Procedimento

Transcrição

Procedimento

Curso de Capacitação
Ecofisiologia Florestal
USP
Universidade de São Paulo
ESALQ
Escola Superior de Agricultura
“LUIZ DE QUEIROZ”
LCF
Departamento de Ciências Florestais
P
I R A C I C A B A
-2010
Capacitação em Ecofisiologia Florestal I
1ºs – 2010
Curso de Capacitação
Ecofisiologia Florestal I
ALEXANDRE VENDEMIATTI
LCF – ESALQ – USP
Piracicaba/SP
2
i3
1ºs – 2010
Í N D I C E
Páginas
UNIDADE I
1. Difusão, Osmose e Embebição
1.1.
Membrana Semi – Permeável
1
1.2.
Osmose e Precipitação
3
1.3.
Intensidade da Osmose
5
1.4.
Determ. do Pot. Osmótico das Células pelo Método Plasmolítico
7
1.5.
Determinação do Potencial Água dos Tecidos Vegetais
10
1.6.
Determ. do Pot. Água de um Tecido pelo Método de Chardakov
12
1.7.
A Modificação do Volume na Embebição
14
1.8.
Pressão de Embebição
16
1.9.
Câmara de Pressão de Scholander
18
UNIDADE II
2. O Solo e as Plantas
2.1. Ascensão Capilar da Água a Partir de uma Camada Saturada
21
2.2. Perdas de Água por Evaporação e por Transpiração
24
2.3. Capacidade de Retenção da Água dos Solos Arenosos e Argilosos
27
UNIDADE III
3. Transpiração
3.1. Medição da Transpiração e Influência das Condições Ambientais
29
3.2. Medição da Transpiração em Plantas Envasadas
32
3.3. Tecido Envolvido no Transporte de Seiva Bruta
35
3.4. Gutação e Salinidade
37
3.5. Transpiração Cuticular e Estomatal
39
Piracicaba/SP
4ii
1ºs – 2010
UNIDADE IV
4. Absorção e Transporte de Água
4.1.
Absor. e Ascen. da Seiva Bruta: Teoria da Transpiração – Coesão – Tensão
41
4.2.
Ascensão da Seiva Bruta: Atmômetro
43
4.3.
Necessidade de Coesão da Seiva Bruta
45
4.4.
Ascensão da Seiva Bruta: Pressão Radicular
47
4.5.
Competição Interna pela Água
50
UNIDADE V
5. Fotossíntese
5.1.
Fatores Essenciais da Fotossíntese
53
5.2.
Importância de Nutrientes para as Plantas
55
5.3.
Separação dos Pigmentos dos Cloroplastos
57
5.4.
Espectro de Transmitância de Pigmentos Cloroplastídicos
60
5.5.
Efeito de Fatores do Ambiente na Fotossíntese
63
5.5.1. Efeito da Intensidade Luminosa
64
5.5.2. Efeito da Qualidade da Luz
65
5.5.3. Efeito da Concentração de Dióxido de Carbono
66
5.5.4. Efeito da Temperatura
67
UNIDADE VI
6. Translocação de Solutos Orgânicos
6.1.
Translocação de Carboidratos dos Cotilédones
69
6.2.
Efeito da Temperatura na Translocação de Solutos Orgânicos
71
6.3.
Translocação de Carboidratos para os Frutos: Anelamento
73
UNIDADE VII
7. Ações Fisiológicas dos Reguladores Vegetais
7.1.
Enraizamento de Estacas
75
Piracicaba/SP
5
iii
1ºs – 2010
7.2.
Controle do Crescimento
77
7.3.
Dominância Apical
79
7.4.
Abscisão Foliar
81
7.5.
Controle da Maturação de Frutos
83
UNIDADE VIII
8. Desenvolvimento Vegetal
8.1.
Regiões de Crescimento
85
8.2.
Efeito da Temperatura no Crescimento
90
8.3.
Efeito da Intensidade Luminosa no Desenvolvimento
92
8.4.
Efeitos Formativos da Qualidade da Luz
94
8.5.
Movimentos Rápidos em Plantas
96
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
6
UNIDADE I:
Difusão, Osmose e Embebição.
Experimento 1: Membrana Semi- Permeável.
Fundamento:
A reação de um cristal de ferrocianeto de potássio colocado em contato com solução de
sulfato de cobre, forma uma membrana semi- permeável.
Material:
- Tubo de ensaio.
- Suporte universal.
- Uma garra para uma bureta.
- Cristais de ferrocianeto de potássio.
- Pinça.
- Solução de sulfato de cobre a 5 %.
Procedimento:
Em um tubo de ensaio, coloca-se uma solução de sulfato de cobre a 5%, até 3/4 da sua
capacidade. Prende-se esse tubo em um suporte. Deixa-se cair na solução, um pequeno
cristal de ferrocianeto de potássio. Observa-se, sem mexer o conjunto, a formação de uma
coloração escura em volta do cristal. Com o passar do tempo verifica-se que há um aumento
de volume, com posterior rompimento do material formado (Figura 1.1).
Resultados:
A reação 2CuSO4 +K4[Fe(CN) 6], vai formar 2K2SO4+Cu2[Fe(CN)6], e o ferrocianeto de
cobre formado é de consistência semi- permeável, deixando passar solvente (água), não
passando solutos, por diferença de potencial hídrico, entre os dois sistemas formados,
separados pela membrana semi- permeável. Essa membrana também desenvolve estruturas
conhecidas como células de Traube.
Piracicaba/SP
7
1ºs – 2010
Pinça
Cristal de
Ferrocianeto de
Potássio
Tubo de
ensaio
Célula de
Traube
Solução de
Sulfato de
Cobre 5%
Figura 1.1. Representação do ensaio para obtenção da membrana semi-permeável de
ferrocianeto de cobre.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
8
Experimento 2: Osmose e Precipitação.
Fundamento:
A difusão de uma substância através de uma membrana com propriedades semi- permeáveis
é exemplo de osmose. Reação do amido com o iodo produz um precipitado de cor azul
escuro.
Material:
- Tubos de membrana de diálise de 10 cm de comprimento, em água.
- Pedaços de 10 cm de comprimento de barbante, em água.
- Solução de amido a 2,0 %.
- Solução de iodo a 1,0 %.
- Funil
- Bequer de 250 ml.
Procedimento:
Corta-se um pedaço de 10 cm de comprimento de um tubo de diálise, deixando em água por
algumas horas. Amarra-se com um pedaço de barbante molhado, uma das extremidades do
tubo. Enche-se o tubo com uma solução de amido 2% e amarra-se a outra extremidade.
Lava-se em torneira para eliminar qualquer amido que tenha escorrido externamente no
tubo. Coloca-se esse cilindro assim preparado, em um béquer de 250 ml contendo uma
solução de iodo a 1,0 % (Figura 1.2).
Resultados:
No sistema iodo/água, o movimento cinético das moléculas de água é maior do que dentro
do cilindro (sistema amido/água) pois as moléculas do amido são maiores que as de iodo. O
iodo, se ioniza em água e passa para o sistema amido/água, formando um complexo de cor
azul escuro que se precipita junto às paredes da membrana.
Piracicaba/SP
Amido
2%
1ºs – 2010
9
Iodo
Béquer
1,0%
Funil
Solução
estoque
Solução
estoque
Barbante
Membrana Semipermeável
Amido
2,0%
Iodo
1,0%
Tubo de membrana de
diálise amarrada com
barbante
Béquer
250 ml
Béquer com
solução de Iodo
0,2%
Membrana de
diálise com solução
de Amido 2%
Figura 1.2. Representação do ensaio referente a osmose e precipitação.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
10
Experimento 3: Intensidade da Osmose.
Fundamento:
A presença de solutos torna menor o potencial água de uma solução. Se a solução estiver em
um cilindro de membrana com propriedades semi-permeáveis e em contato com água,
haverá osmose.
Material:
- Pipeta de 1 ml, inserida em rolha de borracha.
- Pinça para bureta.
- Cilindro de membrana de diálise de 15 cm de comprimento, em água.
- Funil de plástico.
- Soluções de sacarose de 40% e 20% e água destilada.
- Béquer de 500 ml com água destilada.
- Régua de 30 cm.
- Cronometro.
- Pedaços de 10 cm de barbante, em água.
Procedimento:
Em uma pipeta de 1 ml introduz-se uma rolha pequena de borracha até que a ponta apareça
do outro lado (repetir o procedimento nas outras). Cortam-se quatro cilindros de 15 cm de
comprimento de membrana de diálise os quais são deixados em água. Amarra-se com
barbante uma das extremidades de cada um dos cilindros. Utilizando-se do funil de plástico,
enche-se o primeiro deles com solução de sacarose 40%, o segundo com solução 20% de
sacarose e o terceiro com água destilada. Introduz- se a rolha com a pipeta na outra
extremidade do tubo de diálise, e amarrase com barbante. Amarrando-se com um barbante
a membrana pelo seu meio poderá se elevar o menisco até a uma marca da pipeta, acima da
rolha. Coloca- se um deles, em béquer de 500 ml com água destilada, prendendo-o no
suporte universal. Marca- se o tempo de ascensão de 3 cm do líquido no interior de cada
uma das pipetas. Repetir o experimento com a outra solução e também com água destilada
(Figura 1.3).
Resultados:
Quanto maior a concentração de solutos no interior da membrana de diálise, mais negativo é
o potencial osmótico da solução e mais rápida é a ascensão do líquido na pipeta. No
osmômetro com água no seu interior, não haverá ascensão.
Piracicaba/SP
40%
Sacarose
11
1ºs – 2010
Introduzir rolha
na pipeta
20%
Sacarose
Soluções estoque
Introduzir pipeta
com rolha na
membrana e
amarrar com
barbante
Sacarose
Completar a
membrana com
solução de
sacarose
Menisco
Pipeta de 1 ml
Régua
Pinça de
bureta
OSMÔMETRO
Béquer com
água
Tubo de diálise com 40%
ou 20 % de sacarose
Suporte
universal
Figura 1.3. Representação esquemática do ensaio sobre intensidade da osmose.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
12
Experimento 4: Determinação do Potencial Osmótico das Células pelo Método
Plasmolítico.
Fundamento:
O murchamento celular, devido a saída de água da célula, quando inicia- se a separação do
protoplasma da parede celular é chamado de plasmólise incipiente. Admite-se que uma
solução capaz de promover plasmólise em 50% das células de um pedaço de tecido vegetal,
é isotônica em relação à concentração da solução em que o tecido está imerso.
Material:
- Solução 40% de sacarose.
- Soluções de sacarose de 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2 e 0,1%.
- Seis placas de Petri pequenas.
- Ramos de Zebrina pendula, recém- colhidos.
- Gilete nova e etiquetas.
- Lâminas e lamínulas de microscopia.
- Microscópio.
- Seis pinças.
Procedimento:
Prepara- se 500 ml de uma solução de 40% de sacarose (200 gramas de sacarose, completando
a 500 ml com água) e, a partir dela, por diluição, 50 ml de cada uma das soluções: 0,35; 0,30;
0,25; 0,20; 0,15 e 0,10 % através da equação C.V = C’.V’, onde C é a concentração da solução
original, V é a alíquota a ser retirada da solução original (incógnita) e completada ao volume
desejado, C’ é a concentração desejada e V’ o volume desejado. Tirando-se o valor de V =
C’.V’/C, colocando-as em placas de Petri. Com uma gilete separam-se pequenas tiras coloridas
da epiderme inferior de Zebrina pendula ou Rhoeo discolor, recém- colhidas, utilizando- se de
apenas uma folha. As tiras devem ser retiradas da epiderme que fica logo acima da nervura
principal e cada pedaço deve ter cerca de 3 a 4 mm de lado. Mergulha- se em cada solução,
quatro destas tiras e espera-se 40 minutos. Monta- se a seguir as tiras em lâminas de
microscopia, usando como meio uma gota da mesma solução em que estava imersa. Examinase ao microscópio, notando-se que nas concentrações mais altas a maior parte ou todas as
células estão fortemente plasmolizadas, ao passo que nas mais baixas apenas uma ou nenhuma
das células mostra plasmólise. Uma das soluções deve ter provocado plasmólise (ainda que
incipiente) em cerca de 50% das células. Esta solução é isotônica em relação à concentração das
células deste tecido (Figura 1.4).
Resultados:
O potencial osmótico do tecido corresponderá ao potencial osmótico da solução isotônica, e
pode ser obtido através de tabelas já existentes (ver na Tabela 1 a correspondência de potenciais
osmóticos com concentrações de sacarose). Células plasmolizadas são identificadas facilmente
pela concentração de antocianina (avermelhada) nos vacúolos. Nas túrgidas os pigmentos ficam
dispersos.
Piracicaba/SP
13
1ºs – 2010
T a b e l a 1 . Potenciais osmóticos (Ψπ) de soluções de sacarose a 20 o C.
