities, and the 20 best 800 recognized glycans are shown above. (B) The activity and inhibition assay were performed in 801 microplates coated with glycoproteins with or without sialic acid, fetuin or asialofetuin, 802 respectively. After coating, TgMIC1 and TgMIC4 wild type (wt) or mutated (mut), pre 803 incubated with PBS or their specific sugars were added to the wells. Later, bound proteins were 804 detected through the addition of serum from T. gondii infected mice. *P < 0.05 by one-way 805 ANOVA. Gal: galactose; GalNAc: N-acetylgalactosamine; Glc: glucose; GlcNAc: N- 806 acetylglucosamine; Man: mannose; Fuc: fucose; Neu5Ac: N-acetylneuraminic acid; wt: wild 807 type protein; mut: protein with mutation in the carbohydrate recognition domain (CRD); ns: not 808 significative. 809 810 Figure 2. Microneme proteins stimulate pro-inflammatory citokyne production by 811 dendritic cells and macrophages. Bone marrow-derived dendritic cells (BMDCs) (A-D) and 812 bone marrow-derived macrophages (BMDMs) (E-H) from C57BL/6 mice, were stimulated with 813 TgMIC1 (5ug/ml) and TgMIC4 (5ug/ml) by 48 hours. LPS (500 ng/ml) was used as positive 814 control. The levels of IL-12p40, TNF-α and IL-6 were mensured by ELISA. *p<0.05 by one- 815 way ANOVA. 816 817 Figure 3. The IL-12 production induced by TgMICs is dependent on binding to toll-like 818 receptors 2 and 4. (A-F) BMDMs from WT, TLR2-/-, TLR4-/-, double knockout TLR2-/-/TLR4-/- 819 and DKO TLR11-/-/TLR12-/- mice (C57BL/6 background) were stimulated with TgMIC1 or 820 TgMIC4 (5ug/ml) by 48 hours. Pam3CSK4 (P3C) (1ug/ml) and LPS (1ug/ml) were used as 821 positive controls. IL-12p40 levels were mensured by ELISA. (G-I) Transfected HEK293T cells 822 expressing TLR2/1, TLR2/6 or TLR4 were stimulated with TgMIC1 (5ug/ml) or TgMIC4 823 (5ug/ml) for 24 hours. TLRs agonists were used as positive controls. IL-8 levels were mensured 824 by ELISA. (J) The interaction between TgMICs and TLRs was evaluated by western blot. 825 HEK293T cells transiently expressing Flag-TLR2 and Flag-TLR4 were lysed and incubated 826 with His-TgMIC1 (wt) or His-TgMIC4 (wt). His-TgMICs were subjected to Ni-affinity resin 827 pull down and analyzed for TLR2 and TLR4 binding by protein blotting with antibodies specific 828 for Flag and then His. *p<0.05 by one-way ANOVA. Manuscrito em preparação | 105 829 830 Figure 4. The cellular activation induced by TgMICs via TLRs depends on carbohydrate 831 recognition. (A) BMDMs and (B) BMDCs from C57BL/6 mice, and (C) Transfected HEK293T 832 cells expressing fully glycosylated TLR2 were stimulated with TgMIC1 (wt) and TgMIC4 (wt) 833 or mutated forms, TgMIC1 (T126A/T220A) and TgMIC4 (K469M) by 48 hours. LPS (500 834 ng/ml) and FSL-1 (100 ng/ml) were used as positive controls. IL-12p40 and IL-8 levels were 835 mensured by ELISA. (D) HEK293T cells expressing fully glycosylated TLR2 (with 4 N- 836 glycans, WT) or glycosylation mutants of TLR2 (∆-1; ∆-4; ∆-1,2; ∆-3,4; ∆-2,4; ∆-1,2,3; ∆- 837 1,2,3,4) were stimulated with TgMIC1 or TgMIC4. FSL-1 was used as positive control. IL-8 838 levels were mensured by ELISA. Statistical analysis compared fully glycosylated TLR2 (WT) 839 and TLR2 mutants for the N-glycosylation sites for the same stimuli. *p<0.05 by one-way 840 ANOVA. 841 842 Figure 5. Initial production of IL-12 by dendritic cells during T. gondii infection depends 843 on TLR2 and TLR4. BMDCs from WT, MyD88-/-, DKO TLR2-/-/TLR4-/- and DKO TLR11-/- 844 /TLR12-/- (C57BL/6 background) were infected with wt T. gondii (RH strain, MOI 3). LPS (500 845 ng/ml) and STAg (10 ug/ml) (soluble T. gondii antigen) were used as positive controls. Cell 846 culture supernatants were collected after 6, 12, 24 and 48 hours and IL-12p40 production was 847 analyzed by ELISA. *P < 0.05 by one-way ANOVA. 848 849 Figure 6. TgMIC1 is important to induce the initial production of IL-12 during in vitro 850 infection with T. gondii. BMDCs (A-C) and BMDMs (D-F) from C57BL/6 mice were infected 851 with WT, TgMIC1-/-, TgMIC4-/- or DKO (TgMIC1-/-/TgMIC4-/-) T. gondii (RH strain, MOI 3:1). 852 LPS (500 ng/ml) and STAg (10 ug/ml) (soluble T. gondii antigen) were used as positive 853 controls. Cell culture supernatants were collected after 6, 12, 24 and 48 hours and IL-12 854 production was analyzed by ELISA. *P < 0.05 by one-way ANOVA. 855 856 857 858 859 860 861 Manuscrito em preparação | 106 862 FIGURES 863 864 865 Figure 1. Lectin activity of TgMIC1 and TgMIC4. 866 867 868 869 870 871 Figure 2. Microneme proteins stimulate pro-inflammatory citokyne production by 872 dendritic cells and macrophages. 873 874 Manuscrito em preparação | 107 875 876 877 Figure 3. The IL-12 production induced by TgMICs is dependent on binding to toll-like 878 receptors 2 and 4. 879 880 Manuscrito em preparação | 108 881 882 Figure 4. The cellular activation induced by TgMICs via TLRs depends on carbohydrate 883 recognition. 884 885 886 887 888 Figure 5. Initial production of IL-12 by dendritic cells during T. gondii infection depends 889 on TLR2 and TLR4. 890 891 892 Manuscrito em preparação | 109 893 894 895 Figure 6. TgMIC1 is important to induce the initial production of IL-12 during in vitro 896 infection with T. gondii. 897 898 899 900 901 902 Anexo II | 110 Anexo II RESEARCH ARTICLE Vaccination with Recombinant Microneme Proteins Confers Protection against Experimental Toxoplasmosis in Mice Camila Figueiredo Pinzan1, Aline Sardinha-Silva1, Fausto Almeida1, Livia Lai2, Carla Duque Lopes1, Elaine Vicente Lourenço3, Ademilson Panunto-Castelo4, Stephen Matthews2, Maria Cristina Roque-Barreira1* 1 Department of Cell and Molecular Biology, Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo, Ribeirão Preto, São Paulo, Brazil, 2 Division of Molecular Biosciences, Imperial College London, South Kensington Campus, London, SW7 2AZ, United Kingdom, 3 Department of Medicine, Division of Rheumatology, University of California Los Angeles, Los Angeles, California, 90095–1670, United States of America, 4 Department of Biology, School of Philosophy, Sciences and Literature of Ribeirão Preto, University of Sao Paulo, Ribeirão Preto, São Paulo, Brazil * [email protected] OPEN ACCESS Citation: Pinzan CF, Sardinha-Silva A, Almeida F, Lai L, Lopes CD, Lourenço EV, et al. (2015) Vaccination with Recombinant Microneme Proteins Confers Protection against Experimental Toxoplasmosis in Mice. PLoS ONE 10(11): e0143087. doi:10.1371/ journal.pone.0143087 Editor: Takafumi Tsuboi, Ehime University, JAPAN Received: June 17, 2015 Accepted: October 4, 2015 Published: November 17, 2015 Copyright: © 2015 Pinzan et al. This is an open access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution License, which permits unrestricted use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original author and source are credited. Data Availability Statement: All relevant data are within the paper. Funding: This work was funded by Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo FAPESP (grant number: 05/50460-1) (www.fapesp. br), by Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (grant number: 154963/ 2006-2). The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. Abstract Toxoplasmosis, a zoonotic disease caused by Toxoplasma gondii, is an important public health problem and veterinary concern. Although there is no vaccine for human toxoplasmosis, many attempts have been made to develop one. Promising vaccine candidates utilize proteins, or their genes, from microneme organelle of T. gondii that are involved in the initial stages of host cell invasion by the parasite. In the present study, we used different recombinant microneme proteins (TgMIC1, TgMIC4, or TgMIC6) or combinations of these proteins (TgMIC1-4 and TgMIC1-4-6) to evaluate the immune response and protection against experimental toxoplasmosis in C57BL/6 mice. Vaccination with recombinant TgMIC1, TgMIC4, or TgMIC6 alone conferred partial protection, as demonstrated by reduced brain cyst burden and mortality rates after challenge. Immunization with TgMIC1-4 or TgMIC1-4-6 vaccines provided the most effective protection, since 70% and 80% of mice, respectively, survived to the acute phase of infection. In addition, these vaccinated mice, in comparison to non-vaccinated ones, showed reduced parasite burden by 59% and 68%, respectively. The protective effect was related to the cellular and humoral immune responses induced by vaccination and included the release of Th1 cytokines IFN-γ and IL12, antigen-stimulated spleen cell proliferation, and production of antigen-specific serum antibodies. Our results demonstrate that microneme proteins are potential vaccines against T. gondii, since their inoculation prevents or decreases the deleterious effects of the infection. Competing Interests: The authors have declared that no competing interests exist. PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 1 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Introduction T. gondii is an obligate intracellular protozoan parasite that infects warm-blooded animals and causes toxoplasmosis. This wide host range makes T. gondii one of the most successful protozoan parasites. In pregnant women, the infection can lead to miscarriage, neonatal malformations, ocular complications, and severe cognitive impairment in the fetus [1, 2]. Furthermore, the infection can be fatal for immunocompromised patients such as those with AIDS [3, 4], organ transplant recipients [5, 6], or those with neoplastic disease [7]. In addition, toxoplasmosis can cause substantial economic losses to the farming industry [8, 9]. The most important interventions for toxoplasmosis rely on chemotherapeutic agents. However, the agents in use are inadequate, expensive, and often toxic [10, 11]. Until now, there is no commercial vaccine for use in humans, whereas a vaccine developed for veterinary use showed limited efficacy [12– 14]. Therefore, the development of an effective vaccine or immunotherapy against human toxoplasmosis would be particularly valuable for preventing both primary fetal infection and reactivation in immunocompromised individuals. In addition, vaccination might reduce economic losses by preventing abortions in farm animals. Attenuated and inactivated parasites, genetically engineered antigens, and DNA vaccines are among potential vaccines for toxoplasmosis and have been tested for their immunological effects in animal models. Because of poor efficiency or biosafety concerns, only few vaccines have been licensed for use [15]. The characterization of molecules that play a role in the pathogenesis of T. gondii infection may constitute an important step in vaccine development. Most of the studies performed on antigens involved in imparting protective immunity against T. gondii were focused on molecules that belong to 3 major protein families: surface antigens (SAGs), dense granule excreted-secreted antigens (GRAs), and rhoptry antigens (ROPs). However, the microneme proteins are particularly promising as vaccine antigens because they are responsible for host-cell recognition, binding, secretion of rhoptry organelles, and cell penetration of all apicomplexans [16–19]. Among the micronemes (MICs), T. gondii microneme protein 1 (TgMIC1), TgMIC4, and TgMIC6 form a complex that exerts a very important role in host cell invasion [18]. We have previously reported that a lactose-affinity fraction (Lac+) purified from the soluble tachyzoite antigen of the T. gondii RH strain is constituted of TgMIC1 and TgMIC4, and that vaccination of C57BL/6 mice with Lac+ induces protective immunity against T. gondii [20, 21]. Such protection was demonstrated by increased survival rate and reduced tissue parasitism, as well as a Th1-specific immune response [20]. Yet the production of Lac+ from tachyzoites is an arduous task that involves several purification procedures and provides low protein yields, making unfeasible its use in vaccine development. Therefore, in the present work, we have generated recombinant TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6 proteins, which were evaluated individually or in several combinations for their ability to induce protective immunity in mice against infection by T. gondii. Materials and Methods 2.1. Animal ethics statement All the experiments were developed in accordance to ethical principles in animal research adopted by Brazilian Society for Laboratory Animal Science and approved by the Ethics Committee on Animal Experiments, Ethical Committee of Ethics in Animal Research (CETEA) of the College of Medicine of Ribeirão Preto of the University of São Paulo (protocol number, 065/2012). All efforts were made to minimize animal suffering and the numbers of mice required for each experiment. PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 2 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis 2.2. Mice and parasites Female C57BL/6 (H-2b) mice aged 6–7 weeks were purchased from the animal house of the Campus of Ribeirão Preto, University of São Paulo. All mice were bred and maintained in small groups inside isolator cages with light/dark cycle of 12 hours, besides food and water ad libitum were provided, in the animal housing facility of School of Medicine of Ribeirão Preto, University of São Paulo. Cysts of the ME49 strain, which has low virulence for mice, were obtained from the brain of orally infected C57BL/6 mice, and maintained by monthly passage of 20 cysts per animal. 2.3 Preparation of soluble T. gondii antigens (STAg) The tachyzoites of the RH strain obtained from the peritoneal exudate of infected mice were washed three times with phosphate-buffered saline (PBS, 10 mM sodium phosphate containing 0.15 M NaCl, pH 7.2) by centrifugation at 1,000 × g and suspended in PBS containing 0.8M phenyl methyl sulfonyl fluoride (Sigma Chemicals, St. Louis, USA). This parasite suspension was then sonicated (Vibra-cell; Sonics & Materials Inc., Danbury, USA) and centrifuged at 15,000 × g for 15 min, at 4°C. Supernatant was used as antigen source (STAg). 2.4. Isolation of lactose-binding proteins (Lac+) Twenty milligrams of STAg was submitted to affinity chromatography on a 5-ml α-lactoseagarose column (Sigma Chemicals) previously equilibrated at 4°C with PBS containing 0.5 M NaCl. After washing the column with equilibrating buffer, the adsorbed material (Lac+) was eluted with 10 mL of 0.1M lactose in equilibrating buffer, concentrated, and dialyzed against water in an ultradiafiltration system using 10,000-Da cutoff membrane (YM10 -Amicon1 Division; W.R. Grace & Co., Beverly, USA). 2.5. Construction of the expression plasmid A cDNA library from ME49-PDS T. gondii tachyzoites was kindly provided by Dr. Ian Manger, Department of Microbiology and Immunology, Stanford University School of Medicine (Stanford, CA, USA) and was used as the template for the initial PCR, to amplify the TgMIC1 and TgMIC4 genes, using the following specific primers: TgMIC1 50 (TCGCATTCTCATTCGCCG GCA)30 and 30 (TCAAGCAGAGACGGCCGTAGGACT)50 and for TgMIC4 50 (ATCACGCCTGC AGGTGATGAC)30 and 30 (TCATTCTGTGTCTTTCGCTTCAAG)50 . These primers were designed on the basis of published sequences (GenBank accession numbers: TgMIC1— Z71786.1 and TgMIC4—AF143487.2). Two additional PCR steps have been performed for introducing the recombination sites attB1 and attB2 at both 50 —(50 -GGGGACAAGTTTGTAC AAAAAAGCAGGC-30 ) and 30 —end (50 -GGGGACC ACTTTGTACAAGAAAGCTGGG-30 ) of the cDNA. The PCR products were cloned into a pDONR201 vector (Invitrogen, Carlsbad, CA) to obtain the pENTR-TgMIC1 and pENTR-TgMIC4 constructs used to transform DH5α Escherichia coli competent cells. The DNA from several Kanr clones were sequenced. Inserts from pENTR-TgMIC1 and pENTR-TgMIC4 were transferred into pDEST17 vectors (Invitrogen) through a second recombination step and yielded pEXP17-TgMIC1 and pEXP17-TgMIC1. Plasmids were used to transform DH5α E. coli cells to select the Ampr expression. Plasmids extracted from DH5α E. coli were transformed in E. coli BL21-DE3 competent cells to produce fusion proteins with N-terminal 6-histidine (6xHis) tag. The pET 21b plasmid containing fulllength TgMIC6 gene was kindly provided by Professor Stephen Matthews, Division of Molecular Biosciences, Imperial College London (UK). PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 3 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis 2.6. Expression of TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6 proteins E. coli BL21 (DE3) (Novagen) cells transformed with pDEST17-MIC1, pDEST17-MIC4, or pET21b-MIC6 were grown on Luria-Bertani (LB) agar plates containing ampicillin (100 μg/ mL) and chloramphenicol (34 μg/mL). Individual colonies were grown in 5 mL LB medium supplemented with ampicillin (100 μg/mL) at 37°C at 220 rpm. After 18 h, in 5 mL of LB medium supplemented with antibiotics. An aliquot of each culture was used to inoculate separately to 500 mL of fresh LB medium containing antibiotics. Cells were grown for 2–2.5 h until an optical density (OD600) of 0.4–0.6 was reached, when the expression was induced with the addition of 0.5 mM isopropyl-β-D-thiogalactopyranoside (IPTG). The culture was grown for additional 4 h and harvested by centrifugation at 4,500 × g for 20 min at 4°C. 2.7. Isolation of inclusion bodies using centrifugation Cell pellets were suspended in disruption buffer consisted of 50 mM Tris-HCL pH 7.5 containing, NaCL 100mM, EDTA 5mM, PMSF 0,1 mM, 4 μl DNase (20,000 U) and lysozyme 1mg \mL. The cell pellets were stirred for 30 min at room temperature and disrupted by sonication (Sonics and Materials, Vibra cell) for 2 min × 10 (pulse on, 1 s; pulse off, 1 s; temperature of probe, 4°C; and amplitude, 80%). After ultra-sonication, the mixture was centrifuged at 15,200g for 15 min at 4°C. The pellet containing insoluble recombinant TgMICs proteins (inclusion bodies) were washed three times with 50 mM Tris–HCl, 100 mM NaCl, PMSF 0,1 mM and 0.5% Triton X-100 (pH 8.0), and finally with the same buffer without Triton X-100. 2.8. Inclusion body solubilization and refolding by gradient dialysis The pellets were suspended in buffer containing 8 M urea, 50 mM glycine and 100 mM Tris– HCl, (pH 7.4) and solubilized overnight with stirring at room temperature, the solubilized inclusion body was centrifuged at 15,200g for 40 min at 4°C, and the supernatant was collected. Refolding was done with chaotropic agents’ concentration gradient dialysis using a previously described method, with modifications [22]. The solutions of denatured proteins were dialyzed against 2 L of freshly made 4, 2, 1, 0.5, and 0 M urea, respectively, with 100 mM Tris-HCl (pH 7.4). With each concentration, the protein was dialyzed 24 h at 4°C. After the urea removal the samples were dialyzed against 5 mM Tris-HCl (pH 7.4) an ultradiafiltration system using 10,000-Da cutoff membrane (YM10 -Amicon1 Division; W.R. Grace & Co., Beverly, USA). To remove endotoxin impurities, endotoxin-free columns (Bio_Rad, 0,5x10 cm) were packed with 1ml polymyxine B suspended in pyrogen-free water. The microneme proteins fractions were pumped over the columns with a flow rate of 1 ml/min and collected in sterile pyrogen-free tubes. The endotoxin level was measured with a Chromogenic End-point Endotoxin Assay Kit (Chinese Horseshoe Crab Reagent Manufactory, Xiamen, China). Less than 0.1 EU/ml of endotoxin was detected in the final protein preparations. 