Título: EFEITO DO MÉTODO E PERÍODO DE SECAGEM DE

Transcrição

UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIA FLORESTAL
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS FLORESTAIS
LÚCIA HELENA DE MOURA SENA
CONSERVAÇÃO DE SEMENTES E PRODUÇÃO DE MUDAS DE PITOMBEIRA
(Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk.)
RECIFE - PE
2014
LÚCIA HELENA DE MOURA SENA
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Ciências Florestais da
Universidade
Federal
Rural
de
Pernambuco como parte dos requisitos
para obtenção do título de Mestre em
Ciências Florestais.
ORIENTADORA:
Profa. Dra. Valderez Pontes Matos
(DEPA/UFRPE)
CO-ORIENTADORES:
Profa. Dra. Edilma Pereira Gonçalves
(UAG/UFRPE)
Prof. Dr. Rinaldo Luiz Caraciolo Ferreira
(DCFL/UFRPE)
RECIFE - PE
2014
Ficha catalográfica
S474c
Sena, Lúcia Helena de Moura
Conservação de sementes e produção de mudas de
pitombeira (Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk.) / Lúcia
Helena de Moura Sena. – Recife, 2014.
122 f.
Orientadora: Valderez Pontes Matos.
Dissertação (Mestrado em Ciências Florestais) –
Universidade Federal Rural de Pernambuco, Departamento
de Ciência Florestal, Recife, 2014.
Inclui referências e apêndice(s).
1. Armazenamento 2. Espécie nativa 3. Recipiente
4. Substrato 5. Sombreamento I. Matos, Valderez Pontes,
orientadora II. Título
CDD 634.9
A MEU QUERIDO E BOM DEUS em que
tudo pode e me fortalece...és misericórdia e
luz em meus momentos de escuridão...és
tudo...portanto, OBRIGADA DEUS, por
tudo e por todos! Obrigada por confiar em
mim!
A meus pais, CLEMENSOR e VERA, de
quem tenho muito orgulho, pelo grande
incentivo, companheirismo, afeto, palavras
sábias e de conforto nas horas difíceis. Por
jamais medir esforços para meu
desenvolvimento profissional e como ser
humano.
À VERA FILHA, minha irmã, pela
cumplicidade e grande apoio.
OFEREÇO E DEDICO
Na vida a gente nasce flor
Pra fecundar o amor
E então criar raiz
Pra germinar feito semente
Mas infelizmente a vida não tem bis
Então vamos viver o amor
Vamos colher a flor
Vamos morrer raiz
Nascer semente todo dia
Num chão de alegria
Pra gente ser feliz
Flávio José
AGRADECIMENTOS
A Deus, pelas oportunidades que me foram dadas na vida, pelos dons e habilidades
confiados a mim, por ter permitido meu crescimento e desenvolvimento profissional. Obrigada
por concluir mais um objetivo e pertencer à família da qual faço parte.
A meus pais, Clemensor José Lins de Sena e Vera Lúcia de Moura Sena, pela total
dedicação durante toda minha vida, pelo amor, carinho e principalmente paciência. Agradeço
também pela educação moral e ética, pelos princípios ensinados que permitiram construir meu
caráter.
A minha irmã Vera Filha, pelo carinho, conselhos, apoio e momentos de descontração
que passamos juntas.
Ao Departamento de Ciência Florestal, por permitir o ingresso no Programa de PósGraduação em Ciências Florestais. À Capes pela concessão da Bolsa de Mestrado, sem a qual,
parte dessa trajetória tornar-se-ia mais complexa.
A minha eterna e estimada orientadora, Profa. Dra. Valderez Pontes Matos e família,
por sempre procurar meu crescimento profissional, guiando-me, educando-me e estando
presente, quando necessário, buscando com seu conhecimento o progresso da equipe. Pela
dedicação, amizade e carinho serei sempre grata. Jamais esquecerei!
A meus amigos e família do Laboratório de Sementes: MSc. Ana Patrícia, MSc. Cássia
Alzira, Dra. Elane Ferreira, MSc. Helder Santos, MSc. Romário Silva; aos estagiários bolsistas
do PIBIC/CNpq Itammar Augusto e Jamile Medeiros; e funcionário Narciso, que tanto me
ajudaram nos momentos da execução deste projeto e ao longo da minha graduação. E aos
queridos ex-colegas do Laboratório de Sementes, MSc. Anna Gorett, MSc. Ana Clara, MSc.
Rute Gregório, MSc. Rebeca Cardoso e Dr. Mauro Pacheco por sanar dúvidas e passar
mensagens positivas.
Não podendo esquecer dos ex - colegas do laboratório de Floricultura, principalmente
Dra. Thaís Oliveira, Dra. Simone Silva e profa. Dra. Vivian Loges (DEPA/UFRPE), assim
como meus amigos de Mestrado, Anderson Batista, Cinthia Oliveira, Edson Torres, Paulo
Karas, Robson Borges, Sabine Geiseler, Silvana Santos, Vanessa Santos, Wedson Batista e os
Doutorandos Flamário Araújo, Juciara Tenório e Maria da Penha Nascimento. Agradeço a todos
por dedicarem uma parte de seu tempo para me auxiliar, inclusive no inesquecível momento de
despolpamento das pitombas.
A meus amigos, Maria Leandro e Fabian Santana, pelo incentivo e contatos, sem os
quais, teria dificultado a obtenção de um dos materiais de extrema importância para a realização
deste projeto.
À Dra. Saionara Maria Paulino de Assis, responsável técnico pelo Laboratório de
Análise de Sementes Oficial do Ministério da Agricultura, Dr. Fernando Bivar da EMLURBRecife, Prof. Dr. Ênion Silva (DEAGRI/UFRPE), Prof. Dr. José Luiz Filho (DEPA/UFRPE),
Prof. Dr. Dimas Menezes (DEPA/UFRPE) e Prof. Dr. Silmar Gonzaga Molica
(DCFL/UFRPE), por fornecer condições essenciais para execução da pesquisa.
A meus co-orientadores, Profa. Dra. Edilma Pereira Gonçalves (UAG/UFRPE) e Prof.
Dr. Rinaldo Luiz Caraciolo Ferreira (DCFL/UFRPE), pelo apoio e colaboração na realização
deste trabalho.
Aos membros da banca examinadora Profa. Dra. Lúcia de Fátima Chaves
(DCFL/UFRPE) e ao Prof. Dr. Jeandson Silva Viana (UAG/UFRPE) pelas valorosas
contribuições no desenvolvimento da dissertação.
A todos os professores do Programa de Pós-Graduação em Ciências Florestais, pelos
ensinamentos e, ao funcionário Douglas Menezes, pela atenção dedicada.
Ao Sr. Luiz, agradeço profundamente, pelo auxílio na coleta dos frutos, com toda sua
sabedoria e agilidade de quem vive constantemente nas atividades agroflorestais. Pela sua
simpatia e simplicidade, incomparáveis, meu eterno agradecimento.
Aos amigos mais antigos da minha vida, por sempre passar mensagens positivas de
apoio e carinho. Deus tem sempre um propósito para colocar uma pessoa em seu caminho,
sempre serei grata por ter-lhes colocado no meu.
A todos os demais, dentre os quais, amigos, antigos colegas de laboratório, graduação e
conhecidos, que direta ou indiretamente contribuíram para realização deste trabalho e que,
apesar de não estarem contidos nas linhas acima, não foram menos importantes para mais esta
etapa do meu progresso profissional. São as pessoas que passaram por nossas vidas que nos
fazem ser quem somos hoje, formam nossos princípios de moral e ética.
Para finalizar, fica um trecho de uma música que representa este momento: “Eu posso
voar, mais alto que uma águia, pois você é o vento sob as minhas asas. Amigo, me ensinou a
voar bem alto. Amigo, que me ajudou a crescer. Amigo, agradeço a Deus por você existir na
minha vida”. Esta dissertação contém uma parte de cada um de vocês! Para estas pessoas, meu
eterno agradecimento e oferecimento desta Dissertação. Desejo que recebam em dobro o que a
mim foi oferecido, além de muitas bênçãos de Deus. Obrigada por tudo!
SENA, LÚCIA HELENA DE MOURA. Conservação de sementes e produção de mudas de
pitombeira (Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk.). 2014. 122f. Profa. Dra. Valderez Pontes
Matos. Co-orientadores: Profa. Dra. Edilma Pereira Gonçalves.e Prof. Dr. Rinaldo Luiz
Caraciolo Ferreira.
RESUMO
As espécies florestais nativas vêm despertando crescente interesse em pesquisas científicas
devido ao elevado potencial para consumo in natura, na culinária, uso madeireiro e medicinal.
Dentre estas espécies têm-se a pitombeira (Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk.) que é
propagada principalmente por mudas originadas de sementes e, portanto, o armazenamento das
sementes e as características dos substratos, recipientes e sombreamento aos quais serão
posteriormente submetidos para produção de mudas podem influenciar no seu
desenvolvimento. Assim, o presente trabalho teve como objetivo estabelecer metodologia para
armazenamento seguro de sementes de T. esculenta, mantendo a qualidade fisiológica das
mesmas, bem como recomendar o melhor substrato, recipiente e sombreamento para produção
de mudas dessa espécie. Para estudar o armazenamento de sementes de T. esculenta, as
sementes foram acondicionadas nas embalagens: garrafa pet transparente de 500 ml, saco de
papel Kraft e saco de polietileno transparente com espessura de 0,1 mm, armazenadas nos
ambientes: natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar), freezer (-21 ± 2ᵒC; 95% UR do ar)
e câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) em cinco períodos de armazenamento: 0, 25, 50, 75 e 100 dias.
Para a produção de mudas, as plantas foram produzidas em condições de viveiro, testando-se
os substratos Vermiculita® fina + pó-de-coco + esterco bovino (1:1:2) (V+PC+E), Vermiculita®
fina + pó-de-coco + composto de resíduo de poda (1:1:2) (V+PC+C), Vermiculita® fina +
bagaço-de-cana + esterco bovino (1:1:2) (V+BC+E), Vermiculita® fina + bagaço-de-cana +
composto de resíduo de poda (1:1:2) (V+BC+C), postos em diferentes recipientes (saco de
polietileno com volume de 1472 cm3 e tubete de polipropileno com 280 cm3) e níveis de
sombreamento (pleno sol (0%), 30%, 50% e 70% de sombreamento). As variáveis avaliadas
para o armazenamento foram: teor de água, peso de mil sementes, emergência, velocidade e
tempo médio de emergência, comprimento e massa seca da parte aérea, raiz e total; e para a
produção de mudas: teor de água, peso de mil sementes, emergência, velocidade e tempo médio
de emergência, sobrevivência, altura, diâmetro do coleto, número de folhas, comprimento da
raiz primária e massa seca da raiz e do caule. As sementes de T. esculenta devem ser
armazenadas em câmara ou ambiente natural de laboratório utilizando-se como embalagem o
saco de polietileno até os 25 dias de armazenamento ou ocasionalmente até os 50 dias, quando
ainda obtém-se emergência de plântulas de T. esculenta acima de 50%, proporcionando
períodos mais longos de armazenamento com emergência de plântulas vigorosas. A embalagem
saco de papel Kraft e garrafa pet não devem ser utilizados para armazenamento de sementes de
T. esculenta. O armazenamento das sementes de pitombeira em freezer não é recomendado,
pois as torna inviáveis. Na produção de mudas de T. esculenta, o recipiente saco de polietileno
proporcionou resultados superiores no vigor das mudas em relação ao tubete em todos os níveis
de sombreamento avaliados. Para a produção de mudas de T. esculenta em saco de polietileno
deve-se utilizar o substrato composto por Vermiculita® fina + pó-de-coco + composto de
resíduo de poda (V+PC+C) e para o tubete o substrato mais adequado foi a Vermiculita® fina
+ pó-de-coco + esterco bovino (V+PC+E). A produção de mudas de T. esculenta foi satisfatória
tanto a pleno sol como sob sombreamento, mostrando adaptação às diferentes condições.
Palavras-chave: armazenamento, espécie nativa, recipiente, substrato, sombreamento
SENA, LÚCIA HELENA DE MOURA. Seeds storage and seedling production of Talisia
esculenta (A. St. Hil.) Radlk.). 2014. 122f. Advisor: Profa. Dra. Valderez Pontes Matos. Coadvisor: Dra. Edilma Pereira Gonçalves and Dr. Rinaldo Luiz Caraciolo Ferreira.
ABSTRACT
Native forest species is attracting increasing interest in scientific research due to the high
potential for natura consumption, cooking, lumber and medicinal uses. Among these species,
there is Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk.), that has seedling propagated originated from
seeds and therefore, the seeds storage and the characteristics of substrates, containers and
shading that will be submitted to seedling production to can influence their development. The
objective of the present study was to determinate the security methodology for T. esculenta
storage seeds, maintaining the physiological quality of seeds well as recommend the best
substrate, container and shading for seedlings production of this species. The T. esculenta seeds
were conditioned in the folowing packings: pet transparent bottes, Kraft paper bags and
transparent polyethylene bags stored under following environments: environmental conditions
of laboratory (28 ± 5ᵒC; 65% relative humidity), in the freezer (-21 ± 2ᵒC; 95% relative
humidity) and in chumber (28 ± 5ᵒC; 65% relative humidity) or five storage periods: 0, 25, 50,
75 and 100 days. The seedling were production in the nursery conditions, to evaluate the fine
Vermiculite® + coconut fiber + catte manure substrate (1:1:2) (V+PC+E), fine Vermiculite® +
coconut fiber + tree trimming residues substrate (1:1:2) (V+PC+C), fine Vermiculite® +
sugarcane bagasse + catte manure substrate (1:1:2) (V+BC+E), fine Vermiculite® + sugarcane
bagasse + tree trimming residues substrate (1:1:2) (V+BC+C), in different containers
(polyethylene bags 1472 cm3 and plastics tubets 280cm3) in different shading levels: full
sunlight (0%) and ambient shading in the proportions 30%, 50% and 70%. The variables
evaluate for the seedlings were: moisture content, thousand seed weight, emergency, index
speed development, average time, length of the primary root, length of the shoot, total length,
root dry mass, shoot dry mass and total dry mass. The variables avaliate to the seedling
production were: moisture content, thousand seed weight, survival, emergency, index speed
development, average time, plant height, stem diameter, number of leaves, length of the primary
root, root dry mass, stem dry mass. The T. esculenta seeds can be stored in a chamber or
environmental condition of laboratory in transparent polyethylene bag packaging up to 25 days
of storage or occasionally up to 50 days of storage when she still gets up seedling emergence
of T. esculenta above 50%. The Kraft paper bag packaging and the pet bottes can’t be used for
T. esculenta storage of seeds. The freezer isn’t recommended for recommended for storage of
T. esculenta seeds because it makes them unviable. The polyethylene bags showed superior
results to the plastics tubets at all shading evaluated in the seedling production. The substrate
fine Vermiculite® + coconut fiber + tree trimming residues (V+PC+C) can be use in
polyethylene bags because promoted satisfactory results in all parameters and to the plastics
tubets the substrate Vermiculite® + coconut fiber + catte manure substrate (V+PC+E) was the
best. The seedlings production was satisfactory in full sunlight and shading, showing adaptation
to different conditions.
Key words: storage, native forest, containers, substrate, shading
LISTA DE FIGURAS
CAPÍTULO I
Figura 1. A - exemplar adulto de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk; B - inflorescência; C infrutescência; D - semente com arilo; E - semente sem arilo; F- semente após secagem. RecifePE, 2014. Fonte: Sena (2014) ................................................................................................... 20
CAPÍTULO II
Figura 1. A - extração das sementes; B - sementes após retirada do excesso do arilo; C sementes após secagem; D - sementes danificadas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk.
Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014) ....................................................................................... 64
Figura 2. Emergência (%) de plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk oriundas de
sementes acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento.
A - câmara, B - ambiente natural de laboratório. C.V. (%) = 16,96. Recife-PE, 2014. Fonte:
Sena (2014) ............................................................................................................................... 71
Figura 3. Velocidade (IVE) e tempo médio de emergência (dias) das plântulas de Talisia
esculenta (A. St. Hil.) Radlk oriundas de sementes acondicionadas em diferentes embalagens,
ambientes e períodos de armazenamento. A1, A2 - câmara; B1, B2 - ambiente natural de
laboratório. C.V. (%) = 29,53; 31,84, respectivamente. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena
(2014). ...................................................................................................................................... 73
Figura 4. Comprimento (cm/plântula) e massa seca (mg/plântula) da parte aérea das plântulas
de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e
períodos de armazenamento. A1, A2 - câmara; B1, B2 - ambiente natural de laboratório. C.V.
(%) = 9,59; 14,40. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014). ........................................................ 75
Figura 5. Comprimento da raiz primária (cm/plântula) e massa seca do sistema radicular
(mg/plântula) das plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk acondicionadas em
diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento. A1, A2 - câmara; B1, B2 ambiente natural de laboratório. C.V. (%) = 19,78; 22,07, respectivamente. Recife-PE, 2014.
Sena (2014) ............................................................................................................................... 76
Figura 6. Comprimento total (cm/plântula) e massa seca total (cm/plântula) das plântulas de
Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e
períodos de armazenamento. A1, A2 - câmara, B1, B2 - ambiente natural de laboratório. C.V.
(%) = 15,30; 14,26, respectivamente. Recife-PE, 2014. Sena (2014) ...................................... 77
CAPÍTULO III
Figura 1. Substratos utilizados para a produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Radlk. A - V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% composto de
resíduo de poda; B - V+BC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco
bovino; C - V+PC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de resíduo
de poda; D - V+PC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino. RecifePE, 2014. Fonte: Sena (2014) ................................................................................................... 92
Figura 2. Recipientes utilizados na produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk.
A - saco de polietileno; B - tubete de polipropileno. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014) .... 93
Figura 3. A - emergência das plântulas; B - avaliação da altura com régua; C - avaliação do
diâmetro do coleto com paquímetro; D - comprimento da raiz principal das mudas de Talisia
esculenta (A. St. Hil.) Radlk após 150 dias de semeadura. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena
(2014)........................................................................................................................................95
Figura 4. Temperatura (A) e umidade relativa (B) do ar máxima, média e mínima da área
experimental do Departamento de Ciência Florestal da UFRPE, durante o período de condução
do experimento de produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk, julho a dezembro
de 2013. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014) ........................................................................ 98
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO II
Tabela 1. Teor de água (%) de sementes de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk acondicionadas
em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento. Recife-PE, 2014. ........ 68
CAPÍTULO III
Tabela 1. Análise química dos substratos avaliados. Recife-PE, 2014. .................................. 97
Tabela 2. Análise física dos substratos avaliados. Recife-PE, 2014. ...................................... 97
Tabela 3. Valores médio da velocidade de emergência (IVE) de plântulas de Talisia esculenta
(A. St. Hil) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função do recipiente. Recife-PE,
2014. ....................................................................................................................................... 100
Tabela 4. Tempo médio de emergência (dias) de plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato. RecifePE, 2014. ................................................................................................................................ 100
Tabela 5. Valores médios de altura (cm/planta) da parte aérea de mudas de Talisia esculenta
(A. St. Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x
recipiente. Recife-PE, 2014. ................................................................................................... 101
(A. St. Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x
substrato. Recife-PE, 2014. .................................................................................................... 102
Tabela 7. Valores médios de diâmetro do coleto (mm/planta) de mudas de Talisia esculenta
recipiente. Recife-PE, 2014. ................................................................................................... 103
(A. St. Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x
substrato. Recife-PE, 2014. .................................................................................................... 104
Tabela 9. Número médio de folhas (folhas/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Tabela 10. Comprimento da raiz principal (cm/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St.
Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função do recipiente. Recife-PE, 2014. ..... 105
Tabela 11. Comprimento da raiz primária (cm/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St.
Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x substrato.
Recife-PE, 2014. ..................................................................................................................... 106
Tabela 12. Massa seca da parte aérea (g) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk, aos
150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x recipiente. Recife-PE,
2014. ....................................................................................................................................... 106
Tabela 13. Massa seca da parte aérea (g/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Tabela 14. Massa seca do sistema radicular (g/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St.
Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x recipiente.
Recife-PE, 2014. ..................................................................................................................... 107
Tabela 15. Massa seca das raízes (g) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk, aos 150
dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato. Recife-PE, 2014. ..... 108
SUMÁRIO
CAPÍTULO I: CONSERVAÇÃO DE SEMENTES E PRODUÇÃO DE MUDAS DE
PITOMBEIRA (Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk.)........................................................ 15
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 16
2 REVISÃO DE LITERATURA ........................................................................................... 18
2.1 ESPÉCIE ESTUDADA: Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk. ..................................... 18
2.1.1 Origem, aspectos ecológicos e fenológicos ............................................................. 18
2.1.2 Características Dendrológicas ................................................................................. 19
2.1.3 Aspectos técnicos e econômicos ............................................................................. 21
2.1.4 Utilização ................................................................................................................. 23
2.2 ARMAZENAMENTO ................................................................................................... 25
2.2.1 Embalagem e ambiente de armazenamento............................................................. 30
2.3 PRODUÇÃO MUDAS ................................................................................................... 32
2.3.1 Qualidade das mudas ............................................................................................... 33
2.3.2 Substratos ................................................................................................................ 35
2.3.2.1 Tipos de substratos ......................................................................................... 37
2.3.3 Recipientes .............................................................................................................. 40
2.3.4 Influência do Sombreamento ................................................................................... 43
3 REFERÊNCIAS .................................................................................................................. 46
CAPÍTULO II: ARMAZENAMENTO DE SEMENTES DE PITOMBEIRA (Talisia
esculenta (A. St. Hil) Radlk. - SAPINDACEAE) ................................................................. 60
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 61
2 MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................ 63
2.1 OBTENÇÃO DAS SEMENTES .................................................................................... 63
2.2 CONDUÇÃO DO EXPERIMENTO.............................................................................. 64
2.3 VARIÁVEIS AVALIADAS .......................................................................................... 65
2.3.1 Teor de água (%) ..................................................................................................... 65
2.3.2 Peso mil sementes (g) .............................................................................................. 65
2.3.3 Emergência de plântulas (%) ................................................................................... 65
2.3.4 Velocidade de emergência (IVE) ............................................................................ 66
2.3.5 Tempo médio de emergência (dias)......................................................................... 66
2.3.6 Comprimento da parte aérea, da raiz primária e total (cm/plântula) ....................... 66
2.3.7 Massa seca da parte aérea, do sistema radicular e total (mg/plântula) .................... 66
2.4 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL E ANÁLISE ESTATÍSTICA ........................ 67
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................................ 68
4 CONCLUSÕES.................................................................................................................... 82
5 REFERÊNCIAS .................................................................................................................. 83
CAPÍTULO III: PRODUÇÃO DE MUDAS DE PITOMBEIRA (Talisia esculenta (A. St.
Hil.) Radlk. - SAPINDACEAE).............................................................................................88
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 89
2 MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................ 91
2.1 OBTENÇÃO DAS SEMENTES .................................................................................... 91
2.2 CONDUÇÃO DO EXPERIMENTO.............................................................................. 92
2.3 VARIÁVEIS AVALIADAS .......................................................................................... 94
2.3.1 Teor de água ............................................................................................................ 94
2.3.2 Peso de 1000 sementes (g) ...................................................................................... 94
2.3.3 Emergência das plântulas (%) ................................................................................. 94
2.3.4 Velocidade de emergência (IVE) ............................................................................ 95
2.3.5 Tempo médio de emergência (dias)......................................................................... 95
2.3.6 Sobrevivência (%) ................................................................................................... 95
2.3.7 Altura da planta (cm/planta) .................................................................................... 96
2.3.8 Diâmetro do coleto (mm/planta).............................................................................. 96
2.3.9 Comprimento da raiz principal (cm/planta) ............................................................ 96
2.3.10 Número de folhas (folhas/planta) .......................................................................... 96
2.3.11 Massa seca da parte aérea e do sistema radicular (g/planta) ................................. 96
2.4 CARACTERÍSTICAS DOS SUBSTRATOS ................................................................ 97
2.5 CARACTERÍSTICAS MICROCLIMÁTICAS ............................................................. 98
2.6 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL E ANÁLISE ESTATÍSTICA ......................... 98
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................................ 99
4 CONCLUSÕES.................................................................................................................. 112
5 REFERÊNCIAS ................................................................................................................ 113
APÊNDICES..........................................................................................................................120
Apêndice I ......................................................................................................................... ....120
Apêndice II ........................................................................................................................ ...12 1
Apêndice III .......................................................................................................................... 122
CAPÍTULO I
16
1 INTRODUÇÃO
O Brasil possui condições edafoclimáticas favoráveis para a produção comercial de
diversas frutas tropicais nativas e exóticas, entretanto, há necessidade de identificação dos
entraves inerentes a cada espécie e a partir daí proporcionar tecnologias que viabilizem o cultivo
racional, incluindo melhoramento, propagação, manejo, aspectos fitossanitários, pós-colheita e
conhecimento do potencial industrial alimentar, medicinal e cosmético (SACRAMENTO;
BARRETTO, 2012).
O êxito dos projetos de reflorestamentos comerciais ou com fins conservacionistas
depende, dentre outros fatores, da escolha apropriada das espécies, que será tanto mais correta
quanto maior for o conhecimento, principalmente no que se refere à ecologia e ao seu
comportamento silvicultural (CUNHA et al., 2005).
Dentre os processos para plantio e replantio de florestas com alto nível de produção, a
obtenção de mudas de qualidade se destaca como a principal etapa (BOTELHO, 2011). A
qualidade das mudas é fundamental, portanto, para a sobrevivência e o desenvolvimento de
espécies no campo, permitindo a formação de árvores com características desejáveis e obter o
máximo de produtividade, independente da finalidade de cultivo.
A Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk. (Sapindaceae) encontra-se dentre as espécies
florestais nativas do Brasil com elevado potencial, conhecida como pitombeira e cultivada em
pomares domésticos, principalmente nas regiões tropicais do Brasil, com habitat natural na
região Amazônica e na Mata Atlântica (LORENZI et al., 2006). Apresenta grande interesse
ecológico, econômico e medicinal, sendo indicada para o plantio e recuperação de matas
ciliares, consumo in natura dos frutos e na fabricação de compotas, geléias e doces ricos em
vitaminas (VIEIRA; GUSMÃO, 2006).
O armazenamento de sementes é uma ação que significa guardar sementes obtidas numa
determinada ocasião, procurando manter a sua máxima qualidade fisiológica, física e sanitária,
objetivando o seu uso no futuro (MEDEIROS, 2001). Assim, a decisão sobre o tipo de
embalagem e o ambiente de armazenamento são decisivos para manter a germinação das
sementes e o vigor das plântulas por ocasião de semeadura, então, uma vez coletados, os frutos
devem ser despolpados e as sementes postas para secar adequadamente, em seguida
beneficiadas e armazenadas em condições ideais para que não percam seu poder germinativo e
vigor em curto espaço de tempo (PAIVA; GONÇALVES, 2001).
