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Coordenadora:
Ieda Azevedo Nogueira
Autores:
Elizabeth Lougue Pinto
Ieda Azevedo Nogueira
Celso de Melo Bastos
Colaboradores:
Superintendência de Saúde / SES - RJ
Departamento de Enfermagem
Departamento de Nutrição
Departamento de Farmácia
Departamento de Odontologia
Coordenação de Fiscalização Sanitária - Setor de Odontologia
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Revisores:
Alexandre Adler Pereira
Professor de Microbiologia e Imunologia da Universidade do Estado do Rio de Janeiro
Ana Cristina N. C. Wermelinger Barandier
Enfermeira residente 2°° ano Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ
André Luiz Evangelho Lopes
Engenheiro – FIOCRUZ
Deborah Cristina Silva Ribeiro
Farmacêutica da CCIH do Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ
Eliete Lannes Moura de Oliveira
Enfermeira da CCIH do Hospital Municipal Cardoso Fontes / RJ
Enfermeira da Bios Consultoria Infecção Hospitalar e Qualidade de Assistência Ltda
Neuza Christina da Costa Schapanski
Mestre em Enfermagem
Enfermeira da CCIH do Hospital Municipal Salgado Filho e SMS / RJ
Professora convidada da Universidade Gama Filho
Noélia Ladislau Leite
Enfermeira da CCIH Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ
Oscar Jorge Berro
Diretor do Laboratório Central de Saúde Pública Noel Nutels / SES - RJ
Pedro Teixeira
Pesquisador do Departamento de Ciências Biológicas da ENSP - FIOCRUZ
Roberto Ribeiro Malveira
Farmacêutico do Instituto Nacional de Tecnologia
Vanderléa Poeys Cabral
Enfermeira residente 1°° ano Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ
Yvelise Migueis Pereira Nunes
Coordenação Geral de Unidades Hospitalares Próprias / NERJ – MS
Wilson Aguiar filho
Diretor do Departamento de Divulgação de Eventos e Projetos CDI /SDRH /SARH/SES – RJ
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PREFÁCIO
CONTROLE DE INFECÇÕES HOSPITALARES
Os hospitais devem dedicar técnica (cérebro) e trabalho (mãos) para os Programas de Controle de Infeções Hospitalares mas esses
terão um desempenho precário se não estiverem impregnados de alma e de coração.
Não há fórmulas mágicas para garantir esses ingredientes.
Eles vão depender fundamentalmente das pessoas – seres humanos – que desenvolvem os Programas.
Uma verdade é óbvia: ninguém cuida de ninguém se não cuida de si mesmo ...
Assim um forte componente dos programas de Controle tem que ser o estímulo a auto-estima e fazer as pessoas entenderem que o
primeiro e mais importante elemento de uma atividade humana é o julgamento que cada um faz de sua própria atividade.
A felicidade proveniente de um trabalho gratificante vem da capacidade que as pessoas possam ter de entender que o primeiro
beneficiário de uma atividade de qualidade deve ser o próprio trabalhador.
Sempre devemos dedicar uma especial atenção à esses elementos em nossas atividades de Controle de Infecção que se constituem,
sem dúvida em excelente Escola de Qualidade buscando a Saúde dos Hospitais.
Essas considerações são dedicadas a você que busca um trabalho com qualidade cada vez melhor e não esquece que o centro de
qualquer atividade produtiva deve ser o Ser Humano, origem e destino do nosso trabalho.
Alexandre Adler
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ÍNDICE
Prefácio............................................................................................................................................................................................................ 03
Apresentação.................................................................................................................................................................................................... 05
Introdução ........................................................................................................................................................................................................ 06
Uso de Anti-séptico........................................................................................................................................................................................... 07
Uso de Soluções .............................................................................................................................................................................................. 08
Lavagem das Mãos e Anti-sepsia.................................................................................................................................................................... 09
Orientações para Limpeza e Desinfecção de Artigos ...................................................................................................................................... 11
Orientações para Esterilização ......................................................................................................................................................................... 12
Testes Realizados em Estufa e Autoclave ....................................................................................................................................................... 13
Rotina do Teste de Bowie e Dick ....................................................................................................................................... .............................. 14
Rotina do Teste Biológico ................................................................................................................................................................................. 15
Desinfecção de Artigos Utilizados nas Enfermarias .......................................................................................................................................... 16
Lixo Hospitalar ..................................................................................................................................................................................................17
Rotinas para o Serviço de Limpeza ................................................................................................................................................................. 18
Rotina para Limpeza e Desinfecção da Caixa D’ Água e Cisterna .................................................................................................................... 19
Rotina para o Controle de Pragas ..................................................................................................................................................................... 20
Precaução ....................................................................................................................................................................................................... 21
Orientações para Coleta de Material .................................................................................................................................................................23
Curativos...........................................................................................................................................................................................................24
Produtos mais Utilizados em Curativos ............................................................................................................................................................. 25
Orientações para o Uso de Catéteres ............................................................................................................................................................... 26
Prevenção de Infecção em Trato Urinário .........................................................................................................................................................27
Prevenção de Infecção em Feridas Cirúrgicas...................................................................................................................................................28
Prevenção de Infecção Respiratória..................................................................................................................................................................29
Orientação para o Controle do MRSA ............................................................................................................................................................... 30
Preparo de Nutrição Parenteral .........................................................................................................................................................................31
Rotinas para o Serviço de Nutrição e Dietética..................................................................................................................................................32
Orientações ao Serviço de Odontologia ............................................................................................................................................................ 33
Rotina para Lavanderia ..................................................................................................................................................................................... 36
Acidentes com Material Biológico.......................................................................................................................................................................37
Bibliografia.........................................................................................................................................................................................................38
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APRESENTAÇÃO
Este guia foi elaborado para facilitar a rotina dos profissionais de saúde na realização de suas atividades e auxiliar
as Comissões de Controle de Infecção Hospitalar, uma vez que encontramos um leque variado de informações sobre o
assunto, que algumas vezes nos deixam confusos na hora de adotar a melhor medida.
No que diz respeito ao Controle de Infecção Hospitalar não há necessidade de grandes investimentos e sim a
conscientização de cada um de nós como responsável por este processo.
Nós profissionais de saúde temos o compromisso com a vida humana e portanto a obrigação de trabalhar para a
melhoria da qualidade da assistência que prestamos.
Todas as contribuições para o aperfeiçoamento deste trabalho serão recebidas com satisfação e poderão ser
enviadas no prazo de 2 meses pelo e-mail cecih@saúde.rj.gov.br ou correspondência para rua México número 128 sala
705 Centro – Rio de Janeiro – RJ cep: 20.031-143 tel.- 240-2463 fax – 262-4560 a contar da data de publicação em
Diário Oficial.
Ieda Azevedo Nogueira
Coordenadora Estadual de Controle de Infecção Hospitalar
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INTRODUÇÃO
As infecções hospitalares existem desde a fundação dos hospitais no século III da era cristã e tem sido objeto
de preocupação e estudo sistematizado, desde o final dos anos 60.
Nas unidades hospitalares encontramos uma população heterogênea de pacientes que, na sua maioria, é
desnutrida, carente e desinformada, fatores que os predispõe, no momento de sua internação, a um maior risco de
contrair infecção hospitalar, levando-os a permanecer maior tempo hospitalizados, o que acarreta desgaste para o
paciente e seus familiares, para a equipe multiprofissional e grande ônus para instituição.
Ressaltamos ainda que embora reconhecendo a necessidade de equipar adequadamente unidades de atenção
à saúde e as dificuldades encontradas por profissionais da área que atuam neste campo, o Controle de Infecção
Hospitalar na maioria das vezes requer medidas simples de prevenção com pequeno custo à instituição, tal como a
freqüente lavagem das mãos, que estudos comprovam, pode reduzir em até 60% os casos de infecção hospitalar.
Com o intuito de contribuir para a padronização de atividades relacionadas ao controle de infecção hospitalar,
elaboramos este guia de práticas de controle de infecção hospitalar, que contem rotinas das diversas técnicas
desempenhadas por profissionais de saúde.
OBJETIVOS
• Padronizar técnicas básicas nas unidades hospitalares;
• Melhorar a qualidade da assistência prestada;
• Diminuir os custos hospitalares.
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USO DE ANTI-SÉPTICO
ANTI-SÉPTICO
TEMPO DE EXPOSIÇÃO
VALIDADE DO ANTI-SÉPTICO EM USO
PVP-I
Degermante
2 à 3 minutos
48 horas
PVP-I Tópico
2 à 3 minutos
48 horas
Clorhexidine
2 à 3 minutos
48 horas
Álcool a 70% glicerinado
2 à 3 minutos
48 horas
Observação: Sugerimos distribuir os anti-sépticos em almotolias de tamanho pequeno
e uso individualizado.
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USO DE SOLUÇÕES
SOLUÇÃO
TEMPO DE EXPOSIÇÃO
VALIDADE DA
SOLUÇÃO EM USO
MATERIAL
EPI
Borrachas, vidros,
No máximo até 24 horas plásticos e superfícies
Luvas
após diluição,
preferencialmente a cada
6 horas
Materiais que não podem Máscara
com
filtro
30 minutos (desinfecção) 2% ativada 14 dias
sofrer
ação
do
calor
e
químico,
óculos,
luvas
8/10 horas(esterilização) 2% potencializada 28
que resistam a umidade de borracha, avental
de acordo com
dias
impermeável
recomendação do
fabricante
Uma semana
Vidros, plásticos, metais
Não necessita
30 segundos por fricção
e superfícies
Hipoclorito de Sódio 1% 30 minutos
Glutaraldeído 2 %
Álcool 70%
Peróxido de hidrogênio
6%
30 minutos
Uma semana
10
Vidros, plásticos,
endoscópios, materiais
termossensíveis
Luvas
LAVAGEM E ANTI-SEPSIA DAS MÃOS
IMPORTÂNCIA DA LAVAGEM DAS
MÃOS
LAVAGEM SIMPLES DAS MÃOS
A lavagem das mãos tem como
principal objetivo a remoção da maior
quantidade de microorganismos da flora
transitória e de alguns microorganismos
da flora residente, de pelos, de células
descamativas, de suor, de sujidade e de
oleosidade, diminuindo desta forma o
risco de infecções, e sua eficácia
depende da duração do procedimento e
da utilização de técnica correta.
