West Nile Virus IgG DxSelect™

West Nile Virus IgG DxSelect™
(Deutsch)
Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA)
Produktbezeichnung EL0300G
Rev. K
Indirekter enzymgekoppelter Immunadsorptionstest für den qualitativen
Nachweis von IgG Antikörpern gegen das West-Nil-Virus in menschlichem
Serum
In-Vitro-Diagnostikum
ANWENDUNGSBEREICH
Der West-Nil-Virus IgG ELISA von Focus Diagnostics ist für den qualitativen Nachweis von IgG Antikörper gegen das West-Nil-Virus im menschlichen Serum
bestimmt. In Verbindung mit dem Focus Diagnostics West-Nil-Virus IgM Bindungs-ELISA, ist dieser Test als Hilfsmittel in der Labordiagnose bei Verdacht auf
Infektion mit dem West-Nil-Virus bei Personen mit Symptomen einer Meningoenzephalitis angezeigt. Positive Resultate müssen durch einen Neutralisationstest oder
nach den aktuellen Richtlinien der US-amerikanischen Centers of Disease Control (CDC) für die Diagnose von West-Nil-Enzephalitis bestätigt werden.1 Dieser Test ist
nicht für die Selbstdiagnose bestimmt, und er ist, nicht für die Testung von Blut- oder Plasmaspendern genehmigt worden. Die Leistungsmerkmale des Tests für
automatisierte Instrumente wurden nicht bestimmt.
Achtung: Es sind Kreuzreaktionen des IgG-Tests mit Proben, die Antikörper gegen das Zytomegalie-Virus (CMV) enthalten, festgestellt worden. Positive
Reaktionsbefunde müssen mit einem Hinweis auf die mögliche Kreuzreaktion mit CMV und Bunyaviren, z.B. dem LaCrosse-Virus, versehen werden.
ZUSAMMENFASSUNG UND ERLÄUTERUNG DES TESTVERFAHRENS Bei den meisten Personen, die mit dem West-Nil-Virus (WNV) infiziert sind, kommt
es nicht zu einem Ausbruch der Erkrankung. Experten schätzen, dass lediglich 20% der infizierten Personen West-Nil-Fieber entwickeln: schwache Symptome,
einschließlich Fieber, Kopfschmerzen und Körperschmerzen, gelegentlich mit Hautausschlag am Rumpf und geschwollenen Lymphdrüsen.2 Die Symptome der milden
Erkrankung dauern im Allgemeinen einige Tage. Ungefähr 1 aus 150 Infektionen mit dem West-Nil-Virus (< 1%) führt zu Meningitis oder Enzephalitis.2 Die Anzahl
von Todesfällen unter den Patienten, die während der lezten Ausbrüche hospitalisiert wurden, reichen von 4% bis 14%.3 Vorgerücktes Alter ist der wichtigste
Risikofaktor für Mortalität und Patienten, die älter als 70 Jahre sind, sind besonders gefährdet. Die Sterberate für das WNV entspricht der für das St. LouisEnzephalitis-Virus (SLE) und der für das Westliche-Equine-Enzephalitis (WEE) Virus (5–15%), ist aber niedriger als für das Östliche-Equine-Enzephalitis (EEE,
Eastern equine encephalitis) Virus (30–70%) und höher als für das LaCrosse (LAC) Virus (< 1%).4,5
WNV ist ein Arbovirus. Arboviren sind zoonotisch und werden durch komplexe Lebenszyklen übertragen, die einen Vertebraten (z.B. Vögel) und einen Arthropoden
(z.B. Stechmücken) einbeziehen.3 Menschen und Haustiere können eine klinische Krankheit entwickeln, sind aber normalerweise "Sackgassen"-Wirte, da sie keine
gravierende Virämie entwickeln. Infektionen werden sehr selten von Person zu Person übertragen. Arbovirusinfektionen können durch zwei entscheidende Maßnahmen
verhindert werden: persönliche Schutzmaßnahmen, die den Kontakt mit Stechmücken verringern, und öffentliche Gesundheitsmaßnahmen, die die Population von
infizierten Stechmücken reduzieren.2
WNV kann nachgewiesen werden, indem man den Organismus kultiviert oder indem man die virale Nukleinsäure in der zerebrospinalen Flüssigkeit, im Gewebe, im
Blut oder in anderen Körperflüssigkeiten nachweist. Obgleich eine positive Kultur oder ein positiver Test zum Nachweis der Nukleinsäure in hohem Grade spezifisch
