Diagnóstico de Gestação e Fetometria Durante

Transcrição

DIAGNÓSTICO DE GESTAÇÃO E FETOMETRIA
DURANTE OS PRIMEIROS 90 DIAS DE GESTAÇÃO
EM CAPRINOS DA RAÇA SERRANA
Relatório Final de Estágio
Licenciatura em Engenharia Zootécnica
DIANA RAQUEL GASPAR ABREU
UNIVERSIDADE DE TRÁS-OS-MONTES E ALTO DOURO
VILA REAL, 2006
Aos meus Pais.
Ao Miguel.
A todos os meus familiares e amigos.
“As doutrinas do presente trabalho são da responsabilidade do autor.”
Diagnóstico de Gestação e Fetometria Durante os Primeiros 90 Dias de Gestação em Caprinos da Raça Serrana
Índice
Agradecimentos
5
Lista de abreviaturas
6
A – Revisão bibliográfica
7
1 – Introdução
7
2 – A raça caprina Serrana
9
2.1 – Origem e solar
9
2.2 – Solar e área de dispersão
9
2.3 – Caracterização da raça
10
2.3.1 – Características morfológicas
10
2.3.2 – Características funcionais
12
2.3.3 – Características produtivas
12
2.3.4 – Efectivos
13
2.4 – Sistemas de produção
14
2.5 – Potencialidades da caprinicultura transmontana
15
3 – Ultrassonografia – princípios de funcionamento e interpretação de sonogramas
16
3.1 – Princípios básicos da ultrassonografia
16
3.2 – Cuidados com o equipamento e maneio dos animais
19
3.2.1 – Manuseamento do ecógrafo
19
3.2.2 – Maneio dos animais
19
3.3 – Planos seccionais e acessibilidade fetal
21
3.4 – Terminologia e interpretação de imagens
23
3.5 – Critérios de escolha de um ecógrafo
28
3.6 – Aplicações da ultrassonografia em reprodução animal
29
4- Desenvolvimento embrionário
30
4.1 – Fecundação
30
4.1.1 – Local de fecundação
30
4.1.2 – Duração da viabilidade dos gâmetas
31
4.1.3 – Etapas da fecundação
32
4.1.3.1 – Penetração do espermatozóide no oócito
32
4.1.3.2 – Formação dos pró-núcleos
34
4.1.3.3 – Singamia – fusão dos pró-núcleos
35
1
4.1.3.4 – Activação do oócito
35
4.1.3.5 – Bloqueio da polispermia
35
4.1.4 – Gemeralidade
36
4.2 – Clivagem – segmentação
36
4.2.1 – Marcha normal da segmentação
38
4.2.2 – Características da clivagem
40
4.2.3 – Ritmo da clivagem
40
4.2.4 – O blastocisto
41
4.2.4.1 – Distribuição dos embriões no útero
42
4.3 – Gastrulação
42
4.3.1 – Formação e função dos anexos embrionários
43
4.3.2 – Diferenciação da área embrionária
45
4.3.2.1 – Derivados dos folhetos
47
4.3.2.1.1 – Evolução do ectoblasto
48
4.3.2.1.2 – Evolução do cordo-mesoblasto
49
4.3.2.1.3 – Evolução do endoblasto
50
4.4 – Implantação ou nidação
51
4.4.1 – Preparação do útero para a implantação
51
4.4.2 – Marcha da implantação
52
4.5 – Placentação
52
4.6 – Organogénese – Formação dos órgãos
54
4.7 – Indução embrionária
56
4.8 – Desenvolvimento fetal dos caprinos nos primeiros três meses de gestação 56
4.9 - Mortalidade embrionária e fetal
5 – Diagnóstico de gestação e determinação do número de embriões
57
60
5.1 – Métodos de diagnóstico de gestação
60
5.1.1 – Métodos laboratoriais
61
5.1.1.1 – Doseamento da progesterona
61
5.1.1.2 – Doseamento de sulfato de oestrona
62
5.1.1.3 – Doseamento de glicoproteínas associadas à gestação
63
5.1.2 – Métodos físicos
63
5.1.2.1 – Radiografia
63
5.1.2.2 – Laparoscopia
64
5.1.2.3 – Palpação abdominal
64
2
5.1.2.4 – Palpação recto-abdominal
64
5.1.2.5 – Ultrassonografia
65
5.1.2.5.1 – Ultrassonografia modo A
65
5.1.2.5.2 – Doppler
66
5.1.2.5.3 – Ultrassonografia em tempo real – Modo B
67
5.1.2.5.3.1 – O Diagnóstico de gestação
69
5.1.2.5.3.2 – Diagnóstico de alterações na viabilidade embrionária e fetal
71
5.1.2.5.3.3 – Determinação do número de embriões
73
5.2 – Critérios para a escolha de um método de diagnóstico de gestação
74
6 – Fetometria
75
6.1 – Aparecimento e desenvolvimento dos órgãos embrionários e fetais
75
6.1.1 – Comprimento crânio-caudal
76
6.1.2 – Diâmetro do tronco embrionário
77
6.1.3 – Diâmetro biparietal
78
6.1.4 – Comprimento occipito-nasal
79
6.1.5 – Diâmetro das órbitas fetais
80
6.1.6 – Diâmetro do cordão umbilical
81
6.1.7 – Mensuração dos placentomas
81
6.1.8 – Mensuração do coração
84
6.1.8.1 – Mensuração dos batimentos cardíacos
85
6.1.9 – Outras estruturas
86
B – Parte Experimental
88
1. Caracterização da exploração
88
2. Material e métodos
88
2.1 Período A
89
2.2 Período B
90
3. Resultados
91
3.1 Período A
91
3.2 Período B
95
4. Discussão
100
4.1 Período A
100
4.2 Período B
104
5. Conclusão
107
6. Bibliografia
108
3
7. Cibergrafia
112
Anexos
113
Anexo 1
114
Anexo 2
115
4
Agradecimentos
Ao Professor José Carlos Almeida pelos comentários e sugestões que fez ao texto e
pelas muitas conversas que contribuíram largamente para clarificar e melhorar o relatório.
Ao Professor João Simões pela transmissão de conhecimentos na parte
experimental e pelas sugestões que fez ao texto.
Ao Eng.º Paulo Fontes pela ajuda e paciência demonstrada durante a parte
experimental.
Ao Professor Severiano Silva pela ajuda no tratamento estatístico dos dados.
A todos os que, por variadas formas, tornaram possível a realização do estágio e do
relatório final.
5
Lista de Abreviaturas
CCC – Comprimento craneo-caudal
CF – Comprimento do fémur
CN – Cobrição Natural
COM – Comprimento Occipito-Nasal
CU – Comprimento do úmero
DBP – Diâmetro biparietal
DCU – Diâmetro do Cordão Umbilical
DGest – Dias de gestação
DOF – Diâmetro das Órbitas Fetais
DP – Diâmetro dos placentomas
DTE – Diâmetro do Tronco Embrionário
DT1 – Diâmetro torácico 1
DT2 – Diâmetro torácico 2
IA – Inseminação Artificial
OOC – Oócito
PAG – Glicoproteínas associadas à gestação (pregnancy associated glicoprotein)
P4 – Progesterona
SPZ – Espermatozóide
UTR – Ultrassonografia em tempo real
VE – Vesícula embrionária
6
A – Revisão Bibliográfica
1- Introdução
No norte de Portugal, a produção caprina realiza-se principalmente em regiões
caracterizadas por pequenas parcelas, de difícil mecanização, solos de fraca aptidão
agrícola ou uso exclusivo de floresta e ainda terrenos compostos essencialmente por matos
(Monteiro et al., 2005). Nos últimos anos, descobriu-se, tanto em caprinos como em
ovinos, um potencial produtivo interessante em sistemas de exploração com maior uso de
recursos e de tecnologia (Parraguez et al., 1999). Segundo Santa Maria et al. (1990), citado
por Parraguez et al. (1999), o recurso a sistemas mais eficientes na produção caprina, é
facilitado pela capacidade que a cabra possui em responder a modificações favoráveis das
condições de maneio, aumentando os níveis de produção e melhorando a sua eficiência
reprodutiva, especialmente em produção intensiva de leite. Assim, o futuro da
caprinicultura terá de passar naturalmente pela optimização de recursos e melhoria dos
sistemas de produção, em que um dos pontos principais a ter em consideração é a
reprodução, nomeadamente o controlo do ciclo éstrico, a detecção precoce de gestação, o
acompanhamento do desenvolvimento do feto/embrião, a determinação da idade fetal e
também a verificação da existência ou não de problemas do foro reprodutivo.
O diagnóstico precoce de gestação é essencialmente útil, uma vez que torna
possível diminuir perdas económicas associadas aos animais não gestantes (Quintela et al.,
1999). A fetometria, por seu lado, possibilita a monitorização do desenvolvimento fetal o
que, quando a data da cobrição não é conhecida, permite estimar a idade gestacional. No
entanto, quando a mesma data é conhecida, a fetometria revela-se útil para estudar a
normalidade ou anormalidade no crescimento e desenvolvimento fetal (Bulnes et al.,
1999).
A realização do diagnóstico precoce é uma das ferramentas que mais contribui para
optimizar os rendimentos produtivos em explorações de pequenos ruminantes, reduzindo
de forma eficaz o intervalo entre o parto e a cobrição fértil seguinte. Além disso, o
conhecimento do estado reprodutivo de cada fêmea integrante de um rebanho permite
melhorar o maneio alimentar dos animais e prestar-lhes os cuidados necessários (Bulnes et
al., 1999), e possibilita também o refugo de animais improdutivos (Aiumlamai et al.,
1992).
7
De acordo com Smith et al. (1996), citado por Chalhaub et al. (2001), existem duas
categorias de perda reprodutiva: animais que morrem durante a gestação ou que falham em
parir, sendo estes últimos os que mais contribuem para as perdas reprodutivas do rebanho.
Assim sendo, a realização de exames ultrassonográficos oferece vantagens em termos de
tempo e precisão na detecção da gestação e de problemas que possam surgir (Aiumlamai et
al., 1992; citado por Chalhaub et al., 1998).
A ecografia, efectuada por via transrectal ou transabdominal, pode substituir com
sucesso outras técnicas directas ou indirectas de diagnóstico de gestação, mas também
pode ser utilizada apenas para complementar estas últimas, quando as mesmas não
permitem obter diagnósticos definitivos ou quando a gestação não evolui de forma normal
(Simões et al., 2004).
8
2- A Raça Caprina Serrana
Os animais da raça caprina Serrana têm desempenhado um importante papel na
fixação das populações ao meio rural, pois tem algum impacto na actividade agro-pecuária
das regiões onde se encontram (Monteiro et al., 2005).
A sua elevada rusticidade associada à grande capacidade para seleccionar e
“ingerir” as partes mais digestíveis das plantas faz deste animal a “vaca das zonas pobres”
(Monteiro et al., 2005).
2.1 – Origem e Solar
A origem da cabra Serrana perde-se no tempo, sendo de difícil determinação, mas
crê-se que terá tido origem em três tipos de cabras selvagens do período quaternário:
Capra prisca, Capra aegagrus e Capra falconeri (Monteiro et al., 2005). A Capra
aegagrus pertencia ao tronco europeu, a Capra falconeri e a Capra prisca ao tronco
asiático A Capra aegagrus será, segundo alguns autores, a única ascendente das cabras
domésticas. Actualmente aceita-se que a raça Serrana tenha origem na Serra da Estrela e
proceda da Capra pyrenaica, ou cabra dos Pirinéus pertencente ao tronco europeu,
antecessora das raças caprinas portuguesas e espanholas (Almendra, s.d.).
2.2 – Solar e Área de Dispersão
De acordo com Monteiro et al. (2005), a raça caprina Serrana representa cerca de
45% do efectivo caprino nacional. Consideram-se ainda algumas variedades dentro da raça
Serrana: a Transmontana, a Jarmelista, a da Serra e a Ribatejana, cada uma com
características especificas principalmente no aspecto morfológico destacando-se a cor da
pelagem (Cardigos, s.d.) encontrando-se o ecotipo da Serra em riscos de extinção
(Monteiro et al., 2005).
As áreas geográficas de dispersão da cabra Serrana e de cobertura das Associações
de Criadores responsáveis pelo Registo Zootécnico dos seus animais estão ilustradas no
mapa seguinte (Fig. 2.1) (Cardigos, s.d.).
9
Fig. 2.1 – Distribuição geográfica da cabra Serrana
2.3 – Caracterização da Raça
2.3.1 – Características Morfológicas
Os caprinos da raça Serrana caracterizam-se pela estatura média, explorada
principalmente pela sua aptidão leiteira, embora a produção de carne possua também um
importante papel, principalmente em Trás-os-Montes (Monteiro et al., 2005).
Cabeça (Fig. 2.2): grande, comprida, de perfil subcôncavo, fronte ampla e
ligeiramente abaulada; face triangular; chanfro largo, rectilíneo e com depressão na união
com o frontal, focinho fino; boca pequena e lábios finos; orelhas relativamente curtas e
horizontais, cornos de secção triangular, rugosos, dirigidos para trás em forma de sabre,
com hastes paralelas ou divergentes, ou ligeiramente dirigidas para trás, divergentes ou
espiraladas. Barba predominantemente nos machos (Almendra, s.d.).
10
Fig. 2.2 – Pormenor da cabeça de um caprino da raça Serrana.
Pescoço (Fig. 2.3): Comprido, mal musculado, bordos rectilíneos com ou sem
brincos (Almendra, s.d.).
Fig. 2.3 – Pormenor do pescoço de uma cabra Serrana.
Tronco: Linha dorso-lombar quase direita ou ligeiramente oblíqua, dorsos e rins
descarnados e rectilíneos; garupa descaída, cauda curta e arrebitada. Tronco ligeiramente
arqueado; abdómen desenvolvido (Almendra, s.d.).
Úbere: Bem desenvolvido, globoso, por vezes pendente; tetos pequenos e cónicos
dirigidos para a frente ou ligeiramente para os lados (Almendra, s.d.).
11
Membros: Finos, resistentes, com unhas pequenas e rijas (Almendra, s.d.).
Pelagem: pode ser preta, castanha e ruça, podendo apresentar coloração amarela em
algumas regiões, sendo a única raça caprina autóctone de pelo comprido (Almendra, s.d.).
Peso vivo adulto: Machos – 35 a 50 kg; Fêmeas – 25 a 40 kg. (Almendra, s.d.).
2.3.2. Características Funcionais
A raça Serrana é utilizada para produção de leite ou leite e carne. Em função do
ecotipo vai decrescendo a sua importância leiteira em favor da aptidão carne: Ribatejano,
Jarmelista, da Serra e Transmontano (Almendra, s.d.).
A raça Serrana, tal como as outras raças autóctones não apresenta estacionalidade
reprodutiva sazonal, podendo ser coberta em qualquer época do ano, permitindo uma
elevada intensificação reprodutiva. No entanto verifica-se uma concentração de partos
entre os meses de Dezembro e Maio (Almendra, s.d.).
As diversas características reprodutivas encontram-se resumidas na tabela 2.1.
Tabela 2.1: Caracterização dos parâmetros reprodutivos. (Fonte: www.ovinosecaprinos.com; ANCABRA,
2001).
Parâmetros Reprodutivos
Valor
Taxa de Fertilidade:
92 - 95%
Taxa de Prolificidade:
1,65 – 1,92
Taxa de Fecundidade:
152 – 182%
Idade ao primeiro parto (meses):
15 – 18
Idade à puberdade (meses):
8 – 12
2.3.3. Características Produtivas
2.3.3.1. Produção de carne
A cabra Serrana produz cabritos criados exclusivamente com o seu próprio leite,
que no caso do ecotipo transmontano são abatidos entre as quatro e as doze semanas
apresentando um peso médio de 7,5 kg aos 45 dias. A carne “Cabrito Transmontano”
possui Denominação de Origem Protegida (DOP).
A tabela 2.2 apresenta as principais características da produção de carne.
12
Tabela 2.2: Algumas características da produção de carne (Fonte: www.ovinosecaprinos.com).
Características
Valor
Peso médio ao nascimento:
2,2 – 3 kg
Peso médio aos 30 – 40 dias:
6 – 8 kg
Peso médio aos 60 dias:
11 kg
GMD em regime extensivo:
120 g/dia
Peso de abate tradicional:
6 – 8 kg
Idade de abate tradicional:
30- 40 dias
Época principal de abate:
Natal, Páscoa e Agosto
2.3.3.2. Produção de Leite
Na produção de leite encontra-se uma grande variação, o que reflecte por um lado a
variabilidade genética da raça e por outro o sistema de produção tradicional, dependente
obviamente da região da exploração. As principais características da produção de leite do
ecotipo transmontano são mencionadas na tabela 2.3.
Tabela 2.3: Algumas características da produção de leite (Fonte: www.ovinosecaprinos.com).
Características
Valor
Produção de leite aos 150 dias:
103,1 litros
Produção de leite total:
123,0 litros
Produção média diária:
0,68 litros
Duração da lactação:
181 dias
Teor butiroso:
3,5 %
Teor proteico:
3,3 %
2.3.4. Efectivos
De acordo com dados (2005) fornecidos pela Associação Nacional de
Caprinicultores da Raça Serrana (ANCRAS), existe um efectivo de 19300 cabras Serranas
inscritas no livro genealógico, distribuídas por 242 explorações. Na fig. 2.4 são
apresentadas as percentagens de efectivos por associação.
13
AGRIGUARDA 12%
COVICÔA 6%
ACORO 8%
ANCRAS 65%
ACRO 9%
Fig. 2.4 – Percentagem de efectivos por associação.Adaptado de Cardigos, s.d.
2.4. Sistema de produção
De acordo com Bourbouze (1991), citado por Almendra (s.d.), o sistema de
produção caprina é um conjunto de elementos de interacção (factores e condições de
produção) adequados à exploração agrícola (terra, capital, trabalho, informação, outros
rebanhos, família, etc.) e que englobam essa exploração (meio físico, espaço, baldios, meio
económico, meio histórico-social, etc.). Elementos que organizados pelo criador
determinam as condições da conduta e de produção da cabrada para satisfazer as
necessidades (leite, carne, peles, fumeiro, capital, trabalho, etc.).
Os sistemas de produção variam em função da região onde a cabra Serrana é
explorada e dentro de cada região, variam em função das condições edafo-climáticas
(montanha, vales sub-montanos, planalto, etc.), da tradição de exploração local e da
valorização monetária dos produtos e da sua facilidade de comercialização (Almendra,
s.d.).
A produção de caprinos da raça Serrana em Trás-os-Montes segue uma produção
extensiva tradicional, que recorre ao pastoreio livre de percurso, onde os rebanhos
aproveitam os recursos naturais da região. Os animais podem também ser estabulados,
sendo-lhes fornecido o alimento à manjedoura (Monteiro et al., 2005). (Fig. 2.4)
14
Fig. 2.5 – Produção de caprinos da raça Serrana em pastoreio e em confinamento.
2.5 – Potencialidades da Caprinicultura Transmontana
A raça Caprina Serrana possui um atributo de elevada importância, uma vez que
consegue sobreviver e ainda produzir em regiões de clima adverso. É razão fundamental da
sua boa resposta à intensificação, pois consegue produzir em sistemas de exploração em
que as carências alimentares predominam e o maneio reprodutivo nem sempre é o mais
correcto e ajustado ás disponibilidades alimentares e necessidades fisiológicas. Ao
melhorar o sistema de produção é normal que a capacidade produtiva do animal se
manifeste, com uma aumento significativo da produção (Almendra, s.d.).
Uma das principais características dos caprinos é a elevada eficiência que possuem
na produção de leite, que associada ao valor nutritivo e dietético do leite e do queijo tem
incentivado a intensificação da exploração de caprinos. Assim, a produção caprina é uma
fonte de entrada permanente de receitas no sistema de produção tradicional. Destaca-se
ainda o interesse desta espécie, não só por sobreviver e produzir em terrenos de escassa
capacidade para a produção agrícola, mas também por conseguir aproveitar a fibra vegetal
com grande eficácia (Almendra, s.d.).
15
3. Ultrassonografia – Princípios de Funcionamento e Interpretação de
Sonogramas
A ecografia é uma técnica baseada na produção e emissão de ultra-sons, ondas
sonoras não perceptíveis ao ouvido humano, uma vez que a sua frequência de vibração é
superior a 30000 Hz (Bulnes et al., 1999). Entre os diferentes modos de ecografia, o mais
usado na actualidade é o modo B, ou em tempo real, que consiste numa técnica não
invasiva que fornece, sem diferimentos no tempo, imagens, das estruturas interna e externa
dos órgãos reprodutivos e tecidos e caracteriza ainda eventos reprodutivos como, por
exemplo, a ovulação ou a transição da eco-textura do útero em diestro para o útero em
estro (Griffin e Ginther, 1992).
As imagens obtidas pelos aparelhos ecográficos actuais apresentam uma resolução
elevada, mas muitas vezes produzem-se artefactos ou imagens que não correspondem a
estruturas reais e que devem ser conhecidas para evitar erros na sua interpretação (Bulnes
et al., 1999).
3.1. Princípios Básicos da UTR
A UTR ou ecografia em modo B é um mecanismo que utiliza ondas de ultra-sons
(sons de alta frequência) que são emitidos através de cristais piezoeléctricos existentes no
transdutor (cristais capazes de converter a energia eléctrica em energia radiante mecânica e
vice-versa). Consoante o tipo de tecido que atravessa, essas ondas são devolvidas como
ecos, os quais são captados pelo mesmo cristal (Bellanda, s.d.), e são processados em
conjuntos de pontos de brilho de diferentes intensidades de modo a formar uma imagem
bidimensional ou sonograma (Simões et al., 2004). Esta imagem ecográfica representa um
plano tomográfico da morfologia e anatomia dos tecidos ou órgãos explorados (Simões et
al., 2004).
Os ultra-sons são emitidos através do transdutor e propagam-se através dos tecidos
(Goddard, 1994). A velocidade de propagação é independente da frequência mas depende
das características dos tecidos (Goddard, 1994).
Actualmente os transdutores/sondas (responsáveis pela emissão e recepção dos
sinais ultrassonográficos) emitem feixes sequenciais ou segmentares de ultrassons
obtendo-se no mesmo instante a imagem correspondente aos ecos. Nestas condições
16
denomina-se UTR modo B ou em tempo real (Simões et al., 2004). Através do princípio
dos ecos, a imagem pode ser produzida no ecrã do ecógrafo que transmite a impedância
acústica
encontrada
entre
os
tecidos,
pelo
brilho
ultrassonográfico
e
pela
distância/profundidade da interface dos tecidos (Goddard, 1994).
De referir a existência de outros modos de imagem ou sistemas de ultra-sons: modo
A ou modo de amplitude e modo M (movimento) também denominado TM (“tempomovimento”) e mais recentemente o modo V (volume), com imagem tridimensional. A
UTR por efeito doppler foi (e ainda é nalguns locais) bastante utilizada, principalmente em
suínos mas também em pequenos ruminantes. O efeito doppler baseia-se na detecção de
movimento cardíaco fetal, movimento dos fetos ou ainda nos fluxos sanguíneos das
artérias placentárias (El Amari et al., 2003ª - Simões et al., 2004).
Em medicina veterinária, para trabalhos de diagnóstico são adoptadas sondas com
frequência compreendida entre 1 e 10 MHz (Goddard, 1994). No entanto, para a
generalidade dos exames de rotina do foro reprodutivo, as frequências entre os 3,5 e os 7,5
MHz são as mais adequadas (Simões et al., 2004). Os transdutores de diversas frequências
são seleccionados com base no tamanho e localização das estruturas a estudar (Griffin e
Ginther, 1992). Estruturas pequenas que se encontram relativamente perto do transdutor
(ex.: folículos ováricos) são facilmente visualizadas com sondas de 5 ou 7,5 MHz de
frequência. Pelo contrário, estruturas de maior dimensão que se distanciam mais do
transdutor (ex.: feto e útero em gestações avançadas) são detectadas com maior facilidade
com sondas de 3,5 MHz, visto que a profundidade da penetração é mais importante que a
obtenção de uma imagem detalhada (Griffin e Ginther, 1992).
As imagens são normalmente geradas por um sistema de conversão scanner, o qual
processa os ultra-sons reflectidos numa forma capaz de ser apresentada no monitor
