Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus

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Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus (Burchell, 1822) que ocorre no lago Urema, Parque
Nacional da Gorongosa
FACULDADE DE CIÊNCIAS
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
Trabalho de culminação de Curso (Variante trabalho de Investigação) Tema: Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus (Burchell, 1822) que ocorre no Lago Urema, Parque Nacional da Gorongosa. Autor: José Chissiua Dumbo Maputo, Novembro de 2009 José Chissiua Dumbo
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Índice
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1. Introdução ....................................................................................................................................... 1
1.1. Justificação do estudo ....................................................................................................................... 4
1.2. Revisão bibliográfica ........................................................................................................................ 5
Tabela 1. A fauna parasitária identificada em C. gariepinus, em África. ............................................ 6
2. Objectivos ...................................................................................................................................... 10
3. Descrição da área de estudo .......................................................................................................... 11
4. Material e Métodos ....................................................................................................................... 13
4.1. Material .......................................................................................................................................... 13
4.2. Métodos .......................................................................................................................................... 13
4.2.1. Tamanho da amostra ................................................................................................................ 13
4.2.2. Amostragem ............................................................................................................................. 13
4.2.3. Procedimento laboratorial ........................................................................................................ 16
5. Análise de dados ............................................................................................................................ 18
6. Resultados ..................................................................................................................................... 20
6.1. Caracterização dos parasitas detectados ......................................................................................... 21
7. Discussão ....................................................................................................................................... 30
8. Conclusão ....................................................................................................................................... 35
9. Recomendações ............................................................................................................................. 36
10. Referências bibliográficas ............................................................................................................ 37
11. Anexos ......................................................................................................................................... 43
1. Introdução
Os peixes são um potencial hospedeiro de muitas espécies de parasitas que podem
causar uma alteração significativa da sua fisiologia. Uma identificação cuidadosa de parasitas,
da estrutura das suas comunidades e dos processos envolvidos na manutenção dessa estrutura
é muito importante para a prevenção de vários parasitas (Goselle et al., 2008).
José Chissiua Dumbo
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A informação acerca do modo de transmissão e o potencial hospedeiro intermediário
do parasita é muitas vezes crucial para seleccionar um maneio de controlo, para reduzir ou
eliminar os parasitas (Goselle et al., 2008).
A piscicultura era por tradição, em certas regiões do mundo, uma das actividades
mais praticadas pelas comunidades rurais. Na actualidade esta actividade tem um grande
contributo no desenvolvimento sócio-económico pois, ela contribui com cerca de 15% para
as capturas de peixe à nível mundial e 13% em Moçambique (FAO, 2007). Por isso, esta
actividade tem sido associada à estudos parasitológicos para fornecer subsídios para o
conhecimento da ecologia e a biodiversidade das espécies tanto dos parasitas como dos
hospedeiros, alguns estágios do ciclo de vida dos parasitas, etiologia de algumas doenças de
peixes e efeitos dos parasitas no hospedeiro, de modo a intensificar a produção de peixe isento
de parasitas (Pillay 1995, Paraguassú et al., 2005).
Em Moçambique, o peixe é de enorme importância, uma vez que cerca de 30% da
população sofre de subnutrição (FAO, 2007). Até 1995 os peixes de água doce (lagoas
costeiras, estuários, bacias e rios), em Moçambique, contribuíam com abaixo de 7% da sua
colheita. Nos últimos anos, os produtos pesqueiros de água doce têm contribuído bastante para
o estado de saúde humana, pois garantem a obtenção de proteínas a baixo custo para a
melhoria da dieta da população. Até o ano 2000, o suprimento em proteínas de peixe era de
2% em Moçambique, 6% na África Sahariana e 6% no mundo (FAO, 2004), sendo em
Moçambique o consumo médio anual de peixe per capita de 7 à 10 Kg/ano, onde 10 à
12kg/ano são consumidas em comunidades costeiras. Mesmo assim, estes valores ficam
abaixo do mínimo recomendado pela FAO, que é de 14kg/ano (FAO, 2007).
A FAO (2008) estima que cerca de 50% de proteína animal consumida pela
população moçambicana deriva do peixe e de outros produtos de pesca, e que, os programas
de piscicultura poderão contribuir significativamente para a segurança alimentar.
Em ambientes aquáticos naturais, os peixes são influenciados por diversos factores
físicos e biológicos que afectam a saúde e a sobrevivência de espécies de peixes e das
espécies consumidoras das mesmas, incluindo os humanos (Nash, 1995). Nestes ambientes, há
inúmeras relações inter e intra-específicas estabelecidas, dentre elas o parasitismo
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estabelecido por organismos pertencentes a filos Platyhelminthes, Nemathelminthes,
Acantocephala e Arthropoda (Crustacea) e outros de menor importância (Sindermann, 1989).
O parasitismo é muito comum e diversificado em peixes de ambientes naturais do que em
peixes de viveiros e tanques (Goselle et al., 2008).
Certas espécies de parasitas de peixes como Clinostomum e Euclinostomum
(Clinostomidae), Anisakis (Anisakidae), acantocéfalos e Lernaeidae quando presentes no
peixe podem causar consideráveis alterações morfológicas e fisiológicas como perda de peso,
atraso no crescimento, infertilidade, debilidade e considerável taxa de mortalidade do peixe
infectado constituindo assim uma séria perda económica para o piscicultor (Sindermann,
1989).
Os humanos são alvo de infecções por parasitas de peixes. Isto deve-se ao facto de
certas espécies de peixes serem hospedeiras de parasitas, e os parasitas terem carácter
zoonótico, constituindo uma ameaça à saúde pública particularmente quando os humanos
ingerem as suas larvas contidas no peixe cru, mal cozinhado ou defumado. Podem causar
doenças aos humanos, por exemplo Clonorchis sinensis, Opisthorchis felineus e Heterophyes
sp. quando se fixam na faringe causam irritação, ulceração, necrose ou cirrose hepática
(Stoskopf 1993 e Noble et al., 1989); Diphyllobothrium latum, no tracto digestivo humano
causa dor no epigastro, úlcera péptica, anorexia, anemia hipercrômica macrocítica (falta da
vitamina B12), colelítiase, ileíte e apendícite (Rey, 1992).
A patogenicidade dos parasitas tanto para os peixes como para os humanos depende
em larga medida do número de parasitas no hospedeiro, estágio de desenvolvimento do
parasita, localização do parasita no hospedeiro, morfologia do parasita, idade do hospedeiro,
susceptibilidade das espécies de peixe aos patógenos e a virulência do agente patogénico
(Sindermann 1989, Pillay 1995, Tsotetsi 2005). Para além destes factores, a patogenicidade
dos parasitas depende também das condições ambientais a que os peixes estão expostos. Os
peixes podem entrar em “stress” ambiental como resultado de baixo conteúdo de oxigénio,
elevado nível de salinidade da água, excesso de produtos metabólicos inúteis, poluição e
pesticidas, tornando-os assim susceptíveis à infecções por parasitas (Goselle et al., 2008;
Tsotetsi, 2005).
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A identificação de parasitas de peixes e o conhecimento do seu ciclo de vida são um
pré-requisito para reduzir a infecção do consumidor humano (Stoskopf, 1993). Esta redução é
conseguida pela inspecção, selecção e processamento do peixe de forma que os parasitas
sejam removidos ou mortos (Vubil, 2005).
Algumas medidas que são usadas para controlar doenças de peixes por parasitas
incluem proibição da transferência de peixes infectados e doentes de um ambiente para o
outro e certificação da presença de doenças (por parasitas) ou não, no momento da
transferência. Estas medidas são conseguidas fazendo investigação no campo parasitológico
para identificar os parasitas nesses peixes (Nash, 1995).