sind, lehnen Experten ihren Gebrauch im Standardnachweis wegen ihrer begrenzten Sensitivität ab.2
Obgleich der Antikörpernachweis einer menschlichen Infektion mit WNV nicht abschließend oder systematisch untersucht worden ist, sind laut CDC folgende
Annahmen angemessen, welche auf umfangreicher Erfahrung mit anderen Flaviviren oder Erkenntnissen aus empirischen Beobachtungen, die während der Epidemien
in den USA in den Jahren 1999 und 2000 gesammelt wurden, beruhen,:


IgG-Antikörper im Serum: Drei Wochen nach einer Infektion (häufig früher), sollten praktisch alle infizierten Personen über 500 Tage oder länger IgGSerumantikörper gegen das WNV im enzymatischen Immuntest (EIA, enzymatic immunoassay) aufweisen.6
IgM-Antikörper im Serum: Am achten Tag der Infektion, weist eine breite Mehrheit der angesteckten Personen nachweisbare IgM-Serumantikörper gegen das
WNV auf; in den meisten Fällen sind diese mindestens 1-2 Monate lang nach Beginn der Erkrankung nachweisbar; in einigen Fällen sogar über 500 Tage oder
länger.6
Es ist bekannt, dass bei Personen, die gegen Flaviviren (z.B. Gelbfieber, japanische Enzephalitis, Dandyfieber) geimpft wurden, bei Personen, die mit anderen
Flaviviren infiziert sind und bei Personen, die früher mit WNV infiziert wurden, positive Resultate auftreten können. Da nahverwandte Arboviren serologische
Kreuzreaktionen zeigen, kann es für die Epidemiologie ggf. erforderlich sein, das infizierende Virus zu bestimmen, indem ein Plaque-Reduktions-Neutralisations-Test
mit einer angemessenen Auswahl nah verwandter Flaviviren durchführt wird.
TESTPRINZIP
Im West-Nil-Virus IgG ELISA Test von Focus Diagnostics sind Reaktionskavitäten aus Polystyren mit rekombinantem West-Nil-Virusantigen beschichtet. Verdünnte
Serumproben und - kontrollen werden in den Kavitäten inkubiert, um Anti-WNV IgG-Antikörper (falls in der Probe vorhanden) mit dem Antigen reagieren zu lassen.
Unspezifische Reaktionsagenzien werden durch Waschen entfernt und es wird Peroxidase-konjugiertes Anti-Human-IgG zugegeben, welches mit dem an das Antigen
gebundene Human-IgG reagiert. Überschüssiges Konjugat wird durch Waschen entfernt. Es werden Enzymsubstrat und -chromogen zugefügt, so dass die Farbreaktion
stattfinden kann. Nachdem das Stop Reagenz zugefügt worden ist, wird die resultierende Farbänderung durch eine spektrophotometrische Messung der optischen
Dichte (OD, optical density) quantitativ bestimmt. Die Messwerte für die optische Dichte der Proben werden mit den Referenz-OD Grenzwerten verglichen, um die
Ergebnisse zu bestimmen.
FOCUS Diagnostics
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MITGELIEFERTES MATERIAL
IgG Antigen-Kavitäten, 96 Stück
REF
EL0351
Ag
IgG Antigen Wells, 96 wells
12 Streifen mit je acht Reaktionskavitäten aus Polystyren auf einem Rahmen. Jede Kavität ist mit rekombinantem West-Nil-Virus Antigen beschichtet. Zum
kosteneffektiven Gebrauch kann jeder Streifen in einzelne Kavitäten aufgeteilt werden. Um Kondensation zu vermeiden, die Antigenstreifen vor dem Öffnen der
verschlossenen Packung Raumtemperatur annehmen lassen.
IgG-Konjugat, 16 ml
REF
EL0304
CONJ
IgG
IgG Conjugate, 16 mL
Eine Flasche mit affinitätsgereinigtem und Peroxidase-gekoppeltem Ziege-Anti-Human-IgG (Fc Fragment-spezifisch). Enthält Protein, Puffer und
Konservierungsmittel.
Positivkontrolle, 0,3ml
REF
EL0311
CONTROL 
Positive Control, 0.3 mL
Ein Fläschchen mit Humanserum. Enthält 0,1% Natriumazid als Konservierungsmittel. Vor Gebrauch verdünnen (siehe unten, Vorbereitung der Proben, Kontrollen
und Kalibrator).