(Goddard, 1994).
De acordo com Griffin e Ginther (1992), a frequência é um bom indicador da
resolução mas não da qualidade da imagem, ou seja, quanto maior a frequência (a
resolução acústica aumenta com o aumento da frequência), menor será a sua capacidade de
penetração nos meios de propagação. A atenuação é a principal limitação ao uso da
ecografia em tecidos ou órgãos profundos (Simões et al., 2004).
A qualidade da imagem varia com o número de cristais existentes no transdutor,
com o número de imagens por segundo, com os métodos de focagem e com alguns
aspectos de design (Griffin e Ginther, 1992).
17
Os transdutores lineares consistem num número de cristais piezoeléctricos (64-254)
alinhados de forma precisa ao longo do eixo longitudinal da sonda (Goddard, 1994). Estes
cristais, por deformação, podem receber as ondas reflectidas e transformá-las em energia
eléctrica (Simões et al., 2004).
Os transdutores lineares requerem uma área de contacto relativamente larga
contrariamente ao que sucede com os transdutores sectoriais que facilitam a visualização
de algumas estruturas inacessíveis às sondas lineares (Goddard, 1994). As sondas
sectoriais consistem num pequeno número de cristais rotativos e apenas um cristal fixo ou
oscilante ou num cristal oscilante (Goddard, 1994).
Os ultra-sons são recebidos pelos mesmos cristais que os emitiram. Após detecção,
os impulsos são transformados em corrente eléctrica proporcional à sua intensidade. Estes
sinais eléctricos são amplificados e processados para posterior visualização (Stroud, 1994,
citado por Simões et al., 2004).
A qualidade do brilho dos ultra-sons reflectidos depende de numerosos factores,
sendo os mais importantes a diferença da impedância acústica dos diversos tecidos, o
ângulo entre o limite dos tecidos e a sonda e a distância a que se encontra o transdutor
(Goddard, 1994).
Segundo Rantanen e Ewing (1981), citado por Simões et al. (2004), os tecidos
oferecem resistência à propagação dos ultrassons denominada de impedância acústica, que
é proporcional á velocidade de propagação e à densidade dos tecidos. Uma vez que a
velocidade de propagação nos tecidos moles sofre variações pouco significativas, a
impedância acústica depende principalmente da densidade dos tecidos. São as diferenças
de impedância acústica entre dois meios adjacentes que determinam os graus de
intensidade de transmissão e de reflexão de ultra-sons (Cartee, 1995, citado por Simões et
al., 2004). De acordo com Nyland et al. (1995), citado por Simões et al. (2004), quanto
maior for esta diferença, maior será a intensidade das ondas reflectidas, diminuindo a
possibilidade de propagação dos ultra-sons aos tecidos situados distalmente em relação à
interface, que nos tecidos moles tem pequenas diferenças acústicas, o que permite o
retorno dos ecos de intensidade variável, constituindo estas interfaces boas fontes de
informação.
Quando os ultra-sons se propagam através de estruturas homogéneas não existe
reflexão, embora em tecidos como o fígado (tecido homogéneo), a presença de pequenas
estruturas e variações de densidade produzam uma imagem de brilho aparentemente
uniforme (Goddard, 1994).
18
Nas interfaces teciduais o gradiente de densidade pode ser observado (quando
existe uma grande diferença de impedância acústica) e nessas áreas é gerado um forte eco.
Por outro lado, tecidos com densidade acústica semelhante não são facilmente
diferenciados a não ser que existam fortes linhas de demarcação (Goddard, 1994).
De acordo com Ferray et al. (1991), citado por Simões et al. (2004), as interfaces
em que um dos meios tem elevada densidade acústica (p. ex. as constituídas entre tecidos
moles e tecido ósseo ou mineralizado) ou de baixa impedância acústica (geralmente entre
tecidos moles e gases), apresentam uma intensidade de reflexão extremamente elevada
bloqueando a progressão dos ultra-sons aos tecidos situados distalmente em direcção a
estas estruturas. Estas interfaces constituem uma importante limitação à exploração
ultrassonográfica desses tecidos (Simões et al., 2004).
3.2. Cuidados com o Equipamento e Maneio dos Animais
3.2.1. Manuseamento do Ecógrafo
É conveniente tomar determinadas precauções quando se utiliza o ecógrafo e
também depois do trabalho de diagnóstico estar concluído (Bellanda, s.d.). O ecógrafo
deve colocar-se numa zona protegida e com fraca luminosidade ambiente de modo a obter
um maior contraste na visualização da imagem no monitor (Simões et al., 2004).
Posteriormente, as ligações do ecógrafo devem realizar-se com o equipamento desligado,
inclusive quando pretendemos trocar o transdutor. Em caso de estudos com sondas
transrectais, estas devem estar protegidas com uma luva adequada ao efeito, prevenindo
assim o seu contacto directo com as fezes dos animais em observação e deve também ser
aplicado um gel acústico sobre a zona de cristais para obtenção de uma melhor imagem,
pois o gel constitui um bom meio de propagação de ultra-sons e não provoca interferências
significativas (Simões et al., 2004).
Depois do diagnóstico é recomendável limpar o ecógrafo com um pano limpo e
húmido e a sonda deve ser lavada (Bellanda, s.d.).
3.2.2. Maneio dos Animais
Os animais sujeitos à exploração ecográfica por via transrectal devem estar
devidamente contidos em posição de estação. As fezes devem ser removidas do recto para
19
que o contacto entre o transdutor e a mucosa rectal dos animais seja optimizado (Freitas e
Simplício, 1999). O transdutor devidamente lubrificado é inserido no recto sofrendo lentas
rotações de forma a percorrer todo o útero (Ishwar, 1995). Quando se realiza o diagnóstico
transabdominal, a sonda é colocada na zona inguinal do lado direito, uma vez que o rúmen
ocupa grande parte do lado esquerdo. Para facilitar uma boa transmissão dos ultra-sons
entre o transdutor e a pele, para além de utilizar o gel acústico, em algumas raças é
necessário depilar parcialmente (tricotomia) a região inguinal dos animais (Simões et al.,
2004).
Embora no exame transrectal seja conveniente remover as fezes da ampola rectal,
de modo a facilitar o contacto com a sonda, é possível (e mais prático) inserir a sonda com
o transdutor virado para cima, rodando-a posteriormente 180º, emitindo os feixes para
baixo (Simões et al., 2004a). Assim, a bexiga urinária e o útero são facilmente localizados
sem a necessidade de remover as fezes da ampola rectal (Simões et al., 2004).
Em alguns casos os animais são sujeitos a um período de jejum, anterior ao exame,
de forma a evitar um excesso do conteúdo ruminal e intestinal (Bulnes et al., 1999).
Nos pequenos ruminantes o diagnóstico de gestação é muitas vezes realizado com
sondas transabdominais (Fig. 3.1), utilizando sondas de 5 ou 3,5 MHz de frequência
(Simões et al., 2004), actualmente a UTR por via transrectal começa a “ganhar terreno”,
pois de acordo com Haibel (1990), oferece uma maior precocidade e precisão no
diagnóstico de gestação (Ishwar, 1995).
Fig. 3.1 – Exploração ecográfica por via transabdominal em pequenos ruminantes (adaptado de
Bulnes et al., 1999).
20
A exploração ecográfica deve ser realizada de forma a obter diferentes planos
ultrassonográficos com o objectivo de obter imagens mais representativas das estruturas
embrionárias ou fetais (Simões et al., 2004).
Os exames ecográficos por via transrectal (Fig. 3.2) podem ser realizados até cerca
dos 90 dias de gestação, uma vez que, passado este período, o útero e o feto se tornam
menos acessíveis por esta via (Simões et al., 2004). Posteriormente pode-se recorrer à
utilização de sondas transabdominais. Estas últimas têm como principal inconveniente o
diagnóstico mais tardio de uma gestação (Haibel (1990); Freitas e Simplício (1999)), só
sendo possível a sua utilização a partir dos 22 dias (através da visualização da vesícula
embrionária) (Hesselink y Taverne, 1994) ou dos 25-30 dias (Gearhart et al., 1988;
Bretzlaff et al., 1993) (pela visualização do embrião), enquanto que com sondas
transrectais a gestação se possa detectar a partir dos 11 dias (diagnóstico de gestação
incompleto, apenas baseado na presença da vesícula embrionária) ou aos 19 dias (Bulnes et
al., 1999).
Fig. 3.2 – Ecografia transrectal. Adaptado de Simões et al. (2004), citando Pierson et al. (1988).
3.3. Planos Seccionais e Acessibilidade Fetal
De acordo com Simões et al. (2004), o diâmetro relativamente pequeno da ampola
rectal e a utilização de um transdutor linear posicionado ao longo do eixo longitudinal da
21
ampola são factores que contribuem para a limitação dos movimentos da sonda. Por outro
lado, segundo os mesmos autores, a acessibilidade fetal (ou do conteúdo uterino) também é
uma condicionante à obtenção dos planos ecográficos.
A nomenclatura utilizada para descrever os diversos planos ecográficos é baseada
no modelo fetal de apresentação normal (eixo longitudinal da coluna vertebral do feto é
paralelo ao eixo longitudinal da mãe) dentro do útero (Kanh, 1994, citado por Simões et
al., 2004). Normalmente esta nomenclatura também é utilizada para caracterizar outras
estruturas uterinas (Simões et al., 2004).
Os planos existentes são os seguintes (Fig. 3.3):
2.3.1 Planos longitudinais ou sagitais
2.3.1.1 Plano mediano: plano ultrassonográfico posicionado exactamente entre a
linha branca e a espinal-medula.
2.3.1.2 Plano paramediano: secções paralelas ao plano anterior
2.3.2. Plano horizontal: secção latero-lateral do feto
2.3.3.Plano transversal: secção perpendicular ao plano mediano (vertical ao eixo do
corpo).
A observação dos órgãos e partes do corpo fetal depende do tempo de gestação, da
posição do feto relativamente ao transdutor e da espécie animal à qual se realiza o
diagnóstico (animais de grande porte versus animais de pequeno porte) (Simões et al.,
2004).
As apresentações fetais podem ser classificadas em anteriores, posteriores e
transversais. Nas primeiras duas, o eixo longitudinal da coluna vertebral do feto é paralelo
ao da mãe, estando a diferença na extremidade do feto que se encontra direccionada para a
cavidade pélvica da mãe. A apresentação transversal é definida quando o eixo da coluna
vertebral do feto está em posição transversal relativamente à mãe (Simões et al., 2004).
Estas apresentações são importantes para a acessibilidade dos diversos órgãos
fetais, uma vez que o transdutor só pode ser colocado na parte inicial dos cornos uterinos.
Nos primeiros meses de gestação é possível visualizar um maior nível de alterações nas
apresentações fetais, diminuindo à medida que o feto aumenta de volume (Simões et al.,
2004).
22
Fig. 3.3 – Planos seccionais. Adaptado Simões et al. (2004), citando Kanh (1994).
3.4. Terminologia e Interpretação de Imagens
Os tecidos ou órgãos são constituídos por múltiplas interfaces acústicas. A
capacidade de reflectirem em maior ou menor grau os ultra-sons denomina-se de
ecogenicidade (Simões et al., 2004).
A representação dos ecos de retorno como pontos de brilho sobre um fundo negro é
feita através de uma escala de cinzentos. Esta escala de cinzentos tem como extremos o
branco e o preto. O primeiro representa a reflexão ou retorno máximo dos ecos, cujos
exemplos mais claros são os ossos e os gases. Estas estruturas denominam-se
hiperecogénicas ou hiperecóicas, devido à grande quantidade de ecos que produzem; no
caso do osso por causa da sua densidade, no caso dos gases devido à dispersão das
partículas que impedem a condução dos ultra-sons. O preto representa a inexistência de
reflexão, que se produz por exemplo nos líquidos. Estas estruturas denominam-se
anecogénicas ou anecóicas, devido à inexistência de ecos (Bulnes et al., 1999). Quando
estamos perante uma baixa reflexão (Bulnes et al., 1999), quando a intensidade dos ecos é
23
menor que a dos tecidos adjacentes (Simões et al., 2004), denominam-se os tecidos ou
órgãos de hipoecogénicos ou hipoecóicos. Esta denominação pode ser utilizada quando se
quer comparar a ecogenicidade de uns tecidos em relação a outros (Bulnes et al., 1999).
Quando a intensidade dos ecos é igual à dos tecidos adjacentes, os órgãos ou
tecidos denominam-se isoecogénicos (Simões et al., 2004). Segundo Cartee et al. (1993),
citado por Simões et al., (2004), a designação da ecogenicidade dos órgãos ou tecidos é
portanto, relativa às diferenças de densidade dos meios adjacentes.
Para obter uma maior fiabilidade da escala de cinzentos e optimizar a imagem
representada no monitor, o ecógrafo calcula electronicamente o tamanho, a forma e a
localização das interfaces e estruturas exploradas com base na velocidade do som e no
tempo de retorno (Bulnes et al., 1999).
Os ecografos actuais possuem a capacidade de controlo de variação da intensidade
dos ultra-sons reflectidos. Esta característica denominada ganho geral (gain), permite
diminuir ou aumentar a intensidade geral dos ecos visualizados, optimizando o contraste
entre os diversos pontos. Estes aparelhos apresentam ainda a possibilidade de controlar a
variação de intensidade proximal ou distal, denominando-se ganho proximal (near gain) ou
ganho distal (far gain) respectivamente. Esta designação é particularmente útil para corrigir
as diferenças de intensidade de estruturas isoecogénicas situadas a diferentes
profundidades pois, normalmente, os ecos provenientes de estruturas mais profundas são as
de menor intensidade devido ao efeito de atenuação da maior distância do meio percorrido
(Rantanen e Ewing, 1981 – citado por Simões et al., 2004). O controlo dos ganhos é
especialmente importante quando s pretende distinguir entre estruturas reais e artefactos
De acordo com Burk e Ackerman (1996), citado por Simões et al. (2004), uma vez
que os pontos de brilho representam a ecogenicidade e o posicionamento relativo das
interfaces acústicas é possível avaliar certas características dos tecidos e órgãos
explorados, como o tamanho, a conformação, a posição e a arquitectura ou ecotextura
ecogénica. As três primeiras podem ser avaliadas de forma objectiva, através da
mensuração e observação dos limites dos tecidos ou órgãos, o que não acontece quando se
pretende avaliar a ecotextura. Segundo Nyland et al. (1995), a arquitectura ecogénica é
constituída por ecos provenientes de reflexões especulares (o ângulo de reflexão é igual ao
ângulo de incidência) e não especulares (restantes reflexões), embora o processo da sua
formação seja pouco conhecido (Simões et al., 2004). Quando se pretende avaliar esta
característica é necessário fazer uma apreciação da homogeneidade, granulação ou
24
irregularidade das interfaces acústicas (Burk e Ackerman, 1996), ou seja, do tamanho,
espaçamento e irregularidade dos pontos (Simões et al., 2004).
O “software” incorporado no aparelho ultrassonográfico faz as mensurações das
estruturas exploradas, que muitas vezes podem surgir distorcidas na imagem ecográfica,
devido à obtenção de planos ultrassonográficos inadequados (órgãos demasiado grandes
para a área de exploração do transdutor) ou por causa da pressão exercida sobre as
estruturas exploradas (Burk e Ackerman, 1996; citado por Simões et al., 2004).
Para interpretar uma imagem ecográfica é necessário ter em atenção a qualidade da
imagem e a sua fiabilidade pois estas, muitas vezes encontram-se afectadas pelo
aparecimento de artefactos na visualização das estruturas. Um artefacto é definido como
uma imagem ultrassónica que não corresponde ao eco real do tecido submetido a
observação (Bulnes et al., 1999). A sua ocorrência deve-se à visualização de ecos que
retornam ao transdutor de forma errada ou, simplesmente, à ausência do seu retorno
(Wrigley, 1998; citado por Simões et al., 2004). Segundo Bru (1994), citado por Simões et
al. (2004), os artefactos podem representar 30 a 90 % dos ecos observados. Apesar de, na
maioria dos casos, dificultarem o diagnóstico ecográfico, a sua presença também pode ser
associada a determinadas patologias, o que pode ajudar na sua identificação (Bulnes et al.,
1999). Assim, o reconhecimento dos artefactos é importante, de forma a determinar quais
possuem valor diagnóstico e, quando tal não acontece, tentar minimizá-los, o que é
possível através do reajustamento dos controlos do aparelho ou do direccionamento dos
feixes de ultra-som (Simões et al., 2004).
Algumas interferências na imagem não se devem só à interacção física dos ultrasons com os tecidos, mas podem ser induzidas por aparelhos com radiações
electromagnéticas provenientes de aparelhos eléctricos situados na proximidade ou pelo
próprio utilizador (mau contacto do transdutor com a superfície do animal provoca
bloqueio dos ultra-sons, ocorre a separação do eco, aparecendo linhas rectas com
descontinuidade na imagem (Bulnes et al., 1999) (Fig. 3.4), podem também resultar do uso
de baixas frequências ou tecidos proximais, que diminuem a resolução ou pela
compensação incorrecta dos ganhos (intensidades) que também provoca alterações na
imagem (Kirberger, 1995; citado por Simões et al., 2004).
Os ganhos proximais excessivos podem esconder estruturas hipoecogénicas
superficiais, enquanto que baixos ganhos podem originar áreas anecogénicas ou
hipoecogénicas adventícias (Simões et al., 2004).
25
Fig. 3.4 – Artefacto ecográfico à direita de um placentoma, resultante do mau contacto entre o
transdutor e a superfície animal.
Os artefactos mais importantes e os observados com maior frequência em
reprodução são:
3.4.1. Ângulo de Incidência Anormal ou Sombra Lateral
O ângulo de incidência anormal, que se produz especialmente nas margens dos
órgãos, leva a uma omissão do eco ou sombra lateral, aparecendo as estruturas
incompletas. Neste caso a solução passa simplesmente por alterar o ângulo de observação
(Bulnes et al., 1999). Este artefacto resulta da interacção dos ultra-sons com as interfaces
curvas dessas estruturas: uma parte destes é reflectida para os tecidos adjacentes e a
restante sofre refracção (Nyland et al., 1995), impedindo, desta forma, que regressem ao
transdutor (Simões et al., 2004).
3.4.2. Reverberação acústica
Consiste na produção de falsos ecos devido à presença de duas ou mais superfícies
reflectoras no trajecto da propagação dos ultrassons (Penninck, 1995; citado por Simões et
al., 2004). Este artefacto ocorre quando os ecos de alta intensidade, ao retornarem ao
transdutor ou a uma superfície reflectora mais proximal, serem reflectidos por estes,
voltando a propagar-se aos tecidos e sendo finalmente reflectidos em direcção ao
transdutor (Fig. 3.5). De acordo com Kirberger (1995), citado por Simões et al. (2004), o
26
sinal eléctrico é processado como tendo feito um único percurso, apresentando o dobro da
distância relativamente à das interfaces originais.
Fig. 3.5 – Representação esquemática das reverberações acústicas. (Adaptado de Simões et al.,
2004)
3.4.3. Sombra Acústica
A sombra acústica (Fig. 3.6) deve-se a uma reflexão ou atenuação completa dos
ecos por estruturas como os ossos ou gases, que produzem uma reflexão total dos ultrasons e que impedem a visualização do que se encontra debaixo delas, criando uma zona
anecogénica artificial (Bulnes et al., 1999).
Fig. 3.6 – Representação esquemática da sombra acústica. (Adaptado de Simões et al., 2004)
27
3.4.4. Reforço Posterior ou Transmissão Directa
Este artefacto é causado por uma fraca atenuação dos ecos em estruturas com
líquidos (por exemplo: bexiga urinária, grandes folículos e vesículas embrionárias), e que
se traduz numa área de ecos brilhantes e densos, devido à presença de várias ondas de som
presentes nesta zona em comparação com outras à mesma profundidade, mas não por baixo
do líquido (Bulnes et al., 1999). Segundo Penninck (1995), citado por Simões et al. (2004),
o reforço posterior contribui para a diferenciação de estruturas quísticas de massas sólidas
hipoecogénicas tais como corpos lúteos e estruturas foliculares, apresentando portanto,
valor diagnóstico.
3.4.5. Artefacto das “seis e doze horas”
De acordo com Simões et al. (2004), quando alguns feixes de ultra-sons incidem
perpendicularmente nas superfícies proximal e distal de estruturas esféricas com conteúdo
líquido podem produzir reflexões especulares. Estes ecos hiperecogénicos estão situados
em ambas as superfícies às seis e doze horas, daí a sua denominação.
3.5. Critérios de Escolha de um Ecógrafo
É muito importante ter em consideração determinados factores antes de escolher o
equipamento para ecografias, e o primeiro a ter em conta é o tipo de aplicação (Bellanda,
s.d.). Este critério está principalmente relacionado com o tipo de sonda a eleger, uma vez
que o corpo do aparelho, na prática veterinária, está mais em função das possibilidades
económicas. O ecógrafo deve possuir essencialmente uma boa resolução, ou seja, a
qualidade da imagem fornecida pelo ecrã deve ser bastante nítida. Como requisitos
mínimos, o ecógrafo deve dispor de um controlo de congelação da imagem no ecrã, ter a
possibilidade de variar a escala de representação da imagem, com a finalidade de poder
observar mais detalhadamente algumas estruturas, e um terceiro ponto muito importante, é
a possibilidade de realizar mensurações através de calipers. Existem ainda outras funções
disponíveis em alguns modelos de ecografos, tais como a possibilidade de memorizar e
armazenar algumas imagens, variar a velocidade de emissão e recepção de ultra-sons em
órgãos móveis para obter melhores imagens (Bulnes et al., 1999).
Quanto ao transdutor, o desenho (linear ou sectorial; externo ou intrarectal) e a
frequência, são os critérios principais na sua selecção (Bulnes et al., 1999).
28
3.6. Aplicações da UTR em reprodução animal
O campo de aplicações da UTR é muito vasto, tendo aumentado as mesmas nos
últimos anos através da biotecnologia da reprodução. Segundo Bellanda (s.d.), alguns dos
variados usos que o ecógrafo pode ter nesta área são:

Estudo dos ovários e útero durante o ciclo éstrico e gestação – Diagnóstico de
patologias do aparelho reprodutor;

Diagnóstico precoce de gestação;

Determinação precoce do sexo do feto

Estudo da dinâmica folicular;

Guia de aspiração folicular e colheita de oócitos;

Estudo da viabilidade embrionária;

Determinação da idade de gestação;

Avaliação ginecológica de dadoras e receptoras de embriões;

Determinação do momento do inicio da superovulação das dadoras de embriões;

Estimativa da resposta superovulatória;

Estudo do momento apropriado à aplicação de agentes luteolíticos para sincronizar
cios;

Avaliação da resposta do ovário a outros sistemas de sincronização de cio;

Determinação de gestações duplas

Aplicação em machos, para estudo das glândulas acessórias, testículos e epidídimo.
29
4. Desenvolvimento Embrionário
4.1. Fecundação
Nas espécies de reprodução sexuada, a formação de um novo ser implica a união de
um gâmeta masculino e de um gâmeta feminino (Simões, 1984), é essencial o contacto
entre o OOC e o SPZ em suspensão no líquido seminal (Costa e Morato, 1984). O conjunto
de acções desencadeadas pelo gâmeta masculino no gâmeta feminino, levando esta união à
formação do ovo ou zigoto, designa-se de fecundação (Simões, 1984). Posteriormente, o
zigoto sofre um processo ontogénico cuja manifestação inicial é a segmentação do ovo
(Costa e Morato, 1984).
Nos mamíferos a inseminação é interna e é ao macho que compete, através de um
contacto mais ou menos prolongado, consoante a espécie, a introdução do líquido seminal
(inseminação) nas vias genitais da fêmea (Costa e Morato, 1984).
A primeira consequência da fecundação é, portanto, o restabelecimento da
diploidia. O SPZ é haplóide. O óvulo também. Logo a mistura dos lotes cromossómicos de
ambos forma uma célula diplóide, o zigoto (Uzanian e Birner, 2001).
A segunda consequência é a determinação do sexo, uma ocorrência particularmente
importante nos mamíferos. A terceira consequência da fecundação é que a própria
desencadeia uma série de eventos que permitiram o desenvolvimento do zigoto em futuro
embrião (Uzanian e Birner, 2001).
4.1.1. Local de Fecundação
Nas espécies pecuárias, a fecundação ocorre na porção distal da ampola tubárica
(fig. 4.1) (Simões, 1984). Ao chegar à ampola, o OOC encontra-se rodeado pela membrana
pelúcida e por uma cobertura de células foliculares que formam a corona radiata (Simões,
1984). Aguardando o OOC, encontram-se, há muito, os SPZ já capacitados (nas espécies
em que este procedimento é essencial). Embora os SPZ se encontrem em elevado número,
representam apenas uma reduzida fracção daqueles que penetram no aparelho genital
feminino (Simões, 1994) e normalmente muito poucos ou mesmo só um, conseguem
penetrar o OOC (Costa e Morato, 1984).
30
Fig. 4.1. – Recolha dos OOC. Migração do concepto. Adaptado de Simões, 1984.
Amp – Ampola tubárica; Ft – Fímbrias tubáricas; Ov – Oviducto; Ut – Cavidade uterina; U-T –
Junção útero-tubárica; Zp – Zona pelúcida.
Início do desenvolvimento do concepto: 1- Fase dos pró-núcleos; 2 – 1º fuso; 3 – Ovo; 4 e 5 – Fases
sucessivas de segmentação; 6 – Mórula; 7 - Blastocisto
4.1.2. Duração da Viabilidade dos Gâmetas
A vida útil dos gâmetas é bastante limitada. Na maioria das espécies pecuárias a
fertilidade dos gâmetas masculinos é apreciavelmente reduzida ou quase extinta nas
primeiras 48 horas (Simões, 1984). Por outro lado, a senescência dos SPZ conduz a um
rápido incremento na incidência de embriões inviáveis (208, citado por Simões, 1984).
A viabilidade dos OOC é ainda mais reduzida, normalmente perdem a sua
capacidade de desenvolvimento normal em 24 horas (Simões, 1984).
Assim, com a viabilidade dos gâmetas comprometida, a inseminação tardia conduz
a perturbações no processo de fecundação, ou à fecundação de OOC envelhecidos, o que
pode originar um desenvolvimento anormal do embrião, cujo destino é a reabsorção ou a
expulsão prematura (Simões, 1984).
Para que a fecundação ocorra dentro dos parâmetros normais, em pequenos
ruminantes, é essencial realizar a inseminação pelo menos 6 a 8 horas antes do final do cio,
proporcionando desta forma uma fertilidade máxima (Simões, 1984).
31
4.1.3. Etapas da Fecundação
Para a fecundação se realizar é necessário seguir 4 passos (Fig. 4.2.)
1. Penetração do SPZ no OOC;
2. Formação dos pró-núcleos;
3. Fusão dos pró-núcleos;
4. Reactivação da célula feminina.
Fig. 4.2. – Penetração do SPZ no OOC e fenómenos subsequentes. Adaptado de Simões, 1984.
1 – Encontro de gâmetas; 2 – Franqueada a zona pelúcida; 3 – Travessia da membrana vitelina; 4 –
Iminente a emissão do 2º glóbulo polar; 5 – aparecimento do pró-núcleo masculino; 6 – Aproximação dos
dois pró-núcleos.
C – Cabeça do SPZ; Ep – Espaço perivitelino; Gp I – 1º glóbulo polar; Gp II – 2º glóbulo polar; Pf –
Pró-núcleo feminino; Pm – Pró-núcleo masculino; Zp – zona pelúcida.
Penetração do SPZ no OOC
É evidente que o fenómeno mais característico da fecundação é a penetração do
SPZ no OOC (Fig. 4.3.), o que se realiza de diferentes modos de acordo com a espécie
32
De uma maneira geral, o óvulo das diferentes espécies animais possui alguns
invólucros protectores, além, claro, da membrana plasmática do mesmo. É comum a
existência de uma membrana vitelina muito delgada, por fora da membrana plasmática do
óvulo. Externamente a essa membrana vitelina existe ainda um invólucro gelatinoso
conhecido como zona pelúcida (Uzanian e Birner, 2001).
A corona radiata é precocemente dispersa; a sua completa remoção não é
imprescindível à activação do OOC, mas acontece mesmo quando não ocorre fecundação.
A libertação de células constituintes da corona radiata provém do desencaixe dos
respectivos prolongamentos afundados na substância da zona pelúcida e até no ooplasma.
A zona pelúcida passa assim a ser a camada mais externa do OOC (Simões, 1984).
Cauda
Mitocôndria
Núcleo
Acrossoma
Zona Pelúcida
Memb.
Vitelínica
Memb.
Plasmática
Grânulos ovulares
Cromossomas
Fig. 4.3. – O ingresso do SPZ no OOC. Adaptado de Uzanian e Birner, 2001.
Todos os invólucros referidos constituem um eficiente revestimento protector, mas
ao mesmo tempo exigem que o SPZ seja dotado de um sistema perfurador capaz de vencer
os obstáculos à fecundação (Amabis e Martho, 2003). Tal como acontece nos OOC,
também o SPZ possui características próprias e fundamentais para tornar possível a
fecundação (Uzanian e Birner, 2001). Um elemento fundamental para a penetração do SPZ
no OOC é indiscutivelmente o acrossoma, que actua essencialmente através de enzimas
que, em contacto com a membrana gelatinosa (zona pelúcida) do OOC, são libertadas
33
(Uzanian e Birner, 2001). Essas enzimas digerem o invólucro gelatinoso e abrem
passagem. A seguir, proteínas da classe das actinas efectuam a ligação da membrana
plasmática do SPZ com a membrana vitelina; outras proteínas efectuam o contacto do SPZ
com a membrana plasmática do óvulo (Uzanian e Birner, 2001). O processo é complexo,
uma vez que as proteínas libertadas são particulares de cada espécie e garantem que a
penetração do SPZ só ocorrerá se o óvulo pertencer à mesma espécie (Uzanian e Birner,
2001).
Como consequência da penetração do SPZ, contam-se a actividade metabólica do
OOC, o recomeço da meiose com emissão do 2º glóbulo polar na maioria das espécies, o
bloqueio da polispermia e a formação dos pró-núcleos (Simões, 1984).
Formação dos Pró-núcleos
Com o avanço do SPZ para zonas mais profundas, ocorre um aumento do seu
volume que excede o da maioria das células, devido à descondensação do núcleo. Ao
mesmo tempo libertam-se os fios cromossómicos e vão aparecendo nucléolos que
coalescem, enquanto se organiza igualmente uma membrana nuclear (Simões, 1984). O
desenrolar destes processos conduz à formação do pró-núcleo masculino (Simões, 1984).
Na célula feminina, ocorre a fusão da sua membrana com a de uma das inclusões
periféricas do OOC, nas quais se encontram aglomerados – os grânulos corticais (Simões,
1984). Segundo Vaissaire (1977) e Hunter (1980), citados por Simões (1984), é através da
consequente ligação destes no espaço perivitelino que se estabelece uma barreira à futura
penetração de SPZ, fenómeno conhecido por bloqueio da polispermia.
O pró-núcleo feminino inicia a sua formação após a conclusão da segunda divisão
reducional e de expulso o segundo glóbulo polar, sendo a sua formação mais tardia que a
do pró-núcleo masculino (fig. 4.2) (Simões, 1984). A formação do pró-núcleo feminino,
consequência da activação induzida pelo SPZ, caracteriza-se pelo aparecimento de uma
membrana envolvendo o material cromossómico de origem materna, (Vaissaire, 1977,
citado por Simões, 1984). Embora semelhantes entre si, o pró-núcleo masculino distinguese do feminino por ser o mais volumoso (Simões, 1984).
34
Singamia – Fusão dos Pró-núcleos
Ao atingir o seu máximo desenvolvimento, o pró-núcleo masculino migra, através
de vários microtúbulos, para o centro da célula, aproximando-se do feminino (Uzanian e
Birner, 2001). Os pró-núcleos migram até ao centro do ovo provavelmente devido a
rearranjos no ovo após a activação (Hafez, 1993). Os pró-núcleos haplóides, após uma
redução em número e volume dos respectivos nucléolos, enrugam-se e encostam-se
(Austin, 1973 e Mclaren, 1974, citados por Simões, 1984). Assim que ambos os prónúcleos se encontram em contacto, os invólucros nucleares dispersam-se, permitindo a
mistura dos cromossomas (Hafez, 1993). A fusão dos pró-núcleos, cariogamia ou singamia
(Simões, 1994), leva à formação de uma célula diplóide, o zigoto (Uzanian e Birner, 2001).
Os dois grupos de cromossomas, que inicialmente se tornam menos distintos,
condensam-se e reúnem-se na proximidade da primeira divisão da clivagem, formando-se
um único grupo que representa a profase da primeira mitose do ovo (Simões, 1994).
Subsequentemente dá-se a sua divisão longitudinal e afastam-se para as extremidades do
fuso (Simões, 1984). Começa a multiplicação do zigoto em inúmeras células filhas. Iniciase aqui o longo caminho que levará à formação do embrião (Uzanian e Birner, 2001).
Activação do OOC
De acordo com Austin (1973), citado por Simões (1984), em consequência da
instalação de uma inibição, na maioria das espécies entram em acentuado declínio os
processos metabólicos do OOC ao ser atingida a metáfase da segunda divisão meiótica.
O mesmo autor refere que, uma vez realizada a penetração do SPZ, o OOC sofre
uma reactivação que consistiria precisamente na supressão da inibição. A activação iniciase precocemente e está completa num período de 6 a 8 horas (Hunter, 1974, citado por
Simões, 1984).
Bloqueio da Polispermia
No espaço perivitelino podem surgir SPZ, para além daquele que participa na
fecundação; são os SPZ suplementares (Simões, 1984). Assim, imediatamente após a
fecundação, a superfície do ovo sofre alterações de forma a prevenir uma fusão adicional
35
de SPZ (livro B). Depois do SPZ fecundante mergulhar no vitelo, a superfície do mesmo
torna-se refractária ao acesso de outros SPZ (Simões, 1984).
Quando este mecanismo falha, a fertilização polispérmica pode resultar na
formação de embriões poliplóides, o que pode conduzir à mortalidade embrionária ou a um
desenvolvimento anormal do embrião (Hafez, 1993).
O bloqueio da polispermia ocorre na zona pelúcida na maioria dos mamíferos (ex:
ovinos, suínos) (Hafez, 1993).
Gemeralidade
A gemeralidade consiste no desenvolvimento intra-uterino simultâneo de mais do
que um indivíduo, em espécies que tal não ocorre frequentemente (Simões, 1984).
Segundo Mclaren (1974), citado por Simões (1984), os embriões em semelhantes
condições, designados de gémeos, distribuem-se quanto à sua génese por dois grandes
grupos: os monozigóticos, univitelinos ou idênticos e os plurizigóticos, plurivitelinos ou
fraternos.
Os embriões univitelinos derivam de um único ovo, e assim sendo, são muito
semelhantes entre si e pertencem, obrigatoriamente, ao mesmo sexo. Os gémeos
plurivitelinos provêm de mais do que uma ovulação, em espécies habitualmente de
gestação simples. A semelhança dos embriões é tanta quanto aquela que ocorre entre
irmãos produzidos em gestações distintas (Mclaren, 1974), e tal como estes, provêm do
OOC e SPZ diferentes, só que no caso dos plurizigóticos os OOC provêm de ovulações
produzidas dentro do mesmo ciclo (Simões, 1984).
Nos ovinos e caprinos a gestação múltipla é relativamente frequente, atingindo
mesmo, em algumas raças, especial relevância (Simões, 1984).
4.2. Clivagem – Segmentação
Consumada a singamia, o concepto, por um período que varia com a espécie, vai
ficar livre no início da trompa, e depois no útero (Simões, 1984). Nesta fase destacam-se
duas ordens de factos: a deslocação do concepto em direcção à matriz e as sucessivas
divisões a que está sujeito (Simões, 1984). O zigoto, uma célula única e volumosa possui
uma baixa relação entre o material citoplasmático e o nuclear (Livro B).
36
Os oócitos dos mamíferos possuem um limitado número de nutrientes, materiais de
reserva que se acumulam sob a forma de deutoplasma, deutocélio ou vitelo, contidos no
citoplasma (Neimann-Sørensen, 1993). Embora limitados, estes nutrientes são suficientes
para fornecer energia e os materiais necessários à primeira fase de divisões, à clivagem
(Fig. 4.4) (Neimann-Sørensen, 1993). No entanto, assim que o número de células
embrionárias começa rapidamente a aumentar até atingir os estados de mórula e de
blastocisto, o zigoto está apto a absorver e metabolizar os materiais contidos no fluido
uterino. Todo o desenvolvimento inicial à fase intermédia de blastocisto ocorre quando o
zigoto ainda se encontra dentro da zona pelúcida (Neimann-Sørensen, 1993).
Fig. 4.4 – Estádios do desenvolvimento embrionário do Anfioxo (animal padrão dos estudos de
Embriologia; quase um esquema geral de vertebrado, embora não possua vértebras) (retirado de Amabis e
Martho, 2003).
37
Em cada etapa da clivagem, o número de blastómeros (células resultantes das
sucessivas divisões que ocorrem no zigoto - Simões, 1984) duplica, embora o seu tamanho
individual seja reduzido, assim sendo, o tamanho do zigoto não sofre alterações (NeimannSørensen, 1993). Embora seja usual descrever o desenvolvimento embrionário em fases de
2, 4, 8, 16, etc células, as divisões que as mesmas sofrem não ocorrem exactamente ao
mesmo tempo, por isso em determinadas alturas um número intermédio de blastómeros é
frequentemente observado (Neimann-Sørensen, 1993). As primeiras divisões ocorrem
quando o zigoto passa no oviducto e existe uma considerável variação no tempo de
transporte e no estado de desenvolvimento quando o embrião atinge o útero (NeimannSørensen, 1993).
Este processo de divisão que não é acompanhado de significativo aumento de
volume do conjunto, recebe a designação de clivagem ou segmentação. Nos mamíferos
placentários, a clivagem é do tipo holoblástico ou total (uma vez que as divisões celulares
que se processam atingem todo o ovo – Costa e Morato, 1984), mas como os blastómeros
diferem ligeiramente em volume a clivagem diz-se sub-igual (Simões, 1984).
A massa celular constituída pelos blastómeros, quando sólida passa a designar-se
mórula; quando é cavitária, isto é, quando nela existe uma cavidade cheia de líquido
(cavidade de segmentação), denomina-se blástula (Costa e Morato, 1984).
4.2.1. Marcha Normal da Segmentação
De acordo com Simões (1984), o oócito apresenta um certo grau de polaridade e
eixo de simetria (mesmo anterior à fecundação) distinguindo-se um pólo animal e um pólo
vegetativo (Fig. 4.5). O pólo animal situa-se na zona onde existe o núcleo e o citoplasma,
os quais constituem o protocélio, e o pólo vegetativo no hemisfério oposto, onde se
acumula uma maior quantidade de deutocélio (Silva et al., 1998).
Fig. 4.5 – Ovo evidenciando polaridade (Adaptado de Silva et al., 1998).
P.A. – Pólo Animal; P.V. – Pólo Vegetativo.
38
A clivagem do zigoto inicia-se com uma divisão vertical através do eixo principal
do ovo, desde o pólo animal até ao pólo vegetativo (Hafez, 1993). Logo após esta divisão
formam-se dois blastómeros desiguais em volume (Simões, 1984), um pequeno e escuro e
outro mais claro e maior (Costa e Morato, 1984). De acordo com Mclaren (1974), citado
por Simões (1984), o plano da segunda divisão é perpendicular ao precedente e o da
terceira perpendicular aos anteriores.
Com o desenrolar da segmentação, a desigualdade volumétrica entre blastómeros,
já bem evidente a partir da terceira divisão, permite destacar umas maiores – os
macrómeros, que tendem a reunir-se num pólo, e os menores – os micrómeros que se
aglomeram no outro (Simões, 1984). Os micrómeros rodeiam os macrómeros, dando ao
conjunto um aspecto em que o grupo central, que constitui o botão embrionário ou
embrioblasto, fica envolvido pela camada periférica, designada por trofoblasto (folheto
germinativo), por lhe ser atribuída a função de assegurar a nutrição do embrião (Simões,
1984) (fig. 4.6 - a). Esta camada envolvente dá origem apenas a órgãos anexos ao embrião,
constitui o esboço do aparelho de fixação e nutrição do embrião, é precursor do córion e da
placenta (Costa e Morato, 1984; Simões, 1984). À cavidade do trofoblasto dá-se o nome de
blastocélio (Silva et al., 1998).
Nos estádios de 8 a 32 células, estas encontram-se comprimidas na zona pelúcida,
formando uma esfera mais compacta que se designa mórula, e na qual se observa uma
organização óbvia das células em camadas ou extractos (Simões, 1984). A dada altura, os
líquidos provenientes da actividade celular, assim como, provavelmente líquidos do meio
em que está o ovo e que neste penetram, começam a afastar as células umas das outras,
levando à produção de cavidades que rapidamente se juntam numa só. Simultaneamente, as
células centrais da mórula degeneram em parte e desagregam-se, contribuindo desta forma
para a formação da cavidade central. Através destes processos a mórula transforma-se em
blástula, com uma constituição muito particular: a sua parede não é uniforme, mas
constituída na sua maior extensão, por epitélio simples, que, em certo ponto, tem anexa
uma massa celular que faz saliência para dentro da cavidade. A esta blástula especial,
característica dos mamíferos dá-se o nome de blastocisto (Costa e Morato, 1984).
Todas as fases de evolução embrionária que se descrevem passam-se enquanto o
ovo fecundado é impulsionado ao longo da trompa, em direcção ao útero. A cronologia das
dos acontecimentos é descrita no quadro 4.1.
39
4.2.2. Características da Clivagem
A segmentação nos mamíferos é, segundo Simões (1984), do tipo indeterminado,
ou seja, até uma determinada altura do desenvolvimento não existe qualquer pré-definição
do tipo de órgãos ou tecidos que derivarão de uma célula; acresce ainda que, nas primeiras
fases de desenvolvimento embrionário, cada blastómero é dotado de totipotencialidade,
isto é, possui a capacidade de originar um indivíduo completo.
Quadro 4.1. – Dados cronológicos relativos ás fases iniciais do concepto (parcialmente retirado de Simões,
1984).
Intervalo
Espécie
Chegada
Dias
Caprina
3,5 – 5
ao
Ovulação
útero
Implantação
Fase
(Dias)
10-13
10 – 19 ?
–
Idade
primeiras
fases
de
desenvolvimento
2 cél.
4 cél.
8 cél.
Mórula
Blastocisto (dias)
(h)
(h)
(h)
36
48
72
5d
5-6
células
De acordo com o mesmo autor, existem espécies em que a origem do trofoblasto
parece estar relacionada com a localização das células donde provém, ou seja, a condição
periférica das células é aparentemente determinante da sua transformação em
trofoblásticas, enquanto a localização central predispõe à evolução para os órgãos e tecidos
do adulto. No entanto, nos caprinos a massa celular interna deriva de um grupo celular em
que as divisões se processam a um ritmo mais lento, num pólo, enquanto as células
menores, do pólo oposto, se multiplicam mais activamente e se espalham sobre as
primeiras para, ao formarem uma camada externa ao embrião, darem origem ao
trofoblasto. Assim, nestas espécies, a situação central ou periférica dos blastómeros não
parece ter a ver com o seu ulterior destino, somático ou anexial (Simões, 1984).
4.2.3. Ritmo de Clivagem
Nos mamíferos, o ritmo de clivagem é lento, ao contrário do que sucede com os
vertebrados inferiores. Nos ungulados domésticos o estádio de 2 células é atingido pelas 24
horas pós-ovulação (exceptuando os suínos). O estádio de blastocisto é atingido um pouco
antes da primeira semana após a ovulação (Simões, 1984).
40
O ritmo de clivagem depende de diversos factores, exógenos e endógenos (Simões,
1984).
4.2.4. O Blastocisto
Posteriormente à fase de mórula surge, ainda que precocemente, a fase de
blastocisto. Inicialmente, este apresenta-se como um esferóide oco, em que, ligada a um
dos pólos se encontra uma massa celular interna (botão embrionário), donde provirá o
embrião propriamente dito, além de uma cavidade central – o blastocélio (fig. 4.6 – a)
(Simões, 1984).
A fase de blastocisto é atingida, nos ungulados domésticos, como referido
anteriormente, por volta da primeira semana de gestação (Simões, 1984). Um outro
fenómeno das fases iniciais de desenvolvimento é a eliminação da zona pelúcida,
fenómeno também designado por eclosão do blastocisto (Fig. 4.6 – b), que ocorre
normalmente por volta dos 4 – 8 dias após a ovulação (livro B).
Endoblasto
Trofoblasto
Blastocélio
Fig. 4.6 – a) Blastocisto. Adaptado de Simões, 1984. b) Eclosão do blastocisto. Adaptado de Hafez,
1993.
Após a eclosão, a zona pelúcida sofre provavelmente degenerescência, com
subsequente lise do útero, sendo possível a sua incorporação no trofoblasto ou no
endométrio (Simões, 1984).
A expansão do blastocisto envolve simultaneamente hiperplasia celular e
acumulação de fluidos no blastocélio (Hafez, 1993).
41
4.2.4.1. Distribuição dos Embriões no Útero
Quando existe uma gestação múltipla, os embriões vão sendo distribuídos pelo
endométrio, predominantemente por acção das contracções matriciais, as quais, muitas
vezes podem levar o embrião a implantar-se no corno que não corresponde à trompa em
que a fecundação teve lugar. Este processo designa-se migração transuterina ou migração
interna. A grandeza dos blastocistos parece constituir um factor importante para a
regularidade da sua distribuição (Simões, 1984).
4.3. Gastrulação
O ovo dos mamíferos placentários segmenta-se na trompa uterina e chega ao útero
na fase de blastocisto (Costa e Morato, 1984). O desenvolvimento do ovo passa-se em
estrito contacto com a mucosa uterina, assim, a sua nutrição é realizada através dos tecidos
maternos; este facto imprime à sua evolução um carácter muito acentuado. Se a
implantação ou fixação do ovo na mucosa uterina for muito precoce e íntima, a formação
dos anexos será também precoce e precederá ou acompanhará a gastrulação (Costa e
Morato, 1984).
Como referido anteriormente, o blastocisto, filiforme nos ruminantes, apresenta o
botão embrionário ou embrioblasto e o blastocélio. Rodeando o conjunto encontra-se uma
camada externa de células, o trofoblasto (Simões, 1984) (Fig. 4.6 - a).
Através de um complexo processo de multiplicação celular e movimentação de
grupos de células, originar-se-ão três folhetos ou lâminas, que posteriormente se integram
em diferentes órgãos e tecidos (Simões, 1984). Os folhetos são o ectoblasto, o cordomesoblasto e o endoblasto (Simões, 1984).
Inicialmente, no botão embrionário, que mais ou menos se torna discóide,
diferenciam-se duas camadas: uma correspondente ao pavimento da vesícula amniótica,
constituída por células altas, e outro que corresponde ao tecto da vesícula vitelina,
composta por um único extracto de células achatadas. Estas duas camadas são geralmente
consideradas como ectoblasto e endoblasto, isto é, como folhetos germinativos primários
Neste estágio surge uma nova cavidade, delimitada pela endoderme, designada de
arquêntero ou intestino primitivo (Silva et al., 1998). O arquêntero comunica com o meio
exterior através de um orifício, o blastóporo ou boca primitiva (Silva et al., 1998).
42
4.3.1. Formação e Função dos Anexos Embrionários
Durante todo o processo de desenvolvimento o embrião faz-se acompanhar de uma
série de anexos que, juntamente com ele, formam-se também da segmentação do ovo, ma
que não farão parte do seu corpo após o nascimento. Isto acontece porque os anexos se
destinam apenas a servir o embrião durante o desenvolvimento embrionário. Os mamíferos
possuem um conjunto de anexos mais completo que qualquer outro animal
(www.vestibular1.com.br). Os principais anexos embrionários são o âmnio, o córion ou
serosa, o saco ou vesícula vitelina, o alantóide, e ainda, no caso dos mamíferos
placentários, a placenta e o cordão umbilical (Carvalho et al., 1984).
O
âmnio
é
uma
estrutura
membranosa
de
origem
ectodérmica
(www.vestibular1.com.br), resulta da dobra interna da ectoderme, que é forrada com o
folheto parietal da mesoderme (Silva et al., 1998).
O âmnio delimita a cavidade amniótica que envolve o embrião (Carvalho et al.,
1984). A cavidade amniótica acumula um líquido claro, o líquido amniótico (Carvalho et
al., 1984), no qual o embrião fica mergulhado. Este anexo é responsável pela protecção do
embrião e impede o mesmo de contrair qualquer infecção por micróbios provenientes do
meio externo, atenua qualquer traumatismo que, a tingindo o ventre materno, possa
alcançar o embrião (www.vestibular1.com.br) e permite também o seu crescimento e
liberdade de movimentos (Carvalho et al., 1984).
Em consequência da formação do âmnio, a dobra mais externa da ectoderme e do
folheto parietal da mesoderme desenvolve-se, acabando por circundar o âmnio e a vesícula
vitelina (Silva et al., 1998). Esta dobra forma o córion e delimita uma cavidade designada
por celoma extra-embrionário (Silva et al., 1998).
Segundo Carvalho et al. (1984), a serosa desenvolve numerosas vilosidades, com
abundante vascularização (Fig. 4.7), que possibilitam o contacto íntimo da mesma com a
parede uterina.
O alantóide tem origem na endoderme, a partir da qual um grupo de células começa
a
proliferar-se,
formando
uma
pequena
bolsa
que
cresce
gradualmente
(www.vestibular1.com.br). O alantóide nos mamíferos é pequeno (Carvalho et al., 1984), e
vai-se
acomodando
na
estrutura
que
dará
origem
ao
cordão
umbilical
(www.vestibular1.com.br), responsável pela ligação circulatória entre o embrião
propriamente dito e a placenta (Carvalho et al., 1984).
43
Fig. 4.7 – Corte longitudinal dos anexos embrionários de um mamífero (retirado de Carvalho et al.,
1984)
C.u – cordão umbilical; Vi.c – vilosidades do córion; Al – alantóide; Am – âmnio; C. am – cavidade
amniótica; Ce.ex – celoma extra-embrionário; S – serosa ou córion; S.v – saco vitelino.
A vesícula vitelina tem origem na endoderme e no folheto visceral da mesoderme
(Silva et al., 1998). A sua principal função é armazenar substâncias nutritivas (vitelo) para