A flora residente que habita as
camadas mais profundas da pele pode
não ser removida com a lavagem
simples das
mãos com sabões e
detergentes, o que se faz necessário em
áreas críticas, mas usualmente pode ser
eliminada pela lavagem com produtos
que
contenham
ingredientes
antimicrobianos (anti-sépticos).
Nas demais áreas basta o uso
de água e sabão.
Deve ser realizada no início e no
término dos turnos de trabalho, após uso do
toalete, após assoar o nariz, fumar, pentear
os cabelos antes e imediatamente após o
contato direto com o paciente, antes do
preparo de medicações e no caso de existir
sujidade visível nas mãos. A lavagem é
realizada com água e sabão por 10 a 15
segundos, podendo ser complementada com
fricção de álcool à 70% com 2% de glicerina.
TÉCNICA:
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Segundo STTIER et al., a
principal via de transmissão de infecção
hospitalar são as mãos da equipe de
saúde, sendo portanto a adequada ♦
lavagem das mãos, fundamental para o
seu controle.
ANTI-SEPSIA DAS MÃOS
OBSERVAÇÃO
Deve ser realizada, em
unidades críticas como unidades de ♦
terapia intensiva, de transplantes,
hematologia, berçário de alto risco,
após contato com material orgânico,
antes e após a realização de exames e
procedimentos invasivos. Utiliza-se a
mesma técnica de lavagem das mãos,
incluindo os antebraços, porém usando
sabão degermante como PVPI ou
clorhexidine, por um período de 2 a 3 ♦
minutos conforme recomendação do
não fabricante.
Retirar anéis e relógios;
Sem encostar na pia, para
contaminar a roupa, abrir a torneira;
Molhar as mãos;
Colocar 3 a 5 ml de sabão líquido nas
mãos;
Ensaboar as mãos por meio de fricção
por aproximadamente 15 a 30 segundos,
em ambas as faces (palma e dorso das
mãos), nos espaços interdigitais, nas
articulações, nas unhas e extremidades
dos dedos;
Enxaguar as mãos em água corrente
mantendo-as em nível baixo, sem
encostá-las na pia, retirando totalmente
a espuma e os resíduos de sabão;
Secar
as mãos com papel toalha
descartável e , com o mesmo papel
toalha , fechar a torneira, desprezando-o
no lixo.
Usar papel toalha não reciclado
nas áreas-críticas e semi-críticas
para enxugamento das mãos.
♦
A clorhexidine só deve ser
utilizada em caso de pacientes ou
funcionários alérgicos ao iodo;
♦
Não usar álcool a 70% após uso
de clorhexidine ou PVP-I por este
inativar a ação residual dos
mesmos;
♦
O uso de PVP-I é contra indicado
em recém–natos devido absorção
transcutânea de iodo, podendo
acarretar o hipotireoidismo.
ORIENTAÇÕES PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE ARTIGOS
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O sabão líquido deve ser o de
escolha. Caso o sabão em barra
seja o único disponível, este deve
ser enxaguado antes do uso e
deve ser de pequeno tamanho,
objetivando
sua
freqüente
substituição e mantido em
saboneteiras fenestradas.
LIMPEZA
DESINFECÇÃO
OBSERVAÇÃO
Processo de eliminação de microorganismos na •
É a remoção de material orgânico e sujidades
forma vegetativa.
dos objetos. Processo que precede a todas as outras
ações de desinfecção e/ou esterilização.
NÍVEIS DE DESINFECÇÃO:
ÁLCOOL É CONTRA - INDICADO EM ACRÍLICO,
BORRACHAS, TUBOS PLÁSTICOS E PODE
DANIFICAR O CIMENTO DAS LENTES DE
EQUIPAMENTOS;
Alto nível – destrói todos os microorganismos exceto os •
esporos;
A DESINFECÇÃO COM ÁLCOOL A 70%
DEVERÁ
SER
FEITA
POR
FRICÇÃO,
REPETINDO O PROCESSO POR 3 VEZES
OBJETIVOS
• Remover sujidades;
• Remover ou reduzir
microorganismos;
SOLUÇÃO UTILIZADA
• Detergente líquido neutro.
a
quantidade
de
Médio nível ou nível intermediário – inativa o bacilo da
todos tuberculose, bactérias na forma vegetativa, exceto as
esporuladas, a maioria dos vírus e fungos;
•
Baixo nível – elimina a maioria das bactérias, alguns
vírus e fungos, não elimina o bacilo da tuberculose e •
esporos.
PROCEDIMENTO
• Submergir o material em água e detergente líquido;
• Escovar o material em baixo de água corrente;
• Enxaguar;
• Secar o material.
SOLUÇÕES UTILIZADAS
DESINFECÇÃO
NOS
NÍVEIS
DE
•
Alto nível – Glutaraldeído 2% ; Peróxido de Hidrogênio
a 6%;
•
Médio nível ou intermediário – Álcool a 70%;
OBSERVAÇÃO: É INDICADO A IMERSÃO PRÉVIA DO hipoclorito de sódio a 1%;
Baixo nível – Álcool a 70% , Hipoclorito de Sódio a 1%,.
MATERIAL EM SOLUÇÃO DESINCROSTANTE.
•
PROCEDIMENTO
•
• Submergir completamente o material na solução;
• Deixar o material na solução pelo tempo determinado
• Após o tempo determinado, lavar o material em água
corrente;
•
• Secar o material com tecido limpo, ar comprimido,
ou estufas próprias.
12
DURANTE 30
segundos;
NO PROCESSO DE LIMPEZA MANUAL USAR
ESCOVAS DE CERDAS MACIAS ;
O RECIPIENTE QUE RECEBERÁ O MATERIAL
DESINFETADO, DEVERÁ TAMBÉM SOFRER
DESINFECÇÃO PRÉVIA;
USAR EPI NO MANUSEIO DAS SOLUÇÕES DE
ACORDO
COM
AS
RECOMENDAÇÕES
CONTIDAS NESTE GUIA;
USAR RECIPIENTES DE PLÁSTICO COM
TAMPA, COM IDENTIFICAÇÃO DA SOLUÇÃO
E VALIDADE DA MESMA;
O MATERIAL DEVERÁ ESTAR LIMPO E SECO
ANTES DE SER COLOCADO NA SOLUÇÃO;
NA
PRESENÇA
DE
TURVAÇÃO
OU
COLORAÇÃO DIFERENTE A SOLUÇÃO DEVE
SER TROCADA;
NÃO COLOCAR NOVO MATERIAL NO
RECIPIENTE SE JÁ HOUVER ALGUM OUTRO
PASSANDO POR ESTES PROCESSOS .
ORIENTAÇÕES PARA ESTERILIZAÇÃO
AUTOCLAVE
O princípio da esterilização neste
aparelho é o contato de vapor úmido sob
pressão com o material a ser
esterilizado.
As
orientações
aqui
descritas, foram elaboradas a fim de
facilitar o contato do vapor com o
material a ser processado.
MATERIAL
O material a ser processado em
autoclave são metais, tecidos, escovas,
seringas de vidro, tesouras e borrachas.
PROCEDIMENTO
• Distribuir o material no autoclave na
posição vertical;
• Em caso de garrafas ou outros
recipientes fechados, remover as
tampas e distribuir estes no aparelho
em
posição
horizontal,
não
esquecendo de esterilizar as tampas;
• Operar o aparelho de acordo com
instruções do fabricante;
EXIGÊNCIAS
• O material deve sair seco do
aparelho, em caso contrário, deverá
ser reesterilizado;
• Não sobrecarregar o aparelho;
• Somente marcar o tempo de
esterilização após o aparelho atingir
a temperatura ideal para cada tipo de
material;
• Não colocar material quente em
superfície
fria,
para
evitar
condensação o que provoca umidade
no material;
ESTUFA
QUÍMICA
OBSERVAÇÃO
EMPACOTAMENTO
• Usar tecido de algodão cru ou musselina de algodão em
dupla camada para embalar materiais pesados;
• Usar papel grau cirúrgico ou kraft para materiais leves
como gaze, drenos, fios etc.;
• Instrumentos com juntas e cremalheiras devem ficar na
posição aberta ou não travados;
• Instrumentos constituídos de mais de uma parte ou com
partes deslizantes, devem ser desmontados (ex:
afastadores);
• Não prender os instrumentos por elásticos ou outros
meios, pois dificulta a circulação do calor;
• Não apertar demais os pacotes e nem deixá-los muito
frouxos;
• Não usar tambores em inox, pois há dificuldade na
circulação de ar;
• As embalagens de pano devem ser lavadas para
restaurar seu teor de umidade e assegurar sua
capacidade de filtração, após cada esterilização;
• A lavagem repetida reduz a eficiência do tecido como
barreira antimicrobiana.
IDENTIFICAÇÃO
• Colocar o nome ou código do material acondicionado;
• Colocar a data de esterilização;
• Rubricar.
ESTOCAGEM
• O material deverá ser guardado em armários limpos e
secos;
• Fazer desinfecção dos armários semanalmente;
• Guardar o material colocando os de data mais antiga na
frente e os mais recentemente esterilizados atrás;
• Se as condições ambientais da sala de estocagem
forem rigorosamente controladas (temperatura e
umidade), o material poderá permanecer estocado pelo
prazo de 30 dias a contar da data de esterilização caso
contrário, reprocessar o material em 7 dias.
Só deverá ser utilizada para SOLUÇÃO UTILIZADA: GLUTARALDEÍDO
esterilização de óleos, pós e PROCEDIMENTO
metais.
• Submergir o material limpo e seco na
solução sem deixar bolhas;
TEMPO DE EXPOSIÇÃO
• Retirar o material da solução após 10
horas de exposição com pinça ou luva
• Óleos (considerar a altura de
estéril;
0,5 cm):
160°C por 120
• Enxaguar
o material com água
minutos;
esterilizada;
• Pós : 100 gramas a 160°C
• Secar com pano ou compressa
por 120 minutos;
estéreis;
• Metais: 160°C por 120
minutos ou 170°C por 60 • Guardar o material em recipiente
estéril;
minutos.
• Identificar o material
MATERIAL
EXIGÊNCIA
• Não colocar material quente Todo tipo de material termossenssível.
TEMPO DE EXPOSIÇÃO
em superfície fria;
• Utilizar fita termossenssível • O material deverá ficar imerso na
solução de acordo com instruções do
apropriada para o calor seco
fabricante.
nas embalagens.