2.9. Immunization C57BL/6 mice were subcutaneously (s.c.) injected with TgMIC1 (10 μg), TgMIC4 (10μg), TgMIC6 (10μg), TgMIC1-4 (5 μg of each protein), TgMIC1-4-6 (3.3μg of each protein), or Lac + (10 μg) emulsified in Freund’s complete adjuvant (Sigma Chemicals). Animals were boosted at the same dose and regimen on day 15 and 30 after first injection, now emulsified in Freund’s incomplete adjuvant (Sigma Chemicals). A control group was injected at the same regimen with PBS emulsified in Freund’s adjuvant (vehicle). Fifteen days after the last injection, blood and spleen samples were collected to assess serum IgG, in vitro T cell proliferation, and cytokine concentrations. PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 4 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis 2.10. Determination of T. gondii-specific IgG and IgG subclass titers Specific antibody responses were analyzed by enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). For total IgG detection, the collected serum samples were diluted 1:25, 1:50, 1:100, 1:200, and 1:400. For isotype detection, the serum samples were diluted 1:100. The assays were performed in microtiter plates (Nunc, Naperville, USA), which were coated with STAg (50 μL per well) at a concentration of 10 μg/mL in 50 mM sodium carbonate buffer, pH 9.6, overnight, at 4°C. The plates were then washed three times in PBS containing 0.05% Tween 20 (PBS-T) (pH 7.4). Non-specific binding sites were blocked with PBS-T containing 1% bovine serum albumin (BSA; blocking buffer), for 1 h, at 37°C. Serum samples (50 μl) were added to duplicate wells in blocking buffer. Plates were then incubated at 37°C for 1 h, washed four times, and incubated with horseradish-peroxidase-conjugated goat anti-mouse IgG, IgG1, or IgG2b (Santa Cruz Biotechnology), at 1:5000 dilution in blocking buffer, for 1 h, at 37°C. After washing with PBS-T, reactions were developed with the TMB (3,30,5,50-tetramethylbenzidine) Substrate Kit, according to the manufacturer’s instructions (Pierce Chemical Co., Rockford, USA). The reaction was stopped 15 min later by addition of 25μL of 1M sulfuric acid to each well. The absorbance was read at 450 nm by using a Microplate Scanning Spectrophotometer (PowerWavex; Bio-Tek Instruments, Inc., Winooski, USA). 2.11. Cytokine level quantification The spleens aseptically removed from mice, fifteen days after the last immunization procedure, were gentle disrupted and passed through nylon mesh in RPMI medium. Single-cell suspensions were depleted of erythrocytes by hypotonic shock, and suspended in RPMI medium (Sigma Chemicals) supplemented with 10% fetal calf serum, 10 mM HEPES, 2 mM L-glutamine, 1 mM sodium pyruvate, and 50μM β-mercaptoethanol. The cells were then seeded in flat-bottom 24-well microtiter plates (Corning, USA) at density of 1 × 106 cells per well, in 1 mL of the culture medium alone or medium with STAg (10 μg/mL) in duplicate. Cells were stimulated with concanavalin A (2 μg/mL) as positive control. The plates were incubated in atmosphere containing 5% CO2 at 37°C. The optimal STAg concentration was previously determined by a dose response assay. Cell-free supernatants were harvested and assayed for IL12p40 and IL-4 concentrations following a 24-h culture, IL-10 concentration, 72-h culture, and IFN-γ concentration, 96-h culture. Cytokine production in supernatants was quantified using an ELISA kit, according to the manufacturer’s instructions (OptEIA set; Pharmingen, San Diego, CA). 2.12. Lymphoproliferation assay Spleen cells, prepared as described previously, were suspended in RPMI medium (Sigma Chemicals) supplemented with 10% fetal calf serum, 10 mM HEPES, 2 mM L-glutamine, 1 mM sodium pyruvate, and 50μM β-mercaptoethanol. They were distributed in flat-bottom 96-well microtiter plates (Corning) at a density of 5 × 105 cells per well, in 200 μL of culture medium alone or medium with STAg (10 μg/mL) in triplicate. Cells were stimulated with concanavalin A (2 μg/ml) as positive control. The plates were incubated for 3 days in atmosphere containing 5% CO2 at 37°C and pulsed with 1 μCi [3H]thymidine per well for an additional 18-h period. The cells were next harvested onto glass fiber filters and incorporated radioactivity (counts per minute [cpm]) was measured in a liquid scintillator. The results are expressed as mean counts per minute (count) for three replicates. PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 5 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis 2.13. Challenge and infection One month after the last immunization procedure, the mice were orally infected with 80 cysts of the ME49 strain and were monitored and recorded for 30 days to compute the survival rates. During this period, the infected mice were closely monitored two times a day (at 8 am and 6 pm) for their clinical appearance. The mice were weighed daily and monitored for clinical signs of infection–weight loss, ruffled fur, hunched posture, decrease in appetite, weakness/ inability to obtain feed or water, lethargy and morbidity. If obvious sufferings were observed, the mice were immediately euthanized using CO2 in a custom flow metered chamber. At the end of the experimental window, all the remaining mice were euthanized with CO2. To evaluate the effect of immunization on tissue cyst burden, the brain of the mice infected with 40 cysts was removed 1 month after the challenge and homogenized in 1 mL of PBS, by passing it through a 25-×-8-gauge needle (Becton Dickinson, Curitiba, Brazil). Cysts were separated from the brain tissue by using a previously described method, with modifications [23]. Homogenates were centrifuged in 16% dextran gradient (industrial grade, average molecular weight: 170,000; Sigma Chemicals) in PBS, at 3,000 × g for 15 min at 4°C. The mean number of cysts per brain was determined by phase-contrast microscopy at 100× magnification and counting five samples (8 mL each) of each pellet. The results are expressed as means ± SD for each group. Additionally, blood samples from groups of 4 infected mice were collected 30 days after T. gondii challenge and the serum cytokine levels were analyzed by ELISA as described above. Blood samples from these mice were collected after the injection with anesthetics Ketamine (Syntec Brasil Ltda, SP, Brazil)/Xylazine (Schering-Plough Coopers, SP, Brazil), (10/0.5 mg per 100 g body weight) by i.p. route and then the mice were euthanized with CO2. 2.14 Statistical analysis Statistical determinations of the difference between means of experimental groups were performed using one or two-way analysis of variance (ANOVA) followed by Bonferroni’s posttest using GraphPad Prism software (GraphPad Software, San Diego, CA, USA). Values were considered significant when p <0.05. All experiments were performed at least three times. Results 3.1. Expression and purification of TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6 recombinant proteins Fig 1 shows the electrophoretic profile of samples harvested from recombinant clone cultures before (lane 1) and after induction (lane 2) for the expression of TgMIC1 (panel A), TgMIC4 (panel B), and TgMIC6 (panel C). The T. gondii microneme proteins expressed in E. coli were insoluble and contained inclusion bodies. They were diluted in refolding buffer containing 8M urea, until concentrations as low as 100μg/ml were reached. Sequential dialysis removed the denaturing agent and provided high yields of soluble proteins. SDS-PAGE of the purified recombinant proteins showed a single band for each preparation, with molecular masses of 70-kDa for TgMIC1, 80-kDa for TgMIC4, and 30-kDa for TgMIC6 (Fig 1, lane 3 of Panels A, B, and C). These masses are compatible with the predicted molecular mass for each protein together with a polyhistidine-tag. The immunoreactivity of TgMIC1 and TgMIC4 preparations with anti-Lac+ mouse serum was confirmed by western blot analysis; however, no reactivity was observed with TgMIC6 preparation (Fig 1, panel E). The Lac+ fraction provided two major protein bands with molecular masses of 53 and 68-kDa (Fig 1, panel D), both of which were identified in the serum sample from anti-Lac+ mice (Fig 1, panel E). This recognition PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 6 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Fig 1. SDS-PAGE and western blot analysis of native and recombinant microneme proteins. SDS-PAGE of recombinant proteins (panels A, B, and C, Coomassie Blue stained) or native (panel D, silver-stained) proteins. Heterologous expression was noted in E. coli (DE3) and recombinant proteins were detected in inclusion bodies. Lane 1: protein expression before induction. Lane 2: protein expression after induction. Lane 3: purified and refolded histidinetagged recombinant proteins, displayed apparent molecular masses of 70-kDa (TgMIC1, panel A), 80-kDa (TgMIC4, panel B), and 30-kDa (TgMIC6, panel C). Panel E shows the electrophoretical profile of the Lac+ fraction, composed of the native proteins TgMIC1 (53-kDa) and TgMIC4 (68-kDa). Lane M: Molecular mass markers. Reactivity of recombinant and native microneme proteins with anti-Lac+ mouse serum was examined by western blot (Panel E), developed with peroxidase-conjugated goat anti-mouse IgG. doi:10.1371/journal.pone.0143087.g001 indicates that the recombinant TgMIC1 (rTgMIC1) and TgMIC4 (rTgMIC4) had antigenic similarities with the corresponding native proteins. The lack of rTgMIC6 recognition by antiLac+ serum was predictable, since this microneme protein is not a constituent of the Lac+ fraction purified from the parasite, as already demonstrated and now reinforced by the electrophoretic profile of Lac+ shown in Fig 1, panel D. 3.2. Humoral immunity elicited by vaccination with microneme proteins To evaluate whether