O substrato e o recipiente são os principais fatores envolvidos na formação das mudas,
devendo proporcionar um bom crescimento durante a sua permanência no viveiro (BEZERRA;
17
BEZERRA, 2000). Além disso, a luminosidade assume um papel essencial, tendo em vista a
relação direta deste fator com o ambiente natural da espécie, no entanto, a generalização de uma
única cobertura luminosa para diferentes grupos ecológicos não é o mais adequado, pois as
espécies apresentam comportamentos distintos de acordo com a intensidade luminosa a qual é
submetida (CARON et al., 2010).
Neste contexto, considera-se que o armazenamento das sementes de pitombeira para
posterior produção de mudas, tem sido necessário por ser uma espécie ainda não domesticada
e de crescente interesse socioeconômico, devido ao seu potencial medicinal e econômico. Desta
forma, o presente estudo teve por objetivos verificar a influência do armazenamento na
germinação e vigor das sementes de T. esculenta, recomendando a (s) melhor (es) condição
(ões) para que, quando necessário, as sementes germinem e originem plântulas vigorosas e
avaliar os efeitos dos diferentes substratos, recipientes e níveis de sombreamento na obtenção
de mudas de qualidade desta espécie.
18
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 ESPÉCIE ESTUDADA: Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk.
2.1.1 Origem, aspectos ecológicos e fenológicos
A família Sapindaceae possui distribuição cosmopolita, incluindo cerca de 140 gêneros
e 1600 espécies, ocorrendo 24 gêneros e aproximadamente 400 espécies no Brasil (SOUZA;
LORENZI, 2008). Com relação ao gênero Talisia, cerca de 10 espécies são comestíveis, entre
as quais, a pitombeira (LEDERMAN; BEZERRA; SILVA JÚNIOR, 2012).
A Talisia esculenta apresenta diversos nomes vulgares como grão-de-galo, pitomba,
pitomba-açu, pitomba-da-bahia, pitomba-do-cerrado, pitomba-rana, pitombeira, pitombeiro,
pitombo (BANCO DE DADOS NON WOOD, 1999), pitomba-da-mata, pitomba-de-macaco,
olho-de-boi (LORENZI, 2002) e pitomba-do-norte (LORENZI et al., 2006). O nome pitombeira
se aplica também a outras espécies do mesmo gênero, como T. acutifolia Raldk., T. cerasina
(Benth.) Radlk. e T. cupularis Radlk., todas originárias da Amazônia (BIOMANIA, 2013).
Em outros países, recebe denominações como pitoulier comestible, na França; pitomba,
na Inglaterra, carayá-vola, no Paraguai; caraya-vola, pitomba, pitombeira, na Espanha
(BANCO DE DADOS NON WOOD, 1999). Há registros de sua ocorrência, também, na
Colômbia, Equador, Peru, Paraguai (VILLACHICA, 1996), Bolívia (BIOMANIA, 2013) e
norte da Argentina (FERRÃO, 2001).
Apesar de nativa da mata de terra firme da parte ocidental da região Amazônica e da
Mata Atlântica, desde o Nordeste até o Rio de Janeiro, pode ser encontrada ainda em várzeas,
fundos de vale, em formações secundárias ou no interior de matas primárias. É uma espécie de
clima tropical, adaptada às áreas de clima subtropical, perenifólia ou semidecídua, classificada
quanto à sucessão ecológica como espécie heliófita por Lorenzi et al. (2006), ou clímax
tolerante ao sombreamento (DAVIDE; SILVA, 2008).
No Brasil, encontra-se distribuída da seguinte maneira: Norte (Amazonas, Pará),
Nordeste (Bahia, Ceará, Maranhão, Pernambuco, Piauí), Centro-Oeste (Goiás, Mato Grosso,
Mato Grosso do Sul), Sudeste (Minas Gerais, Rio de Janeiro, São Paulo) e Sul (Paraná). Desta
maneira, abrangendo a Floresta Amazônica, Caatinga, Cerrado e Mata Atlântica (GUARIMNETO; SANTANA; SILVA, 2000; FORZA et al., 2010).
A pitombeira cresce bem em zonas de clima quente e temperado-quente, úmidos com a
temperatura média anual oscilando em torno de 19 a 25ºC e pluviosidade média anual superior
19
a 1000 mm, como no litoral nordestino, onde a pluviosidade chega a ultrapassar os 2000 mm
nos municípios mais chuvosos. Trata-se de uma árvore extremamente rústica, pouco exigente
quanto a solos, desenvolvendo-se bem em solos profundos, permeáveis e bem drenados
(GOMES, 2007), exceto naqueles sazonalmente inundados, substancialmente pedregosos ou
arenosos (FAO, 1986).
Floresce, geralmente, durante os meses de agosto a outubro, podendo se estender até o
início do ano seguinte (LEDERMAN; BEZERRA; SILVA JÚNIOR, 2012). A frutificação
acontece de setembro a fevereiro (FAO, 1986), com maturação a partir de janeiro até julho,
dependendo da região de ocorrência, e pico entre os meses de março e maio (LEDERMAN;
BEZERRA; SILVA JÚNIOR, 2012).
A dispersão dos frutos de T. esculenta é por barocoria ou zoocoria (JUSTINIANO;
FREDERICKSEN, 2000), sendo muito apreciado pela avifauna (ornitocoria), principal
dispersora de suas sementes (FREIRE et al., 2002; ROMAHN, 2007; VIEIRA; GUSMÃO,
2008).
2.1.2 Características Dendrológicas
A T. esculenta é uma árvore com 6 a 12 m de altura, tronco de 30 a 40 cm de diâmetro
(LORENZI, 2002), copa densa (ROMAHN, 2007), muito frondosa, fuste cilíndrico, com ramos
cilíndricos e estriados (GUARIM-NETO; SANTANA; SILVA, 2003) (Figura 1A).
Apresenta crescimento rápido, ritidoma acinzentado, folhas compostas, alternas,
paripinadas, com 2 a 4 pares de folíolos, membranáceos, oblongos ou elípticos, subagudos na
base e brevemente acuminados no ápice, inteiros e glabros (FERRÃO, 2001). Lorenzi (2002)
descreveu o tamanho das folhas variando de 7 a 13 cm de comprimento e 3 a 6 cm de largura.
Produz inflorescência em panículas terminais alongadas e multi-ramificadas, pequenas,
aromáticas, brancas ou levemente rosadas (Figura 1B), com cinco sépalas elípticas, cinco
pétalas ciliadas na metade inferior, denso-vilosas na face interna, oito estames com os filetes
pubescentes, fixados dentro de um disco em torno da base do ovário, antenas apiculadas, ovário
ovóide, pubescente e trilocular (FERRÃO, 2001), com 20 a 35 cm de comprimento, andróginas
(LORENZI et al., 2006).
20
A
B
C
D
E
F
Figura 1. A - exemplar adulto de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk; B inflorescência; C - infrutescência; D - semente com arilo; E - semente sem arilo; Fsemente após secagem. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
Os cachos, com média de 10 a 27 frutos, tipo bagas subglobosas, apiculadas, de
aproximadamente 2,5 cm de comprimento, apresentam pericarpo duro, amarelo a amarelo
acinzentado e quebradiço na ocasião da maturação (FERRÃO, 2001). Os frutos possuem uma
a duas sementes grandes cobertas por arilo fino, suculento e translúcido de sabor acidulado
(LORENZI et al., 2006) (Figuras 1C-D, respectivamente) e coloração róseo-esbranquiçado,
comestível, com cotilédones espessos, superpostos e aproximadamente iguais. Após a retirada
21
do arilo, as sementes apresentam testa avermelhada in vivo e escuras quando secas (Figuras 1EF, respectivamente) (GUARIM-NETO; SANTANA; SILVA, 2003).
2.1.3 Aspectos técnicos e econômicos
Quanto à diversidade genética, a T. esculenta tem sido pouco estudada, sendo uma
espécie não domesticada, com escassas informações técnicas, inclusive sobre propagação
(LEDERMAN; BEZERRA; SILVA JÚNIOR, 2012). Variações na coloração do epicarpo,
forma e tamanho do fruto, espessura do arilo e grau de aderência deste à semente foram
observadas (VILLACHICA, 1996), assim como a relação proporcional da massa de matéria
fresca da pitomba com a quantidade de polpa, indicando potencial para a seleção e
melhoramento genético desta espécie (VIEIRA; GUSMÃO, 2008).
Diante da necessidade de obtenção de mudas de T. esculenta, Góes (2011) resolveu
estudar formas de propagação assexuada por enxertia em pitombeira, dentre os quais borbulhia
em placa e diferentes tipos de garfagem: fenda lateral, topo em fenda cheia, topo à inglesa
simples e topo à inglesa complicada. As mudas foram cultivadas em viveiro com cobertura de
sombrite de 50% de luminosidade e irrigação com sistema de microaspersão, instalada a dois
metros da superfície do solo, cuja lâmina de água aplicada foi suficiente para manter o substrato
sempre úmido, apesar disso, obteve-se índice zero de pegamento dos enxertos.
Assim, observa-se que a propagação da pitombeira é preferencialmente por sementes
(ROMAHN, 2007). No entanto, Villachica (1996) sugere que, para melhorar seu cultivo devem
ser desenvolvidos métodos de propagação vegetativa, especialmente a seleção de plantas de
baixo porte e enxerto, seleção de frutos com arilo espesso, baixa aderência do mesmo às
sementes e brix elevado.
O desenvolvimento das mudas de T. esculenta é moderado (LORENZI, 2002), ficando
disponíveis para o plantio em local definitivo de 4 a 6 meses. Para a produção de mudas desta
espécie, os frutos podem ser colhidos diretamente da árvore ou no chão (DAVIDE; SILVA,
2008) ao iniciar a queda espontânea, porém, quando forem armazenados é conveniente que seja
feita a retirada do arilo (LORENZI, 2002).
Sementes de pitombeira armazenadas por 0, 15, 30 e 60 dias em sacos de papel Kraft
sob condições de laboratório (25 ± 2°C e 68 ± 3% de UR do ar) não germinaram após 30 e 60
dias de armazenamento, apresentando longevidade curta, quando comparado às sementes
recém-colhidas (88% de emergência) (VIEIRA; GUSMÃO, 2008). São consideradas portanto,
22
recalcitrantes, ou seja, a perda de umidade destas sementes pode ocasionar danos que reduzirão
sua viabilidade e vigor, assim é necessária a semeadura logo após a extração dos frutos.
A semeadura de pitombeira deve ocorrer em profundidade entre 2,5 a 3 cm com hilo
para cima ou na vertical (ALVES et al., 2013). Com relação à temperatura e substratos para
testes de germinação, Éder-Silva (2006) recomendou a temperatura alternada de 20-30°C ou
constante de 30°C, enquanto Salomão et al. (2003) indicaram a temperatura de 25°C e o
substrato rolo de papel. A emergência desta espécie ocorre entre 15 e 30 dias após semeadura
e a taxa de germinação geralmente é elevada (LORENZI, 2002).
Para a remoção do arilo da pitomba, pode ser utilizado a fricção das sementes com arilo
em areia ou pó de madeira, bem como fermentação em água com ou sem açúcar por até quatro
dias (CARDOSO, 2011), sendo posteriormente secadas à sombra por até 48 horas (ALVES et
al., 2008). A fermentação das sementes até 96 horas (ÉDER-SILVA, 2006) ou até 105 horas
(ALVES et al., 2009) foram métodos de remoção do arilo que não influenciaram negativamente
na emergência desta espécie.
Os indivíduos adultos da pitombeira, em áreas de ocorrência natural, chega a produzir
até 50 kg de frutos/ano (LEDERMAN; BEZERRA; SILVA JÚNIOR, 2012) e em solos de baixa
fertilidade, sem adubação, cerca de 2 kg/árvore/ano (VILLACHICA, 1996). Além disso, as
árvores podem ser alugadas, com a concessão do proprietário, como ocorre em PernambucoPE,
para
coletarem
todas
as
pitombas
disponíveis,
tanto
as
que
ainda
não amadureceram por completo quanto aquelas efetivamente maduras, apreciado pelo sabor
agridoce (MOTA, 2011).
A comercialização da pitomba está restrita, praticamente, às regiões circunvizinhas às
áreas de produção e em razão de ainda não existirem pomares comerciais e a oferta de frutos
não permite a conquista de novos mercados (LEDERMAN; BEZERRA; SILVA JÚNIOR,
2012). Proporciona, portanto, valorização e divulgação da pitomba nas feiras livres, mercados,
supermercados e ruas, uma vez que é uma espécie cujo valor econômico é considerável para as
regiões Norte e Nordeste do Brasil (SILVA et al., 2004).
De acordo com a Ceasa - Pernambuco (CEASA-PE, 2013), no Recife, foi registrada
uma oferta anual média de 306,7 toneladas de pitomba nos anos de 2009 a 2013 (Apêndice I),
ocorrendo uma oferta mínima de 152 toneladas em 2013 e uma máxima de 431 toneladas em
2009. A oferta da fruta no Nordeste se inicia, aos poucos, em janeiro e se estende até agosto,
onde mais de 90% de toda oferta está concentrada nos meses de abril e julho, com picos de
produção nos meses de abril (23,4%) e maio (31,4%), respectivamente. Já em Belém - PA,
23
segundo Villachica (1996), a safra da pitombeira se concentra de setembro a dezembro, meses
em que, praticamente, não existe oferta de frutos na região Nordeste do Brasil
Pernambuco, possivelmente, é o maior produtor de pitomba, onde está bastante
enraizada à cultura e à tradição local, envolvendo famílias inteiras durante a safra, inclusive
pouco depois da Páscoa quando ocorre a realização da tradicional Festa da Pitomba, no
Município de Jaboatão dos Guararapes, PE (COELHO, 2012). Embora a produção de pitomba
de outros Estados nordestinos seja também comercializada no mercado do Recife, mais de 90%
da oferta registrada na Ceasa-Pernambuco é oriunda das áreas de produção do próprio Estado,
composto pelos municípios da Zona da Mata Pernambucana e do Agreste e, em particular, os
brejos de altitude nela inseridos, constituem as principais áreas de exploração extrativista da
pitomba (LEDERMAN; BEZERRA; SILVA JÚNIOR, 2012).
2.1.4 Utilização
Em 1983, já era observado que, apesar de aparentemente apresentar futuro econômico
incerto, o consumo da pitomba estava aumentando, bem como a sua frequência em pomares no
Brasil (GOMES, 1983). Deste modo, a Articulação Mineira de Agroecologia - AMA (2008)
afirma que tem-se buscado o aproveitamento sustentável de uma grande diversidade de espécies
nativas como a pitombeira, pois traz a perspectiva de geração de renda substancial a diversas
famílias de extrativistas, ao mesmo tempo em que promove a valorização e a conservação da
biodiversidade e dos recursos naturais.
O fruto da pitombeira é usado para consumo in natura, raramente sendo empregada na
elaboração de sucos, licor, doces ou sorvetes, todavia, este uso ampliaria as possibilidades de
comercialização da pitomba, inclusive para o mercado internacional (SILVA et al., 1994). No
entanto, com relação ao mercado externo, as possibilidades são bastante limitadas e depende
das recomendações técnicas para o cultivo, geração de tecnologia para industrialização e
desenvolvimento do hábito de consumo da espécie (VILLACHICA, 1996), uma vez que
apresenta sabor semelhante ao do damasco (Prunus armeniaca L.) (VIEIRA; GUSMÃO,
2006).
As características físico-químicas dos frutos da T. esculenta, possibilitam sua utilização
na indústria de alimentos (ROCHA, 2011), onde o arilo (polpa) contribui, em média, com
38,61% da massa de matéria fresca total do fruto, considerado um bom rendimento (VIEIRA;
GUSMÃO, 2008). Segundo o IBGE (1999), em 100 g de arilo de pitomba pode-se obter: 90,5%
24
de umidade; 34,0 kcal de valor energético; 0,4 g de proteínas; 0,1 g de lipídios; 8,8 g de
glicídios; 2,0 g de fibra; 0,2 g de cinzas; 15,0 mg de cálcio; 9,0 mg de fósforo; 0,8 mg de ferro;
0,04 mg de vitamina B1; 0,04 mg de vitamina B2; 0,5 mg de niacina; 33,0 mg de vitamina C.
De acordo com os resultados das análises do arilo (polpa) da pitomba, Souza et al.
(2012) constataram a presença de diversos metabólitos secundários como flavonas, flavonóides,
xantonas, alcalóides e saponinas, mostrando sua capacidade antioxidante. Mas, conforme o
autor, é preciso pesquisas com a finalidade de quantificar esses elementos presentes, para que
o mesmo possa ser utilizado na indústria de alimentos com o aproveitamento da polpa na
preparação de produtos com alto valor nutricional.
A inibição de crescimento de alguns fungos pode ser alcançada pela T. esculenta,
conforme o Banco de Dados Non Wood (1999), onde Freire et al. (2002) isolaram uma lecitina
das sementes e verificaram que a mesma causou inibição do crescimento dos fungos Fusarium
oxysporum (Fusariose), Colletotrichum lindemuthianum (Antracnose do feijoeiro) e
Saccharomyces cerevisiae (levedura). O mesmo resultado foi obtido pela pesquisa da Dra.
Maria Lígia Macedo (UFMS), citado por Zucchi et al. (2003), que também inibiu o
desenvolvimento dos fungos F. oxysporum e C. lindemuthianum.
A T. esculenta pode ser usada para controlar larvas de alguns insetos (BANCO DE
DADOS NON WOOD, 1999). Isso foi observado em avaliações de antibiose, quando a lecitina
obtida das sementes de T. esculenta causou a mortalidade de 90% dos insetos Callosobruchus
maculatus e Zabrotes subfasciatus (Carunchos do feijão - Coleóptera), quando incorporada em
uma dieta artificial em nível de 2% (MACEDO et al., 2002).
Santos et al. (2008) avaliaram o potencial inseticida dos extratos aquosos de sementes
de T. esculenta sobre Spodoptera frugiperda (J. E. Smith.) (Lepidoptera), importante praga da
lavoura de milho, conhecida por lagarta do cartucho do milho. O resultado do período larval
submetido ao extrato das sementes de pitomba foi de 26,71% de mortalidade e 237,50 mg de
peso médio, mostrando-se mais eficiente do que o controle (11,3% de mortalidade e 293,45 mg
de peso médio).
Vale observar que a T. esculenta está entre as madeiras mais densas do Brasil, possuindo
densidade maior que 1 (D > 1,0), contudo, não são madeiras de lei por não terem boa
estabilidade, rachar e empenar com facilidade e não flutuar (GONZAGA, 2006). Mesmo assim,
a madeira pesada, dura, de textura média é de baixa resistência ao apodrecimento, podendo ser
empregada em caixotaria e carpintaria, em obras internas na construção civil, como forros,
25
molduras, batentes, tábuas para assoalho (LORENZI, 2002), lenha e carvão (CORDEIRO,
2012).
Em 1989, foi observado, numa comunidade localizada no Estado de Alagoas, que as
pessoas utilizavam a T. esculenta para uso medicinal como diurético, antidiarreico, febrífugo e
antirreumático (CAMPELO; RAMALHO, 1989; CRAVO, 1995).
As folhas, usadas na forma de infusão (BANCO DE DADOS NON WOOD, 1999) são
indicados para as “dores nos quadris” e problemas renais (GUARIM-NETO; SANTANA;
SILVA, 2000). Já as sementes são adstringentes e combatem a diabetes, sendo o chá destas, por
meio de infusão, utilizado em problemas de desidratação, e quando cozidas, por decocção,
combatem a diarréia crônica (BANCO DE DADOS NON WOOD, 1999).
Apesar de possuir copa densa, proporcionando uma boa sombra (ROMAHN, 2007), o
que possibilitaria ser cultivada como ornamental para arborização de ruas ou espaços abertos,
como acontece na arborização urbana na cidade de Campina Grande - PB (GUARIM-NETO;
SANTANA, 2000; DANTAS; SOUZA, 2004), não é aconselhável uso de espécies frutíferas
comestíveis nestes locais devido a atividades de depredação.
Além de todas essas utilidades, a seiva do caule da pitombeira é empregada como
ictiotóxica (CRAVO, 1995; VILLACHICA, 1996), sendo comprovado que as folhas e a casca
contêm tanino, substância usada para impedir que o couro, ao ser curtido, apodreça (SEBO e
ACERVO, 2013). Apresenta, também, potencial de uso para produção apícola, produção de
óleos e ceras (SAMPAIO et al., 2005) e recomposição de áreas degradadas (LORENZI, 2002).
2.2 ARMAZENAMENTO
À medida que as civilizações ficaram mais organizadas e complexas o homem passou a
observar que, em certas áreas, a produção de sementes era melhor que em outras de modo que
passam a produzi-las em determinados locais e transportá-las para outros. Nesse momento,
sentiu a necessidade de embalar as sementes para o transporte e de manter a viabilidade durante
o trânsito (MEDEIROS; EIRA, 2006). Então, ao longo do desenvolvimento da tecnologia de
sementes, estudos sobre a manutenção da qualidade de sementes entre o período de
desligamento da planta mãe até a formação de um novo indivíduo tem tido grande destaque
(LUDWIG; SEUS, 2010).
O armazenamento é fundamental na formação de plantios comerciais, pois permite o
uso de espécies vegetais em épocas e locais diferentes da sua origem (KOHAMA et al., 2006),
26
garantindo a demanda de sementes de espécies com produção irregular, onde são abundantes
em alguns anos e escassas em outros (CARNEIRO; AGUIAR, 1993). Logo, a disponibilidade
contínua de sementes viáveis é imprescindível aos programas florestais, como reflorestamentos
e recuperação de áreas degradadas, programas de melhoramento na conservação de
germoplasma por longos períodos, principalmente para as espécies ameaçadas de extinção, e
pesquisas sobre tecnologia e fisiologia de sementes (FLORIANO, 2004; CARVALHO et al.,
2008).
As sementes, quando não tiverem uso imediato, deverão ser conservadas
adequadamente após o beneficiamento para que a sua viabilidade se mantenha (PEREIRA;
SILVA, 2007). No entanto, a qualidade da semente não é melhorada pelo armazenamento,
mesmo sob condições ideais, embora possa ser mantida com o mínimo de deterioração possível
(VILLELA; PERES, 2004). Portanto, o armazenamento tem por objetivo conservar as
sementes, preservando suas qualidades física, fisiológica e sanitária, para posterior semeadura
e obtenção de plantas vigorosas, bem como minimizar a velocidade de deterioração (UFSM,
2004).
Durante o armazenamento, a preocupação principal é a preservação da germinação e
vigor das sementes, sendo que a velocidade das transformações degenerativas depende das
condições às quais são submetidas durante a coleta, beneficiamento e armazenamento
(FOWLER; MARTINS, 2001). Logo, a conservação das sementes até a semeadura pode
interferir na qualidade e na quantidade das plântulas obtidas e, em decorrência, no desempenho
produtivo da população estabelecida no campo (NASCIMENTO; CICERO; NOVEMBRE,
2010).
Um aspecto muito importante a ser considerado refere-se à longevidade natural das
sementes. Esta característica, intrínseca da semente, varia entre as espécies, onde algumas
sementes permanecem viáveis durante anos após sua maturação e outras perdem rapidamente
essa viabilidade (HOPPE et al., 2004). Neste sentido, a classificação de sementes, considerando
o comportamento no armazenamento foi primeiramente proposta por Roberts (1973), quando
estabeleceu duas classes de sementes: ortodoxas e recalcitrantes.
Nas sementes ortodoxas, foram incluídas as espécies que passam por um processo de
secagem ainda dentro do fruto e são liberadas ou colhidas da planta mãe com 20% ou menos
de água (MENDONÇA; DIAS, 2000), podendo posteriormente ser reduzido para 5 a 7% de
umidade, o que possibilita aumento do período de viabilidade (VILLELA; PERES, 2004).
Nesta condição, a semente pode resistir às adversidades do ambiente e, não existindo
27
dormência, reassumirá sua atividade metabólica e germinará, quando forem fornecidas as
condições favoráveis (NEVES, 1994), sendo então, também classificada como tolerantes à
dessecação, pois têm a capacidade de se reidratarem depois da remoção de cerca de 80 a 90%
da água protoplasmática e, com isto, ter seu metabolismo reativado (HOEKSTRA;
GOLOVINIA; BUITINK, 2001).
A maioria das espécies cultivadas (BARBEDO; MARCOS FILHO, 1998; GEMAQUE
et al., 2005) e florestais tropicais, dentre os quais o cubiu (Solanum sessiliflorum Dunal Solanaceae), cumaru (Dipteryx odorata Aubl Willd. - Fabaceae, Faboideae) (SENA;
GARIGLIO, 2008), jucá (Caesalpinia ferrea Mart ex Tul - Fabaceae, Caesalpinioideae),
tamboril (Enterolobium contortisiliquum (Vell.) Morong - Fabaceae, Mimosoideae) e teperebá
(Spondias mombim L. - Anacardiaceae) (CARVALHO; MÜLLER; NASCIMENTO, 2001) são
classificadas como ortodoxas.
Sementes tolerantes à dessecação suportam perdas de água e temperaturas sub-zero,
podendo, portanto, serem conservadas a longo prazo pelos processos convencionais de
armazenamento (NASCIMENTO; MORAES, 2011). Como pré-requisitos básicos apresenta
baixos graus de umidade e baixas temperaturas e umidade relativa, mantendo sua viabilidade
por um maior período de tempo (LÚCIO et al., 2006), sem que haja perdas significativas
(SEIFFERT et al., 2006).
Quando o teor máximo de água nas sementes ortodoxas for de 12% para as não
leguminosas e de 9% para leguminosas, estas sementes podem ser armazenadas por três a cinco
anos, a 10°C e 40% de umidade relativa (UR) do ar ou ainda acondicionar pequenos lotes em
geladeira ou freezers domésticos, desde que secos a um grau entre 5 e 7%, conforme a espécie,
em embalagem hermética (MEDEIROS; EIRA, 2006).
Pouca informação, no entanto, se tem a respeito da conservação de sementes
classificadas como recalcitrantes ou intolerantes à dessecação. Estas sementes não sofrem
secagem natural na planta-matriz (ROBERTS, 1973) e são sensíveis à desidratação, processo
que ocorre lentamente, e por isso são dispersas com grau de umidade relativamente alto
(BERJAK; PAMMENTER, 2000).
Sementes recalcitrantes não suportam, portanto, a secagem abaixo de níveis
relativamente altos (40 a 50%), sem perda de viabilidade, ocorrendo perda drástica ou total da
capacidade de germinação quando o grau de umidade for reduzido para nível igual ou inferior
a 15% (CARVALHO; MÜLLER; NASCIMENTO, 2001), podendo permanecer viável por
apenas algumas semanas ou meses (ALVES; SOUZA, 2011). Então, caso sejam desidratadas a
28
teores de água inferiores a um nível crítico, geralmente elevado, que varia com a espécie,
ocorrerá a perda rápida da viabilidade, podendo levar à morte (ROBERTS, 1973).