Molaridade
-Ψπ (atm)
Molaridade
-Ψπ (atm)
Molaridade
-Ψπ (atm)
Molaridade
-Ψπ (atm)
Molaridade
-Ψπ (atm)
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0.09
0.10
0.11
0.12
0.13
0.14
0.15
0.16
0.17
0.18
0.19
0.20
0.21
0.22
0.23
0.24
0.25
0.26
0.27
0.28
0.29
0.30
0.31
0.32
0.3
0.5
0.8
1.1
1.3
1.6
1.9
2.1
2.4
2.6
2.9
3.2
3.4
3.7
4.1
4.3
4.6
4.8
5.1
5.4
5.7
6.0
6.2
6.5
6.8
7.1
7.4
7.6
7.9
8.2
8.5
8.8
0.33
0.34
0.35
0.36
0.37
0.38
0.39
0.40
0.41
0.42
0.43
0.44
0.45
0.46
0.47
0.48
0.49
0.50
0.51
0.52
0.53
0.54
0.55
0.56
0.57
0.58
0.59
0.60
0.61
0.62
0.63
0.64
9.1
9.4
9.7
10.0
10.3
10.6
10.9
11.2
11.5
11.9
12.3
12.6
12.9
13.2
13.5
13.9
14.2
14.5
14.8
15.2
15.5
15.8
16.2
16.5
16.9
17.3
17.6
18.0
18.3
18.7
19.1
19.5
0.65
0.66
0.67
0.68
0.69
0.70
0.71
0.72
0.73
0.74
0.75
0.76
0.77
0.78
0.79
0.80
0.81
0.82
0.83
0.84
0.85
0.86
0.87
0.88
0.89
0.90
0.91
0.92
0.93
0.94
0.95
0.96
19.9
20.3
20.7
21.0
21.4
21.8
22.2
22.5
23.0
23.4
23.7
24.1
24.6
25.0
25.4
25.8
26.3
26.7
27.1
27.5
27.9
28.3
28.8
29.2
29.7
30.1
30.6
31.1
31.5
32.0
32.5
33.0
0.97
0.98
0.99
1.00
1.01
1.02
1.03
1.04
1.05
1.06
1.07
1.08
1.09
1.10
1.11
1.12
1.13
1.14
1.15
1.16
1.17
1.18
1.19
1.20
1.21
1.22
1.23
1.24
1.25
1.26
1.27
1.28
33.5
34.0
34.5
35.0
35.5
36.2
36.7
37.2
37.7
38.2
38.7
39.3
39.8
40.4
40.9
41.4
42.0
42.5
43.1
43.7
44.3
44.8
45.4
46.0
46.6
47.2
47.8
48.4
49.0
49.6
50.2
50.9
1.29
1.30
1.31
1.32
1.33
1.34
1.35
1.36
1.37
1.38
1.39
1.40
1.41
1.42
1.43
1.44
1.45
1.46
1.47
1.48
1.49
1.50
1.51
1.52
1.53
1.54
1.55
1.56
1.57
1.58
1.59
1.60
51.6
52.3
52.9
53.6
54.3
55.0
55.6
56.3
57.0
57.7
58.4
59.2
59.9
60.7
61.4
62.1
62.9
63.6
64.4
65.2
65.9
66.6
67.4
68.2
69.0
69.8
70.6
71.5
72.4
73.4
74.2
74.9
Piracicaba/SP
Face
ventral
1ºs – 2010
14
Face
dorsal
Tecidos de Zebrina
pendula
Ramo de Zebrina pendula
0,1%
0,2%
Cortes longitudinais
com gilete
Folha de Zebrina pendula
0,3%
Lamínula
Lâmina pronta para ser
observada ao
microscópio
0,4% 0,5%
0,6%
Lâmina
Caixas de Petri com
soluções de sacarose e
tecidos
?
0,10 %
0,35%
Células do tecido de Zebrina pendula
observadas no microscópio.
100%
Plasmólise
Microscópio
50%
0%
0,10%
0,35%
Soluções de sacarose
Figura 1.4. Representação do ensaio para determinação do potencial osmótico
de tecidos vegetais pelo método plasmolítico.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
15
Experimento 5: Determinação do Potencial Água dos Tecidos Vegetais.
Fundamento:
Colocando- se um tecido em contato com uma solução de potencial diferente, haverá trocas de
moléculas de água até que, ao se anular o gradiente de potencial, atinge-se o equilíbrio
dinâmico.
Material:
- Soluções de sacarose de 0,60; 0,50; 0,40; 0,30; 0,20 e 0,10 %.
- Seis tubos de ensaio com tampas
- Etiquetas e suportes de tubos de ensaio.
- Batatas.
- Furador de rolha (com diâmetro de 0,6 mm), bastonete e cortador.
- Paquímetro e papel absorvente.
- Pipetas de 10 ml.
Procedimento:
Prepara-se 500 ml de uma solução 40% de sacarose. A partir dela, prepara-se por diluição uma
série, com 20 ml de solução de cada uma das seguintes concentrações: 0,60; 0,50; 0,40; 0,30;
0,20 e 0,10 %, colocando-as em tubos de ensaio com tampas. Etiquetam-se os tubos colocandoos em suportes. Com um furador de rolhas de 0,6 cm de diâmetro, extrai-se de uma batata
grande 6 cilindros. Com um cortador apropriado de lâminas eqüidistantes seccionam-se pedaços
de 2 cm. Com o paquímetro determinam-se os seus volumes, medindo sua altura e diâmetro
(volume = π x raio2 x altura do cilindro). Colocam-se os cilindros, nas diferentes concentrações,
tampando-se os tubos. Depois de 12 a 24 horas, retiram-se os cilindros, e avalia-se o seu
volume com o paquímetro, rapidamente (Figura 1.5). Terminadas as determinações, anotam-se
os valores finais obtidos, comparando-os com os iniciais.
Resultados:
A concentração da solução em que não houver variação em volume tem potencial igual ao
do tecido. A determinação do potencial água de um vegetal tem aplicações práticas, pois
sabe-se que o alto potencial água de um tecido (planta mais túrgida) está relacionado com
sua maior produtividade, o que pode ser analisado no momento de se aplicar a irrigação.
Piracicaba/SP
Batata
Bastão
Vazador
1ºs – 2010
Perfurando
a batata
Cilindro de
batata
Paquímetro
Cortador
de lâminas
paralelas
Medir diâmetro
Medir
altura
V = .r2.h
Determinar Vi médio
Pinça
0,1% 0,2% 0,3% 0,4% 0,5%
0,6%
Tubos contendo cilindros de batatas em
soluções de sacarose. Determinar de V0,1
até V0,6 após 12h para estabelecer
solução isotônica.
Figura 1.5. Representação do ensaio para determinação do potencial água de
tecidos vegetais pelo método volumétrico.
Piracicaba/SP
16
1ºs – 2010
17
Experimento 6: Determinação do Potencial Água de um Tecido pelo Método de
Chardakov.
Fundamento:
Mergulhando-se pedaços de tecido vegetal em soluções de diferentes potenciais, a solução se
tornará mais ou menos diluída segundo o tecido tenha um potencial água maior ou menor que o
dela, com o que, sua densidade irá variar. Se uma das soluções for do mesmo potencial, haverá
equilíbrio dinâmico nas trocas de água.
Material:
- Soluções de sacarose: 0,50; 0,40; 0,30; 0,20 e 0,10%.
- Ramos de Murraya paniculata, recém colhidos.
- Duas séries de tubos de ensaio, com cinco tubos em cada série.
- Etiquetas e suportes de tubos de ensaio.
- Cinco pipetas de 10 ml.
- Tesoura, estilete e pinça, papel toalha, béquer para colocar os ramos.
- Azul de metileno em pó.
- Pipeta de Pasteur.
Procedimento:
Prepara-se 500 ml de uma solução 40% de sacarose, e a partir dela, por diluição, 50 ml de cada
uma das soluções: 0,50; 0,40; 0,30; 0,20; e 0,10 % de sacarose. Preparam-se duas séries de cinco
tubos de ensaio cada, etiquetando-os e colocando-os em suportes. Em cada uma das séries é
colocado 3 ml de cada uma das soluções, de tal forma que no final tem-se duas séries de cinco
tubos de ensaio com 3 ml em cada um, com as cinco concentrações, utilizando-se para isso,
pipetas de 10 ml. De um lote homogêneo de ramos com folhas de falsa murta, Murraya
paniculata, recém-colhidos, cortam-se com uma tesoura, pedaços pequenos de folhas e vai-se os
introduzindo, com pinça no primeiro tubo de uma das séries até cobrir a solução. Repete-se esse
procedimento para os quatro restantes tubos dessa série. Depois de 40 minutos, retira-se com
pinça os fragmentos de folha de cada um desses tubos, e adiciona-se com um estilete um pouco
de azul de metileno em pó em cada um desses tubos onde havia o tecido. Utilizando-se de uma
micropipeta retira-se um pouco da solução onde havia tecido, e no tubo correspondente coloca-se
cuidadosamente a ponta da micropipeta no interior (metade) do tubo de ensaio que contém a
solução padrão de sacarose (que contém solução de mesma molaridade), deixa-se sair da
micropipeta apenas uma gotícula (azulada). Verifica-se se essa gota sobe, desce ou se difunde
dentro da solução padrão de sacarose. Repete-se esse procedimento nos outros tubos (Figura 1.6).
Resultados:
A solução na qual a pequena gota se mantém estacionária tem potencial osmótico igual ao
potencial água do tecido. Esse método pode ser utilizado para a verificação do momento de
irrigação em culturas. Inicialmente o método é utilizado para se determinar o potencial água
padrão de uma cultura irrigada, e a partir dele, pode-se avaliar se esse ponto do estágio hídrico
dentro da planta, estaria abaixo e nesse caso seria executada a irrigação. Se a pequena gota subir
não haveria necessidade da irrigação. Provavelmente choveu.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
18
–
Pinça
Ramos de
Falsa Murta
(Murraya
paniculata)
0,1%
0,2%
Folhas de
Falsa Murta
0,3%
0,4%
Cortando as
folhas de
Falsa Murta
Solução de
Sacarose
Fragmentos
de Falsa
Murta
Fragmentos de Falsa
Murta em solução
Estilete
0,5%
Duas séries de tubos com soluções de 0,1
a 0,5 % de sacarose (40 minutos)
Azul de
Metileno
em pó
Retirada dos
tecidos
Coloração com
Azul de Metileno
Pipeta de
Pasteur
0,5 %
0,1%
Série de tubos com soluções de
0,1 a 0,5 % de sacarose, coloridos
com Azul de Metileno.
Ponto Hipotônico
Ponto Hipertônico
Ponto Isotônico
Soltando a gota colorida
no interior da solução
padrão respectiva
Isotônico para
determinar momento de
irrigação no campo
Figura 1.6. Representação do ensaio para determinação do potencial água de
tecidos vegetais pelo método de Chardakov.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
19
Experimento 7: A Modificação do Volume na Embebição
Fundamento:
No caso da embebição de sistemas coloidais hidrófilos, como nas sementes, há um aumento
no volume total, mas, o volume final é um pouco menor que a soma dos volumes do
embebente e da água.
Material:
- Sementes de feijoeiro (Phaseolus vulgaris), secas em estufa.
- Dessecador .
- Proveta de 100 ml.
- Água destilada.
Procedimento:
Mede-se em proveta de 100ml, 30 ml de sementes de feijoeiro secas em estufa a 105oC e
conservadas em um dessecador. Anota-se o volume (próximo de 30 ml). Cobrem-se as
sementes com água destilada, agita-se para eliminar as bolhas de ar e melhorar o encaixe
entre os grãos e completa-se até 100 ml. Observar depois de duas e vinte e quatro horas os
volumes do sistema e das sementes (Figura 1.7).
Resultados:
As moléculas de água ao serem absorvidas pelas partículas coloidais das sementes (celulose,
amido, pectinas, proteínas), por embebição, devido as cargas elétricas, são melhores
ordenadas nos espaços intercelulares, resultando em uma disposição mais compacta das
moléculas de água entre si e sobre as superfícies do embebente (sementes).
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Béquer com sementes de feijoeiro secas em estufa
Proveta de 100 ml
Proveta com 20 ml de sementes de feijoeiro
Completar com água até 100 ml
Observar o menisco
Figura 1.7. Representação do ensaio referente a modificação do volume na
embebição.
Piracicaba/SP
20
1ºs – 2010
21
Experimento 8: Pressão de Embebição.
Fundamento:
A força com que substâncias coloidais absorvem água é muito grande. Ao se limitar o
espaço onde estão os colóides, esta força se transforma em pressão. As sementes possuem
no seu interior colóides e, quando colocadas em água, absorvem água e se expandem.
Material:
- Sementes de feijoeiro (Phaseolus vulgaris), secas em estufa.
- Dessecador.
- Pequenas caixas de cartolina.
- Gesso de secagem rápida.
- Bandeja com água.
- Béquer de 500 ml de plástico.
- Espátula pequena.
Procedimento:
Em uma pequena caixa de cartolina é colocada uma pasta suave de gesso de secagem
rápida, até a metade de sua altura. Colocam-se, rapidamente seis sementes de feijoeiro no
centro da pasta a acaba-se de encher essa caixa com a mesma pasta de gesso. Espera-se o
gesso endurecer, coloca-se o bloco de gesso endurecido em uma bandeja com água.
Observa-se esse bloco após várias horas (Figura 1.8).
Resultados:
Moléculas de água, por difusão através dos poros do bloco de gesso atingem as sementes de
feijoeiro, e por osmose atingem o interior dela, e através da embebição pelas partículas
coloidais aí existentes, fazem com que haja aumento no volume das sementes. Como as
sementes encontram-se totalmente presas no bloco de gesso, observa-se rompimento desse
bloco rígido de gesso.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Espátula
Gesso de
secagem
rápida
Pisseta com água
Béquer
para
mistura
Béquer com
sementes de
feijoeiro secas
em estufa
Espátula
Massa de gesso
Caixa de
cartolina
Bloco de gesso com
sementes confinadas
no interior
Cuba de vidro
com água
Bloco de gesso
trincado
Figura 1.8. Representação do ensaio sobre a pressão de embebição.