Sobre parasitas de peixes de água doce da África Austral existem muitas publicações,
destacando-se: Na África do Sul: Barnard (1955), Fryer (1964); Prudhoe e Hussey (1977),
Mashego (1982), Kruger et al. (1983), Van As e Basson (1984), Oldewage e Van As (1987),
Oldewage e Van As (1988) Hetch et al. (1988), Mashego e Saayman (1981, 1989), Tsotetsi
(2005), Barson e Avenant-Oldewage (2006 a,b) e Barson et al. (2008); No Zimbabwe por
Douëllou (1992), Douëllou e Erlwanger (1994), Barson (2004); Zâmbia por Mackiewicz e
Beverley-Burton (1967).
Na África Ocidental há os trabalhos realizados especificamente na Nigéria por
Olofintoye (2006), Ayanda (2008, 2009) e Goselle et al. (2008); Na África do Norte, por
exemplo no Egipto por Abo-Esa (2008) e Chambrier et al. (2008).
Em Moçambique existem poucos estudos de parasitas de peixes de água doce,
destacando-se os trabalhos de Dias (1952, 1955), Barnard (1955), Marques (1961), Vubil
(2005), Scholz et al. (2008), Boane (2008) e Boane et al. (2008).
1.1. Justificação do estudo
Os peixes de água doce podem servir de hospedeiros definitivos, intermediários ou
paraténicos de muitas espécies de parasitas metazoários e crustáceos (Barson, 2004).
Em ambientes com grande diversidade de organismos aquáticos como o lago Urema,
alguns parasitas podem facilmente interagir com o peixe contribuindo para alta mortalidade e
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consequentemente perdas económicas. Também podem ameaçar a biomassa, a abundância e
diversidade de espécies de peixes indígenas (Barson, 2004).
Alguns parasitas podem causar lesões superficiais (ectoparasitas: Protozoa, Monogea,
Hirudinea e Crustacea) possibilitando infecções secundárias por bactérias e fungos
patogénicos. Outros infectam órgãos e tecidos internos (endoparasitas: Protozoa, Digenea,
Cestodea, Acanthocephala e Nematoda) causando alterações na fisiologia dos órgãos internos
(Hecht e Endemann, 1998). E ainda outros como os Hirudinea, Acanthocephala, Copepoda e
Mollusca, jogam um papel importante no desenvolvimento de helmintes parasitas servindo de
hospedeiros intermediários (Barson, 2004).
Antes de 1994, a captura de peixe no lago Urema, principalmente da espécie Clarias
gariepinus era uma actividade intensamente praticada e se vendia maioritariamente para as
províncias de Zambézia e Nampula. Actualmente a actividade no mesmo local, continua a ser
praticada por pescadores furtivos, mas em pequena escala, para o consumo próprio e venda
(Luís, em comunicação pessoal, 2009).
C. gariepinus (Burchell, 1822) tem sido o objecto de estudo de várias pesquisas,
numa tentativa de seleccionar uma espécie de peixe indígena adequada, de água doce, para a
piscicultura na África do Sul (Mashego e Saayman, 1989). Esta espécie foi seleccionada no
presente estudo devido a sua maior distribuição e sua constante presença nas pescas que são
feitas no lago Urema. Esta é uma espécie muito aceite como alimento pelas populações
residentes em Muaredzi, zona situada próxima do lago Urema.
1.2. Revisão bibliográfica
Considerável atenção tem sido dada aos estudos de parasitas de peixes de água doce
em muitas partes do mundo. Vários estudos feitos, mostraram altas prevalências em muitos
casos, principalmente com os endoparasitas (Ayanda, 2008).
Em África, mais de 40 espécies de parasitas de diferentes grupos taxónomicos têm
sido reportadas em C. gariepinus (Ayanda, 2008). Dos trabalhos feitos em África sobre C.
gariepinus destacam-se com maior ênfase as seguintes publicações: Ukoli (1966), Van As e
Basson (1984), Hetch et al. (1988), Mashego e Saayman (1989), Douëllou (1992), Douëllou e
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Erlwanger (1994), Barson (2004), Tsotetsi (2005), Olofintoye (2006), Barson e AvenantOldewage (2006 a,b), Chambrier et al. (2008), Barson et al. (2008), Goselle et al. (2008) e
Ayanda (2008, 2009). Abaixo está representada a tabela 1 que foi compilada com base nos
artigos publicados, sobre parasitas detectados nesta espécie de peixe.
Tabela 1. A fauna parasitária identificada em C. gariepinus, em África.
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Grupo taxonómico
Monogenea
Digenea
Cestoda
Acanthocephala
Nematoda
Espécie de parasitas
Gyrodactylus sp.
Gyrodactylus transvaalensis
Macrogyrodactylus clarii
Macrogyrodactylus karibae
Macrogyrodactylus congolensis
Sanguinicola sp.
Clinostomum complanatum
Phyllodistomum bavuri
Phyllodistomum vanderwaali
Diplostomum spathaceum
Postodiplostomum sp.
Neodiplostomum sp.
Ornithodiplostomum sp.
Clinostomoides brieni
Glossidium pedatum
Euclinostomum heterostomum
Diplostomum mashonense
Polyonchobothrium clarias
Proteocephalus glanduliger
Amonotaenia sp.
Barsonella lafoni
Marsypocephalus clarias
Marsypocephalus heterobranchus
Diphilobothrium latum
Diphilobothrium plerocercoid
Echinorhynchotaenia tritesticulata
Monobothrium sp.
Neoechinorhynchus rutili
Paracamallanus cyathopharynx
Contracaecum rudolphi
Contracaecum multipapillatum
Contracaecum rodhaini
Cuculanus sp
Skryabinocara sp.
Contracaecum sp.
Procamallanus laevionchus
Crustacea
Argulus japonicus
Lamproglena clariae
Dolops ranarum
Ergasilus mirabilis
Lernaea clariae
Autor, ano
Abo-Esa (2008)
Van As & Basson (1984)
Local de colheita do peixe
Egipto
África do Sul
Barson et al. (2008)
Save-Runde River , Zimbabwe
Ayanda (2008)
Barson et al . (2008)
Save-Runde River , Zimbabwe
África do Sul
Goselle et al . (2008)
Nigéria
Barson & Avenant-Oldewage (2006)
Rietvlei Dam, Africa do Sul
Moçambique e Zimbabwe
Mashego & Saayman (1989)
África do Sul
Mashego & Saayman (1989)
África do Sul
Ayanda (2008)
Asa dam Ilorin, Nigeria
Chambrier et al . (2008)
Etiópia, Sudão, Tanzânia e Zimbabwe
Goselle et al. (2008)
Nigéria
Olofintoye (2006)
Ayanda (2008)
Zimbabwe
Zimbabwe e África do Sul
Asa dam Ilorin, Nigéria
Barson et al . (2008) e Mashego & Saayman (1981)
Zimbabwe e África do Sul
África do Sul
Barson & Avenant-Oldewage (2006)
Rietvlei Dam, África do Sul
Kruger et al . (1983)
Fryer (1964)
Barson (2004) e Tsotetsi (2005)
Douëllou & Erlwanger (1994)
Oldewage & Van As (1987)
Tsotetsi (2005)
África do Sul
África do Sul
Lago Kariba, Zimbabwe
África do Sul
África do Sul
Ordenação sistemática de Clarias gariepinus (Burchell, 1822)
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A ordenação sistemática do peixe em estudo foi compilada com base em Skelton
(1993), Storer et al. (2003) e Ruppert et al. (2005):
Reino: Animalia
Ramo: Eumetazoa
Divisão: Bilateria
Subdivisão: Deuterostomia
Filo: Chordata
Subfilo: Vertebrata
Superclasse: Pisces
Classe: Osteichthyes
Subclasse: Actinopterygii
Infraclasse: Teleostei
Ordem: Siluriformes
Família: Clariidae
Género: Clarias (Scopoli, 1777)
Espécie: Clarias gariepinus (Burchell, 1822).