Negativkontrolle, 0,3ml
Negative Control, 0.3 mL
REF
EL0312
CONTROL

Ein Fläschchen mit Humanserum. Enthält 0,1% Natriumazid als Konservierungsmittel. Vor Gebrauch verdünnen (siehe unten, Vorbereitung der Proben, Kontrollen
und Kalibrator).
Cutoff-Kalibrator, 0,3ml
Cut-Off Calibrator, 0.3 mL
REF
EL0306
CONTROL CAL
Ein Fläschchen mit Humanserum. Enthält 0,1% Natriumazid als Konservierungsmittel. Vor Gebrauch verdünnen (siehe unten, Vorbereitung der Proben, Kontrollen
und Kalibrator).
Probenverdünnungsmittel, 100ml
Sample Diluent, 100 mL
Eine Flasche mit PBS, das Protein, Tensid, und Konservierungsmittel enthält.
REF
EL1608
DIL
SPE
10X Waschpuffer, 100ml
10X Wash Buffer, 100 mL
Eine Flasche Tensid in PBS mit Konservierungsmitteln. Stellen Sie vor dem Gebrauch eine 1X Waschpufferlösung her.
REF
EL0405
BUF
WASH
Um die 1X Waschpufferlösung herzustellen, mischen Sie 100ml 10X Waschpuffer mit 900 ml destilliertem (oder entionisiertem) Wasser und spülen Sie alle Kristalle
aus. Benutzen Sie zur Herstellung des Waschpuffers nur ultrareines Wasser. Es wurde beobachtet das einige Chargen von entionisiertem Wasser Stoffe enthalten,
die den Test behindern können. Schwenken Sie die Lösung, bis sich alle Kristalle aufgelöst haben.
Substratreagenz, 16 ml
Substrate Reagent, 16 mL
REF
EL0009
SUBS
TMB
Eine Flasche Tetramethylbenzidin (TMB) und Wasserstoffperoxid in Puffer. Das Substrat-Reagenz kann sich hellblau färben, wenn es kalt gelagert wird, nach
Erwärmung auf Raumtemperatur sollte es allerdings wieder ein helles Goldgelb annehmen. Dunkelblaue Färbung zeigt eine Verunreinigung mit Peroxidase an; Ist dies
der Fall, muss eine frische Flasche benutzt werden.
Stop Reagenz, 16 ml
Stop Reagent, 16 ml
Eine Flasche 1M Schwefelsäure.
Abdeckfolie
Zwei Bögen Abdeckfolie.
ERFORDERLICHES, JEDOCH NICHT MITGELIEFERTES MATERIAL
1.
Destilliertes oder entionisiertem Wasser
2.
250 oder 500 ml Waschflasche oder ein automatisiertes EIA-Plattenwaschgerät
3.
1 l -Eichzylinder
4.
12 x 75 mm Teströhrchen aus Borosilikatglass oder ein gleichwertiges Produkt
5.
10 l und 100 l Pipettierer mit Einwegspitzen
6.
1 ml Pipette oder Dispensierer
7.
5 ml Pipette
8.
Stoppuhr
9.
Papiertücher oder saugfähiges Papier
10. Laborabfluss
11. Vortexmixer oder gleichwertiges Produkt
12. ELISA-Plattenspektrophotometer, Wellenlänge = 450 nm
REF
EL0105
SOLN
STOP
FOCUS Diagnostics
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HALTBARKEIT UND HANDHABUNG
1.
Die Kits und Kitreagenzien sind bei Lagerung bei 2 bis 8°C bis zum Ende des Monats des aufgedrucktem Verfallsdatums stabil.
2.
Benutzen Sie keine Testkits oder –reagenzien nach Ablauf ihres Verfallsdatums.
3.
Schützen Sie die Reagenzien während der Lagerung und der Inkubation vor starkem Licht.
4.
Lassen Sie die Reagenzien vor Gebrauch Raumtemperatur annehmen.
WARNUNGEN UND VORSICHTSMASSNAHMEN
1.
Dieses Kit ist nur für den Gebrauch in der in-vitro-Diagnostik bestimmt.
2.