As espécies intolerantes à dessecação possuem, também, uma ampla variabilidade no
conteúdo de água na hora da dispersão e na fisiologia pós-colheita, especialmente com relação
à resposta à dessecação, mas, todas são metabolicamente ativas e mostram alterações associadas
à germinação enquanto são armazenadas (PAMMENTER; BERJAK, 2000). No entanto, não
dependem da secagem para adquirir a capacidade germinativa, como ainda apresentam limites
de tolerância a dessecação (BARBEDO; MARCOS FILHO, 1998).
Grande número de espécies da região tropical têm sementes recalcitrantes, o que
ocasiona dificuldade de armazenamento (VIEIRA et al., 2001), principalmente as tropicais
perenes economicamente importantes. As espécies recalcitrantes que possuem os menores
períodos de viabilidade são originárias de regiões tropicais úmidas, onde o ambiente adequado
à germinação é mais ou menos constante ao longo do ano (CHIN; KRISHNAPILLAY;
STANWOOD, 1996).
De acordo com Fonseca; Freire (2003), das 6.721 espécies consideradas de importância
econômica, cerca de 7% possuem sementes que, além de serem sensíveis à dessecação não
toleram armazenamento sob baixas temperaturas, dificultando sua conservação por períodos
prolongados. Dentre estas sementes com comportamento recalcitrante, incluem-se o açaí
(Euterpe oleracea Mart. - Arecaceae), cacau (Theobroma cacao L. - Malvaceae), dendê (Elaeis
guineensis Jacq. - Arecaceae), guaraná (Paullinia cupana Mart. - Sapindaceae), ingá (Inga spp.
- Fabaceae, Mimosoideae), jabuticaba (Myrciaria spp. - Myrtaceae), jenipapo (Genipa
americana L. - Rubiaceae), macadâmia (Macadamia integrifolia Maiden & Betche Proteaceae), mangaba (Hancornia speciosa Gom. - Apocynaceae), pinheiro-do-paraná
(Araucaria angustifolia (Bertol.) Kuntze - Araucariaceae), pitanga (Eugenia uniflora L. Myrtaceae), pupunha (Bactris gasipaes Kunth. - Arecaceae) e seringueira (Hevea
brasiliensis Muell. Arg. - Euphorbiaceae) (COSTA, 2011).
Quanto ao armazenamento, as sementes recalcitrantes apresentam maiores dificuldades
quando comparadas com as ortodoxas, o que faz com que seja necessário armazená-las com
elevado teor de água (NEVES, 1994) e realizada o mais rápido possível a semeadura
(MEDEIROS; EIRA, 2006; SENA; GARIGLIO, 2008). Nessa situação, para a maioria das
espécies recalcitrantes, obtém-se, normalmente, porcentagem de germinação superior a 90%,
embora algumas outras possam requerer grandes períodos de tempo para que se atinja esse
porcentual de germinação (CARVALHO; NASCIMENTO; MÜLLER, 1998).
29
Além da intolerância à dessecação, muitas sementes recalcitrantes de espécies tropicais
são sensíveis ao frio, não tolerando o armazenamento sob temperaturas inferiores a 15°C, o que
impõe graves limitações e desafios na conservação em longo prazo, pois os procedimentos
tradicionalmente empregados para as sementes ortodoxas, que geralmente envolvem a redução
do seu teor de água e o acondicionamento em ambiente refrigerado, poderão causar-lhes danos
irreversíveis, levando à perda da viabilidade. Por outro lado, a manutenção de elevados teores
de água durante o armazenamento de sementes recalcitrantes pode favorecer o desenvolvimento
de microrganismos prejudiciais às sementes ou culminar em sua germinação (COSTA, 2011).
Diversas técnicas são, com frequência, estudadas em busca de melhores condições de
armazenamento, sendo que, o principal método de conservação de sementes é, ainda, a redução
do seu metabolismo, seja através da remoção da água ou da diminuição da temperatura.
Contudo, várias espécies tropicais, principalmente arbóreas nativas do Brasil, são intolerantes
à dessecação aos níveis desejáveis para o armazenamento, o que requer o desenvolvimento de
tecnologias específicas para sua conservação (KOHAMA et al. 2006).
Métodos de armazenamento de sementes recalcitrantes têm sido pesquisados, sendo os
melhores resultados aqueles que levam em consideração fatores limitantes, ou seja, evitam a
perda de água, realizam tratamento preventivo contra microrganismos, inibem a germinação
durante o armazenamento (ARAÚJO; SILVA, 2000) e mantém suprimento adequado de
oxigênio às sementes. Considerando-se a dificuldade de armazenamento de sementes
recalcitrantes a longo prazo, estratégias de conservação in situ dessas espécies também devem
ser levadas em consideração, como forma de garantir a preservação e conservação do
patrimônio genético (COSTA, 2011).
Como alternativas, há a possibilidade de se recorrer à desidratação parcial das sementes
intolerantes à dessecação e seu acondicionamento em embalagens resistentes às trocas de
umidade com o ambiente, mas que permitam a respiração das sementes; a estratificação das
sementes em substrato higroscópico umedecido, como areia, serragem, vermiculita ou pó de
carvão vegetal; e a criopreservação dos embriões excisados das sementes (COSTA, 2009).
Além das categorias de sementes descritas por Roberts (1973), ortodoxas e
recalcitrantes, criou-se uma terceira divisão para aquelas de comportamento intermediário, ou
seja sobrevivem sob secagem moderada. Essas sementes podem ser armazenadas por um tempo
razoável, desde que as condições do ambiente e de embalagens sejam bem definidas
(SEIFFERT et al., 2006), toleram a secagem até certo ponto (10 a 12% de umidade) e perdem
a viabilidade quando armazenadas a baixas temperaturas (-18°C), diferentemente das sementes
30
de comportamento recalcitrante que não toleram a secagem, nem armazenamento a baixas
temperaturas, perdendo a viabilidade rapidamente (DAVIDE; SILVA, 2008).
Todas as etapas pelas quais as sementes passam antes, durante e após a colheita, afetam
o seu potencial de armazenamento (SENA; GARIGLIO, 2008). A qualidade das sementes
florestais produzidas é, portanto, resultado dos métodos de colheita, extração, secagem,
beneficiamento e armazenamento, e dentre estes, o mais adequado depende das particularidades
de cada espécie, da tecnologia disponível e dos recursos a serem aplicados no processo
(FLORES et al., 2011), de maneira a conferir aos lotes de sementes boa qualidade e
características apropriadas para a comercialização (BINOTTO, 2004).
O conhecimento do comportamento das sementes no armazenamento permite a
utilização de condições adequadas para a conservação da viabilidade após a colheita, elaboração
de programas para a coleta e conservação de bancos de germoplasma a longo prazo (DAVIDE
et al., 2003), e o processamento das sementes, por parte de viveiristas, visando à formação de
mudas (CARVALHO; MÜLLER; NASCIMENTO, 2001).
2.2.1 Embalagem e ambiente de armazenamento
A conservação das sementes está também relacionada ao tipo de embalagem utilizada,
no que diz respeito a maior ou menor facilidade que apresentam para as trocas de vapor d’água
entre as sementes e a atmosfera do ambiente em que foi armazenada (MARCOS FILHO, 2005),
assumindo um papel importante na manutenção do vigor e viabilidade durante o
armazenamento (MEDEIROS; ZANON, 2000).
A embalagem serve para manter separados os diferentes lotes de sementes, protegendoos contra insetos e animais, facilitar o manejo e aproveitar melhor o espaço no ambiente de
armazenamento, mas sua escolha vai depender da natureza da semente, do método, tempo
(POPINIGIS, 1985) e finalidade de conservação. Devem, portanto, ajudar a diminuir a
velocidade do processo de deterioração, mantendo o teor de água inicial das sementes
armazenadas, com intuito de reduzir a respiração (TONIN; PEREZ, 2006).
Conforme Medeiros; Eira (2006), em relação à permeabilidade, as embalagens são
classificadas em três tipos: permeáveis - aquelas que permitem a troca de vapor d’água entre as
sementes e o ambiente externo circundante e não protegem as sementes contra os insetos, como
os sacos de pano, sacos plásticos perfurados e sacos de papel; semipermeáveis - embora
restrinjam a passagem de água, permitem a troca de vapor d’água entre as sementes e o meio
31
externo, como os sacos plásticos de 100 a 250 micras; e impermeáveis - são as embalagens
herméticas que não permitem a troca de vapores de água, como os sacos ou envelopes
trifoliados de polietileno/alumínio/polietileno seláveis a calor, latas de alumínio, recipientes de
alumínio com tampa rosqueável e anel de borracha para vedação, recipientes de vidro com anel
de borracha para vedação da tampa.
O sucesso para se armazenar sementes vai depender das características de cada espécie
quanto ao teor de água das sementes a ser mantido durante o armazenamento, da temperatura e
umidade do local onde elas estão sendo armazenadas (CARVALHO; NAKAGAWA, 2012;
MARCOS FILHO, 2005). Como a conservação de sementes recalcitrantes depende da
manutenção do seu teor de água em níveis elevados e constantes, a escolha da embalagem está
relacionada, principalmente, à umidade relativa do ar sob as quais as sementes ficarão
armazenadas (FONSECA; FREIRE, 2003).
As sementes, dependendo das características, se ortodoxas ou recalcitrantes, podem ser
armazenadas em diferentes ambientes como: câmaras secas, onde é possível controlar a
umidade e a temperatura do ar, ou em lugares bem secos e frios (SENA; GARIGLIO, 2008);
câmara fria, conservando as sementes sob temperatura controlada, geralmente inferior a 10 ᵒC;
(VILLELA; PERES, 2004); câmara fria e seca, que reúne em uma só as duas condições (VIERA
et al., 2001); sob temperatura ambiente, em geladeira ou freezer (SALOMÃO et al., 2003).
As condições de armazenamento variam com o período de tempo no qual as sementes
ficarão estocadas (AGUIAR, 1995). E este tempo de estocagem, associado a diferentes tipos de
embalagens, são fundamentais na preservação da viabilidade e vigor, uma vez que cada espécie
pode apresentar comportamento diferenciado diante de condições semelhantes (SOUZA et al.,
2011).
A melhor conservação de sementes de Myracrodruon urundeuva Fr. All. (aroeira-dosertão - Anacardiaceae) foi obtida com o acondicionamento em sacos de papel Kraft, pano de
algodão, plástico ou papel alumínio, e manutenção em geladeira (6 ± 2ºC) ou freezer (-20 ±
2ºC), podendo também ser conservadas embaladas em papel ou alumínio, quando estocadas em
câmara fria (8 ± 2ºC), por 240 dias (GUEDES et al., 2012). Para as sementes de pitangueira
(Eugenia uniflora L. - Myrtaceae), armazenadas por 21 dias em sacos de papel Kraft, o
ambiente natural de laboratório (26,4 ± 2ºC; 76% UR do ar), geladeira (4ºC; 80% UR do ar,
constantes) e câmara fria (18,5 ± 1ºC; 71% UR do ar) não influenciaram na umidade e no poder
germinativo, mas ocorreu decréscimo linear da germinação em função do período de
armazenamento (FACHIN et al., 2012).
32
Para que a longevidade das sementes seja a maior possível, dentro do limite de cada
espécie, é necessário fazer o seu armazenamento em condições adequadas. Assim, as sementes
utilizadas para a produção de mudas devem ser mantidas íntegras e viáveis, sobretudo quando
a semeadura não ocorre imediatamente após a maturação e colheita (SEIFFERT et al., 2006).
As condições de armazenamento para algumas sementes das espécies exóticas foram
estabelecidas, a exemplo das sementes de pinus (Pinus elliottii Engelm - Pinaceae) e eucalipto
(Eucalyptus spp. - Myrtaceae) (CARNEIRO; AGUIAR, 1993). No entanto, para espécies
nativas ainda são poucas informações, principalmente para as recalcitrantes. Diante disso, mais
estudos sobre a tecnologia de sementes de espécies nativas podem ser um modelo efetivo para
obtenção de sementes de qualidade fisiológica superior, com custos reduzidos, viabilizando sua
comercialização (FLORES et al., 2011).
2.3 PRODUÇÃO MUDAS
Existe no Brasil grande quantidade de áreas aptas à inserção de florestas e agroflorestas,
extensas áreas degradas, bem como de Reserva Legal, que devem ser, preferencialmente,
recompostas e manejadas com espécies da flora Brasileira. Mesmo existindo mercado interno
e externo atrativos, as produções de madeira e outros produtos não-madeireiros, originados de
espécies florestais da flora Brasileira vem sendo obtidos, quase que exclusivamente, a partir da
exploração insustentável dos recursos das florestas naturais, não ocorrendo reflorestamento
com as espécies utilizadas, como seria desejável (BRASIL, 2006).
A lei de incentivos fiscais ao florestamento e reflorestamento no Brasil despertou
interesse de inúmeras empresas para esse campo de atividades (SIMÕES, 1970), onde tem sido
explorado o potencial das espécies nativas regionais, supostamente melhor adaptadas às
condições edafoclimáticas, o que facilita o restabelecimento do equilíbrio entre a fauna e a flora
(FERNANDES et al., 2000). O plantio de mudas se destaca como uma das técnicas mais
utilizadas, por apresentar melhores resultados, como menor tempo e maior garantia de sucesso
no reflorestamento (SANTOS; QUEIROZ, 2011), pois representa o início de uma cadeia de
operações que visam o estabelecimento de florestas e povoamentos, estando o sucesso da
implantação e da produção florestal diretamente relacionados com a qualidade das operações
de viveiro e a produção das mudas (SCHORN; FORMENTO, 2003).
Todo o setor produtivo de sementes e mudas do Brasil foi regulamentado pelo Decreto
nº 5.153, de 23 de julho de 2004, que aprovou o Regulamento da Lei nº 10.711, de 5 de agosto
33
de 2003, que dispõe sobre o Sistema Nacional de Sementes e Mudas (SNSM), onde é firmado
que todas as ações decorrentes das atividades previstas no Regulamento deverão ser exercidas
pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - MAPA, dentro da competência
prevista no art. 5 da Lei (MAPA, 2004).
Também devem ser levados em consideração a Instrução Normativa MAPA nº 9 de 02
de junho de 2005 (MAPA, 2005a), que aprova as Normas para Produção, Comercialização e
Utilização de Sementes, e a Instrução Normativa nº 24 de 16 de dezembro de 2005 (MAPA,
2005b) que aprova as Normas para a Produção, Comercialização e Utilização de Mudas. E, no
caso específico de produção de mudas de espécies florestais nativas, deve-se observar ainda, o
capítulo XII do Decreto 5.153 de 23 de julho 2004, que trata das espécies florestais, nativas ou
exóticas, e das de interesse medicinal ou ambiental (MAPA, 2004).
A
necessidade
de
recomposição
de
ecossistemas
degradados
demanda
o
desenvolvimento de tecnologias e produção de mudas nativas, envolvendo a identificação
botânica das espécies, métodos de colheita, beneficiamento e armazenamento de sementes,
mecanismos de dormência e germinação de sementes, embalagens, substrato e manejo das
mudas (VÁZQUEZ-YANES; OROZCO-SEGOVIA, 1993). Mudas estas, produzidas com
baixo custo e qualidade morfofisiológica, capaz de atender aos objetivos dos plantios (JOSÉ;
DAVIDE; OLIVEIRA, 2005).
2.3.1 Qualidade das mudas
Para o setor florestal, a busca pela qualidade em suas atividades e produtos vem se
tornando uma prática de extrema importância (DUTRA, 2010). Os programas de implantação,
recomposição e revitalização de florestas nativas, bem como arborização de ruas (SCREMINDIAS et al., 2006), só terão sucesso garantido quando os métodos e sistemas empregados pelos
viveiristas priorizarem a produção de mudas com qualidade e baixo custo (FONSECA et al.,
2002), logo, a necessidade de produção de mudas em escala comercial tem levado à
multiplicação de viveiros e a adoção de sistemas mecanizados de produção (SCHORN;
FORMENTO, 2003).
A obtenção de mudas de qualidade antes do plantio definitivo é importante para o
silvicultor, podendo ser alcançado de maneira prática e rápida observando-se parâmetros
morfológicos (FONSECA et al., 2002), ou ainda por parâmetros fisiológicos que são de difícil
mensuração e análise em viveiros florestais (GOMES, 2001). Dentre os parâmetros
34
morfológicos, destacam-se a altura da parte aérea, comprimento do sistema radicular, diâmetro
do coleto, proporção entre partes aérea e radicular, proporção entre diâmetro e altura, pesos de
massa seca e verde das partes aérea e radicular, rigidez da parte aérea e aspectos nutricionais
(PAIVA; GOMES, 2000). Apesar disso, ainda são necessárias definições mais concretas para
responder às exigências quanto à sobrevivência e ao crescimento, diante das adversidades
encontradas no campo após o plantio (GOMES et al., 2002).
Para a realização de práticas de reflorestamento, é necessário a disponibilidade de uma
grande variedade de mudas ou sementes de espécies nativas, mas nem sempre os viveiros
conseguem atender esta demanda (SANTOS; QUEIROZ, 2011). A estrutura e organização dos
viveiros, portanto, são extremamente importantes, produzindo mudas de espécies adequadas
em quantidade necessária à demanda e obtendo excelente qualidade na produção das mudas
com menor custo possível (SCREMIN-DIAS et al., 2006).
A produção de mudas a partir de sementes pode ser realizada em regiões e épocas
distintas devido à fácil conservação das sementes da grande maioria das espécies ao longo do
tempo (SENA; GARIGLIO, 2008). A demanda por sementes ou mudas de espécies florestais
nativas vem sendo crescente (SARMENTO; VILLELA, 2010), considerando-se que a grande
maioria é propagada por sementes, a boa formação das mudas depende dentre outros fatores da
qualidade e do poder germinativo da semente utilizada (REGO et al., 2009), já que vai refletir
no crescimento futuro das árvores e pode interferir na produtividade da floresta (SOUZA;
BARROSO; CARNEIRO, 2010).
A propagação por sementes é realizada na produção de mudas do tipo pé-franco ou porta
enxertos, quando os meios de propagação vegetativa não são possíveis, e em programas de
hibridação, visando à obtenção de novas variedades, formando plantas vigorosas e de maior
longevidade, dotadas de sistema radicular abundante e profundo (GÓES, 2011). Então, a
utilização de sementes de alta qualidade é importante para qualquer programa de produção de
mudas, plantios comerciais e reabilitação de florestas, bem como para a conservação de
recursos genéticos (NOGUEIRA; MEDEIROS, 2007).
O desempenho das mudas no viveiro é importante, visto que o uso de mudas de melhor
padrão de qualidade resulta no aumento da porcentagem de sobrevivência, das mesmas,
diminuindo deste modo, a frequência dos tratos culturais de manutenção do povoamento recém
implantado, garantindo um produto de boa qualidade e com menor custo (ALVES et al., 2005).
Deste modo, no viveiro, várias práticas podem alterar as características morfofisiológicas das
plantas e, por meio delas, torna-se possível a seleção dos indivíduos mais vigorosos (DUTRA,
35
2010), destacando-se a escolha do volume e tipo de substrato, fertilização, luminosidade,
técnicas de produção e manejo (GOMES, 2001).
A produção de mudas florestais, em qualidade e quantidade, é uma das fases mais
importantes para o estabelecimento de bons povoamentos com espécies nativas (CALDEIRA
et al., 2008). Com esse intuito, pesquisas científicas e avanços técnicos têm sido realizados com
o objetivo de assegurar boa adaptação e crescimento das mudas após o plantio (ARAÚJO et al.,
2007). Para que isso ocorra, no entanto, é necessário avaliar a qualidade física e genética das
sementes, época e profundidade de semeadura, substratos, recipientes, entre outros
(FAVALESSA, 2011).
A procura cada vez maior por mudas de espécies florestais a um menor custo fez com
que a qualidade das mudas fosse relegada a segundo plano (ANEVAN, 2009). Dentro deste
contexto, observa-se que na obtenção de mudas com menores perdas qualitativas e quantitativas
possíveis, a custos reduzidos, é necessário uma constante atualização dos profissionais que
atuam nesta atividade, buscando novas tecnologias para produção mais rápida das mudas sem
redução do vigor destas, garantindo o estande inicial desejado.
2.3.2 Substratos
O substrato é um fator importante para o desenvolvimento das mudas, onde diferentes
formulações garantem mudas de boa qualidade, desde que sejam fornecidas água e nutrientes
em quantidades adequadas (DUARTE; NUNES, 2012).
A Legislação Brasileira sobre fertilizantes (Decreto nº 4.954 de 14 de janeiro de 2004)
define substrato como o produto usado para meio de crescimento de plantas (BRASIL, 2004),
já Kämpf; Takane; Siqueira (2006) o consideram como o meio poroso onde se desenvolvem as
raízes das plantas cultivadas fora do solo. O substrato deve garantir o desenvolvimento de uma
planta com qualidade, em curto período de tempo e baixo custo (CUNHA et al., 2006), sendo
sua principal função fornecer sustentação, nutrientes, água e oxigênio à planta (SCHORN;
FORMENTO, 2003).
A escolha do substrato deve ser feita levando em consideração as características físicas
e químicas exigidas pela espécie e aspectos econômicos, pois, além de propiciar adequado
crescimento à planta, o material utilizado na composição do substrato deve ser abundante na
região e ter baixo custo (LANG; BOTREL, 2008). De acordo com Sturion; Graça; Antunes
36
(2000), o substrato deve apresentar também uma estrutura que não dificulte a retirada das mudas
por ocasião do plantio e que não se destorroe.
Do ponto de vista físico, o substrato deve possibilitar adequada aeração, agregação e
crescimento do sistema radicular (LIMA et al., 2006), ser uniforme em sua composição, ter
baixa densidade, ser poroso e apresentar boa capacidade de retenção de água (GONÇALVES,
1995). A característica física do substrato é mais importante, por ser utilizado no estádio de
desenvolvimento em que a planta é muito suscetível ao ataque por microorganismos e pouco
tolerante ao déficit hídrico (CUNHA et al., 2006).
Com relação às propriedades químicas, estas podem ser manuseadas pelo técnico com
mais facilidade do que as características físicas (SCHORN; FORMENTO, 2003). Os problemas
mais comuns na produção de mudas se referem às condições de acidez excessiva do substrato,
seja atuando sobre as plantas, diretamente causando injúrias ou, indiretamente, afetando a
disponibilidade de nutrientes e atividade de micorrizas, ou aumentando a infecção por alguns
patógenos (SANTOS et al., 2000). Além disso, o substrato também deve apresentar adequada
capacidade de troca catiônica (CTC) e qualidade sanitária, estando isento de pragas, de
organismos patogênicos e de sementes de plantas daninhas (GONÇALVES, 1995).
O substrato ideal vai depender da característica e necessidade de cada espécie
(DUARTE; NUNES, 2012), mas todos são compostos por três fases, sendo elas sólida
(constituído de partículas minerais e orgânicas), líquida (formada pela água, na qual se
encontram os nutrientes, sendo chamada de solução do solo) e gasosa (constituída pelo ar, a
atmosfera do substrato) (FAVALESSA, 2011). Estes dois últimos, no entanto, são inteiramente
dependentes dos espaços livres no substrato (macro e microporos) (SCHORN; FORMENTO,
2003).
A germinação e a iniciação radicular estão diretamente relacionadas com a
macroporosidade, e a retenção de água e disponibilidade de nutrientes, com a microporosidade
e superfície específica do substrato (CALDEIRA; SCHUMACHER; TEDESCO, 2000). Por
isso, a formação de mudas florestais de alto padrão de qualidade está envolvida com o nível de
eficiência dos substratos, pois a germinação de sementes, iniciação radicular, drenagem,
retenção de água, disponibilidade balanceada de nutrientes, manejo e condução do viveiro são
altamente interligados (FAVALESSA, 2011).
37
2.3.2.1 Tipos de substratos
Para a produção de mudas, os substratos podem ser formados por um único material, ou
pela combinação de diferentes tipos de materiais (WENDLING; GATTO, 2002), entretanto, se
justifica o uso de, no máximo, três componentes em uma mistura (GONÇALVES et al., 2000),
pois, caso contrário, ocorreriam maiores custos e, consequentemente, menor viabilidade
econômica (DUTRA, 2010). Conforme Bezerra; Bezerra (2000), estes materiais podem ter
diversas origens, ou seja, animal (esterco, húmus, etc.), vegetal (tortas, bagaços, xaxim,
serragem, etc.), mineral (vermiculita, perlita, areia, etc.) e artificial (espuma fenólica, isopor,
etc.).
Praticamente, incorpora-se certa porção de vermiculita a todos estes substratos, 30 a
40% da mistura do substrato (FILGUEIRA, 2003), proporcionando leveza, capacidade de
absorção de água, estabilidade e agregação das partículas (SCREMIN-DIAS et al., 2006). Estas
características são conferidas aos substratos devido à vermiculita expandida apresentar baixa
densidade (0,15 a 0,25 g/cm3) e grande área superficial específica, ser inerte, adsorvente, muito
poroso (OLIVEIRA; UGARTE, 2004), com alta capacidade de troca catiônica (CTC), retendo
até cinco vezes o seu volume em água (FILGUEIRA, 2003) e ser livre de patógenos, podendo
ser usada pura ou misturada para promover aeração e porosidade a outros substratos menos
porosos (WENDLING; GATTO, 2002).
Apesar do mercado ter disponível diferentes substratos comerciais para produção de
mudas, o seu uso pode-se tornar inviável economicamente (CUNHA et al., 2006). Então, com
o crescente desenvolvimento de uma consciência ambiental e a busca por alternativas
econômica e tecnicamente viáveis, o reaproveitamento de resíduos e o uso de compostos
orgânicos se tornaram alvo de pesquisas para incorporação desses insumos na composição dos
substratos (DUTRA et al., 2013).
Desse modo, é necessário testar substratos de fácil aquisição e alternativos aos
comerciais para reduzir os custos da produção de mudas (TONACO et al., 2010), sendo estes
abundantes na região onde as mudas serão produzidas, facilitando a obtenção do material, o seu
transporte e garantia de economia financeira como ocorre com os resíduos de coco e cana-deaçúcar. Desta maneira, reduz-se os resíduos ambientais e consumo de insumos externos,
tornando o sistema de produção mais acessível a todos os produtores interessados nas atividades
silviculturais.