immunization protocol (Fig 2) with microneme proteins could elicit specific humoral responses, serum samples from immunized and control mice were collected fifteen days after the last booster, and specific IgG levels were analyzed by ELISA. High IgG titers were detected in the sera of all immunized mice. Notably, the titers were higher in the sera from the mice immunized with combinations of microneme proteins, i.e., TgMIC1-4, TgMIC1-4-6, and Lac+ than in the sera from the mice immunized with individual proteins, i.e., TgMIC1, TgMIC4, or TgMIC6 (Fig 3A). We also examined whether a skew toward Th1 or Th2 immunity could be inferred from the levels of specific IgG1 and IgG2b subclasses detected in the serum samples. Immunized mice in all groups presented higher serum levels of specific IgG1 and IgG2b, in comparison to the sera of the non-immunized mice (Fig 3B). A significantly higher IgG2b value than IgG1 was observed in mice immunized with combinations of recombinant microneme proteins (TgMIC1-4, TgMIC1-4-6) or with the native complex Lac+ (obtained from STAg and comprising TgMIC1-4), while no significant differences were PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 7 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Fig 2. Experimental Protocol. (A) In the first experimental procedure mice were subcutaneously (s.c.) vaccinated with microneme proteins emulsified in Freund’s complete adjuvant. Mice were boosted at the same dose and regimen on day 15 and 30 after first injection, now emulsified in Freund’s incomplete adjuvant. Fifteen days after the last injection, blood and spleen samples were collected to assess serum IgG, in vitro T cell proliferation, and cytokine concentrations. (B) One month after the last immunization procedure, the mice were orally infected with 80 cysts of the ME49 strain and the mortality was monitored daily for 1 month. To evaluate the tissue cyst burden, the brain of the mice infected with 40 cysts was removed 1 month after the challenge and the mean number of cysts per brain was determined. Additionally, blood samples from mice challenged with 40 cysts were collected 30 days after T. gondii challenge and the serum cytokine levels were analyzed. doi:10.1371/journal.pone.0143087.g002 observed in the control group (PBS), suggesting that these microneme proteins elicited prominent Th1 immunity. 3.3 Cellular immunity elicited by vaccination with microneme proteins We compared the proliferative response of the spleen cells from vaccinated and non-vaccinated animals stimulated in vitro with STAg. Proliferation of the cells from immunized mice was significantly higher than that of the cells from non-immunized mice. Cell proliferation was at least 2 times higher in the spleen cells from the mice immunized with TgMIC1-4-6 compared to that observed in cells from other groups of immunized mice, which was comparable to cell proliferation from any group of mice polyclonally stimulated with Con A (Fig 4A). The cell-mediated immunity generated by the immunized mice was also evaluated by measuring the levels of cytokines (IL-12p40, IFN-γ, IL-4, and IL-10) released in the supernatant of spleen cells cultured under STAg stimulation (Fig 4B, 4C and 4D). Spleen cells from all groups of immunized mice displayed high IL-12 production, primarily those from mice immunized with multicomponent preparations, because they produced twice as much IL-12 than the cells from mice immunized with single-component microneme protein. Notably, STAg stimulation generated IL-12 production by the spleen cells from non-immunized mice (PBS), in amounts that were close to those released by cells from mice immunized with single-component preparations such as TgMIC1, TgMIC4, or TgMIC6. High concentrations of IFN-γwere predominantly produced by cells of all groups of immunized mice, especially by those immunized with multicomponent preparations, such as TgMIC1-4, TgMIC1-4-6 and Lac+. High levels of IL-10 PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 8 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Fig 3. Specific humoral responses elicited by immunization of mice with microneme proteins. The reactivity of immunoglobulins anti-STAg was determined by ELISA in serum samples collected from both immunized (TgMICs) and control (PBS) mice 15 days after the last antigen injection. Each point/ bar represents the average absorbance ± SD of the serum samples from 4 animals. (A) Absorbance provided by the reaction of serum IgG with STAg. (B) Absorbance provided by the reaction of serum IgG1 and IgG2a (diluted 1:25) with STAg. The average absorbance ± SD generated by the reaction of serum IgG1 or IgG2a from each group of immunized mice was significantly higher than the corresponding values provided by control mice, with the exception of the TgMIC6-immunized group, whose results were not significantly different of those of the control group. Three independent experiments were performed, and PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 9 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis data from one representative experiment is shown. Asterisks represent statistical significant differences (*p < 0.05) between IgG2b and IgG1 for each group of mice (Bonferroni’s t test). doi:10.1371/journal.pone.0143087.g003 were also produced by STAg-stimulated spleen cells from all groups of immunized mice. There was no difference in the IL-10 production pattern displayed by cells from mice that were immunized with single- or multi-component preparations. IL-4 was not detected in any culture supernatant (data not shown). It is noteworthy that in cells from non-immunized mice, STAg stimulated only IL-12 production. 3.4 Protection conferred by immunization with microneme proteins Since our results indicate that immunization with microneme proteins elicits Th1 response, which is the type required for the development of resistance to toxoplasmosis (reviewed in ref. [24]), we investigated if the vaccination procedure could confer protection to T. gondii infection. The serum cytokine levels on day 30 post the challenge with T. gondii cysts were determined (Table 1). Serum concentrations of IL-12 and IFN-γwere significantly higher in animals from groups immunized with TgMIC1-4-6 and Lac+ (Table 1). IL-4 concentrations were significantly lower in the serum of all groups of immunized mice compared to that of the non-immunized mice, Fig 4. Specific cell-mediated immune responses elicited by immunization with microneme proteins. Spleen cells were harvested from immunized (indicated as TgMICs) and control mice (PBS) on day 15 post the last antigen injection and cultured in the presence of medium only, STAg (10 μg/ml), or Concanavalin A (2 μg/ml) for 72 h. (A) Proliferation of spleen cells was measured by [3H]-thymidine incorporation assay. Each bar represents the average of four mice per group and is representative of three independent experiments. Statistical significance is denoted as *p < 0.05 compared to the control group. (B–D) Cytokine concentration was measured by ELISA in the supernatant of spleen cell cultures. Panels show the IL-12 (B), IFNγ(C), and IL-10 (D) concentrations. Each bar represents the mean ± SD of triplicate samples and the results are representative of three independent experiments. Statistical significance is denoted as *p < 0.05 compared to PBS-inoculated mice; # p < 0.05 compared to non-stimulated cells of the same group. doi:10.1371/journal.pone.0143087.g004 PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 10 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Table 1. Serum cytokine levels of mice immunized with microneme proteins and infected with T. gondii. Cytokine levels in the serum of mice immunized on days 0, 15, and 30 with the indicated preparations of TgMICs or with vehicle (PBS), and after one month (day 60), challenged with T. gondii infection, provoked by gavage with 40 cysts of the ME49 strain. Cytokine levels were determined by ELISA in samples collected one month after challenge (on day 90). Groups Cytokine (ng/ml) IL-12 IFN-γ IL-4 IL-10 PBS 1.8±0.41 0.53±0.17 2.0±0.1 0.7±0.15 TgMIC1 5.4±1.1 1.6±0.57 1.2±0.14 * 1.0±0.54 TgMIC4 4.9±0.81 1.4±0.29 1.2±0.04 * 1.4±0.18 TgMIC6 2.1±0.58 1.2±0.39 1.7±0.08 1.7±0.81 TgMIC1-4 6.3±1.2 2.2±0.9 1.0±0.1 * 2.0±0.15 TgMIC1-4-6 7.7±0.93 * 3.1±0.72 * 0.4±0.01 * 2.3±0.16* Lac+ 7.1±0.45 * 2.7±0.46 * 0.4±0.02 * 1.8±0.4 The results are expressed as the mean of five mice per group and are representative of three independent experiments. Statistical significance is denoted as * p < 0.05 compared to the PBS control group. doi:10.1371/journal.pone.0143087.t001 except in case of mice immunized with TgMIC6, which displayed IL-4 levels that were similar to the control group. Only mice immunized with TgMIC1-4-6 had IL-10 levels that were significantly higher than those in control mice. 3.5. Protection of immunized mice against T. gondii challenge We evaluated, by enumeration of brain cysts, the effect of immunization in mice undergoing chronic toxoplasmosis. One month post the challenge, the mice immunized with TgMIC1, TgMIC4, TgMIC6, TgMIC1-4, TgMIC1-4-6, and Lac+, compared with non-immunized mice, showed reductions in brain cysts by 52%, 46.9%, 27.2%, 59%, 67.8%, and 73.4%, respectively (Fig 5A). The survival period (in days) of the mice challenged with T. gondii cysts is shown in Fig 5B. Non-immunized control mice started dying 6 days after T. gondii infection, and they were all dead by day 11 post infection. Effective and highly significant protection was demonstrated in mice immunized with TgMIC1-4-6 or TgMIC1-4, since 80% and 70% of the mice, respectively, survived to the acute phase of infection, which is