Sinónimo: C. depressus (Myers, 1925)
C. mossambicus (Peters, 1852)
C. lazera (Cuvier & Valenciennes, 1840)
C. capensis (Valenciennes, 1840)
Silurus gariepinus (Burchell, 1822)
S. gariepinus( Burchell, 1822)
Os nomes comuns de C. gariepinus usados em Inglês e em vários idiomas de
Moçambique são apresentados na tabela 2.
Tabela 2. Nomes comuns de C. gariepinus em vários idiomas
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Características morfológicas e ocorrência de C. griepinus
C. gariepinus é uma espécie caracterizada por ter uma cabeça larga e achatada dorsoventralmente, com olhos pequenos e laterais, uma boca larga com pequenos dentes, quatro (4)
pares de barbilhos, maxilas longas, uma barbatana dorsal longa, um (1) par de barbatanas
peitorais e uma barbatana caudal. Tem cor que varia de escuro para castanho-claro, sem
escamas e é muito escorregadio. Abaixo da cabeça e do abdômen é branco e as extremidades
das barbatanas são avermelhadas, segundo o que se pode ver figura 1 (Hecht et al. 1988,
Skelton 1993, Mili e Texeira 2006).
Esta espécie é amplamente distribuída em África, particularmente em Moçambique.
Esta espécie exibe taxas de crescimento extensamente divergentes, tanto em condições
naturais como em condições de aquacultura, atingindo cerca de 759.5 à 1564.8 mm de
comprimento e 59 Kg de peso e é frequente nas capturas (Skelton 1993; Van Der Waal 1998).
Habita águas interiores de rios lentos e grandes, lagos e represas lamacentos. É uma
espécie omnívora, tolerante a condições adversas do ambiente natural como alta turvação,
baixa concentração de oxigénio dissolvido, temperaturas entre 8 e 35ºC e intervalo de
salinidade de 0 à 10%. Por estas razões, esta espécie de peixe tem sido considerada ideal para
a piscicultura. Quando as brânquias são cobertas com lama, o peixe segrega muco para manter
pele húmida podendo viver muito tempo na lama. Pode viver doze horas após retirar-lhe do
meio aquático (Hecht et al., 1988; Mashego e Saayman 1989).
Devido a essa tolerância a condições adversas do ambiente, tem maior distribuição
geográfica e pode sobreviver em qualquer tipo de águas estando sempre presente nas capturas
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de peixes das águas interiores moçambicanas. Assim, é muito usado como alimento, servindo
de fonte de energia em nutrição humana (Mashego e Saayman 1989, Barson 2004).
O peixe-gato (C. gariepinus) ocupa um nível trófico alto na teia alimentar aquática, às
vezes alimentando-se de peixes menores e zooplancton. Este é normalmente um hospedeiro
definitivo de vários parasitas de helmintes no seu tracto gastrointestinal (Fourier, 2006).
Figura 1. Espécimes de C. gariepinus capturados no lago Urema.
2. Objectivos
Objectivo geral
O presente trabalho tem como objectivo geral: conhecer as espécies de parasitas
metazoários de C. gariepinus que ocorre no lago Urema, Parque Nacional da Gorongosa.
Objectivos específicos
Aqui pretende-se:
•
Identificar e caracterizar morfologicamente as espécies de parasitas de C. gariepinus;
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•
Caracterizar as parasitoses usando os parâmetros prevalência, intensidade média e
abundância média das infecções por espécie de parasita;
•
Determinar a relação entre o peso dos peixes e a intensidade parasitária;
•
Determinar a relação entre o comprimento padrão dos peixes e a intensidade
parasitária.
3. Descrição da área de estudo
O lago Urema está situado no norte do Parque Nacional da Gorongosa entre latitudes
18˚ 52′ 45′′ e 18˚ 54′ 38,22′′ Sul e longitudes 34˚ 28′ 58.26′′ e 34˚ 31′ 42.82′′ Este, na
província de Sofala, em Moçambique (anexo I).
O lago Urema, composto por zonas Mucombézi, Mira Hippo, Phera e Zona Trinta,
tem um comprimento de cerca de 10 Km e uma largura máxima de 1 Km. No extremo norte, o
lago recebe águas da Serra da Gorongosa e dos rios Vundúzi, Mucombézi e Nhandugue, este
último, dependente do rio Muera e do rio Muaredzi que corre a partir do planalto de
Cheringoma e deposita sedimentos perto do lago, o que desacelera sua drenagem. No extremo
Sul, liga-se ao rio Urema que por sua vez liga-se ao rio Púnguè, onde as suas águas são
drenadas e vão desaguar no Oceano Índico. Muitos destes rios são sazonais. Em anos de
precipitação elevada, as águas do lago podem invadir cerca 20Km2 de terra, o que obriga a
interrupção de qualquer actividade neste período (Anónimo, 2004).
Durante o período chuvoso o lago Urema, liga-se aos rios circunvizinhos, e algumas
espécies de peixes migram do lago para os rios e vice-versa. Isto faz com que algumas
espécies nativas dos rios vizinhos, a título de exemplo, Tilapia rendalli, sejam encontradas no
lago somente neste período e não na estação seca. Na estacão chuvosa as águas invadem as
savanas, as florestas e os bosques cerrados (Steinbruch, em comunicação pessoal, 2009).
Esta invasão temporária das águas às savanas, florestas e aos bosques cerrados, cria
um complexo mosaico de ecossistemas que contém maior abundância e diversidade de vida
selvagem do que em qualquer outra zona do parque, motivo que atrai a visita de turistas e de
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pessoas que vivem em pequenas comunidades espalhadas ao longo das zonas de captação de
água e de pesca no lago Urema. Mesma situação acontece no rio Urema (Anónimo, 2004).
O lago Urema tem uma camada lamacenta de média 0.2 m (20 cm) e uma
profundidade média de 0.5 m (50 cm) em tempo seco. Possui uma densa vegetação nas suas
margens maioritariamente jacintos de água e algas; as águas do lago são muito turvas, como
se pode ver na figura 2. Sucessões sazonais de populações de algas e o seu crescimento
excessivo resulta em cor, odor e sabor desagradáveis declinando a qualidade da água.
Este lago contém grande diversidade de organismos como peixes, crocodilos,
hipopótamos, insectos aquáticos, crustáceos, aves piscívoras e salamandras.
As espécies de peixes presente no lago são: C. gariepinus (Burchell, 1822),
Oreochromis mossambicus (Peters, 1852), Hydrocynus vittatus (Castelnau, 1861), Mormyrus
longirostris (Peters, 1852), Protopterus annectens (Poll, 1961), Petrocephalus catostoma
(Günther, 1866), Schilbe intermedius (Rüppell, 1832), Synodontis zambezensis (Peters, 1852),
Labeo cylindricus (Peters, 1852), Barbus luikae (Ricardo, 1939) e Bricinus imberi (Peters,
1852) (Machipane, em comunicação pessoal, 2009).
Figura 2. Vista do lago Urema mostrando rica vegetação ao longo das margens.
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4. Material e Métodos
4.1. Material
O material utilizado para a presente pesquisa consta do anexo II.
4.2. Métodos
4.2.1. Tamanho da amostra
Para o estudo de parasitas metazoários de C. gariepinus, foram colhidos no lago
Urema 41 peixes desta espécie.
O tamanho da amostra foi determinado pela fórmula de Pearson (Triola, 1999):
n=
[Z α / 2 ]2 × p × q
E2
n=
[1.64]2 × 0.5 × 0.5
(0.1)2
n=41
Onde:
n - tamanho da amostra;
p - prevalência da infecção do peixe por parasitas (p=0.5 e q = 1-p) por não haver estudos
feitos anteriores.
E - margem de erro que é igual a 10%; α é o grau de confiança (α=94.95%)
Zα/2 - nível de significância (Z α/2=1.64).