38
A fibra de coco, originada do desfibramento industrial das cascas de coco (ROSA et al.,
2002) é um meio de cultivo 100% natural, abundante, biodegradável, com baixo custo para o
produtor, indicado para germinação de sementes e propagação de plantas em viveiro (ROSA et
al., 2001; CARRIJO; LIZ; MAKISHIMA, 2002). O substrato é leve e homogêneo, intercalado
por fibrilas, de elevada porosidade total (94-96%) e capacidade de aeração (20-30%), boa
capacidade de retenção de água (cerca de três a quatro vezes o seu peso), e altas características
de molhabilidade e estabilidade física, o que traz grandes vantagens no manejo da irrigação
para o produtor (WENDLING; GATTO, 2002).
O bagaço de cana-de-açúcar, resíduo da cana após a moagem (SILVA; GOMES;
ALSINA, 2007), é o resíduo agroindustrial obtido em maior quantidade no Brasil, estimando
que a cada ano sejam produzidos de 5 a 12 milhões de toneladas desse material, o que
corresponde a cerca de 30% do total da cana moída (FINZER et al., 2009). É um material
promissor para formulação de substratos, por se tratar de um resíduo amplamente disponível e
manter estáveis suas características físicas, por um período suficientemente longo para que
possa ser utilizado na produção de mudas (SOUZA et al., 2008), evitando assim, que a dinâmica
substrato-planta seja afetada devido às variações na densidade do material (SILVA et al., 2008).
Segundo Wetzel et al. (2011), as plantas nativas são muito diferentes em termos de
fertilidade dos solos, porém a maioria das espécies respondem favoravelmente à adubação com
matéria orgânica. A adição de material orgânico da própria fazenda (esterco, camas de galinha,
e restos vegetais) ao substrato comercial, constitui-se numa alternativa de substrato de
qualidade, menor custo e fácil manejo (SILVA, 2010).
Composto orgânico é todo material resultante da compostagem de materiais orgânicos,
seja de origem animal ou vegetal, podendo-se citar o lixo doméstico, lodo de esgoto
(biossólido), serragem, esterco, folhas, casca de árvores, resíduos de agroindústrias
(FAVALESSA, 2011). Desse modo, pode-se tornar estes materiais, que provavelmente seriam
descartados, em um substrato orgânico de boa qualidade, desde que bem decompostos e
manuseados corretamente, evitando que seu acúmulo se torne um problema ambiental.
A utilização de matéria orgânica, na composição do substrato, contribui para melhorar
as suas condições biológicas, estimulando os processos microbianos (ARTHUR et al., 2007;
SANTOS et al., 2011). Favorece, também as propriedades físico-químicas como capacidade de
troca de cátions, formação de complexos e quelatos, com numerosos íons, e na capacidade de
retenção de umidade (CALEGARI, 1998 apud ANEVAN, 2009).
39
As fontes mais comuns de nutrientes e mais frequentes na composição de substrato são
representadas pelos resíduos de culturas, estercos e compostos. Entre eles, o esterco bovino é o
mais usado e tem-se obtido bons resultados na produção de mudas de espécies florestais
(CARVALHO FILHO et al., 2004), como pode-se constatar por Costa et al. (2005) para o
jenipapo (Genipa americana L. - Rubiaceae), onde dentre os substratos avaliados, aqueles à
base de terra preta e esterco bovino, na proporção de 1:1, e de terra preta, casca de arroz
carbonizada e esterco bovino, na proporção de 1:1:1, garantiram maior crescimento às mudas.
Trazzi et al. (2012), avaliando diferentes proporções de esterco bovino, cama de frango
e esterco de codorna (15, 25 ou 35%), adicionados a 25% de substrato comercial, observaram
que os estercos animais proporcionaram melhoria nos atributos químicos dos substratos,
aumentando os teores totais e disponíveis de nutrientes e a capacidade de troca de cátions, soma
de bases e saturação por bases, à medida que se elevou a proporção dos estercos no substrato.
Nos atributos físicos desses substratos, foi possível verificar que, à medida que se aumentou a
proporção dos estercos nos tratamentos, houve elevação na macroporosidade dos substratos e,
também ocorreu diminuição da densidade aparente do substrato, quando foi usada cama de
frango como componente do substrato.
O uso do esterco como fertilizante depende de vários fatores, dentre os quais, o grau de
decomposição em que se encontra e dos teores dos elementos essenciais que a planta necessita
(PAIVA; GONÇALVES, 2001). É portanto, aconselhável a utilização de substratos orgânicos
que possuam características adequadas à espécie cultivada, a fim de reduzir o tempo de viveiro
e diminuir a necessidade de aplicação de fertilizantes químicos e defensivos agrícolas
(FERMINO; KAMPF, 2003).
Outro material orgânico de boa qualidade para a produção de mudas são os resultantes
da poda e remoção das árvores localizadas nas ruas, avenidas, canteiros centrais e praças, que
são depositados em aterros sanitários e, em alguns casos, são queimados. Resultados obtidos
por Baratta Júnior (2007); Moraes Júnior; Braz; Kanashiro Júnior (2008); e, Baratta Júnior;
Magalhães (2010) mostraram que o composto obtido por este processo apresenta características
favoráveis, tornando possível seu uso na composição de substratos para produção de mudas de
diferentes espécies.
A escolha e manejo corretos do substrato são de suma importância para a obtenção de
mudas de qualidade (BEZERRA; BEZERRA, 2000). Os materiais a serem usados para
formação do substrato busca corrigir as deficiências de cada componente, uma vez que
dificilmente uma matéria-prima apresenta todas as propriedades, e sem este processo podem
40
ser ocasionadas insatisfações com o substrato resultante (KÄMPF; TAKANE; SIQUEIRA,
2006). Desse modo, a opção por adquirir um substrato pronto ou formular o seu próprio
substrato envolve uma série de fatores, dentre os quais, destaca-se o custo, podendo o produtor
optar por utilizar materiais disponíveis e de baixo custo (SCREMIN-DIAS et al., 2006).
Como não existe um substrato adequado às necessidades de todas as espécies,
principalmente as florestais nativas, os pesquisadores procuram maximizar a contribuição
científica, estudando a influência de diferentes proporções de substratos na emergência e
desenvolvimento destas espécies. Essas pesquisas são de extrema importância, já que alguns
substratos, envolvendo compostos orgânicos, poderão ser fontes de nutrientes e atuarão
diretamente sobre o crescimento e desenvolvimento das plantas.
2.3.3 Recipientes
A produção de mudas em recipiente permitiu o aumento da produtividade e a
padronização dos produtos, pelo melhor controle das condições e fatores de crescimento
vegetal, tornando-se rentável, mesmo em pequenas áreas de cultivo (KÄMPF; TAKANE;
SIQUEIRA, 2006). Apesar do avanço nas técnicas de produção de mudas, existem muitos
problemas a serem solucionados, principalmente no que se refere ao desenvolvimento do
sistema radicular das mudas em função das características dos recipientes utilizados
(OLIVEIRA; MEDEIROS FILHO; BEZERRA, 2011).
Dentre as diversas vantagens de produzir mudas em recipientes, pode-se citar o controle
mais eficiente da nutrição, proteção das raízes contra danos mecânicos e desidratação,
possibilidade de produção de mudas de melhor qualidade (GOMES et al., 2003), maior rapidez
na formação de mudas, maior taxa de sobrevivência após o plantio definitivo e possibilidade de
plantar mudas durante todas as épocas do ano, sem necessidade de preparação de canteiro ou
sementeiras. Mas, também apresenta desvantagens, como maior necessidade de mão-de-obra,
custo de aquisição, possibilidade de enovelamento de raízes, necessidade de remoção de
embalagem antes do plantio e formação de mudas bastante pesadas, dependendo do recipiente
(WENDLING et al., 2001).
Inúmeros tipos de recipientes são encontrados no mercado, ou mesmo possíveis de
serem confeccionados no próprio viveiro, sendo os sacos plásticos pretos, as bandejas de
plástico ou de isopor e os tubetes de plástico rígido os mais utilizados (WENDLING; DUTRA;
GROSSI, 2006; DAVIDE; SILVA, 2008). O tipo e o volume do recipiente utilizado para a
41
produção de mudas influencia diretamente no tamanho, na forma, tipo e eficiência radicular, e
consequentemente, no estabelecimento e competição de uma espécie florestal em determinado
ambiente (MATTEI, 1999).
Os recipientes tipo saco plástico são mais aplicáveis a programas de produção em
pequena escala, como viveiros comunitários para espécies do Cerrado e da Caatinga, que
apresentam mudas com espessamento e/ou outras estruturas adaptativas ao bioma de origem. A
sua principal vantagem é o menor investimento inicial na implantação do viveiro, no entanto,
pode ocorrer o enovelamento de raízes, aumento do custo de transporte, enchimento manual
dos substratos, risco de acidentes com animais peçonhentos, dificuldade na retirada da
embalagem retardando o plantio, problemas ergonômicos na produção e plantio, e maior
incidência de contaminação fúngica (DAVIDE; SILVA, 2008).
Os sacos plásticos têm sido os mais usados em viveiros para arborização urbana pela
maior durabilidade, menor preço, elevado rendimento e fácil manuseio das mudas nos viveiros
(PAIVA; GONÇALVES, 2001). Nos plantios em áreas degradadas, têm-se preferido, também,
mudas com maiores dimensões, elevado crescimento inicial e sobrevivência após plantio
obtidas através do uso de sacos plásticos de grande volume, diferentemente dos tubetes que,
provavelmente, pela falta de conhecimento necessário, ocasiona mudas de baixa qualidade
(JOSÉ; DAVIDE; OLIVEIRA, 2005).
O emprego do recipiente tubete iniciou-se nos Estados Unidos, por volta de 1970,
atraindo os produtores florestais, principalmente por sua economia e automação do sistema de
produção de mudas (DAVIDE; SILVA, 2008). No Brasil, foi introduzido na década de 80
(CAMPINHOS JÚNIOR; IKEMORI, 1983), mas o mercado já oferece tamanhos e formas
diferenciadas de tubetes, indicados para várias espécies, apesar de ocorrer carência de
informações para produção de mudas, até mesmo para as espécies mais pesquisadas nesse tipo
de recipiente, como eucalipto (GOMES, 2001).
A utilização do tubete nas empresas florestais é justificada, pois necessitam produzir
grandes quantidades de mudas em menor tempo, com relativo baixo custo e no padrão de
qualidade exigido, além de permitir economia financeira através da mecanização do processo
de produção de mudas (GOMES et al., 2003). Diante disso, o sistema de produção de mudas
de espécies florestais, por tubetes, abre perspectivas para o plantio mecanizado das mudas no
campo (SIMÕES, 1989) e, por serem instalados em viveiros suspensos, apresentam menor
probabilidade de ocorrência de pragas, geralmente associados ao solo (WETZEL et al., 2011).
42
O tubete, pelas vantagens que apresenta, vem substituindo rapidamente o saco plástico
para a formação de mudas nas empresas florestais brasileiras, onde foi utilizado inicialmente
para estacas enraizadas e amplamente destinado para produção de mudas a partir de sementes
(SIMÕES, 1989). Dentre estas vantagens, tem-se a possibilidade de reutilização, melhor
qualidade do sistema radicular sem que haja enovelamento, maior facilidade de transporte de
mudas, melhores condições de trabalho, maior possibilidade de mecanização e menor gasto de
substrato (WENDLING et al., 2001). No entanto, tem como desvantagem o custo elevado de
implantação e a lixiviação de nutrientes, tanto pela chuva como por irrigação, ocasionando a
necessidade de reposição de nutrientes em maior escala (DAVIDE; SILVA, 2008).
A escolha do tipo de recipiente a ser utilizado é função do seu custo de aquisição, das
vantagens na operação, tais como, durabilidade, possibilidade de reaproveitamento, área
ocupada no viveiro, facilidade de movimentação e transporte e de suas características para a
formação de mudas de boa qualidade (MACEDO, 1993). Alguns aspectos físicos devem ser
observados para a qualidade das mudas produzidas: forma uniforme do recipiente e que evite o
crescimento das raízes em forma espiral, estrangulada, ou de qualquer outro problema; o
material não deve desintegrar-se durante a fase de produção de mudas, o que dificultaria a
manipulação e o transporte dos recipientes; o volume de cada recipiente; a rotação da espécie
no viveiro, referente ao período de produção da muda, que deve ser compatível com a duração
dos recipientes e deve atender a qualidade do substrato, pela perda dos nutrientes com a
lixiviação (SCHORN; FORMENTO, 2003).
Mesquita et al. (2011) concluíram que, ao utilizar o substrato solo + esterco + palha de
arroz carbonizada e solo + esterco + Vermiculita®, em sacos de polietileno 12 x 24 cm
obtiveram satisfatoriamente mudas de jenipapo (Guanipa americana L. - Rubiaceae). Já para a
Poincianella pyramidalis (Tul.) L. P. Queiroz. (Leguminosae, Caesalpinioideae), a produção
de mudas em tubetes com substrato solo + esterco e/ou solo + bagacilho, apresentaram
resultados estatisticamente iguais ao saco de polietileno, porém o tubete, como exigiu espaço e
volume de substrato menores, em comparação ao saco, foi indicado pelos autores para a
produção de mudas de catingueira (COÊLHO et al., 2013).
As pesquisas com diferentes tipos de embalagens para produção de mudas têm sido
muito dinâmicas e sempre acatando o princípio de que o sistema radicular é importante,
devendo apresentar boa arquitetura, e que, por ocasião do plantio, deverá sofrer o mínimo de
distúrbios, o que permite que a muda seja plantada com um torrão sólido e bem agregado a todo
43
o sistema radicular, favorecendo a sobrevivência e o crescimento inicial no campo (TEIXEIRA,
2008).
2.3.4 Influência do Sombreamento
O estudo da influência de fatores tais como densidade, substrato, água e luz é
fundamental para o desenvolvimento de tecnologias de produção de mudas com alto padrão de
qualidade (UCHIDA; CAMPOS, 2000).
A luz é um fator ecológico fundamental, que intervém em numerosos processos
fisiológicos, dos quais o mais importante é a fotossíntese, com grande valor na produtividade
dos ecossistemas (CARVALHO, 1996). É também primordial para o crescimento das plantas,
pois fornece sinais que regulam o desenvolvimento das plantas por meio de receptores de luz
sensíveis a diferentes intensidades, qualidade espectral e estado de polarização (ZANELA;
SONCELA; LIMA, 2006).
O sombreamento realizado com telas de polipropileno é considerado uma técnica que
visa obter ganhos nos diferentes fatores do ambiente, em especial a luz, e sua relação com os
danos causados pelos raios solares, principalmente em períodos com alta disponibilidade
luminosa, porém a diversidade de respostas das plantas à luminosidade é grande, sobretudo com
relação ao crescimento e desenvolvimento da parte aérea e à sobrevivência das mudas (CARON
et al., 2010). Pode ser aplicado no estudo das necessidades luminosas de diferentes espécies em
condições de viveiro, pois isola e quantifica o efeito da intensidade luminosa e fornece às
parcelas experimentais condições uniformes de iluminação, quando comparada aos estudos em
condições naturais (ENGEL, 1989).
As telas de sombreamento encontram-se disponíveis em diversas intensidades de
passagem de luz, além de ser muito utilizada para espécies que são produzidas em sementeiras,
para posterior repicagem, ou espécies que necessitam de luminosidade parcial, por serem
ombrófilas (WENDLING; GATTO, 2002). São, portanto, cada vez mais utilizados, reduzindo
a incidência direta dos raios solares nas espécies que necessitam de menor fluxo de energia
radiante (BEZERRA NETO et al., 2005).
As variações na quantidade, qualidade, presença ou ausência de luz irão influenciar
fortemente o desenvolvimento da planta (POGGIANI; BRUNI; BARBOSA, 1992; LIMA,
2009), sendo frequentemente utilizadas as análises do crescimento de mudas para predizer o
grau de tolerância das diferentes espécies ao sombreamento (ENGEL, 1989). Então,
44
modificações nos níveis dessa luminosidade, aos quais uma espécie está adaptada, podem
condicionar diferentes respostas fisiológicas em suas características bioquímicas, anatômicas e
de crescimento (CARVALHO et al., 2006).
O potencial das mudas de se desenvolverem com rapidez, quando cultivadas sobre
regime de sombreamento, é um instrumento de adaptação das espécies (MORAES NETO;
GONÇALVES; TAKAKI, 2001). O sucesso na adaptação de uma espécie em ambientes com
baixa ou alta radiação pode ser baseado em quanto é eficaz e na rapidez com que os padrões de
alocação e comportamento fisiológico são ajustados, em ordem, para maximizar a aquisição de
recursos em um ambiente particular (DIAS-FILHO, 1997).
Essa adaptação depende do ajuste do aparelho fotossintético das plantas, utilizando
eficientemente a luminosidade ambiental, observada através do seu crescimento global
(BRAUN et al., 2007). Além disso, em condição de sombreamento, a temperatura do ambiente
ao redor das mudas pode diminuir em até 5ºC (BRISSETE et al., 1991 apud FONSECA et al.
2002), podendo favorecer o crescimento das mudas na fase inicial.
A distribuição local das espécies em uma comunidade florestal está fortemente
influenciada pelas diferenças na disponibilidade de luz, que condiciona direta ou indiretamente
grande parte dos processos de crescimento das plantas (ENGEL; POGGIANI, 1990). Lima et
al. (2010) é enfático quando menciona que estudos sobre a adaptação das espécies arbóreas à
disponibilidade de luz, no seu ambiente de crescimento, são importantes no sentido de
contribuir para o desenvolvimento de técnicas de plantio e manejo de mudas dessas espécies,
na perspectiva de múltiplos usos da floresta.
Nesse aspecto, pesquisas sobre o efeito do sombreamento de mudas obtidas em viveiro
foram realizados para diferentes espécies como pitangueira (Eugenia uniflora L. - Myrtaceae)
(SCALON et al., 2001); aroeira (Schinus terebinthifolius Raddi. - Anacardiaceae) e sombreiro
(Clitoria fairchildiana R. A. Howard - Fabaceae, Faboideae) (SCALON et al., 2006); pau ferro
(Caesalpinia ferrea ex. Tul var. Leiostachva Benth - Fabaceae, Caesalpinioideae) (LENHARD,
2008); pau-brasil (Caesalpinia echinata Lam. - Fabaceae, Caesalpinioideae), jequitibá
(Cariniana legalis (Martius) Kuntze - Lecythidaceae) e jenipapo (Genipa americana L. Rubiaceae) (LIMA et al., 2010). Para todas estas espécies, a produção de mudas sob
sombreamento foi mais recomendado do que a pleno sol, com exceção da E. uniflora, em que
as mudas cresceram melhor sob condição de luz plena, apresentando maior altura, diâmetro de
caule, peso seco e área foliar.
45
A resposta da planta à luz também pode variar de acordo com o substrato utilizado,
como foi evidenciado em sementes de Cedrela odorata L. (cedro - Meliaceae), quando se
avaliou o efeito dos substratos composto vegetal, húmus de minhoca, casca de coco e
Plantmax®, em tubetes de 50 cm³ de volume submetidos aos ambientes pleno sol e 50% de
sombreamento (ROWEDER; NASCIMENTO; SILVA, 2012). As mudas produzidas a pleno
sol nos substratos composto vegetal e casca de coco ou a 50% de sombreamento utilizando
todos os substratos apresentaram elevada porcentagem de emergência, no entanto, o melhor
desenvolvimento das mudas de cedro foi obtido quando a semeadura ocorreu em substrato
húmus de minhoca e as mudas foram mantidas a pleno sol ou 50% de sombreamento.
Leal (2013) utilizou a combinação de substrato pó de madeira e areia (1:1) em
recipientes tubetes (0,3 dm3) e vaso (1,0 dm3), nas intensidades de luz de 0, 25 e 50% para
avaliar a influência da luminosidade e o recipiente mais adequado no processo de produção de
mudas de Cassia grandis L. (cássia rosa - Fabaceae, Caesalpinioideae). O ambiente com 25 e
50% de luminosidade foram as melhores alternativas para a produção de mudas de boa
qualidade desta espécie, recomendando-se ainda, o uso de tubete, por ter menor custo e ser de
mais fácil manuseio.
As plantas, desde a germinação, são influenciadas por uma série de fatores ambientais,
dentre os quais a luz exerce um papel de destaque por interferir sobre todos os estágios de seu
desenvolvimento (SALGADO et al., 2001). Portanto, a utilização do sombreamento no viveiro
deve ser feita observando-se as características ecofisiológicas das espécies (SCHORN;
FORMENTO, 2003).
46
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16
CAPÍTULO II
ARMAZENAMENTO DE SEMENTES DE PITOMBEIRA (Talisia esculenta (A. St.
Hil) Radlk. - SAPINDACEAE)
61
1 INTRODUÇÃO
Com o avanço dos problemas ambientais e a necessidade de recuperação das áreas que
se encontram degradadas vem aumentado a necessidade de conhecimento sobre as espécies
nativas brasileiras (CARVALHO FILHO et al., 2003). A produção de sementes de espécies
florestais tem-se mostrado bastante irregular, sendo abundante em determinado ano e deficitário
em outros (CRUZ, 2012), sendo necessário constante disponibilidade de sementes destas
espécies, obtidas através do armazenamento.
A qualidade de sementes não pode ser melhorada durante o armazenamento, mas deve
ser preservada quando as condições de conservação são favoráveis (COSTA et al., 2012), o
armazenamento torna-se, portanto, necessário para garantir a demanda anual de sementes para
programas de reflorestamento e para viveiros florestais, visando à recuperação de ecossistemas
degradados e possibilitando o estoque em períodos de baixa produção (FERREIRA, 2007).
Logo, conforme Medeiros; Eira (2006), o armazenamento tem como objetivo a conservação
das sementes obtidas numa determinada ocasião, procurando manter a sua máxima qualidade
fisiológica, física e sanitária, para uso futuro.
A classificação de sementes, considerando o comportamento no armazenamento foi
primeiramente proposta por Roberts (1973), quando estabeleceu duas classes de sementes:
ortodoxas e recalcitrantes. Sementes ortodoxas são aquelas que passaram por processo intenso
de desidratação ao longo de sua maturação fisiológica e após sua dispersão podem ser
dessecadas, sem que ocorram danos consideráveis em suas estruturas, e são conservadas a longo
prazo. Sementes recalcitrantes são aquelas que, durante a maturação fisiológica, não passaram
pela etapa de intenso dessecamento, sendo dispersas com altos teores de umidade, mantendose viáveis por curto intervalo de tempo (VIDOR, 2011). Ainda existem as intermediárias, cujo
comportamento durante a secagem e armazenamento apresenta, ora características semelhantes
às ortodoxas, ora às recalcitrantes (MEDEIROS; EIRA, 2006).
Dentre as espécies recalcitrantes pouco estudadas, tem-se a Talisia esculenta (A. St. Hil)
Radlk. (Sapindaceae), popularmente conhecida como pitombeira, pitomba-da-mata, pitombade-macaco (DAVIDE; SILVA, 2008). É uma árvore originária do Brasil, apresenta de 6 a 12 m
de altura, cultivada em pomares domésticos, com seu habitat natural na mata de terra firme da
parte ocidental da região Amazônica e na Mata Atlântica, desde o Nordeste até o Rio de Janeiro
(LORENZI et al., 2006). Apresenta uso medicinal como diurético, antidiarreico, febrífugo e
antireumático (CAMPELO; RAMALHO, 1989), atua como fungicida (FREIRE et al., 2002) e
inseticida (SANTOS et al., 2008), a madeira é empregada para lenha, carvão (CORDEIRO,
62
2012) e caixotaria, e as mudas usadas para recomposição de áreas degradadas (LORENZI,
2002).
Diferentes tipos de embalagens são utilizados para armazenamento: sacos plásticos, de
papel, de lona, de aniagem, juta ou pano, além de latas de alumínio, vidros e embalagens de
plástico, quando bem vedadas (SENA; GARIGLIO, 2008). Em relação à permeabilidade à
água, pode-se separar as embalagens em três tipos: permeáveis que são aquelas embalagens que
permitem troca de vapor d’água com o ambiente e não protegem as sementes contra os insetos;
semi-permeáveis, que restringem a passagem de água, permitindo apenas a troca de vapor
d’água; e impermeáveis, que são as embalagens que não permitem a troca de vapor de água, ou
seja, são herméticas (MEDEIROS, 2001).
A conservação das sementes também é influenciado pelo ambiente em que são
armazenadas, conforme pode-se observar nos trabalhos desenvolvidos por Dias; Veloso (2013)
com sementes de Tibouchina estrellensis Raddi Cogn. (quaresmeira - Melastomataceae)
armazenadas em sacos de papel, recomendando o armazenamento das sementes em temperatura
ambiente e freezer à temperatura de -20°C por 30 dias.
Kissmann et al. (2009) estudaram o armazenamento de sementes de Albizia hasslerii
(Chod) Burkart (farinha seca - Fabaceae, Mimosoideae), armazenadas por até 270 dias em
câmara fria (17ºC; 69% UR do ar) e ambiente natural de laboratório (23,6ºC; 72,7% UR do ar),
em embalagem saco de papel Kraft. As sementes de farinha seca, de acordo com os autores,
podem ser armazenadas por 90 dias em câmara fria, apresentando germinação superior a 50%
e plântulas mais vigorosas do que as obtidas de sementes armazenadas em ambiente natural de
laboratório.
Já para sementes de quinoa (Chenopodium quinoa Willd. - Amaranthaceae), as
embalagens impermeáveis acondicionadas sob baixa temperatura (4,4ºC) mantém a qualidade
fisiológica das sementes, do mesmo modo que ao se armazenar em ambiente de laboratório as
sementes acondicionadas em embalagem impermeável ou semipermeável, mantiveram as
sementes viáveis durante 180 dias de armazenamento, conforme os resultados apresentados por
Souza (2013).
Como a T. esculenta tem potencial para aumentar a sua exploração, devido às
características que apresenta, e a espécie em questão ainda é pouco conhecida em relação à
conservação de suas sementes, esta pesquisa teve por objetivo estudar a embalagem e ambiente
de armazenamento que melhor conserve a qualidade fisiológica das sementes de pitombeira.
63
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 OBTENÇÃO DAS SEMENTES
Frutos de T. esculenta, fisiologicamente desenvolvidos (rósea-amarronzado e
amarelado-amarronzado), foram coletados de 16 árvores matrizes, localizadas no município de
Abreu e Lima, Pernambuco (PE), em abril de 2013, nas coordenadas geográficas -7o53’17” Sul
(S), -34o54’58” Oeste (W). O município está inserido no Bioma Mata Atlântica (IBGE, 2013),
com clima do tipo As’, segundo a classificação de Wilhelm Köppen, caracterizado como
Tropical chuvoso com verão seco, sendo a precipitação média anual de 1.634,2 mm e
temperatura média anual de 25,5°C (BELTRÃO et al., 2005).
A distância mínima adotada entre as árvores foi realizada conforme recomendações de
Sena; Gariglio (2008) e Davide; Silva (2008), em torno de 50 m entre elas. Tomou-se o cuidado
de procurar colher a mesma quantidade de frutos de cada árvore (FOWLER; MARTINS, 2001),
preferindo-se coletar os frutos presentes na região mediana da copa das árvores e eliminar os
frutos imaturos e danificados por pragas.