Piracicaba/SP
22
1ºs – 2010
23
Experimento 9: Câmara de Pressão de Scholander
Fundamento:
O potencial hídrico foliar pode ser determinado, utilizando-se da Câmara de Scholander.
Material:
- Câmara de Scholander (testada para suportar pressões de até 50 atm, com manômetro de
precisão, com nitrogênio)
- Ramo de Nogueira de Iguape (Aleurites moluccana).
- Fonte de luz.
- Lente.
- Gilete.
Procedimento:
Uma folha ou uma brotação, com os respectivos caule ou pecíolo é colocado dentro da
câmara, com o pecíolo fixo para fora dela, através de uma rolha de borracha. Um gás inerte
como o nitrogênio é introduzido sob pressão na câmara, aumentando-se lentamente essa
pressão até que apareça seiva nos vasos de xilema na superfície cortada do pecíolo, fora da
câmara (Figura 1.9.a. b).
Resultados:
Nesse ponto, considera-se estabelecido o equilíbrio entre o potencial hídrico das células e a
pressão exercida pelo gás sobre essas células. A pressão registrada em um manômetro de
precisão é considerada igual ao potencial hídrico do tecido.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Lâmina
Material
vegetativo
Tampa da Câmara
de Scholander
Corte em bisel do
pecíolo
Posição
correta
Material
vegetativo
Tampa
Lupa
Câmara de
Scholander
Visualizar a
primeira gota
Figura 1.9.a. Representação do ensaio para determinação do potencial água na
folha pelo método da Câmara de Scholander.
Piracicaba/SP
24
Ponto no qual o
exsudato é
observado
1ºs – 2010
25
Lupa
Anel para
comprimir a
vedação
Acrílico
protetor
transparente
Porcas altas de
aço
Anel externo com
rosca para fixação
Manômetro de
precisão
Válvula de segurança e
válvula de escape de
pressão
Válvula
principal de
controle
Anel de
vedação
Mangueira
flexível de
alta pressão
Vedação de
borracha macia
SISTEMA DE PRESSÃO
Válvula de
regulagem de
pressão máxima
Válvula de
bloqueamento do
cilindro
Válvula do
conteúdo do
cilindro
Cilindro de
nitrogênio
comprimido
Figura 1.9.b. Representação detalhada da câmara de Scholander para determinação
do potencial água na folha.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
26
Unidade II:
O Solo e as Plantas
Experimento 1: Ascensão Capilar da Água a Partir de uma Camada Saturada
Fundamento:
A ascensão da água por capilaridade em uma região úmida, torna-se importante no estudo
da água no solo, em disponibilidade para o sistema radicular de uma planta. Solos com
diferentes texturas terão diferentes distribuições de água.
Material:
- Amostras de solo (1000g) arenosas e argilosas, secas em estufa e peneiradas.
- Dois tubos de vidro de 1 metro de comprimento e diâmetro interno de 4 a 5 cm.
- Dois pedaços de gaze.
- Uma cuba de vidro.
- Água destilada.
- Régua de 50 cm.
Procedimento:
Deixa-se secar em estufa 1000 g de amostras de solos arenosos e argilosos peneirados.
Enche-se um tubo de vidro de 1 m de comprimento e diâmetro interno de 4 a 5 cm com terra
arenosa e outro igual mas com terra argilosa. Comprime-se a amostra de terra
cuidadosamente, batendo-se com as mãos no tubo, até que fique bem compactada. Amarrase uma gaze numa das extremidades. Coloca-se em um cristalizador 1/3 de água e colocamse os tubos com as bocas tampadas mergulhadas na água. Mede-se a altura atingida pela
água nos dois tipos de solo após diversos períodos de tempo, repondo sempre água no
cristalizador, para manter o nível inicial (Figura 2.1).
Resultados:
A ascensão da água por capilaridade no solo arenoso, no início do processo, será mais rápida mas
com o passar do tempo, no argiloso a frente úmida atingirá a mesma altura do arenoso e
posteriormente a ultrapassará.
Piracicaba/SP
Solo arenoso
Areia
1ºs – 2010
Solo argiloso
Argila
Marca da frente
úmida
Tubo de vidro
transparente
Tubo de vidro
transparente
Marca da
frente úmida
v
h
Água
Figura 2.1. Representação do ensaio sobre a ascensão capilar da água a partir
de uma camada saturada.
Piracicaba/SP
27
1ºs – 2010
Ascensão Capilar da Água a partir de uma
Camada Saturada
Tempo
Arenoso Argiloso
Dia
Hora
decorrido
(cm)
(cm)
(horas)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
Piracicaba/SP
28
1ºs – 2010
29
Experimento 2: Perdas de Água por Evaporação e por Transpiração.
Fundamento:
A quantidade de água perdida por um solo sem vegetação ou com plantas é diferente. Por
outro lado, quebrando-se a continuidade dos capilares do solo, as perdas de água por
evaporação diminuem.
Material:
- Três béqueres de 500 ml cheios de solo.
- Sementes de milho.
- Escarificador (pinça de laboratório).
- Etiquetas.
- Balança.
- Água.
Procedimento:
Utilizam-se de 3 béqueres de 500 ml, enchem-se os 3 com o mesmo tipo de solo até a 2 cm da
borda. Coloca-se em um deles 15 sementes de milho, cobre-se o mesmo com 1 cm de terra.
Adiciona-se terra aos outros dois béqueres . Molha-se cuidadosamente os 3 béqueres, até que
a água atinja o fundo (não colocar água em excesso). Guarda-se em laboratório em lugar
iluminado, mas não exposto ao sol, repondo diariamente a água perdida. Quando as plantas
estiverem com suas folhas secundárias formadas, molha-se pela última vez anotando-se
cuidadosamente a massa. Com um escarificador rompe-se cerca de 1 a 2 cm da camada
superior de terra de um dos vasos (sem plantas). Pesam-se diariamente os 3 vasos durante
uma semana (Figura 2.2).
Resultados:
O vaso com plantas perderá mais água, no final das pesagens (por evapotranspiração) e a
perda de água por evaporação nos dois outros vasos sem plantas será menor naquele que
sofreu a escarificação (revolvimento da terra na camada mais superficial).
Piracicaba/SP
Vegetado
1ºs – 2010
Natural
30
Natural
Preparar e manter durante 20 dias, 3 béqueres: 1 com milho e 2 com solos
naturais (também irrigados periodicamente)
Pisseta com
água
Béqueres na horizontal
por 12 horas
Béqueres com solo na
capacidade de campo
Gramas
Última irrigação no dia
anterior ao experimento
Escarificar um béquer com
solo natural até a
profundidade de 1 cm
E
N
V
Pesar os 3 béqueres durante 1 semana
anotando a data e a hora
Dias
Figura 2.2. Representação do ensaio referente as perdas de água por evaporação e
por transpiração.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Perdas de Água por Evaporação e Transpiração
Dia
Hora
Vegetado
Natural
Escarificado
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Piracicaba/SP
31
1ºs – 2010
32
Experimento 3: Capacidade de Retenção da Água dos Solos Arenosos e
Argilosos.
Fundamento:
A quantidade de água que o solo pode reter varia de acordo com o seu tipo e principalmente
com suas características físicas.
Material:
- Dois tubos de percolação.
- Um suporte universal.
- Duas pinças para uma bureta.
- Amostras de solo (1000g) arenosos e argilosos, secas ao ar e peneiradas.
- Papel de filtro.
- Dois béqueres de 200 ml.
- Duas provetas de 100 ml.
- Água destilada.
- Régua de 30 cm.
Procedimento:
Coloca-se até um terço de um tubo de percolação a terra argilosa e outro tubo com terra
arenosa, mede-se para conhecer a altura da coluna de terra. Essas amostras de solos secas ao
ar foram previamente peneiradas. Comprimem-se cuidadosamente essas amostras de terra
nos tubos de percolação, a seguir prendem-se os tubos em suportes. Coloca-se próximo da
extremidade de cada tubo, um béquer de 250 ml. Com duas provetas de 100 ml cheias de
água destilada, coloca-se lentamente água pelo orifício maior de cada um dos tubos de
percolação até começar a sair água pela outra extremidade. Espera-se até parar de gotejar
água dos dois tubos de percolação. Devolve-se a água que drenou dos tubos, às respectivas
provetas (que tinham inicialmente 100 ml de água). Mede-se a quantidade de água que cada
amostra de solo foi capaz de absorver. Calcula-se o volume de água absorvido pelos dois
tipos de solos (Figura 2.3).
Resultados:
O volume de água retido pelos solos argilosos é maior do que aquele retido por solos
arenosos.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
d
Solo
Arenoso
Solo
Argiloso
d
h
h
Tubo de
percolação
100 ml de água
V = .r2.h
mls retidos
pelo solo
ml retidos
X
V terra
50 cm3 terra
Figura 2.3. Representação do ensaio sobre capacidade de retenção de água dos
solos arenosos e argilosos.
Piracicaba/SP
33
1ºs – 2010
34
Unidade III:
Transpiração
Experimento 1: Medição da Transpiração e Influência das Condições Ambientais.
Fundamento:
A transpiração de uma planta pode ser medida, através da quantidade de água que é tomada
pela mesma. Neste experimento podem ser verificados também a ação da luz, do escuro, do
teor de umidade do ar e o efeito de um vento seco.
Material:
- Potômetro.
- Ramos com folhas de Gliricidia sepium (Madre).
- Rolhas de borracha furadas.
- Béquer de 500 ml.
- Placa de Petri.
- Massa de modelar.
- Régua.
- Relógio.
- Tesoura de poda.
- Suporte metálico com três hastes.
- Câmara escura e câmara úmida.
- Pulverizador pequeno.
- Fonte de vento (secador portátil ou ventilador).
- Pia com água.
Procedimento:
Utilizaremos um potômetro, aparelho que consta de um tubo de vidro, onde colocaremos um
ramo ou planta a ter sua transpiração medida. Este tubo se comunica por uma ramificação
lateral à um capilar graduado, que tem sua extremidade mergulhada em água. Entre o tubo
de vidro e o capilar há um reservatório de água. Duas pinças completam o conjunto, uma
que permite isolar o reservatório, e outra que isola o capilar. Para iniciar, isole o capilar e,
por intermédio do reservatório, encha o tubo de vidro. Escolha a seguir um ramo mais ou
menos do diâmetro de um lápis, e corte-o debaixo da água, num ponto tal que acima do
corte exista uma região sem folhas de mais ou menos 5 cm . Escolha entre as rolhas furadas
uma cujo orifício permita a passagem justa do ramo. Introduza o ramo no orifício, debaixo
da água, e conservando o ramo na vertical, para que se mantenha na ponta cortada uma gota
pendente de água, introduza a rolha no tubo. Usando a massa de modelar, vede bem as
junções da rolha com a planta e o recipiente. Em seguida, abrindo-se as duas pinças, encha o
capilar, após o que o reservatório é novamente isolado. Se não houver vazamento, espere
cinco minutos para que a planta se ponha em equilíbrio com cada ambiente. Levante a ponta
do capilar, deixe entrar uma bolha de ar de mais ou menos 5 mm, faça 3 leituras de cinco
minutos para cada ambiente e anote. Após cada leitura, pode-se fazer a bolha de ar voltar ao
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
35
marco inicial, abrindo-se cuidadosamente a pinça do reservatório. Faça determinações a
pleno sol, no escuro, em meio saturado de umidade e com um ventilador em velocidade
baixa de ar seco voltado contra a planta a cerca de 80 cm. Fazer também uma determinação
em condição do laboratório. Repetir as determinações, 3 vezes em cada ambiente (Figura
3.1).
Resultados:
A transpiração nos diferentes ambientes será quantificada, em mm (da régua) por cada
minuto. Verificaremos que em condições de sol direto e vento haverá maiores perdas de
água por transpiração e nas câmaras úmida e escura, menores. A maior parte da transpiração
foliar ocorre através das aberturas estomáticas e parte, através da cutícula das folhas,
portanto, dependendo das condições onde o vegetal esteja, a transpiração se modifica.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Tesoura de
poda
Cortar a
extremidade
em bisel
Material
vegetativo
Rolha com
orifício central
Encaixar rolha na
extremidade do
ramo
Ramo pronto para encaixe,
após ser cortado dentro da
água
Ramo
Suporte de metal
Pinça
Reservatório
com água
POTÔMETRO
Pinça
Escala em cm
Água
Pipeta capilar
Tubo de ensaio
Isopor
Bolha de ar
Figura 3.1. Representação do ensaio sobre medição da transpiração e influência
das condições ambientais.
Piracicaba/SP
36
1ºs – 2010
37
Experimento 2: Medição da Transpiração em Plantas Envasadas.
Fundamento:
Umas das formas de se estimar a perda de água por transpiração, é através das pesagens
sucessivas do conjunto de planta e vaso.
Material:
- Vasos com feijoeiros em crescimento, irrigados recentemente.
- Sacos plásticos (para envolver os vasos).
- Barbante (ou elásticos), tesoura e algodão.
- Balança de precisão.