4.2.2. Amostragem
Os peixes foram capturados usando quatro redes, de emalhar e de arrasto em
diferentes pontos do lago Urema. Três dessas redes tinham a malha de quatro polegadas
(4×4cm) do tipo Nylon e uma de malha de uma polegada (1×1cm) do tipo Nylon.
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Cada rede era esticada de forma transversal ao lago e assegurada por dois paus nas
suas extremidades (figura 3). Após doze horas, foram sendo recolhidos os peixes capturados
pela rede (figura 4).
Figura 3. O modelo de arrasto feito para a captura de C. gariepinus.
Figura 4. C. gariepinus capturado pela rede com malha de 4 polegadas.
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Para a amostragem foram feitos quinze (15) arrastos em oito (8) pontos do lago
distribuídos por três (3) zonas (Mira Hippo, Phera e Mucombézi), desde o sul até ao norte do
mesmo (tabela 3 e figura 5). Em cada ponto de captura seleccionaram-se apenas peixes da
espécie C. gariepinus e de seguida foram transportados para o laboratório do Santuário para o
exame de superfície e necrópsia.
Tabela 3. Caracterização dos pontos de amostragem e data das colheitas de amostras.
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Figura 5. Locais de amostragem indicados no mapa do lago (
ponto de colecta de peixe). 4.2.3. Procedimento laboratorial
Exame dos peixes no laboratório do Santuário
Aqui, primeiro, procedeu-se a identificação dos peixes capturados até ao nível de
espécie (C. gariepinus) utilizando Skelton (1993) e foi atribuído um número a cada peixe desta
espécie. Mediu-se o comprimento padrão (figura 6) de cada peixe com uma régua milímetrica
(mm); escolheu-se o comprimento padrão porque alguns peixes possuíam cauda rompida
devido ao ataque por crocodilos quando capturados pela rede. Pesou-se em gramas (g) com
uma balança electrónica e os dados foram registados em fichas individuais (anexo III).
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Comprimento padrão
Figura 6. Esquema de um peixe indicando o comprimento padrão.
Segundo, fez-se uma observação geral do tegumento de cada peixe à vista desarmada
para pesquisa de ectoparasitas. Depois fez-se necrópsia por uma incisão longitudinal sobre a
linha mediano-ventral até a inserção da barbatana anal (figura 7) e registou-se o aspecto geral
das cavidades branquial e abdominal na ficha individual de dados (Anexo III).
E por último, foram removidas as brânquias e o tracto digestivo, e separadamente
foram conservados em frasco com etanol à 70% (devido a falta de lupa e microscópio para a
colecta de parasitas no local). Os parasitas visíveis a olho nú na cavidade visceral, foram
removidos, conservados em etanol à 70% e etiquetados pelo número correspondente ao peixe.
Figura 7. Necrópsia de C. gariepinus e remoção de parasitas da cavidade visceral.
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Colecta, processamento e identificação de parasitas no laboratório do DCB
Com ajuda da Lupa binocular, as brânquias e o tracto digestivo foram observados, e
depois procedeu-se a colecta dos parasitas neles existentes e os dados foram registados na ficha
do anexo III.
Todos os parasitas detectados, foram preservados no etanol à 70% e depois foram
submetidos aos procedimentos que a seguir são descritos.
Os parasitas pertencentes à Cestoda e Digenea foram corados pelo corante de Carmina
de Gower e a diferenciação foi feita pela solução de álcool à 70% com HCl à 1% na razão de
1:1. Depois foram desidratados passando por uma série alcoólica com concentrações crescentes
de 70%, 80%, 90%, 95% e 100% em períodos de 20, 10, 10, 15 e 15 minutos, respectivamente,
e foram colocados no Xilol durante 15 minutos, depois foram montados no Bálsamo de Canadá
(Vubil, 2005).
Os Nematoda, depois de serem colhidos do peixe, foram conservados em álcool à 70%
e logo depois passaram por clareamento em lactofenol para melhor visualização dos órgãos
internos ao microscópio e identificação (Stoskopf, 1993).
Os Crustacea colectados, foram preservados em álcool à 70% e depois colocados no
ácido láctico à 90% para o clareamento (Bankley e Williams, 1994).
Os exemplares de parasitas detectados durante esta pesquisa encontram-se conservados
no Laboratório de Parasitologia do DCB, Universidade Eduardo Mondlane.
5. Análise de dados
A prevalência, a intensidade, a intensidade média, a abundância, a abundância média
dos parasitas, foram calculados de acordo com a recomendação de Bush et al. (1997).
Prevalência (P) é o número de hospedeiros infectados por um ou mais indivíduos de
uma espécie particular de parasitas (ou grupo taxonómico) dividido pelo número de
hospedeiros (peixes) examinados com relação a essa espécie de parasita. É expressa em
percentagem (%).
Página 18
P=
Número de hospedeiros infectados por cada espécie
Número total de hospedeiros examinados
× 100%
Onde: P corresponde a prevalência da infecção.
Intensidade (I) é o número de indivíduos de uma espécie particular de parasitas num
único hospedeiro infectado.
Intensidade média da infecção (IM) é o número total de parasitas de uma espécie
particular encontrado numa amostra, dividido pelo número de hospedeiros infectados por esse
tipo de parasita.
IM =
Número total de indíviduos de cada espécie de parasita na amostra
Número total de hospedeiros inf ectados
Onde: IM corresponde a intensidade média de infecção.
Abundância (A) é o número de indivíduos de uma espécie particular de parasitas num
ou sobre um único hospedeiro, independentemente de o hospedeiro estar ou não infectado.
Abundância média dos parasitas (AM) é o número total de indivíduos de uma dada
espécie de parasitas dividido pelo número total de hospedeiros da espécie examinada
(infectados +não infectados).
AM =
Número total de parasitas de cada espécie
Número total de hospedeiros examinados (infectados e não infectados )
Onde: AM corresponde a abundância média.
Foi usado o programa de análise estatística "SPSS 15.0" e “Excel” para determinar o
coeficiente de correlação de Pearson (r) entre intensidade parasitária e o peso dos hospedeiros,
bem como, entre a intensidade parasitária e o comprimento padrão dos hospedeiros.
Página 19
6. Resultados
O peixe (C. gariepinus) para a presente pesquisa apresentou um comprimento médio
de 462,93±64,15 (317-602) mm e peso médio de 1322,98 ±417,79 (813,5-2200) g. Na presente pesquisa foram detectadas sete (7) espécies de parasitas nos diferentes
órgãos do peixe e na cavidade visceral. Na tabela 4 está indicado o número de peixes
analisados em cada zona de amostragem no Lago Urema e a distribuição das prevalências para
cada espécie de parasita detectada. Verificou-se que em todas as zonas, a maior prevalência foi
a de infecção por Contracaecum sp.
Tabela 4. Prevalência e número de peixes infectados por cada espécie de parasita, em cada
zona de amostragem no lago Urema.
A tabela 5, abaixo, mostra as espécies de parasitas detectadas e os parâmetros de
prevalência, intensidade média e abundância média.
Página 20
Tabela 5. Parasitas detectados em C .gariepinus proveniente do Lago Urema. P=Prevalência;
IM=Intensidade
média;
AM=Abundância
média;
DP=Desvio
padrão;
min=mínimo
e
max=máxima.
6.1. Caracterização dos parasitas detectados
Devido a exiguidade funcional da máquina fotográfica acoplada ao microscópio, não
foi possível ter as imagens dos parasitas detectados. Apenas constam do anexo V, imagens de
parasitas das fontes usadas como chave de identificação de parasitas no presente estudo.