compatible with the high protection reported to be conferred by immunization with the LAC+ fraction (21). Furthermore, immunization with individual components, namely, TgMIC1, TgMIC4, or TgMIC6, was associated with a survival rate of 40–50%, indicating that these vaccines confer partial protection against T. gondii infection. Since our results achieved significant protection in mice immunized with microneme proteins, as indicated above, we investigated whether this vaccine candidate could work also to different T. gondii strains. Alignment analysis demonstrated similarity approximately of 99% between TgMIC1 amino acid sequences from ME49 strain when compared to other strains (Fig 6A). Similar results were also verified to TgMIC4 (Fig 6B) and TgMIC6 (Fig 6C). Together, our results show that the vaccine formulation constituted by the combination of three recombinant proteins (TgMIC1-4-6) induced the best immune response and subsequent protection against T. gondii infection. Discussion In the current study, we investigated the protection conferred by immunization of C57BL/6 mice with several preparations of recombinant microneme proteins against T. gondii infection. The assayed preparations, with the exception of TgMIC6, conferred protection against PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 11 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Fig 5. Number of brain cysts and survival of mice immunized with microneme proteins and infected with T. gondii. Mice immunized on days 0, 15, and 30 with the indicated preparations of TgMICs or with the vehicle (PBS) were challenged after one month (day 60) with T. gondii infection, provoked by gavage with cysts of the ME49 strain. (A) Cyst numbers were counted from whole brain homogenates of mice, harvested one month after challenge with 40 cysts. The results are expressed as means ± SD for each group. Significance is denoted as *p < 0.05, compared to the PBS group. (B) Survival curves of mice that were challenged with 80 cysts of the ME49 strain and observed daily for mortality. Data are representative of six experiments with similar results. doi:10.1371/journal.pone.0143087.g005 infection. The most effective protection was conferred by the combination of TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6 (TgMIC1-4-6), as demonstrated by an increased survival rate and reduced tissue parasitism, which was associated with the occurrence of a Th1-specific immune response, the essential event in the control of toxoplasmosis. PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 12 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis Fig 6. Cladogram analysis of TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6 of the T. gondii isolates. Dendrograms grouping microneme proteins of T. gondii isolates showing similarity of approximately 99% according to their sequences. (A) TgMIC1. (B) TgMIC4. (C) TgMIC6. Amino acids sequences were obtained from available sequence database at NCBI, and the alignment was performed using MEGA 6.06 software. doi:10.1371/journal.pone.0143087.g006 The process of host cell invasion by T. gondii is complex and consists of several sequential steps initiated by the release of proteins from secretory organelles called micronemes (MICs) and rhoptries (ROPs) [25–27]. When released onto the parasite's surface, MICs can interact with host cell receptors, which lead to the activation of the gliding motility machinery, and finally culminate in host cell invasion [28–30]. Importantly, some MICs share adhesive domains, which are disposed in various combinations and numbers [16, 31–34]. Microneme protein 1 (TgMIC1), 4 (TgMIC4), and 6 (TgMIC6) form a complex on the surface of T. gondii and enable parasite binding to host cells [35]. TgMIC1 and TgMIC4 are both carbohydratebinding proteins that interact with glycans containing terminal sialic acid and galactose PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 13 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis residues, respectively, on host cells [18, 36–38]. Studies based on gene disruption have attributed a very important role for the TgMIC1-4-6 complex in host cell invasion in tissue culture and have established the contribution of the complex on parasite virulence in vivo [21, 39]. Although well known in terms of its structural features and adhesive properties, the role of TgMIC1-4-6 complex in host immunity is yet to studied in detail. We have previously reported that mice immunized with the native subcomplex Lac+, comprising TgMIC1 and TgMIC4 proteins, elicit a strong specific immune response that confers protection against T. gondii infection [21]. In fact, due to the key biological role of micromeme proteins, some of them, including TgMIC11 [40], TgMIC13 [41], TgMIC8 [42], and TgMIC3 [43] have been proposed as vaccines for the prevention of toxoplasmosis. Thus, our goals in this work were to investigate the capacity of TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6 recombinant proteins of inducing protective immunity in mice against T. gondii infection. To be efficient against toxoplasmosis, a vaccine should induce both cellular and humoral immune responses. Since a natural infection is often resolved by Th1-biased immunity [44, 45], a good vaccine must also direct T-helper cells toward the development of Th1 rather than Th2. Moreover, a humoral response is necessary because specific antibodies limit the multiplication of T. gondii by killing extracellular tachyzoites, either by activating the complement system or by opsonizing the parasites for phagocytosis and macrophage killing [46–51]. To evaluate whether prominent Th1 immunity was induced by the administration of microneme proteins, we first analyzed the isotype of serum-specific antibodies. All assayed preparations elicited both IgG1- and IgG2b-specific antibodies. The highest IgG2b/IgG1 ratio was detected in mice immunized with combinations of recombinant microneme proteins (TgMIC1-4, TgMIC1-4-6) or with the native complex Lac+ (isolated from STAg and comprising TgMIC1 and 4), suggesting that prominent Th1 immunity was elicited in these cases. This idea was strongly reinforced by the fact that the same groups of immunized mice had their spleen cells stimulated by STAg to proliferate and release Th1 cytokines, but not IL-4. Notably, high levels of IFN-γ were produced by mice immunized with TgMIC1-4-6. This is an important finding, considering that this cytokine plays an important role in host resistance to toxoplasmosis in its acute phase, by restricting growth of T. gondii, and later, by preventing the reactivation of parasites from dormant cysts [52–56]. The importance of IFN-γ in resistance to toxoplasmosis was unequivocally demonstrated by the extreme susceptibility of IFN-γ-deficient mice to T. gondii infection [55]. Pro-inflammatory responses, although essential for resistance to T. gondii infection, may lead to tissue injury if uncontrolled. The anti-inflammatory cytokine IL-10 acts by diminishing the detrimental effects of an excessive cellular immune response elicited during the acute phase of the infection [56–59]. Previous studies clearly demonstrated that IL-10-deficient mice rapidly succumb to infection by T. gondii, because of extensive necrosis of the liver, lungs, and intestines, which was attributed to an uncontrolled Th1 response [52, 60]. Therefore, we believe that the IL-10 production by spleen cells from immunized mice in our model was crucial for attenuating the Th1 immunity induced by T. gondii infection following vaccination. We verified that vaccination with microneme proteins could positively influence the outcome of T. gondii infection, thus accomplishing the major purpose of the present work. The most successful vaccination procedure was the administration of the TgMIC1-4-6 preparation, since vaccinated mice had the highest survival rate (80%) and the lowest parasite burden in the brain. In addition, they displayed the most prominent Th1 immunity, which was equilibrated by IL-10 production. These results indicate that vaccination with the microneme complex TgMIC1-4-6 prevented host death in the acute phase of infection, conferring a protection that is reflected in the chronic phase of the disease. These results are particularly relevant if we consider that they were obtained in C57BL/6 mice, which are highly susceptible to T. gondii PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0143087 November 17, 2015 14 / 18 Microneme Proteins Confers Protection against Toxoplasmosis infection and a high mortality rate occurs during the acute phase of the infection even when animals are challenged with a low number of encysted bradyzoites [61]. In summary, the use of the multicomponent vaccine, comprising TgMIC1, TgMIC4, and TgMIC6, offers a promising strategy for conferring protection against toxoplasmosis. Evaluation in other animal host species, including those in which a vaccine may have veterinary utility, should aid in defining the applicability of this vaccine to prevent toxoplasmosis. Acknowledgments We would like to thank Sandra O. Thomaz and Patricia Vendruscolo for technical support. Author Contributions Conceived and designed the experiments: MCRB CFP. Performed the experiments: CFP ASS CDL FA LL. Analyzed the data: MCRB ASS CFP APC EVL FA LL. Contributed reagents/materials/analysis tools: MCRB SM. Wrote the paper: MCRB CFP. References 1. Cook GC. Toxoplasma gondii infection: a potential danger to the unborn fetus and AIDS sufferer. The Quarterly journal of medicine. 1990; 74(273):3–19. PMID: 2183258 2. Dodds EM. Toxoplasmosis. Current opinion in ophthalmology. 