- Lápis marcador e etiquetas.
- Câmara escura e câmara úmida
- Determinador de área foliar.
Procedimento:
Tome quatro plantas comparáveis de feijoeiro ou outra planta disponível, plantadas em
vasos médios e que foram irrigadas recentemente. Introduza-as em um saco plástico de
tamanho conveniente e, enrolando a superfície aberta em torno do caule da planta, amarre-a
com um barbante ou um elástico, colocando um pouco de algodão entre o caule do feijoeiro
e o saco plástico. Pese cada conjunto, e coloque-os a plena luz, no escuro, em meio saturado
de umidade, em condições de laboratório e com um ventilador de ar seco colocado a 100
cm. Faça uma leitura ao dia por uma semana no mesmo horário, começando a primeira ao
redor das 18h00min. Ao final da semana, remova as folhas das plantas e determine a área
total de folhas em dm2. Calcule então a transpiração por dm2 de área foliar por períodos de
24 horas. Faça um gráfico com os dados obtidos (Figura 3.2).
Resultados:
Dependendo do ambiente onde o vaso de feijoeiro foi colocado, maior ou menor será a água
perdida por transpiração. A pleno sol e em condições de vento será maior, e nas câmara
úmida e escura, menor a transpiração.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Algodão
Barbante ou
elástico
Vasos com
feijoeiro
Pesar diariamente os 4 vasos mantidos ao
sol, no laboratório, em câmara úmida e no
escuro, durante 1 semana, anotando a data e
a hora.
Gramas
Manter os vasos deitados por 12 horas para
atingir a capacidade de campo.
Saco plástico
Dias
Figura 3.2. Representação do ensaio sobre a medição da transpiração em
plantas envasadas.
Piracicaba/SP
38
1ºs – 2010
Medição da Transpiração em Plantas Envasadas
Dia
Hora
Sol
Lab.
C. Escura
C. Úmida
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Piracicaba/SP
39
1ºs – 2010
40
Experimento 3: Tecido Envolvido no Transporte de Seiva Bruta.
Fundamento:
A velocidade e os tecidos envolvidos no transporte da seiva bruta, podem ser facilmente
observados utilizando-se corantes.
Material:
- Plantas de Impatiens balsamina retiradas do solo com raiz e colocadas em béqueres com água.
- Tesoura.
- Gilete.
- Régua.
- Relógio.
- Solução de azul de metileno (0,5%) ou de fuchsina ácida (0,25%), em béquer.
- Suporte metálico.
- Fonte de luz.
- Microscópio estereoscópio (lupa).
- Lâminas de microscopia.
Procedimento:
Tome uma planta de Impatiens balsamina e corte, sob água, um ramo com cerca de 30 cm.
Levantando-o na vertical, de modo que seja impedida a entrada de ar pela gota de água que
fica suspensa na extremidade cortada, introduza esta ponta num recipiente contendo 25 ml
de uma solução a 0,25 % de fuchsina ácida ou de azul de metileno (0,5%). Prenda a planta
num suporte, e observe contra uma fonte de luz a ascensão do corante. Anote o tempo
necessário para atingir 10 cm de altura. Observe a distribuição nas folhas. Faça então cortes
bem finos do caule com gilete, monte uma lâmina, e observe em microscópio estereoscópio
(lupa), a localização dos tecidos, que estão coloridos (Figura 3.3).
Resultados:
A ascensão do corante internamente no ramo pode ser observada e também marcada a
velocidade dessa ascensão. O exame dos cortes, em lâminas mostra claramente a localização
dos vasos condutores da seiva bruta, o xilema.
Piracicaba/SP
Vaso de
Impatiens balsamina
(Beijo)
Cortar o ramo
na solução
Observar em
estereoscópio
1ºs – 2010
Cortar as
raízes
Solução de Azul
de Metileno
Após 20 minutos, fazer
um corte transversal do
tecido
Montar em
lâmina de
microscopia
Vasos de xilema
evidenciados pelo
corante
Figura 3.3. Representação do ensaio tecido envolvido no transporte da seiva bruta.
Piracicaba/SP
41
1ºs – 2010
42
Experimento 4: Gutação e Salinidade
Fundamento:
Fornecer à planta condições que permitem uma rápida absorção de água e impedem a
transpiração, promovendo a gutação. Solos com níveis elevados de sais podem acarretar até
a morte de plantas devido ao baixo potencial osmótico que adquirem, em relação ao sistema
radicular da planta.
Materiais:
- Dois vasos plásticos pequenos com milho em início do crescimento.
- Duas provetas de 100 ml.
- Solução de NaCl a 5%.
- Água destilada.
- Duas campânulas transparentes.
Procedimento:
Molhe bem um dos vasos contendo plântulas de milho, com água. Repita com outro vaso
igual, colocando o mesmo volume, mas usando uma solução de NaCl a 5%. Coloque-os no
interior de campânulas, previamente umedecidas com um pulverizador. Espere algum tempo
e observe a formação de gotículas d’água nas extremidades das folhas de um dos vasos. São
também plantas adequadas para esta demonstração o tomateiro, o Coleus e o trigo (Figura
3.4).
Resultados:
Será visualizada a formação de gotículas nas extremidades (bordas) das folhas e também
algumas, próximas ao ápice das folhas do vaso com milho, no qual foi colocado água. Não
haverá a formação dessas gotículas nas folhas do vaso com milho, no qual foi colocada a
solução de NaCl.
Piracicaba/SP
43
1ºs – 2010
Proveta com
solução de NaCl
5%
Proveta com H2O
Vasos com plantas de
milho (Zea mays)
Detalhe da
gutação
Pulverizador
Solução de NaCl 5%
H 2O
Pulverizar as paredes das campânulas com água e
aguardar 20 minutos
Plantas tratadas com NaCl 5%,
depois de 1 semana mostrando a
seca fisiológica e toxidez de Na e Cl
Figura 3.4. Representação do ensaio sobre gutação e salinidade.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
44
Experimento 5: Transpiração Cuticular e Estomatal.
Fundamento:
Folhas de diferentes plantas possuem mais estômatos em uma das faces. O cloreto de
cobalto é um ótimo indicador da presença de umidade, pois é azul quando seco e rosa
quando úmido.
Material:
- Vaso grande com planta de cafeeiro (Coffea arabica).
- Solução de cloreto de cobalto (5%).
- Dessecador e pinça.
- Pedaços de papel de filtro (2 x 4 cm).
- Lâminas de microscopia.
- Prendedores de metal.
Procedimento:
Retire com uma pinça um pedaço de papel tratado com cloreto de cobalto (azul) de um
dessecador, coloque na face superior de uma folha e cubra rapidamente com uma lâmina de
microscopia. Coloque outra tira de papel com cloreto de cobalto sobre uma lâmina de vidro, e
encoste-se à face inferior da mesma folha de modo que fique bem em baixo da primeira. Aperte
as lâminas com grampos para que o papel fique bem ajustado às folhas. Deste modo teremos
papel com cloreto de cobalto em contato com as duas faces da folha e isolado da umidade
atmosférica pelas lâminas de vidro. O tempo necessário para que o papel mude de cor (rosa) é
uma medida da velocidade com que o vapor d’água está se perdendo (Figura 3.5).
Resultados:
No cafeeiro, que é uma planta hipoestomática (possui a maior parte dos estômatos na face inferior
das folhas), observa-se rapidamente a passagem da cor azul do papel de cobalto, para a cor rosa, o
que não acontece com o papel colocado na face superior (epiestomática possui a maior parte dos
estômatos na face superior das folhas). Além disso, o cafeeiro possui na face superior, cerosidade
e a cutícula é mais espessa. Na inferior, a cutícula é bem mais fina, não possui cerosidade e tem
nervuras mais salientes.
Piracicaba/SP
Planta de cafeeiro
(Coffea arabica)
45
1ºs – 2010
Papéis de filtro embebidos
Lâminas de
Dessecador com papéis de microscopia
na solução de Cloreto de
filtro embebidos em Cloreto
Cobalto, tornam-se
de Cobalto e secos em
vermelhos
estufa, tornam-se azuis
Papel de Cloreto
de Cobalto
Lâmina
Papel
Lâmina
Papel
Folha
Folha
Perfil de montagem
Esquema de
montagem do
experimento
Grampos
Observar a viragem do papel
indicador na planta após 15
minutos
Azul
Vermelho
Face dorsal
da folha
Face ventral
da folha
Montagem concluída
Figura 3.5. Representação do ensaio referente à transpiração cuticular e estomatal.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
46
Unidade IV
Absorção e Transporte de Água
Experimento 1: Absorção e Ascensão da Seiva Bruta: Teoria da Transpiração –
Coesão – Tensão.
Fundamento:
A absorção e a elevação da água independem, por esta teoria, da pressão radicular,
dependendo da tensão criada pela perda de água na forma de vapor para a atmosfera.
Material:
-
Ramos de Tipuana speciosa com a extremidade mergulhada em água.
Barbante molhado.
Pipetas capilares.
Tubo de borracha de 6 cm de comprimento.
Béqueres de 250 e 1000 ml.
Tesoura de poda.
Suporte metálico.
Recipiente com água (pia ou balde).
Mercúrio em vidro pequeno.
Régua graduada.
Cronômetro.
Ventilador ou secador portátil.
Procedimento:
Escolha um ramo com 15 a 20 folhas, cujo diâmetro do caule tenha mais ou menos a
grossura de um lápis. Procure uma região sem folhas com cerca de 5 cm. Corte debaixo da
água e deixe estes 5 cm sem folhas mergulhados num recipiente com água durante cinco
minutos. Una então, sempre debaixo da água, a base cortada do ramo com uma pipeta de 1
ml cheia de água, usando pequeno tubo de borracha (cerca de 6 cm de comprimento).
Amarre com barbante molhado. Assegure-se de que o tubo de borracha e a pipeta estejam
completamente cheios de água. Segurando com uma mão o ramo e com um dedo da outra
tapando a ponta da pipeta, introduza e extremidade livre num recipiente com água e
mercúrio. Prenda o conjunto em um suporte, em local bem iluminado, e observe a ascensão
do mercúrio, com régua graduada, cronometrando. Repetir o experimento em diferentes
ambientes: ao sol, laboratório, com vento, câmara úmida e câmara escura (Figura 4.1).
Resultados:
Verificaremos que a velocidade de ascensão do mercúrio em cm.min-1, é maior ao sol,
intermediária em laboratório e vento, e menor em câmara úmida e no escuro. Deste modo,
demonstraremos que o déficit de pressão de vapor na atmosfera em relação a alta umidade
na câmara sub-estomática, estabelece um gradiente de potencial hídrico que se transmite no
sistema atmosfera – planta – solo, capaz de promover a ascensão da água no tronco, pelo
xilema, após sua absorção passiva, em virtude de sua força de coesão.
Piracicaba/SP
47
1ºs – 2010
Cortar o ramo dentro de um
recipiente com água.
Ainda dentro da água, introduzir a
pipeta com o tubo de PVC
amarrado na extremidade do ramo.
Tubo de PVC de
10 mm
Ramo de madre
(Gliricidia sepium)
Pinça
articulável
Suporte
universal
Tubo de
borracha
Régua
Observar a ascensão da
coluna de mercúrio na
pipeta capilar
Béquer com
água
Recipiente com
mercúrio líquido
Figura 4.1. Representação esquemática da absorção e ascensão da seiva
bruta: teoria da transpiração – coesão – tensão.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
48
Experimento 2: Ascensão da Seiva Bruta: Atmômetro.
Fundamento:
Por um modelo artificial demonstra-se que a água pode ser elevada por processos
puramente físicos. Uma vela comum de filtro é usada como superfície evaporante, fazendo
o papel das folhas, ao passo que uma pipeta substitui os vasos lenhosos.
Material:
-
Cápsula de porcelana oca (vela de filtro) mergulhada em água.
Rolhas de borracha.
Pipetas capilares.
Béqueres de 250 e 1000 ml.
Suporte metálico.
Recipiente com água (pia ou balde).
Mercúrio em vidro pequeno.
Régua graduada.
Cronômetro.
Ventilador ou secador portátil.
Procedimento:
Mergulhar uma vela de filtro numa pia grande cheia de água e esperar que todo o ar seja
retirado dos seus poros. Introduzir uma pipeta de 1 ml em uma rolha de borracha perfurada,
de maneira que a ponta apareça 1 ou 2 cm e mergulhar também na pia para que fique cheia
de água. Sempre debaixo da água, unir a vela à rolha. Se estiver bem feito, todo o conjunto
vela – pipeta estará cheio de água. Tampar com o dedo a extremidade livre da pipeta e
introduzir no recipiente com mercúrio. Determinar a elevação do mercúrio com régua
graduada, cronometrando. Repetir o experimento em diferentes ambientes: ao sol,
laboratório, com vento, câmara úmida e câmara escura (Figura 4.2).
Resultados:
Verificaremos que a velocidade de ascensão do mercúrio em cm.min.-1 é maior ao vento e
ao sol, intermediária em laboratório e escuro, e menor em câmara úmida. Deste modo,
demonstraremos as diferenças entre o modelo físico e o modelo biológico (experimento
anterior) e entre a evaporação e a transpiração.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Pipeta
Rolha de
borracha
Mercúrio
Metálico
Introduzir a
rolha na
pipeta
Introduzir o conjunto de rolha/ pipeta
na vela de filtro dentro de recipiente
com água
Vela de filtro
Régua
graduada
Rolha
Pinça
articulável
Pipeta
capilar
Béquer com
água
Observar a ascensão
do menisco
Suporte
universal
Recipiente com
Mercúrio Metálico
Figura 4.2. Representação do ensaio referente a ascensão da seiva bruta:
Atmômetro.
