Amostras líquidas, tais como efusões, líquido cefalorraquidiano

A SOLUÇÃO PARA A ANÁLISE CITOLÓGICA DOS LÍQUIDOS
DE SEXTA-FEIRA AO FIM DA TARDE
Marcos, R.
Instituto de Ciências Biomédicas Abel Salazar,
Amostras líquidas, tais como efusões, líquido cefalorraquidiano (LCR) e lavagens broncoalveolares são
frequentemente obtidas na prática clínica veterinária. A análise citológica destas amostras é importante,
mas o seu processamento apresenta particularidades, não só devido à baixa celularidade de algumas
amostras (LCR, por exemplo) mas também devido à rápida degradação das células em meio líquido.
Nesse sentido, é muitas vezes necessário proceder a uma concentração celular, usando câmaras de
sedimentação artesanais, centrifugação seguida de esfregaço a partir do sedimento ou através de
centrífugas de cytospin. É amplamente reconhecido que os cytospins são o melhor método de
concentração celular, em que as células exibem excelente detalhe morfológico, ficando concentradas
numa área circular da lâmina (Bauer, 2014). Para a obtenção dos cytospins são necessários filtros e
centrífugas específicas, que apenas existem em laboratórios especializados. O custo destas centrífugas
(superior a 3000 euros nos modelos mais económicos) tem impedido a generalização do uso dos
cytospins em Medicina Veterinária, ao contrário do que ocorre em Medicina Humana (Marcos e Santos,
2011). Dessa forma, a análise de líquidos em contexto de urgência fica muitas vezes comprometida.
Neste estudo, pretendeu-se desenvolver um novo método para obter cytospins a partir de uma centrífuga
de uso doméstico.
Foram recolhidas 16 amostras de cães e gatos: LCR (5), efusões pleurais (6), líquidos ascíticos (3),
efusão pericárdica (1) e lavagem traqueobrônquica (1). A mesma quantidade de líquido de cada amostra
foi processada numa centrífuga de cytospins convencional (Cytofuge 2, StatSpin®) e numa centrífuga
doméstica, apelidada de Saladfuge. No primeiro caso usaram-se 1600 rotações por minuto (rpm), 5
minutos, para todas as amostras excepto LCR (800 rpm, 8 minutos). Já na centrífuga doméstica, todas as
amostras foram centrifugadas a 1150 rpm, 5 minutos. As lâminas obtidas foram coradas com Diff-quick
(Hemacolor, Merck), codificadas e avaliadas de uma forma cega quanto ao método. Foram comparados
semiquantitativamente (1= baixo, 2= moderado, 3= alto) os seguintes itens: celularidade, preservação
celular, quantidade de células e hemodiluição, em campo de grande ampliação, e quantidade de grupos
celulares, em campo de baixa ampliação. Paralelamente, os eritrócitos e leucócitos (quando presentes)
foram fotografados e o seu diâmetro medido com o ImageJ (http://imagej.nih.gov/ij). As diferenças entre
os métodos foram avaliadas estatisticamente, usando testes paramétricos e não paramétricos.
Em termos de resultados, as duas centrífugas concentraram as células num círculo correspondente à área
visualizada pela objetiva de 4x. A Saladfuge era fácil de operar, permitindo a realização de 6 cytospins
de cada vez. Não foram encontradas diferenças estatisticamente significativas em termos de preservação
e número de células entre os cytospins gerados pelas duas centrífugas.
Assim, recomendamos a utilização da Saladfuge em clínicas veterinárias, uma vez que a morfologia
celular é comparável e têm um custo 100 vezes inferior às centrífugas convencionais. Em relação às
câmaras de sedimentação artesanais, a Saladfuge também apresenta vantagens, uma vez que os cytospins
obtêm-se em 5 minutos, ao passo que as câmaras requerem 30 a 60 minutos para a sedimentação celular
(Bauer, 2014). A Saladfuge resolve o velho dilema dos líquidos (incluindo LCR) da sexta-feira ao fim da
tarde, uma vez que se podem obter rapidamente cytospins que serão depois corados e observados ao
microscópio pelos veterinários nas clínicas. Entretanto, estes cytospins poderão ser enviados
posteriormente para um laboratório, sem que haja qualquer perda de morfologia celular.
Bauer N. Cytological collection techniques and sample preparation. In: Manual of Diagnostic Cytology
of the Dog and Cat (Dunn J Ed.). Oxford, Willey Blackwell; 2014: 1-15.
Marcos R, Santos M. Técnicas de colheita e preparação dos esfregaços. In: Atlas de Citologia
Veterinária (Peleteiro MC, Maros R, Santos M, Correia J, Pissarra H, Carvalho T (Eds.). Lisboa, Lidel;
2011: 1-27.