o embrião durante o seu desenvolvimento (www.vestibular1.com.br)
Nos mamíferos placentários, este anexo torna-se desnecessário e por isso começa a
atrofiar, desaparecendo quase por completo. Na época do parto, encontra-se, juntamente
com
o
alantóide,
reduzido
(www.vestibular1.com.br).
a
Durante
vestígios
as
na
primeiras
estrutura
semanas
do
do
cordão
umbilical
desenvolvimento
embrionário, a vesícula vitelina ainda é razoavelmente grande para o concepto e apresentase como o primeiro órgão hematopoético, pois é ali que são formadas as primeiras
hemácias do embrião (www.vestibular1.com.br).
A área de ligação entre o embrião e a parede uterina, anteriormente estabelecida
pelo córion, desenvolve-se na placenta que tem, portanto, uma parte de origem fetal e outra
materna (Carvalho et al., 1984).
A placenta caracteriza-se como um corpo discóide, achatado, que possui uma face
lustrosa, voltada para o feto e recoberta por membranas. Nesta face localizam-se os vasos
sanguíneos. A outra face da placenta, esponjosa, é implantada na parede uterina. Nesta face
encontram-se as vilosidades coriais, cujos vasos (pertencentes à circulação fetal) estão em
íntima vizinhança com os vasos uterinos (pertencentes à circulação materna). Mãe e filho
apenas trocam substâncias ao nível da placenta, mas elementos do sangue não são trocados
(www.vestibular1.com.br).
44
A placenta tem origem trofoblástica (www.vestibular1.com.br), e surge a partir das
vilosidades do córion do embrião e também do endométrio do útero materno, em cujas
lacunas as vilosidades mergulham (Silva et al., 1998).
A placenta é responsável pelas trocas de nutrientes e excreções entre o feto e a mãe
(Silva et al., 1998).
A estrutura funicular de conexão do feto com a placenta – o cordão umbilical – está
precocemente presente no desenvolvimento embrionário (Vatti, 1969, citado por Simões,
1984). O cordão umbilical compreende as artérias umbilicais, as duas veias umbilicais, a
porção extra-abdominal do canal alantoideu, o canal vitelino com os restos da vesícula
umbilical, o canal do úraco que prolonga o fundo do saco anterior da bexiga e a gelatina de
Warthon que rodeia todo o conjunto (Simões, 1984).
4.3.2. Diferenciação da Área Embrionária
O botão ou disco embrionário (Fig. 4.8), primitivamente plano na sua face superior,
começa lentamente a adquirir uma forma ovóide, fazendo com que o eixo maior
corresponda ao futuro eixo craneo-caudal do embrião (Simões, 1984).
Quando se observa a área embrionária, verifica-se a aparição de um nódulo denso,
junto ao seu bordo posterior, o que marca o início da formação do corpo do embrião (Costa
e Morato, 1984). A uma certa distância desse nó, posterior e para diante, mais próximo do
centro da área, aparece pouco depois outro nódulo, anterior ou de Hensen, e um traço
escuro, mediano, que reúne os dois nós, marcando o eixo médio da metade posterior da
região embrionária: é a linha primitiva ou sulco primitivo (Costa e Morato, 1984), que se
forma em consequência de uma maior multiplicação celular (Simões, 1984).
Tanto a linha primitiva como os seus nós correspondem a espessamentos do
ectoblasto no eixo mediano antero-posterior do embrião (Simões, 1984). Deste
espessamento axial migram células que vão insinuar-se entre os dois folhetos primários e
constituir o cordo-mesoblasto (Costa, 1957, citado por Simões, 1984), que originará a
corda dorsal ou notocórdio e a mesoderme (Silva et al., 1998).
Quando a linha primitiva atinge o seu comprimento, forma-se, a partir do nó de
Hensen uma estrutura linear que se desenvolve, em direcção anterior, no mesmo eixo da
linha primitiva, é o prolongamento cefálico (lingueta celular, maciça ao principio, metida
entre os dois folhetos primários – Fig. 4.8) (Costa e Morato, 1984).
45
Fig. 4.8 – Disco embrionário em diversas fases da gastrulação (retirado de Simões, 1984).
A – bordo do âmnio seccionado; Lp – linha primitiva; Mc – futura membrana cloacal; Mf – futura
membrana faríngea; NH – nó de Hensen; Pc – prolongamento cefálico.
Com o prolongamento do embrião a linha primitiva começa a regredir, donde
aparentemente resulta uma deslocação do nó de Hensen para a extremidade posterior do
disco germinativo (Simões, 1984).
O cordo-mesoblasto começa a estender-se entre o ectoblasto e o endoblasto,
exceptuando numa área anterior e noutra posterior, respectivamente, à membrana faríngea
(zona mediana, em que o ectoblasto e endoblasto estão em contacto, sem interposição do
cordo-mesoblasto - Costa e Morato, 1984) e à membrana cloacal (a linha primitiva gasta-se
por os seus elementos migrarem para o prolongamento cefálico e para o cordo-mesoblasto
embrionário, assim, da mesma resta apenas a extremidade posterior, adiante de uma zona
em que o ectoblasto e o endoblasto estão encostados um ao outro, zona que é a futura
membrana cloacal - Costa e Morato, 1984) (Simões, 1984).
Entre as membranas faríngea e cloacal estende-se, na linha mediana do embrião, a
placa axial constituída pela linha primitiva e o seu prolongamento cefálico (Costa e
Morato, 1984). De ambos os lados está mesoblasto que no início é constituído por células
ramificadas e seus prolongamentos, que apresentam a disposição própria do tecido
embrionário, o mesênquima (Costa e Morato, 1984). Posteriormente, ao nível do tronco, o
mesoblasto condensa-se em segmentos dispostos metamericamente, que se formam
46
sucessivamente, uns após os outros, no espaço e no tempo, sendo designados de sómitos ou
segmentos primitivos (Costa e Morato, 1984). Na maior parte da cabeça não ocorre a
segmentação do mesoblasto, apresentando-se este sob a forma mesênquimatosa,
constituindo portanto o mesênquima cefálico (Costa e Morato, 1984). No resto do corpo o
mesoblasto sofre segmentação, mas apenas o para-axial; mais para os lados o mesoblasto
forma um primeiro pedículo, depois delamina-se em duas camadas: a somatopleura e a
esplancnopleura (Fig.4.9), entre as quais se encontra o celoma embrionário (Costa e
Morato, 1984).
No final da gastrulação o embrião é então constituído por três folhetos
germinativos, ectoderme, mesoderme e endoderme (Silva et al., 1998), e possui já
formadas, a placa neural e a corda dorsal (Costa, 1957, citado por Simões, 1984).
Fig. 4.9 – Disco embrionário e suas relações, segundo Simões, 1984.
4.3.2.1. Derivados dos Folhetos
A partir dos três folhetos embrionários ocorre uma diferenciação em tecidos, órgãos
e sistemas de órgãos (Fig. 4.10). Esta diferenciação é feita de forma semelhante nos
diferentes vertebrados, originando estruturas idênticas (Silva et al., 1998).
47
Canal
Neural
Ectoderme
Epidérmica
Epiderme da pele
Pelos e unhas
Esmalte dos dentes
Ectoderme
Neural
Cérebro
Medula
Mesoderme
Endoderme
Músculos
Sistema Circulatório
Ossos
Rins
Sistema Reprodutor
Peritónio
Revestimento do Sist. Digestivo
Bexiga
Revestimento do Sist. Respiratório
(pulmões, traqueia)
Fig. 4.10 – Origem embrionária de diversos órgãos e sistemas de um cordado, segundo Uzanian e
Birner, 2001.
4.3.2.1.1. Evolução do Ectoblasto
A formação do tubo nervoso é um evento marcante no desenvolvimento
embrionário. É nesse momento que se define o sistema nervoso, responsável pelo grande
sucesso da estratégia da sobrevivência do animal (Amabis e Martho, 2003).
Segundo David e Haegel (1975), citado por Simões (1984), o tecido nervoso é
proveniente da fracção neuroblástica ou neuroblasto, que não é mais do que uma parte do
ectoblasto, situado no plano médio do embrião, na direcção do prolongamento cefálico.
Nesta região começa-se a formar uma placa, a placa neural (Uzanian e Birner, 2001).
Progressivamente a placa afunda e novas células ectodérmicas passam a cobri-la,
escondendo a placa na região dorsal do embrião (Uzanian e Birner, 2001). Posteriormente,
os bordos laterais da placa neural fundem-se e dá-se a sua conversão num tubo, o tubo
neural (Uzanian e Birner, 2001).
De acordo com Costa (1957), citado por Simões (1984), os movimentos celulares
que, na superfície do embrião, conduzem à formação da placa neural, são contemporâneos
da invaginação dos folhetos internos.
A neurulação representa o fim da gastrulação (Simões, 1984).
48
4.3.2.1.2. Evolução do Cordo-mesoblasto
Deste terceiro folheto são de destacar duas fracções: o notocórdio e a mesoderme
(Simões, 1984).
Simultaneamente ás transformações na placa neural, na região superior do cordomesoblasto um conjunto de células começa a isolar-se ao longo de todo o comprimento do
embrião, determinando a sua diferenciação em mesoderme e notocórdio ou corda dorsal
(Uzanian e Birner, 2001). O notocórdio é constituído por um cordão bem maciço,
localizado logo abaixo do tubo neural em formação (Amabis e Martho, 2003).
O notocórdio é, sem dúvida, uma estrutura de grande importância para o
desenvolvimento embrionário, pois as suas células produzem substâncias gelatinosas e
consistentes, transformando-o num tubo semi-rígido que exerce função esquelética
(Amabis e Martho, 2003). Além de definir o eixo corporal, a corda dorsal dá suporte ao
tubo nervoso, impedindo assim que o mesmo venha a sofrer danos nas torções a que o
embrião possa eventualmente estar sujeito (Amabis e Martho, 2003).
Um outro grupo de células situa-se dos lados do eixo formado pelo notocórdio e
tubo neural. Estas células organizam o terceiro folheto embrionário, a mesoderme
(Uzanian e Birner, 2001). A mesoderme inicialmente forma uma camada compacta de
células que se situa de ambos os lados do eixo constituído pelo tubo neural e pelo
notocórdio. De seguida ocorre um processo de fragmentação que caracteriza a chamada
segmentação da mesoderme. Esta segmentação é bem visível externamente, na região
dorsal do embrião. Os segmentos ficam separados uns dos outros por sulcos e possuem a
aparência de gomos (Uzanian e Birner, 2001).
Por sua vez, em cada bloco mesodérmico, de ambos os lados do embrião, as células
separam-se em três porções: dorsal, intermédia e ventral (Uzanian e Birner, 2001).
Na zona dorsal do embrião a mesoderme divide-se em blocos, os sómitos (Uzanian
e Birner, 2001). É a partir destes que se formarão os ossos da coluna vertebral (as
vértebras), a musculatura esquelética e a derme (camada interna da pele) (Amabis e
Martho, 2003). De acordo com Costa (1957), citado por Simões (1984), a regularidade que
se verifica na formação dos sómitos, permite utilizar o seu número como referência para
estimar a idade do embrião.
A porção intermediária, chamada mesoderme ou lâmina intermediária (Simões,
1984), será responsável pela origem das gónadas e do sistema excretor (Uzanian e Birner,
2001).
49
Segundo Giroud e Lelièvre (1971), citado por Simões (1984), além dos sómitos e
nefrótomos, externamente aos mesmos, encontra-se uma porção não segmentada da
mesoderme que é a placa ou lâmina lateral. Esta placa delamina-se mais tarde em dois
folhetos: o externo ou somatopleura, que reveste internamente o ectoblasto; participa na
formação dos membros e das paredes do corpo (David e Haegel, 1975, citado por Simões,
1984). O folheto interno recebe a designação de esplancnopleura, que posteriormente
fornece elementos conjuntivos e musculares para as vísceras do tronco. Entre estes dois
folhetos existe uma cavidade – o celoma (Simões, 1984). Segundo Amabis e Martho
(2003), o celoma é a cavidade delimitada pela mesoderme, onde futuros órgãos se virão
alojar.
A porção ventral do mesoblasto é a responsável pela formação do celoma (Uzanian
e Birner, 2001).
4.3.2.1.3. Evolução do Endoblasto
Como referido anteriormente, endoblasto originará dorsalmente o intestino
primitivo (Simões, 1984). As membranas faríngea e cloacal, compostas unicamente por
ectoblasto e endoblasto, que encerram transitoriamente o tubo digestivo nas suas
extremidades, desaparecerão mais tarde. O desaparecimento da membrana cloacal, ulterior
ao da faringe resulta da divisão da cloaca, que passará a ser constituída por uma porção
dorsal – anal, e uma ventral – urogenital (David e Haegel, 1975, citado por Simões, 1984).
Segundo com Giroud e Lelièvre (1971), citado por Simões (1984), a região
endoblástica, comum ao intestino e ao alantóide, constitui a cloaca, com existência
temporária nos mamíferos, consequência da compartimentação efectuada por uma
formação especial – o esporão perineal.
Quando o esporão (de origem endoblástica, com paredes forradas de mesoblasto)
cresce e adere à membrana cloacal, acaba por haver uma divisão da mesma, numa porção
dorsal – a membrana anal, e numa porção ventral – a membrana urogenital. Entre a
cavidade dorsal – o recto – e a ventral – o seio urogenital, o esporão espessa-se e constitui
a região perineal (Giroud e Lelièvre, 1971, citado por Simões, 1984).
50
4.4. Implantação ou Nidação
Nos estádios iniciais de desenvolvimento, as exigência nutritivas são supridas pelo
deutoplasma do ovo e também pelos materiais fornecidos pelas secreções tubáricas e
uterinas, que em conjunto com substâncias de baixo peso molecular, glicogénio, lípidos e
resíduos celulares, leucócitos e alguns eritrócitos presentes no lúmen uterino, formam o
histotrofo ou leite uterino (Simões, 1984). No entanto, tanto o deutoplasma como as
secreções não conseguem assegurar a nutrição do concepto por um período mais
prolongado. Assim, é necessário um mecanismo adequado que permita, através de um
maior contacto físico com a mãe, a recepção de nutrientes e outras substâncias
indispensáveis a um desenvolvimento normal do embrião (Simões, 1984).
Deste modo, é necessária a produção de um conjunto de fenómenos que confiram
ao blastocisto uma posição fixa e condições apropriadas para retirar do útero materno, com
progressiva abundância, os nutrientes indispensáveis ao crescimento. A implantação ou
nidação refere-se a este conjunto de fenómenos e inclui a orientação do embrião (Simões,
1984) e o início dos fenómenos de adesão e justaposição entre o trofoblasto e o epitélio
uterino (Hafez, 1993). A implantação em animais domésticos é superficial e não invasiva
(Hafez, 1993).
Células do trofoblasto, situadas acima do botão embrionário, proliferam e segregam
enzimas que catalizam a digestão de células do endométrio, penetrando o embrião
progressivamente na parede uterina (Silva et al., 1998).
Por volta do décimo dia, após a fecundação, começa a formação do córion a partir
de estruturas provenientes do trofoblasto. As vilosidades formadas pelo córion mergulham
em lacunas do endométrio preenchidas pelo sangue materno devido à ruptura dos capilares.
Assim, a nidação está completa (Silva et al., 1998).
Para a caracterização da implantação é importante assegurar uma adequada
preparação do útero e o processamento de toda a fenomenologia preparatória numa
sequência cronológica conveniente (Simões, 1984).
4.4.1. Preparação do Útero para a Implantação
A preparação do útero para a implantação ocorre desde o início da segmentação
(Simões, 1984). Assim, em consequência do corpo lúteo funcional que se formou
subsequentemente à ovulação, as modificações fisiológicas que se produzem no útero, nas
51
fases iniciais de gestação, são as que caracterizam a fase lútea do ciclo éstrico,
designadamente o aumento da vascularização do endométrio e o desenvolvimento das
glândulas, com incremento da actividade secretora (Simões, 1984).
Ao histotrofo, já anteriormente referido, cabe a função primordial de assegurar a
nutrição do embrião até à formação da placenta estar concluída (Simões, 1984).
4.4.2. Marcha da Implantação
O processo de implantação nos ungulados domésticos decorre de forma
relativamente lenta e o relacionamento inicial do trofoblasto com o endométrio é fraco
(Simões, 1984). Com a aproximação da nidação há um forte incremento da actividade
metabólica do embrião (Simões, 1984).
À medida que o blastocisto vai crescendo, perde mobilidade dentro do útero,
enquanto a rápida extensão do trofoblasto favorece a absorção do histotrofo e exerce,
possivelmente também, um estímulo decisivo para a manutenção do C.L. (Simões, 1984).
Nas espécies pecuárias a implantação é do tipo central (Fig. 4.11), que resulta no
completo preenchimento do lúmen uterino em consequência da expansão do blastocisto
(Simões, 1984).
Fig. 4.11 – Implantação do tipo central. Adaptado de Simões, 1984.
4.5. Placentação
Segundo King et al. (1982), citado por Neimann-Sørensen (1993), a placentação,
em espécies pecuárias progride através de fases de aposicionamento, adesão e ligação de
forma a desenvolver uma união física entre o córion e a parede uterina interna.
Algumas membranas fetais participam na formação da placenta, dando origem a
três tipos de placentação (Hafez, 1993). A placentação característica dos animais pecuários
é do tipo corionalantoide (Perry, 1981, citado por Hafez, 1993). Através da fusão da
camada externa do alantóide com o córion, na placentação corionalantoide, os vasos fetais
52
do alantóide permanecem em estrito contacto com as artérias umbilicais e veias localizadas
no tecido conjuntivo entre o alantóide e o córion (Hafez, 1993).
A forma definitiva da placenta é determinada pela distribuição das vilosidades
existentes na superfície do córion. Nos ruminantes, os cotilédones fetais fundem-se com
carunculas ou projecções especializadas da mucosa uterina para formar placentomas ou
unidades funcionais (Neimann-Sørensen, 1993). As regiões carunculares do endométrio
dos ruminantes interactuam com áreas cotiledonares associadas da membrana alantocorion
para formar os placentomas. Estes são aspectos óbvios da placenta madura dos ruminantes
e a estrutura é classificada como placenta cotiledonar (Fig. 4.12 - b). Isto implica que a
placentação definitiva nestas espécies envolva apenas placentomas (Neimann-Sørensen,
1993).
As carunculas consistem em áreas ovais ou redondas compostas por um denso
tecido conjuntivo, coberto por um simples epitélio colunar. Estas discretas estruturas são
separadas umas das outras pelo endométrio glandular intercaruncular. As carunculas
apresentam, nos pequenos ruminantes, forma côncava (Fig. 4.12 - a) (Hafez, 1993).
Nos caprinos, o número de carunculas varia entre 160 e 180 (Neimann-Sørensen,
1993).
Endométrio
a
b
Corionalantóide
Fig. 4.12 – a) Placenta epiteliocorial (segundo Hafez, 1993); b) Placenta cotiledonar (cabra, ovelha,
vaca) (adaptado de Hafez, 1993).
Uma classificação mais sofisticada baseia-se no número de membranas
microscópicas que separam o sangue fetal do materno (Amoroso, 1952; Steven, 1975;
Björkman, 1986, citados por Neimann-Sørensen, 1993). Estas membranas são
normalmente conhecidas como barreira placentária (Hafez, 1993).
A placentação, nos ruminantes envolve as áreas caruncular e intercaruncular do
endométrio uterino. A aderência de células maternas e fetais (do córion) forma estruturas
53
semelhantes a dedos, as vilosidades. Estas possibilitam o recurso temporário e a estrutura
de absorção ao concepto permitindo um progresso de ligação maior (Hafez, 1993). Em
vários mamíferos esta ligação é seguida pela erosão do epitélio uterino e subsequente
invasão e encaixe de outras membranas embrionárias no endométrio. Esta invasão e
proliferação de células embrionárias no tecido materno constituem a verdadeira
implantação (Neimann-Sørensen, 1993).
A ligação é caracterizada pelo aparecimento de células binucleadas, surgindo as
mesmas de células uninucleadas do trofoblasto. As células binucleadas começam a surgir
por volta do décimo sétimo dia de gestação e permanecem até o seu término. Estas células
migram e fundem-se com células subjacentes do epitélio uterino para formar células
multinucleadas ou um sincício. Este pode ser envolvido na protecção imunológica do
embrião ou na transferência do lactogénio placentário sintetizado por células binucleadas
(Hafez, 1993).
Segundo King (1983), citado por Neimann-Sørensen (1993), a ligação entre o
córion e o epitélio uterino dos caprinos pode ser preservada nas regiões caruncular e
intercaruncular ao vigésimo dia de gestação. Estes resultados preliminares indicam que a
placentação em cabras ocorre ligeiramente mais tarde e com uma menor destruição inicial
do epitélio uterino do que acontece com os ovinos (Neimann-Sørensen, 1993).
4.6. Organogénese – Formação dos Órgãos
A partir do estádio de nêurula, os tecidos embrionários fundamentais – ectoderme,
mesoderme e endoderme – começam a originar os diferentes tecidos, órgãos e estruturas
que o animal vai apresentar quando adulto (Silva et al., 1998).
Quando o tubo nervoso encerra nas extremidades e a sua parte anterior se
desenvolve e aumenta de volume está a ser formado o encéfalo. O resto do tubo nervoso dá
origem à medula. A partir do encéfalo e da medula formam-se os nervos, que crescem e se
espalham por todas as áreas do corpo (Amabis e Martho, 2003).
As paredes do arquêntero começam a formar as glândulas associadas ao futuro
aparelho digestivo, que se acomodaram no espaço celómico (Amabis e Martho, 2003).
A mesoderme ventral dará origem ao coração, ás artérias, veias e capilares, aos rins,
à bexiga e ás vias urinárias. A mesoderme dorsal (sómitos) por sua vez, dará origem aos
músculos, coluna vertebral, derme e ossos (Amabis e Martho, 2003).
54
De acordo com Vaissaire (1977), citado por Simões (1984), os primeiros esboços
do aparelho urinário e do aparelho genital estão estritamente relacionados.
O aparelho genital passa por uma fase indiferente, qualquer que venha a ser o sexo
do concepto. Durante essa fase indefinida além do par de estruturas que devem persistir,
embora sofram uma evolução que depende do sexo, coexistem outras em relação ás quais a
um desenvolvimento apropriado num sexo corresponde uma involução no oposto (Simões,
1984).
A área prospectiva dos membros partilha com outros órgãos (como os olhos ou o
coração, por exemplo) o facto de ser um campo morfogenético, que pode ser definido
como um conjunto de células já determinadas quanto à sua posição e destino final, mas
todavia não diferenciadas (Climent et al., 2004).
Antes de se verificar qualquer alteração morfológica, os campos morfogenéticos
dos membros podem definir-se como áreas circulares ou elípticas situadas nas paredes
laterais do embrião, a nível dos últimos sómitos cervicais e primeiros torácicos para a
extremidade anterior, ou ao nível dos últimos lombares e os primeiros sacrais para a
posterior (Climent et al, 2004).
Os campos morfogenéticos dos membros são divididos em três áreas (Climent et
al., 2004):
- uma área central, formada por células que originam a porção livre do membro;
- uma área intermédia, formada por células que darão origem ás porções proximais
da extremidade;
- uma área periférica, mais estreita, formada por células que normalmente não se
encontram nos membros, mas que possuem uma clara capacidade de regulação, ou seja,
que podem reproduzir um novo esboço no caso de as anteriores serem destruídas.
O primeiro esboço morfológico dos membros consiste na formação de uma
elevação nivelada dorsalmente, produzida pela migração lateral e posterior acumulação de
células da somatopleura nas paredes laterais do embrião (Fig. 4.13 - a). Neste
engrossamento existem dois tipos de células (Climent et al., 2004):
- As células da própria somatopleura, que originarão todos os elementos
conjuntivos (incluindo os ossos, ligamentos e tendões) das extremidades
- Células do miótomo dos sómitos, que mais tarde darão lugar à totalidade das
células musculares da extremidade (Fig. 4.13 - b).
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Somatopleura
Secção
Ectoblasto
a
b
Fig. 4.13 - a) primeiras manifestações do desenvolvimento dos membros de um embrião de
mamífero. b) células miogénicas precedentes dos sómitos invadem os esboços dos membros (adaptado de
Climent et al., 2004).
4.7. Indução Embrionária
A formação de muitos órgãos depende da influência directa de um tecido vizinho.
Esta influência foi chamada de indução embrionária (Amabis e Martho, 2003).
O desenvolvimento embrionário apresenta-se como uma série de induções
sucessivas (Costa e Morato, 1984).
No desenvolvimento dos membros, dentes, da retina, do cristalino, da vesícula
auditiva, da pré-hipófise, do coração, etc., existem fenómenos de indução embrionária
demonstrados pela experimentação (Costa e Morato, 1984).
4.8 – Desenvolvimento fetal dos caprinos nos primeiros três meses de gestação
O desenvolvimento fetal de um feto caprino demora cerca de 145 a 155 dias desde
a concepção até ao nascimento (http://bouncinghoofs.com/fetusdev.html). A embriogénese
ocorre durante as primeiras seis semanas de gestação, e o desenvolvimento fetal estende-se
desde o fim da desta até ao termo da gestação (Dixon, 2003).
Por volta do vigésimo dia surgem os batimentos cardíacos. Aos trinta dias o
embrião mede cerca de 1,4 cm de comprimento. Os esboços dos membros começam a
aparecer entre os vinte e oito e os trinta e cinco dias. Aos trinta e cinco dias a parede
abdominal fecha. Aos quarenta e dois dias surge a boca, assim como o sexo do embrião se
começa a desenvolver; o cérebro também se começa a notar através da presença de uma
56
membrana que funciona como o topo do crânio (Fig. 4.14). Ao fim dos quarenta e dois dias
o embrião entra na fase de feto (http://bouncinghoofs.com/fetusdev.html).
Cascos
Membranas do
crânio
Abertura do canal
auditivo
Esboço do sexo do embriâo
Veia jugular
Fig. 4.14 – Feto caprino. Retirado de http://bouncinghoofs.com/fetusdev.html.
Entre os quarenta e um e os quarenta e nove dias surgem as glândulas mamárias em
fetos femininos e um pequeno saco escrotal em fetos masculinos. A veia jugular também
se torna visível nesta altura, assim como é possível distinguir os olhos do resto da cabeça.
Entre os quarenta e nove e os cinquenta e seis dias o canal auditivo começa a
abrir(http://bouncinghoofs.com/fetusdev.html).
As veias jugular e facial assim como os vasos do escroto são facilmente visíveis
neste período. As narinas começam a abrir aos sessenta e três dias de gestação. Aos
noventa dias o feto possui aproximadamente 10 cm de comprimento e começa a crescer
pelo na zona abdominal e na cabeça (http://bouncinghoofs.com/fetusdev.html).
Na maioria dos mamíferos, a última parte da gestação é caracterizada por um rápido
crescimento e desenvolvimento do feto (Ford, 1995, citado por Dixon, 2003). O
desenvolvimento do feto ocorre lentamente, aumentando exponencialmente a partir do
meio da gestação, e ocorrendo um baixo crescimento perto do final da gestação (Dixon,
2003).
4.9 - Mortalidade embrionária e fetal
De acordo com
Edey (1969) e Wilkins
et
al.
(1984), citados
em
www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/, as perdas pré-natais ocorrem em 20 a 30% das
gestações durante os primeiros trinta dias. Moor e Bowson (1960) e Quilivan et al. (1966),
citados por Dixon (2003), estimam que a maioria das perdas embrionárias ocorrem durante
57
os primeiros dezoito dias de gestação. As perdas durante este período traduzem uma