Piracicaba/SP
49
1ºs – 2010
50
Experimento 3: Necessidade de Coesão da Seiva Bruta.
Fundamento:
A entrada de ar no interior dos vasos quebra a coesão da seiva bruta, provocando cavitação.
Material:
-
Plantas jovens com murchamento temporário de Erigeron bonariensis ou Bidens pilosa
ou Amaranthus sp.
Cuba com água.
Tesoura.
Procedimento:
Tome duas plantas murchas de Erigeron bonariensis. Corte uma delas e deixe-as no balcão
por uns dez minutos. Encha uma cuba com água, e corte a extremidade da segunda planta
diretamente dentro desta cuba. Coloque a planta que havia sido cortada fora da água e
observe o tempo que cada uma gasta para recobrar a sua turgescência (Figura 4.3).
Resultados:
Observaremos que a planta cuja extremidade basal foi cortada em água recobrou a
turgescência em poucos minutos de forma visível, sendo que aquela cortada ao ar não
recobrou a turgescência. A planta cortada em água não perde a continuidade de transporte
de água e readquire a turgescência, sendo que aquela cortada ao ar absorve uma coluna de
ar que impede a continuidade de transporte de água, mantendo o murchamento.
Piracicaba/SP
Ramos túrgidos de
Erigeron bonariensis
Cortar um ramo dentro da cuba com água,
manter o outro sem cortar e observar as reações
de ambos
1ºs – 2010
Usar de uma luminária para acelerar o
processo de transpiração
Somente aquele que teve a extremidade
cortada sob a água retorna à turgescência
Figura 4.3. Representação do ensaio da necessidade de coesão da seiva bruta.
Piracicaba/SP
51
1ºs – 2010
52
Experimento: 4 Ascensão da Seiva Bruta: Pressão Radicular.
Fundamento:
Em algumas plantas a pressão radicular é bastante elevada, como nos casos de plantas
arbustivas como o tomateiro, Coleus blumei e outras.
Material:
-
Planta bem desenvolvida de Coleus blumei envasada.
Régua graduada.
Cuba.
Pisseta.
Tubo de vidro de 2 m de altura e com diâmetro de 4 a 8 mm.
Caneta de retroprojeção.
Tubo de borracha.
Barbante molhado.
Suporte metálico.
Procedimento:
Tome um vaso com uma planta molhada recentemente de Coleus blumei e decepe-a mais
ou menos 5 cm do solo, tomando o cuidado de escolher plantas que não tenham folhas nesta
região. No pedaço que sobrou, coloque um tubo de borracha grossa, de aproximadamente 8
cm, escolhendo este tubo com o orifício interno um pouco menor do que o diâmetro do
caule, para que fique bem ajustado. Leve o vaso ao suporte apropriado, e com uma pipeta
encha de água o tubinho de borracha. Introduza na extremidade livre desse tubinho de
borracha um tubo de vidro, com 2 m de comprimento e diâmetro interno de 4 a 8 mm, até
encostar-se ao caule cortado. Amarre com barbante molhado, as conexões da borracha com
o tubo e com a planta. Mantenha o vaso no interior da cuba com 1/3 de seu volume de água.
Marque a posição inicial do menisco, acima da borracha com a caneta de retroprojeção, no
tubo de vidro e determine periodicamente a ascensão do menisco no tubo, com uma régua
graduada (Figura 4.4).
Resultados:
A retirada da parte aérea leva a ausência de folhas e consequentemente de transpiração,
sendo que a manutenção da umidade do solo possibilita a absorção osmótica de água. Essa
água é pressionada pelas raízes através dos vasos de xilema fazendo a seiva bruta ascender
continuamente no tubo de vidro.
Piracicaba/SP
53
1ºs – 2010
Pisseta com
água
Planta de
Coleus blumei
Observar a ascensão do
menisco
Régua
graduada
Pinça
articulável
Tubo de
borracha
Cepa cortada de
Coleus
Vaso
comum
Suporte
universal
Prato com
água
Figura 4.4. Representação do ensaio sobre a ascensão da seiva bruta: pressão
radicular.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Ascensão da Seiva Bruta:
Pressão Radicular
Dia
Hora
Altura/ cm Tempo decorrido
(horas)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
Piracicaba/SP
54
1ºs – 2010
55
Experimento 5: Competição Interna pela Água.
Fundamento:
Dentro do vegetal existe uma competição constante pela água, as células e os órgãos de
menor potencial água recebendo água dos de maior potencial.
Material:
-
Ramos de plantas cítricas com folhas, com folhas e frutos, além de frutos isolados.
Suporte metálico de exposição.
Procedimento:
Escolha dois ramos de laranjeira (Citrus sinensis) ou limoeiro (Citrus reticulata) com
aproximadamente 15 a 20 folhas, mas um deles tendo 2 ou 3 frutos. Deixe num suporte de
exposição ou balcão, junto com 2 ou 3 laranjas ou limões soltos. Observe a cada 6 horas
para ver o murchamento das folhas. Compare também a rigidez dos frutos destacados com a
dos frutos presos ao ramo (Figura 4.5.a.b.).
Resultados:
O ramo somente com folhas vai apresentar acentuado murchamento dessas folhas que
perdem água por transpiração e não é reposta. O ramo com folhas e frutos vai mostrar
menor murchamento das folhas porque receberá água dos frutos, os quais poderão perder a
turgescência. Os frutos isolados se manterão rijos por mais tempo devido a baixa perda de
água.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Ramo de citros contendo frutos
pequenos em formação
Ramo de citros contendo apenas folhas
maduras e novas
Fruto de citros com
apenas duas folhas
Ramo de citros contendo frutos
desenvolvidos
Fruto de citros sem
folhas
Figura 4.5.a. Representação do ensaio competição interna pela água.
Piracicaba/SP
56
1ºs – 2010
Figura 4.5.b. Esquema das possíveis resistências ao movimento da água em ramos
isolados.
Ra = Resistência atmosférica
Rx = Resistência do xilema
Piracicaba/SP
57
1ºs – 2010
58
Unidade V
Fotossíntese
Experimento 1: Fatores Essenciais da Fotossíntese.
Fundamento:
Os vegetais acumulam os produtos da fotossíntese na forma de amido. Este reage com o
iodo produzindo um complexo químico de cor azul escuro que pode ser visualizado na folha
(após a retirada da clorofila). Dessa maneira a presença ou ausência de fotossíntese pode ser
detectada.
Material:
- Dois béqueres de 1000 ml.
- Folhas de Coleus blumei.
- Campânula.
- Solução concentrada de KOH.
- Dois aquecedores elétricos.
- Uma placa de amianto.
- Álcool.
- Placa de Petri.
- Pisseta com água destilada.
- Solução indicadora de I2KI (lugol).
- Pedaços de barbante (30 cm).
Procedimento:
Coloque cerca de 500 ml de água no béquer para ferver. Quando a água estiver em ebulição,
coloque folhas de Coleus que foram submetidas a cada uma das seguintes condições: luz,
laboratório (por 5 dias), escuro (por 5 dias), campânula contendo solução de KOH (por 5
dias) e Coleus variegado. Após cinco minutos, transfira as folhas para um béquer contendo
200 ml de álcool em ebulição. Deixe-as ferver até perderem a cor verde e então as transfira
para uma placa de Petri, lave cuidadosamente com água e escorra. A seguir adicione a
solução indicadora de I2KI, espere alguns minutos, elimine a solução e lave com água
novamente (Figura 5.1).
Resultados:
As folhas que foram mantidas sob luz apresentarão coloração azulada devido à fotossíntese
e conseqüente formação de amido. Folhas mantidas no escuro ou sob campânula com KOH
(que reage com o CO2 atmosférico) continuarão brancas uma vez que não ocorre
fotossíntese na ausência de luz ou de CO2. Folhas variegadas apresentarão cor azul nas
partes que eram verdes e não naquelas regiões brancas inicialmente, devido a ausência de
clorofila.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Sol
Planta de
Coleus blumei
59
Laboratório
KOH
Escuro
Observar a seqüência de nós,
identificando os tratamentos
Placa de
amianto
Béquer com água
fervendo
Sol
Béquer com álcool
fervendo
A Encarnado
(Sol)
Laboratório
Folha de Coleus blumei, imersa em solução 5% de
I2KI (Lugol), para reação do amido presente na
folha, após lavagem com água (pisseta) na caixa
de Petri
Escuro
KOH
(Hidróxido de Potássio)
Figura 5.1. Representação do ensaio sobre os fatores essenciais da fotossíntese.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Experimento 2: Importância de Nutrientes para as Plantas
Fundamento:
A planta necessita dos macro e micronutrientes essenciais, sendo que a falta de um
deles leva a planta a apresentar sintoma de deficiência.
Material:
Plântulas de milho germinadas em areia lavada
Recipientes plásticos contendo areia lavada com HCl 0,1M
Soluções nutritivas: completa e com deficiências, de N (nitrogênio), de P
(fósforo) e de K (potássio).
Procedimento:
Transferir as plântulas de milho para os 40 recipientes plásticos com substrato
de areia grossa lavada. Irrigar periodicamente 10 recipientes com solução
nutritiva completa 10 recipientes com solução deficiente em N, 10 recipientes
com solução deficiente em P e 10 recipientes com solução deficiente em K.
Observar os sintomas de deficiência de N, P e K com relação ao controle
(completa).
Resultados:
Plantas de milho deficientes em N diminuem seu crescimento, apresentam
folhas mais velhas amareladas e menores. A deficiência de P também leva a
clorose foliar, cor opaca e pigmentação roxa. A falta de K produz clorose e
necrose nas margens das folhas, redução no comprimento dos entrenós e
diminuição da dominância apical.
Piracicaba/SP
60
Completa
-N
1ºs – 2010
61
-K
-P
Figura 4.4. Representação dos resultados da importância de nutrientes para as plantas.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
62
Experimento 3: Separação dos Pigmentos do Cloroplasto.
Fundamento:
Um solvente apropriado deslocando-se por capilaridade numa tira de papel de
cromatografia, ao passar por uma região onde existem substâncias cujos pesos moleculares,
afinidade com a celulose do papel, e solubilidade no solvente são diferentes, arrastará essas
substâncias a distâncias também diferentes.
Material:
- Folhas de espinafre-da-Nova Zelândia (Tetragonia expansa).
- Almofariz de porcelana.
- Uma pinça para uma bureta.
- Papel toalha.
- Carbonato de cálcio.
- Acetona 85%.
- Pipetas de Pasteur.
- Funil separador.
- Éter etílico.
- Água destilada.
- Proveta de 10 ml.
- Sulfato de sódio.
- Papel de cromatografia.
- Câmara de cromatografia.
- Tetracloreto de carbono.
- Secador portátil e grampeador.
- Conta-gotas.
- Graxa de silicone.
- Arame galvanizado fino de 25 cm.
Procedimento:
Coloquem num almofariz, com uma pequena porção de carbonato de cálcio, folhas de
espinafre sem as nervuras mais desenvolvidas, e triture até formar uma pasta fina. Coloque 5
ml de acetona a 85 % e continue a triturar por alguns minutos. Retire então, com uma pipeta
de Pasteur, o líquido sobrenadante, e transfira-o para um funil separador ao qual
previamente havia sido adicionado 10 ml de éter. Repita a extração duas vezes, com 5 ml de
acetona cada vez, faça uma quarta extração com 5 ml de uma mistura de partes iguais de
éter e acetona, e uma última com 5 ml de éter puro, sempre passando em cada extração o
líquido sobrenadante para o funil separador. No funil separador temos agora uma solução
esverdeada contendo os pigmentos cloroplastídicos e alguns compostos solúveis em água e
acetona. Para separá-los, adicione cuidadosamente, fazendo escorrer pelas paredes do funil,
água destilada. Após alguns minutos nota-se a separação de uma camada superior verde,
formada principalmente de pigmentos dissolvidos no éter, e uma solução mais escura de
acetona e compostos solúveis. Abra a torneira do funil separador rejeitando a camada
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
63
inferior. Recolha a solução dos pigmentos em éter numa proveta contendo sulfato de sódio
(desidratante). Em seguida, prepare a câmara cromatográfica que pode ser um vidro de boca
larga, com tetracloreto de carbono suficiente para atingir 1,5 cm de altura. Tampe a câmara
para a estabilização da atmosfera interna. Corte um retângulo de papel de cromatografia (15
x 20 cm) e faça com lápis uma linha bem suave no papel, paralela ao lado maior e a 3 cm de
margem. Usando agora o pigmento em éter como tinta e uma micropipeta como caneta,
cubra a linha com a solução. Seque com secador portátil de ar quente e repita a operação
por 10 vezes. Enrole o papel prendendo as bordas com um grampeador, e coloque-o com a
linha para baixo no interior da câmara. Tampe, e observe a subida do solvente levando
consigo os pigmentos. Quando o solvente tiver alcançado a parte superior do papel, retire o
cilindro, abra-o, e observe as faixas coloridas (Figura 5.3).