6.1.1. Clinostomoides brieni Dollfus, 1950
Filo: Platyhelminthe
Classe: Trematoda
Ordem: Digenea
Família: Clinostomidae Lühe, 1901
Subfamilia: Clinostominae Lühe, 1901
Género: Clinostomoides Dollfus, 1950
C. brieni foi colectado na câmara branquial sobre o quarto (4º) arco branquial do lado
esquerdo. De acordo com Gibson et al. (2002), as metacercárias de C. brieni possuem seguintes
características: corpo robusto, forma de uma língua, ventosa oral pequena na região anterior,
ventosa ventral (acetábulo) grande localizada no terço anterior do corpo; possui cecos longos,
sinuosos e sem ramificações. Os testículos são ovais e estão localizados na metade posterior do
Página 21
corpo do parasita; o saco vitelínico estende-se a partir da região posterior do corpo e termina
até ao nível da bifurcação do ceco; o útero pode ou não chegar até ao nível da ventosa ventral.
As características das metacercárias de C. brieni observadas na presente pesquisa são:
cor branca, corpo robusto, achatado tanto na região dorsal como na região ventral; ventosa oral
pequena, uma ventosa ventral grande e cecos longos. Os órgão reprodutores estão situados
muito próximo a região posterior do corpo do parasita. Na tabela 6 estão apresentadas as
medições do corpo e de órgãos visualizados neste parasita.
Tabela 6. Caracterização morfométrica de C. brieni.
Presente estudo
Órgão medido
1 exemplar medido; (em mm)
Comprimento do corpo
4,34±0,091
Largura do corpo
1,09±0,154
Comprimento da ventosa oral
0,288±0,207
Largura ventosa oral
0,25±0,193
Comprimento ventosa ventral
0,539±0,034
Largura ventosa ventral
0,499±0,053
Distância da ventosa oral a ventral
0,446±0,09
Distância Extrem. Anterior a ventosa ventral
0,783±0,165
Distância Ventosa ventral-órgãos sexuais
2,12±0,67
Relação entre Comp. ventosa oral/ventosa ventral ½
Relação entre Largura ventosa oral/ventosa ventral ½
6.1.2. Diplostomum mashonense Beverly-Burton, 1963
Classe: Trematoda
Ordem: Digenea
Família: Diplostomidae Poirier, 1826
Género: Diplostomum Von Nordman, 1832
O parasita D. mashonense foi detectado nas brânquias e no intestino anterior e médio
de C. gariepinus.
De acordo com Gibson et al. (2002), este parasita tem seguintes características: corpo
bipartido com forma de espátula; região anterior com forma cónica; Tem uma ventosa ventral e
pseudo-ventosas na região posterior; a extremidade anterior com três lóbulos, ventosa oral e
Página 22
uma pequena faringe. Possui um ceco que parte da região anterior próxima a faringe até ao
poro excretor, região posterior.
As características detectadas no parasita desta pesquisa são: corpo com forma cónica,
cor branca, ventosa ventral e dois lóbulos salientes na região anterior. Na tabela 7, consta a
caracterização morfométrica do parasita.
Tabela 7. Caracterização morfométrica de D. mashonense.
Órgão medido
Largura do corpo
Comprimento da ventosa posterior
Largura da ventosa posterior
Distância da ventosa até região posterior
Distância da ventosa até região anterior
Presente estudo
4 exemplares medidos; (em mm)
0,26±0,4 (0,2-0,28)
0,22 ±0,0036 (0,217-0,225)
0,06±0,013 (0,047- 0,075)
0,06 ±0,013 (0,047-0,075)
0,033±0,0072 (0,025-0,039)
0,207±0,009 (0,198-0,217)
Estudo realizado em C. gariepinus
Barson et al . (2008); (mm)
0,514 (0,445-0,585)
0,185 (0,101-0,255)
0.048 (0,044-0,057)
0,047 (0,046-0,052)
----------
6.1.3. Polyonchobothrium clarias Woodland, 1925
Classe: Cestoda
Ordem: Pseudophyllidea Carus, 1863
Família: Bothriocephalidae Blanchard, 1849
Género: Polyonchobothrium Diesing, 1854
Segundo Barson e Avenant-Oldewage (2006 a) P. clarias é largamente distribuído em
peixes aquáticos africanos de ordem Siluriforme (Siluroid) especificificamente na espécie C.
gariepinus.
Segundo Hoffman (1999) P. clarias tem um escólex rectangular com uma coroa de
ganchos; o escólex tem dois sulcos ou lóbulos, um dorsal e outro ventral e com um pescoço que
pode ser conspícuo. O estróbilo tem uma segmentação bem marcada e frágil; cada proglótide
contém um órgão reprodutor.
As características observadas para o P. clarias são: cor branca, um rostelo suportando
ganchos; os proglotídes imaturos do não são completamente segmentados e alguns segmentos
maduros aparentam terem se fundido.
Página 23
Para este parasita não foram apresentadas as medições, por motivo do exemplar ter
sido perdido ao longo do processamento, e este exemplar era único.
6.1.4. Espécie de Cestoda desconhecida
Classe: Cestoda
Este Cestoda caracteriza-se por ser de cor branca, possuir um corpo longo composto de
proglotídes; os proglotídes da extremidade posterior são mais largos que os proglotídes da
região próxima ao escólex. O escólex, possui na sua extremidade uma coroa contendo 10
ganchos, sendo cinco de cada lado. A características morfométrica deste parasita constam na
tabela 8.
Tabela 8. Caracterização morfométrica do Cestoda desconhecido.
Órgão medido
Comprimento do escólex
Largura do escólex
Largura dos Proglotídes Maduros
Largura dos Progrotídes Grávidos
Coroa de ganchos
Presente estudo
1 exemplar medido; (em mm)
3,123±0,153
0,155±0,015
0,106±0,009
0,158±0,006
0,171±0,015
0,148±0,197
6.1.5. Paracamallanus cyathopharynx Baylis, 1923
Filo: Aschelminthe
Classe: Nematoda
Ordem: Spirurida Chitwood, 1933
Família: Camallanidae Railliet & Henry, 1913
Género: Paracamallanus Yorke & Maplestone, 1926
P. cyathopharynx é um parasita comum do tracto gastrointestinal do peixe-gato, C.
gariepinus (Akinsanya e Otubanjo, 2006).
Página 24
Segundo Hoffman (1999), P. cyathopharynx apresenta forma filiforme e uma boca
com lábios pequenos em número de quatro ou seis, raramente inconspícuos ou ausentes na
cápsula bucal. O esófago é longo, cilíndrico e está dividido em região anterior (curta) com
porção muscular e a posterior (longa) com porção glandular. O intestino não apresenta
divertículos.
No presente estudo, P. cyathopharynx foi observada com seguintes características:
forma filiforme, cápsula com lábios pequenos em número de quatro (4), esófago longo,
cilíndrico e dividido em região anterior curta e a posterior longa; um ceco; e mucron em
número de três (3) na extremidade posterior. A características morfométricas deste parasita
estão apresentadas na tabela 9.
Tabela 9. Caracterização morfométrica de P. cyathopharynx.
Órgão medido
Largura do corpo
Comprimento da cápsula bucal
Largura da cápsula bucal
Comprimento do esófago
Largura do esófago
Comprimento do ceco
Largura do ceco
Comprimento da cauda
Comprimento das espículas
Presente estudo
5 exemplares medidos; (mm)
9,335±0,7587 (7,025-10,521)
0,196±0,0108 (0,17-0,222)
0,344±0,593 (0,149-0,733)
0,166±0,2041 (0,0742-0,294)
0,603±0,069 (0,542-0,643)
0,099±0,01195 (0,07421-0,131)
0,058±0,02556 (0,044-0,5)
0,065±0,0124 (0,064-0,067)
0,289±0,05 (0,232-0,365)
0,0062±0,00177
Barson et al. (2008); (mm)
7,14 (5,17-9,12)
0,1103 (0,057-0,173)
0,0989 (0,066-0,140)
0,082 (0,064-0,121)
0,494 (0,445-0,577)
----------------------------
6.1.6. Contracaecum sp.
Filo Aschelminthe
Classe: Nematoda
Ordem: Ascarididea
Família: Anisakidae Skrjabin & Karokhin, 1945
Género: Contracaecum sp. Railliet & Henry, 1915
Este parasita foi identificado até ao género. A identificação até ao nível da espécie
requer métodos moleculares ou infecção de hospedeiros experimentais com larvas de
Contracaecum sp. para obter os adultos. Os métodos moleculares ainda são uma limitação
Página 25
pelos custos e acessibilidade, especialmente em África (Barson et al. 2008, Barson e AvenantOldewage 2006 b).
