Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae)
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Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae)
INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA - INPA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENTOMOLOGIA Chironomus Meigen, 1803 (DIPTERA: CHIRONOMIDAE) NA CIDADE DE MANAUS, AM, BRASIL: TAXONOMIA E BIOLOGIA GIZELLE AMORA GUSMÃO Manaus, Amazonas Abril, 2012 II GIZELLE AMORA GUSMÃO Chironomus Meigen, 1803 (DIPTERA: CHIRONOMIDAE) NA CIDADE DE MANAUS, AM, BRASIL: TAXONOMIA E BIOLOGIA Orientadora: Dra. Neusa Hamada Co-orientadora: Dra. Lívia Maria Fusari Dissertação apresentada à Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Entomologia, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas, área de concentração Entomologia. Manaus, Amazonas Abril, 2012 III Ficha Catalográfica G982 Gusmão, Gizelle Amora Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae) na cidade de Manaus, AM, Brasil: taxonomia / Gizelle Amora Gusmão.--- Manaus : [s.n.], 2012. xvii, 85 f. : il. color. Dissertação (mestrado) --- INPA, Manaus, 2012 Orientador : Neusa Hamada Coorientador : Lívia Maria Fusari Área de concentração : Entomologia 1. Insetos aquáticos – Amazônia. 2. Igarapés urbanos. 3. Chironomus. 4. Taxonomia. 5. Bionomia. 6. Ciclo de vida. I. Título. CDD 19. ed. 595.771 Sinopse Uma nova espécie de Chironomus, coletada na área urbana da cidade de Manaus é descrita; informações sobre comportamento de cópula, oviposição, tempo de duração dos estágios de ovo, larva, pupa e adulto são apresentados. Palavras – chave: Insetos aquáticos, taxonomia; bionomia; ciclo de vida. IV GIZELLE AMORA GUSMÃO Chironomus Meigen, 1803 (DIPTERA: CHIRONOMIDAE) NA CIDADE DE MANAUS, AM, BRASIL: TAXONOMIA E BIOLOGIA Aprovado(a) em: ______/______/______ Banca Julgadora: ________________________________________________ Dra. Ana Maria Oliveira Pes (INPA) ________________________________________________ Dra. Vanderly Andrade Souza (INPA) ________________________________________________ Dra. Silvia Cássia B. Justiniano (UNINILTON LINS) _________________________________________________ Dr. Jorge Luiz Nessimian (UFRJ) _________________________________________________ Dra. Ruth Leila Ferreira Keppler (INPA) V Dedico esta dissertação a minha mãe, Rossicleide Amora Gusmão e aos meus irmãos João Felix Gusmão Junior e Gabriel Amora Gusmão; ao meu avô Sr. José da Silva Amora (in memorian). VI AGRADECIMENTOS À Dra. Neusa Hamada, pela orientação, ensinamentos, incentivo, amizade e principalmente pela confiança, durante a realização deste trabalho. À Dra. Lívia Maria Fusari pela co-orientação, incentivo, amizade e ter-me apoiado nos momentos de dificuldades. À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES pela concessão da bolsa de Mestrado. Aos gestores do programa de pós-graduação, Dra. Beatriz Ronchi Teles e Dra. Ruth Leila Ferreira Keppler. Ao curso de pós-graduação em Entomologia – PPG-Ent através da Lenir, Raiane, Mateus e Rebeca, pela ajuda e atenção. Ao corpo docente do curso de pós-graduação em Entomologia – PPG-Ent. Ao Projeto “Insetos aquáticos: biodiversidade, ferramentas ambientais e a popularização da ciência para a melhoria da qualidade de vida humana no Estado do Amazonas”, financiado no âmbito do Programa de apoio a núcleos de excelência (PRONEX) – CNPq/FAPEAM e ao Centro de Estudos de Adaptações da Biota Aquática da Amazônia ADAPTA‐AMAZÔNIA pelo financiamento do projeto. Ao Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), pelo apoio logístico e por ter sido a minha “casa” desde a iniciação científica. Aos Drs. Humberto Mendes, Luis Carlos Pinho, Mateus Pepinelli e Susana Trivinho Strixino pelas sugestões durante a execução deste trabalho. Ao Renato Martins pelas sugestões no plano de dissertação e apoio durante as coletas nos igarapés impactados, que mesmo sendo um trabalho árduo, nos divertimos muito. À Dra. Ana Maria de Oliveira Pes pela amizade, carinho, por me ajudar todas as vezes em que encontrava dificuldade no manuseio da lupa de aumontagem. À Dra. Sheyla Couceiro pelas sugestões no projeto e pela ajuda nas análises dos dados e principalmente pela amizade e carinho. À minha turma de Mestrado: Cláudio Neto, Cláudio Jr., Augusto, Clayton, Marcos, Vitor, Lucas, Alexandre, Valdeana, Walkyria, Josenir, Mery Jouse, Érika Gomes, Ledaiane. Aos colegas do Laboratório de Citotaxonomia e Insetos Aquáticos: Vanessa, Franciane, Ariane, Noemia, Evely, Higor, Tohnson, Roberta, Aldenira, Cícero, Galileu, Luciana, Ulisses, Paulo, Cláudio Jr., Érick, Daniella, Janaína, Paula, Renato, Lucas, Thiago Vidovix, Claudimir, Jeff, Vanderly, Nayra e Karina. VII Aos ex-colegas de laboratórios, mas eternos amigos: Thiago Bernardes, Steffane Silva, Sabrina Rodrigues e Yuri pela amizade. À turma dos “Ratões da Madrugada” que teve como precursores Edgar, Val e Renato, e aos posteriores Galileu e Pio Colmenares. As madrugadas ficaram mais “leves” com suas companhias. Ao Leonardo Rosa e Valdeana Linard pela amizade, dois irmãos que ganhei durante o mestrado e que juntos rimos e choramos, apoiando um ao outro durante os momentos de dificuldade ao longo desses dois anos. Ao Galileu Dantas por esclarecer minhas dúvidas (que não foram poucas) durante a descrição da espécie, pelo apoio e amizade. Um agradecimento mais que especial ao Jeferson por toda ajuda, apoio, momentos de descontração e até pelas brigas. Valeu “papaixinho”! E à Nayra Gomes pela amizade, apoio e incentivo não me deixando desanimar quando cansada e pela ajuda no Photoshop. Aos meus eternos amigos Danielle Monteiro, Irles Castro, Vicente Moavero, Francisco Elifio, Cristiana Herculano que sempre me apoiaram e me incentivaram durante esta caminhada e por “entenderem” a minha ausência durante esse período. Aos novos amigos Marciel Rodrigues, Carmony Adler, Karina Dias, Vicente Celestino, Ana Tourinho, Glaucy Gomes pelo apoio e amizade. Ao Etienne Lima que mesmo distante sempre me apoiou e me incentivou na realização dos meus planos. Obrigada pelo apoio e amizade. Enfim, a todos aqueles que não foram citados (peço desculpas), mas que torceram por mim e ficaram felizes com a minha conquista. MUITO OBRIGADO! VIII “A ciência por si só é incapaz de responder todas as perguntas e apesar de seu desenvolvimento, ele nunca vai.” Claude Lévi-Strauss IX Resumo Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae) é o gênero-tipo da família, possui mais de 100 espécies descritas e ocorre em todas as regiões zoogeográficas com exceção da Antártida. Para o Brasil são conhecidas 16 espécies, a maioria registrada para a região Sudeste, quatro espécies são reportadas para a Amazônia, C. gigas, C. paragigas, C. strenzkei e C. latistylus. No presente estudo, uma nova espécie de Chironomus é descrita e informações bionômicas e biométricas obtidas por meio de observação em condições de laboratório são apresentadas. Informações sobre o comportamento de enxameamento, acasalamento, tempo de desenvolvimento do ovo, da larva e da pupa e longevidade dos adultos são apresentadas. Chironomus manaos sp. nov. difere das demais espécies da região Neotropical pelo padrão de coloração do abdome e formato da volsela superior, que é fortemente arqueada. A fêmea deposita em média 600 (±104,3) ovos, a massa ovígera tem 16,6 (±3,1, n=5) mm de comprimento e 1,6 (±0,04, n=5) mm de largura. Os ovos medem 0,24 (±0,0162, n=50) mm de comprimento e 0,10 (±0,0074) mm de largura e são de coloração castanho-escura, no início do desenvolvimento. A larva de 1o estádio tem comprimento médio de 54,7 µm (± 4,2, n=81); 2o estádio 93,7 µm (± 4,5, n=53); 3o estádio 157,1 µm (±7,2, n=68) e 4o estádio 257,6 µm (±16,7, n=314). A razão de crescimento das larvas segue a regra de Dyar, sendo esta em progressão geométrica com razão média de 1,67 (±0,03). O enxameamento tem seu início no final da tarde, por volta das 17:00 horas, com duração aproximada de 7 horas, a cópula dura poucos segundos. O tempo de desenvolvimento do ovo é de 2,5 dias em temperatura ambiente (26°C). Ao eclodirem, as larvas permanecem por aproximadamente 12 horas dentro da massa, onde se alimentam. Ao abandonarem a massa ovígera, as larvas se dispersam no substrato onde irão completar o seu desenvolvimento, até empuparem. As larvas completam seu desenvolvimento, em média, em 10 dias. O estágio pupal tem duração de 2 (±0,24) dias. O tempo de duração de vida dos adultos machos foi de 3,44 (±0,7045) dias e, das fêmeas 3,22 (±0,6481) dias. Essa espécie criada em condições de laboratório poderá ser utilizada como organismo teste para diversos experimentos uma vez que sua biologia foi descrita no presente estudo. X Abstract The genus Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae) is the type genus of this family. There’s over than 100 species described and the wide distribution occurring in all zoogeographical regions except Antarctica. In Brazil, 16 species are known, most recorded for the Southeast region, four species are described on the Amazon: C. gigas, C. paragigas, C. strenzkei and C. latytilus. In this study, a new species of Chironomus was described and the bionomic and biometric information obtained are presented by observation under laboratory conditions. Date behavior of swarming, mating, egg development time, the larva and pupa, as well as information about the longevity of adults are knowned. Chironomus manaos sp. nov. differs from other Neotropical species by the color of the abdomen and formed the volsela be more strongly arched. The female lays on average 600 (±104.29) eggs, the egg mass is 16.6 (±3.07, n = 5) mm long and 1.59 (±0.04, n = 5) mm wide. The eggs measure 0.24 (±0.0162, n = 50) long and 0.10 (±0.0074) mm in width and the color is dark brown. The first instar larvae have a mean lenght of 54.67 (±4.17, n = 81) µm, 2th instar 93.74 (±4.47, n = 53), 3th instar 157.12 (±7.18, n = 68) µm and 4th instar 257.58 (±16.75, n = 314) µm. The growth rate of larvae follows Dyar’s rule, which is in geometric progression with a mean ratio of 1.67 (±0.03). The swarm has its beginnings in the late afternoon, around about seven hours, starting intercourse that lasts a few seconds. The development time of eggs is 2 ½ days at room temperature (26°C). At hatch, the larvae remain for approximately 12 hours within the mass, where they feed. In abandoning the mass ovigerous, the larvae disperse in the substrate where they will complete their development to adult emergence. The larvae complete their development in 12 days. The pupal stage lasts 2 (±0.24) days. The duration of life adult males was 3.44 (±0.7045) days, and females of 3.22 (±0.6481) days. This species created unter laboratory conditions can be used as test organism forseveral experiments since their biology has been described in this study. XI Sumário 1. Introdução geral................................................................................................................... 01 1.1 O Gênero Chironomus................................................................................................ 