Resultados:
De baixo para cima poder-se-á identificar as faixas contendo os seguintes pigmentos:
clorofila b (verde-amarelada), clorofila a (verde-azulada), xantofila (amarela), caroteno
(laranja).
Piracicaba/SP
Carbonato de
Cálcio
Sulfato de
Sódio
64
1ºs – 2010
Solventes orgânicos
Gral e pistilo para
maceração do material
vegetativo de espinafre
Éter
Depositar material de
espinafre colhido no gral em
funil de separação
Material de espinafre
decantando em funil de
separação
Extrato de
pigmentos em éter
obtido após a
separação
Caroteno
Xantofila
Clorofila a
Clorofila b
Riscar o papel de cromatografia
com extrato de pigmentos em
éter
Coluna cromatográfica com
papel de cromatografia riscado
com extrato de espinafre em éter
Papel de cromatografia após
a ascensão dos pigmentos
Figura 5.3. Representação do ensaio sobre separação dos pigmentos dos cloroplastos.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
65
Experimento 4: Espectro de Transmitância de Pigmentos Cloroplastídicos.
Fundamento:
A clorofila, caroteno e xantofila absorvem preferencialmente determinadas faixas do
espectro luminoso que podem ser identificadas através de um espectroscópio manual.
Material:
- Espectroscópio manual.
- Fonte luminosa intensa.
- Solução concentrada de pigmentos em éter obtida no experimento anterior.
Procedimento:
Coloque em um tubo de ensaio pequeno a solução de pigmentos cloroplastídicos e com um
espectroscópio manual observe em direção à luz. Compare o espectro “filtrado” pelos
pigmentos com o espectro da luz branca. Coloque a solução diante de forte luminosidade
(Figura 5.4.a.b).
Resultados:
Observar-se-á uma diminuição na intensidade das faixas do azul e do vermelho na luz
filtrada pela solução de pigmentos, quando comparadas com o espectro da luz branca.
Verifica-se coloração vermelha dos pigmentos.
Piracicaba/SP
66
1ºs – 2010
ESPECTROSCÓPIO
Observar o prisma contra a luz do sol
Escala de cores e comprimento de ondas (nm) do espectroscópio
Ultra - violeta
Violeta
Azul
Verde
Amarela
Laranja
Vermelha
Infra - vermelha
Tubo de ensaio contendo
pigmentos de clorofila
Observar o conjunto contra a luz do sol
Figura 5.4.a. Representação do ensaio do espectro de transmitância de pigmentos
dos cloroplastos.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Reflexão vermelha
(fluorescência)
Tubo de ensaio
contendo pigmentos de
clorofila verdes
Projetor de slides
Figura 5.4.b. Representação do ensaio do espectro de transmitância de pigmentos:
efeito “quenching”.
Piracicaba/SP
67
1ºs – 2010
68
Experimento 5: Efeito de Fatores do Ambiente na Fotossíntese.
Fundamento:
Na fase fotoquímica da fotossíntese ocorre a liberação de oxigênio que pode ser
quantificado em plantas aquáticas com o uso da microbureta de Audus, obtendo-se assim
uma boa indicação da intensidade da fotossíntese.
Material:
- Ramos de Elodea densa.
- Microburetas de Audus.
- Tubo de ensaio de 200 ml.
- Uma pinça para uma bureta.
- Régua.
- Cronômetro.
- Fonte luminosa.
- Termômetro.
- Gelo.
- Água quente.
- Trompa de sucção.
- Pêra de sucção.
- Tubo capilar de 8 cm.
- Béquer de 250 ml
- Presilhas de metal de pressão para tubo de PVC.
- Suporte acrílico transparente.
- Placa de Petri.
Procedimento:
Encher um tubo de ensaio com a solução indicada, para cada fase do experimento. Cortar
um ramo de Elodea densa sob a água e introduzi-lo com a parte cortada para cima, na
extremidade aberta da microbureta de Audus, e colocar essa extremidade no interior do tubo
de ensaio de maneira que a planta fique imersa na solução. Prenda a microbureta em um
suporte repousando o tubo de ensaio em béquer de 1000 ml com água até a metade.
Succione o tubo de borracha superior até que o nível da solução atinja a metade do
reservatório. O gás desprendido na fotossíntese pode ser forçado a entrar na escala
horizontal da microbureta manejando-se a pinça inferior. Após cada leitura pode-se retirar o
gás medido succionando-se o tubo de borracha. A luz é fornecida por uma lâmpada de 200
watts. Fazer sempre 3 leituras de 3 minutos em cada ambiente, aguardando 3 minutos para
cada nova situação. Espere o aparecimento de uma bolha de oxigênio para iniciar as
contagens de tempo (Figuras 5.5.1,2,3,4).
Piracicaba/SP
69
1ºs – 2010
Fase 1: Efeito da Intensidade Luminosa.
Solução no tubo de ensaio: KHCO3 a 0,5%.
Temperatura: ambiente.
Intensidade luminosa: colocar lâmpada de 200 watts a 90, 60, 30 e 15 cm de distância da planta.
Resultados: a quantidade de oxigênio liberada será tanto maior quanto menor for a distância
entre a lâmpada e a planta.
Microbureta de Audus
Pêra de
sucção
Pinça
articulável
Bolha
de O2
Termômetro
KHCO3
Fonte
luminosa
Elodea
densa
Tubo de
látex
Tubo de ensaio
Pinça
com KHCO3
Béquer
Suporte
universal
Béquer com
água
Régua em 90, 60, 30 e 15 cm
Figura 5.5.1. Representação do ensaio sobre o efeito da intensidade luminosa
na fotossíntese.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
70
Fase 2: Efeito da Qualidade da Luz.
Temperatura: ambiente.
Intensidade luminosa: lâmpada de 200 watts a 30 cm de distância da planta.
Qualidade da luz: filtro azul, vermelho, verde e luz branca (ver Tabela 2).
Resultados: a quantidade de oxigênio liberada será na ordem crescente: luz verde, azul,
vermelha e branca.
Filtros
Verde
Azul
Vermelho
Translúcido
Filtro
Béquer
Régua em 30 cm
Figura 5.5.2. Representação do ensaio sobre efeito da qualidade da luz na
fotossíntese.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
71
Fase 3: Efeito da Concentração de Dióxido de Carbono.
Solução no tubo de ensaio: KHCO3 a 0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5 %.
Intensidade luminosa: lâmpada a 15 cm.
Resultados: A quantidade de oxigênio liberada será maior quanto maior for a concentração
de KHCO3.
Solução 0,5 %
Solução 0,4 %
Solução 0,3 %
Solução 0,2 %
Solução 0,1 %
Béquer
Régua em 15 cm
Figura 5.5.3. Representação do ensaio sobre efeito da concentração de dióxido de carbono
na fotossíntese.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
72
Fase 4: Efeito da Temperatura.
Intensidade luminosa: lâmpada a 15 cm de distância da planta.
Temperatura: ambiente, 15 e 50oC. Controlada na água do béquer, com adição de gelo ou
água fervente.
Leituras: 3 de 3 minutos cada temperatura, com 5 minutos de intervalo para cada nova
temperatura. Fazer um adicional de 10 leituras de 2 minutos para a temperatura de 50oC
(para analisar-se o efeito da temperatura fator tempo).
Resultados: O oxigênio liberado será maior à temperatura ambiente que a 15oC. Maior
quantidade de oxigênio será liberada inicialmente na temperatura de 50oC, mas com o
decorrer do tempo, a liberação cessará totalmente nesse tratamento.
Água ambiente
Água à 0o C
Água à 50o C
Béquer
Régua em 15 cm
Figura 5.5.4. Representação do ensaio sobre o efeito da temperatura na fotossíntese.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Tabela 2. Absorção e reflexão além da transmissão dos filtros de celofane duplos
observados na cubeta do espectrofotômetro, lidos nos comprimentos de onda
assinalados.
Filtro de papel
duplo
Absorção e Reflexão
Transmissão
Comprimento de
onda (nm)
Verde
65%
35%
520
Vermelho
31%
69%
710
Azul
54%
46%
440
Piracicaba/SP
73
1ºs – 2010
74
Unidade VI:
Translocação de Solutos Orgânicos.
Experimento 1: Translocação de Carboidratos dos Cotilédones.
Fundamento:
Durante as fases iniciais de desenvolvimento, geralmente os cotilédones fornecem
substancial quantidade de solutos orgânicos à plântula.
Material:
- Plântulas de feijão-de-porco (Canavalia ensiformes).
- Gilete.
- Estufa de circulação forçada de ar a 75oC.
- Placas de Petri.
- Caneta de retroprojeção.
Procedimento:
Escolha 2 vasos contendo plântulas de Canavalia ensiformes com as folhas em início de
desenvolvimento. Em um dos vasos retire com gilete os cotilédones da plântula, coloque-os
em uma placa de Petri, marque com caneta de retroprojeção e leve-os para secagem a 75oC
até peso constante. Uma semana depois, retire os cotilédones da outra plântula e ponha na
estufa também. Retire cuidadosamente dos vasos as duas plântulas, sob água corrente e
coloque-as em saco de papel para secagem a 75oC. Na semana seguinte proceda a pesagem
em balança de precisão: (a) dos cotilédones retirados no início do experimento; (b) dos
cotilédones retirados na segunda semana (c) da plântula mantida sem cotilédones e (d) da
plântula mantida com cotilédones (Figura 6.1).
Resultados:
Verificaremos que a massa da matéria seca (MMS) da plântula mantida com cotilédones é
maior do que a massa da matéria seca da plântula mantida sem cotilédones. Também
observaremos que a massa da matéria seca dos cotilédones retirados no início do
experimento é superior a massa da matéria seca dos cotilédones retirados depois de uma
semana. A soma das MMS dos cotilédones retirados no início do experimento com a MMS
da plântula mantida sem cotilédones é geralmente inferior a soma da MMS dos cotilédones
retirados na segunda semana com a MMS da plântula mantida com cotilédones. Essa
diferença pode ser atribuída ao maior desenvolvimento inicial e maior fotossíntese das
folhas da plântula mantida com cotilédones em relação à plântula mantida sem cotilédones.
Piracicaba/SP
Plântula de Feijão de
Porco (Canavalia
ensiformes) recém
germinada
Porco sem cotilédones
1ºs – 2010
75
Porco com cotilédones
Uma semana após os tratamentos
Raízes após uma semana dos tratamentos
APÓS UMA SEMANA:
• MASSA SECA DOS COTILÉDONES RETIRADOS
• MASSA SECA DA PLÂNTULA SEM COTILÉDONES
• MASSA SECA DOS COTILÉDONES MANTIDOS
• MASSA SECA DA PLÂNTULA COM COTILÉDONES
• FAZER ANÁLISE COMPARADA
Cotilédones frescos levados para estufa
para massa seca
• ESTABELECER CONCLUSÕES
Figura 6.1. Representação do ensaio sobre translocação de carboidratos dos
cotilédones.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
76
Experimento 2: Efeito da Temperatura na Translocação de Solutos Orgânicos.
Fundamento:
Baixas temperaturas restringem a translocação de carboidratos.
Material:
- Vasos com feijoeiro (Phaseolus vulgaris).
- Funil, barbante grosso, algodão e gelo.
- Suporte metálico.
- Pinça para uma bureta.
- Lápis.
- Papel de seda.
- Balança analítica.
- Estufa com circulação forçada de ar a 75oC.
- Etiquetas.
- Dessecador.
- Placas de Petri.
- Medidor de área foliar.
Procedimento:
Utilize um vaso contendo plântulas de feijoeiro (Phaseolus vulgaris) que possuam apenas as
folhas primárias, bem desenvolvidas. Enrole um pouco de algodão em torno do pecíolo de
uma das folhas, deixando o pequeno chumaço de algodão com uma ponta virada para baixo.
Leve para um local bem iluminado (sem sol direto), e acerte a posição de um funil com gelo
no suporte, partindo do mesmo um barbante grosso que é conduzido ao chumaço de
algodão, de maneira que com o descongelamento, goteje continuamente água gelada (1 a
3oC) sobre o algodão. Após 6 horas corte o limbo da folha cujo pecíolo estava submetido à
baixa temperatura e o limbo da folha oposta, controle. Copie o contorno de ambas em papel
homogêneo e coloque-as em placas de Petri para secagem a 75oC, até atingirem massa
constante (cerca de 24 horas). Calcule a área foliar através de pesagem dos contornos das
folhas em balança analítica, fazendo então uma regra de 3 com a pesagem de área conhecida
(25 cm2) do mesmo papel, ou utilize um medidor de área foliar. Após as folhas esfriarem em
dessecador, pese-as com precisão de miligramas. Estabeleça a MMS das folhas por unidade
de área foliar (50 cm2), conforme Figura 6.2.
Resultados:
Observaremos que a massa da matéria seca por unidade de área foliar da folha cujo pecíolo
foi submetido à baixa temperatura é superior a massa da matéria seca por unidade de área
foliar da folha controle (pecíolo normal). Isto demonstra que durante o período de 6 horas
em que o pecíolo da folha foi mantido sob baixa temperatura, a translocação de assimilados
foi restringida pelo tratamento, possibilitando que a folha madura acumulasse mais
carboidratos do que a folha oposta que não possuía nenhum tratamento que diminuísse o
transporte de carboidratos para os drenos.