Por ocasião da colheita, as árvores consideradas matrizes, com altura média de 16 m e
136 cm de circunferência altura do peito (CAP, medido a 1,30 m do solo), encontravam-se
sadias, vigorosas e em plena maturidade. Após a colheita dos frutos, diretamente das árvores,
os mesmos foram imediatamente encaminhados ao Laboratório de Sementes do Departamento
de Agronomia da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), em Recife - PE, para
a realização da abertura manual dos frutos, extração das sementes, beneficiamento e posterior
secagem das mesmas.
Os frutos foram despolpados pelo método indicado por Cardoso (2011), para extração
das sementes, sendo o pericarpo seccionado pela metade (Figura 1A) e a retirada do arilo
realizada, manualmente, através de fricção em grupos de quatro frutos, acrescentando-se areia
lavada peneirada em peneiras de malha de cinco milímetros, realizando movimentos circulares
para retirar o excesso do arilo (Figura 1B). Após a remoção do arilo (Figura 1C), as sementes
foram lavadas em água corrente e dispostas em bandeja de polietileno, mantendo-as à sombra
(ambiente de laboratório) durante 48 horas, conforme recomendações de Alves et al. (2008),
para eliminar o excesso de água. Registrou-se temperatura mínima de 26,6°C e máxima de
31,4°C, e umidade relativa do ar mínima de 45% e máxima de 74%, para o ambiente em que as
sementes foram secadas.
64
A
B
C
D
Figura 1. A - extração das sementes; B - sementes após retirada do excesso do arilo; C - sementes após secagem;
D - sementes danificadas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
As sementes foram cobertas com tecido de algodão no período noturno, com a finalidade
de facilitar a difusão da umidade interna para a parte externa da semente, bem como das
sementes mais úmidas para mais secas, o que resultou em secagem mais homogênea
(CARVALHO; NAKAGAWA, 2012), sendo constantemente revolvidas durante o período de
manhã e da tarde, propiciando melhor aeração em todo o lote e secagem mais uniforme.
Tomou-se o cuidado para não colocar as sementes em camada muito delgada, a fim de
evitar que, ocorrendo temperatura ambiente muito elevada, fosse, proporcionalmente, muito
grande a quantidade de sementes a entrar em equilíbrio térmico com aquela temperatura, o que
poderia ser suficiente para causar reduções de germinação e vigor, segundo recomendações de
Carvalho; Nakagawa (2012), sendo, após o período de secagem, eliminadas as sementes
danificadas (Figura 1D).
2.2 CONDUÇÃO DO EXPERIMENTO
As sementes, após o período de secagem foram acondicionadas em diferentes
embalagens: permeável - sacos de papel Kraft; semipermeável - saco de polietileno transparente
com espessura de 0,1 mm; e, impermeável - garrafa pet transparente branca de 500 ml, por
períodos de 0, 25, 50, 75, 100 dias, em três ambientes: câmara (18ºC; 50% UR do ar), freezer
(-21 ± 2ᵒC; 95% UR do ar) e em laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar).
A desinfestação das sementes com solução de hipoclorito de sódio a 5% (NaClO)
durante cinco minutos, seguida de lavagem com água deionizada, foi realizada antes da
instalação do teste. Antes, e a cada 25 dias de armazenamento, as sementes de cada embalagem
em ambiente de armazenamento foram semeadas em bandejas de polietileno com dimensões de
30 x 22 x 7 cm, entre o substrato Vermiculita® de granulometria média, utilizando-se quatro
repetições de 25 sementes cada. O substrato foi previamente esterilizado em autoclave regulada
65
a 120ºC por 2 horas e posteriormente umedecido com água deionizada, adotando-se 60% da
capacidade de retenção do substrato.
As bandejas foram conduzidas à casa de vegetação e colocadas sobre bancadas, em
temperatura mínima e máxima de 22,6 e 34,4°C, respectivamente, e umidade relativa do ar,
mínima e máxima, de 42,1 e 93,9%, respectivamente, registrados diariamente através de um
Termo-Higrômetro digital.
2.3 VARIÁVEIS AVALIADAS
2.3.1 Teor de água (%)
Inicialmente, logo após o período de secagem e a cada período de armazenamento, as
sementes de cada embalagem e ambiente foram submetidas à determinação do teor de água pelo
método de estufa a 105ºC  3ºC por 24 horas (BRASIL, 2009), com duas repetições de 10 ±
1,0 g. As sementes foram seccionadas em três partes, de aproximadamente sete milímetros (7,0
mm) e colocadas em recipientes de alumínio de onze centímetros de diâmetro e cinco
centímetros de altura (5 x 11 cm) para serem, em seguida, levadas à estufa. Após retiradas da
estufa, os recipientes foram colocados em dessecador por, aproximadamente, dez minutos e,
posteriormente, pesados em balança analítica com sensibilidade de 0,001 grama.
2.3.2 Peso mil sementes (g)
Determinado conforme as Regras para Análise de Sementes (BRASIL, 2009), sendo
utilizadas oito repetições de 100 sementes, pesadas em balança analítica com precisão de
0,001g. Como para todas as parcelas o coeficiente de variação foi inferior a quatro, multiplicouse a média por 10, e assim obteve-se o peso de mil sementes.
2.3.3 Emergência de plântulas (%)
O teste de emergência foi realizado na casa de vegetação do viveiro florestal,
pertencente ao Departamento de Ciência Florestal, localizado no Campus da UFRPE, conforme
Nakagawa (1999). A porcentagem de emergência foi calculada pelo número de plântulas
emersas até 50 dias após semeadura, quando o número permaneceu constante. O critério de
66
emergência foi o surgimento do epicótilo, com posterior emergência dos protófilos, por se tratar
de uma espécie com germinação do tipo hipógea, cujas plântulas foram consideradas normais,
ou seja, apresentaram todas as estruturas essenciais estavam bem desenvolvidas, completas,
proporcionais e sadias.
2.3.4 Velocidade de emergência (IVE)
Conduzido juntamente com o teste de emergência, este foi determinado mediante
contagens diárias, no mesmo horário, do número de plântulas emersas até 50 dias após a
semeadura, quando ocorreu a estabilização das contagens. Determinada de acordo com a
fórmula apresentada por Maguire (1962), em que: IVE = G1/N1+ G2/N2 + ... Gn/Nn, na qual
G1, G2 ... Gn correspondem ao número de sementes germinadas, e N1, N2 ... Nn correspondem
ao número de dias.
2.3.5 Tempo médio de emergência (dias)
Determinado de acordo com Silva; Nakagawa (1995), com os resultados expressos em
dias após a semeadura, contabilizando-se o número de plântulas que emergiram até os 50 dias
após a semeadura.
2.3.6 Comprimento da parte aérea, da raiz primária e total (cm/plântula)
No final do teste de emergência, com o auxílio de uma régua graduada em milímetros
foram medidos o comprimento da raiz primária, da parte aérea e total das plântulas normais de
cada repetição das embalagens e ambiente de armazenamento (NAKAGAWA, 1999).
2.3.7 Massa seca da parte aérea, do sistema radicular e total (mg/plântula)
As plântulas normais de cada repetição das embalagens e ambiente de armazenamento
empregadas na avaliação do comprimento foram seccionadas na região do coleto e a parte aérea
e sistema radicular foram acondicionados, separadamente, em sacos de papel Kraft,
previamente identificados, e levados à estufa de ventilação forçada, regulada a 80ºC até atingir
peso constante (CARVALHO FILHO; ARRIGONI-BLANK; BLANK, 2004). Após este período,
67
foram pesadas em balança analítica, com precisão de 0,001 g até a estabilização dos resultados.
A massa seca total por plântula foi obtida através do somatório das respectivas partes.
2.4 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL E ANÁLISE ESTATÍSTICA
Os dados obtidos, exceção ao teor de água, foram submetidos à análise de variância, em
esquema inteiramente ao acaso, com arranjo fatorial e, a seguir, realizada a análise conjunta de
variância para os fatores embalagens (garrafa pet, saco de polietileno e saco de papel Kraft) e
ambientes de armazenamento (câmara, freezer e natural de laboratório). Para o período de
armazenamento (0, 25, 50, 75 e 100 dias) foi realizada a regressão polinomial, verificando-se
os efeitos lineares, quadrático e cúbico das variáveis, em função dos tratamentos, sendo
selecionado o modelo significativo de maior ordem. Utilizou-se, para as análises estatísticas, o
programa estatístico SISVAR (DEX/UFLA), versão 5.3/1999-2010 (FERREIRA, 2010).
68
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Houve diferença significativa pelo teste F (p < 0,01) entre as médias de todas as
características avaliadas, tanto nos fatores como em suas interações (Apêndice II).
A determinação do teor de água das sementes de T. esculenta possibilitou observar que
as condições e o tempo de armazenamento influenciaram no teor de água das sementes (Tabela
1). O teor de água inicial das sementes de pitombeira foi de 40,65%, valor este, próximo ao
recomendado por Alves et al. (2008) para secagem de sementes desta espécie por até 48 horas
(39,9%), enquanto o peso de mil sementes foi de 2.146,42 g (C.V.% = 3,1), com
aproximadamente 466 sementes/kg.
Tabela 1. Teor de água (%) de sementes de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk
acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento.
Recife-PE, 2014
Ambiente
Câmara
(18ºC; 50% UR)
Freezer
(-21 ± 2ᵒC; 95% UR)
Natural de laboratório
(28 ± 5ᵒC; 65% UR)
Embalagem
Garrafa pet
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
Garrafa pet
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
Garrafa pet
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
0
40,65
40,65
40,65
40,65
40,65
40,65
40,65
40,65
40,65
25
43,14
42,25
23,11
37,33
38,15
35,78
42,51
39,97
23,35
Período (dias)
50
40,13
43,33
17,04
40,60
41,34
39,39
41,12
47,84
22,48
75
44,45
45,20
13,13
36,92
42,74
37,83
42,15
47,15
19,99
100
43,75
44,17
11,78
41,11
38,39
39,51
45,76
51,33
16,60
Fonte: Sena (2014)
Maior elevação do teor de água das sementes de T. esculenta armazenadas nas condições
de câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) e acondicionadas em embalagem garrafa pet e saco de
polietileno ocorreu aos 75 dias de armazenamento, atingindo respectivamente, 44,45% e
45,20% de teor de água, enquanto no ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do
ar), os maiores graus de umidade das sementes para estas mesmas embalagens foram
verificados aos 100 dias de armazenamento (45,76 e 51,33%, respectivamente).
Figueiredo-Neto et al. (2012) afirmaram que oscilações do teor de água em sementes
submetidas a ambiente natural de laboratório pode ocorrer em função dos ganhos e perdas da
umidade relativa do ar e da temperatura nesse ambiente. Além disso, sementes de ingá (Inga
laurina (Sw.) Willd - Fabaceae, Mimosoideae) apresentaram comportamento semelhante ao
encontrado para T. esculenta, quanto ao teor de água das sementes, podendo associar o aumento
da umidade a eventos metabólicos que ocorrem durante o processo de deterioração e ao
69
aumento da incidência de microorganismos no armazenamento de sementes recalcitrantes
(BARROZO, 2012).
No freezer (-21 ± 2ᵒC; 95% UR do ar), as sementes de T. esculenta armazenadas por 25
dias em garrafa pet apresentaram redução de 8,17% de umidade e aos 100 dias ocorreu um
aumento de 1,13% no teor de água quando comparado com o grau de umidade antes do
armazenamento (40,65%). Na embalagem saco de polietileno, o menor e maior valor de teor de
água foram constatados aos 25 dias (38,15%) e aos 75 dias (42,74%) de armazenamento.
Redução drástica no teor de água das sementes armazenadas de T. esculenta foi
observado aos 100 dias de armazenamento apenas em saco de papel Kraft, chegando a reduzir
o grau de umidade das sementes em até 71,03% sob condições de câmara (18ᵒC; 50% UR do
ar) e 59,16% em condição natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar). No freezer (-21 ±
2ᵒC; 95% UR do ar), entretanto, para esta embalagem, o teor de água manteve abaixo do inicial,
com redução de até 11,98% aos 25 dias após o armazenamento, aumentando em seguida o teor
de água das sementes.
Avaliando todas as embalagens, foi possível verificar que a garrafa pet e saco de
polietileno foram os que possibilitaram manter os valores de teor de água das sementes de T.
esculenta mais próximo do inicial em todos os ambientes de armazenamento, diferentemente
do observado para as sementes armazenadas em saco de papel Kraft em condições de câmara
(18ᵒC; 50% UR do ar) e ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar), ocasionando
rápida redução da umidade das sementes.
Batista et al. (2011) também constatou redução do grau de umidade final em relação à
umidade inicial quando as sementes de Cedrela odorata L. (cedro - Meliaceae) foram
armazenadas em ambiente natural de laboratório (25 ± 1°C; 75 ± 5% de UR do ar) e em
geladeira (7,5 ± 0,5°C; 79 ± 1% de UR do ar) e acondicionadas em papel Kraft.
Esse comportamento das sementes em relação ao teor de água, quando acondicionadas
em saco de papel Kraft, embalagem permeável, pode ser explicado em função da variação da
umidade relativa do ar decorrente do período em que foi efetuado o experimento, devido às
mudanças climáticas ocorridas, à permeabilidade da embalagem e higroscopicidade
apresentada pela semente (ULLMANN et al., 2012), provocando assim, constantes ajustes no
grau de umidade das sementes armazenadas (CARVALHO; NAKAGAWA, 2012). Com
relação ao saco de polietileno, possivelmente por se tratar de embalagem semipermeável,
permitiu, portanto, alguma troca de vapor d´água entre a semente e o ambiente (VILLELA;
PERES, 2004).
70
As sementes tendem a perder ou ganhar água até atingir o ponto de equilíbrio
higroscópico quando a umidade relativa do ambiente de armazenamento é modificada
(BRAGANTINI, 2005). Logo, o conhecimento do grau de umidade das sementes é essencial
para se determinar as condições adequadas para o armazenamento que depende da umidade
relativa, e por sua vez é influenciada pela temperatura do ambiente e pelo tipo de embalagem
(WARHM, 1996). Essas alterações no teor de água das sementes são determinantes no processo
de deterioração, uma vez que ocorre aumento na atividade respiratória e, consequentemente, no
consumo das reservas (GUEDES et al., 2012).
A taxa de deterioração depende, então, diretamente da temperatura, umidade relativa do
ar e histórico das sementes, fatores estes que afetam as características das sementes em seus
aspectos físicos, químicos, fisiológicos e sanitários (ROBERTS, 1981), sendo assim, um
processo irreversível, que não pode ser impedido, mas com o controle eficiente das condições
ambientais durante o armazenamento é possível retardar sua velocidade (BAUDET, 2003).
Na avaliação da qualidade fisiológica das sementes, antes e durante o armazenamento,
verificou-se que ocorreu redução na emergência das plântulas de T. esculenta (Figura 2), à
medida que o período de armazenamento aumentou, independente do ambiente e da embalagem
testados.
A porcentagem de emergência de plântulas de T. esculenta tornou-se nula a partir dos
50 dias de armazenamento, quando as sementes foram armazenadas em câmara (18ᵒC; 50% UR
do ar) (Figura 2A) e acondicionadas em garrafa pet e saco de papel Kraft. Aos 25 dias de
armazenamento, as sementes conservadas em saco de polietileno originaram 89% de plântulas
normais, enquanto aquelas em garrafa pet e saco de papel Kraft emergiram 68% e 8% de
plântulas, respectivamente.
Constatou-se, ainda, no ambiente câmara (18ᵒC; 50% UR do ar), uma diminuição
constante, porém em menores proporções, quando comparada com as outras embalagens
testadas, na emergência de plântulas oriundas de sementes mantidas em saco de polietileno até
os 75 dias de armazenamento (40%), tendo ocorrido após este período leve aumento da
quantidade de plântulas normais (51%) emersas.
71
Saco de polietileno
y = -1,072**x + 87,2**
R² = 0,80
y = 0,0047**x2 - 1,0566**x + 104,46**
R² = 0,90
120
Emergência (%)
100
80
y = -0,832**x + 63,2**
R² = 0,56
60
Garrafa pet
Saco de papel Kraft
40
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = -0,8**x + 60**
R² = 0,5
120
100
y = 0,0067**x2 - 1,2143**x + 102,03**
R² = 0,96
80
y = -0,848**x + 64,8**
R² = 0,59
Emergência (%)
Garrafa pet
60
40
20
20
A
0
0
B
0
25
50
75
100
0
25
Período (dias)
50
75
100
Período (dias)
Figura 2. Emergência (%) de plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk oriundas de sementes
acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento. A - câmara, B - ambiente
natural de laboratório. C.V. (%) = 16,96. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
O armazenamento das sementes de T. esculenta em freezer (-21 ± 2ᵒC; 95% UR do ar)
ocasionou de forma drástica a inviabilidade das sementes em todas as embalagens usadas, sendo
observado logo na primeira avaliação do armazenamento (25 dias), mostrando-se inadequada
para esta espécie, portanto, não foram computados dados nas Figuras para este ambiente de
armazenamento para os parâmetros de qualidade fisiológica avaliados.
Comportamento semelhante ao da câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) (Figura 2A) foi obtido
com relação às sementes de T. esculenta armazenadas em ambiente natural de laboratório (28
± 5ᵒC; 65% UR do ar) (Figura 2B), com exceção daquelas acondicionadas em garrafa pet, onde
não originaram plântulas já aos 25 dias de armazenamento. No entanto, para as sementes
conservadas na embalagem saco de polietileno, o ambiente de armazenamento não teve efeito
tão intenso da emergência nos primeiros 25 dias de armazenamento, ocorrendo 76% de
plântulas emersas, valor ainda considerado elevado, mas após este período, o armazenamento
não foi tão eficiente, mantendo aos 100 dias de armazenamento apenas cerca de 50% de
plântulas normais.
Vieira; Gusmão (2008) armazenaram sementes de T. esculenta em ambiente natural de
laboratório (25 ± 2ºC e 68 ± 3% de UR do ar) por 0, 15, 30 e 60 dias em embalagem saco de
papel Kraft, verificando uma queda no teor de água das sementes de 40 para 24% aos 15 dias
após o armazenamento, resultando na diminuição da emergência de plântulas de 88 para 16%.
Os resultados obtidos no presente estudo de T. esculenta foi semelhante, de modo que aos 25
dias de armazenamento, as sementes, com teor de água de 23,35%, ocasionaram a obtenção de
apenas 12% de plântulas emersas.
O teor de água (50,2%) antes do armazenamento das sementes de coca (Erythroxylum
ligustrinum DC. - Erythroxylaceae) diminuiu drasticamente para 16,1 e 14,2% após um mês
72
armazenadas em geladeira (10 ± 2ºC) e temperatura ambiente (27 ± 5ºC) e acondicionadas em
saco de papel Kraft, com perda total de viabilidade (SILVA et al, 2008). Para sementes de T.
esculenta, acondicionadas em saco de papel Kraft e mantidas em ambiente natural de
laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar), a partir dos 50 dias com 22,48% de umidade, as sementes
se apresentaram inviáveis (Figura 2B).
Arruda et al. (2011) observaram em sementes de nó-de-cachorro (Heteropterys
tomentosa A. Juss. - Malphiguiaceae) a perda de viabilidade das sementes a partir dos 60 dias
de armazenamento em sacos de papel Kraft e ambiente natural de laboratório (27,2 ± 2ºC; 80%
UR do ar). Em sementes de marizeiro (Geoffroea spinosa Jacq - Fabaceae, Papolionoideae)
conservadas em saco e papel Kraft e armazenadas em condições naturais de laboratório (23,5ºC
e 19,2ºC; 85% UR do ar) o rápido decréscimo na germinação e vigor foi observado a partir dos
30 dias de armazenamento (SOUZA et al., 2011).
A redução da emergência de plântulas de T. esculenta, acondicionadas em saco de papel
Kraft em câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) e ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR
do ar) (Figuras 2A-B), pode estar relacionada ao fato da perda de água em sementes
recalcitrantes desencadear alguns processos deterioráveis, como a desnaturação de proteínas,
alterações na atividade das enzimas peroxidases e danos no sistema de membranas, resultando
na perda de sua viabilidade (NAUTIYAL; PUROHIT, 1985 apud FONSECA; FREIRE, 2003).
De acordo com Hong; Ellis (1996), as sementes recalcitrantes têm sua viabilidade
reduzida quando o teor de água atinge valores inferiores àqueles considerados críticos e, quando
iguais ou inferiores àqueles considerados letais, há perda total de viabilidade. Por isso, Bonner
(2001) afirmou que as sementes recalcitrantes não podem ser desidratadas para teores de
umidade abaixo de 25 a 50%, dependendo da espécie.
A longevidade das sementes é bastante influenciada pelas condições de armazenamento,
sobretudo pelo teor de água e pela temperatura ambiental, que por sua vez influencia as
atividades respiratórias das sementes e dos microorganismos presentes, bem como a atividade,
o desenvolvimento e a reprodução de insetos (VILLELA; PERES, 2004). Portanto, no saco de
polietileno e garrafa pet, a longevidade deve estar relacionada à maior manutenção de umidade
das sementes do que em saco de papel Kraft (BÜLOW; CARMONA; PARENTE, 1994).
O tipo de embalagem, então, afeta a viabilidade das sementes de forma diferenciada
(FLORIANO, 2004) e independentemente do ambiente de armazenamento, mesmo
considerando as condições ótimas de teor de água e de temperatura, em todas as sementes ocorre
o processo contínuo de deterioração, levando à perda gradativa da viabilidade e do vigor
73
(MARCOS FILHO, 2005). Por isso, a alta emergência no início do armazenamento não
assegura que seja mantida a qualidade das sementes até o momento da semeadura.
Na velocidade de emergência (Figuras 3) de plântulas de T. esculenta, constatou-se a
redução do vigor das sementes ao longo do período de armazenamento através da diminuição
gradativa da velocidade de emergência das plântulas provindas das sementes armazenadas em
câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) e em ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar)
e (Figuras 4A1-B1), mostrando o efeito do processo de deterioração das sementes.
Saco de polietileno
y=
Saco de papel Kraft
-0,0098**x
0,804**
+
R² = 0,78
y = -6E-05**x2 + 0,0007nsx + 0,906**
R² = 0,53
y = -0,007**x + 0,532**
R² = 0,53
1,1
1,0
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,0
A1
0
25
50
75
100
Garrafa pet
Velocidade de emergência (IVE)
Velocidade de emergência (IVE)
Garrafa pet
1,0
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,0
Saco de polietileno Saco de papel Kraft
y = -0,0069**x + 0,516**
R² = 0,5
y = 5E-05**x2 - 0,0083**x + 0,8534**
R² = 0,89
y = -0,0071**x + 0,536**
R² = 0,54
B1
0
25
Saco de polietileno
35
30
25
y = -0,3308**x + 27,126**
R² = 0,79
y = -0,0485*x + 28,494**
R² = 0,40
y = -0,3499**x + 29,03**
R² = 0,77
20
15
10
5
0
A2
0
25
50
Garrafa pet
Saco de papel Kraft
75
100
Tempo médio de emergência (dias)
Tempo médio de emergência (dias)
Garrafa pet
50
75
100
Período (dias)
Período (dias)
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = -0,2383**x + 17,874**
R² = 0,5
y = 0,0021*x2 - 0,2691**x + 29,968**
R² = 0,95
y = -0,3766**x + 31,698**
R² = 0,71
40
35
30
25
20
15
10
5
0
B2
0
25
50
75
100
Período (dias)
Período (dias)
Figura 3. Velocidade (IVE) e tempo médio de emergência (dias) das plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Radlk oriundas de sementes acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento. A1,
A2 - câmara; B1, B2 - ambiente natural de laboratório. C.V. (%) = 29,53; 31,84, respectivamente. Recife-PE, 2014.
Fonte: Sena (2014).
Aos 25 dias de armazenamento, quando ocorreu 89% de plântulas de T. esculenta
emersas, houve um leve aumento na velocidade de emergência (Figura 3A1), de 0,86 para 0,91,
seguida por redução no tempo médio de emergência (Figura 3A2), de 30 dias para 24 dias, das
plântulas de T. esculenta oriundas de sementes armazenadas em câmara (18ᵒC; 50% UR do ar)
em embalagem saco de polietileno. Já as sementes mantidas em ambiente natural de laboratório
74
(28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) e acondicionadas em saco de polietileno, aos 25 dias de
armazenamento, com 82% das plântulas emersas, apresentaram menor velocidade (0,69)
(Figura 3B1) e maior tempo médio de emergência (26 dias) (Figura 3B2) das plântulas em
relação às mantidas em câmara.
As sementes de T. esculenta sob armazenamento apresentaram tempo de emergência
das plântulas inferior àquelas sem armazenamento. Aos 50 dias de armazenamento, as sementes
acondicionadas em saco de polietileno e ambiente de câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) (Figura
3A2), assim como ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) (Figura 3B2),
apresentaram tempo médio de emergência de 29 e 21 dias, respectivamente.
Os resultados obtidos para T. esculenta, quanto à velocidade de emergência, encontramse de acordo com Kramer; Kozlowski (1972), quando afirmaram que sementes armazenadas
sempre se deterioram com o passar do tempo. Além disso, no armazenamento em ambiente
natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar), o processo de deterioração das sementes
ocorreu de forma lenta e gradual, não ocasionando queda brusca na velocidade de emergência
das plântulas, do mesmo modo que foi verificado em sementes de Psidium guineense Swartz
(araçá - Myrtaceae) em ambiente natural de laboratório (26,5 ± 1ºC; 69,9 a 74,8% UR do ar)
durante 180 dias (CISNEIROS et al., 2003).
De acordo com Barrozo (2012) a redução da velocidade de emergência com o aumento
do tempo de armazenamento deve-se provavelmente, ao consumo das reservas das sementes
durante a respiração ou a deterioração devido à oxidação, ao aumento do teor de água das
sementes, o qual foi suficiente para permitir uma elevação no metabolismo respiratório, pois as
sementes recalcitrantes não sofrem secagem no final da maturação e são dispersas com elevado
teor de água, permanecendo metabolicamente ativas e sensíveis à secagem, de forma que podem
germinar logo após a dispersão.
Desde a maturidade fisiológica, até o momento da semeadura, as sementes estão sujeitas
à perda da qualidade fisiológica pelas mudanças bioquímicas e fisiológicas que passam a
ocorrer, sendo a deterioração, em muitos casos, imperceptível, na fase inicial, manifestando-se
no decorrer do tempo, através de reflexos negativos no vigor (GARCIA et al. 2004). Esta
deterioração da semente evidencia-se, primeiramente pela redução da velocidade de
germinação (VIEIRA; CARVALHO, 1994). Portanto, pode-se observar o efeito deste processo
em sementes de T. esculenta principalmente quando conservadas em embalagem saco de papel
Kraft e garrafa pet, armazenadas em condições de câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) e ambiente
natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) (Figuras 3A1-B1).