03 1.2 A biologia de Chironomus.......................................................................................... 04 2. Justificativa.......................................................................................................................... 09 3. Objetivos.............................................................................................................................. 10 3.1. Geral........................................................................................................................... 10 3.2. Específicos................................................................................................................. 10 4. Material e Métodos.............................................................................................................. 11 4.1 Taxonomia.................................................................................................................. 11 4.1.1 Montagem e descrição morfológica de imaturos e adultos.................................... 11 4.1.2 Caracterização dos ovos, larvas e pupas.................................................................. 11 4.2 Biologia....................................................................................................................... 11 4.2.1 Criação de Chironomus em condições de laboratório............................................. 11 4.2.2 Determinação, duração e taxa de crescimento dos estádios larval ......................... 12 5. Organização dos resultados.......................................................................................... 14 Capítulo 1- Uma nova espécie de Chironomus (Diptera: Chironomidae) para a Amazônia Brasileira........................................................................................................................... 15 Capítulo 2 - Biologia de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) em condições laboratoriais, Manaus, AM, Brasil........................................................................................... 32 Considerações finais............................................................................................................... 56 Referências.............................................................................................................................. 57 XII Lista de Figuras Figura 1. Principais estruturas morfológicas que caracterizam a larva do gênero Chironomus (Diptera: Chironomidae). Modificado de Pinder e Reiss (1983) e Correia (2004).................. 06 Figura 2. Principais estruturas morfológicas que caracterizam a pupa de Chironomus (Diptera: Chironomidae). Modificado de Pinder e Reiss (1983)............................................................ 07 Figura 3. Principais estruturas morfológicas que caracterizam os adultos machos de Chironomus (Diptera: Chironomidae). Modificado de Correia (2004) e Sæther (1980)........ 08 Figura 4. Gaiolas utilizadas para criação de Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae)......................................................................................................................... 12 Figura 5. A - Medida da região ventral da cápsula cefálica, ápice do dente mediano até a região pós-occipital; B – Medida do corpo da larva a partir da região anterior do primeiro segmento torácico até a região do procercos, localizada no final do nono segmento abdominal................................................................................................................................. 13 Capítulo 1 Figura 1. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) macho adulto. A – Cabeça. B – Tórax. C – Asa. D – Pernas. E – Abdome. F – Vista geral do Hipopígio............................. 20 Figura 2. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) macho adulto. A – Vista dorsal do tergito IX incluindo a ponta anal, vista dorsal do gonocoxito e gonóstilo esquerdos. B – Hipopígio com ponta anal e tergito IX removidos, vista dorsal à esquerda e vista ventral à direita....................................................................................................................................... 22 Figura 3. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) fêmea adulta. A – Genitália, vista ventral. B – Lobo ventrolateral, lobo dorsomediano do gonapófise VIII e lobo ventrolateral do gonapófise IX................................................................................................. 24 XIII Figura 4. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) pupa. A – Tubérculo cefálico. B – Abdome. C – Tórax. D – Anel basal. E – Esporão............................................. 25 Figura 5. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) larva. A – Antena. B – Seta labral I. C – Mandíbula. D – Mento. E – Pré mandíbula. F – Pente epifaríngeo. G – Vista ventral da cápsula cefálica da larva de 4o estádio. H – Túbulos abdominais da larva de 4o estádio. I – Processo lateral da larva de 4o estádio.................................................................. 27 Figura 6. A - Massa ovígera de Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) coletada na área urbana de Manaus; B – Vista geral do ovo de Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae)......................................................................................................... 28 Capítulo 2 Figura 1. Fêmea de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) realizando oviposição................................................................................................................................ 38 Figura 2. Massa ovígera de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). A – Vista geral da massa ovígera no momento da oviposição. B – Massa ovígera no momento da expansão................................................................................................................................... 38 Figura 3. Eclosão da larva de 1o estádio de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae)......................................................................................................................... 39 Figura 4. Figura 4. Pupa de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) momentos antes da emergência............................................................................................................................... 39 Figura 5. Adulto de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) emergindo..................... 40 Figura 6. Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 1o estádio. A – Vista lateral da cápsula cefálica, seta indica localização do espinho (egg burster) localizado no apótoma XIV dorsal. B – Região terminal do abdome evidenciando a ausência dos processos laterais (segmento VII) e túbulos abdominais (segmento VIII)........................................................... 41 Figura 7. – Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 2o estádio. Vista ventral da cápsula cefálica................................................................................................................... 42 Figura 8. Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 3o estádio. Vista ventral da cápsula cefálica........................................................................................................................ 42 Figura 9. Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 4o estádio. A – Vista ventral da cápsula cefálica. B – Vista lateral da larva.............................................................. 43 Figura 10. Pupa de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). A – Vista geral do corno torácico. B – Vista lateral da pupa, próximo da emergência do adulto................................... 43 Figura 11. Distribuição de frequência do comprimento ventral da cápsula cefálica de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) evidenciando os quatro estádios larvais........ 44 Figura 12. Relação entre o comprimento ventral da cápsula cefálica (μm) e o comprimento total do corpo (μm) de larvas dos quatro estádios de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae)......................................................................................................................... 44 Figura 13. Curva de crescimento da população de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) em condições laboratoriais.............................................................................. 45 Figura 14. Tempo de desenvolvimento para cada estágio de desenvolvimento de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) em condições laboratoriais................................................. 46 XV Lista de Tabelas Capítulo 1 Tabela 1. Lista das espécies de Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae) ocorrentes na região Neotropical. Legenda: ♂, macho; ♀, fêmea; P, pupa; L, larva; O, ovo. * Espécies que ocorrem no estado do Amazonas; ** espécies que ocorrem no Brasil........................................................................................................................................ 17 Tabela 2 – Comprimento (μm) e proporções das pernas de Chironomus manaos sp. nov., macho adulto (n = 10).............................................................................................................. 21 Tabela 3. Comprimento (μm) e proporções das pernas de Chironomus manaos sp. nov., fêmea (n = 10)..................................................................................................................................... 23 Capítulo 2 Tabela 1 – Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) larva. Tempo de desenvolvimento (dias) de cada estádio, valores mínimo e máximo, média do comprimento da cápsula cefálica, comprimento do corpo (µm) e Razão de crescimento (r)........................................................ 47 XVI Lista de Abreviações AR (Razão antenal) – Comprimento do flagelômero antenal distal dividido pela combinação do comprimento dos flagelômeros proximais. BV (Beinverhältnisse) – Soma do comprimento do fêmur (Fe), tíbia (Ti) e basitarso (ta1) dividido pela soma do comprimento dos demais tarsômeros (ta2, ta3, ta4 e ta5). DP – Desvio padrão FCU – Forquilha entre M3+4 e Cu1. Fe – Fêmur HR (Razão do hipopígio) – Comprimento do gonocoxito dividido pelo comprimento do gonóstilo. HV (Valor hipopigial) – Comprimento total dividido pelo comprimento do gonóstilo multiplicado por 10. LR (Razão da perna) – Comprimento do basitarso (ta1) dividido pelo comprimento da tíbia (Ti). M - veia média N = Número de exemplares utilizados nas análises taxonômicas e morfométricas PI – Perna anterior PII – Perna mediana PIII – Perna posterior R – Radial RM – Radial mediana SI – Seta labral anterior SV (Schenkel – Schiene – Verhältnisse) – Combinação do comprimento do fêmur (Fe) e tíbia (Ti) dividido pelo comprimento do basitarso (ta1). Ta1 – Tarsômero 1 Ta2 – Tarsômero 2 Ta3 – Tarsômero 3 Ta4 – Tarsômero 4 Ta5 – Tarsômero 5 Ti – Tíbia VR (Razão venação - asa) – Comprimento da Cubital (Cu) dividida pelo comprimento da Média (M). WW (Razão da asa) – Largura da asa divido pelo comprimento da mesma. XVII Prefácio O nome atribuído à nova espécie de Chironomus Meigen, 1803 descrita neste trabalho não é válido de acordo com o Artigo 8 do Código Internacional de Nomenclatura Zoológica (1999), e não deve de forma alguma ser citada. 