Segundo Hoffman (1999), Contracaecum sp. possui um esófago com ventrículo
posterior oblongo a cilíndrico, com uma depressão em forma de sutura dorsal e ventral
longitudinal; ou com um ventrículo pequeno e globular que se tranforma em apêndice,
direccionado para a parte posterior. O ceco intestinal está direccionado para a extremidade
anterior.
Foram observadas as seguintes características: corpo largo e robusto, esófago alargado,
apêndice ventricular e um ceco intestinal bem desenvolvido e direccionado para a região
anterior. As dimensões do corpo e dos órgãos do parasita estão apresentadas na tabela 10.
Tabela 10. Caracterização morfométrica de Contracaecum sp.
Órgão medido
Largura do corpo
Comprimento do ceco intestinal
Largura do ceco intestinal
Comprimento apêndice ventricular
Largura do apêndice ventricular
Presente estudo
9,022±2,076 (6,649-11,63)
0,265±0,288 (0,123-0,782)
1,158
1,089
1,584
0,089
Barson (2004); (mm)
27,6 (22-35)
0,71 (0,68-0,78)
1,72 (1,24-2,20)
0,16 (0,12-0,18)
0,79 (0,52-1,04)
0,12 (0,10-0,16)
6.1. 7. Ergasilus mirabilis Oldewage & Van As, 1987
Filo: Arthropoda
Classe: Crustacea Brünnich, 1772
Sub-classe: Copepoda
Ordem: Cyclopodea
Sub-ordem: Poelocilostomatoida
Família: Ergasilidae Thorell, 1859
Género: Ergasilus Nordmann, 1832
Espécimes de E. mirabilis foram colectados nos arcos branquiais, tanto do lado
esquerdo como do lado direito de C. gariepinus.
Página 26
Segundo Oldewage e Van As (1987), E. mirabilis tem antenulas localizadas na região
anterior do primeiro segmento do cefalotórax. Os primeiros quatro segmentos torácicos são
progressivamente mais pequenos e largos do que comprido. Bolsas sensoriais emparelhadas
ocorrem dorsalmente do segmento 2 a 4. Na face ventral da extremidade posterior, há uma
única fila de pêlos (ou cerdas). O quinto segmento torácico comprimido suporta uma quinta
perna rudimentar. Na extremidade posterior estão os sacos ovígeros ou ovissacos (Oldewage e
Van As, 1987). As características observadas são: quatro (4) segmentos abdominais, antenulas
localizadas na região anterior do primeiro segmento cefalotóracico; os primeiros quatro
segmentos torácicos são progressivamente mais pequenos e largos do que compridos. Na
extremidade anterior localiza as peças bucais e na extremidade posterior estão os sacos
ovígeros ou ovissacos. As dimensões do corpo e dos órgãos de E. mirabilis estão apresentados
na tabela 11.
Tabela 11. Caracterização morfométrica de Ergasilus mirabilis.
Órgão medido
Comprimento o corpo
Comprimento dos sacos ovígeros
Largura dos sacos ovígeros
Comprimento do cefalotórax
Comprimento das antenulas
Comprimento do tórax
Comprimento do ovo
Largura do ovo
Comprimento das peças bucais
Presente estudo
2,27±0,147 (1,5-2,27)
1,23±0,138 (0,56-1,22)
0,293±0,06 (0,1683-0,2932)
1,038±0,057 (0,72-1,177)
1,177±0,099 (0,723-1,177)
0,263±0,013 (0,26-0,297)
0,107±0,008 (0,1-0,12)
0,073±0,0099 (0,0594-0,0816)
0,345±0,111(0,2871-0,3456)
Página 27
Relação entre o peso do peixe e a intensidade parasitária
Na tabela 12 é apresentado o coeficiente de correlação de Pearson entre o peso do
peixe e a intensidade parasitária que é igual à 0,006 negativos (r =-0,006) à um nível de
significância de 99%.
Tabela 12. Coeficiente de correlação de Pearson entre o peso do peixe e a intensidade
parasitária.
Peso do peixe
Correlação de Pearson
Nível de significância (teste bilateral)
Número de parasitas
Intensidade parasitária
Peso do peixe
1
7
-0,006
0,99
7
-0,006
0,99
7
1
7
Através do gráfico da figura 8, notou-se não existir correlação entre o peso do peixe e a
intensidade parasitária (R2=0.00005; R2<0,4), isto é, não existe um padrão que relaciona o peso
(x) e a intensidade parasitária (y). A mesma figura, mostra ainda a recta de regressão da
correlação e a equação da recta feita entre estes parâmetros.
35
30
25
20
y = -‐0,000x + 1 3,16
R² = 4E-‐05
15
10
5
0
0
500
1000
1500
2000
Peso do peixe (g)
Figura 8. Recta de correlação entre o comprimento do peixe e a intensidade parasitária.
Página 28
Relação entre o comprimento do peixe e a intensidade parasitária
Na tabela 13 é apresentado o coeficiente de correlação de Pearson entre os dois
parâmetros, que é igual a 0.151 a um nível de significância de 74,7%.
Tabela 13. Coeficiente de correlação de Pearson entre o comprimento do peixe e a intensidade
parasitária.
Comprimento do peixe
Comprimento do peixe
1
7
0,151
0,747
7
0,151
0,747
7
1
7
O comprimento padrão do peixe e a intensidade parasitária tem uma correlação
positiva fraca de 2,2% (R2=0.022; R2<0.4), ou seja, existe um padrão em 2,2% em que quanto
maior for o comprimento do peixe, maior será a intensidade parasitária. O gráfico da figura 9
mostra a recta de regressão da correlação e a equação da recta entre estes parâmetros.
35
30
25
y = 0,087x -‐ 26,41
R² = 0,022
20
15
10
5
0
410
420
430
440
450
460
470
480
490
Comprimento padrão do peixe (mm)
Figura 9. Recta de correlação entre o comprimento do peixe e a intensidade parasitária.
Página 29
7. Discussão
Na presente pesquisa, a fauna parasitária detectada em C. gariepinus é constituída por
seis (6) espécies de endoparasitas e uma (1) espécie de ectoparasita.
O Nematoda Contracaecum sp. teve maior prevalência (97.5%). Isto deve-se ao facto
de o seu ciclo de vida envolver aves predadoras de peixes que através de suas fezes, facilitam a
disseminação dos ovos do parasita para vários pontos do lago, acabando por infectar outros
peixes (Barson e Avenant-Oldewage, 2006 b). A alta infecção do peixe por este Nematoda,
também pode depender da variação da dieta deste peixe ou infecção directa do peixe, sem
intervenção do hospedeiro intermediário (Mashego e Saayman, 1981).
A alta prevalência e diversidade parasitária, deve-se ao facto de C. gariepinus ser uma
espécie de dieta variada. Esta espécie, no estágio jovem é herbívora alimentando-se de ervas,
sementes, fito e zooplancton e no estágio adulto passa a ser uma espécie omnívora,
alimentanto-se de larvas de insectos, caracóis, microcrustáceos e peixes, e estes são
hospedeiros intermediários de parasitas. Outra possível razão do elevado índice de parasitismo
nesta espécie de peixe é pelo facto de, esta ser mais activo, competindo melhor para o alimento.
Isto significa maior contacto com o alimento e por isso têm muitas chances de serem infectados
com parasitas (Paraguassú et al. 2005, Ayanda 2008).