EXIGÊNCIAS
• Usar luva estéril, máscara de filtro
químico, gorro e avental para
manusear o material;
• A solução deve permanecer em
temperatura ambiente;
• Na presença de turvação , coloração
diferente ou mudança de pH,
a
solução deve ser trocada mesmo que
esteja dentro do período de validade;
• O material esterilizado por este
processo
deve
ser
utilizado
imediatamente;
• Observar a data de validade da
solução após ativação;
• Não colocar novo material no
recipiente se já houver algum outro Materiais acondicionados em papel grau cirúrgico e
sendo esterilizado.
selados pelo calor permanecem estéreis enquanto o
• Colocar uma compressa no fundo do invólucro estiver íntegro.
recipiente se este for metálico;
• Não misturar aço com alumínio em um
mesmo recipiente com a solução.
13
TESTES REALIZADOS EM ESTUFA E AUTOCLAVE
Os testes biológicos são realizados nos aparelhos de estufa e autoclave, sendo procedimentos
que, realmente garantem que o material foi efetivamente esterilizado. A fita teste apenas revela que o
material passou por um processo de aquecimento, pois mesmo em baixas temperaturas a coloração do
indicador térmico pode mudar, daí a importância do teste biológico.
Este teste consiste na utilização de kits com meios de cultura semeados com cepas do Bacillus
sthearothermophilus para autoclave e do Bacillus subtillis para estufa. A freqüência deste teste deverá ser
semanal, no primeiro ciclo de esterilização dos aparelhos, devendo o material ser usado somente 48
horas depois de esterilizado, tempo necessário para conhecer-se o resultado laboratorial. Existem novos
testes no mercado que disponibilizam os resultados em 3 horas.
Nos aparelhos de autoclave de auto vácuo recomendamos a realização diária do teste de Bowie e
Dick, que mostra se a penetração do vapor atingiu adequadamente o material a ser processado.
Existe ainda o Integrador Químico, que consiste em uma folha de alumínio e um produto químico
sensível à temperatura e ao vapor durante a esterilização. O produto químico é projetado para fundir
quando sujeito a um ambiente com vapor. É um teste que pode ser utilizado em todos os processos de
esterilização à vapor, incluindo os processos à vácuo, gravidade e “flash”. Este teste indica se o material
processado foi exposto as condições necessárias para esterilização, levando-se em conta as três
variáveis críticas de esterilização: tempo, temperatura e vapor saturado. Deve ser realizado diariamente,
sendo colocado em todos o pacotes a serem processados.
14
ROTINA DO TESTE DE BOWIE E DICK
QUANDO
♦ DIARIAMENTE.
COMO
OBSERVAÇÃO
♦ Colocar 2 fitas adesivas para
autoclavação, dispostas em X em ♦ Este teste deverá ser utilizado
apenas em autoclave de auto vácuo;
uma folha de papel não encerado;
♦ Colocar a folha de papel entre duas
♦ Os teste deverão ser realizados no
pilhas de 14 toalhas de pano,
primeiro ciclo do dia;
passadas a ferro e dobradas em oito
partes, formando um pacote de 25 a ♦ Todos os testes deverão ser
30 cm de altura;
registrados na ficha ou livro de
controle de resultados;
♦ Embrulhar este pacote e autoclavar
a 134 - 137°C, durante 3 minutos .
♦ Caso não haja mudança de
♦ Retirar o pacote do aparelho.
coloração da fita teste, contactar o
serviço
de
manutenção
para
♦ Verificar a fita indicadora, se esta
avaliação do aparelho.
apresentar listras negras uniformes,
significa que o ar do pacote foi
removido adequadamente.
15
ROTINA DE TESTE BIOLÓGICO
QUANDO
♦ Uma vez por semana;
♦ Após manutenção do aparelho;
de
♦ Suspeita
equipamento;
deficiência
COMO
OBSERVAÇÃO
♦ Identificar os tubetes (fundo, meio,
frente, número do ciclo e número do ♦ Os testes deverão ser realizados
no primeiro ciclo da semana;
aparelho esterilizador);
♦ Fazer 03 embalagens e colocar os ♦ Todos os testes deverão ser
do
tubetes dentro do mesmo (um em
registrados na ficha ou livro de
cada embalagem);
controle de resultados.
♦ Sempre que estiver incluída na carga ♦ Identificar as embalagens por fora,
com a mesma identificação dos
prótese e ortese a ser esterilizada.
frascos de teste biológico;
♦ Dispor os pacotes com os tubetes no
aparelho de acordo com as posições
identificadas;
♦ Realizar o processo de esterilização;
♦ Retirar os frascos do teste biológico
das embalagens após o ciclo;
♦ Deixar os tubetes em temperatura
ambiente por 10 minutos;
♦ Colocar os tubetes na incubadora.
16
DESINFECÇÃO DE ARTIGOS UTILIZADOS NAS ENFERMARIAS
MATERIAL
SOLUÇÃO
Laringoscópio
Água e sabão
+
Álcool 70%
Cânula de Guedel
Hipoclorito de sódio 1%
PROCEDIMENTO
♦
♦
Fazer limpeza com água e sabão;.
♦
Fazer fricção com álcool a 70%, por 30
segundos.
♦
♦
♦
Lavar com água e sabão;
Secar e deixar imerso na solução, por
30 minutos;
Embrulhar em campo ou compressa
limpo.
♦
Nebulizador, máscara de nebulização
Hipoclorito de sódio 1%
♦
♦
♦
Frasco de aspiração, borracha de
aspiração
♦
♦
Cânula de traqueostomia
Almotolia
Glutaraldeído 2 %
♦
Lavar com água e sabão, Secar, imergir
na solução por 20 minutos;
Retirar com luva estéril , lavar com
água estéril e secar com compressa
estéril.
♦
♦
♦
♦
♦
17
Lavar com água e sabão;
Secar;
Imergir na solução por 30 minutos;
Enxaguar e secar com compressa ou
pano limpos;
Repor as soluções.
Material ao ser colocado na solução
deverá estar limpo e seco;
Não colocar novo material na
solução se já estiver outro em
processo de desinfecção;
♦
Os recipientes com as soluções
deverão passar pelo processo de
desinfecção semanalmente.
♦
Os recipientes com as soluções
devem ser de plástico, caso sejam
de metal, deverão conter uma
compressa no fundo;
A sub - cânula de traqueostomia,
deverá passar pelo processo de
desinfecção com álcool a 70%, após
limpeza;
Deverão ser trocados a cada 12 horas e ♦
entregues a central de material para
serem esterilizados.
Cânula metálica esterilizar em
autoclave;
Cânula plástica esterilizar em óxido de
etileno.
♦
Hipoclorito de Sódio 1%
Lavar com água e sabão;
Secar e deixar imerso na solução, por
30 minutos;
Enxaguar copiosamente.
♦
-
Circuito respirador, ambú, máscara de
ventilação
OBSERVAÇÃO
♦
O funcionário ao manusear a
solução de glutaraldeído, deverá
usar luva, máscara de filtro químico,
avental e óculos.
LIXO HOSPITALAR
CLASSIFICAÇÃO
GERAÇÃO DO RESÍDUO
DESCARTE E
ACONDICIONAMENTO
COLETA E TRANSPORTE
♦
Todo recipiente destinado ao
acolhimento de resíduos deve
possuir tampa de preferência com
mecanismo de pedal para sua
abertura.
♦
O funcionário deverá usar EPI
(Luva, gorro, máscara, avental e
botas).
♦
Coletar os resíduos da fonte
geradora em intervalos regulares,
de acordo com a necessidade do
setor.
♦
Recolher os sacos coletores dos
pontos geradores sempre que 2/3
de
sua
capacidade
estejam
completados.
♦
Transportar os sacos em carros
fechados, dotados de tampa
evitando
cruzamento
com
alimentos, roupa limpa e pessoas.
♦ Tipo D - resíduo comum : resíduos
gerados em áreas não críticas.
♦
OBS: no ambiente hospitalar iremos
considerar apenas os resíduos do
tipo A e tipo D.
Na operação de retirada dos sacos
dos coletores de lixo deve-se tomar
todo cuidado para evitar seu
rompimento.
♦
Resíduos pérfuro-cortantes deverão
ser desprezados em recipientes,
rígidos
reforçados,
conforme
normas ABNT.
♦
Os sacos de lixo jamais deverão
ser deixados em corredores,
transportados
abertos
ou
arrastados pelo chão.
♦ Tipo A – resíduo infectante : material ♦ COMUM - ÁREAS ADMINISTRATIVAS ♦ COMUM – saco plástico comum de
biológico
(
cultura
de
qualquer cor padronizada pelo
microorganismos, meios de cultura,
hospital exceto branco leitoso e
–
ÁREAS
DE
vacinas vencidas ou inutilizadas), ♦ INFECTANTES
vermelho.
ATENDIMENTO À PACIENTES.
sangue e hemoderivados e seus
recipientes após o uso, resíduos
♦ INFECTANTES: saco branco leitoso
cirúrgicos e anatomopatológicos,
com simbologia internacional de risco
resíduos pérfuro-cortantes, animais
biológico.
contaminados e suas carcaças,
resíduos de assistência ao paciente;
em
♦ PÉRFURO-CORTANTES:
recipiente
rígido,
que
não
permita
♦ Tipo B – resíduo especial: resíduos
derrame de líquido existente em seu
farmacêuticos; resíduos químicos.
interior, a ser descartado junto ao lixo
infectante.
♦ Tipo C - radioativos ( a gerência
destes
resíduos
segue
as
especificações da CNEN – NE 6.05.