Alle Blutprodukte sind als möglicherweise infektiös zu behandeln. Das Ausgangsmaterial dieser Produkte (einschließlich der Kontrollen) ist nach FDA-Methoden
auf Hepatitis B Oberflächenantigen, Hepatitis C Antigen und HIV-1/2 (AIDS) Antikörper geprüft und negativ getestet worden. Da jedoch keine der bekannten
Testmethoden eine 100% Garantie bietet, dass Produkte aus menschlichem Blut, diese oder andere ansteckende Agenzien nicht übertragen, sollten alle Kontrollen,
Serumproben und Geräte, die in Kontakt mit diesen Proben kommen, als potenziell infektiös angesehen und entsprechend den Vorkehrungen für infektiöses
Material dekontaminiert oder entsorgt werden. Das CDC und die nationalen Gesundheitsinstitute empfehlen, dass potentiell ansteckende Agenzien der
Biosicherheitsstufe 2 entsprechend behandelt werden.7
3.
Die Antigen-Kavitäten sind mit rekombinantem West-Nil-Virusantigen beschichtet. Nach dem Zufügen der Patienten- oder Kontrollproben sind die Streifen als
potenziell infektiös anzusehen und entsprechend zu behandeln.
4.
Einige Reagenzien enthalten als antibakterielles Agens Natriumazid in einer Konzentration von 0,1%. Um die Anreicherung von explosiven Metallaziden in Bleiund Kupferleitungen zu verhindern, dürfen diese Reagenzien (siehe oben unter Geliefertes Material) nur verdünnt in die Abwasserleitungen gegeben und mit viel
Wasser nachgespült werden. Wenn möglich, sollten kupfer- und bleifreie Rohrsysteme verwendet werden. Von Zeit zu Zeit sollten die Abwasserleitungen mit
10%iger Natronlauge (VORSICHT: beizend) dekontaminiert werden; die Lauge dazu 10 Minuten einwirken lassen und dann mit viel Wasser nachspülen.
5.
Die Reagenzien nicht durch andere Kitchargen bzw. durch Produkte anderer Hersteller ersetzen oder damit mischen.
6.
Folgen Sie den Protokollen in dieser Beilage. Andere Inkubationszeiten oder –temperaturen als die angegeben, können zu falschen Ergbnissen führen.
7.
Kontaminationen zwischen verschiedenen Patientenproben können zu falschen Ergebnissen führen. Gehen Sie beim Zugeben der Patientenproben, beim
Behandeln der Streifen und beim Dekantieren sorgfältig vor, um das Vermischen von Seren in benachbarten Kavitäten auszuschließen.
8.
Bakterielle Kontamination der Serumproben oder Reagenzien kann zu falschen Ergebnissen führen. Befolgen Sie aseptische Techniken, um mikrobielle
Kontamination auszuschließen.
9.
Führen Sie den Test bei Raumtemperatur durch (etwa 20 bis 25C).
10. Befolgen Sie korrekte Pipettiertechniken, behalten Sie das Pipettiermuster bis zum Ende des Versuches bei, um optimale und reproduzierbare Werte
sicherzustellen.
11. Das Stop Reagenz enthält Schwefelsäure. Vermeiden Sie den Kontakt dieses Reagenz mit Haut und Augen. Im Falle eines Kontaktes mit viel Wasser abspülen.
12. Dieser Test darf nur mit Serum durchgeführt werden. Die Verwendung von Vollblut, Plasma oder anderen Probenarten ist nicht untersucht worden.
13. Natriumazid beeinträchtigt die Aktivität des Konjugates. Für die Zugabe des Konjugates müssen saubere Pipettenspitzen verwendet werden, so dass kein
Natriumazid aus anderen Reagenzien übertragen wird.
14. Hyperlipämische, hitzeinaktivierte, hämolysierte, ikterische und kontaminierte Seren dürfen nicht verwendet werden.
PROBENENTNAHME UND VORBEREITUNG
Für den Test werden Serumproben verwendet. Die Kompabilität des Tests mit anderen Probenarten wurde nicht untersucht. Die Leistungsmerkmale bei
hyperlipämischen, Hitze inaktivierten, hämolysierten, ikterischen und kontaminierten Seren sind nicht etabliert worden. Es ist nicht bekannt, ob solche Proben zu
falschen Ergebnissen führen.
Probenentnahme und Handhabung
Die Blutproben müssen aseptisch von qualifiziertem Personal mittels anerkannter Venenpunktionstechniken abgenommen werden. Lassen Sie die Blutproben bei
Raumtemperatur vor der Zentrifugation gerinnen. Überführen Sie das Serum zur Lagerung aseptisch in einen festschließenden, sterilen Behälter. Abgetrenntes Serum
sollte für nicht länger als 8 Stunden auf 22°C bleiben. Wenn der Test nicht innerhalb von 8 Stunden beendet wird, bewahren Sie die Probe gekühlt bei 2 bis 8°C auf.