Piracicaba/SP
77
1ºs – 2010
Gelo
Funil
Manter por 6
horas ao sol
Pinça
Barbante
umedecido
Suporte Universal
Folha resfriada por
gotejamento
constante de água
gelada no pecíolo
Folha em
temperatura
ambiente
Gota de água gelada
Feijoeiro
(Phaseolus vulgaris) com
duas folhas primárias
ÁREA FOLIAR
MASSA SECA
UNIDADE DE ÁREA
MASSA SECA
Placa de Petri
Folha em temperatura ambiente
(Controle)
Folha resfriada (Frio)
Figura 6.2. Representação esquemática do ensaio sobre o efeito da
temperatura na translocação de solutos orgânicos.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
78
Experimento 3: Translocação de Carboidratos para os Frutos: Anelamento.
Fundamento:
Os carboidratos elaborados na fotossíntese das folhas maduras (fontes) são transportados
pelo floema para as regiões de consumo ou armazenamento. Em espécies arbóreas lenhosas
o floema pode ser retirado facilmente.
Material:
- Planta de videira Vitis spp. provida de frutos (cachos em início de crescimento).
- Canivete de poda, ou anelador específico.
- Paquímetro.
- Etiquetas.
- Saco plástico.
- Barbante grosso.
- Massa de enxertia.
Procedimento:
Escolha uma videira cujos cachos (panículas) estejam mais ou menos com 50% de
desenvolvimento. Escolha cachos comparáveis, em seis ramos, determine o diâmetro de
cada baga, estabeleça a média e marque-os com etiquetas numeradas. Três destes cachos
serão isolados, através da técnica de anelamento, com as folhas que lhes cedem
carboidratos. Para isso retire um anel de 1 cm de largura na base do ramo provido de cacho.
Para fazer o anelamento usa-se um canivete bem afiado, tomando-se o cuidado de estar
cortando apenas a “casca”, fazem-se duas incisões ao redor do ramo, distanciadas de um
centímetro. A casca sai então facilmente, e o floema exposto deverá ser raspado (sempre
com cuidado) para remover todas as células cambiais. Proteger o corte com massa de
enxertia (Esfagno). Depois de 15 a 30 dias meça novamente as bagas e determine o
diâmetro médio das bagas dos seis cachos. Compare o diâmetro médio das bagas dos cachos
de ramos anelados com o controle não anelado (Figura 6.3).
Resultados:
Verificaremos que o diâmetro médio das bagas dos cachos de ramos anelados é maior do
que o diâmetro médio das bagas dos cachos de ramos sem anelamento. Na região do
anelamento poderemos notar que acima do anel pode ocorrer um intumescimento que não se
observa abaixo do anel. Pode-se também verificar uma possível formação de raízes no anel,
as quais podem ser protegidas pela massa de enxertia (Esfagno).
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Ramo de videira com
cacho de uva em
formação
Diâmetro médio
inicial e final
Canivete de
enxertia
Paquímetro
Anelamento
Figura 6.3. Representação do ensaio referente a translocação de carboidratos para
os frutos: anelamento.
Piracicaba/SP
79
1ºs – 2010
80
Unidade VII:
Ações Fisiológicas dos Reguladores Vegetais.
Experimento 1: Enraizamento de Estacas.
Fundamento:
O enraizamento de estacas pode ser freqüentemente melhorado pela utilização de auxinas.
Material:
- Estacas de 30 cm de Hibiscus rosa-sinensis.
- Ácido indolbutírico 100 mg.L-1 e solução alcoólica 50 %.
- Cinco béqueres de 1000 ml.
- Caixa de madeira com substrato inerte (areia, sílica ou vermiculita).
- Câmara com nebulização intermitente.
- Água destilada.
Procedimento:
Pese 100 mg (0,1g) de ácido indolbutírico e dissolva em 4 ml de álcool a 50%. Complete o
volume a 1000 ml. Dessa solução estoque a 100 mg.L-1prepare 200 ml de soluções a 50, 20
e 10 mg.L-1. Como controle use água destilada. Mergulhe em cada solução cinco estacas de
Hibiscus spp. de maneira a molhar 3 cm da base, por um período de 24 horas, mantendo no
escuro. Após, lavar a base das estacas e proceder ao plantio em caixas com areia média.
Mergulhar a base de cinco estacas em pó (caulim) contendo 50 mg.L-1 de ácido
indolbutírico e também proceda ao plantio (tratamento rápido). Mantenha as caixas no
interior da câmara de nebulização intermitente. Depois de seis semanas retire
cuidadosamente as estacas e compare os resultados (Figura 7.1).
Resultados:
O número e comprimento das raízes desenvolvidas nas estacas tratadas mostraram-se
superior na seguinte ordem: 50 > 20 > 10 > rápido > 0 > 100 mg.L-1 de ácido indolbutírico.
Isto se deveu provavelmente à utilização de estacas semi-lenhosas, sensíveis a
concentrações intermediárias do regulador vegetal. A concentração de 10 mg.L-1 e o
tratamento rápido mostraram-se pouco eficientes, sendo que a concentração de 100 mg.L-1
revelou-se excessiva (fitotóxica).
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
81
Estacas de Hibiscus rosa-sinensis
Rápido
80 mg L-1
Água
(controle)
IBA
10 mg L-1
IBA
20 mg L-1
IBA
50 mg L-1
IBA
100 mg L-1
Imersão da base das estacas semi-lenhosas nas soluções, por 24 horas, no escuro; lavar a base das estacas e plantar em areia
Após 2 meses
Figura 7.1. Representação esquemática do ensaio sobre enraizamento de estacas.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
82
Experimento 2: Controle do Crescimento.
Fundamento:
Os diferentes grupos de reguladores vegetais podem controlar o desenvolvimento e a
arquitetura da planta.
Material:
Vasos com feijoeiro (Phaseolus vulgaris) jovem.
Pulverizadores manuais.
Balança de precisão.
Provetas.
Pipetas.
Béqueres.
Soluções aquosas de ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) 8 mg.L-1.
Ácido giberélico (GA) 50 mg,L-1 .
Chlormequat (CCC) 1000 mg.L-1 .
Ethephon (CEPA) 288 mg.L-1 .
Hidrazida maleica (MH) 500 mg.L-1.
Régua.
Paquímetro.
Procedimento:
Utilize 0,016 ml de Esteron 400 BR (éster butílico do ácido 2,4-D) 501 g.L-1 e complete ao
volume de 1000 ml. Pese 0,5 g de Pro-Gibb (ácido giberélico) 10 % e complete ao volume de
1000 ml. Utilize 10 ml de Tuval (chlormequat) 100 g.L-1 para completar a 1000 ml. Use 0,4 ml de
Ethrel – 720 (ethephon) e complete a 1000 ml. Use 1,665 ml de MH-30 (hidrazida maleica) 30%
completando a 1000 ml. Em todas as pulverizações adicione um espalhante-adesivo, inclusive no
controle (água). Mantenha os vasos irrigados em local iluminado. Após 7 e 14 dias verifique a
altura das plantas, o número de hastes, o número de folhas, o diâmetro do caule (a 3 cm do colo) e
as características da copa (Figura 7.2).
Resultados:
Notaremos que as plantas de feijoeiro tratadas com auxina (2,4-D) apresentam epinastia nas
folhas e caules, além de folhas disformes. A giberelina (GA) promove um maior crescimento da
planta, podendo mesmo torná-la prostrada. O retardador de crescimento(CCC) restringe o
desenvolvimento, podendo reduzir a dominância apical. O ethephon (CEPA) provoca
amarelecimento e queda de folhas basais. O inibidor de crescimento (MH) inibe o crescimento e a
dominância apical, promovendo a quebra da dormência de gemas laterais. Esses dois últimos
tratamentos podem diminuir os crescimentos foliares, tornando as folhas verde-escuras.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Pulverizar as plântulas com biorreguladores separadamente
Controle
água
MH
1000 mg L-1
CEPA
400 mg L-1
2,4-D
8 mg L-1
GA
100 mg L-1
CCC
2000 mg L-1
Figura 7.2. Representação do ensaio sobre controle do crescimento.
Piracicaba/SP
83
1ºs – 2010
84
Experimento 3: Dominância Apical.
Fundamento:
A dominância apical é controlada por auxinas, que podem induzir a formação de primórdios
de raiz no caule e interferir com a atividade cambial.
Material:
- Plantas envasadas de Coleus blumei.
- Gilete.
- Lanolina.
- Lanolina + ácido naftalenacético (NAA) 1000 mg.L-1.
- Etiquetas.
- Espátulas.
- Sacos plásticos transparentes.
- Barbante fino.
Procedimento:
Selecione plantas com 4 a 5 pares de folhas de Coleus blumei. Corte os ápices de maneira a
deixar 3 pares de folhas por planta. Cubra completamente o corte com uma pasta de lanolina
contendo 1000 mg.L-1 de ácido naftalenacético. Envolva o ápice com plástico, amarrando no
caule. Repita com uma segunda planta controle colocando lanolina pura. Junte uma planta
não cortada e deixe-as 10 dias no interior de uma casa de vegetação. Aos 14 dias do início
do experimento faça observações cuidadosas para verificar início de formação de raízes no
ápice do caule. Compare as 3 plantas quanto ao brotamento do caule. Faça então cortes
transversais a 3 mm dos ápices tratados com NAA e apenas lanolina, monte em água e, com
o menor aumento do microscópio, faça 3 contagens do número de células ao redor da
camada cambial (Figura 7.3).
Resultados:
No ápice protegido com plástico, de algumas plantas tratadas com lanolina + NAA pode-se
observar a formação de pequenas raízes. As plantas controle e aquelas tratadas com lanolina
+ NAA não apresentam brotações evidentes do caule. Plantas tratadas com lanolina
mostram brotações laterais no caule. Cortes transversais do ápice caulinar de plantas
tratadas com lanolina + NAA, observados ao microscópio, apresentam maior proliferação
de células nas áreas adjacentes ao câmbio vascular.
Piracicaba/SP
Planta de Coleus controle
1ºs – 2010
Ápice cortado com lanolina
Ápice cortado com NAA
Após 14 dias
7.3. Representação do ensaio sobre dominância apical.
Piracicaba/SP
85
1ºs – 2010
86
Experimento 4: Abscisão Foliar.
Fundamento:
A queda das folhas e frutos dá-se devido à formação de uma camada de abscisão nos pecíolos e
pedúnculos. Esta formação deve-se à um desequilíbrio entre o teor de auxinas no pecíolo e no
caule.
Material:
- Plantas envasadas de Coleus blumei.
- Gilete.
- Lanolina.
- Lanolina + ácido naftalenacético (NAA) 1000 mg.L-1.
- Etiquetas.
- Espátulas.
- Cartolina cortada em pedaços de 30 x 30 cm..
Procedimento:
Tome uma planta de Coleus blumei com 25 a 30 cm de comprimento. Com uma gilete corte
o limbo de duas folhas opostas, de maneira a deixar os pecíolos intactos. Repita com mais
duas folhas do nó abaixo. Cubra então o corte de dois pecíolos opostos, de nós diferentes,
com uma pasta de lanolina contendo 1000 mg.L-1 de ácido naftalenacético e marque-os com
uma etiqueta. Cubra os cortes dos pecíolos restantes apenas com lanolina. Coloque um
suporte de cartolina em torno da base da planta para receber os pecíolos que caírem.
Observe diariamente até a ocorrência da abscisão (Figura 7.4).
Resultado:
Verificaremos que os pecíolos cuja extremidade foi tratada com lanolina + NAA
apresentarão epinastia. Aproximadamente 48 horas após o início do ensaio, os pecíolos
tratados com lanolina cairão sobre a cartolina. Os pecíolos tratados com lanolina + NAA
permanecerão presos a haste de Coleus blumei por aproximadamente 10 dias. Isto
demonstra que o NAA aplicado na extremidade do pecíolo substituiu o limbo foliar que é o
produtor de auxina.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Anteparo de
papelão
Tratamento da extremidade dos pecíolos
cortados de Coleus com pasta de lanolina
(controle)
QUEDA PRECOCE
Tratamento da extremidade dos pecíolos
cortados de Coleus com NAA 1000 mg L-1 em
pasta de lanolina
QUEDA TARDIA
Figura 7.4. Representação do ensaio sobre abscisão foliar.
Piracicaba/SP
87
1ºs – 2010
88
Experimento 5: Controle da Maturação de Frutos.
Fundamento:
A maturação de frutos pode ser controlada pela ação do etileno, giberelinas e dióxido de carbono.
Material:
- Frutos verdes de bananeira (Musa spp.).
- Cubas de vidro.
- Sacos de papel e de plástico.
- Soluções aquosas de ácido giberélico (10% de GA), 100 mg.L-1 e de ethephon (24% de
CEPA) 240, 480, 960 e 1920 mg.L-1.
Procedimento:
Pese 1,0 g de Pró-Gibb (ácido giberélico) 10% e complete ao volume de 1000 ml. Use 1 ml
de Ethrel – 240 em 1L de água para conseguir a solução de 240 ppm; 2 ml de Ethrel em 1L
de água para se conseguir uma solução de 480 mg.L-1; use 4 ml de Ethrel em 1 L de água
para se conseguir uma solução de 960 mg.L-1; use 8 ml de Ethrel em 1 L de água para
conseguir uma solução de 1920 mg.L-1. Submeter frutos verdes de bananeira aos seguintes
tratamentos: (a) imersão por 15 minutos em água (controle); (b) imersão por 15 minutos em
soluções de ethephon, 240, 480, 960, 1920 mg.L-1 ; (c) imersão por 15 minutos em solução
de giberelina (GA) 100 mg.L-1; (d) acondicione frutos em sacos de polietileno mantendo-os
fechados. Após os tratamentos nas soluções deve-se deixar os frutos secarem à sombra,
sendo em seguida embalados em sacos de papel. Marque os tratamentos nos sacos. Observar
após 7 e 14 dias as diferenças em maturação (Figura 7.5).