elevada percentagem de anomalias genéticas durante a clivagem, o reconhecimento
materno da gestação, a implantação ou a formação da placenta (Dixon, 2003).
A perda embrionária que ocorre em condições normais de gestação (não sujeitas a
stress)
é
denominada
de
(www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/).
mortalidade
Bishop
embrionária
(1964),
citado
basal
em
www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/, é da opinião que a mortalidade embrionária basal
pode ser uma forma natural de eliminar genótipos impróprios com baixos custos
biológicos.
Hoje em dia é geralmente aceite que existem diversos factores que podem causar a
taxa as perdas embrionárias. Estes factores que incluem a taxa de ovulação, a idade da
progenitora, nutrição, condições hormonais, o local da ovulação, o pequeno tamanho da
mãe, temperatura e o genótipo. (Macfarlane et al., 1959; Edey, 1970; Braden, 1971; Gunn
et al., 1972; Scalon, 1972; Lindsay, 1976; Brien et al., 1981; White et al., 1981; Hanrahan,
1983; Wilmut et al., 1985, citados em www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/). Os períodos
de particular vulnerabilidade para o embrião foram também documentados (Robinson,
1951; Moor et al., 1960; Edgar, 1962; Dutt, 1963; Quinlivan et al., 1966; Mattner e
Braden, 1967; Edey, 1969, citados em www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/). São estes: o
estádio precoce da clivagem (Dutt, 1963, citado em www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/) e
durante o tempo de reconhecimento materno da gestação (dia 12) (Edey, 1969, citado em
www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/). Geralmente, mais de metade das perdas ocorrem
antes do décimo terceiro dia de gestação e outra grande parte antes do décimo oitavo dia
(Edey, 1967; 1969; 1976, citado em www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/). As perdas
posteriores ao início da implantação podem simplesmente ser a continuação de um
processo
iniciado
muito
antes
(Robinson,
1951,
citado
em
www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/). A mortalidade embrionária precoce em caprinos é
de cerca de 6,6 % (www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/).
Sobre condições normais, a perda do concepto desde o final da organogénese, entre
o dia trinta e quarenta, até ao final do período fetal, é pequena (≤6%) (Robinson, 1951;
Quinlivan et al., 1966; Edey, 1969; 1976; Kelly 1984; 1986; citados em
www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/). As perdas fetais traduzem-se em aborto ou
mumificação (www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/) que, segundo Bulnes et al. (1999)
acontecem quando já se iniciou a ossificação. O aborto consiste na expulsão do útero do
feto morto antes da altura do parto (www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/), e pode dever-se
58
ou não a infecções (Kinne, s.d.). Após o início da formação dos ossos, o feto inicialmente
viável, morre e pode mumificar. Se a gestação é levada a termo, o feto mumificado pode
passar ou criar um parto distócico (Kinne, s.d.).
Poucos autores estudaram as perdas embrionárias tardias e mortalidade fetal
extensivamente. O número de perdas entre o décimo oitavo dia de gestação e o parto foi
estimado em 9,4% (Hulet et al., 1956, citado por Dixon, 2003). Moor and Rowson (1960),
citados por Dixon (2003), sugeriram que a maioria das perdas embrionárias tardias
ocorreram após a implantação, aproximadamente ao vigésimo dia de gestação. As perdas
embrionárias tardias ou fetais desde o trigésimo dia até ao termo da gestação são baixas
(Robinson, 1951; Quinlivan et al., 1966, citados por Dixon, 2003), mas variam com o
aumento da taxa de ovulação (Dixon, 2003). A elevada taxa de perda de embriões no dia
dezoito foi mais observada em ovinos com dupla ovulação, do que em ovulações simples
(Quinlivan et al., 1966, citado por Dixon, 2003). Segundo Rhind et al. (1980ª), citado
Dixon (2003), as perdas a partir do quinquagésimo dia de gestação até ao seu termo, foi
estimado em 78% em ovelhas com ovulação seis ou mais oócitos comparado com 19% nas
ovelhas com ovulação com cinco ou menos oócitos.
59
5 - Diagnóstico de Gestação e Determinação do Número de Embriões
Nas espécies pecuárias, o reconhecimento da existência ou não de uma gestação
reveste-se sempre de grande importância económica, pelo que se procura que o seu
diagnóstico tenha lugar precocemente (Simões, 1984). Geralmente, um diagnóstico
precoce de gestação é requisitado tão próximo quanto possível da inseminação, para a
rápida identificação de animais não gestantes (Hafez, 1993). Para além de permitir a
identificação de situações de infertilidade ou esterilidade, o seu precoce tratamento e
recuperação, faculta também a opção de um refugo oportuno quando seja essa a decisão
mais aconselhável (Simões, 1984).
A possibilidade de realização de um diagnóstico precoce de gestação é uma das
ferramentas que maior implicação pode trazer a nível do melhoramento dos rendimentos
produtivos de explorações de pequenos ruminantes, reduzindo de forma eficaz o intervalo
entre o parto e a próxima cobrição fértil (de Bulnes et al., 1999). Além disso, o
conhecimento do estado reprodutivo de cada fêmea integrante do rebanho permite a
melhoria do maneio mediante a organização dos animais por grupos, induzindo um novo
cio em fêmeas vazias ou aumentando os cuidados e suplementando a dieta das gestantes
(de Bulnes et al., 1999).
5.1 – Métodos de Diagnóstico de Gestação
Ao longo dos anos foram desenvolvidas diversas técnicas para poder diagnosticar
precocemente uma gestação (Medan et al., 2004). Métodos como a ultrassonografia,
doseamento da progesterona e radiografia são os mais utilizados actualmente (Medan et
al., 2004). Laparoctomia, palpação abdominal e palpação recto-abdominal são métodos
mais antigos, sendo a sua utilização, hoje em dia, limitada (Medan et al., 2004).
As diversas técnicas existentes detectam alterações resultantes da gestação, quer
sejam físicas, no caso da palpação e da utilização de ultrassons (acumulação de fluido e
presença do feto), quer sejam a nível de variações fisiológicas (nível de progesterona no
sangue, proteínas uterinas) (Wildeus, s.d.).
O método mais simples consiste na observação de sinais de cio aproximadamente
até aos 21 dias depois da cobrição, denominando-se este método de não retorno em cio. Se
houver uma falha na fertilização, as fêmeas apresentam sinais de cio no final dos 21 dias,
60
caso tal não aconteça considera-se que a fêmea está gestante. Contudo este método não é
muito viável, pois existem situações em que a fêmea não apresenta quaisquer sinais de cio
e não está gestante. São exemplo destes casos a presença de uma pseudogestação, animais
com ciclo éstrico de duração irregular, anestro fisiológico quando as cabras sincronizadas
são cobertas durante a estação não reprodutiva (Gonzalez et al., 2004).
5.1.1 - Métodos Laboratoriais
A mensuração da concentração de hormonas esteróides, tal como o doseamento de
progesterona e sulfato de oestrona, e de proteínas associadas à gestação, em tempos
específicos, após a inseminação, constituem métodos de diagnóstico de gestação (Tsang,
1978; Tamanini et al., 1986; Worsfold et al., 1968; Murray e Newstead, 1988; Refstal et
al., 1991, citados por Ishwar, 1995).
Os métodos laboratoriais embora apresentem uma elevada precisão não permitem
obter resultados imediatos (Gonzalez et al., 2004).
5.1.1.1 – Doseamento de Progesterona
A determinação dos níveis de progesterona (P4) no sangue e no leite, como método
de diagnóstico de gestação, assenta no facto de a progesteronémia ter valores mínimos na
ocasião do estro e se elevar durante a fase lútea e a gestação (Simões, 1984).
A concentração de P4 no sangue e no leite decresce logo após a regressão do C.L.
em fêmeas não gestantes. Pelo contrário, fêmeas gestantes possuem elevada concentração
de P4, uma vez que o C.L. se mantém funcional (Gonzalez et al., 2004).
A concentração de P4 no leite, em caprinos, geralmente reflecte a concentração no
plasma, contudo a concentração de P4 no leite é mais elevada (Holdsworth e Davies, 1979;
Thibier et al., 1982; Ozsar et al., 1984; Murray e Newstead, 1988; citados por Ishwar,
1995).
De acordo com estudos realizados por Thibier et al. (1982), citado por Ishwar
(1995) e Gonzalez et al. (2004), o diagnóstico de gestação baseado na determinação de
concentração de P4 no sangue é possível nos dias 21-22 posteriores à concepção. A
precisão do diagnóstico para gestação e não gestação é de 85,7% e 100% respectivamente
(Ishwar, 1995). Segundo Simões (1984), o doseamento de P4 no sangue é possível no
período que medeia entre o 19º e o 23º dias consecutivos à inseminação, considerando
61
como valores positivos os valores de progesteronémia superiores a 2 ng/ml, negativos os
inferiores a 1 ng/ml e duvidosos os intermédios.
A concentração de P4 no leite igual ou superior a 10 ng/ml, entre o 22º e o 26º dia
pós-cobrição ou I.A., é considerada como um sinal positivo de gestação (Ishwar, 1995).
Segundo Holdsworth e Davies (1979), citado por Ishwar (1995), o exame é realizado com
uma precisão de 85,9% para detecção da gestação e de 100% quando o diagnóstico é
negativo. Jain et al. (1980), citados por Ishwar (1995) indicam o nível de 7,25 ng/ml ou
mais como sendo um sinal positivo de gestação entre os dias 19 e 27 após a inseminação.
De acordo com Simões (1984), o teor de P4 depois dos 16 dias ulteriores à
inseminação é proporcional ao número de C.L.. O número de embriões pode portanto, ser
determinado com uma precisão de 67,4% através de uma variação na concentração de P4,
que é normalmente mais elevada em gestações múltiplas (Weigh et al. 1975; citado por
Ishwar, 1995).
Em conclusão, a concentração de P4 permite obter um diagnóstico de não gestação
eficaz, que possibilita sobretudo voltar a inseminar animais diagnosticados como não
gestantes (Amari et al., 2003). Os falsos positivos são frequentes, pois condições como a
hidrómetra, piómetra e morte embrionária precoce apresentam níveis de P4 no sangue
elevados. Elevadas concentrações de P4 apenas indicam a presença de um C.L. funcional
(Ishwar, 1995). A realização deste exame requer o conhecimento preciso da data da
inseminação (Amari et al., 2003).
5.1.1.2 – Doseamento do Sulfato de Oestrona
A origem de hormonas estrogénicas depende do estado de gestação (Amari et al.,
2003). Ao início, elas provêm dos ovários (Amari et al., 2003). Posteriormente, a presença
do feto e da placenta viáveis é acompanhada de um crescimento da concentração de sulfato
de oestrona no plasma (Karen et al., 2001).
O sulfato de oestrona no plasma pode ser detectado entre os 40 e os 50 dias após a
cobrição (Ishwar, 1995). O diagnóstico de gestação realizado através do doseamento de
sulfato de oestrona é um método de diagnóstico tardio (Amari et al., 2003).
O doseamento de sulfato de oestrona, segundo Amari et al. (2003) não permite
determinar o número de fetos, devido ás elevadas variações que podem ocorrer entre
animais (Worsfold et al. 1986; citado por Amari et al., 2003), embora para Illera et al.
62
(2000), citado por Amari et al. (2003) a concentração de sulfato de oestrona seja
significativamente mais alta em fêmeas com gestações duplas ou triplas.
5.1.1.3 – Doseamento de Glicoproteínas Associadas à Gestação
As glicoproteínas associadas à gestação (PAG) são secretadas por células
binucleadas do trofoblasto no plasma materno, e permitem uma discriminação precisa entre
cabras gestantes e não gestantes (Gonzalez et al., 2004).
A determinação de PAG possui elevada precisão aos 24 e 26 dias de gestação (99%
e 100% respectivamente) (Gonzalez et al., 2004).
O doseamento de PAG pode ser útil para determinar o número de fetos, embora o
seja tardiamente. Concentrações mais elevadas de PAG correspondem a gestações
gemelares (Amari et al., 2003).
5.1.2 – Métodos Físicos
5.1.2.1 – Radiografia
O diagnóstico de gestação e a determinação do número de fetos podem ser
realizados com sucesso através da radiologia, dependendo a qualidade do exame do tipo de
aparelho, da contenção dos animais e da emissão dos raios X (Amari et al., 2003). Esta
técnica baseia-se na demonstração do esqueleto fetal (Simões, 1984).
Em cabras leiteiras, a gestação pode ser diagnosticada através de radiografias 58
dias após a inseminação (Borker e Cowley, 1967; citados por Ishwar, 1995). O esqueleto
fetal é normalmente rádio-opaco aos 65 dias de gestação (Ishwar, 1995). O alargamento
uterino, sugestivo de uma gestação, pode ser detectado mais precocemente do que o
esqueleto, mas não se consegue distinguir de casos de hidrómetra ou piómetra (Ishwar,
1995). Setenta dias após a cobrição é possível realizar o exame com uma precisão de 100%
para o diagnóstico de gestação e para a contagem do número de fetos (Freitas e Simplício,
1999).
A realização do exame radiológico porém, não fornece indicações precoces, é
dispendiosa e incompatível com o uso corrente em espécies pecuárias (Simões, 1984).
63
5.1.2.2 – Laparoscopia
O útero gestante pode ser facilmente palpado através de uma pequena incisão na
parede abdominal, sendo que a incisão paramediana ventral e craneal ao úbere é realizada
para permitir a entrada de dois dedos (Freitas e Simplício, 1999). O útero com paredes
finas, dilatado e contendo fluido é um indicador positivo de gestação (Freitas e Simplício,
1999).
De acordo com Smith (1980), citado por Ishwar (1995), a palpação directa do útero
fornece diagnósticos com aproximadamente 100% de precisão aos 42 dias de gestação.
Nas 4 a 5 semanas após a inseminação, é possível verificar a distensão dos cornos uterinos,
e durante a 6ª semana os placentomas são facilmente palpáveis (Ishwar, 1995).
O grande inconveniente do uso desta técnica é a maior probabilidade de adquirir
infecções, pelo que é necessário garantir óptimas condições assépticas quando se recorre à
utilização do laparoscópio como método de diagnóstico de gestação (Ishwar, 1995). A
laparoscopia é também um método invasivo e caro.
5.1.2.3 – Palpação Abdominal
A palpação abdominal pode ser realizada em caprinos em fases avançadas de
gestação e torna-se mais fácil à medida que a gestação avança (Ishwar, 1995).
O útero gestante ou o feto podem, algumas vezes ser palpados através da parede
abdominal relaxada, colocando as mãos em cada lado do abdómen para poder pressioná-lo
ou levantá-lo (Freitas e Simplício, 1999). Em ovinos esta técnica apresenta entre 80 a 90%
de precisão aos 90-130 dias de gestação. (Freitas e Simplício, 1999).
A maior desvantagem consiste na impossibilidade de realizar um diagnóstico
precoce, o que por sua vez pode afectar o maneio reprodutivo do rebanho.
5.1.2.4 – Palpação Recto-Abdominal
O princípio da palpação recto-abdominal consiste em evidenciar a massa uterinofetal associando a palpação manual transabdominal e a manipulação de uma vara inserida
no recto, com vista ao reconhecimento do útero e do feto eventualmente presente (Amari et
al., 2003). A base deste método consiste na resistência criada pelo peso do útero gestante
64
ás deslocações horizontais da vara quando introduzida no recto, em animais em decúbito
dorsal (Simões, 1984).
O diagnóstico é positivo quando, através da vara se recolhe a sensação de
resistência criada pelo útero e, através da palpação abdominal se reconhece a presença da
massa sólida correspondente ao feto. Quando o diagnóstico é negativo, a vara desloca-se
facilmente e, a ponta da vara é reconhecida através da palpação abdominal (Simões, 1984).
Através desta técnica é possível obter diagnósticos positivos aos 50 dias com 93%
de precisão e aos 62 dias com 100% (Simões, 1984).
Tal como acontece com a palpação abdominal, também este método possui o
inconveniente de fornecer um diagnóstico tardio. Para além desta desvantagem, existe
ainda a possibilidade de ocorrerem perfurações no recto e abortos (Simões, 1984). Quando
este método é aplicado em caprinos, podem surgir problemas que dificultam o exame de
diagnóstico, devido ao difícil temperamento destes animais. Quando estes se encontram
excitáveis é contra-indicado o uso deste método (Simões, 1984).
5.1.2.5 – Ultrassonografia
A utilização dos ultrassons em produção animal para diagnosticar uma gestação e,
posteriormente, analisar o desenvolvimento embrionário, remonta ao fim da década de 60
(Amari et al., 2003).
A gestação pode ser detectada, tanto em ovinos como em caprinos, através de três
métodos ultrassonográficos, UTR – modo A, Doppler e UTR – modo B ou em tempo real
(Ishwar, 1995).
5.1.2.5.1 - Ultrassonografia Modo – A
O princípio (amplitude – eco ou amplitude – profundidade versus tempo) da UTR –
modo A para diagnóstico de gestação, baseia-se na detecção de uma faixa fluida no útero
(Ishwar, 1995). A unidade scan – A emite ondas ultrassonográficas a partir de um
transdutor manual colocado externamente contra a pele do abdómen e em direcção ao útero
(Freitas e Simplício, 1999). As ondas de ultrassons são reflectidas entre os diferentes
tecidos para o transdutor e convertidas em energia eléctrica na forma de sinais audíveis ou
visuais (Fig. 5.1) (Freitas e Simplício, 1999). Estas unidades são sensíveis a uma
65
profundidade de 10 a 20 cm (Ishwar, 1995). O transdutor é colocado por baixo do flanco
direito, cranealmente ao úbere da fêmea (Ishwar, 1995).
Um sinal audível ou luminoso é emitido pela unidade quando uma faixa da estrutura fluida
é registada (Freitas e Simplício, 1999). A ultrassonografia modo – A é considerada um
método de diagnóstico de gestação satisfatório em caprinos para uma idade fetal
compreendida entre os 50 e 120 dias (Wani, 1981), tendo como principal inconveniente a
impossibilidade de determinar a viabilidade fetal e o número de embriões (Freitas e
Simplício, 1999). Existe ainda a possibilidade de obter falsos negativos, no inicio ou no
termo da gestação, devido à reduzida quantidade de fluido uterino em relação ao volume
de tecido fetal (Ishwar, 1995), assim como também é possível obter falsos positivos em
animais que apresentam a bexiga urinária extendida ou patologias reprodutivas como a
hidrómetra ou a piómetra (Freitas e Simplício, 1999).
Fig. 5.1 – Ultrassonografia modo A.
http://www.brooksidepress.org/Products/Military_OBGYN/Ultrasound/basic_ultrasound.htm
5.1.2.5.2 - Doppler
No principio Doppler, a transmissão de ultrassons proveniente do transdutor é
submetida a uma pequena alteração de frequência na presença de movimentos, tais como
os batimentos cardíacos do feto, a pulsação sanguínea na artéria uterina e no cordão
umbilical e os movimentos fetais (Wani, 1997).
De acordo com Freitas e Simplício (1999), existem duas técnicas que obedecem ao
princípio Doppler. É possível realizar o Doppler externo, com uma precisão de
aproximadamente 100% durante a segunda metade da gestação (Ishwar, 1995), embora na
primeira metade a sua eficácia seja reduzida (Lindahl, 1969). Em ovinos, é possível
estabelecer o diagnóstico de gestação entre os dias 66 e 122 de gestação (Ishwar, 1995).
Existe também a técnica Doppler transrectal, considerada superior à técnica externa ou
cutânea, pois é possível avaliar a viabilidade fetal (Freitas e Simplício, 1999), embora, por
66
outro lado, a precisão na detecção de gestações múltiplas seja baixa (Ishwar, 1995). Esta
técnica pode ser aplicada a partir dos 25 dias de gestação, embora possam ainda ocorrer
falsos negativos, sendo utilizada com maior precisão entre os 35-40 dias de gestação
(Ishwar, 1995).
Fig. 5.2 – Exemplo de aparelhos doppler. www.microem.com.br; www.caveca.net.
5.1.2.5.3 - Ultrassonografia em tempo real, Modo – B
A ultrassonografia é um método utilizado para estudar diversas características
reprodutivas em pequenos ruminantes (Goddard e Russel, 1994) e, segundo Martinez et al.,
(1996), tem-se revelado uma poderosa ferramenta para realizar o diagnóstico de gestação e
o estudo do crescimento embrionário nos mamíferos.
A importância da ecografia modo B para melhorar a eficiência reprodutiva nas
diferentes espécies animais centra-se não só no diagnóstico de gestação precoce, mas
também no controlo do momento da ovulação, avaliação de estruturas e função das
gónadas e tracto reprodutivo, detecção de perdas embrionárias e mortalidade fetal,
desenvolvimento e crescimento fetal, entre outros (Parreguez et al., 1997). É ainda
importante destacar que a ecografia também pode ser usada para estimar a duração da
gestação (Haibel, 1988), e estimar a data provável de parto, quando a data de cobrição não
é conhecida (Ishwar, 1995).
Esta técnica recorre à utilização de um ecógrafo (Fig. 5.3) com funcionamento em
modo B (brilho) em tempo real, obtendo imagens resultantes da justaposição de pontos
luminosos (Amari et al., 2003). O brilho da imagem é proporcional à variação de
impedância acústica entre os diferentes tecidos (Levy et al., 1990). No ecrã do aparelho
ecográfico é possível visualizar as diferentes tecidos e órgãos quando atravessados por
ultrassons (Amari et al., 2003).
67
Fig. 5.3 - Exemplos de aparelhos ultrassonográficos modo B. www.vetsales.net3_arquivos;
www.vetsales.net_arquivos; www.aloka-europe.com.
A utilização desta técnica, para exames de rotina do foro reprodutivo, é
normalmente realizada com sondas em que a frequência varia entre os 3,5 e os 7,5 MHz
Inicialmente, os estudos para diagnóstico de gestação usando o método
ultrassonográfico eram realizados com sondas transabdominais (Padilla et al., 2005).
Actualmente, tanto se recorre ao uso de transdutores transabdominais como transrectais
(Fig. 5.4). (Padillas – Rivas et al., 2005). Utilizando o método transrectal é possível
estabelecer o diagnóstico de gestação mais precocemente, dependendo também da
frequência da sonda usada (Amari et al., 2003). Segundo Padillas – Rivas et al. (2005), o
diagnóstico de gestação efectuado com uma sonda transrectal permite reconhecer os sinais
de uma gestação 4 a 5 dias mais cedo, do que o mesmo quando realizado com transdutores
transabdominais.
Fig. 5.4 – Vários tipos de sondas. www.raus.com.br/catalogo.
Esta técnica imagiológica não invasiva, quando usada para exame de tecidos
corporais, não tem efeitos biológicos adversos conhecidos, tanto para o animal como para
68
o operador (Rajamahandron et al., 1994). Por outro lado, a ultrassonografia, como método
de diagnóstico, tem sido enquadrada como uma das causas de perda gestacional, embora
autores como Ball e Logue, citados por Barros e Visintin (2001), não partilhem da mesma
opinião, uma vez que demonstraram a inexistência de uma relação entre perdas
embrionárias e a realização do exame precoce de gestação (Barros e Visintin, 2001).
O diagnóstico de gestação por ecografia possui uma relação precocidade fiabilidade superior aos outros métodos, uma vez que se realiza em tempo real e permite
analisar a viabilidade da gestação, evidenciando a presença ou ausência de batimentos
cardíacos e o número de embriões (Bulnes et al., 1999).
Para a realização do exame ultrassonográfico transrectal, a sonda lubrificada deve
ser inserida no recto e, após a identificação da bexiga (Medan et al., 2004), deve explorar
vagarosamente todo o aparelho genital feminino (Ishwar, 1995). Outro aspecto a ter em
consideração na realização do exame é a remoção de fezes do recto, possibilitando a
obtenção de uma imagem com maior qualidade. (Ishwar, 1995). Como os caprinos por
vezes não são muito cooperantes, especialmente quando a sonda é introduzida no recto, é
necessário que os mesmos se encontrem imobilizados para não causar quaisquer danos no
recto (Gonzalez et al., 2004). O diagnóstico de gestação realizado por UTR é normalmente
facilitado quando os animais são sujeitos a um jejum nas 12 a 18 horas que antecedem o
exame (Gonzalez et al., 2004).
5.1.2.5.3.1- O Diagnóstico de Gestação
Diversos parâmetros devem ser estudados/observados ao longo dos exames
ecográficos; os ovários devem ser examinados de forma a detectar a presença do C.L. e o
útero deve ser cuidadosamente explorado, procurando 1) áreas anecogénicas (vesículas
embrionárias) e determinação do seu diâmetro; 2) presença do embrião e visualização dos
batimentos cardíacos; 3) comprimento craneo-caudal do embrião (medido em mm) e 4)
frequência dos batimentos cardíacos (nº de batimentos por minuto) (Martinez et al., 1998).
Segundo Boyd et al., 1995, citado por Simões et al., 2004, o diagnóstico de
gestação através de ultrassonografia baseia-se, durante os estádios iniciais, na detecção da
vesícula embrionária e, ocasionalmente do embrião do lúmen uterino ipsislateral ao ovário
que possui o corpo lúteo da gestação. A imagem da vesícula embrionária corresponde a
uma estrutura circular ou alongada localizada no útero cranealmente à bexiga urinária
69
(Medan et al., 2004), rodeada por uma parede de ecogenicidade mista que se identifica
como a parede uterina (Bulnes et al., 1999).
O embrião apresenta-se como uma estrutura hiperecogénica de forma alongada,
normalmente situada na zona basal da vesícula gestacional (Parreguez et al., 1999). Os
batimentos cardíacos são visualizados como uma mancha, que escurece e aclara com uma
frequência regular, na zona torácica (Parreguez et al., 1999).
Em fêmeas não gestantes o útero apresenta-se como uma estrutura esférica de
ecogenicidade média (Parreguez et al., 1999). O útero das fêmeas vazias pode apresentar
ou não, pequenas cavidades centrais, cheias de líquido, com menos de 2 mm de diâmetro
(Medan et al., 2004). Assim, a interpretação das imagens pode ser dificultada em estádios
muito precoces de gestação, pois a vesícula anecogénica pode ser confundida com fluidos
fisiológicos ou patológicos e com estruturas como folículos, vasos sanguíneos e bexiga
repleta, que juntos formam um aglomerado, em espaço restrito dentro da cavidade pélvica
(Barros e Visintin, 2001).
Utilizando uma sonda transrectal de 7,5 MHz, é possível estabelecer o diagnóstico
de gestação a partir do dia 11 após a inseminação, mediante a detecção da zona de
implantação embrionária, isto é, a vesícula embrionária ou saco gestacional (Bulnes et al.,
1999). O mesmo exame, realizado com um transdutor de 5 MHz de frequência, portanto
com uma resolução mais baixa, só permite visualizar as vesículas embrionárias ao 18º dia
após a inseminação (Martinez et al., 1998).
Relativamente ao diagnóstico de gestação baseado na presença do embrião,
segundo Bulnes et al. (1999), a utilização de sondas transrectais de 7,5 MHz, possibilita o
diagnóstico de gestação, aos 16 dias. Por sua vez, Gonzalez et al., (2004), utilizando
transdutores com a mesma frequência, afirma que a detecção do embrião é possível, com
precisão máxima, a partir dos 26 dias depois da cobrição, obtendo durante a fase inicial de
gestação (entre o 20º e o 22º dia) numerosos falsos negativos (tabela 5.1). A determinação