C. brieni tem uma morfologia semelhante à apresentada por Barson et al. (2008) e
Gibson et al. (2002). Douëllou (1992) apenas apresentou na sua pesquisa, o comprimento do
corpo que é 1.2 mm; Gibson et al. (2002) detectou este parasita com um comprimento entre 5 à
30 mm. Os espécimes detectados na presente pesquisa apresentaram dimensões que estão entre
os intervalos de dimensões apresentados por estes dois autores.
A espécie C. brieni foi reportado por Barson et al. (2008) no rio Save-Runde no
Zimbabwe à uma prevalência de 14%, intensidade média 6 e abundância média de 2.5, na
musculatura do peixe, facto que difere com a presente pesquisa, em que C. brieni foi detectado
nas brânquias. Comparando os índices parasitários, nota-se a existência de uma grande
diferença entre os resultados de Barson et al. (2008) e os resultados da presente pesquisa.
Página 30
As metacércarias de C. brieni dectadas no presente estudo apresentaram um
comprimento menor em relação as metacércarias detectadas por Barson et al. (2008) que foi de
0,514 mm. Segundo Hoffman (1999), este parasita pode ser encontrado para além dos peixes,
nas rãs, nas salamandras e nos gastrópodes.
D. mashonense do presente estudo, apresentou maior largura e comprimento do corpo,
maior largura da ventosa ventral que o estudo de Barson et al. (2008). Não se observou saco
vitelinico, útero e a forma dos testículos como descreve o Gibson et al. (2002); Barson et al.
(2008) não apresentou medições das distâncias entre a ventosa ventral e as regiões posterior e
anterior, por razões desconhecidas (vide tabela 7).
As metacercárias de D. mashonense foram reportadas inicialmente por BeverlyBurton, 1963 citado por Barson et al. (2008) no cérebro e olho de C. gariepinus. As
metacercárias desta espécie foram identificadas no Zimbabwe por Barson et al. (2008) no
intestino e brânquias de C. gariepinus com P=11.3%, Mashego e Saayman (1989) na cavidade
cranial de Clarias gariepinus e C. mellandi com P= 93% e IM=2391. Os valores reportados no
presente estudo estão abaixo que os valores reportados por Mashego e Saayman (1989),
provavelmente deve-se a diferença de época em que foi realizado o estudo.
As metacercárias descobertas por Beverly-Burton, 1963 citado por Barson et al. (2008)
e Mashego & Saayman (1989) diferiram com as metacércarias do presente estudo, apenas no
órgão do hospedeiro em que foram identificados. Nestes estudos as metacerárias parasitavam o
cérebro, olho e cavidade cranial enquanto que as metacércarias do presente estudo parasitavam
o intestino e brânquias dos peixes. Segundo Mashego e Saayman (1989), estas metacercárias
podem ser encontradas parasitando vários órgãos nesta espécie de peixe. Segundo Gibson et al.
(2002), Barson e Marshall (2004) afirmam que esta espécie pode parasitar amfíbios, aves e
mamíferos.
A espécie P. clarias (Woodland, 1925) foi colectado no intestino anterior e posterior
de C. gariepinus. A ocorrência destes indivíduos em C. gariepinus foi reportada na África do
Sul por Mashego e Saayman (1989) na vesícula biliar e intestino de C. gariepinus com P=64%
e IM=23, Barson (2004) na mucosa do estômago com P=71.4% e IM=5; na Nigéria por
Akinsanya e Otubanjo (2006) no intestino com P=1.67%, Olofintoye (2006) no intestino com
P=12%, Goselle et al. (2008) no estômago e intestino com P= 17% e IM=51, Ayanda (2009)
Página 31
no intestino com P=3.75%; Zimbabwe por Barson e Avenant-Oldewage (2006 a) no
estômago com P=71 e IM=5, Barson et al. (2008) no intestino e vesícula biliar com P=6.5%,
IM=1.5 e AM=0.1; África Sub-Sahariana por Hecht e Endemann (1998) e Egipto: Abdel-Amid
(1990), estes dois últimos sem índices parasitários apresentados.
No presente estudo P. clarias foi detectado apenas no intestino enquanto que nos
outros estudos foi detectado para além do intestino, na vesícula biliar e no estômago.
Os estudos da infecção por P. clarias, excepto os da Nigéria, mostraram altas
prevalência em relação ao presente estudo. Segundo Akinsanya e Otubanjo (2006), a estação
seca, em que há uma maior redução do volume das águas, influencia para a elevada prevalência
de parasitas. Isto deve-se a escassez de alimento nesse período, assim os peixes podem ingerir
quaisquer partículas aumentando a chance de infecção por parasitas.
Estudos realizados na Nigéria por Ayanda (2009) e Akinsanya e Otubanjo (2006)
apresentam baixa prevalência em relação aos valores do presente estudo. Provavelmente, pelo
facto de terem realizado o estudo em peixes de ambiente de piscicultura, onde as condições
ambientais e outros organismos como crustáceos (hospedeiros intermediários) são controlados.
Os espécimes de P. cyathopharynx detectados no presente estudo apresentaram
maiores dimensões nos órgãos medidos em relação aos espécimes detectados por Barson et al.
(2008). O mesmo autor não apresenta na sua pesquisa o comprimento e largura do ceco,
comprimento da cauda e do mucron, por razões não apresentados (vide tabela 9).
A ocorrência de P. cyathopharynx em C. gariepinus foi reportada na Nigéria por
Ayanda (2009) no intestino com P= 5.625%, Akinsanya e Otubanjo (2006) no intestino com
P= 4.72%; África do Sul por Mashego e Saayman (1981) no intestino posterior com P=15%,
Barson et al. (2008) no tracto intestinal com P= 8%, IM=4.7 e AM= 0.38. Na presente pesquisa.
a espécie P. cyathopharynx foi detectada no intestino de C. gariepinus, o que não difere com
outros estudos apresentados.
P. cyathopharynx foi reportada com uma elevada prevalência que todos outros estudos
apresentados. Provavelmente, a mudança de dieta do peixe, de espécie herbívora (no estágio
jovem) para omnívora (no estágio adulto) e presença de aves piscívoras no lago, tenham a ver
com alta prevalência deste parasita.
Página 32
No presente estudo, Contracaecum sp. apresentou comprimento e largura menores do
que os indivíduos detectados por Barson (2004) (vide tabela 10). Na tabela do mesmo anexo,
não foi apresentado o desvio padrão e os valores máximos e mínimos, porque não foi possível
visualizar estes órgãos em todos os espécimes medidos, apenas em um espécime.
Contracaecum sp. foi reportado no Zimbabwe por Barson et al. (2008) no intestino e
cavidade visceral com P= 55%, IM= 23 e AM=7.9, Barson (2004) na cavidade visceral com
P=42.6% e IM= 2.2, na África do Sul por Mashego e Saayman (1989) na cavidade abdominal
embebido no mesentério, no tecido adiposo, na musculatura do estômago e no lúmen intestinal
com P= 100%, Barson e Avenant-Oldewage (2006 b) no tracto intestinal com P= 86% e
IM=16.3. No presente estudo, as larvas de Contracaecum sp. foram detectadas na cavidade
visceral encapsulados e embebido no muco entre vísceras, e no intestino, o que não difere com
outros estudos.
Segundo Mashego e Saayman (1981) e Barson e Marshall (2004) é muito comum ter
uma prevalência de 100% de infecção por Contracaecum sp.; isto, é pelo facto de, o ciclo de
vida deste parasita envolver aves piscívoras e estas têm alta capacidade de mobilidade
facilitando a disseminação rápida dos ovos deste parasita.