Wird der Test nicht innerhalb von 48 Stunden beendet oder sollen die Proben versandt werden, müssen die Proben bei mindestens -20°C eingefroren werden.8 Die
Proben vor Gebrauch auftauen und gut mischen.
Vorbereitung der Proben, Kontrollen und Kalibratoren
Verdünnen Sie jede Probe, Kontrolle und den Kalibrator 1:101. Beispiel: Beschriften Sie die Röhrchen und geben Sie 1 ml Probenverdünnungsmittel hinzu. Fügen Sie
10 l Probe, Kontrolle oder des Kalibrator zu jedem entsprechenden Röhrchen mit 1 ml Probenverdünnungsmittel und mischen Sie mit dem Vortex.
DAS TESTVERFAHREN
Für Verfahren, die von den unten beschriebenen Verfahren abweichen, sind keine Leistungsmerkmale etabliert worden. Abweichende Verfahren, z.B. unterschiedliche
Zeiten, Volumen, Temperaturen oder andere Abweichungen, können unzulässige Resultate produzieren.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Bringen Sie alle Reagenzien vor Gebrauch auf Raumtemperatur. Nehmen Sie die Packungen mit den Antigen-Kavitäten aus dem Kühlschrank. Um Kondensation
zu vermeiden, lassen Sie die Streifen Raumtemperatur annehmen, bevor Sie die Folienpackung öffnen. Wenn nicht die ganze Platte verwendet werden soll, geben
Sie die unbenutzten Streifen in die Folienpackung mit Trockenmittel zurück und verschließen Sie sie. Bewahren Sie unbenutzte Antigen-Kavitäten bei 2 bis 8°C
auf. (Anmerkung: Bewahren Sie den Rahmen am Ende des Tests für den Gebrauch mit den restlichen Streifen auf.)
Füllen Sie die Kavitäten mit 1X Waschpufferlösung (siehe oben unter MITGELIEFERTES MATERIAL) und lassen Sie sie für 5 Minuten rehydrieren.
Dekantieren Sie die Antigen-Kavitäten (oder saugen Sie sie aus) und klopfen Sie kräftig, um den Waschpuffer zu entfernen. Legen Sie die geleerten AntigenKavitäten mit der Öffnung nach unten auf saubere Papiertücher oder auf saugfähiges Papier, um den restlichen Waschpuffer zu entfernen.
Geben Sie 100 µl des Probenverdünnungsmittels in die „Leerproben“-Kavitäten und 100 µl jeder verdünnten Probe, Kontrolle oder des Kalibrators (siehe oben,
Vorbereitung von Proben, Kontrollen und Kalibrator), in die entsprechenden Kavitäten. (Anmerkung: Für Läufe mit mehr als 48 Kavitäten wird empfohlen, 250
µl jeder verdünnten Probe zuvor in eine leere Mikrotiterplatte zu pipettieren, und zwar in die Kavität, die der Position auf der ELISA-Platte entspricht. Die
Proben können dann mit einem 100 µl 8 oder 12-Kanal Pipettierer effektiv in die Antigen-Kavitäten transferiert werden.)
Verschließen Sie die Platten mit abdichtendem Klebeband (oder geben Sie sie in eine feuchte Kammer) und inkubieren Sie sie für 60 ± 1 Minute bei
Raumtemperatur (20 bis 25C).
Entfernen Sie das Klebeband (oder nehmen Sie die Platten aus der feuchten Kavität) und leeren Sie den Inhalt der Kavitäten in einen Laborabfluss oder in einen
Abfallbehälter.
Füllen Sie jede Kavität vorsichtig mit 1X Waschpufferlösung aus der Waschflasche und leeren Sie dann den Inhalt in einen Ausguss oder in einen Abfallbehälter.
Wiederholen Sie den Waschschritt (Schritt 6) zweimal.
Klopfen Sie die Antigen-Kavitäten kräftig aus, um den Waschpuffer zu entfernen. Legen Sie die leeren Antigen-Kavitäten mit der Öffnung nach unten auf
saubere Papiertücher oder auf saugfähiges Papier, um den restlichen Waschpuffer zu entfernen.
Verteilen Sie mittels eines 100 µl 8 oder 12-Kanal Pipettierers 100 l Konjugat in alle Kavitäten.