ecográfica do embrião, utilizando uma sonda transrectal de 5 MHz, pode ser realizada a
partir do 20º dia de gestação (Parreguez et al., 1999), ou entre os dias 23 e 25 de acordo
com Buckrell et al. (1986) e Buckrell (1988).
Quando as ecografias são feitas com sondas transabdominais, os primeiros sinais de
gestação são visíveis a partir de dia 25 (Gearhart et al., 1988) ou do dia 30 após a
inseminação (Bretzlaff et al., 1993). De acordo com Hesselink y Taverne (1994), a
presença de fluído no lúmen uterino começa a detectar-se ao 22º dia de gestação. Por
70
último, Kahn (1992) indica que entre os dias 18 e 30, o diagnóstico de gestação é possível
por via transabdominal, sendo mais preciso depois dos 35 dias após a cobrição.
Tabela 5.1 – Precisão da UTR no diagnóstico de gestação por via transrectal em caprinos (Gonzalez et al.,
2004).
Dias após a cobrição
Sensibilidade (%)*
Especificidade (%)**
Precisão (%)***
20
11,4
100
55,7
22
44,3
100
72,2
24
78,5
100
89,3
26
98,7
100
99,4
*Sensibilidade = (Número de diagnósticos positivos correctos/ Número de fêmeas que parem) * 100
**Especificidade = (Número de diagnósticos negativos correctos / Número de fêmeas que não parem) * 100
***Precisão = (Número de diagnósticos correctos / Número de diagnósticos totais) * 100
Na prática, é mais aconselhável realizar o diagnóstico de gestação por ecografia em
períodos mais tardios, nos quais se possa visualizar o embrião e, especialmente a sua
actividade cardíaca como sinal de viabilidade, pois a presença de vesículas embrionárias
constitui um diagnóstico incompleto (Bulnes et al., 1999).
O diagnóstico por UTR pode revelar-se mais complicado em fêmeas multíparas, e a
probabilidade de ocorrerem falsos negativos devido à falha da imagem de todo o tracto
genital, é maior. Isto acontece porque os animais mais velhos, com maior número de
partos, possuem mais dobras no útero que os mais jovens, e assim, é mais difícil visualizar
o embrião ou detectar o seu batimento cardíaco em estádios mais precoces de gestação
(Gonzalez et al., 2004).
5.1.2.5.3.2 - Diagnóstico de Alterações na Viabilidade Embrionária e Fetal
A utilização da UTR – modo B em tempo real, para além de permitir estabelecer o
diagnóstico de gestação, possibilita ainda detectar alterações durante a gestação (Bulnes et
al., 1999). Como tal, a ultrassonografia pode constituir um valioso instrumento na
determinação da mortalidade embrionária e fetal em caprinos, baseando-se na presença ou
ausência de batimentos cardíacos depois do 21º dia após a inseminação (Martinez et al.,
1998).
Actualmente, é de elevada importância estudar a extensão e o tempo em que
ocorrem as perdas embrionárias e fetais com vista a minimizar o impacto negativo na
71
eficiência reprodutiva do rebanho (Martinez et al., 1998), e consequentemente, minimizar
as perdas económicas (Bulnes et al., 1999).
A morte intra-uterina é uma alteração que pode passar despercebida ao técnico,
principalmente se ocorre antes do início da ossificação e conduz a um processo de
reabsorção; outras possibilidades são o aborto e a mumificação (Bulnes et al., 1999).
A perda embrionária precoce seguida de reabsorção não pode ser detectada sem um
método que permita um diagnóstico de gestação precoce. Por sua vez, quando ocorre um
aborto, os sinais clínicos que o acompanham são facilmente detectáveis (Bulnes et al.,
1999). Assim, a mortalidade embrionária em estágios iniciais de gestação, pode ser
detectada através da ultrassonografia (Martinez et al., 1998), através do desaparecimento
da vesícula gestacional presente em observações anteriores (Bulnes et al., 1999). No
entanto, a exactidão deste diagnóstico é maior quando já se visualiza o embrião, ao avaliar
a ecogenicidade dos tecidos embrionários e os movimentos do embrião em tempo real
(Bulnes et al., 1999).
Os principais sinais indicadores de perda embrionária são, para além do
desaparecimento do embrião relativamente a um exame prévio, a diminuição da
ecogenicidade da massa embrionária, a diminuição do tamanho em comparação com outros
embriões com a mesma idade gestacional, o colapso das membranas gestacionais e,
principalmente, a ausência de batimentos cardíacos. Em alguns casos pode ainda verificarse o desprendimento do embrião da placenta materna (Gearhart, 1988). Normalmente o
primeiro sinal da existência de problemas na viabilidade do embrião é a diminuição da
frequência cardíaca (Kastelic et al., 1988). A observação destes sinais possibilita a
diferenciação da causa primária da morte embrionária, já que, quando se produz uma
luteólise, a perda embrionária é rápida e com degeneração mínima, quando a causa
primária não está relacionada com nenhuma alteração do CL, observa-se a retenção de
tecidos e fluidos gestacionais e a degeneração do embrião (Bulnes et al., 1999).
Quando já se produziu a ossificação, só é possível ocorrer o aborto (Bulnes et al.,
1999). Nas imagens ultrassonográficas o aborto caracteriza-se pela existência de massas
intra-uterinas moderadamente hipoecogécinas que tendem a tornar-se mais homogéneas,
até desaparecer lentamente (Bulnes et al., 1999). Em casos onde ocorre a mumificação,
observa-se uma massa compacta com focos hiperecogénicos e normalmente uma escassa
quantidade de líquido, que se apresenta hipoecogénico com partículas hiperecogénicas
72
5.1.2.5.3.3 – Determinação do Número de Embriões
A determinação do número de gestações simples ou múltiplas constitui uma
informação muito útil em explorações de pequenos ruminantes, devido ao efeito que as
condições pré-natais podem ter na vida pós-natal, como sendo a nutrição da fêmea
gestante, que pode influenciar o crescimento fetal e o tamanho das crias ao nascimento
(Parreguez et al., 1999). Os gémeos de fêmeas alimentadas como se tivessem apenas uma
cria, são mais leves e mais propensos a morrer. Por outro lado, pode haver uma acentuada
diminuição da condição corporal da mãe devido ao aumento das suas necessidades de
gestação (Dziuk, 1992). Ao contrário, crias únicas de fêmeas alimentadas como se
tivessem uma gestação múltipla, adquirem demasiado peso e existe o risco de ocorrer um
parto prolongado e difícil (Dawson et al., 1994). Assim, é vantajoso tentar avaliar o
número de fetos quando se realiza o diagnóstico de gestação. A possibilidade de identificar
fetos múltiplos com a UTR em tempo real, é uma clara vantagem em relação a outras
técnicas (Medan et al., 2004). A exactidão da determinação do número de fetos depende
também das características técnicas da sonda utilizada (Amari et al., 2003).
A determinação do número de embriões realiza-se através do varrimento completo
do aparelho genital materno, diferenciando individualmente cada embrião ou feto em
diferentes cortes de cada um dos cornos uterinos (Bulnes et al., 1999).
O tipo de gestação (simples ou múltipla) pode ser determinado por via
transabdominal a partir dos 35-40 dias de gestação, embora só a partir dos 50-55 dias a
fiabilidade seja alta. O uso de sondas transrectais de 7,5 MHz apresenta uma exactidão de
100% desde o dia 30 de gestação, sendo possível distinguir com a mesma fiabilidade
gestações com dois ou três embriões (Bulnes et al., 1999).
Em estudos realizados por Medan et al. (2004), com uma sonda transrectal de 7,5
MHz, o número de fetos pode ser identificado a partir do dia 40 após a cobrição, sendo a
sua determinação superior no dia 60. Segundo Padilla et al. (2005), para a mesma
experiência, a melhor altura para distinguir entre fetos únicos ou gémeos é entre os dias 28
e 40 de gestação. O mesmo autor refere ainda a dificuldade que por vezes pode existir em
distinguir os diferentes fetos. Schrick e Inskeep (1993) referem que a partir do 25º dia após
a cobrição, a diferenciação entre gestações simples e múltiplas é possível com uma
exactidão de 88%. Com a utilização de uma sonda de 5 MHz este valor diminui (Amari et
al., 2003).
73
5.2. Critérios para a Escolha de um Método de Diagnóstico de Gestação
A escolha do método mais apropriado para o diagnóstico de gestação depende da
eficácia do equipamento, do número de dias que decorrem desde a inseminação até à data
do exame, da precisão e da experiência do examinador (Ishwar, 1995).
Pela comparação dos diferentes métodos existentes, a técnica de diagnóstico de
gestação com maior potencial em caprinos é a UTR modo B em tempo real (tabela 5.2)
(www.clemson.edu/agronomy/goats/handlock/reproduction.html).
A
portabilidade
do
aparelho ecográfico, combinado com as vantagens do seu uso (determinação do número de
fetos, determinação de alterações na gestação, estudo de outras características
reprodutivas), fazem da sua aplicação uma forma de rentabilizar a produção
(www.clemson.edu/agronomy/goats/handlock/reproduction.html).
Tabela 5.2. Comparação de diferentes técnicas de diagnóstico de gestação em caprinos. (Tabela parcialmente
retirada de www.clemson.edu/agronomy/goats/handlock/reproduction.html)
Técnica
Momento da
Nº de
Precisão
Aplicação
utilização (dias)
Fetos
(%)
prática
Palpação abdominal
60 -115
Não
60-90
Elevada
Palpação recto-abdominal
50 - 70
Não
90
Moderada
Doseamento de progesterona
18 - 22
Não
90-95
Moderada
Doseamento de sulfato de oestrona
40-50
Não
90-95
Baixa
Doseamento de glicoproteínas associadas
20-30
Sim
95-100
?
Ecografia modo B em tempo real
16-25
Sim
90-95
Elevada
Ecografia modo A
50-120
Não
85-95
Elevada
Dopller ultrassons
60-90
Não
85-90
Moderada
>50
Sim
90-95
Baixa
≈100
Baixa
à gestação
Radiografia
Laparoscopia
40-50
74
6 – Fetometria
A ultrassonografia, ao ser um método de diagnóstico baseado em imagens, permite
não só determinar a existência ou não de gestação mas também realizar um exame mais
detalhado das estruturas fetais (Bulnes et al., 1999).
Para realizar o diagnóstico da idade gestacional algumas medidas morfológicas são
necessárias, medidas que se revelem bons indicadores do estádio de gestação em que se
encontra o animal, de forma a relacioná-las consistentemente com o crescimento
embrionário e fetal (Mufti et al., 2000). Assim, a fetometria ecográfica permite, além do
conhecimento da progressão do crescimento fetal, o diagnóstico de possíveis anomalias
fetais, a previsão da data do parto de forma a poder induzir ou observar o parto,
melhorando a taxa de sobrevivência neonatal (Reichle e Haibel, 1991 e Kahn, 1992),
facilitando ainda o seu maneio alimentar (Bulnes et al., 1999). A utilização da fetometria é
especialmente útil quando a data da concepção não é conhecida (Bulnes et al., 1999).
A observação do grau de desenvolvimento do embrião ou feto, e a determinação
das diferentes medidas de estruturas gestacionais (principalmente a vesícula embrionária, o
próprio embrião ou o crânio fetal) permite conhecer não só a sua viabilidade como também
detectar o aparecimento de mortes ou anomalias embrionárias ou fetais (Bulnes et al.,
1999).
As observações podem realizar-se desde que seja possível visualizar o embrião até
ao 90º dia de gestação no caso da ecografia transrectal, ou até poucos dias antes do parto
com a ecografia transabdominal (Bulnes et al., 1999).
6.1 – Aparecimento e desenvolvimento dos órgãos embrionários e fetais
Durante a exploração ecográfica devem ser analisados diversos aspectos
importantes que podem servir como referência na altura de determinar a idade do embrião,
tais como os batimentos cardíacos, a diferenciação da cabeça, o aparecimento dos
placentomas, pontos de ossificação e órgãos fetais (Bulnes et al., 1999).
O uso de sondas de alta resolução por via transrectal, devido à sua maior
frequência, possibilita a realização de estudos mais detalhados da evolução embrionária e
fetal e dos processos organogénicos (Bulnes et al., 1996a e Bulnes et al., 1996b), para além
75
de permitir a detecção de órgãos em alturas muito semelhantes ao tempo real de aparição
(Evans e Sack, 1973; Berdan e Fuquay, 1978; citados por Bulnes et al. 1999).
Os períodos de observação das estruturas embrionárias são muito semelhantes na
ovelha e na cabra, uma vez que não existem diferenças importantes no desenvolvimento
embrionário de ambas as espécies (Buckrell, 1988 e Tainturier et al., 1993).
6.1.1 – Comprimento Crânio-caudal (CCC)
O CCC constitui um parâmetro seguro para determinar o crescimento embrionário
(Martinez et al., 1998). Segundo o mesmo autor, usando uma sonda transrectal de 5 MHz,
o crescimento embrionário pode ser descrito por uma equação de regressão linear (y = 2,23+0,13X; r2=0,94; P <0,01) entre o 19º e o 38º dia após a inseminação, permitindo a
estimativa do dia de gestação através da mensuração do CCC. Nos dias 39-40 de gestação,
a taxa de crescimento aumenta, não sendo possível descrever o crescimento embrionário
através da mesma equação de regressão linear, consequentemente, um modelo de regressão
apropriado deve ser usado para descrever o crescimento do embrião depois dos 38 dias de
gestação (Martinez et al., 1998). Em ovelhas, Schrik e Inskeep (1993), encontraram uma
relação quadrática entre o tempo de gestação e o crescimento após os 40 dias de gestação.
O CCC foi frequentemente usado em observações fetais postmortem, em diferentes
espécies,
tendo sido
considerado uma
das
medidas
mais
representativas do
desenvolvimento embrionário (Evans e Sack, 1973; citados por Bulnes et al. 1998). Em
estudos realizados por Bulnes et al., (1998) com recurso à ultrassonografia, a evolução do
CCC em relação ao dia de gestação é muito semelhante aos dados obtidos postmortem.
De acordo com Sivachelon et al. (1996), citado por Bulnes et al., (1999), o CCC
apresentra uma correlação muito elevada com a idade de gestação, e os dados obtidos são
muito semelhantes aos descritos em estudos realizados postmortem.
Para determinar a longitude crânio-caudal deve-se procurar uma imagem onde
apareça o maior corte longitudinal do embrião e, após a mesma ser congelada, coloca-se o
caliper em cada extremo da massa embrionária (Bulnes et al., 1999) (Fig. 6.1).
76
Fig. 6.1 – Determinação do CCC do feto, aos 35 e aos 47 dias de gestação, respectivamente.
6.1.2. – Diâmetro do Tronco Embrionário (DTE)
A mensuração do diâmetro do tronco embrionário através da ultrassonografia é
normalmente realizada para determinar a idade gestacional em humanos e animais. De
acordo com Auimlamai et al., (1992), citado por Lee et al., (2005), o valor do coeficiente
entre o diâmetro do tronco embrionário e a idade gestacional em ovelhas é significativo
(r=0,80). Lee et al. (2005) obtiveram também uma elevada correlação entre o diâmetro do
tronco fetal e a idade gestacional em caprinos da raça Korean Black (r=0,89). De acordo
com os mesmos autores, a determinação destas medidas por UTR tem ainda como
vantagem a facilidade na sua mensuração em relação a outros parâmetros.
O diâmetro do tronco embrionário é medido num corte transversal do abdómen
onde a largura é maior (Lee et al., 2005) (Fig. 6.2). Uma vez produzida a organogénese, as
medidas realizam-se num corte transversal a nível do fígado e estômago, caudalmente ás
últimas costelas, como forma de as normalizar (Bulnes et al., 1999).
O diâmetro do tronco é, junto com o diâmetro biparietal (DBP), das medidas que
mais indicações pode fornecer, uma vez que pode ser visualizado durante a maior parte da
gestação, desde os 23 dias (Bulnes et al., 1999).
77
Fig. 6.2 – Determinação do diâmetro do tronco embrionário de um feto aos 39 dias de gestação.
6.1.3 – Diâmetro Biparietal (DBP)
Em estádios de gestação mais avançados, na maioria das ocasiões, não é possível
visualizar o feto por completo, apenas uma parte do mesmo; no entanto, o crânio
permanece numa posição favorável à observação ao longo de toda a gestação (Bulnes et
al., 1999). Portanto, o diâmetro da cabeça constitui uma boa indicação do desenvolvimento
fetal, uma vez que mostra uma elevada correlação com a idade gestacional, sendo possível
a sua observação por longos períodos de tempo, a partir dos 36 – 38 dias de gestação
(Bulnes et al., 1998) (Fig. 6.3). Mais tarde, Bulnes et al. (1999) afirma que o DBP pode ser
visualizado desde os 32 dias de gestação, até quase ao final da gestação, em que a obtenção
de medidas é mais difícil devido à hiperecogenicidade dos ossos cranianos e à descida do
feto na cavidade abdominal. Para o mesmo autor, as elevadas correlações que se obtêm
entre o DBP e a idade gestacional podem dever-se ao facto de as estruturas ósseas serem
rodeadas por tecidos moles e assim, ser mais fácil a delimitação do bordo hiperecogénico
do osso. Como, normalmente, a cabeça se encontra numa posição favorável à observação,
a sua mensuração é realizada sem quaisquer dificuldades (Bulnes et al., 1998).
78
De acordo com estudos realizados por Haibel (1988), o DBP cresce
significativamente com o aumento da idade de gestação em caprinos leiteiros (r2=0,98).
Reichle e Haibel (1991) referem a existência de uma elevada correlação entre a fase de
gestação e o diâmetro da cabeça quando o mesmo é medido com dois a três dias de
intervalo entre o 36º e o 102º dia de gestação em caprinos Pygmy (r2=0,97). Em estudos
realizados por Lee et al. (2005), a relação existente entre a idade gestacional e o DBP é um
pouco mais baixa (r2=0,81).
Fig. 6.3 – Diâmetro biparietal de um embrião aos 74 dias de gestação.
6.1.4 – Comprimento Occipito-nasal (CON)
Para além do DBP, o CON (Fig. 6.4) é uma das medidas mais utilizadas para
determinar a idade da gestação, podendo observar-se a partir dos 38 dias até quase ao final
da gestação (Bulnes et al., 1999).
Autores como Kelly e Newnham (1989), citados por Bulnes et al. (1998),
consideram que o CON é uma medida ainda mais precisa que o DBP, apresentando
crescimento linear até ao 80º dia de gestação (Bulnes et al., 1998).
79
Fig. 6.4 – Comprimento occipito-nasal de um feto de 36 dias. (Retirado de Bulnes et al., 1999)
Em gestações mais avançadas, os ossos inferiores do crânio podem mascarar o
DBP, pelo que é necessário ter cuidado na mensuração do mesmo, de forma a obter
imagens que não correspondam aos maxilares; é importante assegurar o correcto
alinhamento dos calipers entre si e com as paredes do crânio com a finalidade de evitar a
obtenção de medidas falsas. Para determinar o CON, os calipers devem colocar-se no
limite caudal do osso occipital e no limite craneal dos ossos nasais (Bulnes et al., 1999).
6.1.5 – Diâmetro das Órbitas Fetais (DOF)
Um dos primeiros órgãos fetais a ser visualizado é a vesícula óptica (Bulnes et al.,
1999). A imagem da vesícula óptica aparece inicialmente como uma cavidade
anecogénica. Quando o olho está formado, o globo ocular apresenta forma oval em cortes
longitudinais do crânio, ao passo que em cortes transversais apresenta uma forma esférica
Lee et al. (2005), obtiveram uma correlação relativamente elevada entre o DOF e a
fase de gestação, entre os 60 e os 135 dias após a cobrição (r=0,87). Segundo os mesmos
autores, o diâmetro da vesícula óptica constitui um útil parâmetro para estimar a idade
fetal.
80
6.1.6 – Diâmetro do Cordão Umbilical (DCU)
Tal como sucede na espécie humana, nas cabras Korean Black, a mensuração do
DCU apresenta uma correlação algo significante com a idade gestacional (r=0,7074) (Lee
et al., 2005).
O cordão umbilical é uma estrutura rapidamente reconhecida, e que normalmente
constitui uma importante ajuda na localização do embrião ou feto. O cordão umbilical
aparece como um pequeno círculo, quando se obtém uma imagem transversal, ou como um
longo tubo quando se observa a estrutura longitudinalmente (Fig. 6.5). A imagem
ecográfica do cordão umbilical obtém-se com o do varrimento do abdómen, através de uma
ligeira alteração do ângulo de inserção da sonda (Russel e Goddard, 1994).
Placentomas
Cordão
Umbilical e veias
Fig. 6.5 – Imagem longitudinal do cordão umbilical e suas veias. Adaptado de Goddard, 1995.
6.1.7 – Mensuração de Placentomas
Em caprinos, os placentomas podem ser observados pela primeira vez entre os 25
(Kanh, 1994) e os 40 dias de gestação, apresentando-se como estruturas hiperecogénicas
(brancas na imagem ecográfica), com uma concavidade central, que aparece e desaparece
quando o ângulo da sonda é alterado (Fig. 6.6) (Russel e Goddard, 1994). Segundo
Kaulfuss et al. (1996) e Fernandes (1996); citados por Calamari et al. (2003), a observação
de placentomas apenas é possível a partir do 27º ou 28º dia após a concepção,
81
respectivamente. Calamari et al. (2003) obtiveram resultados concordantes com Kanh,
(1994), citado por Calamari et al. (2003).
Fig. 6.6 – Diâmetro de um placentoma (localizado superiormente a um feto).
De acordo com Buckrell et al. (1986), citado por Simões et al. (2004) e Doizé et al.
(1997), os placentomas podem ser visualizados pela primeira vez, por via transrectal, entre
o 26º e o 28º dia ou a partir do 30º dia, respectivamente.
Em caprinos, os placentomas exibem um crescimento lento, atingindo o diâmetro
máximo aos 91 dias de gestação (Doizé et al., 1997). A partir desta altura, a medição dos
placentomas não é possível devido à variabilidade e dificuldade em obter imagens do útero
distendido (Doizé et al., 1997), mesmo que os exames sejam realizados por via
transabdominal (Haibel, 1990). Através da ecografia transabdominal apenas é possível
visualizar as carunculas a partir do 40º dia de gestação (Haibel, 1990).
De acordo com estudos anteriormente realizados, através de necrópsia em
diferentes estádios de gestação (Cloete, 1939; citado por Doizé et al., 1997) ou após a
expulsão das membranas fetais (Bhattacharyya et al., 1983; citado por Doizé et al., 1997),
os placentomas são detectáveis na superfície do endométrio entre os 21 e os 26 dias de
82
gestação (Doizé et al., 1997). No entanto, através da UTR transrectal com uma sonda de 5
MHz, os placentomas apenas são visíveis a partir dos 32-35 dias (Doizé et al., 1997).
Os placentomas são visualizados como pequenos nódulos na superfície do
endométrio, aumentando de tamanho em poucos dias até atingir a conformação de semi-lua
(Simões et al., 2004). Enquanto a conformação anatómica dos placentomas nos ovinos é
semi-esférica, nas cabras os mesmos apresentam uma forma discoide (Simões et al., 2004).
Ao contrário dos ovinos, as carunculas dos caprinos apresentam bordos pouco espessos e
uma parte central de maior espessura (Doizé et al., 1997).
A mensuração dos placentomas deve ser efectuada quando estes apresentam uma
conformação circular (em planos longitudinais) ou conformação em C (em planos
transversais) (Doizé et al., 1997). Normalmente são visualizados vários placentomas na
mesma imagem (Doizé et al., 1997).
Numa gestação, normalmente coexistem placentomas de diversos tamanhos ou com
diferentes graus de desenvolvimento (Hradacky et al., 1988; citado por Bulnes et al.,
1998). De acordo com Jenkinson et al. (1994), citado por Doizé et al. (1997), existe uma
variação no desenvolvimento placentário em relação à estação do ano; o número total de
placentomas desenvolvidos e o seu peso total é maior em fêmeas cuja cobrição ou I.A. foi
efectuada na época reprodutiva, do que naquelas em que a cobrição ocorreu durante a
estação de anestro (Doizé et al., 1997). O procedimento da UTR transrectal também pode
constituir uma causa para a variação das medidas. Outros autores afirmam ainda que a
variação de tamanho dos placentomas possui uma relação com a sua posição nos cornos
uterinos (Doizé et al., 1997).
Embora tendo em conta a variação existente, Kelly et al. (1987), citada por Bulnes
et al. (1998), apontam a mensuração de placentomas como tendo grande potencial para
estimar o crescimento da placenta em ovinos. Segundo Doizé et al. (1997), a mensuração
de placentomas através de ultrassons durante a gestação é uma ferramenta que permite
estimar a idade gestacional. Estudos realizados por Doizé et al. (1997), permitiram obter
uma correlação entre o tamanho dos placentomas e a duração da gestação, que é descrita
pela seguinte equação: Idade (dias) = 28,74 + 1,80 PL (mm) + e (residual), (r2=0,70),
obtendo uma regressão estatisticamente significante (P <0,0001) (Fig. 6.7). Lee et al.
(2005), obtiveram uma correlação mais fraca (r=0,57) entre o diâmetro dos placentomas e
a idade gestacional.
83
Tempo de
gestação (dias)
Diâmetro dos placentomas (mm)
Fig. 6.7 – Medidas de dispersão e linha de regressão do diâmetro dos placentomas (mm) e idade
gestacional (dias) em caprinos. Retirado de Doizé et al., 1997.
É de extrema importância diferenciar correctamente a imagem transversal de um
embrião das primeiras imagens de carunculas; estas últimas caracterizam-se por, em
imagens ecográficas, aparecerem como massas muito ecogénicas aderentes ao endométrio,
já o embrião flutua livre na vesícula embrionária. Esta possível confusão ocorre com mais
frequência quando se pretende determinar o número de embriões Bulnes et al. (1999).
6.1.8 – Mensuração do Coração
A nível do tórax, o batimento cardíaco é detectado com total segurança desde os 23
dias de gestação (Bulnes et al., 1996a); aos 42 dias de gestação, as estruturas do coração
estão completamente formadas e podem-se distinguir aurículas, ventrículos, as válvulas
mitral, tricúspide e a saída dos vasos sanguíneos.
De acordo com Lee et al. (2005), tanto o eixo maior como o menor do coração
podem ser determinados e usados com uma elevada correlação (r=0,92 e r = 0,88) para
determinar a fase da gestação. No entanto, o diâmetro do eixo maior apresenta uma
correlação mais elevada com a idade gestacional, uma vez que o diâmetro do eixo menor é
incerto, pois existe uma variação devido à duração da sístole e da diástole. A mensuração
dos eixos do coração deve ser realizada quando se obtém um plano transversal onde se
84
podem visualizar as quatro câmaras do coração durante a diástole, num período com
ausência de movimentos fetais (Lee et al., 2005).
6.1.8.1 – Mensuração dos Batimentos Cardíacos
No embrião, o batimento cardíaco é visualizado como uma mancha, que escurece e
aclara com uma frequência regular na cavidade torácica (Parraguez et al., 1999).
Em ovinos é possível detectar os batimentos cardíacos dos embriões, tanto em
gestações simples como em gestações gemelares, utilizando um transdutor transrectal de
7,5 MHz, a partir do décimo oitavo ou décimo nono dia (Schrick e Inskeep, 1993 e Bulnes
et al., 1998).
Martinez et al. (1998), utilizando uma sonda transrectal de 5MHz, observou pela
primeira vez os batimentos cardíacos entre o décimo nono e o vigésimo terceiro dia
(20,7±0,5 dias). Os batimentos cardíacos decrescem ao longo da gestação. Os mesmos
autores observaram 168,3±2,8 bat./min. no vigésimo primeiro dia de gestação, descendo
posteriormente para 158,3±2,0 bat./min. ao quadragésimo dia. (Fig. 6.8).
Em trabalhos efectuados por Parraguez et al. (1999) em caprinos, foi possível
detectar as pulsações rítmicas a partir do vigésimo dia de gestação.
Padilla-Rivas et al. (2005), detectaram os batimentos cardíacos fetais em caprinos