1 1. Introdução Geral Chironomidae é a maior e mais freqüente família de insetos (Pinder 1986; Cranston 1995) em ambientes de água doce e ocorre em todas as regiões zoogeográficas (Reiss 1981; Ashe et al. 1987). Essa família é composta por 11 subfamílias, das quais 10 ocorrem na região Neotropical e seis (Tanypodinae, Chironominae, Orthocladiinae, Podonominae, Diamesinae, Telmatogetoninae) são cosmopolitas. Quatro subfamílias (Chilenomyliidae, Aphroteniinae, Prodiamensinae, Buchonomyiinae) tem distribuição restrita (Spies e Reiss 1996) e uma (Usamboramyiinae), é endêmica do continente Africano (Andersen e Saether 1994). No Brasil, são registradas cinco subfamílias, e na região amazônica, três (Tanypodinae, Orthocladiinae, Chironominae) (Mendes e Pinho 2007). Cranston (1995) estima que a fauna de Chironomidae para o mundo seja composta por aproximadamente 15.000 espécies, porém alguns especialistas estimam que esse número possa superar 20.000 (Coffmam e Ferrington 1996; Giller e Malmqvist 1998). O catálogo de Chironomidae para região Neotropical (Spies e Reiss 1996) lista 710 espécies, em 155 gêneros. Porém, trabalhos recentes vêm aumentando o número de registro de espécies e gêneros para esta região (e. g. Trivinho-Strixino e Strixino 2005; Sanseverino e Fittkau 2006; Dantas et al. 2010; Fusari et al. 2009). No Brasil, é registrada a ocorrência de mais de 100 gêneros, no entanto, apenas 43 destes são descritos com base no adulto (Nessimian et al. 2003). Para a região Norte são conhecidas 179 espécies distribuídas em 25 gêneros (Mendes 2007). As primeiras observações no Brasil sobre larvas datam de 1805. Na década de 1960 o Dr. Ernest Fittkau começou a trabalhar com a fauna de Chironomidae da Amazônia em projeto de cooperação entre o Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia e o Max-Planck (Instituto Alemão de Limnologia) (Jurberg 2005). Desde então, estudos sobre Chironomidae foram realizados sob diferentes aspectos, especialmente ecologia (e.g. Fittkau 1971; Walker 1998; Reis 2007), avaliação de impacto ambiental (e.g. Fonseca e Esteves 1999; Couceiro et al. 2007, 2010) e taxonomia (e.g. Dantas et al. 2010). Esses trabalhos são ainda incipientes frente à diversidade de habitats e nichos a serem explorados na região. Os Chironomidae são holometábolos e, portanto, passam por quatro estágios distintos em seu ciclo de vida: ovo, larva, pupa e adulto. A quase totalidade do ciclo de vida ocorre na água; as massas ovígeras são depositadas diretamente na água ou sobre algum substrato, como em vegetação submersa, folhiço, pedra e troncos (Oliver 1971; Trivinho-Strixino e Strixino 1989; Nolte 1993). O estágio larval é, na maioria dos casos, o período de vida mais longo, 2 sendo composto por quatro estádios. O estágio de pupa, geralmente, é o mais curto e finaliza com a emergência do adulto (Trivinho-Strixino e Strixino 1995; Trivinho-Strixino 2011). As larvas de Chironomidae caracterizam-se por apresentarem, geralmente, cabeça não retrátil e bem desenvolvida; mandíbulas com movimentos de oblíquo a horizontal; corpo segmentado, alongado, estreito. São apnêusticas, apresentam dois pares de pseudópodos localizados nos segmentos protorácico e anal, além de um par de procercos localizado dorsalmente no segmento anal, cada um com um tufo de cerdas em seu ápice (Armitage et al. 1995; Pinho 2008). A pupa apresenta cefalotórax mais robusto que o abdome, sendo este último achatado dorsoventralmente. Não apresenta divisões nos lóbulos anais, característica que pode ser utilizada para distinguir as pupas de Chironomidae da maioria das pupas de outros nematóceros (Armitage et al. 1995). Os adultos têm aparelho bucal atrofiado, portanto, não se alimentam, com exceções. Desempenham funções exclusivamente reprodutivas, obtendo a energia necessária para completar seu ciclo de vida durante o estágio larval (Oliver 1971; Trivinho-Strixino e Strixino 1995). A duração do ciclo de vida varia entre as espécies e, também, pode ser influenciada pela temperatura e disponibilidade de alimento (Strixino e Trivinho-Strixino 1985). As larvas podem colonizar ambientes marinhos e terrestres, podendo viver em fontes termais e microecossistemas aquáticos (Pinder 1995; Torreias et al. 2010), podem utilizar diversos organismos como substrato, tais como esponjas de água doce (Roque e TrivinhoStrixino 2005; Fusari et al. 2008, 2009), quelônios (Marques et al. 2008), peixes (Roque et al. 2004; Sydow et al. 2008) e em outros insetos (Pepinelli et al. 2009; Rosa et al. 2009). As larvas de algumas espécies de Chironomidae apresentam habilidade fisiológica para tolerar ambientes adversos, podendo sobreviver em locais com déficit de oxigênio, pelo fato de possuírem hemoglobina que as auxiliam na absorção e armazenamento de oxigênio dissolvido disponível na água (Hamburger et al. 1994; Armitage et al. 1995). Devido a essa característica (e.g. Chironomus plumosus Linnaeus, 1758 e Goeldichironomus luridus Trivinho-Strixino & Strixino, 2005) podem habitar ambientes sob extremos de temperatura, pH, salinidade, profundidade, correnteza e elevado enriquecimento orgânico (Armitage et al. 1995). Muitos autores têm associado à presença de Chironomus com poluição orgânica e degradação da qualidade de ecossistemas aquáticos (Coimbra et al. 1996; Marques et al. 1999; Callisto et al. 2001). No entanto, espécies desse gênero também podem ser encontradas em ambientes não degradados (Correia et al. 2005; Takahashi et al. 2008). 3 Com relação aos hábitos alimentares, as larvas de Chironomidae podem ser agrupadas em cinco categorias funcionais: fragmentadores, coletores, raspadores, predadores e filtradores (Silva et al. 2008). Assim, participam ativamente do metabolismo intermediário dos ecossistemas aquáticos e formam um importante elo da cadeia alimentar fazendo a conexão entre produtores como algas (planctônicas e bentônicas) e consumidores secundários (Trivinho-Strixino e Strixino 1995). As larvas consomem grande variedade de matéria orgânica e, junto com as pupas, servem como alimento para outros invertebrados aquáticos, como peixes e aves (Takeda et al. 1997). Diversas espécies de Chironomidae constroem tubos durante o estágio larval utilizando secreções das glândulas salivares para agrupar partículas de vários tipos e tamanhos (Berg 1995). Esses tubos podem ser fixos ou transportáveis (Mendes 2007) e podem ser considerados uma forma de adaptação contra a predação; em alguns grupos essa adaptação foi modificada para facilitar a alimentação e a respiração (Hershey 1987). Muitas espécies do gênero Chironomus, demonstram fortes preferências por determinados tipos de habitat e tem sido utilizadas como importante ferramenta em estudos de avaliação da qualidade ambiental da água (Kuhlmann et al. 2000; Callisto et al. 2002; Couceiro et al. 2007, 2010). 1.1 O Gênero Chironomus Chironomus é o gênero-tipo da família Chironomidae e tem mais de 100 espécies descritas (Ashe 1983). Foi descrito em 1803 por Meigen, tendo sido três anos antes descritos como Tendipes pelo mesmo autor. Após um século de uso da nomeclatura Chironomus, iniciou-se discussão sugerindo a aplicação da Lei de Prioridade (Código Internacionais de Nomenclatura Zoológica) para que a publicação de Meigen (1800) fosse validada como Tendipes e a família Tendipedidae. Essa discussão somente foi encerrada em 1963, quando o Comitê Internacional de Nomenclatura Zoológica (ICZN) decidiu que a descrição de Meigen datada de 1800 deveria ser desconsiderada, tornando o nome Chironomus a base da nomenclatura para a família. Na Região Neotropical são registradas 31 espécies de Chironomus, sendo12 destas nomina dubia (Spies e Reiss 1996). No Brasil são registradas 16 espécies (Mendes 2007), quatro destas ocorrem no estado do Amazonas (C. strenzkei Fittkau, 1968; C. gigas Reiss, 1974; C. latistylus Reiss, 1974; C. paragigas Reiss, 1974) As espécies descritas por Reiss (1974) foram coletadas durante uma pesquisa nas florestas inundáveis e lagos da Amazônia 4 Central. Esse autor observou que a distribuição das espécies estava relacionada com o tipo de água, C. latystilus foi encontrada em lagos de várzea (águas brancas) e em lagos com forte influência dessas águas; C. paragigas foi encontrada apenas em igapós (agua preta) e C. gigas em ambos os ecossistemas. C. strenzkei encontrado no Rio Negro (Fittkau 1968). As larvas de Chironomus caracterizam-se por apresentar a região hipostomal (mento) em forma de uma placa escura com treze dentes (mediano trífido); um par de placas ventromentais estriadas (placas paralabiais) bem separadas da linha mediana; um par de mandíbulas largas, com dentes internos; um par de premandíbulas; um pente epifaríngeo largo, constituindo-se de uma placa denteada distalmente; um par de antenas não retráteis, com cinco segmentos. O corpo apresenta coloração vermelha (pela presença de hemoglobina); dois pares de túbulos abdominais (no oitavo segmento abdominal, sendo o segundo mais desenvolvido dependendo da espécie), dois pares de túbulos anais bem desenvolvidos (dorsalmente, no nono segmento abdominal) e, em algumas espécies, dois processos laterais no sétimo segmento abdominal (Figura 1) (Saether et al. 2000). A pupa tem como características de identificação, anel basal localizado na base do corno torácico, padrão de distribuição de pequenos espinhos e tubérculos (shagreen) nos tergitos abdominais, forma do esporão no VIII segmento abdominal e par de setas L nas margens laterais dos segmentos (Pinder e Reiss 1986) (Figura 2). Os adultos machos diferenciam-se dos de outros gêneros de Chironomidae por apresentarem, lobos antepronotais fundidos e pelo formato das volselas superior e inferior, (Cranston et al. 1989; Kiknadze 2008). Para as fêmeas, além do padrão de coloração, são analisados o comprimento do noto, coxoesternapódema, cercos, ovário, formato do lobo ventrolateral, lobo dorsomediano da gonapófise VIII (Ramussen 1984; Correia et al. 2005, 2006) (Figura 3). 