75
Quanto ao comprimento e massa seca da parte aérea (Figura 4) foi possível estabelecer
uma relação do comprimento da parte aérea com a massa seca das plântulas de T. esculenta
obtidas de sementes armazenadas em condições de câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) (Figuras 4A1A2) e ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) (Figuras 4B1-B2).
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = 1E-05**x3 - 0,002**x2 + 0,0819**x + 11,612**
R² = 0,92
16
14
Garrafa pet
Comprimento da parte aérea (cm)
Comprimento da parte aérea (cm)
Garrafa pet
Saco de polietileno
16
14
12
12
10
-0,1409**x
y=
+
R² = 0,75
8
6
11,752**
y = -0,1304**x + 10,708**
R² = 0,79
4
2
A1
0
0
25
50
75
100
y = -0,0934**x + 7,008**
R² = 0,5
10
y = 0,0244**x + 11,92**
R² = 0,94
8
6
y = -0,1374**x + 11,408**
R² = 0,76
4
2
B1
0
0
25
450
400
350
300
250
200
150
100
50
0
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = 0,0291**x2 - 1,6818**x + 283,86**
R² = 0,99
y = -3,16**x + 259,73**
R² = 0,79
y = -2,856**x + 229,33**
R² = 0,79
A2
0
25
50
75
100
Garrafa pet
Massa seca da parte aérea (mg)
Garrafa pet
50
75
100
Período (dias)
Período (dias)
Massa seca da parte aérea (mg)
Saco de papel Kraft
Período (dias)
450
400
350
300
250
200
150
100
50
0
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = -2,2506**x + 168,8**
R² = 0,5
y = 0,0383**x2 - 2,7203**x + 277,4**
R² = 0,87
y = -2,7126**x + 215**
R² = 0,75
B2
0
25
50
75
100
Período (dias)
Figura 4. Comprimento (cm/plântula) e massa seca (mg/plântula) da parte aérea das plântulas de Talisia esculenta
(A. St. Hil.) Radlk acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento. A1, A2 câmara; B1, B2 - ambiente natural de laboratório. C.V. (%) = 9,59; 14,40. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
As sementes de T. esculenta, vindas do armazenamento em ambiente de câmara (18ᵒC;
50% UR do ar) e acondicionamento em embalagem saco de polietileno, aos 25 e 50 dias,
originaram plântulas cujo comprimento e massa seca da parte aérea foram 12,35 cm e 266,71
mg; 12,9 cm e 267,62 mg, respectivamente (Figuras 4A1-A2). Quando foram usadas sementes
armazenadas em ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) (Figuras 4B1-B2),
aos 25 e 50 dias, obtiveram-se plântulas com parte aérea medindo 12,59 cm e 13,5 cm e massa
seca de 213,81 mg e 272,28 mg, respectivamente.
76
Apesar das plântulas mais vigorosas terem sido alcançadas aos 100 dias de
armazenamento, ocorreu neste período de avaliação, redução de 50% da quantidade das
plântulas normais emersas. Estes valores de massa seca em função do maior período de
armazenamento podem ser explicados pelas condições do ambiente e embalagem que
proporcionaram o início do processo germinativo das sementes, apresentado no momento da
semeadura, ou ainda pela menor número de plântulas que emergiram em relação aos outros
períodos de armazenamento.
As plântulas de T. esculenta oriundas de sementes armazenadas até 50 dias em câmara
(18ᵒC; 50% UR do ar) e conservadas em sacos de polietileno (Figura 5A1) apresentaram um
gradativo aumento no comprimento da raiz primária, atingindo 40,9 cm, com posterior
decréscimo no comprimento da raiz primária das plântulas até os 100 dias de armazenamento
(33,08 cm). Comportamento semelhante foi constatado para o acúmulo de massa seca das raízes
(Figura 6A2) das plântulas de pitombeira emersas aos 50 dias de armazenamento (209,67 mg).
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = -0,3872**x + 32,304**
R² = 0,75
y = -0,0029**x2 + 0,3128**x + 31,421**
R² = 0,91
y = -0,3529**x + 28,876**
R² = 0,80
A1
0
25
50
75
Garrafa pet
Comprimento da raiz (cm)
Comprimento da raiz (cm)
Garrafa pet
35
30
25
20
15
10
5
A2
0
y = -2,1188**x + 175,23**
R² = 0,77
y = 0,0003*x3 - 0,0515*x2 + 2,2624**x +
182,75**
R² = 0,97
y = -1,7907**x + 142,42**
R² = 0,77
25
B1
0
100
Saco de papel Kraft
y = -0,2565**x + 19,236**
R² = 0,5
**
y = -0,0024 x2 + 0,2026**x + 31,861**
R² = 0,93
y = -0,3564**x + 29,228**
R² = 0,79
0
25
50
75
100
Período (dias)
Garrafa pet
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
200
175
150
y = -1,4661**x + 109,96**
125
R² = 0,5
100
y = -0,1277x + 179,33
75
y = -1,8988**x + 153,22**
50
R² = 0,80
25 B2
0
0
25
50
75
100
Massa seca das raízes (mg)
Massa seca das raízes (mg)
225
200
175
150
125
100
75
50
25
0
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
40
Período (dias)
Garrafa pet
Saco de polietileno
50
75
100
Período (dias)
Período (dias)
Figura 5. Comprimento da raiz primária (cm/plântula) e massa seca do sistema radicular (mg/plântula) das
plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos
de armazenamento. A1, A2 - câmara; B1, B2 - ambiente natural de laboratório. C.V. (%) = 19,78; 22,07,
respectivamente. Recife-PE, 2014. Sena (2014)
77
As sementes de T. esculenta que permaneceram conservadas em ambiente natural de
laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) e acondicionadas em saco de polietileno deram origem a
plântulas com raiz primária de maior comprimento (Figura 5B1) até os 50 dias de
armazenamento (37,21 cm), já as sementes que ficaram armazenadas após este período
originaram plântulas com raiz primária de desenvolvimento inferior, 32,81 cm e 28,41 cm
correspondentes aos 75 e 100 dias de armazenamento. Quanto aos dados referentes à massa
seca do sistema radicular (Figura 5B2), para o saco de polietileno, não se ajustaram a modelos
de regressão.
Comparando o comprimento total das plântulas de T. esculenta obtidas nos dois
ambientes de armazenamento avaliados, câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) (Figura 6A1) e ambiente
natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) (Figura 6B1), a partir de sementes armazenadas
em embalagem saco de polietileno, constatou-se o mesmo comportamento para os dois
ambientes de armazenamento ao longo dos períodos de avaliação. O comprimento total das
plântulas oriundas de sementes armazenadas até 50 dias foi crescente, com 53,8 cm das
originadas do armazenamento em câmara e 50,71 cm em ambiente natural de laboratório.
A1
0
Saco de papel Kraft
y = -0,0027**x2 + 0,3148**x + 43,312**
R² = 0,91
y = -0,528**x + 44,056**
R² = 0,75
y = -0,4833**x + 39,584**
R² = 0,79
25
50
75
100
Período (dias)
Massa seca total (mg)
Garrafa pet
650
600
550
500
450
400
350
300
250
200
150
100
50
0
A2
0
Saco de polietileno
Saco de papel Kraft
y = -5,2789**x + 434,97**
R² = 0,78
y = 0,0249**x2 - 1,1121nsx + 472,53**
R² = 0,96
y = -4,6468**x + 371,76**
R² = 0,78
25
50
Período (dias)
75
100
Garrafa pet
55
50
45
40
35
30
25
20
15
10
5 B1
0
0
Saco de polietileno
Comprimento total (cm)
60
55
50
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
Saco de polietileno
Garrafa pet
Massa seca total (mg)
Comprimento total (cm)
Garrafa pet
600
550
500
450
400
350
300
250
200
150
100
50
0
B2
0
Saco de papel Kraft
y = -0,3499**x + 26,244**
R² = 0,5
y = -0,0026**x2 + 0,2476**x + 43,524**
R² = 0,92
y = -0,4938**x + 40,636**
R² = 0,79
25
50
Período (dias)
Saco de polietileno
75
100
Saco de papel Kraft
y = -3,7168**x + 278,76**
R² = 0,5
**
2
y = 0,0405 x - 2,9786**x + 459,16**
R² = 0,93
y = -4,6115**x + 368,23**
R² = 0,78
25
50
75
100
Período (dias)
Figura 6. Comprimento total (cm/plântula) e massa seca total (cm/plântula) das plântulas de Talisia esculenta (A.
St. Hil.) Radlk acondicionadas em diferentes embalagens, ambientes e períodos de armazenamento. A1, A2 - câmara;
B1, B2 - ambiente natural de laboratório. CV. (%) = 15,30; 14,26, respectivamente. Recife-PE, 2014. Sena (2014)
78
Da mesma forma que ocorreu para a massa seca da parte aérea (Figura 4A2) e massa
seca das raízes das plântulas (Figura 5A2), na massa seca total das plântulas de T. esculenta,
houve um constante aumento até os 100 dias de armazenamento, passando de 464,6 mg das
plântulas provindas de sementes sem armazenamento para 617,47 mg daquelas plântulas
originadas de sementes conservadas em câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) (Figura 6A2) e 586,67
mg das originadas de sementes conservadas em ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65%
UR do ar) (Figura 6B2), com respectivamente, comprimento total de 47,5 cm e 42,53 cm
(Figuras 6A1-B1).
Os resultados obtidos neste estudo demonstraram diferença ente os ambientes e
embalagens utilizadas para o armazenamento de sementes de T. esculenta. É evidente que há
uma grande diversidade de metodologias para armazenamento de sementes recalcitrantes, até
mesmo para as mesmas espécies, não havendo um consenso geral sobre qual é a mais indicada
devido às poucas pesquisas existentes com sementes intolerantes à dessecação.
Como constatado na emergência de plântulas de T. esculenta, o acondicionamento das
sementes na embalagem garrafa pet favoreceu a emergência de 68% de plântulas originadas de
sementes submetidas ao armazenamento em câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) até os 25 dias, mas
quando as sementes foram armazenadas nos demais ambientes e períodos de armazenamento
não ocorreu emergência das plântulas, tornando-as inviáveis. Esta resposta das sementes ao
armazenamento nos ambientes e embalagens testados pode estar relacionada ao fato de que o
gás carbônico (CO2) formado não conseguiu sair do interior da embalagem e, após um
determinado nível de concentração tornou-se tóxico, da mesma forma que o oxigênio (O2) que
por ser rapidamente consumido, leva a respiração a ser anaeróbica, resultando no acúmulo
destes compostos tóxicos (CARVAHO; NAKAGAWA, 2012).
Na embalagem saco de polietileno ocorreu grande quantidade de sementes de T.
esculenta infestada por fungo e também a emissão de algumas plântulas ainda sob
armazenamento. O ataque de fungos aumentou com o passar do tempo, mas logo após os 25
dias de armazenamento, algumas sementes que estavam mantidas em saco de polietileno e saco
de papel Kraft, sob condições de câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) e ambiente natural de laboratório
(28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar), já se apresentavam contaminadas.
Os fungos associados às sementes armazenadas constituem um problema considerável,
principalmente devido à alta umidade das sementes que cria condições favoráveis ao seu
desenvolvimento, e à sensibilidade das espécies recalcitrantes às baixas temperaturas utilizadas
para permitir o controle de fungos (MARCOS FILHO, 2005). Assim sendo, o autor relata que
79
o metabolismo de alguns fungos altera o microambiente que cerca as sementes, resultando em
sucessão de fungos que promovem a deterioração e elevação da temperatura e umidade das
sementes infectadas, no entanto, é difícil identificar até que ponto os fungos causam a
debilidade das sementes.
Na embalagem permeável, saco de papel Kraft, houve um rápido processo de
deterioração, reduzindo aos 25 dias de armazenamento em 92% o potencial de emergência de
plântulas de T. esculenta quando conservadas em câmara (18ᵒC; 50% UR do ar). As sementes
nesta embalagem ainda apresentaram tegumento murcho e quebradiço ao longo do período de
armazenamento.
Cruz et al. (2013) observaram também, em sementes de Clitoria fairchildiana R. A.
Howard (sombreiro - Fabaceae, Papilionoideae), maior rugosidade nos tegumentos das
sementes de sombreiro acondicionadas em sacos de papel Kraft e armazenadas em geladeira
(10 ± 3ºC; 60 ± 5% de UR do ar) e temperatura ambiente (24,5 ± 3,5ºC; 65 ± 5% de UR do ar),
pois houve perda abrupta de água para o ambiente. Assim como, Villela; Peres (2004)
afirmaram que as embalagens permeáveis permitem a troca de vapor entre as sementes e o
ambiente externo circundante e, portanto, o teor de água sofre flutuações com as variações da
umidade relativa do ar, além disso, as fissuras nos tegumentos ocorrem devido às flutuações de
umidade e à secagem excessiva da cobertura protetora, facilitando a penetração de
microorganismos e a perda da capacidade de regulação das trocas hídricas e gasosas nas
sementes.
Para a maioria das espécies, as sementes serão tanto melhor conservadas quanto menor
for a temperatura do ar do ambiente de armazenamento (CARVALHO; NAKAGAWA, 2012).
No entanto, as sementes de T. esculenta, por serem recalcitrantes, ao serem armazenadas sob
condições de freezer (-21 ± 2ᵒC; 95% UR), em embalagem garrafa pet, saco de polietileno e
saco de papel Kraft, tornaram-se inviáveis, portanto, este ambiente de armazenamento não deve
ser utilizada para conservação de sementes desta espécie.
Várias espécies frutíferas tropicais têm sido descritas como apresentando melhor
armazenamento de sementes em saco de polietileno quando comparado ao saco de papel Kraft,
o que pode ser considerado um indicativo de comportamento recalcitrante (CHIN; HOR;
LASSIM, 1989). A melhor conservação das sementes em saco de polietileno foram observados
em sementes de marmeleiro (Cydonia ablonga Mill. - Rosaceae), por Dall’orto et al. (1985), e
cambuci (Campomanesia phaea (Berg.) Landr. - Myrtaceae), por Maluf; Pisciottano-Ereio
(2005), ambas recalcitrantes.
80
O armazenamento tecnicamente adequado depende da boa qualidade da semente
armazenada, mas para obter sementes de melhor qualidade os cuidados devem ser iniciados no
campo, evitando-se a ocorrência de danos nas sementes, ataque de insetos e colheita fora do
período adequado. Além disso, durante o armazenamento deve ser mantido o teor de água das
sementes para evitar o desenvolvimento de microrganismos patogênicos (GOLDFARB;
QUEIROGA, 2013).
É necessário, portanto, aprimorar o conhecimento científico sobre os mecanismos
fisiológicos recomendados à sensibilidade, à dessecação e às baixas temperaturas, para
determinar métodos eficientes de armazenagem das sementes recalcitrantes (PIROLA, 2013).
Já que o alto teor de água nas sementes, combinado com a alta umidade relativa do ar e
temperatura do ambiente de armazenamento aceleram a degeneração dos sistemas biológicos,
acarretam a perda do vigor e a capacidade de germinação (AZEVEDO et al., 2003) das
sementes.
Diante disto, recomenda-se o uso da embalagem saco de polietileno em câmara (18ᵒC;
50% UR do ar) ou ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar) para sementes de
T. esculenta por manter maior viabilidade e vigor das mesmas. No entanto, seria interessante o
armazenamento das sementes de pitombeira em ambiente natural de laboratório, devido ao
baixo custo de conservação das mesmas, já que não precisa de energia e equipamentos
específicos.
Também é de importância o desenvolvimento de pesquisas com uso de inibidores de
germinação e também o uso de produtos fungicidas, de modo a conservar melhor as
características físicas, fisiológicas e sanitárias das sementes. Isto porque, aos 100 dias de
armazenamento, a infestação do fungo estava consideravelmente mais elevada do que aos 25
dias, o que pode ter ocasionado a redução da porcentagem de emergência de 100% de plântulas
emersas oriundas das sementes antes do armazenamento, para cerca de 50% no último período
de avaliação (100 dias), tanto para ambientes de câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) quanto
laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar).
O saco de polietileno pode estender por alguns dias a longevidade das sementes de T.
esculenta, mantendo o vigor das mesmas até os 25 dias em câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) ou
ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do ar), quando as sementes apresentaram
teores de água de 42,25% e 39,97%, respectivamente e obtendo-se 89 e 82% de plântulas
normais emersas ou ainda até os 50 dias de armazenamento quando foram obtidas menor
porcentagem de emergência de plântulas (66 e 52%, respectivamente), mas com produção de
81
plântulas vigorosas. Entretanto, é conveniente que a semeadura seja feita logo após a colheita,
sempre que possível, por se tratar de uma semente recalcitrante.
Estudos são necessários para determinar condições de armazenamento que possibilitem
a manutenção da viabilidade de sementes recalcitrantes pelo maior período possível, pois essas
informações são importantes para os programas de produção de mudas, de forma a atender à
crescente demanda, principalmente de projetos de recuperação de áreas degradadas
(CARVALHO et al., 2008).
82
4 CONCLUSÕES

As sementes de T. esculenta devem ser armazenadas até os 25 dias em ambiente de
câmara (18ᵒC; 50% UR do ar) ou ambiente natural de laboratório (28 ± 5ᵒC; 65% UR do
ar) e acondicionadas em saco de polietileno.

Ocasionalmente, pode-se manter as sementes armazenadas até os 50 dias em câmara e
ambiente natural de laboratório, quando ainda se obtém emergência de plântulas de T.
esculenta acima de 50%, proporcionando períodos mais longos de armazenamento com
emergência de plântulas ainda vigorosas.

As sementes de T. esculenta não suportam baixas temperaturas e alta umidade relativa,
quando armazenadas no ambiente freezer (-21 ± 2ᵒC; 95% UR), independente da embalagem
utilizada.

A embalagem saco de papel Kraft não deve ser utilizado para armazenamento de sementes
de T. esculenta, pois ocasiona redução no vigor das plântulas já aos 25 dias de
armazenamento.

A garrafa pet promove o acúmulo de gases tóxicos à semente na embalagem, o que torna
seu uso inviável.
83
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62
CAPÍTULO III
PRODUÇÃO DE MUDAS DE PITOMBEIRA (Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk. SAPINDACEAE)
89
1 INTRODUÇÃO
Os problemas ambientais e a necessidade de recuperação de áreas degradadas têm
aumentado o interesse sobre o conhecimento das espécies nativas brasileiras, sendo que um dos
grandes desafios na recomposição de florestas nativas é a produção de mudas de espécies que
possam suprir programas de reflorestamento (FARIAS JÚNIOR et al., 2007). A importância
econômica das espécies frutíferas para as diversas regiões do Brasil não pode ser mensurada
apenas por dados estatísticos, pois é uma das principais atividades geradoras de renda,
empregos e desenvolvimento regional (RUFINO, 2008).
Nesse contexto, informações sobre a produção de mudas são fundamentais para que se
alcance viabilidade técnica e econômica nessas atividades (LISBOA et al., 2012). Dentre estas
espécies tem-se a Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk. (Sapindaceae), pitombeira ou pitombada-mata, descrita como uma árvore perenifólia ou semidecídua, nativa de grande parte do
Brasil, característica de clima tropical úmido cujo método de propagação é por sementes
(ROMAHN, 2007). Os frutos, as cascas, folhas e madeira dessa espécie são usados pelo
potencial medicinal, para obtenção de óleos e ceras, além do uso em apicultura (SAMPAIO et
al., 2005), sendo de fonte de renda para várias famílias, que comercializam subprodutos e frutos
em avenidas e feiras locais, como ocorre em Pernambuco-PE, Brasil.
Entre os fatores que influenciam na produção de mudas de espécies florestais destacamse a semente, o substrato e o recipiente utilizado, os quais vão refletir diretamente na qualidade
das mudas obtidas (SANTOS et al., 2000). Com relação aos substratos utilizados na produção
de mudas em viveiros florestais, estes devem proporcionar retenção de água suficiente para
permitir a germinação e, quando saturado, manter quantidades adequadas de espaços porosos
para facilitar o fornecimento de oxigênio, indispensável no processo de germinação
(SMIDERLE; MINAME, 2001).
A utilização de resíduos oriundos da atividade florestal ou de outras origens, na cadeia
do negócio florestal, como componentes de substratos para a produção de mudas, pode ser uma
alternativa viável de destinação de parte desses resíduos (MAEDA et al., 2007), busca-se,
portanto, utilizar substratos constituídos de resíduos orgânicos, a fim de diminuir os custos com
adubação química (MORAES NETO et al., 2003). Entre os materiais com alto potencial de
utilização em viveiros, encontram-se resíduos de poda (BARATTA JÚNIOR; MAGALHÃES,
2010), bagaço-de-cana e torta de filtro (NASCIMENTO; NEVES; CORRÊA, 2013), além do
pó ou fibra de coco e resíduo de sisal, que permitem agregar características desejáveis à
composição final do susbtrato.
90
A escolha do recipiente mais adequado está relacionado, principalmente, com a espécie,
quantidade de mudas a ser produzida e com o grau tecnológico a ser empregado (FLORIANO,
2004). Vários são os tipos de recipientes existentes (PAIVA; GONÇALVES, 2001), sendo os
sacos de polietileno e os tubetes os comumente utilizados na produção de mudas (DAVIDE;
SILVA, 2008).
A resposta das mudas também varia em relação à luminosidade, por ser fonte primária
de energia relacionada à fotossíntese, mas para muitas espécies ainda não são conhecidas suas
condições ótimas de cultivo (SARAIVA, 2013). O sombreamento, no processo de produção de
mudas, é necessário, pois o excesso de radiação pode diminuir drasticamente a capacidade
fotossintética das mudas, contribuindo para a ocorrência de fotoinibição (KITAO et al., 2000).
A magnitude da necessidade de luz de uma espécie pode ser avaliada por meio de
sombreamento artificial, no viveiro, o que confere uniformidade de iluminação e permite isolar
e quantificar o efeito da luz (PORTELA; SILVA; PIÑA-RODRIGUES, 2001). O uso de telas
para simulação de sombreamento tem sido adotado por diversos pesquisadores, em estudos de
determinação das exigências luminosas, pelas mais diferentes espécies, na fase inicial de
desenvolvimento (LENHARD et al., 2013).
Dutra et al. (2012) afirmaram que as mudas de copaíba (Copaifera langsolosffii Desf. Fabaceae, Caesalpinioideae) produzidas em tubete de 280 cm3 necessitam de sombra em sua
fase inicial de desenvolvimento, sendo o nível de 50% de sombreamento uma alternativa viável
para produção de suas mudas. Além disso, as mudas desta espécie produzidas no substrato
composto por 70% de Vermiculita® + 30% de casca de arroz carbonizada apresentaram maior
produção de massa seca total.
Os resultados obtidos por Santos; Coelho (2013), no entanto, demonstraram que a
produção de mudas de Erythrina velutina Willd. (mulungu - Fabaceae, Papilionoideae) de
maior qualidade foram aquelas produzidas a pleno sol e no substrato arisco + esterco bovino
curtido na proporção 2:1, utilizando se sacos de polietileno 15 x 25 cm.
Como a produção de mudas de espécies florestais, em quantidade e qualidade, é uma
das fases mais importantes para o estabelecimento de povoamentos, com repercussão sobre a
sua produtividade, esforços têm sido realizados para melhorar a qualidade e reduzir os custos
de produção das mudas (WENDLING; GUASTALA; DEDECEK, 2007). Assim, o presente
trabalho teve como objetivo avaliar a produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Radlk. produzidas em diferentes tipos de recipientes e substratos, e submetidas aos diferentes
níveis de sombreamento.
91
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 OBTENÇÃO DAS SEMENTES
Frutos de T. esculenta, fisiologicamente desenvolvidos (rósea-amarronzado e
amarelado-amarronzado), foram coletados de 12 árvores matrizes, localizadas no município de
Abreu e Lima, Pernambuco (PE), em julho de 2013, nas coordenadas geográficas -7o53’17” Sul
(S), -34o54’58” Oeste (W). O município está inserido no Bioma Mata Atlântica (IBGE, 2013),
com clima do tipo As’, caracterizado como Tropical chuvoso com verão seco, segundo a
classificação de Wilhelm Köppen, apresentando precipitação e temperatura média anual de
1.634,2 mm e 25,5°C, respectivamente (BELTRÃO et al., 2005).
A distância mínima adotada entre as árvores foi realizada conforme recomendações de
Sena; Gariglio (2008) e Davide; Silva (2008), em torno de 50 m entre elas. Tomou-se o cuidado
de procurar colher a mesma quantidade de frutos de cada árvore (FOWLER; MARTINS, 2001),
preferindo-se coletar os frutos presentes na região mediana das copas, eliminando-se os frutos
imaturos e danificados por pragas.
Por ocasião da colheita, as árvores consideradas matrizes, com altura média de 16 m e
129 cm de circunferência altura do peito (CAP medido a 1,30m do solo) encontravam-se sadias,
vigorosas e em plena maturidade. Após a colheita dos frutos, diretamente das árvores, os
mesmos foram imediatamente encaminhados ao Laboratório de Sementes do Departamento de
Agronomia da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), em Recife - PE, para a
realização da abertura dos frutos, extração das sementes, beneficiamento e posterior secagem
das mesmas.
Os frutos foram despolpados, pelo método indicado por Cardoso (2011), para extração
das sementes, sendo o pericarpo seccionado pela metade e a retirada do arilo realizada,
manualmente, através de fricção em grupos de quatro frutos, acrescentando-se areia lavada
peneirada em peneiras de malha de cinco milímetros. Após a remoção do arilo, as sementes
foram lavadas em água corrente e dispostas em bandeja de polietileno, mantendo-as à sombra
(ambiente de laboratório) durante 48 horas, conforme recomendações de Alves et al. (2008).
Durante o período de secagem, foram registradas, através da utilização de um TermoHigrômetro digital, a temperatura e umidade relativa do ar, mínima e máxima, para o ambiente
em que as sementes foram secadas, sendo constatadas temperatura mínima de 25,8°C e máxima
de 32,9°C e umidade relativa do ar mínima de 45% e máxima de 83%.
92
2.2 CONDUÇÃO DO EXPERIMENTO
Antes da semeadura, as sementes foram desinfestadas com solução de hipoclorito de
sódio (NaClO) a 5%, durante cinco minutos, e em seguida lavadas com água deionizada. Os
substratos utilizados para a produção das mudas foram: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaçode-cana + 50% composto de resíduo de poda (1:1:2) (V+BC+C - Figura 1A); 25% Vermiculita
fina® + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino (1:1:2) (V+BC+E - Figura 1B); 25%
Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de resíduo de poda (1:1:2) (V+PC+C Figura 1C); 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino (1:1:2) (V+PC+E
- Figura 1D). O bagaço-de-cana, o pó-de-coco, o esterco bovino e o composto foram peneirados
em peneiras de malha de cinco milímetros, sendo o composto vegetal obtido de podas realizadas
pela EMLURB/Recife, Empresa pública do Recife (PE).