da raça Bóer entre o vigésimo e o vigésimo sexto dia de gestação. Normalmente, de acordo
com os mesmos autores, o batimento cardíaco fetal só é detectado três ou mais dias depois
do aparecimento dos fluidos uterinos acumulados, mas constitui um indicador de gestação
mais fiável, uma vez que se apresenta como uma prova mais conclusiva da presença de um
feto vivo.
Batimentos
cardíacos por
minuto
Dias de gestação
Fig. 6.8 – Batimentos cardíacos (média ± erro da média) de vinte embriões de cabras entre os dias
21 e 40 de gestação. (Retirado de Martinez et al., 1998).
85
6.1.9 – Outras Estruturas
O estudo ecográfico por via transrectal, como já foi anteriormente referido, pode
iniciar-se 12 dias depois da inseminação com a visualização da vesícula embrionária, ou
aos 19 dias com a imagem do embrião (Bulnes et al., 1996b).
O início da ossificação pode observar-se a partir dos 35-37 dias de gestação,
observando-se mais pormenorizadamente os ossos desde os 40-44 dias, tanto a nível do
crânio, como da coluna vertebral, membros torácico e pélvico (Bulnes et al., 1999). Bulnes
et al. (1998), encontraram uma correlação relativamente baixa entre o comprimento do
fémur e a idade gestacional (r=0,78), embora tal correlação possa dever-se ás dificuldades
em visualizar inteiramente as imagens transversais ou longitudinais. O fémur segue um
crescimento exponencial e pode ser mensurado entre os 61 e os 90 dias de gestação
No abdómen pode localizar-se uma única estrutura anecogénica a partir dos 29 dias
correspondente ao primórdio gástrico; entre os 61 e 65 dias, os quatro compartimentos já
estão definidos (Bulnes et al., 1999). De acordo com Bulnes et al. (1998), a cavidade
anecogénica correspondente ao estômago pode ser facilmente monitorizada a partir dos 50
dias após a concepção, apresentando um diâmetro longitudinal de 6mm, crescendo
linearmente, atingindo aos 90 dias 37,5 ±0,5mm.
O fígado e o mesofrenos podem visualizar-se pela primeira vez ao 32º dia de
gestação. Por sua vez, os rins são ecograficamente acessíveis a partir dos 48 dias, e a
imagem das zonas cortical, medular e as pirâmides renais é clara a partir do dia 89 após a
concepção (Bulnes et al., 1999).
A determinação do sexo do feto também é possível, através da observação do
genital masculino a partir do 61º dia, podendo ainda mais tardiamente, observar-se os
testículos que apresentam uma menor ecogenicidade que o escroto (Bulnes et al., 1999).
Na tabela 6.1 são referidas as principais características e medidas em cada estádio
de gestação, com a finalidade de fornecer informação orientativa a aplicar na observação
de fêmeas gestantes.
86
Tabela 6.1 – Estruturas e medidas em mm a considerar para estimar a idade de gestação (VE – vesícula
embrionária, CCC – Comprimento craneo caudal, DT – diâmetro torácico, DBP – diâmetro biparietal e CON
– comprimento occipito-nasal). (Tabela retirada de Bulnes et al., 1999).
Idade
Órgãos e estruturas observadas
Medidas
Vesícula embrionária
VE= 20-35
Membrana amniótica
CCC= 10-20
Embrião
DT= 5-12
Primórdio cardíaco
Embrião (23-35 dias)
VE= 35-50
Diferenciação cabeça – tronco
CCC= 20-35
Placentomas
DT= 12-15
Embrião tardio (35-40 dias)
VE= > 50
Membros
CCC= >35
Olho
DT= 15-30
Coração
DBP= 12-25
Fígado e mesofrenos
CON= 15-30
Feto (40-65 dias)
Câmaras cardíacas
Pulmões
DT= 30-80
Pré-estômago
DBP= 25-50
Intestino
COM= 30-75
Bexiga urinária
Feto (65-130 dias)
DT= >80
Detalhes de todos os órgãos
DBP= >50
COM= >50
Feto (130- )
87
B – Parte Experimental
1. Caracterização da Exploração
A exploração onde decorreram os ensaios do presente trabalho pertence à
Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro, em Vila Real (mapa em anexo).
O efectivo presente no ovil divide-se em dois grupos, o efectivo ovino (com
animais das raças Churra da Terra Quente e Ile-de-France) e o efectivo caprino.
O efectivo caprino é constituído por um total de quarenta animais da raça Serrana,
do ecotipo Trasmontano, dos quais trinta e sete são fêmeas e três são machos. Das trinta e
sete fêmeas onze são primíparas, sendo as restantes vinte e seis multíparas.
Os animais existentes nesta exploração são usados essencialmente para estudos
realizados pelos alunos e docentes da universidade, não tendo como finalidade principal a
produção e obtenção de lucro. Apenas os cabritos podem ser vendidos, embora muitas
vezes permaneçam na exploração com a mesma finalidade dos seus progenitores.
O método de reprodução correntemente utilizado nesta exploração é a cobrição
natural. Apenas quando são efectuados trabalhos de investigação é que se recorre à
sincronização de cios, utilizando o método das esponjas, e posteriormente à I.A. As fêmeas
são postas à cobrição pela primeira vez por volta dos doze, treze meses de idade.
Normalmente as fêmeas seguem o sistema de um parto por ano.
O diagnóstico de gestação é realizado com recurso à ultrassonografia transrectal.
Os animais permanecem em conjunto, em confinamento, sendo apenas separadas as
fêmeas gestantes das outras na altura prevista para o parto. A alimentação do efectivo
consiste em feno ad libitum e concentrado, sendo este último aumentado na altura do parto.
2. Material e Métodos
Animais – As mensurações foram realizadas em 13 caprinos da raça Serrana,
pertencentes à Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro, com idade compreendida
entre 1 e 5 anos, entre a 1ª e a 3ª gestação e com o peso a variar entre os 25 e os 46kg.
Foi realizado um tratamento para indução e sincronização da ovulação recorrendo
ao efeito macho. As cabras foram inseminadas entre as 12 e 24 horas após o início do estro
88
detectado por um bode com arnês marcador (dia da inseminação artificial = dia 0 da
gestação). A data de inseminação foi 5 de Abril de 2006.
Equipamento Ecográfico – Foi utilizado um ecógrafo (Aloka, 500SSD, Japão). Na
primeira parte da experiência (período A) usou-se uma sonda transrectal de 7,5 MHz de
frequência, (modelo UST-660-7.5) desenhada para uso prostático em medicina humana.
No período B foi utilizada uma sonda transrectal de 5MHz (modelo UST-657-5) de
frequência.
Exames Ultrassonográficos – Os animas foram submetidos ao exame ecográfico
de 2 em 2 dias, entre os 14 e os 42 dias após a inseminação (Período A) e uma vez por
semana, entre os 42 e os 90 dias de gestação (Período B). Durante os exames de
diagnóstico de gestação e fetometria, os animais foram colocados numa jaula de contenção,
em posição de estação. Após lubrificação com gel acústico (que facilita a introdução da
mesma no recto e permite a obtenção de uma imagem melhor), a sonda foi introduzida na
ampola rectal com o transdutor virado para cima.
A sonda é lentamente introduzida no recto até se conseguir visualizar a bexiga
urinária (estrutura anecogénica – imagem a preto), usada como ponto de referência, uma
vez que os cornos uterinos se encontram cranealmente a esta (Padilla – Rivas et al., 2005).
Todo o tracto reprodutivo foi examinado através da rotação da sonda em movimentos
lentos.
Análise estatística – Os valores médios (média ± desvio padrão), assim como
todas as equações de regressão simples ou múltipla foram realizadas através do programa
Statview ® 4.53. Os melhores modelos foram seleccionados com base no seu coeficiente
de determinação. As medidas efectuadas através de ultrassonografia foram analisadas por
ANOVA e as diferenças entre médias determinadas usando o teste de Fisher LSD, sendo
consideradas significativas as diferenças de nível P <0,05.
2.1 - Período A
Após obtenção dos sonogramas apropriados, cada estrutura embrionária foi medida
através do “caliper” do aparelho. Foram mensurados o diâmetro máximo da vesícula
89
embrionária, o comprimento crânio-caudal do embrião e o diâmetro (abdominal) do
embrião. A frequência cardíaca também foi quantificada.
Vesícula embrionária: a mensuração desta estrutura foi realizada através do seu
maior eixo, utilizando os “calipers” para a sua demarcação.
Comprimento crânio-caudal: para obter este parâmetro foi necessário encontrar o
maior corte longitudinal do embrião, congelando posteriormente a imagem e recorrendo ao
uso dos “calipers”, colocados em cada extremidade da massa embrionária (crânio e parte
posterior do corpo).
Diâmetro abdominal: esta medida obteve-se de um corte do embrião na zona
abdominal de maior largura.
Batimentos cardíacos: A frequência (batimentos por minuto) dos batimentos
cardíacos dos embriões foi calculada a partir do registo do número de batimentos
cardíacos, de cada embrião durante 15 segundos (multiplicada por 4), contabilizados
através da presença de uma mancha, que aclara e escurece de forma rítmica na cavidade
torácica.
2.2 - Período B
As estruturas embrionárias foram mensuradas da mesma forma que no período
anterior, ou seja, depois de identificada a estrutura, procedeu-se à escolha da melhor
imagem, congelando-a e medindo-a com recurso aos “calipers”. Neste período foram
mensurados o comprimento crânio-caudal (até ao dia 68), o diâmetro torácico, a nível do
coração e também a nível da última costela do embrião, o diâmetro biparietal, o
comprimento do fémur e o diâmetro de placentomas.
Comprimento crânio-caudal: mensuração feita como mencionado no período A.
Diâmetro torácico 1: esta medida foi determinada na região torácica, passando pelo
centro do coração.
Diâmetro torácico 2: parâmetro determinado também na zona torácica, ao nível das
últimas costelas do feto.
Diâmetro biparietal: a sua mensuração foi realizada em cortes longitudinais e
simétricos do crânio, colocando os “calipers” nos bordos dos ossos parietais.
Comprimento do fémur: a sua determinação foi realizada em cortes longitudinais,
pela marcação, através de “calipers”, de ambas as extremidades da estrutura.
90
Diâmetro dos placentomas: neste estudo foram mensurados três placentomas,
sendo as medidas feitas ao longo do seu maior eixo.
Durante ambos os períodos ainda foi possível visualizar e diferenciar outras
estruturas, tais como anexos embrionários, o cordão umbilical e a diferenciação dos
diferentes ossos e órgãos, assim como dos cascos.
3. Resultados
Ao longo do trabalho experimental, uma das cabras diagnosticada como gestante
apresentou alterações na viabilidade embrionária aos 37 dias de gestação, não sendo
possível visualizar os batimentos cardíacos do embrião. Outro animal gestante morreu
depois dos 54 dias de gestação. As mensurações realizadas neste animal entraram no
tratamento estatístico durante o primeiro período (A) e, através de equações de regressão
linear calculadas, estimaram-se as restantes medidas.
3.1 - Período A
Para realizar o diagnóstico de gestação foi necessário estabelecer alguns critérios de
forma a permitir uma avaliação válida. Assim, foi estabelecido que, em estádios mais
precoces, a presença da vesícula embrionária com diâmetro igual ou superior a 4, 0 mm
permite obter um diagnóstico positivo. Posteriormente, a presença do embrião e dos seus
batimentos cardíacos confirmam o diagnóstico.
Nove animais foram diagnosticados como gestantes, sendo o seu diagnóstico
baseado nos critérios anteriormente descritos. As restantes cabras embora apresentassem
vesículas embrionárias com diâmetro maior ou igual a 4 mm entre os 17 e os 21 dias após a
inseminação, foram posteriormente diagnosticadas como não gestantes pela ausência do
embrião.
A realização dos exames ecográficos permitiu diagnosticar sete gestações simples e
duas gestações gemelares. Estas últimas foram detectadas pela primeira vez ao 31º e 33º
dia de gestação. Não foram encontradas diferenças significativas entre as mensurações
realizadas em animais com gestações simples e gestações duplas, sendo a análise estatística
feita em conjunto (Tabela 1).
91
A primeira evidência da vesícula embrionária ocorreu entre os 19 e os 23 dias
(21,0±1,3 d) após a inseminação. A sua identificação foi possível pela observação de uma
dilatação circular anecogénica no lúmen uterino, variando entre os 4, 0 e 9,0 mm
(6,8±1,3mm). A análise estatística permitiu obter a correlação entre o diâmetro da vesícula
embrionária e o dia de gestação, r = 0,97 (r2 = 0,93; P <0,0001). A curva de crescimento da
vesícula embrionária ajustou-se à equação definida por Y= 0,31*X + 0,04*X2 (Fig.1).
Diâmetro da
Vesícula
Embrionária
(mm)
Tempo de Gestação (dias)
Fig.1 – Curva de crescimento da vesícula embrionária ao longo do período A.
O embrião foi observado pela primeira vez entre os dias 25 e 29 (26,1±1,7 d) após a
inseminação, variando o comprimento crânio-caudal médio entre os 3,5 e os 13 mm
(7,2±2,5 mm). A correlação entre o comprimento crânio-caudal e o dia de gestação foi de r
= 0,99 (r2 = 0,97; P <0.0001). O embrião segue um crescimento, até ao 42º dia, que se
traduz pela seguinte equação: Y= 0,53*X+0,03*X2 (Fig.2). No período A foi possível
verificar, através das medidas do CCC, que o feto cresceu em média, desde a primeira
observação até ao 42º dia, 19,2±5,0mm.
O diâmetro do embrião variou entre os 4 e os 7 mm (5,4±0,9mm) a partir do 27º dia
de gestação, até atingir um máximo de 16 mm no 42º dia. Pela análise estatística
determinou-se a correlação existente entre o diâmetro abdominal do embrião e o dia de
gestação, r = 0,98 (r2 = 0,97; P <0,0001). O aumento do diâmetro abdominal do embrião
em função dos dias de gestação é traduzido pela equação Y = 4*10-3*X + 0,1*X2 (Fig.3)
92
Comprimento
Crânio-caudal
(mm)
Tempo de Gestação (Dias)
Fig.2 – Variação do aumento do CCC do embrião durante os primeiros 42 dias de gestação.
Diâmetro
Abdominal do
Embrião
(mm)
Tempo de Gestação (Dias)
Fig.3 – Variação do diâmetro abdominal do embrião entre os 27 e os 42 dias de gestação.
O batimento cardíaco foi detectado pela primeira vez, em média, aos 27,7±2,1 dias,
embora a determinação da sua frequência só possa ter sido possível a partir dos 31 dias de
gestação, ocorrendo uma variação de 208 e 180 batimentos cardíacos por minuto
(195,6±8,3 bat/min). A frequência cardíaca (Fig.4) apresentou um decréscimo ao longo do
93
período de mensurações, apresentando ao 42º dia de gestação uma variação entre os 172 e
os 188 bat/min.
A relação entre a idade gestacional e a frequência cardíaca é dada pela equação: Y=
249-2*X. A correlação obtida foi de r = 0,71.
Frequência
Cardíaca
(bat/min)
Fig.4 – Variação da frequência cardíaca do embrião entre os 31 e os 41 dias de gestação.
Tabela 1 – Valores médios e desvios-padrão encontrados no primeiro dia de identificação das diversas
estruturas.
Dias de
gestação
(dias)
21,0 ± 1,33
(19 - 23)
26,1 ± 1,66
(25 - 29)
29,18 ± 2,17
31,0 ± 0,0
Diâmetro da
vesícula
(mm)
6,78 ± 1,32
(4 - 9)
Comprimento do
embrião (mm)
Diâmetro do
embrião
(mm)
Nº de batimentos
cardíacos
7,23 ± 2,52
(3,5 -13)
5,36 ± 0,88
(4 - 7)
195,6±8,3
(180 - 208)
Durante este período de observações foi ainda possível visualizar algumas
transformações nos embriões. Estes começaram a adquirir uma forma em C entre os 31 e
os 35 dias, passando a uma forma em L, entre os 35 e os 39 dias de gestação. A primeira
evidência dos membros surgiu entre o 31º e o 37º dia de gestação. A vesícula óptica foi
identificada pela primeira vez entre os 33 e os 41 dias. Os embriões evidenciaram os
primeiros movimentos aos 39 – 41 dias. Os anexos embrionários foram identificados entre
94
os 27 e os 35 dias de gestação. A primeira observação do cordão umbilical ocorreu entre os
33 e os 39 dias de gestação.
3.2 – Período B
O CCC do feto só foi possível medir nos dias 47, 54, 61 e em alguns animais, no
dia 68 de gestação. Tal sucede pois o embrião, a partir desta altura, desce no útero para a
sua zona mais ventral e o seu maior tamanho começa a impedir a sua visualização
completa.
As medidas obtidas durante as primeiras observações permitiram calcular a equação
que descreve a relação existente entre a idade gestacional e o CCC, sendo portanto
possível, determinar os valores médios e respectivos desvios padrão nos restantes dias.
Esta relação é descrita pela seguinte equação: DGest. = 35,80 + 2,91 * CCC. Através do
tratamento estatístico dos dados foi ainda possível determinar a correlação r = 0,99 (r2 =
0,97; P <0,0001). Através da regressão linear o CCC (Fig.5) médio no 81º dia de gestação,
foi estimado em 15,84 ± 0,6 cm, podendo variar entre um mínimo de 15,40 cm e um
máximo de 16,5 cm. De acordo com os dados obtidos pela observação ecográfica, no 47º
dia de gestação, o CCC médio é de 4,55 ± 0,5 cm, variando entre os 3,8 e os 5,4 cm. Os
valores médios encontrados nos outros dias, assim como os que foram calculados por
regressão linear, encontram-se discriminados na tabela 2.
18
16
14
Comprimento
Crânio-caudal
(cm)
12
10
8
6
4
2
0
47
54
61
68
75
82
Fig.5 – Variação do aumento do CCC do embrião durante o período B.
95
O diâmetro torácico 1 (Fig.6) variou, desde o 47º ao 81º dia de gestação, entre 1 cm
e 4,5 cm, respectivamente, apresentando um valor médio de 2,56 ± 1,1 cm. A relação
existente entre os dias de gestação e o diâmetro torácico 1 é obtida através da seguinte
regressão linear: DGest. = 36,90 + 10,76 * DT1. A correlação existente entre o diâmetro
torácico 1 e os dias de gestação é r = 0,95 (r2 = 0,89; P <0,0001). Na tabela 2 são
mencionados os diversos valores da média, do desvio padrão e os valores mínimo e
máximo de cada estrutura fetal, mensurados em cada dia de observação.
5
4,5
4
3,5
Diâmetro
torácico 1
(cm)
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
47
54
61
68
75
82
Fig.6 – Variação do Diâmetro Torácico 1 durante os 47 e os 82 dias de gestação.
Através da mensuração do diâmetro torácico 2 foi possível encontrar, ao 47º dia,
um valor mínimo de 1,1cm e um máximo de 1,5cm (1,35 ± 0,2), passando estes valores a
3,5 e 4,9 cm (4,19 ± 0,4) respectivamente, no último dia de observação. A curva (Fig.7)
que permite relacionar os dias de gestação e o diâmetro torácico 2 é descrita pela equação:
DGest. = 35,60 + 11,12 * DT2. Pela análise estatística a correlação entre o diâmetro
torácico 2 e o tempo de gestação é de r = 0,96 (r2 = 0,92; P <0,0001).
5
4,5
4
Diâmetro
torácico 2
(cm)
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
47
54
61
68
75
82
Fig.7 – Variação do Diâmetro Torácico 2 durante o período B.
96
O diâmetro biparietal teve um crescimento médio de 2,44 ± 0,8 cm entre os 47 e os
81 dias de gestação. O mínimo valor observado aos 47 dias foi de 1,1 cm e o máximo de
1,4 cm, aumentando aos 81 dias para 1 valor mínimo de 2,7 cm e máximo de 3,7 cm.
Quando se pretende estimar a idade gestacional, quando a mesma não é conhecida, tal é
possível através da seguinte regressão: DGest. = 31,40 ± 13,57 * DBP. Através do
tratamento estatístico obteve-se entre o diâmetro biparietal e os dias de gestação uma
correlação de r = 0,93 (r2 = 0,86; P <0,0001) (Fig.8).
4
3,5
3
Diâmetro
biparietal
(cm)
2,5
2
1,5
1
0,5
0
47
54
61
68
75
82
Fig.8 – Variação do diâmetro biparietal desde os 47 dias até aos 82 dias de gestação.
O fémur sofreu um aumento médio de 1,66 ± 0,8 cm (0,5 – 3,1 cm) desde os 47
dias de gestação até ao último dia de observações. A curva de crescimento do fémur do
feto, em função dos dias de gestação é traduzida pela equação: DGest. = 39,60 + 15,02 *
CF. A correlação entre o comprimento do fémur e o tempo de gestação é de r = 0,93 (r2 =
0,93; P <0,0001) (Fig. 9).
3,5
3
2,5
Comprimento
do Fémur (cm)
2
1,5
1
0,5
0
47
54
61
68
75
82
Fig.9 – Crescimento do fémur ao longo do período B.
97
Através da avaliação ecográfica foi possível identificar uma grande variação do
diâmetro dos placentomas na mesma observação, no mesmo feto.
Inicialmente (47 dias de gestação) os placentomas mediam 1,0 – 1,7cm crescendo
até 2,3 – 4,0cm no final das observações (81 dias), sendo o seu crescimento médio de 2,14
± 0,6cm. Através da análise estatística obteve-se a correlação existente entre o diâmetro
dos placentomas e os dias de gestação que foi de r = 0,81 (r2 = 0,65; P <0,0001) (Fig.10)
apresentando o valor mais baixo quando comparado com as restantes estruturas. O
diâmetro dos placentomas possibilita a estimativa do dia de gestação através da equação de
regressão linear: DGest. = 30,70 + 15,84 * DP.
4
3,5
3
Diâmetro
médio dos
placentomas
(cm)
2,5
2
1,5
1
0,5
0
47
54
61
68
75
82
Fig.10 – Variação do diâmetro médio dos placentomas durante o segundo período do trabalho
experimental.
Os placentomas foram visualizado pela primeira vez no 27º dia de gestação, embora
a mensuração tenha ocorrido apenas a partir do 47º dia. Através da UTR foi possível
observar o tamanho máximo dos placentomas (2,3 – 4,0 cm) ao 82º dia de gestação.
Tabela 2 – Estatística descritiva. Resumo dos valores médios e respectivos desvios padrão, valor mínimo e
máximo obtidos por dia de avaliação.
Comprimento CrânioDias de
Gestação
47
Diâmetro Torácico 1
Diâmetro Torácico 2
caudal
x±s
4,55 ± 0,5
Min – máx
Diâmetro médio de 3
placentomas
x±s
Min – máx
x±s
Min – max
x±s
Min – máx
3,8 – 5,4
1,28 ± 0,3
1,0 – 1,7
1,35 ± 0,2
1,1 – 1,5
1,41 ± 0,2
1,0 – 1,7
54
5,81 ± 0,5
4,9 – 6,8
1,73 ± 0,3
1,3 – 2,2
1,70 ± 0,2
1,3 – 2,0
1,69 ± 0,4
1,0 – 2,5
61
8,67 ± 1,2
7,2 – 11,0
2.15 ± 0,3
1,9 – 2,7
2,15± 0,2
1,9 – 2,4
2,06 ± 0,3
1,6 – 2,4
68
10,68 ± 0,5 9,8 – 11,3
2,44 ± 0,2
2,2 – 2,9
2,65 ± 0,3
2,2 – 3,2
2,19 ± 0,2
1,9 – 2,5
75
13,48 ± 0,4 13,3 – 13,9
3,60 ± 0,4
3,0 – 4,0
3,53 ± 0,3
3,2 – 4,0
2,60 ± 0,3
2,1 – 3,1
82
15,84 ±0,6 15,4 – 16,5
4,17 ± 0,3
3,4 – 4,5
4,19 ± 0,4
3,5 – 4,9
2,86 ± 0,6
2,3 – 4,0
3,8 – 16,5
2,57 ± 1,1
1,0 – 4,5
2,60 ± 1,0
1,1 – 4,9
2,14 ± 0,6
1,0 – 4,0
Total
9,87 ± 4,1
98
Tabela 2 – Estatística descritiva. Resumo dos valores médios e respectivos desvios padrão, valor mínimo e
máximo obtidos por dia de avaliação (Continuação).
Dias de Gestação
Diâmetro Biparietal
Comprimento Fémur
Min – máx
x±s
Min – máx
x±s
47
1,25 ± 0,1
1,1 – 1,4
0,58 ± 0,1
0,5 – 0,7
54
1,81 ± 0,3
1,3 – 2,2
1,04 ± 0,2
0,8 – 1,4
61
2,16 ± 0,3
1,7 – 2,5
1,33 ± 0,2
1,0 – 1,5
68
2,78 ± 0,3
2,4 – 3,2
1,94 ± 0,3
1,5 – 2,5
75
3,30 ± 0,4
2,7 – 3,9
2,42 ± 0,2
2,1 – 2,7
82
3,33 ± 0,3
2,7 – 3,7
2,65 ± 0,2
2,3 – 3,1
Total
2,44 ± 0,8
1,1 – 3,9
1,66 ± 0,8
0,5 – 3,1
Tabela 3 – Matriz de correlação. Relação existente entre as mensurações das diversas estruturas entre elas e
com os dias de gestação.
Matriz de correlação
Dias Gest.
Dias Gest.
CCC
DT1
DT2
DP
DBP
CF
1
CCC
0,99
1
DT1
0,95
0,94
1
DT2
0,96
0,95
0,95
1
DP
0,81
0,82
0,82
0,79
1
DBP
0,93
0,92
0,84
0,88
0,73
1
CF
0,96
0,95
0,91
0,92
0,80
0,89
1
Como anteriormente foi referido, foi possível diagnosticar sete gestações simples e
duas gemelares. Pela análise dos dados obtidos foi possível verificar que não existem
diferenças significativas entre os dois tipos de gestação (Tabela 4), considerando-se
portanto todas as medições na análise estatística.
Através da análise da tabela 4.1 é possível concluir que tanto o comprimento
crânio-caudal, como o diâmetro torácico 1, o diâmetro torácico 2 e o comprimento do
fémur apresentaram um crescimento significativo durante todo o período de mensurações.
Por sua vez, a mensuração do diâmetro dos placentomas mostrou que os mesmos
apresentaram crescimentos mais lentos, aumentando significativamente apenas de 15 em
15 dias. O diâmetro biparietal apresentou crescimento significativo durante os primeiros
cinco dias de mensurações, por outro lado, nas duas últimas foi possível observar que tal
não aconteceu, mantendo o diâmetro praticamente igual.
99
Tabela 4 – Medidas de fetos ao longo do tempo de gestação, por dia de avaliação, para fetos simples e
gemelares.
CCC
DT1
DT2
DP
DBP
CF
Gemelar
10,04 a
2,49 a
2,53 a
2,23 a
2,40 a
1,65 a
Simples
9,76 a
2,61 a
2,64 a
2,07 a
2,47 a
1,67 a
Tipo de feto
(TF)
Tabela 4.1 – Medidas de fetos ao longo do tempo de gestação, por dia de avaliação.
CCC
DT1
DT2
DP
DBP
CF
47
4,49 f
1,26 f
1,35 f
1,43 c
1,25 e
0,57 f
54
5,76 e
1,72 e
1,70 e
1,68 c
1,79 d
1,05 e
61
8,69
d
d
d
b
c
1,33 d
68
10,96 c
2,42 c
2,63 c
2,20 b
2,76 b
1,95 c
75
13,54
b
b
b
a
a
2,42 b
82
15,96 a
4,14 a
4,18 a
2,91a
3,34 a
2,63 a
DA
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
< 0,0001
r2
0,98
0,93
0,93
0,63
0,86
0,92
RMSE
0,59
0,28
0,28
0,37
0,31
0,22
Dia de avaliação
(DA)
2,12
3,63
2,14
3,51
2,05
2,64
2,15
3,31
Probabilidade
Neste período foi possível visualizar o aparecimento de estruturas anecogénicas no
abdómen do feto correspondentes aos vários órgãos e também uma maior movimentação.
4 – Discussão
4.1 – Período A
Os resultados decorrentes deste estudo foram semelhantes aos obtidos por outros
autores, embora sejam relativamente mais tardios, possivelmente devido à falta de
experiência no manuseamento do ecógrafo e na visualização de imagens ecográficas. De
Bulnes et al., (1999) afirmaram que é possível estabelecer o diagnóstico de gestação a
partir do 11º dia após a inseminação, mediante a presença da vesícula embrionária, ou
através da presença do embrião após os 16 dias de gestação. Por sua vez, Gonzalez et al.,
(2004) afirmaram que o diagnóstico de gestação efectuado pela identificação do embrião
só é possível a partir dos 23 dias, apresentando uma maior precisão de diagnóstico ao 26º
dia após a inseminação. No entanto, de acordo com Martinez et al. (1998), em fases muito
100
precoces da gestação, antes do 18º – 19º dia, é muito difícil distinguir entre o fluido livre
intra-uterino e o existente nas vesículas embrionárias.
De acordo com os critérios estabelecidos só se considerou a presença da VE um
sinal de gestação quando a mesma possuía um diâmetro maior ou igual a 4,0 mm. Durante
os primeiros dois dias de observações (dias 15 e 17 após a inseminação) foi possível
observar a presença de várias vesículas de menor tamanho (entre 2 e 3,5 mm) o que não
permitiu realizar qualquer diagnóstico positivo, uma vez que as vesículas poderiam
representar apenas fluidos uterinos livres. 19 dias depois da inseminação já foi possível
identificar vesículas embrionárias com diâmetros maiores ou iguais a 4,0 mm.
Bulnes et al. (1998), detectaram a VE pela primeira vez 12 dias depois da
inseminação (medindo 8,0 ± 0,0 mm). Estes autores realizaram a mensuração das vesículas
até aos 26 dias de gestação, altura em que as mesmas mediam 25, 3 ± 4,2 mm de diâmetro.
Durante este período o crescimento da VE foi linear. A mensuração da VE torna-se mais
difícil a partir dos 26 dias devido ao seu elevado crescimento.
Segundo Parraguez et al. (1999), é possível diagnosticar uma gestação através da
detecção da VE (também com diâmetro maior ou igual a 4,0mm) 13 dias após a
inseminação; a observação mais tardia ocorreu aos 25 dias de gestação. Os mesmos autores
encontraram uma elevada correlação entre a idade gestacional e o diâmetro da VE: r =
0,89. Doizé et al. (1997), identificaram pela primeira vez as VE aos 21 dias após a
inseminação. De acordo com Medan et al. (2004), em caprinos, a primeira evidência da VE
surge aos 20,2 ± 0,6 dias de gestação. Já Quintela et al. (1999) identificaram pela primeira
vez a VE, em ovinos, aos 27 dias de gestação.