FOCUS Diagnostics
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10. Verschließen Sie die Platten mit abdichtendem Klebeband (oder geben Sie sie in eine feuchte Kammer) und inkubieren Sie sie für 30 ± 1 Minuten bei
Raumtemperatur (20 bis 25C).
11. Wiederholen Sie die Waschschritte 5 bis 8.
12. Pipettieren Sie mittels eines 100 µl 8 oder 12-Kanal Pipettierers 100 l Substratreagenz in alle Kavitäten. Beginnen Sie die Zeitnahme der Inkubation, wenn Sie
das Substratreagenz in die erste Kavität geben. (Anmerkung: Das Substratreagenz niemals in das Gefäß geben, das für das Konjugat benutzt wurde.)
13. Inkubieren Sie 10 ± 1 Minuten lang bei Raumtemperatur (20 bis 25C).
14. Stoppen Sie die Reaktion, indem Sie mittels eines 100 µl 8 oder 12-Kanal Pipettierers in alle Kavitäten100 l Stop Reagenz geben. Fügen Sie das Stop Reagenz in
der gleichen Reihenfolge und im gleichen Rythmus zu wie das Substrat. In den Antikörper-positiven Kavitäten sollte sich die Farbe von Blau nach Gelb
verändern.
15. Wischen Sie die äußere Unterseite der Kavitäten vorsichtig mit einem Papiertuch ab, um Tropfen zu entfernen, die die Messung im Spekrophotometer
beeinträchtigen könnten. Nicht reiben, da sonst die optische Oberfläche der Kavitäten zerkratzt wird. (Hinweis: Große Blasen auf der Flüssigkeitsoberfläche
können die OD Messungen beeinflussen).
16. Messen Sie die Absorption jeder Kavität innerhalb einer Stunde nach Abschluss der Reaktion. Stellen Sie das Spektrophotometer auf eine Wellenlänge von 450
nm ein. Stellen Sie das Gerät mithilfe der Leerproben-Kavitäten (die nur Probenverdünner enthalten) auf Null oder korrigieren Sie alle ODs indem Sie die
Leerwert-ODs manuell subtrahieren.
IgG ELISA Durchführung (Kurzfassung)
1. Verdünnen der Proben 1:101 in Probenverdünnungsmittel
(z.B. 10 l + 1000 l).
2. Inkubieren der Kavitäten für 5 Minuten mit 1X Waschpuffer,
dekantieren.
3. 100 l der Proben für 60 Minuten, dekantieren.
4. Dreimal waschen.
5. 100 l des Konjugates für 30 Minuten, dekantieren.
6. Dreimal waschen.
7. 100 l der Substratreagenz für 10 Minuten.
8. 100 l der Stop Reagenz, messen bei  = 450 nm.
Einzelheiten siehe Abschnitt “ DAS TESTVERFAHREN ".
QUALITÄTSKONTROLLE
Jeder Plattendurchlauf (bzw. Tests von Streifen oder Kavitäten einer einzelnen Platte) muss den Cutoff-Kalibrator und die zwei Kontrollen enthalten. Werden mehrere
Platten auf einmal benuzt, muss jede Platte den Cutoff-Kalibrator und beide Kontrollen enthalten. Es wird empfohlen, dass alle Proben, Kontrollen und der CutoffKalibrator in doppelter Ausführung getestet werden, bis der Benutzer mit der Durchführung des Kits vertraut ist. Der Cutoff-Kalibrator sollte dabei zweimal mitgeführt
werden, insgesamt also in vierfacher Ausführung. Wenn einzelne Kavitäten benutzt werden, sollte der Cutoff-Kalibrator in dreifacher Ausführung mitgeführt werden.
Führen Sie für die Instrumentkalibrierung mindestens einen Leerprobe (nur Probenverdünnungsmittel) mit.
Der Cutoff-Kalibrator ist so eingestellt worden, dass der Unterschied zwischen negativen und positiven Seren optimal ist. Obgleich der Absorptionswert zwischen
Testläufen und Labors schwanken kann, muss der Mittelwert der Cutoff-Kalibrator- Kavität innerhalb von 0,100 bis 0,700 OD Einheiten liegen. Alle wiederholten
Cutoff-Kalibrator ODs sollten innerhalb von 0,10 Absorptionseinheiten des Mittelwerts liegen.