ROTINAS PARA O SERVIÇO DE LIMPEZA
18
O QUE
♦
Balde de lixo / Hamper
QUANDO
♦
COM QUE
Diariamente e após contaminação
♦
Água e sabão,
COMO
♦
Limpeza mecânica
♦ Banheiro / Pias / Vaso sanitário
♦ Diariamente e se necessário
♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a
♦ Limpeza mecânica
1%
♦ Berços / Incubadora
♦ Diariamente e após contaminação
♦
♦ Camas / Macas / Colchões / Cadeira
♦ Diariamente, após
de rodas / Suporte de soro / Mesa de
após alta ou óbito
cabeceira / Mesa de refeição
contaminação
♦ Limpeza mecânica, fricção por
30 segundos
♦ Água e sabão e álcool a 70%
♦ Limpeza mecânica, fricção por
30 segundos
♦ Água e sabão e álcool a 70%
♦ Limpeza mecânica e fricção por
30 segundos
♦ Água quente e sabão
♦ Limpeza mecânica com imersão
♦ Geladeiras / Freezers / Câmaras
♦ Semanalmente
frigoríficas
♦ Água e sabão
♦ Limpeza mecânica
♦ Lixeira / Escadinha
♦ Diariamente e após alta
♦ Água e sabão
♦ Limpeza mecânica
♦ Luminária
♦ Mensalmente
♦ Água e sabão
♦ Limpeza mecânica
♦ Piso
♦ Diariamente e após contaminação
♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a
♦ Limpeza mecânica
1%
♦ Telefone
♦ Diariamente
♦ Água e sabão e álcool a 70%
♦ Janelas / Parede / Teto
♦ Diariamente em áreas críticas e semicríticas e semanalmente nas áreas ♦ Água e sabão
não- críticas
♦ Comadres / Papagaio / Cuba rim
♦ Após o uso e após alta
♦ Filtro ar condicionado (parede)
♦ Semanalmente, ou quando sujo
após cirurgia contaminada
e
Água e sabão e álcool a 70%
ou
♦ Limpeza mecânica e fricção por
30 segundos
♦ Limpeza mecânica
♦ Máquinas de carnes, frios, legumes
♦ Diariamente
etc
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou ♦ Limpeza mecânica e fricção por
amônio quaternário
30 segundos
♦ Bebedouro
♦ Água e sabão e álcool 70%
♦ Diariamente
19
♦ Limpeza mecânica e fricção por
30 segundos
ROTINA PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO DA CAIXA D' ÁGUA E CISTERNA
FREQÜÊNCIA
♦ A CADA 3 MESES
PROCEDIMENTO
♦
Impedir a entrada da água;
♦
Esvaziar a caixa d` água ou cisterna e vedar a saída de água;
♦
Retirar completamente as sujidades do fundo da caixa, das
paredes e da parte interna da tampa;
♦
Lavar, esfregando o interior da caixa com vassoura nova,
utilizando hipoclorito de sódio a 2 % ou hipoclorito de cálcio a 2
%;
♦
Deixar atuar por 30 minutos;
♦
Enxaguar a caixa d’água ou cisterna com água corrente, retirar a
vedação da saída ou entrada d'água, deixando que esta solução
escorra pelo encanamento, favorecendo a limpeza também dos
canos e torneiras;
♦
Repetir a etapa anterior até que desapareça o cheiro
característico do hipoclorito;
♦
Manter fechada a caixa d’água ou cisterna de forma apropriada,
impedindo possíveis contaminações, por pássaros ou roedores;
♦
Depois de encher a caixa d'água ou cisterna, tratar conforme
determinação do órgão competente (FEEMA OU CEDAE).
20
COLETA DE AMOSTRA PARA ANÁLISE
Pontos de coleta de amostras: torneiras, mangueiras, expurgos, dutos e
“ladrões”.
♦ Água tratada: coletar em frascos estéreis, de volume aproximado de 200 ml,
contendo Tiossulfato de Sódio a 1,8% , para inibir o cloro da água.
♦ Água não Tratada: coletar em frascos estéreis, de volume aproximado de
200 ml sem adição de Tiossulfato de Sódio .
OBS: ROTULAR OS FRASCOS, IDENTIFICANDO OS PONTOS DE COLETA,
DATA E RUBRICA DO RESPONSÁVEL PELA COLETA.
PROCEDIMENTO:
♦
Proceder lavagem das mãos;
♦
Desinfetar a torneira com algodão embebido em álcool a 70%;
♦
Abrir a torneira e deixar a água escoar por 02 (dois) minutos;
♦ Colher a amostra em vidro estéril, abrir exatamente no momento de coleta,
tendo o cuidado para não tocar nas bordas;
♦ Coletar a água de modo que o frasco coletor fique com o nível de água
acima da metade (até 2/3 do volume total);
♦ Fechar o frasco com a própria tampa e vedá-lo com fita adesiva ou
esparadrapo, para evitar que a amostra derrame;
♦ Cobrir a tampa com papel protetor e amarrá-la com barbante;
♦ Identificar o frasco com data, hora, procedência, cidade, município,
responsável pela coleta, telefone e endereço;
TRANSPORTE:
♦ Amostras transportadas à temperatura ambiente: o intervalo de tempo entre
a coleta e a chegada ao laboratório não poderá ser superior a 06 (seis)
horas;
♦ Amostras transportadas sob refrigeração: o intervalo de tempo entre a
coleta e a chegada ao laboratório não poderá ser superior a 24 (vinte e
quatro) horas. A embalagem deverá conter gelo em sacos plásticos ,
acondicionados de tal forma que não molhem ou danifiquem o papel
protetor do frasco;
♦ Poços, cisternas,caixas d` água, mananciais, fontes, carros-pipa,
recipientes e estruturas que acondicionem grandes volumes;
♦ Lavar as mãos com água e sabão ;
♦ Desinfetar um recipiente de cabo longo (conchas, panelas) com algodão
embebido em álcool à 70%;
♦
Introduzir na água o recipiente de coleta com a superfície de apoio voltada
para cima;
♦ Virar o recipiente de coleta para a posição normal somente quando o
mesmo estiver aproximadamente 20 cm em baixo do nível d’água;
♦ Trazer o recipiente de coleta para a superfície e transferir a amostra
imediatamente para o frasco coletor, seguindo os procedimentos acima
descritos.
SUGERIMOS QUE SEJA COLOCADO SISTEMA DE FILTRAGEM NA
ENTRADA D'ÁGUA DOS HOSPITAIS.
ROTINA PARA CONTROLE DE PRAGAS (DESRATIZAÇÃO E DESINSETIZAÇÃO)
LOCAIS
♦ Todas as áreas internas;
♦ Toda a área externa;
♦ Todas as caixas de esgoto.
PREPARO
OBSERVAÇÃO
♦ Esvaziar armários, gavetas e outros ♦ Em áreas críticas, não-críticas e
móveis;
semi-críticas realizar esta rotina, a
cada 2 meses. Em áreas de
♦ Afastar todos os móveis da parede, o
alimentos, realizar esta rotina a
suficiente para passagem de uma
cada mês. Em áreas altamente
pessoa;
infestadas, realizar esta rotina por 3
semanas consecutivas;
♦ Proteger adequadamente com sacos
plásticos medicamentos, material de ♦ O produto deve ser manipulado
trabalho, material médico-cirúrgico,
e/ou aplicado com uso de
utensílios em geral do serviço de
equipamento de proteção individual
nutrição e dietética;
(calçados e luvas impermeáveis,
avental de manga comprida e
♦ Retirar todos os produtos alimentícios,
máscara com filtro químico);
inclusive latarias;
♦ A limpeza do local deverá ser feita
♦ Realizar limpeza das superfícies;
com varredura úmida e, sempre que
possível, ser retardada ao máximo,
após o processo para que se
obtenha um melhor efeito.
21
PRECAUÇÃO
PRECAUÇÃO PADRÃO
PRECAUÇÃO COM AR
PRECAUÇÃO COM PERDIGOTOS PRECAUÇÃO DE CONTATO
OU GOTÍCULAS
♦ Deve ser adotada na manipulação de ♦ Indicada para pacientes portadores de
sangue, fluídos corporais, secreções,
microorganismos
transmitidos
por
excreções (exceto suor), pele não
partículas (< 5µ) que ficam em
íntegra e mucosas;
suspensão no ar por longos períodos e
que podem ser dispersadas a longas
distâncias e inaladas por hospedeiro
Compreendem:
suscetível.
Indicada para pacientes portadores de ♦ Indicada
para
pacientes
microorganismos
transmitidos
por
portadores de microorganismos
estruturas (≥5µ) que ficam em suspensão
transmitido pelo contato direto ou
no ar e percorrem curtas distâncias (até1
indireto. É a mais importante e
m). Estas podem ser geradas durante a
mais
freqüente
via
de
tosse, fala, espirro ou durante a realização
transmissão
das
infecções
de procedimentos como a aspiração e
hospitalares.
broncoscopia.
♦ Lavagem das mãos antes e após
contato com o paciente e antes e
após usar luvas;
Compreende:
Compreende:
♦ Precaução padrão;
Compreende:
♦ Precaução padrão;
♦
♦ Uso de EPI - luvas não estéreis,
avental, máscara e protetor ocular;
♦ Quarto privativo (com banheiro e pia ), as
portas deverão permanecer sempre ♦
fechadas. O ideal é utilizar no quarto
♦ Uso da vacina contra hepatite B.
sistema de ventilação com pressão de ar
negativa (instalação de exaustor que ♦
retira ar do ambiente e lança para o
exterior do prédio), com seis trocas de
ar/hora;
♦ Máscaras que retenham quantidade igual
ou maior que 95% de partículas menores
que 1 µ (micra).
22
Precaução padrão;
Quarto privativo;
Máscaras cirúrgicas.
♦ Quarto privativo (com banheiro e
pia);
♦ Luvas e avental de mangas
compridas.
ALGUMAS DOENÇAS E DURAÇÃO DAS MEDIDAS DE PRECAUÇÃO
PRECAUÇÃO COM AR
♦ Varicela - Até secagem das lesões. Manter
por 10 dias em pacientes imunodeprimidos;
♦ Herpes disseminado - Até fase de crosta;
PRECAUÇÃO COM GOTÍCULAS OU
PERDIGOTOS
♦ Meningite por meningococo e por
Haemophilus / Faringite / Escarlatina- 24
horas de terapia;
♦ Caxumba - Até desaparecimento da
enduração;
PRECAUÇÃO DE CONTATO
♦ Bactérias Multirresistentes - durante
internação ou cultura negativa para o agente;
♦ Escabiose / Impetigo / Pediculose - 24
após início da terapia;
♦ Rubéola congênita - até um ano;
♦ Rubéola - Após o sétimo dia do exantema;
♦ Tuberculose pulmonar e laríngea - Até 15
dias após o início do tratamento;
♦ Coqueluche - 5 dias;
♦ Hepatite A, em paciente com incontinência
fecal e/ou urinária - Durante internação;
♦ Difteria - até 2 culturas negativas com
intervalo de 24 horas ;
♦ Varicela / Herpes Disseminado - Até fase de
crosta;
♦ Mycoplasma - Durante a internação;
♦ HIV - durante internação;
♦ Sarampo – Até 7 dias após o aparecimento ♦ Adenovírus/ Influenza / Parainfluenza do exantema. Pacientes imunodeprimidos,
Durante a internação;
deverão permanecer com a precaução até o
término da doença.