2006; 17(6):557–61. PMID: 17065925 3. Luft BJ, Remington JS. AIDS commentary. Toxoplasmic encephalitis. The Journal of infectious diseases. 1988; 157(1):1–6. PMID: 3121758 4. Luft BJ, Remington JS. Toxoplasmic encephalitis in AIDS. Clinical infectious diseases: an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 1992; 15(2):211–22. 5. de Medeiros BC, de Medeiros CR, Werner B, Loddo G, Pasquini R, Bleggi-Torres LF. Disseminated toxoplasmosis after bone marrow transplantation: report of 9 cases. 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Bandeirantes 3900, Ribeirão Preto, SP, 14049–900, Brasil, 2 Departamento de Microbiologia, Imunologia e Parasitologia, Universidade Federal de Sao Paulo, São Paulo, SP, Brasil, 3 Departamento de Bioquímica e Biologia Tecidual, Instituto de Biologia, Universidade de Campinas, Campinas, SP, Brasil, 4 Departamento de Bioquímica e Imunologia, Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, Av. Bandeirantes 3900, Ribeirão Preto, SP, 14040–900, Brasil, 5 Laboratorio de Imunoparasitologia, Departamento de Imunologia, Microbiologia e Parasitologia, Universidade Federal de Uberlândia, Av. Pará, 1720, Uberlândia, MG, 38400 902, Brasil * [email protected] OPEN ACCESS Citation: Almeida F, Sardinha-Silva A, da Silva TA, Pessoni AM, Pinzan CF, Alegre-Maller ACP, et al. (2015) Toxoplasma gondii Chitinase Induces Macrophage Activation. PLoS ONE 10(12): e0144507. doi:10.1371/journal.pone.0144507 Editor: Vijai Gupta, National University of Ireland— Galway, IRELAND Received: October 29, 2015 Accepted: November 19, 2015 Published: December 10, 2015 Copyright: © 2015 Almeida et al. This is an open access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution License, which permits unrestricted use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original author and source are credited. Abstract Toxoplasma gondii is an obligate intracellular protozoan parasite found worldwide that is able to chronically infect almost all vertebrate species, especially birds and mammalians. Chitinases are essential to various biological processes, and some pathogens rely on chitinases for successful parasitization. Here, we purified and characterized a chitinase from T. gondii. The enzyme, provisionally named Tg_chitinase, has a molecular mass of 13.7 kDa and exhibits a Km of 0.34 mM and a Vmax of 2.64. The optimal environmental conditions for enzymatic function were at pH 4.0 and 50°C. Tg_chitinase was immunolocalized in the cytoplasm of highly virulent T. gondii RH strain tachyzoites, mainly at the apical extremity. Tg_chitinase induced macrophage activation as manifested by the production of high levels of pro-inflammatory cytokines, a pathogenic hallmark of T. gondii infection. In conclusion, to our knowledge, we describe for the first time a chitinase of T. gondii tachyzoites and provide evidence that this enzyme might influence the pathogenesis of T. gondii infection. Data Availability Statement: All relevant data are within the paper. Funding: This study was supported by the Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (Grant number 2013/10741-8). Additional financial help was provided by Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico, and Fundação de Apoio ao Ensino, Pesquisa e Assistência do Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto. Competing Interests: The authors have declared that no competing interests exist. Introduction Toxoplasmosis is a worldwide infectious disease caused by Toxoplasma gondii, an obligate intracellular apicomplexan parasite [1–3]. This disease constitutes an economic and public health problem in different countries. Toxoplasma gondii infects nearly one-third of the world’s population, but its prevalence varies from 10 to 80% depending on the economic, cultural, and health status of the region. In endemic countries, such as Brazil and France, 50–80% of the population is infected by the parasite [4]. Infection of most healthy individuals is asymptomatic, but immunocompromised individuals, especially those with acquired immunodeficiency PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 1 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii syndrome (AIDS), can develop toxoplasmosis. Infection of developing fetuses can also occur and is life threatening [5–9]. Chitin is a homopolymeric form of β(1–4)-linked N-acetyl-D-glucosamine (GlcNAc) residues, which constitutes most of the exoskeleton of nematodes, arthropods, mollusks, and the cell wall of fungi (reviewed by [10]). Chitin is hydrolyzed by chitinases, which exert important functions in many organisms [11]. A number of protozoan parasites use chitin and chitinases in their life cycles. Trypanosoma cruzi, Leishmania donovani, and Plasmodium spp. do not produce chitin, but secrete chitinases that act during their life cycle in the invertebrate host. Notably, Plasmodium ookinetes initiate the invasion of the mosquito midgut by secreting a chitinase necessary to cross the chitin-containing peritrophic matrix en route to the epithelial cell surface [12–14]. This chitinase is crucial to the Plasmodium life cycle; silencing of this chitinase gene resulted in parasites that were impaired in their ability to form oocysts in the midgut of Anopheles mosquitoes. For this reason, this chitinase in P. falciparum became an immunological target for blocking malaria parasite transmission in humans. There is evidence that each protozoan parasite has evolved to use chitin and chitinases differently and in a stage-specific manner. In T. gondii, chitin was first discovered during the tachyzoite to bradyzoite life-stage transition. During cyst formation, chitin became detectable in the cyst wall, as indicated by wheat germ agglutinin (WGA) binding [15], also reported for Entamoeba [16] and Giardia [17]. The composition of the WGA-binding material was confirmed by treating cysts with an exogenous chitinase, rendering the cysts unable to bind WGA, resulting in disruption of the cyst wall and bradyzoite release [15]. The detection of chitin also demonstrated that the parasitophorous vacuole is modified into the cyst wall, an event that occurs early in T. gondii differentiation [18]. More recently, Nance and collaborators [19] reported the chitinase-dependent control of T. gondii cysts in the mouse brain. The implicated enzyme is produced by a macrophage population in the brain and is activated in response to chitin within the cyst wall [19, 20]. This active mammalian chitinase (AMCase) accounts for the efficient degradation and destruction of chitin in the cyst wall, culminating in protozoan cyst clearance from the brain and increased host survival [19]. AMCase-deficient mice displayed impeded parasite eradication and lower survival rates when infected with T. gondii [19]. No chitinases are currently known to occur in T. gondii. Herein, we describe the purification and characterization of an active chitinase, N-acetyl-β-D-glucosaminidase (NAGase), from a virulent strain of T. gondii tachyzoites. We show that this enzyme induces macrophage activation, as manifested by pro-inflammatory cytokine production such as IL-12, TNF-α, and IL-6. Since these cytokines are associated with a protective immune response to T. gondii, we postulate that T. gondii chitinase might influence the pathogenesis of toxoplasmosis. Results Chitinase activity of T. gondii tachyzoites We previously identified chitinase activity in Paracoccidioides brasiliensis extracts [21] and developed tools, such as specific antibodies, to characterize this enzyme (Pb_chitinase). These antibodies were also used to isolate chitinases from other pathogenic organisms [22]. Toxoplasma gondii tachyzoites (RH strain type I) were immobilized by anti-Pb_chitinase IgY on agarose beads and adsorbed a single protein from the total extract of the parasite. The molecular mass of the isolated component was 13.7 kDa, as determined by SDS-PAGE analysis (Fig 1A). The preparation displayed considerable NAGase activity, as verified by the release of pnitrophenol from the substrate p-nitrophenol-β-N-acetyl glucosamine (pNPGlcNAc; Fig 1B). PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 2 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii Fig 1. Chitinase activity from T. gondii. Soluble T. gondii antigens were purified by affinity with an IgY-Sepharose 4B column, and the chitinase activity of the delayed fractions was measured. (A) Electrophoresis analysis of purified chitinase from T. gondii. First lane—MW (Molecular Weight Ladder), second lane—purified chitinase in 12% SDS-PAGE. (B) Crude extract and purified chitinase activity from T. gondii was measured. Error bars represent standard errors calculated from three replicates. doi:10.1371/journal.pone.0144507.g001 We assumed that the putative 13 kDa protein was responsible for NAGase activity, and we provisionally named the preparation Tg_chitinase. To analyze the effects of pH and temperature on enzymatic activity, we evaluated Tg_chitinase over a 25–65°C temperature range (in 0.1 M phosphate citrate buffer at pH 4.0), and a 2.5–7.5 pH range. The optimal temperature and pH of the Tg_chitinase was estimated at 50°C and 4.0, respectively (Fig 2A and 2B). In addition, Tg_chitinase had a Km of 0.34 mM and a Vmax of 2.64 U/mg protein (Table 1). Amino acid sequence and predicted 3D structure The 13.7 kDa band, corresponding to the putative Tg_chitinase, was excised from the SDS-PAGE gel and subjected to in situ trypsin digestion followed by mass spectrometry. The minimum criterion for peptide matching was performed using Peptide Prophet [23] at a score greater than 0.8. Peptides that matched this criterion were further grouped by protein sequence using the Protein Prophet [24] algorithm and only proteins with an error rate of 