A
B
C
D
Figura 1. Substratos utilizados para a produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk. A - V+BC+C:
25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% composto de resíduo de poda; B - V+BC+E: 25%
Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino; C - V+PC+C: 25% Vermiculita® fina + 25%
pó-de-coco + 50% composto de resíduo de poda; D - V+PC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50%
esterco bovino. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
Para cada substrato, foram testados dois tipos de recipientes: saco de polietileno preto
de 15 x 25 cm, com volume de 1472 cm3 (Figura 2A) e, tubetes de polipropileno de 5,2 cm de
diâmetro interno e 19 cm de altura, com volume interno de 280 cm3 (Figura 2B). Os sacos de
polietileno foram furados na sua parte inferior e lateral visando facilitar o escoamento do
excesso de umidade.
93
25 cm
19,0 cm
Ø 5,2 cm
15 cm
A
Ø 1,2 cm
B
Figura 2. Recipientes utilizados na produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk. A - saco
de polietileno; B - tubete de polipropileno. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
Em ambos os recipientes, foram semeadas, nos substratos previamente irrigados, duas
sementes à profundidade de 2 a 2,5 centímetros (ALVES et al., 2013), posteriormente cobertas
com uma fina camada do mesmo substrato. O umedecimento foi realizado diariamente,
manualmente, com regador, até o final do experimento.
Aos 30 dias após a semeadura, realizou-se o desbaste, com o objetivo de tornar o lote
de plântulas mais homogêneo, proporcionando melhores as condições de desenvolvimento para
a muda a ser produzida, bem como eliminar as plântulas excedentes, deixando-se apenas a mais
vigorosa. No momento do desbaste, foi deixada a plântula com dois ou três pares de folhas
(PAIVA; GONÇALVES, 2001; SCREMIN-DIAS et al., 2006), ou esporadicamente quatro
pares, que se apresentaram mais resistentes e sadias, segundo aspectos visuais, dando
preferência as que estavam no centro do recipiente.
Os recipientes, com os devidos substratos, foram submetidos a diferentes níveis de
sombreamento: pleno sol (0%), 30, 50 e 70% de sombreamento obtidos por meio de telas de
nylon preta, conhecida comercialmente por “sombrite”.
94
2.3 VARIÁVEIS AVALIADAS
2.3.1 Teor de água
Antes da instalação do experimento foram retiradas amostras para determinação do grau
de umidade das sementes de T. esculenta. Essa determinação foi realizada pelo método de estufa
a 105 ± 3ºC por 24 horas (BRASIL, 2009), com quatro repetições de 10 ± 1,0 g, as quais as
sementes foram seccionadas em três partes de aproximadamente sete milímetros (7 mm) e
colocadas em recipientes de alumínio de onze centímetros de diâmetro e cinco centímetros de
altura (5 x 11 cm) para serem em seguida levadas à estufa. Após retiradas da estufa, os
recipientes foram colocados em dessecador por, aproximadamente, dez minutos e,
posteriormente, pesados em balança analítica com sensibilidade de 0,001 g.
2.3.2 Peso de 1000 sementes (g)
Determinado conforme as Regras para Análise de Sementes (BRASIL, 2009), sendo
utilizadas oito repetições de 100 sementes pesadas em balança analítica com precisão de 0,001g.
Como para todas as parcelas o coeficiente de variação foi inferior a quatro, multiplicou-se a
média por 10, e assim obteve-se o peso de mil sementes. A partir do peso de 1000 sementes,
foi calculado o número de sementes/kg.
2.3.3 Emergência das plântulas (%)
O experimento foi realizado em viveiro florestal do Departamento de Ciência Florestal,
localizado no Campus da UFRPE. A porcentagem de emergência foi calculada segundo
Nakagawa (1999) pelo número total de plântulas emersas até 30 dias após semeadura, quando
este número se tornou constante. O critério de emergência foi o surgimento do epicótilo, com
posterior emergência dos protófilos (Figura 3A), por se tratar de uma espécie com germinação
do tipo hipógea, cujas plântulas foram consideradas normais, ou seja, apresentaram todas as
estruturas essenciais bem desenvolvidas, completas, proporcionais e sadias.
95
- Índice de
A
B
C
D
Figura 3. A - emergência das plântulas; B - avaliação da altura com régua; C - avaliação do diâmetro do coleto
com paquímetro; D - comprimento da raiz principal das mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk após 150
dias de semeadura. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014).
2.3.4 Velocidade de emergência (IVE)
Conduzido juntamente com o teste de emergência, este foi determinado mediante
contagens diárias, no mesmo horário, do número de plântulas emersas até 30 dias após a
semeadura, quando ocorreu a estabilização dos resultados. Determinado de acordo com a
fórmula apresentada por Maguire (1962), em que: IVE = G1/N1+ G2/N2 + ... Gn/Nn, na qual
G1, G2 ... Gn correspondem ao número de sementes germinadas, e N1, N2 ... Nn correspondem
ao número de dias após a semeadura.
2.3.5 Tempo médio de emergência (dias)
Determinado de acordo com Silva; Nakagawa (1995), com os resultados expressos em
dias após a semeadura, contabilizando-se o número de plântulas que emergiram até 30 dias após
semeadura.
2.3.6 Sobrevivência (%)
Porcentagem de plantas que sobreviveram até 150 dias após a semeadura (NAKAWA,
1999).
96
2.3.7 Altura da planta (cm/planta)
Considerada como a distância entre o ápice da planta e o coleto, em que as medidas
foram tomadas com auxílio de uma régua graduada em milímetros, aos 150 dias após a
semeadura (Figura 3B).
2.3.8 Diâmetro do coleto (mm/planta)
O coleto de cada planta foi medido com o auxílio de um paquímetro digital da marca
Starrett com precisão de 0,01 mm (Figura 3C), aos 150 dias após a semeadura.
2.3.9 Comprimento da raiz principal (cm/planta)
O comprimento da raiz principal de cada planta foi medido aos 150 dias após a
semeadura, com auxílio de régua graduada em milímetros (Figura 3D).
2.3.10 Número de folhas (folhas/planta)
Foram realizadas contagens em cada planta do número de folhas aos 150 dias após a
semeadura.
2.3.11 Massa seca da parte aérea e do sistema radicular (g/planta)
A parte aérea e o sistema radicular de cada planta foram seccionados na região do coleto
e acondicionados, separadamente, em sacos de papel Kraft, previamente identificados, e
levados à estufa de ventilação forçada, regulada a 80ºC até atingir peso constante (CARVALHO
FILHO; ARRIGONI-BLANK; BLANK, 2004). O material foi pesado em balança analítica com
precisão de 0,001g até que ocorresse a estabilização dos resultados.
97
2.4 CARACTERÍSTICAS DOS SUBSTRATOS
As amostras dos substratos foram retiradas para serem submetidas a análise química
(Tabela 1) e física (Tabela 2), realizadas no Laboratório de Análise de Solos da Estação
Experimental de Cana-de-açúcar de Carpina/UFRPE.
Tabela 1. Análise química dos substratos avaliados. Recife-PE, 2014
SIGLA
M.O.
pH
M
C
P
K
Ca
Mg
Na
Al
H
S.B.
CTC
V
Cu
Fe
Mn
Zn
DESCRIÇÃO
Mat. Orgânica
Potencial Hidrogeniônico
Saturação alumínio
Extrato Sat.
Fósforo
Potássio
Cálcio
Magnésio
Sódio
Alumínio
Soma bases
Cap. troca cat.
Saturação bases
Cobre
Ferro
Manganês
Zinco
UNIDADE
%
Água -1:2,5
%
%
mg/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
cmolc/dm3
%
mg/dm3
mg/dm3
mg/dm3
mg/dm3
V+BC+C
25,58
7,9
0,00
13,10
680
3,85
11,30
0,80
5,43
0,00
0,40
21,78
21,78
98,16
1,40
70,10
1,90
18,40
V+BC+E
21,77
7,9
0,00
12,63
340
2,44
18,30
16,20
2,61
0,00
0,50
39,54
40,04
98,75
0,80
48,10
24,90
19,60
V+PC+C
17,52
8,0
0,00
10,16
1750
4,36
18,30
5,00
5,22
0,00
0,20
32,88
33,08
99,40
1,30
45,10
30,50
33,70
V+PC+E
22,22
7,1
0,00
12,89
400
4,10
20,80
17,30
5,22
0,00
1,50
47,42
48,92
96,93
0,30
57,70
56,70
19,90
ppm K = cmolc/dm3 x 390; ppm Na = cmolc/dm3 x 230; emg/100 cm3 = cmolc/dm3 ; V+BC+C: 25%
Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita®
fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino; V+PC+: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50%
composto de resíduo de poda; V+PC+E: 25% Vermiculita ® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino.
Fonte: Sena (2014)
Tabela 2. Análise física dos substratos avaliados. Recife-PE, 2014
Substrato
V+BC+C
V+BC+E
V+PC+C
V+PC+E
DS (g/cm3)
0,40
0,48
0,33
0,38
DP (g/cm3)
1,18
1,45
1,08
1,11
PT %
65,92
66,65
69,11
66,12
DS - densidade de sólidos; DP - densidade de partículas; PT - porosidade total;
V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% composto de
resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50%
esterco bovino; V+PC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50%
composto de resíduo de poda; V+PC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-decoco + 50% esterco bovino. Fonte: Sena (2014)
98
2.5 CARACTERÍSTICAS MICROCLIMÁTICAS
Os dados da temperatura e umidade relativa do ar da área experimental, realizadas de
julho a dezembro de 2013, encontram-se na Figura 4. As variações médias mínima e máxima
Temperatura do Ar (ᵒC)
40
35
30
25
20
15
10
5
0
Umidade Relativa do Ar (%)
para a temperatura foi de 22,4 a 33,3°C e para a umidade relativa do ar foi de 56 a 93%.
100
95
90
85
80
75
70
65
60
55
50
Temperatura Máxima
Temperatura Média
Temperatura Mínima
A
jul
ago
set
out
nov
dez
UR Máxima
UR Média
UR Mínima
B
jul
ago
set
out
nov
dez
P e r í o d o ( me s e s )
Figura 4. Temperatura (A) e umidade relativa (B) do ar máxima, média e mínima da área
experimental do Departamento de Ciência Florestal da UFRPE, durante o período de condução
do experimento de produção de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk, julho a dezembro
de 2013. Recife-PE, 2014. Fonte: Sena (2014)
2.6 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL E ANÁLISE ESTATÍSTICA
O delineamento estatístico empregado foi o de blocos casualizados, em esquema de
parcelas subdivididas. Nas parcelas, foram testados quatro níveis de sombreamento (0, 30, 50
e 70% de sombreamento), nas subparcelas, dois tipos de recipientes (saco de polietileno e tubete
de polipropileno), em quatro composições de substratos (V+BC+C - Vermiculita® fina +
bagaço-de-cana + composto de resíduo de poda (1:1:2); V+BC+E - Vermiculita® fina + bagaçode-cana + esterco bovino (1:1:2); V+PC+C - Vermiculita® fina + pó-de-coco + composto de
resíduo de poda (1:1:2); V+PC+E - Vermiculita® fina + pó-de-coco + esterco bovino (1:1:2)).
Cada unidade experimental foi composta por quatro repetições de seis plantas e a comparação
entre as médias foi realizada pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade, através do programa
estatístico SISVAR (DEX/UFLA), versão 5.3/1999-2010 (FERREIRA, 2010).
99
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
As sementes de T. esculenta com teor de água médio de 39,8%, peso de mil sementes
de 1938,19 g (C.V.% = 2,86%), aproximadamente 516 sementes/kg, apresentaram alta
porcentagem de emergência (100%) de plântulas aos 30 dias após a semeadura para todos os
níveis de sombreamento e recipientes avaliados. O teor médio de água apresentado pelas
sementes encontrou-se dentro do limite definido por Alves et al. (2008) para secagem de
sementes de pitombeira por até 48 horas, quando obtiveram 39,9% de teor de água.
O fato de apresentar elevada emergência de plântulas é importante, pois indica que o
estande desejado será obtido, consequentemente, a quantidade de mudas a ser comercializada
será alcançada. No entanto, é fundamental que seja levado em consideração a avaliação de
outros parâmetros (Apêndice III), que mostram com mais detalhes a distribuição dessa
emergência ao longo do tempo, bem como o desenvolvimento das mudas.
No bauru, Dipteryx alata Vog. (Fabaceae, Papilionoideae) (MOTA; SCALON; HEINS,
2012) e o cedro, Cedrela odorata L. (Meliaceae) (ROWEDER; NASCIMENTO; SILVA,
2012), os níveis de sombreamento não influenciaram a emergência das plântulas. Porcentagens
de emergência elevadas são comuns em sementes de T. esculenta, conforme os resultados
obtidos de 86 a 90% por Vieira; Gusmão (2006), 88% por Vieira; Gusmão (2008), 91%, 93%
e 99% por Alves et al. (2008, 2009, 2013).
As mudas de T. esculenta também apresentaram excelente sobrevivência aos 150 dias
após semeadura, atingindo 100% de sobrevivência para maioria dos tratamentos, exceto quando
foram utilizados sacos de polietileno contendo Vermiculita® fina + bagaço-de-cana + composto
de resíduo de poda (1:1:2), submetidos a pleno sol. Neste substrato, recipiente e nível de
sombreamento foi observada uma tendência de redução de 5% na porcentagem de
sobrevivência, não se verificando, portanto, diferença significativa entre os níveis de
sombreamento, recipientes e substratos testados (Apêndice III).
Desse modo, todos os substratos, recipientes e níveis de sombreamento forneceram
condições adequadas para a emergência das plântulas e sobrevivência das mudas de pitombeira
(100%). Na obtenção de mudas sadias e de qualidade, a seleção das sementes e do substrato a
ser utilizado exercem grande influência sobre a emergência e desenvolvimento das plantas
(WAGNER JÚNIOR et al., 2006).
100
Para a velocidade de emergência (Tabela 3) das plântulas de T. esculenta, apenas o efeito
do recipiente foi significativo (p < 0,01). Então, ficou evidente, que o saco de polietileno (0,41)
proporcionou maior velocidade de emergência das plântulas de pitombeira quando comparado
ao tubete (0,30).
Tabela 3. Valores médio da velocidade de emergência (IVE) de
plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk, aos 150 dias
após a semeadura, em função do recipiente. Recife-PE, 2014
RECIPIENTE
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
MÉDIA
0,41 A
0,30 B
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula não diferem entre si pelo Teste F.
Fonte: Sena (2014)
A redução na porcentagem e velocidade de emergência de plântulas é uma das
consequências da interação do potencial fisiológico das sementes com a condição do ambiente
(MARCOS FILHO, 2005). Neste caso, constatou-se esta redução somente para a velocidade de
emergência de T. esculenta em função do tipo de recipiente, o que no saco de polietileno,
provavelmente foi obtido melhor areação, capacidade de retenção e temperatura do substrato
para as sementes do que no recipiente tubete.
Verificou-se interação significativa entre recipiente x substrato (p < 0,05) quanto ao
tempo médio de emergência. Comportamento semelhante à velocidade de emergência ocorreu
para este parâmetro (Tabela 4), onde as sementes de T. esculenta semeadas em saco de
polietileno apresentaram menor tempo médio de germinação (aproximadamente 15 dias).
Tabela 4. Tempo médio de emergência (dias) de plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk,
aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato. Recife-PE, 2014
SUBSTRATO
(V + BC + C)
(V + BC + E)
(V + PC + C)
(V + PC + E)
Saco (1472 cm3)
15,11 Aa
14,40 Aa
15,19 Aa
15,02 Aa
Tubete (280 cm3)
20,04 Ba
21,29 Bb
20,64 Bab
20,72 Bab
Médias seguidas pela mesma letra, maiúscula na coluna (recipiente) e minúscula na linha (substrato), não diferem
entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: 25% Vermiculita ® fina + 25% bagaço-decana + 50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita ® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco
bovino; V+PC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de resíduo de poda; V+PC+E: 25%
Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino. Fonte: Sena (2014)
RECIPIENTE
A determinação do tempo médio de emergência é extremamente útil, por ser
considerado um bom índice para avaliar a rapidez de ocupação de uma espécie de determinado
nicho ecológico (FERREIRA et al., 2001). Ao confrontar os resultados obtidos na Tabela 3
(velocidade de emergência) e Tabela 4 (Tempo médio de emergência), constatou-se que, as
101
plântulas de T. esculenta emergiram em menor tempo com o aumento da velocidade de
emergência e o recipiente saco de polietileno ocasionou condições para as plântulas emergirem
de forma mais uniforme e em menor tempo do que o tubete.
Fatores como aeração e capacidade de retenção de água do substrato podem variar de
acordo com o recipiente utilizado e tem grande efeito sobre a emergência de plântulas (BAO;
LIMA; LUZ, 2014). Como não houve diferença significativa entre os níveis de sombreamento
testados (0, 30, 50 e 70% de sombreamento), tanto na emergência total, velocidade e tempo
médio de emergência de plântulas de T. esculenta, pode-se induzir na ocorrência de
plasticidade, ou seja, as sementes germinaram tanto a pleno sol quanto em clareiras ou subbosque.
A plasticidade é de grande importância ecológica, pois as sementes podem germinar em
qualquer situação de luz em que se encontram (AGUIAR et al., 2005). O grau de plasticidade
em relação à variação de luminosidade de cada espécie tem um importante papel na
sobrevivência de plantas em ambientes heterogêneos e variáveis, como o das florestas tropicais,
e pode explicar diferenças na distribuição ecológica e geográfica das espécies (PETIT;
THOMPSON; BRETAGNOLLE, 1963 apud DUZ et al., 2004).
Com relação à altura das mudas de T. esculenta, constatou-se interação entre
sombreamento x recipiente (p < 0,05) e recipiente x substrato (p < 0,01). Os níveis de
sombreamento (Tabela 5) não influenciaram no desenvolvimento das mudas obtidas em
recipiente saco de polietileno, diferentemente do que ocorreu nas mudas produzidas em tubete,
onde a pleno sol proporcionou mudas de menor altura (17,57 cm) quando comparadas com
aquelas obtidas a 50 e 70% de sombreamento (22,02 cm e 21, 24 cm, respectivamente).
recipiente. Recife-PE, 2014
NÍVEL
RECIPIENTE
SOMBREAMENTO
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
Pleno Sol (0%)
20,83 Aa
17,57 Bb
Tela Sombrite 30%
21,27 Aa
20,16 ABa
Tela Sombrite 50%
21,05 Aa
22,02 Aa
Tela Sombrite 70%
21,30 Aa
21,24 Aa
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna (sombreamento), minúscula na linha (recipiente), não
diferem entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Fonte: Sena (2014)
O estudo do crescimento inicial em mudas de guapuruvu (Schizolobium parahyba (Vell.) s. f. Blake - Fabaceae, Caesalpinioideae) até 80 dias, em diferentes níveis de
102
sombreamento (0, 30, 50 e 70%), os mesmos testados para T. esculenta, permitiu observar que
o sombreamento interferiu positivamente no crescimento em altura das mudas com tendência
nos maiores níveis, não causando danos às plantas (CARON et al., 2010).
A redução do crescimento em altura a pleno sol, no recipiente tubete, pode estar
relacionada à elevação da temperatura nas folhas e, desta forma, à intensificação da taxa
respiratória, que, indiretamente, pode induzir o fechamento dos estômatos, com consequente
redução da fixação de carbono, causando, ainda, aumento no consumo de fotoassimilados
(KOZLOWSKI; KRAMER; PALLARDY, 1991). Além disso, a capacidade em crescer
rapidamente em altura quando sombreadas é um mecanismo importante de adaptação das
espécies que procuram por uma taxa luminosa maior (ENGEL, 1989).
Os resultados na Tabela 6, que expressam a interação recipiente x substrato, mostraram
que o recipiente saco de polietileno, em geral, foi mais eficiente em relação ao tubete,
promovendo mudas de T. esculenta de menor altura, apenas ao se utilizar o substrato 25%
Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino (V+BC+E) (17,05 cm). Para o
recipiente tubete, os substratos com esterco bovino na composição permitiram obtenção de
maiores valores de altura, com 22,19 cm no substrato composto por 25% Vermiculita® fina +
25% pó-de-coco + 50% esterco bovino (V+PC+E), seguido de 21,43 cm no substrato composto
por 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino (V+BC+E).
Tabela 6. Valores médios de altura (cm/planta) da parte aérea de mudas de Talisia esculenta (A.
St. Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato.
Recife-PE, 2014
RECIPIENTE
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
(V + BC + C)
23,13 Aa
18,35 Bc
SUBSTRATO
(V + BC + E)
(V + PC + C)
17,05 Bb
22,33 Aa
21,43 Aab
19,02 Bbc
(V + PC + E)
21,94 Aa
22,19 Aa
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna (recipiente), minúscula na linha (substrato), não diferem entre
si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana +
50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita ® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino;
V+PC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de resíduo de poda; V+PC+E: 25%
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna (recipientes), minúscula na linha (substratos), não diferem
entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Vermiculita® fina + Bagaço-de-cana + Composto
A poda
altura
da parte Vermiculita
aérea é um® excelente
parâmetro+ para
avaliar
padrão daVermiculita
qualidade® de
resíduo de
(V+BC+C);
fina + Bagaço-de-cana
Esterco
bovinoo(V+BC+E);
fina +
®
Pó-de-coco
+
Composto
resíduo
de
poda
(V+PC+C);
Vermiculita
fina
+
Pó-de-coco
+Esterco
bovino
(V+PC+E).
mudas de espécies florestais, pois além de ser de fácil determinação para qualquer espécie e em
Fonte: SENA, 2013
todo tipo de viveiro, sua medição não acarreta a destruição das mudas (KNAPIK et al., 2005).
Assim, constatou-se nas Tabelas 5 e 6 que o recipiente saco de polietileno permitiu a obtenção
de mudas de pitombeira com maior altura em todos os níveis de sombreamento testados.
103
Recipientes menores reduzem a taxa de crescimento das mudas, implicando no aumento
do ciclo de produção (ABREU, 2011). A disponibilidade de água e nutrientes é diretamente
proporcional ao volume de substrato e as dimensões pequenas do recipiente resultam em
volume reduzido, afetando o desenvolvimento da muda (SIQUEIRA et al., 2009). Aos 150 dias
de avaliação das mudas de T. esculenta, ficou evidente este comportamento, com uma redução
de 3 a 5 cm no crescimento das mudas de pitombeira obtidas em recipientes do tipo tubete
quando foi utilizado o mesmo substrato (Tabela 6).
Quanto ao diâmetro do coleto de mudas de T. esculenta, as interações sombreamento x
recipiente e recipiente x substrato foram significativos (p < 0,01). Além da melhor combinação
de nível de sombreamento e recipiente ter sido tubete e pleno sol (5,16 mm), como se observa
na Tabela 7, este mesmo recipiente permitiu plantas com maior diâmetro quando comparado ao
saco de polietileno para os demais níveis de sombreamento.
recipiente. Recife-PE, 2014
NÍVEL
RECIPIENTE
SOMBREAMENTO
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
Pleno Sol (0%)
4,02 Ab
5,16 Aa
Tela Sombrite 30%
3,44 Bb
4,76 ABa
Tela Sombrite 50%
3,61 ABb
4,49 Ba
Tela Sombrite 70%
3,81 ABb
4,88 ABa
diferem entre si pelo Teste de Tukey, ao nível de 5% de probabilidade. Fonte: Sena (2014)
Conforme Dutra (2010), variações na qualidade e quantidade, presença ou ausência de
luz influencia no desenvolvimento da planta, sendo que o crescimento em diâmetro vai
depender da atividade cambial que, por sua vez, é estimulada por carboidratos produzidos pela
fotossíntese e hormônios translocados das regiões apicais (KOZLOWSKI, 1962 apud ENGEL,
1989). Assim, as mudas de T. esculenta apresentaram diâmetros de coleto maiores em função
da elevação das intensidades luminosas, no entanto, para mudas de Machaerium sp. (Fabaceae,
Faboideae) não ocorreu variação no diâmetro de coleto, quando submetida a diferentes níveis
de sombreamento (BATISTON; ARANTES; ALMEIDA, 2008).
Ao se utilizar os substratos (Tabela 8) 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50%
esterco bovino (V+PC+E) (4,97 mm) e 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50%
composto de resíduo de poda (V+PC+C) (4,92 mm), seguido por 25% Vermiculita® fina + 25%
104
bagaço-de-cana + 50% esterco (V+BC+E) (4,82 mm), em tubete, obtiveram-se mudas de T.
esculenta com maior diâmetro.
Tabela 8. Valores médios de diâmetro do coleto (mm/planta) de mudas de Talisia esculenta (A.
St. Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato.
Recife-PE, 2014
RECIPIENTE
3
Saco (1472 cm )
Tubete (280 cm3)
(V + BC + C)
3,87 Bb
4,58 Ac
SUBSTRATO
(V + BC + E)
(V + PC + C)
3,25 Bc
4,26 Ba
4,82 Aab
4,92 Aa
(V + PC + E)
3,71 Bb
4,97 Aa
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna (recipiente), minúscula na linha (substrato), não diferem
entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: Vermiculita® fina + bagaço-de-cana +
composto de resíduo de poda; V+BC+E: Vermiculita® fina + bagaço-de-cana + esterco bovino; V+PC+C:
Vermiculita® fina + pó-de-coco + composto de resíduo de poda; V+PC+E: Vermiculita® fina + pó-de-coco + esterco
bovino. Fonte: Sena (2014)
O diâmetro do coleto é uma das melhores características morfológicas para predizer o
padrão de qualidade das mudas, sendo aquelas com maiores diâmetros têm melhor equilíbrio
do crescimento da parte aérea, principalmente quando é necessário maior rustificação
(GOMES; PAIVA, 2011). De acordo com Kratz (2011) este parâmetro está diretamente
relacionado com o índice de sobrevivência e crescimento inicial das plantas em campo.
A produção de mudas de boa qualidade apresenta caules fortes e vigorosos para resistir
às intempéries do meio, como ventos fortes, e também um bom sistema de condução de seiva
(NASCIMENTO; ALMEIDA, 2013). É interessante, então, que os valores para altura das
mudas sejam analisados em combinação com outras variáveis, como o diâmetro do coleto.