Ermitteln Sie die Resultate als Indexwerte im Verhältnis zum Cutoff-Kalibrator. Um die Indexwerte zu errechnen, dividieren Sie die Werte der optische Dichte (OD)
für die Proben und Kontrollen durch das Mittel der OD Werte für den Cutoff-Kalibrator.
1.
2.
Der Indexwert für die positivkontrolle sollte zwischen 1,5 und 3,5 liegen.
Der Indexwert für die negativkontrolle sollte niedriger als 0,8 sein.
Liegen die Ergebnisse für Kalibrator oder Kontrollen nicht innerhalb dieser Parameter, sollten die Testergebnisse für die Patientenproben als ungültig
verworfen und der Test wiederholt werden.
Die positiven und negativen Kontrollen dienen als Absicherung im Falle einer Qualitätsminderung der Reagenzien. Die positivkontrolle sollte nicht als Angabe für die
Präzision der Cutoff-Kalibrators herangezogen werden und stellt nur die Reagenzfunktionalität sicher. Qualitätskontrollanforderungen müssen in Übereinstimmung mit
allen staatlichen Bestimmungen und den Regelungen vor Ort durchgeführt werden. In den USA empfehlen die Aufsichtsbehörden, dass der Benutzer sich bezüglich der
angemessen Durchführung von Qualitätskontrollen (QC) auf die Dokumente NCCLS C24-A und 42 CFR 493.1256 bezieht.
AUSWERTUNG DER TESTERGEBNISSE
Um die Indexwerte zu errechnen, dividieren Sie die Probenwerte für die optische Dichte (OD) durch das Mittel der Absorptionswerte für den Cutoff-Kalibrator.
Die Größe des Indexwertes überhalb des Cutoff-Kalibrators zeigt nicht die gesamte Menge an vorhandenem Antikörper an.
Entwicklung des Grenzwertes. Der Cutoff-Wert in diesem Test wurde so entwickelt worden, dass die Spezifität der Ergebnisse etwas höher ist als die Sensitivität.
Dazu wurden 217 Seren aus 3 unterschiedlichen Serenpanels benutzt: 1) 136 Seren, die intern in einem WNV IgG ELISA positiv testeten (ein West-Nil IgG ELISA mit
einem nativen Antigen8,9); 2) 61 Seren, die in einem internen WNV IgG ELISA negativ testeten; und 3) 20 Blutproben von Blutspendern. Der Focus West-Nil IgG-Test
war positiv für 90,4% (122/135) der im internen WNV IgG ELISA positiven Proben, negativ für 100% (61/61) der im internen WNV IgG ELISA negativen Proben und
negativ für 100% (20/20) der Blutspenderproben.
FOCUS Diagnostics
IgG
Index
 1,50
< 1,50
und
 1,30
< 1,30
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Beurteilung (nur IgG-Ergebnis)
IgG Positiv. Ein Indexwert von  1,50 zeigt an, dass IgG Antikörper gegen das West-Nil-Virus erkannt wurden. Das Vorhandensein der IgG Antikörper
deutet darauf hin, dass der Patient mit dem West-Nil-Virus oder einem anderen Flavivirus infiziert war oder z.Z. infiziert (oder ausgesetzt) ist. Ein Patient
kann aufgrund vor Kreuzreaktionen gegen CMV und/oder Bunyaviren z.B. LAC IgG positiv getest werden. Positive Resultate müssen mit einem Hinweis
auf mögliche Kreuzreaktion mit CMV und/oder Bunyaviren versehen werden. Vor der Bestätigung der Diagnose müssen diese Erkrankungen
ausgeschlossen werden. IgG positive Resultate müssen durch einen Plaque-Reduktions-Neutralisations-Test, oder indem man die neuen CDC Richtlinien
für die Diagnose der West-Nil-Enzephalitis heranzieht, bestätigt werden.
Nicht eindeutig . Ein Indexwert von 1,30 und < 1,50 gilt als nicht eindeutiges Resultat. Es wird empfohlen, dass Proben mit nicht eindeutigen Resultaten
mit einer anderen Methode geprüft werden; oder dass dem Patienten zwei oder mehr Wochen später nochmals eine Probe abgenommen wird und nochmals
mit diesem Test getestet wird.