1.2 Biologia de Chironomus Uma das características importantes na biologia de Chironomus é o fato de os machos se agruparem durante o vôo (cerca de 30 cm acima do local de oviposição), formando enxames. Relatos desse comportamento foram feitos para Chironomus riparius Meigen, 1804 (Caspary e Downe 1971). Diferenças interespecíficas são observadas, como por exemplo, voos em forma de looping em Chironomus strenzkei Fittkau, 1968 (Syrjamaki 1965) e no plano horizontal em C. riparius (Downe e Caspary 1973). O enxameamento é tido como um comportamento padrão em Nematocera, onde os organismos envolvidos executam um dança 5 em vôo, perto ou sobre o local de oviposição, sendo geralmente por um período prolongado (Downes 1969; Downe e Caspary 1973) e com função reprodutiva (Downes 1958, 1969). A oviposição é realizada após a cópula; a fêmea posiciona-se próximo da superfície da água e, através de contrações abdominais, dá início à liberação da massa ovígera (Oliver 1971; Trivinho-Strixino e Strixino 1989; Xue et al. 1994; Xue e Ali 1994). No Brasil é conhecido o tempo de desenvolvimento da larva de três espécies, Chironomus sancticaroli Trivinho-Strixino & Strixino, 1981 (Strixino e Strixino 1982; Trivinho-Strixino e Strixino 1989); Chironomus xanthus Rempel, 1939 (Peck et al. 2002; Fonseca e Rocha 2004) e Chironomus calligraphus Goeldi, 1905 (Canteiro e Albertoni 2011). O tempo de desenvolvimento larval de C. sancticaroli variou em diferentes temperaturas (Strixino-Strixino 1982), enquanto que de C. xanthus foi mais acelerado quando estas foram expostas a temperatura de 27 ºC (Peck et al. 2002). De acordo com Dyar (1980), os estádios larvais de insetos podem ser determinados através das medidas de estruturas esclerosadas, como por exemplo, a cápsula cefálica. A razão de crescimento (r) pode ser determinada utilizando essas medidas, utilizando a regra de Dyar. Esse autor verificou que a cápsula cefálica cresce em progressão geométrica, aumentando de largura a cada ecdise, numa razão constante (em média 1,4) para uma dada espécie. Essa regra tem sido aplicada em vários estudos sobre o tempo de desenvolvimento larval de Chironomidae (Strixino 1973; Corbi e Trivinho- Strixino 2006; Canteiro e Albertoni 2011; Zilli et al. 2008, 2009). A emergência dos adultos é crepuscular (Kureck 1979; Pinder 1986; Armitage et al. 1995), com longevidade de 2 a 3 dias, como relatado para algumas espécies, como C. riparius (Caspary e Downe 1971) e Chironomus kiiensis Tokunaga, 1936 (Maeda e Yano 1988). 6 Dentes internos Seta interna Pente Epifaríngeo Mandíbula Lâmina antenal 5 4 3 2 Prémandíbula 1 Antena Mento Processo lateral Placa Ventromental Túbulos anais Túbulos abdominais Figura 1. Principais estruturas morfológicas que caracterizam a larva de Chironomus (Diptera: Chironomidae). Modificado de Epler (2001) e Correia (2004). 7 Pedes spurii B Ganchos do 2º tergito Tubérculo Cefálico Pedes spurii A Cerdas pré-corneais Cerdas dorsocentrais Chagreen Cerdas antepronotais Chagrin nas conjuntivas IV/V ou V/VI Cerdas L Seta dorsal Esporão Anel Basal Taeniae Figura 2. Principais estruturas morfológicas que caracterizam a pupa de Chironomus (Diptera: Chironomidae). Modificado de Correia (2004). 8 Cerdas acrosticais Cerdas dorsocentrais Cerdas préalares Cerdas medianas Ovários VII Gonocoxito VIII Volsela Superior Ponta anal Cerdas supra-alares IX Lobo dorsomediano Volsela Inferior Cerco Gonóstilo Cerdas escutelares Coxoesternapódema Placa pós-genital Figura 3. Principais estruturas morfológicas que caracterizam os adultos machos e fêmeas de Chironomus (Diptera: Chironomidae). Modificado de Correia (2004). 9 2. Justificativa Vários trabalhos, principalmente ecológicos, reportam a presença do gênero Chironomus e seu potencial como bioindicador. Porém, com nível de identificação de gênero (Callisto e Esteves 1998; Couceiro et al. 2007; Silva et al. 2008). O conhecimento sobre as diferentes fases de desenvolvimento de Chironomus é importante uma vez que gera informações sobre os estágios imaturos, subsidiando estudos ecológicos (Abílio et al. 2005; Hirvenoja 2006); toxicológicos (Oliver et al. 2003; Iannacone-Oliver e Pérez-Dávila 2008); citogenéticos (Kumar e Gupta 1990; Correia et al. 2006; Kiknadze et al. 2008); genéticos (Dreese et al. 1988; Sharley et al. 2004; Lee et al. 2006; Park e Kwak 2009); filogenéticos (Guryev et al. 2001); biogeográficos (Sublette e Mulla 2000; Hribar et al. 2008) e taxonômicos (Fittkau 1968; Reiss 1974; Wülker et al. 1989; Correia et al. 2005, 2006; Correia e Trivinho-Strixino 2007). Informações biológicas são fundamentais para o desenvolvimento e implementação de métodos de criação em condições de laboratório para bioensaios e comercialização dessas larvas para alimentação de peixes ornamentais (Faria et al. 2006). Uma vez que algumas espécies de Chironomus são citadas na literatura como pragas de arroz irrigado no Brasil, Japão (Heinrichs et al. 1994) e Malásia (Al-Shami et al. 2008), informações dessa natureza também podem ser úteis para desenvolver métodos de controle populacional. A manutenção das larvas de Chironomidae em condições de laboratório é importante para a obtenção de informações biológicas, uma vez que essas são de difícil obtenção no campo. Esse fato explica a escassa literatura sobre esse assunto no Brasil (Strixino-Strixino 1982; Peck et al. 2002; Fonseca e Rocha 2004; Canteiro e Albertoni 2011) e nenhuma para a Amazônia. 10 3. Objetivos 3.1. Geral Incrementar o conhecimento sobre a diversidade e biologia de Chironomus no Amazonas. 3.2. Específicos - Descrever uma nova espécie de Chironomus, da área urbana da cidade de Manaus; - Caracterizar morfologicamente massas ovígeras, larvas, pupas e adultos; - Identificar os estádios e a taxa de crescimento larval por meio de morfometria da cápsula cefálica e do corpo; - Estimar o tempo de duração de cada estádio larva e estágio de desenvolvimento; - Observar aspectos biológicos em condições de laboratório. 11 4. Material e Métodos 4.1 Taxonomia 4.1.1 Montagem e descrição morfológica de imaturos e adultos. Adultos e larvas foram montados entre lâmina/lamínula utilizando Euparal® como meio de montagem, de acordo com protocolo descrito por Epler (2001) e Sæther (1980). Para identificação dos espécimes utilizou-se chaves taxonômicas e artigos com descrição de espécies de Chironomus para a região Neotropical (e.g. Say 1823; Goeldi 1905; Rempel 1939; Fittkau 1968; Reiss 1974; Wülker et al. 1989; Correia, Trivinho-Strixino e Michailova 2005, 2006; Correia e Trivinho-Strixino 2007). Foi utilizada a terminologia de Sæther (1980) e o sistema de medidas morfológicas de Epler (1988). As dimensões estão apresentadas em valores mínimos e máximos, em micrômetro, com exceção das medidas de estruturas maiores (comprimento total de larvas, pupas, adultos e asas) que são apresentadas em milímetros, ambos seguidos da média. O número de espécimes medidos esta indicado no início de cada descrição entre parênteses. O termo taeniae foi aplicado para designar as setas largas presentes nos segmentos abdominais da pupa (Langton 1994). Os desenhos foram feitos em microscópio óptico, Zeiss Stantard 2.0 com auxílio de uma câmara clara, utilizando lápis, posteriormente transferidos para papel vegetal utilizando caneta a nanquim e digitalizados. As medidas foram feitas em microscópio óptico Olympus e uma câmera digital (Olympus DP72), utilizando o software Cell D (Olympus). 4.1.2 Caracterização dos ovos, larvas e pupas. As massas ovígeras e os ovos foram caracterizados quanto ao formato e tamanho (comprimento e largura), o número de ovos em cada massa foi contabilizado. As estruturas morfológicas das larvas utilizadas para a caracterização foram: mento, placas paralabiais, presença de túbulos abdominais e processo lateral. As pupas foram caracterizadas com base no corno torácico, formato dos esporões e padrão de distribuição de pequenos espinhos e tubérculos (chagreen) localizados no abdome. As imagens foram obtidas sob microscópio estereoscópio (Leica M165C), com uma câmara digital DFC420 e Software de Processamento de Imagem Digital, Leica Application Suite V3.6 e microscópio óptico Olympus e uma câmera digital (Olympus DP72), utilizando o software Cell D (Olympus). 4.2 Biologia 4.2.1 Criação de Chironomus em condições de laboratório. 12 As massas ovígeras foram colocadas individualmente em bandejas plásticas brancas (19,5x31x6,5cm), utilizando 300 gramas de areia esterilizada em mufla a 500°C como substrato, adicionado 1,5 l de água, aeradas permanentemente com auxílio de bombas de ar. Essas bandejas foram cobertas com uma estrutura de madeira e tela, seguindo o modelo modificado de Fonseca e Rocha (2004) (Figura 04). As larvas foram alimentadas a cada 48 horas com ração em flocos para peixe (TETRAMIM®) triturada. Figura 4. Gaiolas utilizadas para criação de Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae). 4.2.2 Determinação, duração e taxa de crescimento dos estádios larval. A estimativa do tempo de desenvolvimento dos ovos teve início no momento da oviposição, quando as massas ovígeras foram isoladas (n = 10) e o desenvolvimento dos ovos acompanhado até a eclosão das larvas. Os ovos foram retirados da massa ovígera com auxílio de um bisturi, montados entre lâmina e lamínula, hidratados com água destilada. As imagens foram obtidas sob microscópio óptico Olympus e uma câmera digital (Olympus DP72), utilizando o software Cell D (Olympus). Os estádios larvais foram caracterizados por meio de medidas do comprimento ventral da cápsula cefálica (ápice do dente mediano até a região pós-occipital) (Figura 5A), definido 13 pelo número de dias em que larvas de cada estádio foram observadas, para isso, três larvas eram coletadas diariamente e montadas em Hoyer para possibilitar a mensuração de sua cápsula cefálica. O número de estádios foi obtido através do agrupamento das medidas da região ventral em intervalos de classe de 0,5 µm e obtidas as frequências de ocorrência desses valores. Essas frequências foram analisadas no programa BioEstat 5, gerando os picos no gráfico, indicando os estádios larvais (Strixino 1973). A regra de Dyar (1980) foi aplicada para determinar a razão de crescimento. Para verificar a relação entre o comprimento da cápsula cefálica e o comprimento total do corpo foi utilizado um diagrama de dispersão. A relação do comprimento do corpo e o tempo (dias após a eclosão) foi obtida utilizando um teste de regressão linear simples, com base no comprimento do corpo e o tempo (dias após a eclosão). Os corpos das larvas foram medidos a partir da região anterior do primeiro segmento torácico até a região do procerco no nono segmento abdominal (Figura 5B). Figura 5. A - Medida da região ventral da cápsula cefálica, do ápice do dente mediano até a margem pós-occipital; B – Medida do corpo da larva a partir da margem anterior do primeiro segmento torácico até a base do procercos, localizada no final do nono segmento abdominal. As pupas foram acompanhadas a partir do momento em que as larvas transformaramse em pupa até a emergência do adulto. Os adultos que emergiam diariamente eram isolados aos pares em gaiolas confeccionadas com garrafas PET com as laterais revestidas com filó para ventilação, e com 14 uma placa de Petri no fundo contendo água. As gaiolas foram observadas até que todos os indivíduos estivessem mortos, estimando assim a longevidade dos adultos. Foram realizadas observações quanto ao horário de enxameamento e emergência dos adultos, assim como comportamento de cópula e oviposição. A razão sexual (rs) da população foi estimada, seguindo o modelo proposto por Fisher (1930). total de fêmeas Razão sexual (rs) = total de fêmeas + total de machos 5. Organização dos resultados A dissertação está organizada em dois capítulos: O Capítulo 1 apresenta a descrição de uma nova espécie de Chironomus para a Amazônia Brasileira, com ilustrações de todos os estágios de desenvolvimento. O Capítulo 2 consiste na descrição dos aspectos biológicos da nova espécie de Chironomus em condições laboratoriais, com informações sobre tempo de desenvolvimento dos ovos, larval, pupal e longevidade dos adultos. 