♦ Parvovírus B- 19 - Sete dias.
♦ Ferida drenante - Durante internação;
♦ Clostridium difficile - Durante internação;
♦ Febres hemorrágicas / Conjutivite viral /
Pseudomonas / Bronquiolite / - Durante
internação.
23
ORIENTAÇÕES PARA COLETA DE MATERIAL
REGIÃO
COLETA
Feridas
superficiais, ♦ Remover crostas e exudatos com gaze
estéril;
cirúrgicas, abcessos e
♦
Fazer limpeza exaustiva com jato de soro
fistulas
Secreção de naso
orofaringe
Secreção de mucosa
ocular, ouvido e
genitália
Urina
Sangue
Líquor
CONSERVAÇÃO
OBSERVAÇÃO
♦ O swab deve ser colocado em meio de ♦ Sempre que possível, obter cultura
antes
da
administração
de
transporte fornecido pelo laboratório.
fisiológico a 0,9 % ;
Colher o material nas camadas mais
profundas.
♦ Remover as placas ou pus;
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório
e ♦ Colher material em áreas com hiperemia,
adjacentes aos pontos de supuração sobre
as amígdalas e faringe.
♦ Remover com gaze estéril a secreção
superficial;
♦ Colher o material da região;
♦ Fazer bacterioscopia.
♦ Fazer higiene da genitália com água e sabão,
secar com compressa estéril
♦ Desprezar o primeiro jato e o último jato sem
interromper, colher o jato médio;
♦ Em crianças o saco coletor deverá ser trocado
a cada 30 minutos, fazendo-se nova
higienização.
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório
♦ Encaminhar ao laboratório
máximo de 1 hora.
no
prazo
♦ Fazer anti-sepsia da pele com PVP-I tópico
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório
♦ Colher 10ml de sangue em 3 frascos para o
ou conservar em estufa a 35ºC.
paciente, sem uso de antimicrobianos e 4 para
o paciente em uso de antimicrobianos ou
imunodeprimidos. Em crianças, colher 5ml de
sangue em 2 frascos. Em recém-nascidos
colher 0,5 a 1 ml, uma única amostra.
♦ Colher as amostras com intervalo mínimo de 20
minutos, não excedendo o período de 24 horas.
♦ Fazer
degermação
local
com
PVP-I
degermante, retirar excesso com SF 0,9%, ♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório.
fazer antisepsia com PVP-I alcóolico, usar
campo fenestrado , luva estéril e máscara;
♦ Colher em tubo de ensaio estéril;.
24
antimicrobianos.
♦ Evitar sempre o pus.
♦ Para hemoculturas contactar
sempre
o
laboratório
pela
diversidade de métodos.
CURATIVOS
TIPO DE FERIDA
O QUE USAR
COMO FAZER
Limpa
♦ Limpar com água e
sabão.
♦ Vide quadro de
produtos mais
utilizados em
curativos.
Cirúrgica limpa ♦ Limpar com água e
sabão.
♦ Vide quadro de
produtos mais
utilizados em
curativos.
♦Encaminhar o paciente ao banho;
♦Lavar o local com água e sabão;
♦Secar com gaze estéril;
♦Usar produto de escolha;
♦Cobrir com gaze sem vedar;
♦Colocar esparadrapo em volta da gaze.
ATENÇÃO
♦ As soluções das almotolias, deverão ser
renovadas a cada 48 / 48 horas. As
almotolias deverão passar pelo processo
de desinfecção: lavar com água e sabão,
esperar secar e imergir em hipoclorito de
sódio a 1% por 30 minutos, enxaguar e
secar com compressa limpa.
Evitar
completar o volume sem desprezar o
resíduo;
⇒ Manter o curativo cirúrgico nas primeiras 24
♦ Curativos contaminados deverão ser
horas, após este prazo proceder conforme
feitos
após
os
curativos
não
descrição abaixo:
contaminados;
♦ Encaminhar o paciente ao banho;
♦ Trocar o curativo quando estiver úmido;
♦ Lavar o local com água e sabão;
♦ Secar com gaze estéril;
♦ Curativos com açúcar deverão ser
♦ Usar produto de escolha;
trocados de 8 / 8h, até que não haja
♦ Deixar exposta, não cobrir.
mais secreção. Não havendo mais
secreção proceder troca a cada 24h;
♦ Não conversar, durante o procedimento;
Cirúrgica
♦ Limpar
com
contaminada,
fisiológico.
úlceras e
♦ Vide quadro de
escara com
produtos mais
secreções e/ou
utilizados em
tecido
curativos.
necrosado
Soro
♦Lavar o local com soro fisiológico em jato
(utilizar seringa de 20ml e agulha de grosso ♦ Usar EPI (luvas, máscara, avental e
capote), em caso de contato com
calibre);
matéria orgânica;
♦ Secar com gaze estéril ;
♦ Usar produto de escolha;
♦Lavar as mãos antes e depois de cada
♦Cobrir com gaze estéril.
procedimento.
PRODUTOS MAIS UTILIZADOS EM CURATIVOS
25
PRODUTO
CARACTERÍSTICAS
Alginatos
Conseguem absorver até 20 vezes o seu peso em
fluido; promovem ambientes úmidos; auxiliam o
desbridamento e ajudam a proteger o tecido novo;
fazem o desbridamento autolítico de tecido macio
ou crosta, mas não desbridam feridas com
excesso de tecido necrótico; propiciam a
hemostase em feridas hemorrágicas; reduzem a
troca de curativos.
Hidrocolóide
Apresenta-se sob as formas de placa de
poliuretano, pasta e grânulos. Acelera a
reepitelização e evita as possíveis lesões dos
tecidos na troca de curativos; estimula a ação de
enzimas desbridantes do organismo, facilita o
desenvolvimento do tecido de granulação.
Papaína
Encontrada em forma de pasta, pó e líquida,
possuindo ação bactericida e desbridante através
de enzima proteolítica.
Colagenase
Carvão ativado com prata
Açúcar
Polivinilpirrolidona-Iodo
PVP-I
Ácidos graxos
Possui ação desbridante e fibrinolítica.
INDICAÇÕES
OBSERVAÇÕES
Antes de aplicar o curativo, lavar a ferida com soro fisiológico,
secar a pele ao redor mas não secar o leito da ferida; adequar o
Úlceras de pressão de estágios II a IV;
curativo ao tamanho da ferida; cobrir o alginato com o curativo
úlceras venosa; feridas cirúrgicas, úlceras de
adequado e fixar no local; não deixar por mais de 7 dias; trocar
diabetes;
queimaduras;
escoriações,
quando o exudato atingir o curativo secundário; o alginato pode
lacerações e escaras.
ser usado em feridas infectadas, desde que seja trocado pelo
menos uma vez ao dia, enquanto a infecção estiver presente.
Placa de poliuretano - Prevenção de escara
de decúbito; úlceras de decúbito estágios I e
II; úlceras com estase venosa; úlceras
arteriais e diabéticas; queimaduras; ferida
Lavar a ferida com soro fisiológico, antes de aplicar o curativo; a
sem infecção; abrasões e esfolados
freqüência de troca deve ser avaliada de acordo com a evolução
superficiais;
da ferida, podendo permanecer por até 7 dias.
Pastas - feridas não infectadas profundas e
irregulares;
Grânulos - feridas não infectadas profundas e
altamente exsudativas.
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico; ela
é contra indicada na lesão isquêmica, por levar a dor devido a
Utilizada em feridas necróticas e em
irritação das terminações nervosas; a forma em pó tem um
presença de fibrina.
período de ação de 20 minutos o que leva a freqüentes trocas, já
a forma em pasta tem ação de 24 horas.
Utilizada em lesões isquêmicas e feridas
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.
necróticas.
Possui ação bactericida, com grande grau de
absorção de exudato, não é aderente a pele, Feridas infectadas, devendo ser usado no
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.
preserva o tecido epitelial e elimina o odor de período de 3 a 5 dias.
feridas infectadas.
Não é absorvido pela lesão; diminui edema local;
melhora a oxigenação e irrigação dos tecidos
perilesionais, tem ação desbridante; estimula Feridas infectadas.
formação
de
macrófagos;
desenvolve
a
maturação do tecido de granulação.
Efetivo contra bactérias multirresistentes, reduz a
microbiota da pele em 92 a 96% em seis PVP-I aquoso - Feridas infectadas;
aplicações sucessivas, encontrado sob a forma PVP-I degermante – degermação da pele;
PVP-I aquoso, PVP-I degermante e PVP-I PVP-I alcoólico – feridas cirúrgicas limpas.
alcoólico.
Estimula a formação do tecido de granulação
através de ação quimiotática e promove a
Feridas infectadas ou sem infecção.
diferenciação epidérmica, acelerando o processo
de cicatrização .
26
É contra-indicado em lesões isquêmicas; é indispensável a
limpeza, o desbridamento e boa hemostasia da lesão; deverá ser
realizada a troca de 6 / 6 ou de 8 / 8 h, até que as feridas não
sejam mais secretantes, aumentado-se o intervalo de troca de 12
/ 12 ou de 24 / 24h.
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.
PVP-I deverá ser acondicionado em frasco escuro ou opaco.
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.
ORIENTAÇÕES PARA USO DE CATETERES
CATETER
Venoso periférico
SÍTIO DE INSERÇÃO
♦ Adulto: preferencialmente dorso da mão, evitar
membros inferiores;
♦ Crianças: couro cabeludo mão ou pé.
Arterial periférico e ♦ Preferencialmente artéria radial.
dispositivo
de
manutenção pressórica
(PIA)
Linha média ou
mediano
♦ Veias antecubitais.
♦ Preferencialmente:
Venoso central (não♦ Veia subclávia;
tunelizado e tunelizado
♦ Femural;
/ implantável)
♦ Jugular interna.
Venoso central
inserido
perifericamente
(incluindo epicutâneo)
Arterial (Swan-Ganz)
Umbilical
♦ Adultos: veias cefálica ou basílica;
♦ Recém-nascido: veias cefálica, basílica,
temporal, femural;
♦
♦
♦
♦
Preferencialmente:
Veia sublcávia;
Femural;
Jugular interna.
♦
Veias umbilicais.