A correlação entre o tempo de gestação e o diâmetro da VE encontrada no presente
estudo (r = 0,97) é semelhante a encontrada por Parraguez et al. (1999), permitindo
portanto, durante as primeiras semanas de gestação determinar a idade gestacional com
elevada confiança.
Ao analisar os estudos realizados pelos diversos autores sobre o primeiro dia de
visualização da VE, foi possível concluir que em fases muito precoces de gestação (11 – 13
dias), a precisão do diagnóstico de gestação é mais baixa.
A presença do embrião foi detectada relativamente mais tarde do que em estudos
efectuados por Martinez et al. (1998), no entanto as medidas do CCC observadas são muito
similares entre ambos os trabalhos, assim como acontece com o diâmetro da vesícula
embrionária. As mensurações também são muito semelhantes ás efectuadas por Bulnes et
101
al., (1999) em ovinos, ocorrendo apenas, ligeiras diferenças nos primeiros 20 – 35 dias,
sendo as medidas deste autor um pouco mais elevadas que as observadas neste estudo.
A primeira identificação do embrião ocorreu entre os 25 e os 29 dias de gestação
com uma variação de comprimento entre os 3,5 e os 13 mm. Aos 41 dias o CCC médio dos
embriões foi de 26,7 ± 5,35 mm, valor inferior ao encontrado por outros autores.
De acordo com Martinez et al. (1998), a primeira visualização do embrião e dos
batimentos cardíacos ocorreu entre os 19 e os 23 dias (20,7 ± 0,5 dias), apresentando um
CCC médio de 5,3 ± 0,3 mm, atingindo 34,2 ± 0,6 mm aos 40 dias de gestação. Segundo
os mesmos autores e Amari et al. (2003), o crescimento médio do embrião por dia é de 1,4
mm. Bulnes et al. (1998), apenas realizaram a mensuração do CCC do embrião entre os 19
e os 48 dias (uma vez que a partir desta altura é difícil visualizar todo o embrião). Aos 48
dias o CCC médio encontrado foi de 62,2 ± 1,0 mm. Padilla-Rivas et al. (2005) detectaram
a presença do embrião e dos seus batimentos cardíacos 26 dias após a inseminação.
De acordo com Parraguez et al. (1999), o embrião e o seu batimento cardíaco
aparecem a partir do 20º dia de gestação, sendo visualizados em todos os animais aos 36
dias. No entanto, segundo os mesmos autores a detecção precoce do embrião possui uma
elevada probabilidade de erro aos 20 dias. Aumentando a frequência do transdutor, é
possível visualizar o embrião aos 16 dias de gestação, embora só a partir dos 30 dias se
obtenha um diagnóstico mais preciso (Santiago et al., citado por Parraguez et al., 1999).
Quintela et al. (1999), afirmaram visualizar os batimentos cardíacos ainda antes de ser
possível visualizar os contornos do embrião.
Gonzalez et al. (2004) afirmaram que é possível estabelecer um diagnóstico de
gestação precoce aos 23 dias de gestação. Medan et al. (2004) observaram os embriões
pela primeira vez aos 24,3 ± 0,7 dias de gestação, localizados na zona basal da VE.
As diferenças encontradas entre diferentes estudos devem-se principalmente à
qualidade e resolução das imagens dos aparelhos utilizados a da frequência dos
transdutores. Além disso, o comportamento do animal durante o exame ecográfico, as
diferenças entre raças e a habilidade do operador são factores que também influenciam a
detecção das diferentes estruturas embrionárias (Souza et al., 1997; citado por Chalhoub et
al., 2001).
Durante o primeiro período de mensurações, o CCC revelou-se um parâmetro fiável
para descrever o desenvolvimento do embrião.
De acordo com Parraguez et al. (1999), o diâmetro abdominal e a idade gestacional
apresentaram uma correlação de r = 0,82. Lee et al. (2005) por sua vez encontraram uma
102
correlação de r = 0,89 e a equação de regressão linear: Y = 13,26 X + 33,71. Segundo
Bulnes et al. (1998) o diâmetro abdominal segue um crescimento linear até aos 61 dias de
gestação, altura em que apresentou 26,5 ± 3,3 mm e, posteriormente, até aos 90 dias, um
crescimento exponencial, apresentando um valor médio de 54,0 ± 3,0 mm. Ambas as
correlações anteriormente referidas são ligeiramente mais baixas que a encontrada neste
estudo (r = 0,98), no entanto todas apresentam elevada capacidade para estimar a idade
gestacional.
A visualização dos batimentos cardíacos é necessária para a identificação precisa
do embrião.
A frequência cardíaca, segundo Martinez et al. (1998), visualizada pela primeira
vez entre o 21º e o 40º dia de gestação, varia entre 158 e 168 batimentos por minuto, já
segundo Calamari et al. (2003), o batimento cardíaco fetal apresenta uma frequência mais
elevada, variando entre os 160 e 200 bat/min. Os valores observados no presente estudo
são ligeiramente mais elevados que os visualizados por outros autores (172 e 208
batimentos por minuto). No entanto, é necessário ter em consideração a dificuldade de
contagem dos batimentos cardíacos nesta fase, pois o reduzido tamanho do coração e o
elevado número de batimentos cardíacos tornam difícil a manutenção do feixe de ultrasons no eixo cardíaco. Assim, são necessários vários observadores, de forma a encontrar
um valor médio dos batimentos cardíacos, um maior número de animais e um período de
tempo de contagem igual ou superior a trinta minutos, para que a frequência cardíaca
observada se aproxime mais da realidade. Embora a contagem dos batimentos cardíacos
possa conter erros, a sua identificação é essencial para determinar a presença do
embrião/feto e a sua viabilidade.
Tal como referido por Martinez et al. (1998), foi possível observar uma diminuição
da frequência cardíaca desde o primeiro dia da sua contabilização até aos quarenta e dois
dias de gestação.
Neste período foi possível identificar gestações simples e gestações gemelares.
Estas últimas foram detectadas aos 31 e aos 33 dias. De acordo com Medan et al. (2004), o
número de fetos é apenas identificado a partir do 40º dia de gestação, embora a sua
determinação seja mais precisa aos 60 dias. Por sua vez Schrick e Inskeep (1993), em
ovinos, conseguiram distinguir gestações simples de gestações múltiplas aos 25 dias de
gestação. Parraguez et al. (1999), começaram a distinguir o número de embriões a partir
dos 36 dias de gestação.
103
Tal como em estudos realizados por Bulnes et al. (1998), não foram encontradas
diferenças significativas entre fetos de gestações simples e gestações duplas para qualquer
estrutura mensurada, não influenciando a determinação da idade fetal. A identificação de
uma gestação múltipla apenas é útil para o maneio do rebanho, permitindo alimentar a
progenitora de acordo com as suas necessidades.
As elevadas correlações entre o diâmetro da vesícula embrionária, o comprimento
ou o diâmetro do embrião e o dia de gestação, r = 0,97, r = 0,99 e r = 0,98, respectivamente
são muito semelhantes às observadas noutros estudos efectuados em caprinos (Martinez et
al., 1998) e também em ovinos (Bulnes et al., 1999).
4.2 – Período B
No presente estudo a correlação existente entre o dia de gestação e o CCC é muito
semelhante em ambos os períodos (r = 0,98 e r = 0,99).
Tal como foi observado no período A, a correlação entre o CCC do feto e o tempo
de gestação, r = 0,99, é da mesma ordem de grandeza que a observada por Bulnes et al.
(1998), em ovinos, r = 0,94. No entanto, com o decorrer da gestação, torna-se difícil medir
o comprimento do embrião, pelas razões anteriormente referidas, o que restringe a sua
utilização em fases mais avançadas de gestação, sendo portanto, mais viável recorrer a
outras mensurações quando se pretende conhecer o tempo de gestação.
De acordo com as observações, ambos os diâmetros torácicos permitem estimar a
idade gestacional com elevada precisão (r = 0,95 e r = 0,96). A correlação entre o diâmetro
torácico 2 e os dias de gestação, r = 0,96, é ligeiramente superior à encontrada por
Auimlamai et al. (1992), r = 0,80, e por Lee et al. (2005), r = 0,89.
Os valores obtidos por Lee et al. (2005) para os 60, 75 e 90 dias de gestação (2,21 ±
0,4 cm; 3,68 ± 0,6 cm; 4,93 ± 0,6 cm; respectivamente) são muito semelhantes aos obtidos
neste estudo para os 61, 75 e 82 dias (2,15 ± 0,2 cm; 3,53 ± 0,3 cm; 4,19 ± 0,4cm,
respectivamente).
A mensuração do diâmetro torácico através da UTR tem como vantagem a
facilidade em obter esta medida comparativamente a outras estruturas fetais.
A relação existente entre o diâmetro biparietal e os dias de gestação em ovinos
(entre os 32 e os 90 dias de gestação) é, segundo Bulnes et al. (1998), r = 0,96, valor muito
semelhante ao encontrado no presente trabalho, levando portanto, à conclusão de que a sua
mensuração é útil quando o tempo de gestação é desconhecido. O diâmetro biparietal é de
104
fácil determinação em estágios mais avançados da gestação, quando já não é possível
determinar o CCC, pelo que constitui uma boa indicação do desenvolvimento do feto nesta
altura.
Segundo Haibel (1988), o DBP é a característica fetal que possui maior correlação
com o tempo de gestação. No entanto esta medida é difícil de obter nos primeiros 40 dias
de gestação, pelo que a sua utilização só é possível normalmente depois dos 40 dias de
gestação (Haibel, 1988).
De acordo com os estudos realizados por Haibel e Perkins (1989), o diâmetro
biparietal, mensurado com uma sonda abdominal, foi o parâmetro mais representativo para
estimar o tempo de gestação.
A mensuração do diâmetro biparietal deve ser realizada numa imagem simétrica de
forma a obter uma maior precisão.
De acordo com Lee et al. (2005), a equação que permite estimar a idade gestacional
através do diâmetro biparietal é dada por: Y = 21,31 X + 30,31, semelhante à encontrada
no presente trabalho: DGest = 30,70 + 15,84 * DP. Segundo os mesmos autores o valor
médio do diâmetro biparietal foi aos 60 dias de 1,50 ± 0,4 cm, aos 75 dias foi de 2,74 ± 0,7
cm e aos 90 dias 3,20 ± 0,7. Neste estudo os valores encontrados para os 61, 75 e 82 dias
são similares aos anteriores (1,25 ± 0,2; 3,30 ± 0,4 e 3,33 ± 0,3 respectivamente).
O comprimento dos membros e a sua variação ao longo da gestação não são
referidos por muitos autores, mas de acordo com as observações existe uma elevada
correlação entre o comprimento do fémur e os dias de gestação, r = 0,93. Bulnes et al.
(1998), estudaram a relação existente entre o comprimento do fémur e o tempo de gestação
em ovinos, obtendo uma correlação ligeiramente inferior, r = 0,78, não deixando no
entanto de ser relativamente elevada e de ser um bom indicador do desenvolvimento do
feto ao longo da gestação.
Embora a mensuração dos ossos longos dos membros não seja muito utilizada para
estimar a idade gestacional pelos diferentes autores, segundo Medan et al. (2004), é
possível serem utilizadas a partir dos dois meses de gestação, altura em que os ossos se
tornam visíveis, o que se pode comprovar pelos resultados obtidos neste estudo.
A primeira identificação dos placentomas ocorre num período muito similar ao
encontrado por outros autores. No presente trabalho, tal como observado por Kaulfuss et
al. (1996) e Fernandes (1996), citados por Calamari et al. (2003), os placentomas foram
visualizados pela primeira vez aos 27 dias de gestação, embora só se tenha realizado a
mensuração do seu diâmetro a partir do 47º dia. Bruckrell et al. (1986) obtiveram
105
resultados concordantes com os anteriores, visualizando os placentomas pela primeira vez
aos 26 – 28 dias de gestação.
De acordo com estudos realizados por Doizé et al. (1997), os placentomas
(discóides em caprinos) foram identificados pela primeira vez aos 35 dias de gestação,
apresentando um crescimento lento, atingindo um diâmetro máximo aos 91 dias. Neste
estudo o valor máximo dos placentomas foi observado aos 82 dias de gestação, medindo o
maior 5,5 cm.
A correlação existente entre o tamanho dos placentomas e a duração da gestação
foi, segundo Lee et al. (2005), r = 0,57. De acordo com a correlação existente entre os dois
parâmetros os mesmos autores não consideraram a mensuração dos placentomas eficaz
para determinar o tempo de gestação.
As mensurações realizadas por Lee et al. (2005) e as deste estudo são semelhantes,
embora estas últimas sejam um pouco mais elevadas. Segundo Lee et al. (2005), aos 60
dias o DP é de 1,47 ± 0,3 cm; aos 75 é de 1,89 ± 0,5 cm e aos 90 dias é de 2,25 ± 0,3 cm.
As mensurações obtidas neste trabalho foram: aos 61 dias o DP foi de 2,06 ±0,3 cm; aos 75
dias o valor médio do DP foi de 2,60 ± 0,3 cm e aos 82 dias foi de 2,86 ± 0,6 cm.
Segundo Medan et al. (2004), os placentomas foram observados pela primeira vez,
aos 35,4 ± 1,0 dias de gestação, medindo em média 0,7 ± 0,2 cm.
A correlação existente entre o diâmetro dos placentomas e a idade gestacional
obtida no trabalho prático é superior, r = 0,81, sendo no entanto a mais baixa quando
comparada com as correlações existentes entre as diversas estruturas e os dias de gestação,
apresentando portanto uma menor precisão na determinação do tempo de gestação. Tal
como observado por Medan et al. (2004) e Doizé et al. (1997), foi possível observar, com
o decorrer da gestação, um aumento do número e tamanho dos placentomas e as formas em
C ou em O.
A correlação mais baixa entre o tempo de gestação e o diâmetro dos placentomas
poderá ser explicada pela grande variação do tamanho e número dos placentomas presentes
no útero durante a mesma observação.
Com o decorrer do trabalho prático, foi possível identificar, aos 37 dias de gestação,
uma cabra com alterações na viabilidade embrionária. Esta alteração foi detectada pela
ausência de batimentos cardíacos, anteriormente identificados. Posteriormente ocorreu a
regressão da massa embrionária, desaparecendo por completo 47 dias depois da
inseminação, embora, até ao 54º dia ainda sejam visíveis áreas anecogénicas (com fluidos)
no útero.
106
5 – Conclusão
Através da ecografia transrectal, com uma sonda de elevada resolução acústica, é
possível diagnosticar precocemente a presença ou ausência de uma gestação, assim como
determinar o número de embriões e possíveis alterações no desenvolvimento embrionário e
fetal.
A presença do embrião, confirmada pela presença dos batimentos cardíacos, é
essencial para realizar correctamente um diagnóstico de gestação.
A UTR modo B permite estudar a evolução dos anexos embrionários e do embrião
a partir da 3ª semana de gestação na cabra da raça Serrana. A aplicação desta técnica
permite realizar uma estimativa exacta de diversos parâmetros durante a fase embrionária e
fetal e avaliar o desenvolvimento do embrião. Estes parâmetros podem ser úteis em
programas de reprodução e maneio dos efectivos caprinos.
Em estádios de gestação precoce, a mortalidade embrionária pode ser detectada
através da UTR, o que constitui uma vantagem pois permite adequar o maneio reprodutivo
do rebanho.
Quando a data da cobrição é desconhecida, a UTR possibilita a monitorização do
desenvolvimento de algumas estruturas embrionárias e fetais o que permite a estimativa do
tempo de gestação.
Para além dos excelentes resultados que pode oferecer a UTR, tanto a nível de
diagnóstico precoce de gestação quer a nível da monitorização do desenvolvimento
embrionário, é de salientar a sua fácil aplicação e a ausência de qualquer risco para o
animal.
107
6. Bibliografia
Aiumlamai, S.; Fredriksson, G.; Nilsfors, L.; 1992. Real-time ultrasonography for
determining the gestational age of ewes. Veterinary Rec., 131: 560 – 562.
Almendra, L.. A cabra Serrana transmontana – origem, caracterização da raça e sistemas
de produção. Direcção Regional de Trás-os-Montes. Mirandela.
Amabis, J.M.; Martho, G.R.; 2003. Biologia das Células, Origem da Vida, Citologia,
Histologia e Embriologia; 1ª Edição. Editora Moderna, São Paulo.
Barros, B.J.P.; Visintin, J.A.; 2001. Controle ultra-sonográfico de gestações, de
mortalidades embrionárias e fetais e do sexo de fetos bovinos zebuínos. Brazilian Joum
al of Veterinary Research and Animal Science 38.
Bellanda, O.G.. La ecografia aplicada a la reproducción en espécies de interés produtivo.
Bretzlaff, K.N.; Edwards, J.; Forrest, D.; Nuti, L.; 1993. Ultrasonographic determination
of pregnancy in small ruminants. Veterinary Medicine, 88: 12 – 19.
Bruckrell, B.C.; Bonnett, B.N.; Johnson, W.H.; 1986. The use of real-time ultrasound
rectally for early pregnancy diagnosis in sheep. Theriogenology, 25: 665 – 663.
Bruckrell, B.C.; 1988. Applications of ultrasonography in reproduction in sheep and goats.
Theriogenology, 29: 71 – 84.
Calamari, C.V.; Ferrari, S.; Leinz, F.F.; Rodriguez, C.F.C.; Bianchini, D.; Fereira, F.; Dias,
R.A.; 2003. Brazilian Joum al of Veterinary Research and Animal Science 40: 261 –
266.
Cardigos, L.; 2000. A cabra Serrana – História, efectivos e evolução do registo Zootécnico.
Direcção Regional de Agricultura Do Ribatejo e Oeste. Santarém.
Carvalho, A.; Carvalho, C.; Ferrand, F. ; Madeira, V.; Nobre, A.; Pires, E.; !984. Biologia
Funcional. Livraria Almedina, Coimbra.
Chaloub, M.; Lopes, M.D.; Prestes, N.C.; Ribeiro Filho, A.L.; 2001. Perfil ultrasonográfico do crescimento embrionário/fetal ovino do n21º ao 41º dia de gestação.
Revista Brasileira Saúde e Produção Animal 2: 65-68.
Chaloub, M.; Prestes, N.C.; Ferreira, J.C.P.; Lopes, M.D.; Ribeiro Filho, A.L.. Correlação
entre o comprimento crânio-caudal e medidas fetais realizadas através da ultrasonografia na espécie ovina. In: Reunião da Sociedade Brasileira de Zootecnia, 35: 134
– 136. Botucatu.
108
Climent, S.; Sarasa, M.; Dominguez, L.; Muniesa, P.; Terrado, J.; 2004. Manual de
anatomia y embriologia de los animales domésticos. Editorial Acribia, S.A., Zaragoza.
Dawson, L.J.; Sahlu, T.; Hart, S.P..; Detweiler, G.; Gipson,T.A.; Teth, T.H.; Henry, G.A.;
Barh, R.J.; 1994. determination of fetal numbers in Alpine does by real-time
ultrasonography. Small Ruminant Research, 14: 225 – 231.
De Bulnes, A.G.; Moreno, J.S.; López, M.G.; Sebastian, A.L.; 1996a. Imagen ecográfica
de las estruturas Y órganos fetales en la oveja. Medecina veterinária, 13: 314 – 319.
De Bulnes, A.G.; Moreno, J.S.; López, M.G.; Sebastian, A.L.; 1996b. Imagen ecográfica
del embrión y las estructuras extraembrionarias en la oveja. Medecina veterinária 13:
400 – 405.
De Bulnes, A.G.; Moreno, J.S.; Sebastian, A.L.; 1998. Estimation of fetal development in
Manchega dairy ewes by transrectal ultrasonographic measurements. Small Ruminant
Research 27: 243-250.
De Bulnes, A.G.; Moreno, J.S.; Sebastian, A.L.; 1999. Diagnóstico de gestación y
determination del número de embriones. Ovis 61: 35-40.
De Bulnes, A.G.; Moreno, J.S.; Sebastian, A.L.; 1999. Seguimiento de la gestación y
establecimiento de la idade embrionária y fetal. Ovis 61: 41-53
Dixon, A.B.; 2003. Late embryonic and fetal mortality in the ewe. Dissertation submitted
to the Davis College of Agriculture, Forestry, and Consumer Sciences at West Virginia
University. Morgantown, WV.
Doizé, F.; Vaillancourt, D.; Carabin, H.;Bélanger, D.; 1997. Determination of gestacional
age in sheep and goats using transrectal ultrasonographic measurement of placentomes.
Theriogenology, 48: 449-460.
Dziuk, P.J.; 1992. Embryonic development and fetal growth. Animal reproduction Science,
28: 299 – 308.
El Amari, B.; Karen, A.; Cognie, Y.; Sousa, N.M.; Hornick, J.L.; Szenci, O.; Beckers, J.F.;
2003. Diagnostic et suivi de gestation chez la brevis: réalités et perspectives. INRA
Production Animale, 16: 79 – 90.
Freitas, V.J.F.; Simplício, A.A.; 1999. Diagnóstico de prenhez em caprinos. Ciência
Animal, 9: 51 – 59.
Gearhart, M.A.; Winfield, W.E.; Knight, A.P.; Smith, J.A.; Dargatz, D.A.; Boon, J.A.;
Stokes, C.A.; 1988. Real-time ultrasonography for determining pregnancy status and
viable fetal numbers in ewes. Theriogenology, 30: 323 – 337.
109
Gonzalez, F.; Cabrera, F.; Batista, M.; Rodríguez, N.; Álamo, D.; Sulon, J., Beckers, J.,
Gracia, A.; 2004. A comparison of diagnosis of pregnancy in the goat via transrectal
ultrasound scanning, progesterone, and pregnancy-associated glycoprotein assays.
Theriogenology 62: 1108-1115.
Griffin, P.G.; Ginther, O.J.; 1992. Research applications of ultrasonic imaging in
reproductive biology. Journal Animal Science, 70: 953 – 972.
Hafez, E.S.E., 1993. Reproduction in Farm Animals, 6ª edição. Lea & Febiger.
Philadelphia.
Haibel, G.K.; 1988. Real-time ultrasonic fetal head measurements and gestacional age in
dairy goats. Theriogenology, 30: 1053-1057.
Haibel, G.K.; Perkins, N.R.; 1989. Real-time ultrasonic biparietal diameter of second
trimester Suffolk and Finn Sheep fetuses and prediction of gestacional age.
Theriogenology, 32: 863-869.
Haibel, G.K.; 1990. Use of ultrasonography in reproductive management in sheep and
goats herds. Clin. North Am., Food Anim. Prac., 6: 597 – 613.
Hesselink, J.W.; Taverne, M.A.M.; 1994. Ultrasonography of the uterus of the goat. Vet.
Q., 16: 41 – 45.
Ishwar, A.K.; 1995. Pregnancy diagnosis in sheep and goats: a review. Small Ruminant
Research 17: 37 – 44.
Kahn, W.; 1992. Ultrasonography as a diagnostic tool in female animal reproduction.
Animal Reproduction Science, 28: 1-10.
Karen, A.; Kovács, P.; Beckers, J.F.; Szenci, O.; 2001. Pregnancie diagnosis in sheep:
review of the most pratical methods. Acta Veterinary BRNO, 70: 115 – 126.
Kastelic, J.P.; Curran, S.; Pierson, R.A.; Ginther, O.J.; 1988. Ultrasonic evalution of the
bovine conceptus. Theriogenology, 29: 39 – 54.
Lee, Y.; Lee, O.; Cho, J.;Shin, H.; Choi, Y.; Shim, Y.; Choi, W.; Shin, H.; Lee, D.; Lee,
G.; Suin, S.; 2005. ultrasonic measurement of fetal parameters for estimation of
gestacional age in Korean Black Goats. Journal of Veterinary Medicine Science 67:
497-502.
Levy, L; Emery, P.; Mialot, J.P.; 1990. Ecographie et gestation des troupeaux ovins. Rec.
Méd. Vet., 166: 751 – 764.
Lindahl, I.L.; 1969. Pregnancy diagnosis in dairy goats using ultrasonic Doppler
instrument. J. Dairy Science, 52: 529 – 530.
110
Martinez, M.F.; Bosch, P. e Bosch, R.A., 1998. Determination of early pregnancy and
embryonic growth in goats by transrectal ultrasound scanning. Theriogenology, 49:
1555-1565.
Medan, M.; Watanabe, G.; Absy, G.; Sasaki, K.; Sharawi, S.; Taya, K.; 2004. early
pregnancy diagnosis by means of ultrasonography as a method of improving
reproductive efficience in goats. Journal of reproduction and development, 50: 391397.
Monteiro, D.O.; Mestre, R.B.; Fontes, A.S.; Azevedo, J.T.; 2005. A raça caprina Serrana.
Projecto Douro; Formas complementares de valorização dos produtos animais.
Universidade de Trás-os-Montes, Vila Real.
Mufti, A.M.; Wani, G.M.; Wani, N.A.; Buchoo, B.A.; Khan, M.Z.; 2000. Prenatal
development of ovine fetus. Small Ruminant Research 38: 87-89.
Neimann-Sørensen, A. e Tribe, D.E., 1993. Reproduction in domesticated animals. World
Animal Science, B9. Elsevier Science Publishers B.V..
Padilla-Rivas, G.R.; Sonhrey, B.; Holtz, W., 2005. Early pregnancy detection by real time
ultrasonography in Boer goats. Small Ruminant Research 58, 87-92.
Parraguez, V.H.; Gallegos, J.L.; Raggi, L.A.; Manterola, H.; Muñoz, B.; 1999. Diagnóstico
precoz de gestación y determinatión del número de embriones por ecografía transrectal
en la cabra Criola Chilena. Archivos de zootecnia, 48: 261-271.
Quintela, L.A.; Diaz, C.; Peña, A.I.; Becerra, J.; Herradón, P.G.; 1999. Diagnóstico precoz
de gestación por ecograía transrectal en la oveja. Archivos de zootecnia, 48: 13-20.
Rajamahendran, R.; Ambrose, D.J.; Bunton, B.; 1994. Clinical and research applicationbs
of real-time ultrasonography in bovine reproduction: a review. Can. Vet.J., 35: 563 –
572.
Reichle, J.K.; Haibel, G.K.; 1991. ultrasonic biparietal diameter of second trimester Pygmy
goat fetuses. Theriogenology, 35: 689-694.
Schrick, F.N.; Inskeep; E.K.; 1993. Determination of early pregnancy in ewes utiling
transrectal ultrasonography. Theriogenology 40: 295-306.
Silva, A.D.; Gramaxo, F.; Santos, M.E.; Mesquita, A.F.; Baldaia, L.; 1998. Terra, Universo
de Vida; Biologia 12º ano, 2ª parte. Porto Editora, Porto.
Simões, J.; Fontes, P.; Almeida, J.C.; 2004. Diagnóstico de gestação e de patologias
uterinas por ecografia em ruminantes, equinos e suínos – Vol. I – Fundamentos teóricopráticos, Série Didáctica Ciências Aplicadas 258. Universidade de Trás-os-Montes e
Alto Douro, Vila Real.
111
Simões, J.M.C.; 1984. Fisiologia da reprodução dos ungulados domésticos. Fundação
Calouste Gulbenkian.
Tainturier, D.; Lijour, L.; Chaari, M.; Sardjana, K.W.; Le Net, J.L.; 1983. Diagnostic du la
gestation chez la chèvre par échotomographie. Revue du medicine Véterinaire, 134:
597 – 599.
Uzubian, A.; Birner, E.; 2001. Biologia. Editora Harbra, São Paulo.
Wani, G.M.; 1981. Ultrasonic pregnancy diagnosis in sheep and goats. World Rev. Animal
Production, 17: 43 – 48.
Wani, N.A.; Wani, G.M.; Mufti, A.M.; Khan, M.Z.; 1998. ultrasonic pregnancy diagnosis
in Gaddi goats. Small Ruminant Research, 29: 239-240.
7. Cibergrafia
http://bouncinghoofs.com/fetusdev.html
http://folk.ntnu.no/stoylen/strainrate/Ultrasound/
http://veterinaria.org/asociaciones/aevedi/00020CV.htm
http://webcarta.net/carta/geo.php?sr=649&lg=pt
http://www.brooksidepress.org/Products/Military_OBGYN/Ultrasound/basic_ultrasound.ht
m
http://www.frca.co.uk/article.aspx?articleid=300
http://www.sheepandgoat.com/news/feb2005.html
http://www.vestibular1.com.br
www.clemson.edu/agronomy/goats/handlock/reproduction.html
www.ilri.agiar.org/infoserv/webpub/
112
Anexos
113
Anexo 1
Mapa de implantação da exploração.
Fonte: http://webcarta.net/carta/geo.php?sr=649&lg=pt
114
Anexo 2
Imagens ecográficas – Período A
a) Vesícula embrionária 27 dias de gestação. b) Embrião com 27 dias de gestação.
c) Embriões com 29 dias de gestação.
115
d) Embrião com 31 dias de gestação. e) Embrião e bolsa amniótica com 33 dias. f) Embrião em forma de C com 33 dias.
g) Embrião com 35 dias de gestação. h) Gestação dupla aos 35 dias de gestação.
116
h) Embrião em forma de L aos 37 dias de gestação. i) Embrião com 39 dias de gestação. j) Embrião aos 41 dias de gestação.
Imagens ecográficas – Período B
a)
Embrião com 47 dias de gestação b) Embrião com 47 dias de gestação, evidenciando os membros e a coluna vertebral c)
placentoma e embrião aos 47 dias de gestação
117
d) Útero com líquidos aos 54 dias após inseminação. Mortalidade embrionária. e) Pormenor da pata posterior de um embrião com 61
dias de gestação f) Diâmetro biparietal de um embrião com 61 dias de gestação
g) Pormenor do tronco do embrião com 61 dias de gestação
118
h) Placentomas aos 61 dias de gestação. i) Vista lateral do crânio e pescoço de um embrião com 68 dias de gestação. j) Fémur de um
embrião com 68 dias de idade.
k) Diâmetro biparietal de um embrião aos 68 dias de gestação. l) Placentomas aos 68 dias de gestação. m) Pormenor da região
abdominal de um embrião com 75 dias de idade.
119
n) Fémur de um embrião aos 75 dias de gestação. o) Diâmetro biparietal aos 75 dias de gestação. p) Placentomas aos 75 dias de
gestação.
120

Diagnóstico de Gestação e Fetometria Durante

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