Resultados:
Notaremos que os frutos tratados com ethephon amadurecerão precocemente com relação ao
controle (quanto maior a concentração do ethephon, mais precoce o amadurecimento).
Tratamentos com giberelina e confinamento em saco de polietileno atrasarão o
amadurecimento dos frutos em relação ao controle.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Selecionar bananas
(Musa sativa) da
mesma penca
(a) Água
Controle
(b) CEPA
240 mg L-1
(d) CEPA
960 mg L-1
(e) CEPA
1920 mg L-1
(c) CEPA
480 mg L-1
(b) GA
100 mg L-1
Imersão de bananas verdes nas soluções por 15 minutos, secagem ao ar e colocação em sacos de papel
(g) Confinamento em
saco de polietileno
Observar maturação aos 7 e 14 dias
Figura 7.5. Representação do ensaio sobre controle da maturação de frutos.
Piracicaba/SP
89
1ºs – 2010
90
Unidade VIII:
Desenvolvimento Vegetal.
Experimento 1: Regiões de Crescimento.
Fundamento:
O crescimento vegetal não se dá de maneira uniforme em todo o órgão, existindo zonas ou
regiões onde ele é mais intenso.
Material:
- Régua.
- Câmara de crescimento.
- Plântulas de Phaseolus vulgaris e Zea mays envasadas.
- Sementes recém germinadas de feijoeiro e milho.
- Isopor, alfinetes, algodão.
- Cubas de vidro.
Procedimento:
Utilizaremos régua e caneta de retroprojeção encostando-a no órgão vegetal cujo crescimento
se deseja medir, marcando- os com traços eqüidistantes. A variação na distância entre as
linhas depois de um determinado período dá a medida do crescimento nesta região. Faça as
seguintes determinações: (a) Caule – escolha plântulas de feijoeiro com 5 a 8 cm. Encostandose a caneta ao caule, marque desde o ápice até a base. Retoque alguma linha falha, coloque na
câmara de crescimento e faça observações diárias durante a semana. (b) Raiz – escolha
sementes recém germinadas de milho, cuja raiz principal seja bem reta e tenha entre 2 a 3 cm.
Marque a raiz. Perfure com um alfinete os cotilédones e prenda as plântulas em um pedaço de
isopor. Coloque no interior de uma cuba de vidro contendo um pouco de água no seu interior,
e tampe. Faça observações diárias durante a semana. (c) Folha – tome uma planta de milho
com cerca de 15 cm e remova com cuidado as folhas basais, expondo assim completamente
uma das folhas mais jovens. Marque e observe diariamente por cinco dias, tome também uma
planta de feijoeiro cujo primeiro par de folhas esteja bem desenvolvido. Escolha uma folha
jovem, cujo tamanho seja cerca de 1/3 de seu tamanho final. Marque a folha, em duas
direções perpendiculares, de maneira que a folha fique quadriculada. Observe diariamente
durante uma semana (Figura 8.1.a,b,c,d).
Resultados:
(a) Caule – pode-se notar que abaixo da região apical existe uma zona de crescimento em que
as células que se dividem no meristema apical. (b) Raiz – também se observa que abaixo da
coifa existe uma zona de crescimento em que as células que se dividem no meristema apical.
(c) Folha – em milho verifica-se que existe uma zona de crescimento na base do limbo foliar
que “empurra” a lâmina para fora; em feijoeiro notamos que após o período de uma semana as
marcações do quadriculado no limbo foliar encontram-se somente mais espaçadas, indicando
que o crescimento da lâmina ocorreu em toda a superfície.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Marcando a região
apical com caneta de
retroprojeção
Planta de
Phaseolus
vulgaris
Traço
Resultado
Figura 8.1.a. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.
Piracicaba/SP
91
Cuba de vidro
1ºs – 2010
Isopor
Sementes de milho (Zea mays)
germinadas
Marcando a raiz de milho
com caneta de
retroprojeção
Detalhe da coifa
Raiz marcada sobre isopor dentro
de cuba com água
Figura 8.1.b. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.
Piracicaba/SP
92
1ºs – 2010
Caneta de
retroprojeção
Planta de milho
(Zea mays)
Régua
Detalhe
Figura 8.1.c. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.
Piracicaba/SP
93
1ºs – 2010
Planta de feijoeiro
(Phaseolus vulgaris)
Marcando com caneta de
retroprojeção e régua
Detalhe
Vista superior
Figura 8.1.d. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.
Piracicaba/SP
94
1ºs – 2010
95
Experimento 2: Efeito da Temperatura no Crescimento.
Fundamento:
A temperatura, embora se trate de uma condição para a função e não matéria prima,
intervém em praticamente todas as funções da planta.
Material:
Sementes recém germinadas de milho.
Placas de Petri.
Papel de filtro.
Folha de alumínio.
Refrigerador a 5oC.
Incubadora a 35oC.
Algodão.
Caneta de retroprojeção.
Paquímetro.
Procedimento:
Obtenha algumas sementes recém germinadas de milho e meça com paquímetro o
comprimento do coleoptile e da raiz primária em milímetros, anotando em tabela
apropriada. Prepare 3 placas de Petri grandes com papel de filtro úmido e coloque 3 dessas
sementes em cada uma. Embrulhe com folha de alumínio para não entrar luz. Coloque uma
caixa num refrigerador a 5oC, outra na temperatura ambiente do laboratório e a terceira
numa incubadora a 35oC. Depois de uma semana meça novamente as plântulas e anote
também na tabela (Figura 8.2).
Resultados:
As plântulas originárias do refrigerador apresentam grande restrição no crescimento do
coleoptile e da raiz primária. Sob condições amenas (laboratório) as plântulas mostram
grande crescimento foliar e radicular, apresentando-se estioladas. As plântulas oriundas da
incubadora apresentam completa inibição no crescimento do coleoptile e da raiz primária
além de haver incidência de fungos.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Placa de Petri
Papel alumínio
Papel de filtro
Algodão úmido
Uma semana
5 °C
25 °C
35 °C
Figura 8.2. Representação do ensaio sobre efeito da temperatura na germinação.
Piracicaba/SP
96
1ºs – 2010
97
Experimento 3: Efeito da Intensidade Luminosa no Desenvolvimento.
Fundamento:
Com intensidades luminosas baixas a fotossíntese decresce e o crescimento se reduz.
Material :
- Vasos com plântulas de Phaseolus vulgaris.
- Câmaras: (a) alta intensidade luminosa, (b) baixa intensidade luminosa e (c) escura.
- Estufa com circulação forçada de ar.
- Réguas e balança.
Procedimento:
Tome 3 vasos contendo plântulas recém germinadas de feijoeiro. Meça a altura das
plântulas em milímetros, calcule a altura média das plântulas em cada vaso e anote em uma
tabela. Leve os vasos à câmara de crescimento deixando a primeira com iluminação de cerca
de 3500 foot-candles, a segunda com 1500 e a terceira no escuro. Uma semana depois
observe cuidadosamente as plântulas. Meça novamente as plântulas, tire as médias a anote
na tabela. Retire então as plântulas do vaso e tome a massa fresca média em cada
tratamento. Coloque em estufa a 75oC, até peso constante, deixe esfriar em um dessecador e
pese com precisão de mg para ter a massa seca. Anote na tabela (Figura 8.3).
Resultados:
Após uma semana sob os tratamentos verificou-se que a altura das plantas era superior no
escuro, intermediária em baixa intensidade luminosa e inferior na alta intensidade luminosa.
As plantas no escuro mostraram-se completamente estioladas, apresentando caule branco e
folhas fechadas esbranquiçadas. Notou-se o dobramento do caule na posição nodal,
caracterizando o “anzol” devido ao efeito de etileno endógeno. Sob baixa intensidade
luminosa as plantas apresentaram-se também estioladas, cloróticas e com deformidades
foliares. Em alta intensidade luminosa o feijoeiro revelou-se verde escuro, baixo e vigoroso.
Piracicaba/SP
Feijoeiro 1 semana a
3500 fc
1ºs – 2010
Feijoeiro 1 semana
no escuro
Feijoeiro 1 semana a
1500 fc
Determinar massa fresca e massa seca das plântulas
Figura 8.3. Representação do ensaio sobre efeito da intensidade luminosa no
desenvolvimento.
Piracicaba/SP
98
1ºs – 2010
99
Experimento 4: Efeitos Formativos da Qualidade da Luz.
Fundamento:
A qualidade da luz, isto é, o comprimento de sua radiação, exerce efeitos formativos no
crescimento.
Material:
- Vasos com plântulas de Phaseolus vulgaris.
- Câmaras: (a) escura; (b) duas lâmpadas fluorescentes, duas camadas de celofane vermelho;
(c) duas lâmpadas incandescentes, duas camadas de celofane vermelho, mais duas camadas
de celofane azul; (d) uma lâmpada fluorescente, uma lâmpada incandescente, sem celofane.
- Estufa com circulação forçada de ar.
- Réguas.
- Balança.
Procedimento:
Tome 4 vasos contendo plântulas recém germinadas comparáveis entre si de feijoeiro. Meça
a altura das plântulas em milímetros, calcule a altura média das plântulas em cada vaso e
anote na tabela. Leve os vasos à câmara de crescimento deixando a primeira na câmara (a),
a segunda na câmara (b), a terceira na câmara (c) e a quarta na câmara (d). Dê oito horas de
luz diária durante uma semana. Observe então o tamanho da plântula, o comprimento dos
entrenós e o tamanho das folhas. Meça novamente as plântulas, tire as médias e anote em
uma tabela. Retire então as plântulas do vaso e tome a massa fresca média em cada
tratamento. Coloque em estufa a 75oC, até peso constante, deixe esfriar em um dessecador e
pese com precisão de mg para ter a massa seca (Figura 8.4). Anote na tabela.
Resultados:
Após uma semana sob os tratamentos observou-se variação na altura das plântulas, no
comprimento dos entrenós e na dimensão foliar. Os tratamentos afetaram fortemente o
desenvolvimento celular provocando deformidades caulinares e foliares.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
Feijoeiro
recém-germinado
Feijoeiro
1 semana
ao sol
Feijoeiro
LF + LI
Câmara clara
Feijoeiro
LF + LI
Filtro Vermelho
Feijoeiro
LF + LI
1 semana
Filtro vermelho
+ azul
LF = lâmpada florescente
LI = lâmpada incandescente
Determinar massa fresca e seca das plantas
Figura 8.4. Representação do ensaio sobre efeitos formativos da qualidade da luz.
Piracicaba/SP
100
1ºs – 2010
101
Experimento 5: Movimentos Rápidos em Plantas.
Fundamento:
O movimento na captura de organismos por algumas plantas insetívoras e o movimento em
resposta ao toque das folhas de Mimosa pudica são exemplos de movimentos rápidos em
vegetais.
Material:
- Plantas envasadas de Mimosa pudica.
- Amoníaco.
- Caixa de fósforos.
Procedimento:
Aplique na extremidade foliar de Mimosa pudica os tratamentos: (a) apertar o folíolo da
extremidade apical com os dedos; (b) aquecer o folíolo da extremidade apical de outra folha
com fósforo aceso e (c) expor os folíolos da extremidade de uma folha aos vapores de um
vidro de amoníaco (Figura 8.5).
Resultados:
Observamos que ao se aplicar na extremidade das folhas os tratamentos de toque, alta
temperatura e amoníaco, os folíolos da extremidade fecharão imediatamente e transmitirão o
estímulo gradualmente aos demais folíolos, os quais também irão se fechando, ocasionando
em seguida o tombamento da base da folha e mesmo de folhas adjacentes. Esses
movimentos seismonásticos são explicados pelo acúmulo de potássio, logo pela manhã no
interior de estruturas pulvinares que se localizam na base da folha (pulvinos) e dos folíolos
(pulvínulos), diminuindo o potencial osmótico nessas estruturas, possibilitando a entrada de
água e a turgescência (folha e folíolos abertos). O coeficiente de reflexão para potássio
nessas células se mantém igual a 1, quando o potássio do interior é mantido confinado pela
membrana das células. Em resposta ao toque, ao calor e aos vapores de amoníaco, verificase uma diminuição no coeficiente de reflexão para potássio, possibilitando a rápida
passagem do mesmo para fora das estruturas pulvinares, onde irá reduzir o potencial
osmótico e atrair a água das estruturas pulvinares, as quais perderão a turgescência e
provocarão o fechamento dos folíolos e o tombamento das folhas. A transmissão do
estimulo parece ser verificada através de uma substância protéica filamentosa existente entre
as estruturas pulvinares.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
102
Mimosa pudica ou Dormedorme, em posição normal
durante o dia
Efeito do toque
Efeito da temperatura
Efeito do amoníaco
Figura 8.5. Representação do ensaio sobre movimentos rápidos em plantas.
Piracicaba/SP
1ºs – 2010
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Piracicaba/SP
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Piracicaba/SP
104

Procedimento

Transcrição

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