FREQUÊNCIA DE TROCA
♦ Adultos a cada 72 horas;
♦ Crianças não há recomendações.
♦
♦
♦
♦
♦
♦ Proceder degermação das mãos, e
anti-sepsia com álcool a 70% no
sítio de inserção para utilização de
cateter venoso periférico;
♦ Proceder escovação cirúrgica das
mãos e sítio de inserção com PVP-I
degermante. Em recém-nascidos
Crianças: não há recomendações;
usar clorhexidine por 2 minutos.
Dispositivos de monitoramento: a cada 4 dias. ♦ Usar
também
paramentação
cirúrgica para os demais cateteres;
♦ Equipo deverá ser trocado a cada
Não há recomendação.
72 horas ou imediatamente após
infusão de sangue e derivados ou
de lipídeos;
Não-tunelizado: não trocar de rotina, apenas ♦ Trocar curativos, apenas se estiver
com suspeita de infecção;
úmido ou desprendido;
♦
Utilizar apenas solução salina
Tunelizados: não há recomendação.
heparinizada
no
circuito
de
monitoração pressórica;
usar
pomadas
Não há recomendação, trocar apenas na ♦ Não
antimicrobianas
no
curativo;
suspeita de infecção.
♦ Nutrição parenteral deverá correr
no máximo em 24 horas.
♦ Adultos: a cada 4 dias;
♦
OBSERVAÇÃO
♦ A cada 5 dias.
♦ Não há recomendações.
27
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO EM TRATO URINÁRIO
♦ Usar técnica asséptica;
♦ Escolher sonda de menor calibre para cada paciente;
♦ Introduzir a sonda sem traumatizar a uretra;
♦ Usar sistema fechado de drenagem urinária;
♦ Trocar todo o sistema em caso de obstrução;
♦ Fazer drenagem regular da bolsa coletora de forma asséptica;
♦ Usar frasco coletor de urina exclusivo para cada paciente;
♦ Não se faz necessária a troca periódica da sonda vesical de demora, exceto em pacientes com bexiga neurogênica ou
problemas neurológicos, devendo ser utilizado cateterismo intermitente;
♦ Observar para que não ocorra desconexão da sonda e do tubo coletor;
♦ Não fazer irrigação;
♦ Fazer degermação das mãos antes e após qualquer procedimento com a sonda;
♦ Para coleta de urina de pequeno volume: limpar a parte distal do cateter com álcool a 70% por 30 segundos e aspirar com
seringa estéril. Para grandes volumes, fazer coleta assepticamente na bolsa coletora;
♦ Culturas de urina colhidas através de catéteres instalados por períodos maiores que 3 dias tem pouco valor, já que os
mesmos são colonizados especialmente por Cândida, Pseudomonas e Staphylococcus.
28
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO EM FERIDAS CIRÚRGICAS
PRÉ - OPERATÓRIO
TRANSOPERATÓRIAS
PÓS - OPERATÓRIO
ANTIBIÓTICO PROFILÁTICO
♦ Tratar doenças associadas ♦ Realizar a cirurgia o mais rápido ♦ Estimular a deambulação ;
antes
da
intervenção
possível,
dentro
dos
limites
cirúrgica;
aceitáveis de segurança;
♦ Internar o paciente o menor ♦ Usar gorro, máscara,
tempo possível antes do
avental e propés ;
procedimento;
importante
que
se
♦ É
conheçam os microorganismos
que
provavelmente
vão
♦ Orientar o paciente a realizar
contaminar
a
ferida
cirúrgica
e
exercícios respiratórios;
sua sensibilidade ao antibiótico;
capote,
♦ Retirar curativo cirúrgico após
♦ Administrar o antibiótico em
24 horas e não cobrir.
♦ Fazer degermação das mãos com
tempo apropriado, antes do
♦ Fazer tricotomia apenas se
PVP-I degermante usando escovas
início da cirurgia na indução
necessário 2 horas antes do
de cerdas macias, atingindo dorso
anestésica;
procedimento, por tonsura ou
poda dos pêlos;
das mãos, espaços interdigitais,
leitos subungueal, estendendo-se
até antebraços e cotovelos;
♦ Em caso de indicação de
antibióticoprofilaxia
não
estender a profilaxia por mais
de 48 horas;
♦ Encaminhar o paciente ao
banho de aspersão. Usar ♦ Fazer degermação
da pele do
sabão comum.
campo operatório, lavando-o com
PVP-I degermante, enxaguar com
solução fisiológica a 0,9% e secar
♦ Em caso de cirurgias que
com gaze ou compressa estéril;
requeiram próteses utilizar
sabão anti-séptico no banho
do paciente.
♦ Fazer anti-sepsia da pele do campo
operatório com solução alcoólica de
PVP-I.
♦ Os
benefícios
da
antibioticoprofilaxia devem ser
maiores do que o risco.
♦ A clorhexidine poderá ser usada em
caso de alergia ao iodo.
29
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO RESPIRATÓRIA
MANIPULAÇÃO DE
EQUIPAMENTOS
CUIDADOS NA ASPIRAÇÃO
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO
CRUZADA
PREVENÇÃO DE
PNEUMONIA ENDÓGENA
♦ Lavar as mãos antes e depois ♦ Lavar as mãos antes e depois ♦ Lavar as mãos após contato ♦ Interromper
a
nutrição
da manipulação;
do procedimento;
com
mucosas,
secreções
enteral
e
remover
objetos contaminados, mesmo
dispositivos o mais precoce
usando luvas;
possível;
♦ Fazer troca do circuito do ♦ Usar máscara durante o
respirador semanalmente.
procedimento;
♦ Usar luvas para manusear ♦ Manter cabeceira do leito
objetos
contaminados
e
elevada (30 - 45º);
secreções;
♦ Drenar e descartar qualquer ♦ Usar luva estéril;
líquido
condensado
e
acumulado nos tubos de ♦ Usar cateter estéril de uso
♦ Verificar rotineiramente a
ventiladores mecânicos.
Usar
capote
quando
se
posição da sonda enteral;
♦
único;
antecipar a possibilidade de
sujar-se
com
secreções ♦ Avaliar
a
motilidade
♦ Usar somente líquido estéril
respiratórias de um paciente e
intestinal;
de uso único para remover
trocar o capote antes de ter
secreções de cateter de
contato com outro paciente.
♦ Usar agente para profilaxia
aspiração;
de úlcera de estase se
necessário.
♦ Trocar o látex de aspiração de
um paciente para outro
(deverão ser substituídos a
cada 12 horas por outro
esterilizado).
30
ORIENTAÇÃO PARA CONTROLE DE MRSA
PRECAUÇÕES
⇒
DESCOLONIZAÇÃO
Isolamento técnico:
♦ Somente
♦ A mais importante medida de controle ao
MRSA, é a lavagem das mãos .
♦ Staphylococcus
maior
de
MRSA,
doença
para
oferece
o
risco
paciente
♦ O funcionário que for prestar cuidado ao
paciente deverá lavar as mãos antes e
depois de qualquer cuidado ao paciente,
avental
quando
for
realizar
procedimentos que exijam maior proximidade
com o paciente e luvas, que deverão ser
desprezados em sacos plásticos.
♦ Os artigos usados nos cuidados com o
ensacados
que ⇒ Deverão ser colhidos swab de nasofaringe
estejam em unidades coletivas (CTI, CTQ
e orofaringe apenas de pacientes que
e com alto índice de manipulação).
tiverem contato com outros portadores do
♦ O paciente deverá tomar banho diário
com
clorhexidine
durante
5
MRSA.
dias
em região das fossas nasais 3 vezes ao
e orofaringe de pacientes que venham
dia durante 5 dias.
transferidos de outras unidades de risco
♦ No 5º dia, interromper descolonização e
como: CTI, CTQ, hemodiálise e ortopedia
após 48 horas colher swab de controle,
ou tenham estado nessas unidades nos
caso
últimos 30 dias, no momento da internação
amostra
seja
com
identificação
positiva,
repetir
e de 7 (sete) em 7 (sete) dias durante toda
descolonização.
Observação: O paciente deverá ser
mantido em isolamento de contato até
paciente como : bacia, pinça, etc., deverão resultado da amostra.
ser
pacientes
consecutivos e usar pomada de muporicin ⇒ Deverão ser colhidos swab de nasofaringe
internado.
usar
descolonizar
OBSERVAÇÕES
e
encaminhados a central de material.
31
internação.
PREPARO DE NUTRIÇÃO PARENTERAL (NPT)
ÁREA FÍSICA, INSTALAÇÃO E
EQUIPAMENTOS
PREPARO DAS AMPOLAS
TÉCNICA DE PREPARO
Área física e instalações deverão estar em ♦ Retirar os frascos e ampolas das ♦
conformidade com a Portaria 272, de 8 de
embalagens externas, fora da área de
abril de 1998 do MS.
preparo;
♦
CAPELA DE FLUXO LAMINAR:
♦ Anotar os números de lotes dos
♦ Checar seu funcionamento a cada seis
componentes e correlatos;
meses, mediante testes de contagem de
partículas, velocidade do ar e avaliação
♦ Inspecionar os componentes materiais, ♦
do filtro HEPA ;
assegurando-se de que estes não
♦ Fazer limpeza com água e sabão
possuem defeitos;
seguida de fricção com álcool a 70% por
♦
30 segundos, antes e depois da
manipulação.
♦ Imergir as ampolas em álcool a 70% ;
♦ Fazer desinfecção dos frascos com álcool ♦
a 70% por fricção.
♦
♦
♦
CONTROLE
MICROBIOLÓGICO
Ligar a câmara de fluxo laminar 60 minutos ♦ Realizar
diariamente
em
antes do início da preparação;
amostras
com
quantidades
representativas dos volumes
preparados no período (√n+1) ;
Colocar todo material necessário na sala de
preparo, previamente descontaminado, e em
quantidade suficiente paro o preparo diário das
♦ As amostras para contra prova
soluções;
de cada NPT preparada, devem
ser
conservadas
sob
Proceder a degermação das mãos e antebraço
refrigeração (2 a 8°C), durante 7
com PVP-I degermante;
dias após seu prazo de validade;
Retirar agulhas, seringas e equipos de suas
embalagens no interior da capela de fluxo ♦ Fazer
novos
testes
laminar;
microbiológicos
quando
na
mudança da rotina de preparo
ou quando na suspeita de
Usar paramentação cirúrgica ( gorro, máscara,
contaminação;
capote, luva estéril e propés);
Inspecionar a solução nutritiva, identificando Testes requeridos:
incompatibilidade e presença de partículas.