15 Capítulo 1 Gusmão, G. A; Hamada, N. & Fusari, L. M. 2012. Uma nova espécie de Chironomus (Diptera: Chironomidae) para a Amazônia Manuscrito formatado para Zootaxa Brasileira. 16 Título: Uma nova espécie de Chironomus (Diptera: Chironomidae) uma nova espécie da Amazônia Brasileira. Resumo: Uma nova espécie de Chironomus coletada na área urbana da cidade de Manaus, Amazonas, é descrita e ilustrada com base em todos os estágios de desenvolvimento. O número de espécies de Chironomus se eleva para cinco, no estado do Amazonas e para 17 no Brasil. Palavras-chave: Insetos aquáticos, Amazonas, Área urbana, Taxonomia. Title: A new species of Chironomus (Diptera: Chironomidae) a new species of the Brazilian Amazon. Abstract: A new species of Chironomus collected in the urban area of Manaus is described and illustrated based on all life stages. The number of Chironomus species increases to five in the state of Amazonas and to 17 in Brazil. Key-words: Aquatic insects, Amazon, Urban area, Taxonomy. 1.1 – Introdução A região Neotropical abriga 23 espécies válidas de Chironomus (Spies & Reiss 1996; Correia & Trivinho-Strixino 2005), enquanto que no Brasil 16 espécies são registradas (Tabela 1). Neste trabalho foi feita a descrição morfológica de uma nova espécie de Chironomus da área urbana da cidade de Manaus. Todos os estágios de desenvolvimento foram descritos e ilustrados. 17 Tabela 1. Lista das espécies de Chironomus Meigen, 1803 (Diptera: Chironomidae) ocorrentes na região Neotropical. Legenda: ♂, macho; ♀, fêmea; P, pupa; L, larva; O, ovo. * Espécies que ocorrem no estado do Amazonas; ** espécies que ocorrem no Brasil. Espécies Neotropicais Semaforontes Distribuição Chironomus anonymus Williston, 1896 ♂ São Vicente; Costa Rica; Porto Rico; Neártico Chironomus antarcticus Walker, 1837 ♂♀ Chile; Argentina Chironomus atripennis Rempel, 1939** ♂♀ Brasil ♂ Argentina ♂, P, L Brasil Chironomus atriramus Kieffer, 1925 Chironomus antonioi Correia & Trivinho-Strixino, 2007 Chironomus calligraphus Goeldi, 1905** ♂♀, P, L, O Brasil, ?Argentina, Colômbia, Panamá, ?Ilhas Virgens, Neártico Chironomus columbiensis Wulker, Sublette, Morath & Martin, 1989** ♂, P, L Brasil, Colômbia, Guatemala Chironomus detriticola Correia & Trivinho-Strixino, 2007** ♂, P, L Brasil Chironomus fittkaui Correia & Trivinho-Strixino, 2007** ♂, P, L Brasil Chironomus gigas Reiss, 1974* ♂, P, L Brasil, Colômbia Chironomus inquinatus Correia, Trivinho-Strixino & Michailova, 2006** ♂, P, L Brasil Chironomus latistylus Reiss, 1974* ♂, P, L Brasil, Colômbia ♂ Argentina ♂♀, P, L Brasil Chironomus paragigas Reiss, 1974* ♂, P, L Brasil Chironomus phytophilus Correia & Trivinho-Strixino, 2007** ♂, P, L Brasil ♂♀, P, L Brasil Chironomus nitidiventris Edwards, 1931 Chironomus oliveirai Correia & Trivinho-Strixino, 2007** Chironomus reissi Correia, Trivinho-Strixino & Michailova, 2005** Chironomus rincon Sublette & Sasa, 1994 ♂ Guatemala Chironomus stigmaterus Say, 1823** ♂, P, L EUA, México, Brasil Chironomus strenzkei Fittkau, 1968* ♂♀, P, L, O Brasil Chironomus vittiventris Edwards, 1931 ♂♀ Argentina Chironomus xanthus Rempel, 1939** ♂♀, P, L, O Brasil, Argentina ♂♀ Guatemala Chironomus wuelkeri Sublette & Sasa, 1994 18 1.2 - Metodologia 1.2.1 - Descrição morfológica O primeiro estágio a ser coletado no campo foi o ovo, contido em massas ovígeras encontradas em um recipiente com água, na área urbana (3°06’50,17”S 59°58’30,99”W) de Manaus. As coletas foram realizadas manualmente, as massas ovígeras foram acondicionadas em potes coletores e transportadas para o laboratório de criação no INPA. No laboratório, elas foram colocadas em bandejas plásticas brancas, utilizando areia (esterelizada em mufla 500⁰ C, por 4 horas) como sedimento, cobertas com gaiolas, seguindo o modelo modificado de Fonseca & Rocha (2004), aerada e alimentadas com ração em flocos para peixe, triturada, da marca TETRAMIM®, até a emergência dos adultos. As larvas, exúvias de pupa e adultos (macho e fêmea) foram montados entre lâmina e lamínula, utilizando Euparal ® como meio de montagem, seguindo os métodos proposto por Epler (2001) e Trivinho-Strixino (2011). A identificação foi realizada sob microscópio óptico, com o auxílio das descrições de Chironomus para a região Neotropical Say 1823, Walker 1837, Williston 1896, Goeldi 1905, Kieffer 1925, Edwards 1931, Rempel 1939, Fittkau 1968, Reiss 1974, Wülker et al. 1989, Sublette e Sasa 1994, Correia et al. 2005, 2006; Correia e Trivinho-Strixino 2007. Foi utilizada a terminologia de Saether (1980) e o sistema de medidas morfológica de Epler (1988). As dimensões estão apresentadas em valores mínimos e máximos, em micrômetro, com exceção das medidas de estruturas maiores (comprimento total de larvas, pupas, adultos e asas) que são apresentadas em milímetros, ambos seguidos da média. O número de espécimes analisados esta indicado no início de cada descrição entre parênteses. O termo taeniae foi aplicado para designar as setas largas presentes nos segmentos abdominais da pupa (Langton 1994). As massas ovígeras foram identificadas de acordo com Nolte (1993). O registro fotográfico e as medidas foram realizados utilizando um microscópio óptico Olympus e uma câmera fotográfica digital para aquisição de imagem, modelo Olympus DP72, acoplada, utilizando o software Cell D (Olympus). Os desenhos foram feitos em papel branco com auxílio de uma câmara clara acoplada a um microscópio óptico, Zeiss Stantard 2.0. Os tipos foram depositados na Coleção de Invertebrados do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia – INPA, Museu de Zoologia de São Paulo – MZUSP, São Paulo e Laboratório de Entomologia Aquática da Universidade Federal de São Carlos – UFSCar, São Paulo, Brasil. 19 Chironomus manaos sp. nov. Holótipo: ♂, BRASIL: Amazonas, Manaus, área urbana (3°06’50,17”S 59°58’30,99”W), 24.i.2011, leg. Gusmão, G. A. (INPA). Parátipos: 3 ♂, 4 ♀, 7 exúvias pupais, 7 exúvias larvais, mesmo dados do holótipo. (Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia – INPA, Manaus, AM, Brasil); 3 ♂, 3 ♀, 7 exúvias pupais, 7 larvas, mesmo dados do holótipo (Museu de Zoologia de São Paulo – MZUSP, São Paulo, Brasil); 3 ♂, 3 ♀, 6 exúvias pupais, 6 larvas, mesmo dados do holótipo (Laboratório de Entomologia Aquática da Universidade Federal de São Carlos – UFSCar, São Paulo, Brasil). Etimologia. Em homenagem a cidade onde foi realizado o primeiro registro da espécie. Diagnose. O macho de Chironomus manaos sp. nov. diferencia-se das outras espécies da região Neotropical pelo formato da volsela superior, que é fortemente arqueada, na região distal. Coloração das asas como em C. strenzkei. O esporão da pupa é similar ao de C. anonymus. A larva de distingue-se das outras espécies pela disposição dos dentes no mento, sendo o dente mediano afastado do 1o dente e o 2o do 3o dente lateral e padrão de coloração da região gular. Macho (n = 10, exceto quando assinalado) Comprimento total de 4.34 (4.09 – 5.31) mm. Coloração: Castanho-amarelada. Cabeça com flagelo antenal castanho-escuro. Palpos maxilares castanho-claros. Asa com, membrana transparente com manchas escuras, nervuras castanho-claras. RM e FCu mais escura que as outras nervuras; RM mais escura que FCu. Bifurcação da veia M castanho-escura. Tórax, castanho-claro com manchas mesonotais e região central escura. Pós-noto com porções laterais castanho-escuras e região central clara em forma de triângulo invertido. Abdome, castanho-claro com manchas longitudinais castanho-escuras com muitas setas distribuídas de forma aleatória nos segmentos. Segmentos abdominais I – VII com mancha longitudinal central e segmento VIII sem mancha (Figura 1E). Pernas, castanho-amareladas com faixa escura próximo da extremidade distal do fêmur, tarsômeros 1 – 3 com extremidade distal escura, tarsômeros 4 e 5 escuros (Figura 1D). 20 Figura 1. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) macho adulto. A – Cabeça. B – Tórax. C – Asa. D – Pernas. E – Abdome. F – Vista geral do Hipopígio. 21 Cabeça. (Figura 1A) AR = 2,15–2,72; 2,47. Flagelômero distal: 641–947; 806 µm de comprimento. Plumas longas de coloração castanho-escura. Tubérculos frontais presentes medindo 35,6 µm de comprimento. Palpo maxilar com quatro sensilas clavadas na parte distal do terceiro palpômero. Temporais 10–27; 20. Distância interocular dorsal: 151–200; 165 µm (n=7) e ventral: 135–203; 159 µm (n=9) respectivamente. Clípeo com 13–22; 16 setas. Comprimento dos palpômeros 1 – 5 (µm) 23 – 39, 33; 26 – 115, 45; 98 – 156, 130; 114 – 161, 135; 95 – 253, 190. Tórax. (Figura 1B) Antepronotais: 9–16; 12 setas distribuídas em duas fileiras. Acrosticais: 10–15; 12 em duas fileiras. Prealares: 3–5; 4. Supra-alar: 1 seta (n=9). Escutelares: 8–14; 11 setas em duas fileiras. Asa. (Figura 1C) Comprimento de 1.90 (1.61 – 2.20) mm. VR: 1,01–1,07; 1,04. WW: 0,25–0,27; 0,26. Brachiolum com 1–3; 2 setas. Squama com 11–19; 15 setas (n=9). R com 20–28; 26. R1 com 14–21; 18. R4+5 com 16–23; 19 setas. Pernas. Presença de 5–10; 6 sensila chaetica no tarsômero 1 da perna mediana e 4– 10; 6 no tarsômero 1 da perna posterior. Comprimento (μm) e proporções dos artículos das pernas na Tabela 2. Tabela 2 – Comprimento (μm) e proporções das pernas de Chironomus manaos sp. nov., macho adulto (n = 10). Fe Ti ta1 ta2 ta3 PI 832 – 1242, 1057 616 – 917, 753 1335 – 1466, 1187 568 – 777, 694 423 – 587, 509 PII 914 – 1257, 1093 713 – 1023, 880 444 – 599, 530 241 – 367, 322 173 – 266, 230 PIII 875 – 1423, 1175 734 – 1286, 1065 625 – 1243, 843 347 – 695, 494 254 – 480, 370 ta4 ta5 LR BV SV PI 318 – 450, 403 174 – 249, 216 1,60 – 1,79; 1,71 2,09 – 2,29; 2,22 1,27 – 1,47; 1,41 PII 125 – 182, 158 82 – 102, 113 0,56 – 0,62; 0,60 2,97 – 3,32; 3,04 3,51 – 3,92; 3,72 PIII 157 – 395, 242 96 – 206, 146 0,69 – 1,69; 0,82 1,61 – 2,92; 2,55 2,93 – 4,04; 3,55 Hipopígio. (Figura 1F, 2A-B). Lateroesternito IX com 3–6; 4 setas. Tergito anal com 5–12; 8 setas inseridas na porção mediana. Falapódema com 116–146; 124 μm de comprimento, esternapódema transverso com 41–77; 64 μm. Volsela superior com 64–95; 80 μm de comprimento, delgada com margens paralelas e fortemente curvada. Volsela inferior com 98 μm de comprimento, não se alongando além da porção mediana do gonóstilo e 12–19; 15 setas longas. Lobo basal da volsela superior com 6 – 9; 6 setas longas. Ponta anal com 54– 22 68; 63 μm de comprimento, com base mais estreita que o ápice. Gonocoxito com 189 μm de comprimento. Gonóstilo com 116–166; 139 μm de comprimento. HR: 0,55–1,53; 1,28. HV: 0,29–0,33; 0.31. A Figura 2. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) macho adulto. A – Vista dorsal do tergito IX incluindo a ponta anal, vista dorsal do gonocoxito e gonóstilo esquerdos. B – Hipopígio com ponta anal e tergito IX removidos, vista dorsal à esquerda e vista ventral à direita. Fêmea (n = 10 exceto quando assinalado) Comprimento total de 4,34–5,50; 4,91 mm. Coloração similar ao macho. Comprimento da asa 2,10–2,50; 2,29 mm. Cabeça. AR 0,25–0,34; 0,29. Comprimento dos flagelômeros (μm): 130–146; 138/ 99–117; 107 / 108–128; 125 / 102–123; 114 / 125–161; 147. Tubérculos frontais presentes com 22–53; 31 µm de comprimento. Palpo maxilar com 4–6; 5 sensilas clavadas na parte distal do terceiro palpômero. Clípeo com 20–27; 24 setas. Setas temporais 14–21; 17. Distância interocular dorsal: 145–173; 157 µm (n=6) e ventral: 140–226; 186 µm (n=9). Comprimento dos palpômeros (μm): 35–47; 40 / 25–43; 38 / 121–157; 139 / 128–168; 147 / 207–263; 227. 23 Tórax. Setas acrosticais: 10–15; 12 distribuídas em duas fileiras. Dorsocentrais: 21– 30; 27 em duas fileiras. Prealares: 4–5. Supra-alar: 1 seta (n=9). Escuterares: 10–19; 14 em duas fileiras. Asa. VR: 1,05–1,10; 1,08. WW: 0,30– 0,34; 032. Squama com 19–29; 22 setas (n=9). Brachiolum com 2–3; 1 setas. R com 27–33; 30; R1 com 26–35; 29; R4+5 com 24–44; 39 setas. Pernas. Presença de 35–42; 37 sensila chaetica no ta1 da perna mediana e 35–50; 43 no ta1 da perna posterior. Comprimento (μm) e proporções dos segmentos das pernas na Tabela 3. Tabela 3. Comprimento (μm) e proporções das pernas de Chironomus manaos sp. nov., fêmea (n = 10). Fe Ti ta1 ta2 ta3 PI 1144 – 1319, 1243 770 – 926, 852 1316 – 1553, 1436 674 – 793, 726 525 – 625, 579 PII 1169 – 1366, 1279 939 – 1136, 1038 536 – 626, 587 299 – 358, 326 221 – 264, 242 PIII 1295 – 1476, 1379 1183 – 1395, 1284 825 – 981, 912 472 – 563, 514 381 – 447, 414 ta4 ta5 LR BV SV PI 487 – 565, 528 232 – 266, 249 1,63 – 1,76; 1,69 1,64 – 1,80; 1,69 1,42 – 1,52; 1,46 PII 149 – 182, 172 110 – 137, 121 0,55 – 0,58; 0,57 3,28 – 3,48; 3,37 3,87 – 4,05; 3,95 PIII 228 – 270, 254 139 – 173, 156 0,69 – 0,74; 0,71 2,62 – 2,70; 2,67 2,79 – 3,00; 2,92 Genitália da fêmea (Figura 3A). Gonocoxito IX com 10 – 12, 8 cerdas. Cápsula seminal com 71–88; 79 (7) μm de comprimento. Largura da cápsula seminal 66–83; 77 (7) μm. Noto com 169–206; 189 μm de comprimento. Coxoesternapódema 131–165; 145 μm de comprimento. Lobo dorsomediano, lobo ventrolateral e lobo do apótoma como na Figura 3B. Cerco com 140–174; 158 μm de comprimento. 24 A Figura 3. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) fêmea adulta. A – Genitália, vista ventral. B – Lobo ventrolateral, lobo dorsomediano da gonapofise VIII e lobo ventrolateral da gonapófise IX. Pupa (n = 20) Comprimento do abdome 3,89 – 5,29; 4,57 mm. Coloração da exúvia do cefalotórax castanha e do abdome castanho-clara. Cefalotórax. Tubérculos cefálicos cônicos com setas frontais inseridas pré-apicalmente (Figura 4A). Anel basal com ramos fundidos (Figura 4D). Tórax granuloso na região anteromediana dorsal (Figura 4C); 2 setas precorneais, 1 seta lateral e 1 mediana antepronotais e 4 (3) dorsocentrais presentes (com disposição variando, sendo a mais freqüente Dc1, Dc2, Dc3, Dc4). Abdome. Tergito I sem granulação (chagrin). Tergito II com chagrin mais fino, na região central do segmento. Tergito III – IV como no segmento anterior, diferenciado-se por apresentarem chagrin mai forte e mais distribuído para as laterais na região distal. Tergito V com chagrin distribuído por toda a largura do segmento. Tergito VI com chagrin na largura do segmento na região proximal, afunilando na região distal ocupando metade da largura do segmento. Tergitos VII e VIII com chagrin fino na região proximal em duas bandas. Conjuntivas IV/V e V/VI sem fino chagrin. Segmenos IV – VII com fino chagreen posterolateral (Figura 4B). Fileira de ganchos do tergito II com 310–493; 405 μm de comprimento, ocupando aproximadamente metade da largura do segmento, composta por 57–72; 65 25 ganchos. Segmento VIII com um par de esporões postero-laterais castanho-escuros (Figura 4E). Quetotaxia abdominal: segmentos I–IV com 0, 3(2,4), 4(3,5), 4(3,5) setas L; V – VIII com 4(3), 4(0,3), 4(1,3), 5(4,6) taeniae. Lobo anal com 1 seta dorsal de cada lado e aproximadamente 134 taeniae dispostas em forma de franja. Pedes spurii B presente e pedes spurii A presente de forma acentuada. A Figura 4. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) pupa. A – Tubérculo cefálico. B – Abdome. C – Tórax. D – Anel basal. E – Esporão. 26 Larva (n = 20) Comprimento total 5,9–11,5; 8,1 mm. Cabeça. Região gular com mancha escura; apótoma frontoclipeal escuro (Figura 5G). Comprimento da cápsula cefálica 237–289; 264 μm. Largura da cápsula cefálica 407–469; 455 μm. IC 1,61–1,81; 1,72. Pente epifaríngeo com aproximadamente 12 dentes sub-iguais (Figura 5F). Premandíbula com 2 dentes castanho-escuros (Figura 5E) com 73–111; 98 μm de comprimento. SI plumosa (Figura 5B). Antena com 111–155; 133 μm de comprimento e 5 artículos (Figura 5A) e 22–28; 26μm de largura. AR 1,20–1,79; 1,42, órgão anelar próximo à base; lâmina antenal chegando ao ápice do 5o antenômero. Mandíbula medindo 141–189; 173 μm de comprimento com 5 dentes (1 apical, 3 internos e 1 dorsal). Dente apical e internos castanho-escuros e dente dorsal castanho-claro (Figura 5C). Mento com dente mediano trífido (Figura 5D). Largura do dente mediano aproximadamente 30–35; 33 μm. Mento com 138– 147; 142 μm de largura. Placas ventromentais mais largas que o mento com 131–168; 154 μm. Distância entre as placas ventromentais maior que a largura do dente mediano com 36– 49; 43 μm. 27 A G H I Figura 5. Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) larva. A – Antena. B – Seta labral I. C – Mandíbula. D – Mento. E – Pré mandíbula. F – Pente epifaríngeo. G – Vista ventral da cápsula cefálica da larva de 4o estádio. H – Túbulos laterais da larva de 4o estádio. I – Processo lateral da larva de 4o estádio. 28 Abdome. Processos laterais do segmento abdominal VII presentes (Figura 5H), medindo aproximadamente 0,09–0,23; 0,14 mm. Túbulos abdominais relativamente curtos, medindo 0,30–0,92; 0,61 mm de comprimento (Figura 6I). Túbulos anais medindo 0,16 – 0,34; 0,26 mm de comprimento, sem constrição mediana. Massa ovígena (n = 5) A massa que envolve os ovos tem aspecto gelatinoso, é trasparente e fica aderida ao substrato por um pedúnculo formado no momento da oviposição. Os ovos são dispostos em pseudo espiral em fileiras paralelas, alternados ao longo do eixo principal (Figura 6ª). As massas ovígeras de Chironomus manaos sp. nov. medem em média 16,60 µm de comprimento e 1,59 µm de largura (na região mediana). Os ovos (n = 50) medem 0,24 µm de comprimento e 0,10 µm de largura, possuindo formato elíptico (Figura 6B). Figura 6. A – Massa ovígera de Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae) coletada na área urbana de Manaus; B – Vista geral do ovo de Chironomus manaos sp. nov. (Diptera: Chironomidae). 29 Comentários: As massas ovígeras de Chironomus manaos sp. nov. foram coletadas na área urbana da cidade de Manaus, durante o mês de Janeiro de 2011. Elas foram coletadas na água contida em vasilhas, que serviram de local de oviposição, localizadas em ambiente peridomiciliar. Esse tipo de comportamento oportunista já foi registrado para outras espécies de Chironomus, como por exemplo C. strenzkei e C. calligraphus que utilizam esses substratos alternativos como local de oviposição. Agradecimentos Ao MSc. Galileu Dantas pela ajuda durante a descrição da espécie. À Coordenação de aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES pela concessão da bolsa de Mestrado. O apoio financeiro fornecido pelos projetos PRONEX-CNPq-FAPEAM, ADAPTA e CNPq. Referência Correia, L.C.S, Trivinho-Strixino, S. & Michailova, P. (2005) A new species of Chironomus Meigen, 1803 (Diptera, Chironomidae) from the southeast of Brazil. 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As larvas fixadas foram montadas entre lâmina e lamínula para possibilitar as medidas da cápsula cefálica e tamanho do corpo, sob microscópio estereoscópico. As larvas completam seu desenvolvimento em média em 10 dias após a eclosão das larvas de 1o estádio, com a emergência dos primeiros adultos a partir do 12o dia. A fêmea deposita em média 600 ovos; o ovo tem 0,24 µm de comprimento e 0,10 µm de largura. As larvas de 1o estádio tem comprimento médio do corpo de 54,67 (± 4,17) µm, a de 2o, 93,74 (± 4,47)µm, a de 3o, 157,12 (± 7,18) µm e a de 4o estádio, 257,58 (± 16,75) µm. A razão média de crescimento foi de 1,67 (± 0,03), corroborando com a regra de Dyar. Palavras-chave: Insetos aquáticos, Amazonas, Desenvolvimento larval, Chironominae, Ciclo de vida. Title: Biology of Chironomus manaos Gusmão, Hamada & Fusari, 2012 (Diptera: Chironomidae) under laboratory conditions, Manaus, AM, Brazil. Abstract: The present work aims to provide biological information of a species of Chironomus, such as the swarming behavior, mating, development time of eggs, larva and pupa, and adult longevity. The egg masses were collected in a container with water in the urban area of Manaus and packed in trays covered with cages, kept at room temperature. After hatching, daily, three larvae of each oviferous mass was fixed to the moment when all the larvae reach the pupal stage. The fixed larvae were mounted between slide and coverslip to enable measurements of read capsule and body size, under a stereomicroscope. The larvae complete their development on average 10 days after eclosion of first instar, with the 34 emergence of the first adult from the 12th day.The female lays an average of 600 eggs, the egg is 0.24 mm in length and 0.10 mm in width. The first instar larvae have average body length of 54.67 (± 4.17) µm, the 2th 93.74 (± 4.47) µm, that of 3th 157.12 (± 7.18) µm and the 4th instar 257.58 (± 16.75) µm. The average rate of growth was 1.67 (± 0.03), which is consistent with the Dyar’s rule. Key-words: Aquatic insects, Amazonas, Larval development, Chironominae, life cycle 1 - Introdução Chironomidae apresenta ciclo de vida curto, com quatro fases larvais bem definidas (Oliver 1971; Armitage et al. 1995). Por serem relativamente fáceis de criar em condições laboratoriais, informações sobre o tempo de desenvolvimento larval, taxas de eclosão, emergência e razão sexual da população são de fácil obtenção (Corbi e Strixino 2006; Strixino e Strixino 1982; Zilli et al. 2008, 2009). Informações dessa natureza são importantes para subsidiar diversos estudos, tais como toxicológicos, possibilitando a utilização dessas larvas em bioensaios (Taylor et al. 1991; Halpern et al. 2002; Péry et al. 2003; Majumdar e Gupta 2012). Outros estudos que podem ser incrementados com conhecimentos biológicos são; taxonômicos, permitindo a associação dos estágios imaturos e identificação correta das espécies do gênero (Sanseverino et al. 2009) e de deformidades (Kuhlmann et al. 2000; Callisto et al. 2000; Wise et al. 2001; Nazarova et al. 2004). Porém, poucos estudos sobre a biologia das espécies de Chironomus foram realizados no Brasil (Strixino 1973; Strixino e Strixino 1982; Strixino e Trivinho-Strixino 1985; Trivinho-Strixino e Strixino 1989; Fonseca e Rocha 2004; Canteiro e Albertoni 2011). Na região Amazônica, não há na literatura nenhuma informação disponível sobre esse assunto. Desta forma, o presente trabalho é o primeiro nessa área para a região, contribuindo com informações bionômicas em condições de laboratório. 