5% or less were considered. Two peptide sequences were identified, one for a hypothetical protein (TGME49_286465; 13.6 kDa) and one for a peroxiredoxin PX3 (TGME49_230410; 30 kDa) Fig 2. Effect of pH and temperature on T. gondii chitinase activity. Optimal (A) pH and (B) temperature profiles for Tg_chitinase from T. gondii. Maximum activity was standardized as 100% and enzymatic activities were measured at 405 nm. Data are representative of three independent assays. doi:10.1371/journal.pone.0144507.g002 PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 3 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii Table 1. General catalytic properties of Tg_chitinase and other microbial chitinases. Strain Molecular mass (kDa) pH Temperature (°C) Km (mM) Vmax (U/mg) Ref. Toxoplasma gondii 14 4.0 50 0.34 2.64 This study Paracoccidioides brasiliensis 70 5.0 37 0.28 3.25 [21] Trypanosoma cruzi 48 5.5 - 1.5 - [30] Pseudomonas fluorescens 50 8.0 37 0.13 - [45] Clostridium paraputrificum 45.5 7.0 50 7.9 21.8 [46] Trichoderma harzianum 36 4.0 50–60 8.06 3.36 [47] Streptomyces cerradoensis 58.9 5.5 50 0.13 1.95 [48] doi:10.1371/journal.pone.0144507.t001 (Table 2). The TGE49_286465 sequence was used to predict its 3D structure using I-TASSER [25] (Fig 3). The predicted protein did not show domains or binding sites following a BLAST search against the Pfam protein domain database [26]. Analysis using Phyre2 [27] showed 90% model confidence composed of 50% alpha helices and 13% beta strands. The model template was selected for alignment with other protein databases by using a heuristic method to maximize confidence. About 103 residues were modeled and showed low confidence (12%) to a transcriptional factor with an AT-rich interactive domain-containing protein 4a (40% similarity) and to a NagB/RpiA/CoA transferase-like protein (47% similarity). Notably, an analysis using the InterPro database revealed homology with a putative sugar-binding domain (IPR007324) of Bacillus subtilis [28], a result typical for chitinases. However, more structural studies are necessary to elucidate the real identity of this protein. T. gondii chitinase is located in the cytoplasm of the apical region of tachyzoites We determined the subcellular localization of Tg_chitinase by reacting tachyzoites (T. gondii RH strain) with IgY specific to the NAGase of P. brasiliensis. We determined that Tg_chitinase has a punctate distribution in the tachyzoite cytoplasm, being clearly prominent at the parasite apical extremity (Fig 4). This localization pattern suggests that Tg_chitinase may be actively involved in the invasion process of the parasite. T. gondii chitinase induces macrophage activation Considering that several chitinases and chitinase-like proteins play important roles in mediating and directing immune responses (reviewed by [10]), we investigated the effect exerted by Tg_chitinase on cytokine production by peritoneal macrophages. Cells were obtained from BALB/c and C57BL/6 mice, which are susceptible and resistant to T. gondii infection, respectively. A dose-response curve showed that chitinase concentrations of 1, 2.5, 5, and 10 μg/mL were effective in stimulating cytokine production. Following treatment with 2.5 μg/mL of Tg_ chitinase, murine macrophages were elicited from both BALB/c and C57BL/6 mice, increasing the production of IL-12, IL-6, and TNF-α, and reaching levels as high as the positive controls Table 2. LC-MS/MS mass spectrometry analysis of peptides generated by trypsin digestion of Tg_chitinase from T. gondii. Ion Percent Mr (calculated) Delta Peptide sequence 39% 1153.5480 -0.2780 SEIYQGDSVR 57% 966.5250 +0.4660 VTLSEVYR doi:10.1371/journal.pone.0144507.t002 PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 4 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii Fig 3. Amino acid sequence and predicted 3D structure of Tg_chitinase from T. gondii. Tg_chitinase from T. gondii was identified by mass spectrometry using the amino acid sequences of tryptic peptides listed in Table 2 (indicated in bold). (A) The amino acid sequence obtained from analysis of the peptide (SEIYQGDSVR) identified by BLASTP T. gondii GT1 (TGGT1_286465). (B) Predicted 3D structure of Tg_chitinase using I-TASSER. doi:10.1371/journal.pone.0144507.g003 (i.e., Pam3CSK4 and LPS) (Fig 5A–5C). In contrast, Tg_chitinase did not induce peritoneal macrophages to produce the anti-inflammatory cytokine IL-10 (Fig 5D), as was observed in the positive controls. Discussion We have demonstrated for the first time the isolation and partial characterization of a chitinase from T. gondii. The purified enzyme can be assigned to the class of β-acetyl-glucosaminidases based on its ability to cleave pNPGlcNAc. The adopted purification procedure, based on an affinity towards specific antibodies for paracoccin, a chitinase from P. brasiliensis, yielded a single 13.7 kDa protein, as verified by SDS-PAGE analysis. This protein is apparently responsible for NAGase activity and received the provisional name Tg_chitinase. The Michaelis constant Fig 4. Tg_chitinase subcellular localization. (A) T. gondii tachyzoite DNA was stained with DAPI (blue), and (B) immunostained for Tg_chitinase with an anti-chitinase antibody, which was biotinylated with an antibody conjugated to anti-streptavidin-FITC (green). Superimposition of images stained for Tg_chitinase and DAPI (Merge and phase microscopy, C and D, respectively). Tg_chitinase is localized throughout the cytosol of T. gondii tachyzoites. Scale bar = 2.5 μm. doi:10.1371/journal.pone.0144507.g004 PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 5 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii Fig 5. Tg_chitinase induces pro-inflammatory cytokines by peritoneal macrophages. Adherent cells from BALB/c mice peritoneal cavities were stimulated in vitro for 48 h with purified chitinase from T. gondii. Pam3CSK4 (1 μg/mL), LPS+IFN-γ (1 μg/mL and 1.5 ng/mL) were used as a positive controls. The culture supernatants were assayed for (A) IL-12, (B) IL-6, (C) TNF-α, and (D) IL-10 levels. Data is from a minimum of 3 independent experiments (mean ± SD). *p < 0.05 between Tg_chitinase and medium. doi:10.1371/journal.pone.0144507.g005 (Km; 0.34 mM) indicated that this chitinase has higher affinity for the substrate than chitinases previously identified in T. cruzi (1.5 mM), Clostridium paraputrificum (7.9 mM), and Trichoderma harzianum (8.06 mM) (Table 1). Although few other chitinases from microorganisms have been described (Table 1), some of their characteristics were elucidated herein: (a) the optimal pH for chitinase activity is usually in the range of 4.0–7.0; (b) the optimal temperature is usually 50°C; and (c) their molecular mass is commonly between 15 and 50 kDa. Our research on a chitinase from Paracoccidioides brasiliensis (i.e., paracoccin) identified an enzymatic domain and a carbohydrate-recognition domain (CRD) specific to GlcNAc [21, 22]. Our limited MS analyses of Tg_chitinase allowed for its identification as a protein derived from T. gondii, and also revealed a region with possible homology with a putative CRD from B. subtilis [28]. This suggests that Tg_chitinase and paracoccin have similar features. Nonetheless, additional studies are required to elucidate the domains of Tg_chitinase. Indeed, NAGase activity was previously detected in T. gondii-infected mammalian cells; the magnitude of enzymatic activity varied with infection duration [29]. Nevertheless, the study did not identify the enzyme implicated, or its origin, whether derived from the parasite or host cell. NAGase activity has also been detected in T. cruzi epimastigotes [30], but its biological role is unknown. Otherwise, chitinases from Leishmania spp. [12] and Plasmodium spp. [13] were reported to play important roles in disrupting chitinous structures of the digestive system of its invertebrate host, making transmission to the mammalian host possible. It is plausible that Tg_chitinase has an integral role in T. gondii infection based on its similarity to a mammalian chitinase that controls the protozoan cyst burden in the brain. Despite the absence of GlcNAc polymers in vertebrates, chitinases and chitinase-like proteins (C/ CLPs), which are hydrolytically inactive, are well conserved in vertebrate species. Several studies have shown that these proteins are involved in mediating the degradation of the chitinous exterior of pathogens, similar to what occurs in T. gondii cysts or in immune response regulation (Reviewed by [10]). Chitinases and CLPs are consistently reported as stimulating alternative macrophage activation, augmenting adaptative Th2 immunity, and mediating the effector functions of IL-13 [31]. Several authors consider that C/CLPs play a pivotal role in both innate and adaptive type 2 immunity. Intriguingly, the two chitinases derived from pathogens that PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 6 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii had their immunomodulation properties investigated (i.e. paracoccin and Tg_chitinase), induced the production of Th1 cytokines by macrophages. We showed herein that Tg_chitinase activates macrophages from both C57BL/6 and BALB/c mice, augmenting levels of IL-12, IL-6, and TNF-α, but not IL-10. Paracoccin induced high production of Th1 cytokines and was able to confer protection against fungal infection in mice. A second Tg_chitinase sequence identified by MS was homologous with a peroxiredoxin PX3. This enzyme is known to induce an alternative pattern of macrophage activation associated with IL-10 production [32], therefore, we do not consider it as a component of T. gondii tachyzoites. The results of the present study suggest that