Filtrar a solução antes do lacre se necessário;
♦ As amostras representativas,
deverão
ser
enviadas
ao
Rotular a solução com: nome completo e
laboratório de microbiologia para
número de registro do paciente, composição da
que os testes de esterilidade
NPT, data do preparo e assinatura do
possam ser efetuados;
farmacêutico, nome do médico solicitante, ♦ Controle
microbiológico
horário de início, término e velocidade de
ambiental por placa de contato.
gotejamento, data de validade da solução;
♦ Somente são válidas para fins
de avaliação microbiológicas as
Armazenar os frascos de NPT em refrigerador a
NPT nas suas embalagens
temperatura de 4°C, por 48 horas.
originais e invioladas ou suas
correspondentes amostras.
ROTINAS PARA O SERVIÇO DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA
SANITIZAÇÃO DE
ALIMENTOS
♦ Usar luvas, gorro, na preparação
LACTÁRIO
NUTRIÇÃO ENTERAL
BANCO DE LEITE
♦ Usar luva, gorro, máscara e propés em todo ♦ Usar luva estéril, máscara para boca e ♦ Não usar adereços;
e qualquer procedimento com alimentos;
nariz, gorro e propés;
32
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
de alimentos críticos (maionese, ♦ Não usar adereços;
cremes e molhos) e usar máscara ♦ Proceder lavagem das mãos e antebraços,
para nariz e boca na manipulação
com escovação das unhas com sabão
de alimentos prontos;
antisséptico;
♦ Limpar com água e sabão e fazer
desinfecção com álcool a 70% por fricção de
Não usar adereços;
toda superfície de trabalho antes e depois de
cada sessão de manipulação;
Proceder lavagem das mãos e
♦ Usar campo estéril para forrar as bancadas
antebraço;
que serão utilizados no preparo;
♦
Fazer limpeza com água e sabão e
Limpar com água e sabão todas
desinfecção com álcool a 70% de todas as
as superfícies e equipamentos;
embalagens e insumos, antes da entrada na
sala de manipulação;
Lavar com água e sabão as ♦ Mamadeiras após limpeza com água e
embalagens de leite antes de
sabão, deverão ser esterilizadas em
abrir o saco ou caixa de leite;
autoclave;
♦ Bicos de mamadeiras e aros após limpeza
Lavar
em
água
corrente,
com água e sabão deverão sofrer
verduras, legumes e frutas, e
desinfecção com hipoclorito de sódio a 1%
imergir em solução de hipoclorito
por 30 minutos, procedendo enxágüe
de sódio à 0,02% por 15 minutos;
abundante;
Obs: Caso não seja possível autoclavar as
Não utilizar tábuas de carne e formulações, deverão ser fervidos o leite e a
instrumentos
de
madeira, água por 20 minutos; o leite materno deverá
preferindo os de PVC que são de ser pasteurizado (aquecer a 62,5°C por 30
fácil limpeza;
minutos, e em seguida resfriar rapidamente à
temperatura de 5°C). Todos os utensílios
Colher amostras diárias das utilizados deverão ser submetidos a
preparações que deverão ser desinfecção com hipoclorito de sódio a 1%
guardadas por 3 dias em por 30 minutos.
refrigeração,
para
serem ♦ Colher amostras das fórmulas preparadas,
analisadas
em
caso
de
escolhidas ao acaso 1 vez por semana, para
toxinfecção.
controle microbiológico;
♦ Estocar em refrigerador a temperatura de 2 a
4°C, devendo ser realizado o controle de
temperatura e calibragem;
♦ Usar em 24 horas.
♦ Não usar adereços;
♦ Proceder lavagem das mãos e antebraços,
com sabão antisséptico;
♦ Limpar com água e sabão e fazer
desinfecção com álcool a 70% de toda
superfície de trabalho antes e depois de
cada sessão de manipulação;
♦ Limpar com água e sabão e fazer
desinfecção com álcool a 70% de todas as
embalagens e insumos de nutrição enteral
industrializada;
♦ Usar água potável ou fervida por 20
minutos;
♦ Seguir as recomendações do fabricante
quanto à conservação dos produtos
utilizados;
♦ Na administração intermitente - quantidade
prescrita para cada administração;
♦ Na
administração
contínua,
infundir
quantidades suficientes de acordo com as
seguintes
especificações:
fórmulas
artesanais
até
4
horas;
fórmulas
reconstituídas a partir do pó até 6 horas,
fórmulas industriais líquidas até 8 horas;
sistema fechado até 24 horas ;
♦ Colher aleatoriamente amostras para
avaliação microbiológica, no início e fim de
uma sessão de manipulação.
Obs: O tempo de estocagem deverá ser de
24 horas em refrigerador a temperatura de 2
a 8°C.
Na infusão de dieta por sonda, a mesma
não deve ficar mais de 4 horas no ambiente,
o recipiente que contém a dieta para
infusão deve ser trocado a cada 4 horas. As
preparações deverão ser acondicionadas
em recipientes estéreis e atóxicos.
33
♦ Lavar as mãos, antebraços e fazer a
escovação das unhas com sabão
antisséptico;
♦ Usar luvas para o procedimento de
ordenha;
♦ Após limpeza com água e sabão,
esterilizar em autoclave os frascos
para o acondicionamento do leite ;
♦ Fazer desinfecção com álcool a 70%
ou hipoclorito de sódio a 1 % de todos
os utensílios;
♦ A coleta deve ser conduzida de
acordo com
os procedimentos
técnicos e higiênicos sanitários
referente a operação e a doadora
deve ser previamente orientada sobre
tal procedimento;
♦ Pasteurizar o leite após a coleta , e
acondicionar em embalagem estéril;
♦ Colher aleatoriamente amostras para
avaliação microbiológica após a
pasteurização 1 vez por semana;
♦ Estocar o leite materno, em
refrigerador, freezer ou congelador
exclusivo, observando os períodos
aqui estabelecidos: no refrigerador
48hs, congelado 6 meses, liofilizado 1
ano;
♦ Doadoras e seus filhos devem ter seu
estado nutricional e de saúde,
controlados regularmente pela equipe
de saúde do banco de leite.
ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA
CUIDADOS COM EQUIPAMENTOS E UTENSÍLIOS
O QUE
QUANDO
COM QUE
COMO
♦ Instrumentais não cortantes
♦
Após o uso
♦ Água e sabão e esterilização (ver capítulo
♦ Limpeza mecânica e esterilizar
esterilização de material)
♦ Instrumentais de corte
♦
Após o uso
♦ Água e sabão e esterilização (ver capítulo
♦ Limpeza mecânica e esterilizar
esterilização de material)
♦ Óculos de proteção
♦
Após o uso
♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a 1%
♦
Após o uso
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou
hipoclorito sódio a 1%
♦ Pontas (alta rotação, micro motor, seringa
tríplice, ultra som e fotopolimerizador), ♦
placa de vidro e saca broca
Após o uso
♦ Água e sabão e álcool a
hipoclorito sódio a 1%
♦ Refletor e Rx
♦ Cuspideira
♦ Após o uso de cada paciente
♦ Obs.: Fazer limpeza semanal
desencrostante
♦ Bancadas
♦ Diariamente e sempre que necessário
♦
Cadeira
♦
com
♦ Diariamente e após contaminação
♦ Mocho
♦ Diariamente e após contaminação
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou
hipoclorito sódio a 1%
♦ Água e sabão,
álcool a 70% ou
hipoclorito sódio a 1%
Diariamente e após contaminação
♦ Equipo
70% ou
♦
Água e sabão, álcool a 70% ou
hipoclorito sódio a 1%
♦
Água e sabão e álcool a 70% ou
hipoclorito sódio a 1%
♦ Água e sabão
♦ Limpeza mecânica e expor por 30
minutos na solução.
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30
segundos com álcool a 70% ou expor
por 30 minutos em hipoclorito sódio a
1%.
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30
segundos com álcool a 70% ou expor
por 30 minutos em hipoclorito sódio a
1%.
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30
segundos com álcool a 70% ou expor
por 30 minutos em hipoclorito sódio a
1%.
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30
segundos com álcool a 70% ou expor
por 30 minutos em hipoclorito sódio a
1%.
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30
segundos com álcool a 70% ou expor
por 30 minutos em hipoclorito sódio a
1%.
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30
segundos com álcool a 70% ou expor
por 30 minutos em hipoclorito sódio a
1%.
♦ Limpeza mecânica
OBS: Realizar proteção da alça do refletor, botões de comando da cadeira, cabeça da unidade de RX, e pontas acima
descritas com folhas de PVC tipo rolopac ou magipac devendo ser trocada a cada paciente;
A Limpeza prévia é fundamental para uma boa esterilização, sugerindo-se dessa forma a utilização de escovação do
instrumental com escova de cerdas duras, retirando-se totalmente resíduos de dentina, cimento, sangue e materiais
oleosos.
34
ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA
OBSERVAÇÕES GERAIS:
• Álcool é contra indicado para utilização em borrachas, tubos plásticos e acrílicos por ressecá-los;
• Ao usar a caneta de alta rotação ou outras pontas refrigeradas, desprezar na cuspideira por 60 segundos o primeiro
jato do dia, antes do uso e por 30 segundos entre cada paciente a fim de expelir detritos sólidos ou líquidos
residuais. Embora muitos equipos possuam válvula anti-retrátil em suas linhas de água, que previnem a volta do
fluido para a alta rotação, este procedimento é indicado pois existe a possibilidade de falhas dessas válvulas;
• Revisar mensalmente a caneta de alta rotação;
• As brocas podem ser esterilizadas em estufa ou em glutaraldeído (ver capítulo de esterilização de material). Após
este período lavar com água destilada;
• A limpeza prévia é fundamental para uma boa esterilização, sugerindo-se dessa forma a utilização de escovação
do instrumental com escova de cerdas duras, retirando-se totalmente resíduos de dentina, cimento, sangue e
materiais oleosos;
• Utilizar sugadores descartáveis;
• As agulhas devem ser descartáveis, devendo ser desprezadas em recipientes de paredes rígidas, colocada próximo
ao local onde estão sendo utilizados os instrumentos;
• Os moldes e moldeiras devem ser descontaminados com agente químico antes de serem encaminhados ao
laboratório;
• Na utilização de isolamento absoluto os diques de borracha, devem ser descartáveis;
• Não tocar em objetos ou corpos estranhos ao trabalho clínico, que não estejam recobertas com filme de PVC, como
torneiras, puxadores de gavetas, telefone e etc;
• Material de biopsia deve ser colocado em solução de Formaldeído a 10% devendo-se ter o cuidado de não
contaminar o frasco externamente, o que deverá ser devidamente identificado e colocado em saco plástico para
transporte ao laboratório de patologia;
•
Os EPI, como luvas, gorro e máscara, deverão ser descartáveis e trocados a cada paciente (ver medidas de
precaução padrão).