Contracacecum sp. tem sido reportado em muitas outras espécies de peixes por
exemplo em Oreochromis mossambicus (Vubil, 2005), Geophagus brasilensis (Paraguassú et
al., 2005), Cyprinus carpio (Boane et al. 2008, Boane 2008), Barbus sp. (Mashego, 1982),
Hydrocynus vittatus, Schilbe intermedius e Brycinus imberi (Barson, 2004). Isto deve-se ao
facto de as suas larvas serem primariamente parasitas de peixes (hospedeiro intermediário). As
larvas sobrevivem no hospedeiro intermediário sem o matar até encontrar o hospedeiro
definitivo. Esta tolerância contribuiu para uma maior adaptabilidade à grande variedade de
espécies de peixe (Mashego e Saayman 1981, Barson e Avenant-Oldewage 2006 b).
A espécie E. mirabilis Oldewage & Van As, 1987, foi colectada nas brânquias
essencialmente no 4º arco branquial. Segundo Tsotetsi (2005), o 4º arco branquial de C.
gariepinus é curto, com poucos e finos filamentos branquiais e reduzida turbulência.
Provavelmente, estas caracteríticas podem justifcar a preferência de custáceos como E.
Página 33
mirabilis para este arco, devido a protecção do parasita. Neste local, o parasita aumenta o
sucesso de ataque ao hospedeiro.
A ocorrência de E. mirabilis foi reportada no Zimbabwe por Douëllou e Erlwanger
(1994) nas brânquias com P=1,55%, na África do Sul por Oldewage e Van As (1987, 1988). O
presente estudo apresenta uma maior prevalência de E. mirabilis relativamente a reportada por
Douëllou e Erlwanger (1994), facto que pode ser explicado pela alta diversidade e abundância
de crustáceos no lago Urema (Machipane, em comunicação pessoal, 2009). Na presente
pesquisa E. mirabilis foi detectado nas brânquias, não diferindo assim com os estudos já
realizados. Os estudos realizados sobre Ergasilus mirabilis não apresentaram dimensões que
pudessem ajudar a comparar com os dados do presente estudo.
O presente estudo mostrou não haver uma relação entre o peso do peixe e a intensidade
parasitária. Este resultado contrasta com a pesquisa de Akinsaya e Otubanjo (2006). Segundo
Akinsaya e Otubanjo (2006) outros factores como espaço disponível e posição geográfica do
lago, factores físico-químicos da água do lago, padrões alimentares e hábito do peixe,
aumentam a probabilidade de contacto entre o peixe e o parasita, influenciando fortemente para
a alta intensidade parasitária, independentemente do peso.
Existe uma correlação positiva fraca entre o comprimento do peixe e a intensidade
parasitária, isto é, os exemplares com maior comprimento apresentaram maior intensidade
parasitária, o que está em concordância com os resultados obtidos por Oliveira (2005). Esta
relação directa, deve-se ao facto de, quanto maior for o comprimento do peixe, maior é a
superfície disponível no peixe para a aderência do parasita.
Página 34
8. Conclusão
Os resultados obtidos neste trabalho permitem concluir que:
A comunidade de parasitas de C. gariepinus do Lago Urema é constituída por 7
espécies de parasitas metazoários pertecentes aos filos Platyhelminthe, Nematoda e
Arthropoda,
nomeadamente
Clinostomoides
brieni,
Diplostomum
mashonense,
Polyonchobothrium clarias, Paracamallanus cyathopharynx, Contracaecum sp. e Ergasilus
mirabilis. Apenas a espécie de cestoda desconhecida, constitui dúvida se já foi ou não
detectada em C. gariepinus.
Dos parasitas detectados, Contracaecum sp. teve uma elevada prevalência com cerca
de 97,5%.
A prevalência, intensidade média e abundância média de Clinostomoides brieni é
P=2.44%, IM=1 e AM=0.0244; Diplostomum mashonense é P=21.95%, IM=33.3 e AM=7.32;
Polyonchobothrium clarias é P=4.878%, IM=1 e AM=0.0244; Cestoda desconhecido é
P=2.44%, IM=1 e AM=0.0244; Paracamallanus cyathopharynx é P=34,15%, IM=11.21 e
AM=3.83; Contracaecum sp. é P=97.56%, IM=15.65 e AM=15.27; Ergasilus mirabilis é
P=7.32%, IM=26.33 e AM=1.93.
Notou-se não haver correlação entre o peso do peixe e a intensidade parasitária e
verificou-se uma correlação positiva fraca entre o comprimento padrão e a intensidade
parasitária do peixe.
Página 35
9. Recomendações
Perante os resultados obtidos neste trabalho recomenda-se:
A realização de estudos sobre parasitas em peixes, para conhecer os factores influentes
na intensidade parasitária e que justificam os resultados obtidos no presente trabalho.
A realização de outros estudos similares numa época chuvosa para fornecer resultados
que se possam comparar com os do presente estudo, que foi realizado na época seca.
A criação de condições laboratoriais, para poder-se trabalhar com o peixe ainda vivo,
pois órgãos conservados podem perder qualidade para sua operação, dificultando a colecta de
muitos outros parasitas que possivelmente teriam sido colectados no peixe ainda vivo.
Melhoria das condições de navegação e das redes para a colecta do peixe.
Página 36
10. Referências bibliográficas
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Página 42
11. Anexos
Página 43
Anexo I
Página 44
Anexo II
Material Laboratorial
Ø
Peixes
Ø
Saco de plástico branco
Ø
Lactofenol (Glicerol: Álcool à 70%);
Ø
Marcadores permanentes
Ø
Glicerina
Ø
Etiquetas
Ø
Acido acético a 90%
Ø
Régua milimétrica
Ø
Solução de álcool a 70%+HCl (1%,
Ø
Balança electrónica
Ø
Tina de dissecação
Ø
Vidros de relógio
Ø
Godés
Ø
Lâminas e Lamelas
Ø
Frascos
Ø
Placas de Petri
Ø
Agulhas
Ø
Bisturis
Ø
Tesouras
Ø
Pinças
Ø
Lupa binocular Olympus SZ-ST
Ø
Microscópio óptico Olympus BX-51
Ø
Corante de Gower
1:1)
Ø
Álcool (etanol) a concentrações de:
70%, 80%, 90%, 95% e 100%
Ø
Xilol
Ø
Mícrometro
Ø
Bálsamo de Canada
Página 45
Anexo III
Página 46
Anexo IV
Tabela de compilação de dados: Comprimento padrão (C.P), peso (P), ocorrência (Oc),
Intensidade (I) e abundância (A) de parasitas em cada peixe.
Página 47
Anexo V
Página 48
Legenda
A. Clinostomoides brieni: F-faringe; VO-ventosa oral; CI-ceco intestinal; SU-saco uterino;
PE- posro excretor; Ov-ovário; TP- testículo posterior; Fonte; Gibson et al. (2002).
B. Diplostomum mashonense: VO- ventosa oral; L-lóbulo; F-faringe; CI-ceco intestinal; Otórgão tribocítico; Vv-ventosa ventral posterior; Fonte: Barson et al. (2008).
C: Polyonchobothrium clarias: Ce-canal excretor; Ut-útero; Pg-poro genital; Ov-Ovário; Ttestículos; Vt-vitelária; R-rostelo; G-gancho; b-bótrio; O-ovo; Fonte: Barson & AvenantOldewage (2006 a).
D. Paracamallanus cyathopharynx: CB-cápsula bucal; C-cabeça; T-tridentes; E-esófago;
Fonte: Barson & Avenant-Oldewage (2006 b).
E. Contracaecum sp.: i-lábio; Es- esófago; An-anel nervoso; CI-ceco intestinal; V-ventrículo;
Va-apêndice ventricular; Int-intestino; a-ânus; ga- glândulas anais; Fonte: Barson & AvenantOldewage (2006 b).
Página 49
D A B C Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus (Burchell, 1822) que ocorre no lago Urema, Parque
Página 50
E Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus (Burchell, 1822) que ocorre no lago Urema, Parque
Página 51

Estudo de Parasitas Metazoários de Clarias gariepinus

Transcrição

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