Tg_chitinase induces the production of Th1 cytokines, especially IL-12, which favors the hypothesis that this enzyme might influence acute phase pathogenesis of T. gondii infection. It is well established that cytokines are crucial in the development of toxoplasmosis. The production of pro-inflammatory cytokines, such as IL-12, are essential to develop a T helper 1 response, characterized by the presence of large amounts of interferon gamma (IFN-γ), which protects against infection [33]. Interferon gamma release triggers nitric oxide production by macrophages, promoting the intracellular destruction of protozoans, [34] and the differentiation of tachyzoites into bradyzoites, which replicate more slowly and form cysts in brain and muscle tissues [35]. Considering that enzymes are crucial for pathogenesis [36], and the fact that Tg_chitinase stimulates macrophages to release proinflammatory cytokines, especially IL-12, allows us to postulate that it might play an important role in the pathogenesis of toxoplasmosis, thereby contributing to the increase in slowly dividing bradyzoites that reside in tissue cysts. Materials and Methods Ethics Statement This study was approved by the Ethics Committee and the Institutional Review Board of the University of São Paulo [approval number 065/2012]. Toxoplasma gondii culture We used the highly virulent RH strain of T. gondii in all experiments. The parasite was maintained by intraperitoneal passage in female Swiss mice (Mus musculus), aged 6–7 weeks, which were purchased from the animal house of the Campus of Ribeirao Preto, University of Sao Paulo. All mice were maintained in small groups inside isolator cages with light/dark cycle of 12 hours, besides food and water ad libitum were provided, in the animal housing facility of School of Medicine of Ribeirao Preto—Univesity of Sao Paulo. The mice were humanely euthanized by CO2 chamber and all efforts were made to minimize animal suffering. The parasites were collected 48–72 h after infection as previously described [37, 38]. Parasites obtained from peritoneal exudates were washed with phosphate-buffered saline [PBS; 10 mM sodium phosphate containing 0.15 M sodium chloride (both w/v) at pH 7.2] and centrifuged at 1000 ×g for 10 min. The pellet was then lyophilized and stored at -20°C until use. Soluble Toxoplasma gondii antigen (STAg) The lyophilized pellet was re-suspended in PBS containing 0.8 mM phenylmethylsulfonyl fluoride (Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA) and sonicated (Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA) as described in [39], with three pulses at 10 kHz and 50 W for 50 s each. Soluble proteins were recovered by centrifugation at 3000 ×g for 30 min at 4°C and constituted the crude extract. The protein concentration was quantified by the colorimetric method of the PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 7 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii bicinchoninic acid assay (BCA; Pierce Chemical Co., Rockford, IL, USA) using bovine serum albumin as the standard. Purification of N-acetyl-β-D-glucosaminidase (NAGase) from Toxoplasma gondii NAGase was purified by immunoaffinity chromatography on an IgY-Sepharose 4B column equilibrated and incubated with slow rotation overnight at 4°C. The purified product was washed with PBS until the flow through had an OD280 less than 0.002. The bound protein was eluted with 0.1 M glycine at pH 2.5 and subsequently neutralized with 1 M tris-HCl at pH 8.5– 9.0. The material was dialyzed against PBS using an Amicon1 Pro Purification System (W. R. Grace & Co., Beverly, MA, USA) with a YM-10 membrane (Millipore Co., Billerica, MA, USA). The protein concentration was quantified as described above. Enzyme assay and characterization NAGase activity was measured colorimetrically using the substrate pNPGlcNAc (Sigma) as previously described [40] with slight modifications [21, 22]. The total reaction volume (0.5 mL) contained 0.1 mL of 5 mM pNPGlcNAc (w/v), 0.35 mL of 0.1 M sodium acetate buffer (w/ v), and 0.05 mL (50 μg) of crude extract. After incubation at 37°C, 1 mL of 0.5 M sodium carbonate (w/v) was added to the mixture to stop the reaction. The amount of liberated p-nitrophenol was measured spectrophotometrically at 405 nm. One unit of enzyme activity was defined as the amount of protein required to produce 1 μM p-nitrophenol per min at 37°C. The reported enzyme activity values correspond to the mean values of at least three replicates. In order to determine the Km value, we used a non-linear regression analysis of the data obtained by measuring the rate of pNPGlcNAc hydrolysis (from 0.01 to 0.1 mM; w/v), using GraphPad Prism v. 6.00 (GraphPad Software, San Diego, CA, USA). To determine the optimal pH and temperature for enzyme activity, enzymatic reactions were conducted using 0.1 M phosphate citrate buffer (pH 2.5–5.0; w/v) or 0.1 M sodium acetate buffer (pH 5.5–7.5; w/v) at a range of temperatures (25–65°C). SDS-PAGE analysis and protein identification by mass spectrometry Sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis (12% SDS-PAGE) was conducted according to [41]. Pre-stained standards (PageRuler; Fermentas, Ontario, Canada) were used to estimate the molecular weights of the sample proteins. The samples were stained with 0.25% Coomassie Brilliant Blue R-250 (w/v) and destained with a mixture of methanol/acetic acid/ water (v/v/v; 4:1:5). After SDS-PAGE, the purified NAGase band was manually excised from the gel, prepared, and analyzed by LC-MS/MS mass spectrometry (XEVO-TQS mass spectrometer; Waters, San Diego, CA, USA) coupled with a UPLC chromatography system (Waters, San Diego, CA, USA) according to [42]. Raw data were converted to mzXML and automatically processed using Labkey Server v. 12, using theX!Tandem search algorithm [43]. Immunofluorescence For subcellular NAGase localization, we used tachyzoites of T. gondii RH strain, which were freshly isolated from infected mice using peritoneal washes. Parasites were fixed in 4% paraformaldehyde (w/v) at room temperature for 20 min, and then allowed to adhere to Biobondtreated coverslips for 15 min. Permeabilization was conducted with 0.3% Triton X-100 (w/v) for 20 min followed by a 30 min blocking period with 0.3% bovine serum albumin (BSA) diluted in PBS. A 1:100 dilution of anti-NAGase IgY-biotinylated antibodies was incubated PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0144507 December 10, 2015 8 / 12 Chitinase from Toxoplasma gondii with parasites at room temperature for 1 h. After five washes with PBS, the parasites were incubated with anti-streptavidin-FITC antibody for 30 min. All samples were then rinsed in PBS and coverslips were mounted with ProLong™ antifade reagent (Life Technologies, Carlsbad, CA, USA) and examined with a Leica TCS SP5 scanning confocal microscope (Carl Zeiss, Jena, Germany). Cytokine production analysis Thioglycolate-elicited macrophages were stimulated with NAGase (0.5, 1, 2.5, 5 and 10 μg/mL) for 48 h in the cytokine production assay. Pam3CSK4 (1 μg/mL), LPS (1 μg/mL), and IFN-γ (1.5 ng/mL) (Invitrogen, San Diego, CA, USA) were used as positive controls. IL-6, IL-12p40, TNF-α, and IL-10 levels in the supernatant of peritoneal macrophage cultures from BALB/c and C57BL6 mice were measured by the capture enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) with antibody pairs purchased from BD Biosciences (Pharmingen, San Diego, CA, USA). The ELISA procedure was performed according to the manufacturer’s protocol. The quantity of cytokines was determined from a standard curve, using murine recombinants IL12p40, IL-6, TNF-α, and IL-10. Prediction of three-dimensional (3D) structures and statistical analysis Three-dimensional structures were predicted using I-TASSER [25], as previously described [44]. Data were analyzed using GraphPad Prism v. 6.00 (GraphPad Software, San Diego, CA, USA) and tested by one-way ANOVA followed by Bonferroni multiple comparisons. The data analyzed were the means from at least three independent experiments performed in triplicate. P values less than 0.05 were considered statistically significant. Acknowledgments This study was supported by the Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (Grant number 2013/10741-8). Additional financial help was provided by Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico, and Fundação de Apoio ao Ensino, Pesquisa e Assistência do Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto. We are grateful to Dr Maria Aparecida Souza for fruitful discussions of our results. We also thank Patricia Vendruscolo and Sandra Thomaz for technical support. Author Contributions Conceived and designed the experiments: FA ASS TAS AMP CFP ACPAM NTC NSM ARLD WRP RNS MCRB. Performed the experiments: FA ASS TAS AMP CFP ACPAM NTC NSM ARLD WRP. Analyzed the data: FA ASS TAS RNS MCRB. Contributed reagents/materials/ analysis tools: FA NSM ARLD JRM RNS MCRB. Wrote the paper: FA ASS TAS NSM ARLD RNS MCRB. References 1. Tenter AM, Heckeroth AR, Weiss LM. Toxoplasma gondii: from animals to humans. International journal for parasitology. 2000; 30(12–13):1217–58. PMID: 11113252; PubMed Central PMCID: PMC3109627. 2. Montoya JG, Rosso F. Diagnosis and management of toxoplasmosis. Clinics in perinatology. 2005; 32 (3):705–26. doi: 10.1016/j.clp.2005.04.011 PMID: 16085028. 3. Wasmuth JD, Pszenny V, Haile S, Jansen EM, Gast AT, Sher A, et al. Integrated Bioinformatic and Targeted Deletion Analyses of the SRS Gene Superfamily Identify SRS29C as a Negative Regulator of Toxoplasma Virulence. Mbio. 2012; 3(6). doi: ARTN e00321-12 doi: 10.1128/mBio.00321-12 PMID: WOS:000313100700005. 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