Portanto, comparando os resultados obtidos para a altura (Tabelas 5 e 6) e diâmetro do coleto
(Tabelas 7 e 8) das mudas de T. esculenta, pode-se deduzir que o recipiente mais adequado para
o desenvolvimento do diâmetro do coleto (tubete), não foi o mais eficiente para a altura das
mesmas (saco de polietileno).
As mudas de pitombeira produzidas em sacos de polietilenos (média 7 folhas)
apresentaram número de folhas superior em todos os substratos (Tabela 9), exceto quando o
substrato foi 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino (V+BC+E)
(4,31 folhas). O substrato 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino
(V+PC+E) (5,81 folhas), seguido de 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50%
composto de resíduo de poda (V+BC+C) proporcionaram maior número de folhas por planta
(5,49 folhas) em tubete.
105
Tabela 9. Número médio de folhas (folhas/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.)
Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato. Recife-PE,
2014
RECIPIENTE
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
(V + BC + C)
3,87 Bb
4,58 Ac
SUBSTRATO
(V + BC + E)
(V + PC + C)
3,25 Bc
4,26 Ba
4,82 Aab
4,92 Aa
(V + PC + E)
3,71 Bb
4,97 Aa
entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-decana + 50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita ® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco
Provavelmente, o tamanho do recipiente tenha limitado não somente o volume, mas a
quantidade de nutrientes disponíveis para o sistema radicular, afetando, a distribuição para parte
aérea, o que refletiu no número de folhas por planta (CARVALHO FILHO; ARRIGONIBLANK; BLANK, 2004), visto que, quanto menor o recipiente menor será a permanência dos
elementos no substrato, tanto pelo consumo da muda, quanto por lixiviação por ocasião da
irrigação (JOSÉ; DAVIDE; OLIVEIRA; 2005).
Santos (2008) e Mesquita et al. (2009) apresentaram resultados semelhantes ao da T.
esculenta quanto ao número de folhas das mudas de cupuaçú (Theobroma grandiflorum Sterculiaceae) e jenipapo (Genipa americana L. - Rubiaceae) produzidas em recipientes saco
de polietileno e tubete, no entanto, apenas o saco de polietileno proporcionou maior quantidade
de folhas por muda destas espécies, fato este que corrobora com os resultados obtidos nestes
estudo.
A análise do efeito isolado para recipiente (p < 0,01) (Tabela 10) revelou que ocorreu
maior desenvolvimento da raiz principal (24,22 cm) das mudas de T. esculenta produzidas em
saco de polietileno quando comparado ao tubete (17,83 cm), verificando-se um decréscimo de
26,39% nas menores mudas.
Tabela 10. Comprimento da raiz primária (cm/planta) de mudas
de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk, aos 150 dias após a
semeadura, em função do recipiente. Recife-PE, 2014
RECIPIENTE
MÉDIA
Saco 1472
cm3 (25 cm)
Tabela
6. Valores
médios de diâmetro do coleto24,22
(mm)A de mudas
3
Tubete
280
cm
(19
cm)
17,83
B após a
de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk, aos 150 dias
Médias seguidas
mesma
maiúscula
não diferem
entre si pelo Teste F.
semeadura,
empela
função
daletra
interação
recipiente
x substrato
Fonte: Sena (2014)
106
Em relação a interação sombreamento x substrato (p < 0,05), para o comprimento da
raiz principal das mudas de T. esculenta (Tabela 11), houve crescimento similar a pleno sol e
sob 30% de sombreamento nos substratos testados. Os menores níveis de intensidade luminosa
(50 e 70%) foram os que mais influenciaram negativamente neste parâmetro, quando as mudas
foram submetidas a 50% de sombreamento, em substrato composto por 25% Vermiculita® fina
+ 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino (V+PC+E) (19,75 cm) e 70% no substrato formado
por 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco bovino (V+BC+E) (19,35cm).
Tabela 11. Comprimento da raiz principal (cm/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St.
Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x substrato.
Recife-PE, 2014
NÍVEL
SOMBREAMENTO
SUBSTRATO
(V + BC + C)
(V + BC + E)
(V + PC + C)
(V + PC + E)
Pleno Sol (0%)
21,88 Aa
22,12 Aa
20,23 Aa
22,46 Aa
Tela Sombrite 30%
21,54 Aa
19,24 Aa
21,12 Aa
20,22 Aa
Tela Sombrite 50%
22,55 Aa
20,20 Aab
20,94 Aab
19,75 Ab
Tela Sombrite 70%
22,04 Aa
19,35 Ab
22,25 Aa
20,53 Aab
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna (sombreamento), minúscula na linha (substrato), não
diferem entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25%
bagaço-de-cana + 50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita ® fina + 25% bagaço-de-cana +
50% esterco bovino; V+PC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de resíduo de poda;
V+PC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino. Fonte: Sena (2014)
Maior desenvolvimento do sistema radicular possibilita às mudas melhores condições
para estabelecimento do povoamento, tanto para aquisição de nutrientes, como também, água,
e desta forma, em condições de escassez temporária dos recursos a espécie poderá suportar,
durante maior período de tempo, as prováveis dificuldades encontradas em campo (REIS et al.,
2012).
As melhores combinações de sombreamento x recipiente (p < 0,05), para a massa seca
da parte aérea de mudas de T. esculenta (Tabela 12), em saco de polietileno, foram pleno sol
(1,34 g), seguido de 50 e 70% de sombreamento (1,15 e 1,10 g, respectivamente) e para tubete
foram mudas produzidas a 30% (1,04 g) e 70% (1,00 g) de sombreamento.
Tabela 12. Massa seca da parte aérea (g) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk,
aos 150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x recipiente. RecifePE, 2014
NÍVEL
RECIPIENTE
SOMBREAMENTO
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
Pleno Sol (0%)
1,34 Aa
1,12 Ab
Tela Sombrite 30%
0,99 Ba
1,04 Aa
Tela Sombrite 50%
1,15 Aba
0,94 Ab
Tela Sombrite 70%
1,10 Aba
1,00 Aa
107
As mudas de T. esculenta apresentaram diferentes respostas para a interação recipiente
x substrato (p < 0,01), na Tabela 13, onde se pode observar que o recipiente saco de polietileno
favoreceu o acúmulo de massa seca da parte aérea apenas nos substratos formado por 25%
Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de resíduo de poda (V+PC+C) com 1,42
g, seguido de 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% composto de resíduo de
poda (V+BC+C) (1,26 g). Já o tubete ocorreu melhor resultado para o substrato composto por
25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% esterco bovino (V+PC+E) (1,27 g).
Tabela 13. Massa seca da parte aérea (g/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk,
aos 150 dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato. Recife-PE, 2014
RECIPIENTE
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
(V + BC + C)
1,26 Aab
0,82 Bc
SUBSTRATO
(V + BC + E)
(V + PC + C)
0,72 Bc
1,42 Aa
1,05 Ab
0,97 Bcb
(V + PC + E)
1,18 Ab
1,27 Aa
entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-decana + 50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco
Ao comparar a Tabela 11 e 13, referentes ao número de folhas e massa seca da parte
aérea de mudas de T. esculenta, verificou-se comportamento semelhante para os substratos e
recipientes. A massa seca da parte aérea está, portanto, relacionada dentre outras características
com a quantidade de folhas, uma das principais fontes de nutrientes e fotoassimilados para
adaptação da muda pós-plantio, que servirão de suprimento de água e nutrientes para raízes no
primeiro mês de plantio (BELLOTE; SILVA, 2000).
De acordo com os resultados obtidos para o efeito sombreamento x recipiente (p < 0,01),
ocorreu maior massa seca do sistema radicular das mudas de T. esculenta produzidas em saco
de polietileno em relação ao tubete (Tabela 14).
Tabela 14. Massa seca do sistema radicular (g/planta) de mudas de Talisia esculenta (A. St.
Hil.) Radlk, aos 150 dias após a semeadura, em função da interação sombreamento x recipiente.
Recife-PE, 2014
NÍVEL
RECIPIENTE
SOMBREAMENTO
Saco (1472 cm3)
Tubete (280 cm3)
Pleno Sol (0%)
2,62 Aa
2,19 Ab
Tela Sombrite 30%
2,36 Aa
2,04 Ab
Tela Sombrite 50%
2,70 Aa
1,68 Ab
Tela Sombrite 70%
2,49 Aa
1,89 Ab
108
Espécies que crescem a pleno sol tendem a desenvolver mais as raízes, enquanto que
sob sombreamento desenvolvem mais a parte aérea, entretanto, este comportamento depende
do grupo ecológico da espécie (SCALON; ALVARENGA, 1993). No caso da T. esculenta, não
houve diferença para a massa seca das raízes das mudas entre os maiores e menores níveis de
intensidade luminosa.
Com relação a interação entre recipiente x substrato (p < 0,01) (Tabela 15), as melhores
combinações foram constatadas para as mudas de T. esculenta produzidas em recipientes saco
de polietileno no substrato 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de
resíduo de poda (V+PC+C) (3,17 g), seguido de 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-de-cana
+ 50% composto de resíduo de poda (V+BC+C) (2,78 g). Também mostrou-se adequado para
o desenvolvimento do sistema radicular das mudas, o substrato 25% Vermiculita® fina + 25%
pó-de-coco + 50% esterco bovino (V+PC+E) (2,37 g) em recipiente tubete.
Tabela 15. Massa seca das raízes (g) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil.) Radlk, aos 150
dias após a semeadura, em função da interação recipiente x substrato. Recife-PE, 2014
SUBSTRATO
(V + BC + C)
(V + BC + E)
(V + PC + C)
(V + PC + E)
Saco (1472 cm3)
2,78 Aab
1,76 Ac
3,17 Aa
2,45 Ab
Tubete (280 cm3)
1,51 Bc
1,94 Ab
1,99 Bab
2,37 Aa
entre si pelo Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. V+BC+C: 25% Vermiculita® fina + 25% bagaço-decana + 50% composto de resíduo de poda; V+BC+E: 25% Vermiculita ® fina + 25% bagaço-de-cana + 50% esterco
RECIPIENTE
Quanto mais abundante a massa seca da raiz, maior porcentagem de sobrevivência no
campo, independentemente da altura da parte aérea, havendo uma correlação entre o peso de
massa seca das raízes e a altura da parte aérea (GOMES; PAIVA, 2011) uma vez que a presença
de raízes fibrosas permitem elevada capacidade das mudas manterem-se em crescimento e de
formação de raízes novas, mais ativas, possibilitando resistência superior em condições
extremas. Com base nessa afirmação, pode predizer que as mudas que apresentam as maiores
médias de massa seca das raízes, estarão mais propicias a sobreviver quando levadas para o
campo (CARNEIRO, 1995).
O tipo de recipiente a ser utilizado deve ser escolhido em função do seu custo, do
substrato, do transporte, da finalidade da produção e de suas características para a formação de
mudas de boa qualidade. Assim, os sacos de polietileno são mais aplicáveis a programas de
extensão em pequena escala como viveiros comunitários e para espécies do Cerrado e da
Caatinga (DAVIDE; SILVA, 2008), ou média escala, diferente dos tubetes que são requeridos
109
para produção em larga escala (HOPPE et al., 2004) e exige maior investimento inicial na
implantação do viveiro (DAVIDE; SILVA, 2008).
O uso de menor volume de substrato nos tubetes em viveiros comerciais de produção é,
entretanto, vantajoso devido às economias na compra do substrato e fertilizantes, redução no
turno de regas, facilidade no transporte das mudas (DUTRA, 2010), reutilização dos recipientes
(IBF, 2013), redução de mão-de-obra no viveiro e no plantio, uso de mecanização e melhor
relação custo benefício do que outros recipientes (CAMPINHOS JÚNIOR; IKEMORI, 1983).
Para produção de mudas de T. esculenta deve-se utilizar, preferencialmente, o recipiente
saco de polietileno, pois foi o que mais contribuiu para o desenvolvimento das mudas,
proporcionando elevada porcentagem e uniformidade na emergência das plântulas e maior
vigor das mesmas quando comparado ao tubete. Apesar disto, como os tubetes de polipropileno
são os recipientes mais indicados para produção de mudas florestais nativas e com melhor
aceitação no mercado atualmente (IBF, 2013), também pode ser utilizado na produção de mudas
de pitombeira, pois permitiu da mesma forma, a obtenção do estande desejado com mudas
vigorosas nos diferentes níveis de sombreamento.
Nascimento; Almeida (2013) recomendaram o saco de polietileno 15 x 20 cm para
mudas de quixabeira (Bumelia obtusifolium Roem ex Schult - Sapotaceae) por se desenvolvem
melhor neste recipiente em comparação ao tubete de 50 cm3 de volume, assim como Ferreira
(2013) indicou apenas o saco de polietileno de 0,001 m3 para mudas de Poincianella
gardneriana (Benth.) L. P (catingueira - Fabaceae, Caesalpinioideae). Bao; Lima; Luz (2014),
no entanto, constataram que para produção de mudas de Matayba guianensis Aubl. (camboatábranco - Sapindaceae) pode-se utilizar tanto os recipientes saco de polietileno preto (15 x 25
cm) quanto tubete (2,60 cm de diâmetro x 13 cm de altura), pois ambos favoreceram o
desenvolvimento do caule e da raiz desta espécie.
O substrato deve ser o primeiro fator a ser pensado quando se quer produzir mudas de
boa qualidade, pois o uso inadequado pode ocasionar irregularidade ou até mesmo nulidade na
germinação (ARAÚJO; PAIVA SOBRINHO, 2011). Mesmo com o pH acima da faixa
adequada para produção de mudas de espécies florestais (GONÇAVES; POGGIANI, 1996
apud WENDLING; GATO, 2002) (Tabela1), todos os substratos influenciaram positivamente
na porcentagem de emergência, mas, o substrato Vermiculita® fina (25%) + pó-de-coco (25%)
+ esterco bovino (50%) (V+PC+E) foi o que permitiu menor tempo de emergência e favoreceu
o desenvolvimento das mudas de T. esculenta em recipiente tubete. Já para a produção de mudas
em saco de polietileno deve-se utilizar, de preferência, o substrato Vermiculita® fina (25%) +
110
pó-de-coco (25%) + composto de resíduo de poda (50%) (V+PC+C), uma vez que promoveram
resultados superiores para todos os parâmetros avaliados ou, ocasionalmente, o substrato
Vermiculita® fina (25%) + bagaço-de-cana (25%) + composto de resíduo de poda (50%)
(V+BC+C).
É determinado para produção de mudas de espécies florestais, que o substrato ideal
apresente adequadas características físicas e químicas e contenha proporções significantes de
elementos essenciais, necessários ao crescimento e desenvolvimento das plantas (CALDEIRA
et al., 2008). Além disso, devem conter elevados teores de matéria orgânica (PARIZZOTO;
COSTA JÚNIOR; MOREIRA, 2011) e porosidade suficiente para ocorrer a rápida remoção do
gás carbônico formado e permitir trocas gasosas eficientes, evitando falta de oxigênio para a
respiração das raízes e atividades dos microorganismos no meio (KÄMPF, 2005).
Logo, os resultados da análise química e física dos substratos utilizados para T.
esculenta (Tabelas 1 e 2, respectivamente) comparados com os valores obtidos por Gonçalves;
Poggiani (1996) apud Wendling; Gato (2002), possibilitou verificar que a porosidade dos
substratos encontra-se classificada como média (55-75%), ocorrendo variações de 61 a 69% de
porosidade total. No substrato 25% Vermiculita® fina + 25% pó-de-coco + 50% composto de
resíduo de poda (V+PC+C), recomendado para o saco de polietileno, constatou-se nível de
Fósforo elevado (>400 mg/dm3), mas adequadas quantidades de Potássio (3-10 cmolc/dm3),
Cálcio (10-20 cmolc/dm3), Magnésio (5-10 cmolc/dm3) e CTC efetiva (>20 cmolc/dm3).
Também ocorreu maior Saturação por bases (99,40%) e porosidade total (69,11%) e menor
densidade da partícula (1,08g/cm3) e de sólidos (0,33 g/cm3) em relação aos demais substratos.
Quanto ao sombreamento, ocorreu elevada porcentagem e uniformidade na emergência
de T. esculenta, bem como boa capacidade de crescimento das mudas nos diferentes níveis de
sombreamento avaliados. Dutra (2010) obteve respostas semelhantes para copaíba (Copaifera
langsdorffii - Fabaceae, Caesalpinioideae) e afirmou que a ocorrência de plasticidade pode
indicar capacidade de utilização destas espécies nos vários estágios de sucessão, inclusive em
programa de recuperação de matas destruídas, ou seja, tanto em áreas totalmente degradadas ou
com dossel em fechamento.
Dependendo da quantidade e do tempo de exposição à luminosidade, algumas espécies
pode ter sua germinação influenciada de forma positiva ou negativa e consequentemente ter a
quantidade e qualidade do desenvolvimento da planta afetados (LEAL, 2013). As análises do
crescimento de mudas são, então, utilizadas para predizer o grau de tolerância das diferentes
espécies ao sombreamento (VALLADARES et al., 2000).
111
O crescimento satisfatório de algumas espécies, em ambientes com diferentes condições
de intensidade luminosa, pode ser atribuído à capacidade de ajustar, eficaz e rapidamente, seu
comportamento fisiológico para maximizar a aquisição de recursos nesses ambientes (DIASFILHO, 1997). Logo, as espécies que toleram a sombra são classificadas como tolerantes, ao
contrário das intolerantes ou heliófilas que se desenvolvem melhor em plenas condições de
luminosidade (POGGIANI; BRUNI; BARBOSA, 1992).
Diante disto e a partir dos resultados obtidos para a produção de mudas de T. esculenta,
em diferentes níveis de sombreamento, pode-se induzir que a pitombeira seja uma espécie
tolerante ao sombreamento, conforme descrição de Davide; Silva (2008) e não heliófita
segundo Lorenzi et al. (2006). Deve-se ressaltar também que esta espécie, pela sua plasticidade,
apresenta grande potencial para silvicultura e programas de melhoramento, podendo ser alvo
de programas de seleção de genótipos com taxas mais altas de crescimento, e que estejam
melhor adaptados a determinados sistemas de regeneração (ENGEL; POGGIANI, 1990).
Na tomada de decisão sobre qual sombreamento a ser usado, devem ser considerados,
principalmente, os parâmetros que refletem um crescimento equilibrado da muda como um todo
e um bom desenvolvimento radicular (CAMPOS; UCHIDA, 2002). Visto que as características
da parte aérea e o comprimento das raízes de T. esculenta não sofreram influência dos
tratamentos e que maiores pesos de matéria seca tendem a indicar maior vigor das mudas, a
produção de mudas poderia ser efetuada tanto a pleno sol quanto sombreada.
A produção de mudas é antes de tudo uma arte com auxílio da ciência, onde o êxito de
um programa de reflorestamento depende da escolha da espécie a ser plantada, bem como da
qualidade das mudas produzidas (FARIAS JÚNIOR et al., 2007). Os fatores limitantes para o
desenvolvimento de programas de plantações florestais com espécies nativas e sistemas
agroflorestais, entretanto, só serão superados por meio de amplas pesquisas e experimentações,
que exigirão, dentre outros, recursos financeiros, apoio governamental e mão-de-obra
capacitada para continuidade a médio e longo prazo (BRASIL, 2006).
A partir do exposto, recomenda-se a produção de mudas de pitombeira (T. esculenta),
em sacos de polietileno de 1472 cm3 contendo o substrato Vermiculita® fina (25%) + pó-decoco (25%) + composto de resíduo de poda (50%) (V+PC+C), produzidas a pleno sol ou sob
sombreamento, pois ambos apresentaram desenvolvimentos satisfatórios. É importante, no
entanto, dar preferência às mudas produzidas a pleno sol, pois formarão provavelmente mudas
de maior diâmetro do coleto e adequado sistema radicular, o que permite melhor fixação das
mudas no solo, absorção de água e minerais.
112
4 CONCLUSÕES
 O recipiente saco de polietileno de 1472 cm3 é mais adequado para produção de mudas de
T. esculenta para os níveis de sombreamento testados.
 Para a produção de mudas de T. esculenta em saco de polietileno deve-se utilizar o substrato
formado por Vermiculita® fina (25%) + pó-de-coco (25%) + composto de resíduo de poda
(50%) (V+PC+C).
 O substrato composto por Vermiculita® fina (25%) + pó-de-coco (25%) + esterco bovino
(50%) (V+PC+E) proporciona menor tempo de emergência e desenvolvimento das mudas
de T. esculenta quando se utiliza tubete de polipropileno.
 A produção de mudas de T. esculenta é satisfatória tanto a pleno sol como sob
sombreamento, mostrando adaptação às diferentes condições.
113
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120
APÊNDICES
Apêndice I. Quantidade (toneladas) e distribuição da oferta de frutos de Talisia esculenta
(A. St. Hil) Radlk na Ceasa-PE no período de 2009 a 2013. Recife-PE, 2014
ANO
2009
2010
2011
2012
2013
Total
Média
Jan
3
1
8
1
3
Fev
18
14
18
5
9
11
Marc
23
40
59
38
26
37
QUANTIDADE MENSAL (TONELADAS)
Abril Mai Jun
Jul Ago Set Out
62
88
138
93
6
66
113
60
9
82
93
95
25
82
90
27
20
4
44
50
21
2
67
87
68
30
5
0
-
Fonte: Boletim Técnico da Ceasa-PE (2013)
Nov
-
Dez
-
Total
431
303
380
267
152
1533
307
121
Apêndice II. Resumo da Análise de variância (ANOVA) para porcentagem de emergência (E), índice de velocidade de emergência (IVE), tempo médio de
emergência (TME), comprimento da raiz principal (CR), comprimento da parte aérea (CPA), comprimento total (CT), massa seca do sistema radicular (MSR),
massa seca da parte aérea (MSPA) e massa seca total (MST) de plântulas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk oriundas de sementes acondicionadas em
diferentes embalagens e ambientes de armazenamento. Recife-PE, 2014
FONTE DE
VARIAÇÃO
GL
E
(%)
50,400000
IVE
ns
0,008519 ns
TME
(dias)
23,609230 ns
CR
(cm)
6,551052 ns
QUADRADO MÉDIO
CPA
CT
(cm)
(cm)
0,296854 ns
8,493139 ns
MSR
(mg)
254,912923
ns
MSPA
(mg)
290,770651 ns
MST
(mg)
632,437615 ns
REP (A)
9
A
2
7539,466667 **
0,865298 **
1767,880667 **
3074,629365 **
428,039312 **
5735,248810 **
81821,579022 **
196837,700347 **
534793,658759 **
E
2
16973,600000 **
1,985714 **
2117,574380 **
5153,649084 **
723,478439 **
9557,228962 **
156953,730055 **
415007,215425 **
1094468,294335 **
Per
4
53185,466667 **
3,652735 **
4127,054415 **
4052,343703 **
518,398472 **
7515,485687 **
136125,352251 **
303772,427283 **
837629,655237 **
AxE
4
4526,666667 **
0,524116 **
573,801804 **
1344,740668 **
193,518980 **
2502,076748 **
41410,415162 **
105596,266616**
281016,971605 **
A x Per
8
1314,800000 **
0,159912 **
280,267654 **
385,489208 **
52,643188 **
716,536536 **
9044,791084 **
21310,818858 **
56357,590967 **
E x Pern
8
1296,933333 **
0,169684 **
373,403797 **
493,077221 **
77,349816**
927,297977**
12032,278243 **
44430,987333**
101094,105431 **
A x E x Per
16
656,666667 **
0,096789 **
151,065237 **
203,420256 **
30,308065 **
383,944316 **
5183,445541 **
13761,126320**
34306,488694 **
Erro
126
30,558730
0,008035
14,981207
8,199749
0,268606
9.1301
295,729195
302,504387
806,488065
-
16,96
29,53
31,84
19,78
9,59
15,30
22,07
14,40
14,26
C.V. (%)
GL- grau de liberdade; Rep - repetição; A - ambiente; E - embalagem; Per - períodos; C.V. - coeficiente de variação
* e ** - significativo a 5 e 1%, respectivamente; ns = não-significativo pelo Teste de F. Fonte: Sena (2014)
122
Apêndice III. Resumo da Análise de variância (ANOVA) para porcentagem de sobrevivência (S), índice de velocidade de emergência (IVE), tempo médio
de emergência (TME), altura(AP), diâmetro do coleto (D), número de folhas (NF), comprimento da raiz principal (CR), massa seca da parte aérea (MSPA)
e massa seca do sistema radicular (MSR) de mudas de Talisia esculenta (A. St. Hil) Radlk avaliados aos 150 dias após a semeadura. Recife-PE, 2014
QUADRADO MÉDIO
FONTE DE
VARIAÇÃO
GL
Bloco
3
S
(%)
2,170226ns
Sombreamento (Sb)
3
2,170226ns
0,001168ns
2,515202ns
Resíduo A
9
2,170226
0,000827
1,668969
ns
IVE
0,000048ns
TME
(dias)
0,708137ns
AP
(cm/planta)
7,158374ns
D
(mm/planta)
0,167407ns
NF
(folhas/planta)
0,660160ns
CR
(cm/planta)
0,436059ns
MSPA
(g/planta)
0,006316ns
MSR
(g/planta)
0,196823ns
34,971098**
1,569458**
2,988202ns
7,427017ns
0,300849**
0,368898ns
4,922240
0,062076
1,553949
6,403800
0,042232
0,342866
0,450419
**
1057,039968
**
24,034978
ns
35,339875
**
30,583043
**
1304,244817
**
11,109720**
Recipiente (R)
1
2,170226
Substrato (S)
3
2,170226ns
0,000174ns
0,749843ns
42,637893**
1,681370**
11,803255**
17,900089**
0,795175**
3,239690**
Sb x R
3
2,170226ns
0,000666ns
0,394454ns
26,092788*
0,546119**
1,142939ns
5,814863ns
0,116765*
0,776911**
Sb x S
9
2,170226ns
0,000546ns
1,969419ns
12,186007ns
0,208373ns
1,244065ns
8,406892*
0,051167ns
0,351512ns
RxS
3
2,170226ns
0,001030ns
5,538357*
133,808573**
1,550678**
21,058693**
10,320767ns
1,231344**
4,468901**
Sb x R x S
9
2,170226ns
0,000417ns
0,816982ns
7,383101ns
0,052422ns
0,626487ns
7,563223ns
0,060199ns
0,428440*
Resíduo B
84
2,170226
0,000565
1,392867
7,962718
0,120608
1,027762
4,120808
0,034449
0,185053
CV (A) %
-
1,48
8,10
7,26
10,73
5,80
21,49
12,04
18,93
26,06
CV (B) %
-
1,48
6,69
6,63
13,64
8,08
17,48
9,65
17,10
19,14
** e * - significativo a 1 e 5%, respectivamente; ns - não significativo a 5% pelo Teste de F; GL - grau de liberdade; CV% - coeficiente de variação.
Fonte: Sena (2014)
0,450419
**

Título: EFEITO DO MÉTODO E PERÍODO DE SECAGEM DE

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