35
ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA
CUIDADOS NA UTILIZAÇÃO DE MERCÚRIO:
• Acondicionar o mercúrio em recipientes hermeticamente fechados e inquebráveis;
• Executar todas as operações que envolvem mercúrio sobre superfícies impermeáveis e que possuam rebordos nas
extremidades, de forma a confinar e facilitar a recuperação do mercúrio ou amalgama derramados ou
desperdiçados;
• Preferencialmente usar amálgama em cápsula;
• Não tocar o amálgama com as mãos durante sua utilização;
• Restos de amalgama e mercúrio devem ser guardados em frasco hermeticamente fechado contendo água até jogálo no lixo. Cabe ressaltar que apesar de ser metal pesado, ainda não existe legislação brasileira para este descarte
e nenhuma forma de coleta seletiva deste lixo;
• Frascos com mercúrio e amalgamadores devem ficar distantes de fonte de calor, tais como: estufa, autoclave e ar
condicionado;
• Para remoção de restauração de amálgama usar refrigeração e suctor de saliva a fim de evitar deglutição de
material;
• Executar análises mercuriais uma vez por ano em todas as pessoas que trabalhem no consultório;
•
Dosar periodicamente o nível de vapor de mercúrio no ambiente de trabalho, lembrando que o nível máximo
permitido é de 0,05 mg/m3 de ar.
36
ROTINA PARA LAVANDERIA
COLETA
RECEPÇÃO E SEPARAÇÃO
♦ Usar EPI durante coleta (luva de ♦ Retirar a roupa do carro de coleta;
PVC cano longo, máscara
♦ Pesar os sacos de roupa;
respiratória, gorro, avental e
♦ Separar roupa de sujidade leve de
botas);
sujidade pesada;
♦ Pesar os lotes de roupa
♦ Jamais colocar roupa suja no
separadamente;
chão;
♦ Levar os lotes da roupa e material
necessário ao processo de
♦ Coletar a roupa suja em
lavagem até a lavadora.
horários que atendam as
necessidades das unidades de
internação;
♦ Substituir os sacos do hamper
OBS: Neste processo o funcionário
sempre que 2/3 de sua
deverá estar usando gorro,
capacidade estejam
máscara, avental, luvas e botas.
completados;
♦ Identificar a origem da roupa;
♦ Retirar o saco do hamper e
colocar em carro de coleta de
roupa suja exclusivo para esta
finalidade.
LAVAGEM
♦ Roupa com sujidade
leve
Seqüência da
operação:
Lavagem:
Alvejamento / desinfecção;
1° enxágüe;
2° enxágüe;
Acidulação;
Amaciamento / desinfecção.
♦
Após lavagem:
Fazer desinfecção da área
de separação e lavagem
após término das atividades;
Separar as roupas com
manchas (ver tipos de
manchas);
Colocar as roupas na
centrífuga,
distribuindo-as
uniformemente pelo tambor;
Separar a roupa para ser
colocada na secadora ou
calandra;
Retirar a roupa da secadora
ou calandra;
Dobrar a roupa;
Encaminhar a roupa a
rouparia para descanso de
no mínimo 24 horas.
OBSERVAÇÃO:
1 - A contagem de roupa suja só
deverá ser feita na lavanderia em
área destinada a recepção da
mesma.
1
- O carro de roupa suja
deverá ser de material rígido,
com tampa, lavável, não sendo
permitido sua utilização para
outro fim;
♦
DISTRIBUIÇÃO DE ROUPA LIMPA
♦ Distribuição de roupa limpa:
Roupa com sujidade Distribuir as roupas em horários que
pesada
seqüência
atendam as necessidades da unidade
de internação;
da operação:
Umectação
1° enxágüe;
2° enxágüe;
Pré-lavagem;
Alvejamento /desinfecção; Lavagem;
1° enxágüe;
2° enxágüe;
Acidulação;
Amaciamento/desinfecção.
OBS: Somente colocar na
secadora
roupas
como
colchas pesadas, tecidos
felpudos, roupa de vestir,
cobertores, peças pequenas
como máscara, bota, gorro
compressas e outros.
3 - Deverá ser feita a limpeza
com água e sabão e desinfecção
do carro de roupa suja com
hipoclorito de sódio a 1%.
LAVANDERIA – TIPOS DE MANCHAS
Entregar 2 mudas de roupa para cada
leito;
Fazer relação da roupa em estoque na
unidade de internação;
Afixar esta relação na prateleira da
unidade de internação.
♦
Óleo ou gordura – Remover com amido, talco ou giz em pó. Pode se retirada com detergente sintético, solventes inflamáveis(querosene, gasolina) e outros nãoinflamáveis (tetracloreto de bório, percloroetileno etc);
♦
Carvão e outros pigmentos coloridos – Removidos com detergente sintético;
♦
Ferrugem – Usar acidulantes ou removedores de ferrugem. Usa-se também ácido acético ou limão e sal em água corrente;
♦
Sais de prata, argirol e soluções fotográficas – Remover com solução de iodo a 3% e em seguida usar solução de tiosulfato de sódio, lavar e enxaguar o tecido
após o procedimento;
♦
Permanganato de potássio – Remover com solução de 1% de ácido oxálico;
♦
Tinta nankim ou tinta de marcar – De difícil remoção, em geral usa-se gordura e ácido oleico alternadamente, em várias aplicações, enxaguando a gordura com
solvente para limpeza a seco;
♦
Esmalte – Remover com acetona ou álcool (pode alterar a cor do tecido);
♦
Tinta esferográfica – Removida com ácido acético;
♦
Café – Removida com gelo;
♦
Graxa de sapato – Retirada com removedor solvente, como varsol, benzina ou gasolina;
♦
Mofo – Em tecidos brancos usar cloro, perborato de sódio ou água oxigenada. Também pode ser removida com álcool;
♦
Sangue – Removida através da pré-lavagem com água fria;
♦
Violeta de genciana – Utilizar solução de 7 g de biossulfito de sódio por litro de água ou uma solução de 3g de soda cáustica por litro de água.
Observações:
Na utilização de qualquer removedor é aconselhável que se faça uma prova em um pedaço de tecido;
uso de solventes, bem como a maioria dos removedores de manchas, requer precauções por serem inflamáveis, corrosivos ou tóxicos e
podem danificar os tecidos. Estes devem ser mantidos em frascos ou embalagens bem fechadas.
38
ACIDENTE COM MATERIAL BIOLÓGICO - PROFILAXIA PÓS EXPOSIÇÃO
AVALIAÇÃO DO RISCO DO ACIDENTE
♦
♦
♦
♦
♦
USO DE ANTI-RETROVIRAIS
Alto risco - Grande volume de sangue (acidente ♦
profundo com agulha de grande calibre que estava
previamente em veia ou artéria do paciente) e
sangue contendo concentração título de HIV ♦
(doença viral aguda ou estágio terminal) ;
♦
Risco aumentado - Grande volume de sangue ou
sangue contendo alta concentração de HIV;
♦
Sem risco aumentado - quando nenhum dos
critérios acima estão presentes;
♦
USO DE GAMAGLOBULINAS E VACINAÇÃO
PARA HEPATITE B
Exposição percutânea com alto risco - recomenda- ♦
se, AZT + 3 TC + Indinavir;
Exposição percutânea com
recomenda-se AZT + 3 TC;
risco aumentado -
Exposição percutânea sem risco aumentado oferecer AZT + 3 TC;
Exposição de membrana e mucosa - oferecer AZT
+ 3 TC;
♦
Pele - oferecer AZT + 3TC.
OBS: Outros fluídos que não seja sangue, não oferecer
Qualquer exposição a vírus concentrado ( como
os medicamentos. A profilaxia pós exposição deverá ser
cultura laboratorial) deve ser tratada como
iniciada preferencialmente 1 ou 2 horas após o acidente.
exposição percutânea de alto risco;
Esquema de tratamento:
♦
A sorologia para HIV deverá ser realizada no
♦ AZT - 200mg 3 vezes ao dia;
momento do acidente, 6 e 12 semanas após o
♦ 3TC - 150mg 2 vezes ao dia;
mesmo.
♦
Indinavir - 800mg 3 vezes ao dia.
♦
A profilaxia pós exposição deverá ser administrada
por um período de 4 semanas.
♦
Quando houver necessidade da profilaxia pós
exposição, o funcionário acidentado deverá realizar
os exames de transaminases, hemograma completo,
uréia e creatinina, devendo ser acompanhado por
um clínico.
39
Em profissional de saúde não vacinado, iniciar o
esquema de vacinação em 3 doses com intervalos de 2
meses entre uma dose e outra. Fazer dose única de
imunoglobulina hiperimune, de 0,06ml/kg, por via
intramuscular, em região de músculo deltóide ( a
aplicação em glúteo tem menor eficácia por ter menor
freqüência de detecção do anti-HBs), em caso da fonte
ser comprovadamente sorologicamente positiva para
HBV.
Em profissional de saúde vacinado com ou sem esquema
completo de vacinação, realizar exame anti-HBs para
avaliação de imunidade. Caso o profissional não
apresente níveis satisfatórios (≥ 10 mUI/ml), administrar
uma dose de imonoglobulina hiperimune e uma dose de
vacina.
A profilaxia precoce da imunoglobulina hiperimune (HBIG)
tem maior eficácia se aplicada dentro de 24 a 48 horas
após o acidente. Não há benefício comprovado na
utilização da HBIG após 1 semana do acidente.
A gravidez e a lactação não são contra-indicações para
utilização de vacinas.
Realizar sorologia para hepatite C do profissional
acidentado no momento do acidente e paciente-fonte.
Acompanhar o profissional acidentado caso investigação
sorológica do paciente-fonte seja positiva acompanhar o
profissional de saúde com realização de sorologia 6
meses após o acidente realização de sorologia (antiHCV).
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