2 - Material e Métodos 2.1 - Coleta das massas ovígeras. As massas de ovos de C. kiiensis foram coletadas em recipientes plásticos na área urbana (S 3°06’50.17” W 59°58’30.99”) da cidade de Manaus, Amazonas. 35 2.2 - Criação dos ovos de Chironomus manaos em laboratório. Após a coleta, as posturas foram individualizadas em potes plásticos, identificadas e cobertas com tela. Essas posturas foram observadas diariamente até a eclosão das larvas e abandono da massa gelatinosa. Após a eclosão, as larvas foram colocadas em bandejas plásticas brancas, cobertas com gaiolas de filó (37cm x 32cm), seguindo modelo modificado de Fonseca e Rocha (2004), para retenção dos adultos e observações comportamentais. As larvas foram alimentadas com ração para peixes TETRAMIM ® a cada 48 horas até que todas as larvas atingissem o estágio de pupa. Foi utlizado como substrato areia esterelizada em mufla a 500°C por 4 horas. 2.3 - Caracterização dos estágios de desenvolvimento As massas ovígeras foram caracterizadas quanto ao formato, dimensão (comprimento e largura) e número de ovos. Os ovos foram mensurados em sua largura e comprimento máximos. A caracterização morfológica das larvas foi realizada com base no mento, placas paralabiais, presença de túbulos abdominais e processo lateral. As pupas foram caracterizadas com base no formato dos esporões e o padrão de distribuição de pequenos espinhos e tubérculos (chagrin) localizados no abdome. 2.4 - Determinação dos estádios larvais e a taxa de crescimento Foram determinados por meio de medidas do comprimento ventral da cápsula cefálica, tomadas entre o ápice do dente mediano até a margem pós-occipital. Para taxa de crescimento foram realizadas medidas do comprimento do corpo, tomadas entre o primeiro seguimento torácico e a região do prócerco, localizada no final do último segmento abdominal. 2.5 - Tempo de duração de cada estágio O tempo no estágio de ovo (n = 10) foi estimado a partir da postura até a eclosão das larvas. Para determinação do estágio larval foram fixadas diariamente três larvas e montadas entre lâmina e lamínula, utilizando Hoyer como meio de montagem, para a mensuração de sua cápsula cefálica e do comprimento do corpo. Para as pupas (n = 50) foram realizada observações diárias, a partir do momento da pupação até a emergência dos adultos. Os adultos emergidos (n = 50) no mesmo dia foram isolados aos pares (macho e fêmea) em gaiolas confeccionadas com garrafas PET e observados até que não houvesse mais sobreviventes. 36 2.6 - Análise dos dados. Os valores diários obtidos nas medidas das larvas foram agrupados em intervalos de classe de 0,5 µm usando o software BioEstat 5.0 (Ayres et al. 2007) e plotados em gráficos para avaliação da distribuição da frequência e, dessa forma, determinar os estádios larvais. Diagrama de dispersão foi utilizado para verificar a relação entre as variáveis comprimento da cápsula cefálica e comprimento total do corpo. A taxa de crescimento foi calculada utilizando o comprimento do corpo vs. tempo (dias após a eclosão) através da análise de regressão linear simples. A regra de Dyar (1980) determina a razão de crescimento (r), tendo como base a medida da cápsula cefálica. Segundo esta regra, r1 é a média de crescimento do segundo estádio dividida pela média de crescimento do primeiro; r2 é a média de crescimento do terceiro estádio dividida pela média de crescimento do segundo e r3 é a média de crescimento do quarto estádio dividida pela média de crescimento do terceiro estádio. A razão sexual da população (rs) foi estimada utilizando a seguinte fórmula: total de fêmeas rs = total de fêmeas + total de machos 2.7 - Medidas e Fotografias. Foram realizadas em microscópio óptico Olympus e uma câmera fotográfica digital para aquisição de imagem, modelo Olympus DP72, utilizando o software Cell D (Olympus) e em microscópio estereoscópio Leica M165C, com o programa auto montagem Leica, Aplicativo Suite V3. Todas as medidas foram realizadas em microscópio óptico Olympus e uma câmera fotográfica digital para aquisição de imagem, modelo Olympus DP72, utilizando o software Cell D (Olympus). A aquisição das imagens foi feita como na descrição anterior e em microscópio estereoscópio Leica M165C, com o programa auto montagem Leica, Aplicativo Suite V3. 37 3 - Resultados 3.1 - O ciclo de vida de Chironomus manaos O enxameamento tem início no final da tarde finalizando à noite, ocorrendo entre 17:00 e 24:00 horas. A maioria dos indivíduos no enxame era composta por machos. Após o término do enxameamento os machos procuram as fêmeas que ficam pousadas nas laterais das gaiolas. O acasalamento é rápido, durando poucos segundos; o macho ao encontrar a fêmea receptiva se posiciona sobre ela em posição “ponta-a-ponta” (Armitage et al. 1995), conectando as genitálias. Após a cópula, a fêmea sai à procura de um local para oviposição, voando sobre a lâmina d’água. Em condições de laboratório a maioria das massas ovígeras foram depositadas nos cantos das bandejas utilizadas para criação. Ao escolher o local para oviposição, a fêmea se mantém parada com o abdome próximo à lâmina da água, iniciando a oviposição contraindo o abdome para liberação dos ovos, movimentando o final do abdome para cima e para baixo, liberando a massa ovígera (Figura 1). A massa ovígera é escura, com aspecto de bastão no momento da oviposição (Figura 2A). Ao finalizar esse ato, a fêmea levanta vôo. Ao entrar em contato com a água a massa ovígera se expande, até adquirir o formato curvilínio, característico das posturas de Chironomus (Figura 2B). As larvas eclodem (Figura 3) e permanecem por aproximadamente 12 horas dentro da massa, onde é possível observar as larvas de primeiro estádio se alimentando da mesma. Ao abandonarem a massa ovígera, as larvas migram para a areia no fundo da bandeja, onde continuam a alimentar-se, no caso, de ração para peixes. Observou-se que após o abandono da massa pela maioria das larvas, algumas ainda permanecem no seu interior alimentando-se da mesma. A partir do quinto dia de vida, quando a maioria das larvas já atingiu o segundo estádio larval, é possível observá-las em movimento, por apresentarem coloração rosada conspícua, ocasionada pela presença de hemoglobina, e iniciando a construção dos casulos, que tem forma de tubos. A partir do terceiro estádio foi observado além dos tubos, construções em forma de “trilhas” que podem ser compartilhadas com outras larvas. Ao se alimentarem, as larvas permanecem com 1/3 do corpo fora do casulo. Ao atingirem o quarto estádio as larvas tem uma coloração vermelho-viva e podem ser identificadas pelo entumecimento dos segmentos torácicos e pelo formato do abdome que vai se expandindo lateralmente e seus movimentos são mais lentos quando comparados com os dos estádios anteriores. As larvas empupam no interior dos casulos, estas por sua vez permanecem no seu interior, saindo próximo da emergência dos adultos. 38 Próximo da emergência do adulto, a pupa sai do casulo e permanece na areia, realiza movimentos ondulatórios alternados entre rápidos e lentos. Após este período, começa a nadar até atingir a superfície da água onde, no momento da emergência, alinha-se na superficie da água (Figura 4) e começa a impulsionar-se para frente, dando início ao rompimento da linha ecdisial, permitindo a emergência do adulto (Figura 5). A emergência ocorre durante a noite ou próximo do amanhecer. Ao deixar a exúvia pupal, o adulto se mantém por curto período de tempo sobre a lâmina d’água, levantando vôo em seguida. Assim, reiniciando o ciclo. Figura 1. Fêmea de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) realizando oviposição. Figura 2. Massa ovígera de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). A – Vista geral da massa ovígera no momento da oviposição. B – Massa ovígera no momento da expansão. 39 Figura 3. Eclosão da larva de 1o estádio de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Figura 4. Pupa de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) momentos antes da emergência. 40 Figura 5. Adulto de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) emergindo. 3.2 - Caracterização dos estágios de desenvolvimento. As posturas (n= 5), de Chironomus manaos medem 16,6 µm de comprimento e 1,59 µm de largura (na região mediana) e contêm cerca de 600 ovos. Essas posturas têm consistência gelatinosa, são transparentes, possibilitando a visualização dos ovos no seu interior. Elas permanecem aderidas ao substrato por um pedúnculo formado no momento da oviposição. Os ovos medem 0,24 µm de comprimento e 0,10 µm de largura e têm formato elíptico; eles se distribuem em forma de pseudo-espiral, em fileiras paralelas e alternadas, ao longo do eixo principal da massa gelatinosa. As larvas de primeiro estádio não apresentam as setas internas das mandíbulas, as setas SI não tem franjas e a região gular não tem manchas. Na região posterior do apótoma frontal encontra-se um espinho, conhecido também com "egg burster" (Figura 6A), presente apenas no primeiro estádio larval. As larvas, nesse estádio, não apresentam o processo lateral (segmento abdominal VII) e túbulos abdominais (segmento abdominal VIII) (Figura 6B). No segundo estádio, a margem pós-occipital é completamente escurecida e, as seguintes estruturas podem ser observadas: setas internas das mandíbulas, estrias da placa ventromental, franjas das setas SI, lamela labral, pente epifarígeo e pente mandibular. Neste estádio, também estão presentes os processos laterais e a região gular é levemente escurecida (Figura 7). 41 No terceiro estádio, a região gular e o apótoma frontal estão totalmente escurecidos (Figura 8), as larvas são bastante ativas e alimentam-se constantemente. Todas as características necessárias para a identificação do grupo estão presentes neste estádio. No quarto estádio, as larvas possuem a região gular mais escura (Figura 9A), quando comparada com o estádio anterior, e apresentam coloração vermelho intensa (Figura 9B), corpo mais robusto e têm movimentos mais lentos que as de terceiro estádio. No final desse estádio, é possível visualizar, sob microscopia, algumas estruturas morfológicas da pupa, tais como os esporões, lobo anal, pernas e formação do anel basal, também é possível visualizar a formação dos olhos, localizados entre a região pós-occipital e os pseudópodes. A pupa de Chironomus manaos tem o corno torácico plumoso assim como as pupas de todas as espécies de Chironomus (Figura 10A). Neste estágio, durante as primeiras 24 horas, o corpo é vermelho, depois, este vai escurendo gradativamente. Quando o adulto está próximo de emergir, a pupa adquire uma coloração prateada nos segmentos abdominais (Figura 10B). A B Figura 6. Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 1o estádio. A – Vista lateral da cápsula cefálica, seta indica localização do espinho (egg burster) localizado no apótoma dorsal. B – Região terminal do abdome evidenciando a ausência dos processos laterais (segmento VII) e túbulos abdominais (segmento VIII). 42 Figura 7. – Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 2o estádio. Vista ventral da cápsula cefálica. Figura 8. Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 3o estádio. Vista ventral da cápsula cefálica. 43 Figura 9. Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). Larva de 4o estádio. A – Vista ventral da cápsula cefálica. B – Vista lateral da larva. B Figura 10. Pupa de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). A – Vista geral do corno torácico. B – Vista geral da pupa, próximo da emergência do adulto. 44 3.3 - Determinação dos estádios e a taxa de crescimento. Os estádios de 1o a 4o (Figura11) têm duração média de três, três, três e 10 dias, respectivamente (Figuras 12 e 13; Tabela 1). A regra de Dyar indica uma razão de crescimento para os estádios larvais com r = 1,75. O crescimento das larvas em condições de laboratório é praticamente contínuo (Figura 13). Figura 11. Distribuição de frequência do comprimento ventral da cápsula cefálica de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) evidenciando os quatro estádios larvais. 4o estádio 3o estádio 2o estádio 1o estádio Figura 12. Relação entre o comprimento ventral da cápsula cefálica (μm) e o comprimento total do corpo (μm) de larvas dos quatro estádios de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae). 45 Figura 13. Tempo de desenvolvimento para cada estágio de desenvolvimento de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) em condições laboratoriais. Y = 0.9419 + 0.0013. x r2 = 0,97 p < 0,001 Figura 14. Curva de crescimento da população de Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) em condições laboratoriais. 46 3.4 - Tempo de duração de cada estágio de desenvolvimento em Chironomus manaos. O tempo de incubação dos ovos foi de 2 ¼ dias (54 horas) sob 26°C. O período de desenvolvimento larval foi, em média, de 10 dias. O tempo médio de desenvolvimento das pupas foi de 2 (± 0,24) dias. O tempo de vida dos adultos foi, em média, de 3 dias, tanto para os machos (± 0,7045) quanto para as fêmeas (± 0,6481). A razão sexual foi 0,43. 47 Tabela 1 – Chironomus manaos (Diptera: Chironomidae) - larva. Tempo de desenvolvimento (dias) de cada estádio, valores mínimo e máximo, média do comprimento da cápsula cefálica, comprimento do corpo (µm) e Razão de crescimento (r). Estádio Nº de larvas analisadas Tempo de desenvolvimento (dias) Comprimento ventral da cápsula cefálica (µm) Valores máximos e mínimos* Média (± DP) Valores mínimos e máximos Média (± DP) I 81 0-4 3,1 (± 0,6) 37,35 – 72,47 54,38 (± 4,15) II 53 3-6 3 (± 1,0) 81,46 – 103,68 93,74 (± 4,47) III 67 5 - 10 3,2 (± 1,1) 140,51 – 172,23 157,12 (± 7,18) IV 316 6 - 20 10,7 (± 2,5) 207,63 – 284,82 257,58 (± 6,75) Média (± DP) do comprimento do corpo (µm) Razão de crescimento (r) 992,97 (± 336,47) 1873,22 (± 458,82) 3535,70 (± 1101,83) 6908,59 (± 1590,44) *Os valores máximos e mínimos correspondem aos dias nos quais larvas foram encontradas nas bandejas de criação (n = 10), até o momento da pupação. 1,71 1,67 1,64 - 48 4 - Discussão Chironomus manaos é de fácil manutenção em condições laboratoriais, sendo possível obter gerações contínuas durante o ano inteiro, portanto, é uma espécie multivoltina, fato já observado para outras espécies na região Neotropical (Strixino-Strixino 1982; Fonseca e Rocha 2004; Canteiro e Albertoni 2011). Os ovos são disposto em pseudo-espiral em fileiras paralelas, alternados ao longo do eixo principal, de forma similar a posturas de outras espécies do mesmo gênero (e.g. Morrow et al. 1968; Strixino-Strixino 1982; Nolte 1993; Armitage et al. 1995). De acordo com Strixino (1980), a disposição dos ovos na massa ovígera, é resultado dos movimentos abdominais laterais executados pela fêmea durante o processo de postura, porém não foram observados esses movimentos durante as observações no laboratório; a fêmea no momento da oviposição movimenta o final do abdome para cima e para baixo, liberando a massa ovígera. O número de ovos por postura de C. manaos, a 26°C, é similar ao relatado para C. atrella (300 – 600) (Anderson e Hitchcock 1968) sob temperatura de 24°C e C. xanthus (500 – 600) (Hooper et al. 2003; Fonseca e Rocha 2004). No entanto, Strixino-Strixino (1982), encontrou número maior de ovos para esta mesma espécie (500 - 1045) sob a mesma temperatura. O número de ovos depositado por C. manaos é similiar ao depositado por espécies de outro gênero como por exemplo em Goeldichironomus luridus Trivinho-Strixino & Strixino, 2005 (600 ovos) (Corbi e Trivinho-Strixino 2006). Vários autores citam que as fêmeas de Chironomus podem realizar até três posturas (Wesler e Rempel 1962; Oliver 1968, 1971), estando este evento relacionado com a quantidade de ovócitos produzido pelos ovaríolos (Strixino 1980). O comprimento da desova na espécie estudada é menor do que em C. calligraphus (317,7 µm) (Zilli et al. 2008). O tempo de desenvolvimento dos ovos foi superior ao observado em C. sancticaroli com duração de 1,5 a 2 dias com temperatura entre 19° e 26°C (Strixino-Strixino 1982). Os ovos de C. xanthus (Fonseca e Rocha 2004) e C. calligraphus (Canteiro e Albertoni 2011), se desenvolveram em dois dias, a 26° e 25°C respectivamente, porém esse tempo foi inferior ao encontrado para C. calligraphus por Zilli et al. (2008) com duração de três dias sob temperatura variando entre 22,5° - 31°C. Peck et al. (2002) observaram que o tempo de desenvolvimento dos ovos para C. crassiforceps Kieffer, 1916 sob 27°C, foi de 2 - 3 dias. Na região temperada, foi observado que tempo de desenvolvimento dos ovos de C. plumosus Linnaeus, 1758 foi entre três e 14 dias, sob temperatura de 5°C (Hilsenhoff 1966). 49 A taxa de desenvolvimento de Chironomidae pode ser influenciada dentre tantos outros fatores, pela quantidade e qualidade de alimento disponível, assim como pela temperatura (Ward e Cummins 1979; Hauer e Benke 1991; Benke 1998). A duração média larval de C. manaos foi de 10 dias a 26°C. Canteiro e Albertoni (2011), encontraram para C. calligraphus o mesmo valor para o tempo de duração média de desenvolvimento larval e emergência do adulto. Quando comparado com outras espécies, o tempo de desenvolvimento larval foi superior ao encontrado para C. crassiforceps (Peck et al. 2002) e inferior a C. sancticaroli (Strixino-Strixino 1982) e C. calligraphus (Zilli et al. 2008). Diversos autores citam a temperatura como um fator determinante em vários aspectos do ciclo de vida de Chironomidae, incluindo tempo de desenvolvimento dos ovos, larvas e taxa de crescimento (Oliver 1971; Biever 1965; Hilsenhoff e Narf 1967; Tokeshi 1995). Neste estudo o 4o estádio larval foi o mais demorado em comparação aos outros. Essas informações são semelhantes a outros trabalhos de cunho biológico realizado com Chironomus. Tokeshi (1995) afirma que este comportamento está relacionado à estratégia para o aumento do corpo. Oliver (1971), enfatiza que além da temperatura, outro fator que pode influênciar na variação dos estádios larvais é o sexo. Esse fato foi observado em C. nuditarsus Keyl, 1961, onde no 4o estádio apresentou razão de crescimento de 1,90 e 1,98 para machos e fêmeas, respectivamente. As larvas de primeiro estádio não se enterram no substrato, permanecem dispersas no corpo d’agua, alimentando-se. Uma característica peculiar das larvas de primeiro estádio é o espinho localizado na superficie dorsal da cápsula cefálica “eggbuster”, que auxilia na ruptura do córion pela pressão exercida no momento da eclosão (Oliver 1971). Essa estrutura é visualizada em outras famílias de Diptera, como em Simuliidae (Alvan-Aguilar e Hamada 2003), Culicidae (Secundino 2006) e Psychodidae (Secundino 2000). A construção de casulos inicia-se no segundo estádio, fato também observado em C. xanthus (Fonseca e Rocha 2004). Para a construção dos casulos as larvas aglutinam partículas de sedimento utilizando secreção das glândulas salivares (Oliver 1971). Pelo período da manhã quando a temperatura é mais amena, as larvas permanecem no interior dos casulos, enquanto, no período da tarde, elas encontram-se fora de seus casulos, dispersas na coluna d’água. A larva de último estádio caracteriza-se pela presença do tórax inflado e pelo início da formação dos histoblastos das pernas, asas e brânquias das pupas. 50 A determinação do número de estádios em Chironomidae é importante pela possibilidade de se indentificar com qual estádio de desenvolvimento o estudo está sendo realizado, principalmente para uso em experimentos em condições controladas. A regra de Dyar (1980) baseia-se na medida da cápsula cefálica determinando a razão de crescimento (r) e tem sido utilizada em diversos estudos sobre a história da vida de Chironomidae (Strixino 1973; Corbi e Trivinho-Strixino 2006; Zilli et al. 2008, 2009; Canteiro e Albertoni 2011). Considerando a dificuldade de identificação das larvas do gênero, assim como, a ausência de manuais de identificação dos estágios de desenvolvimento, estudos que trazem informações dessa natureza podem fornecer subsídios para outras pesquisas que utilizam Chironomidae como organismos testes. Informações biológicas também são essenciais para a produção de grandes quantidades de larvas necessárias para estudos experimentais, tais como os toxicológicos. 51 5 – Referencias bibliográficas Alvan-Aguilar, M.A.; Hamada, N. 2003. Larval biometry of Simulium rubrithorax (Diptera: Simuliidae) and size comparison between populations in the states Minas Gerais and Roraima, Brazil. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz, 98(4): 507-511. Anderson, J.F.; Hitchcock, S.W. 1968. Biology of Chironomus atrella in a Tidal Cove. Annals of the Entomological Society of America, 61(6): 1597-1603. Armitage, P.D.; Cranston, P.S.; Pinder, L.C.V. 1995. 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Desta forma, devido às característica apresentadas C. manaos pode ser considerada uma espécie promissora para uso em experimentos em condições de laboratório, tais como estudos toxicológicos. 57 Referências Bibliográficas Abílio, F.J.P.; Fonseca-Gessner, A.A.; Watanabe, T.; Leite, R.L. 2005. Chironomus gr. decorus (Diptera: Chiromonidae) e outros insetos aquáticos de um açude temporário do semiárido paraibano, Brasil. Entomologia y Vectores, 12(2): 233-242. Al-Shami, S.A.; Rawi, C.S.; Noor, S.A.; Ahmad, A.H. 2008. Distribution and abundance of larval Chironomidae (Diptera) in a rice agroecosystem in Penang, Malaysia. Boletim do Museu Municipal do Funchal, 13: 151-160. Andersen, T.; Saether, O.A. 1994. Usambaronyia nigrala gen. n., sp. n., and Usambaromyiinae, a new family among the Chironomidae. Aquatic Insects, 16(1): 21-29. Armitage, P.D.; Cranston, P.S.; Pinder, L.C.V. 1995. 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