IgG Negativ. Ein Indexwert von < 1,30 zeigt an, dass keine IgG Antikörper gegen das West-Nil-Virus erkannt wurden. Das Nichtvorhandensein von IgG
Antikörpern deutet darauf hin, dass der Patient nicht mit West-Nil-Virus oder einem anderen Flavivirus infiziert war. Die Probe kann jedoch abgenommen
worden sein, bevor die Antikörper nachweisbar waren, oder der Patient kann immunsupprimiert sein. Bei Verdacht auf eine Infektion sollte 7-14 Tage
später eine weitere Probe abgenommen und getestet werden. Siehe CDC-Richtlinien für die Diagnose der West-Nil-Enzephalitis.
Liegen für dieselbe Probe auch die Ergebnisse aus dem Focus West-Nil IgM ELISA vor, sollte folgende Auswertung erfolgen:
IgM
Ergeb.
Pos
Neg
IgG
Ergeb.
Pos
Kombinierte Beurteilung (IgM & IgG Ergebnisse)
Der Patient war vor kurzem infiziert bzw. ist derzeit infiziert. Das Vorhandensein von IgM Antikörpern deutet darauf hin, dass der
Patient vor kurzem mit dem West-Nil-Virus oder einem anderen Flavivirus infiziert worden ist oder derzeit infiziert ist. Anti-WNV IgMAntikörper können jedoch über 500 Tage lang vorhanden sein.
Neg
Siehe obige Angaben für Anti-WNV IgM reaktive Ergebnisse.
Pos
Der Patient war mit dem WNV infiziert (bzw. war dem Virus ausgesetzt). Das Vorhandensein von IgG-Antikörpern ohne IgMAnitkörper deutet darauf hin dass der Patient zu einem früheren Zeitpunkt mit dem West-Nil-Virus oder einem anderen Flavivirus infiziert
bzw. diesen Viren ausgesetzt war.
Der Patient ist nicht mit dem WNV infiziert. Das Nichtvorhandensein von IgG und IgM Anitkörpern deutet darauf hin, dass der Patient
nicht mit dem West-Nil-Virus oder einem anderen Flavivirus infiziert bzw. diesen Viren ausgesetzt war.
Neg
EINSCHRÄNKUNGEN
1. Die Leistung dieses Assays für die allgemeine Bevölkerung wurde nicht bestimmt. Tests sollten nur an Patienten durchgeführt werden, die klinische Symptome
von Meningioenzephalitis zeigen.
2.
Die Leistung dieses Tests zum Ausschluß anderer Erkrankungen mit ähnlichen Symptomen, z.B. Herpes-simplex-Virus Enzephalitis, Enterovirus Enzephalitis,
bakterielle Menigitis, Enzephalitis nicht-infektiösen Ursprungs oder Enzephalitis nach einer Infektion wurde nicht bestimmt.
3.
Die Leistung dieses Tests für andere Proben außer Serum, für visuelle Ergebnisbestimmung(en) oder zur Überwachung der West-Nil-Virus Therapie wurde nicht
bestimmt.
4.
Alle Ergebnisse aus diesem Test und anderen serologischen Tests müssen unter Berücksichtigung der klinischen Vorgeschichte, der epidemiologischen Daten
und anderen Daten, die dem behandelnden Arzt zur Verfügung stehen, beurteilt werden. Positive Resultate müssen durch einen Neutralisationstests bestätigt
werden. Alternativ können die aktuellen CDC-Richtlinien für die Diagnose von West-Nil-Enzephalitis verwendet werden.1
5.
Die Prävalenz der Infektion beeinflußt den Aussagewert des Tests.
6.
Der Test kann für Personen positiv ausfallen, die z.Z. nicht mit dem West-Nil-Virus infiziert sind. Auf Grund der Kreuzreaktivität zwischen Flaviviren, können
Personen, die gegen andere Flaviviren geimpft wurden (z.B. das japanische Enzephalitis-Virus, das Dandyfiebervirus oder das Gelbfiebervirus) oder mit anderen
Flaviviruses infiziert sind, positiv testen. Diese Krankheiten und/oder Schutzimpfungen müssen vor Bestätigung der Diagnose ausgeschlossen werden.
7.
Der Test kann für Personen negativ ausfallen, die z.Z. mit dem West-Nil-Virus infiziert sind. Proben, die sehr früh nach der Infektion abgenommen werden,
weisen möglicherweise keine nachweisbaren Antikörper auf.
8.
Es ist Kreuzreaktivität mit einigen Proben beobachtet worden, die Antikörper gegen das Zytomegalovirus (CMV) und gegen Bunyaviren z.B. LAC enthalten.
Positive Resultate müssen mit einem Hinweis auf mögliche Kreuzreaktivität mit CMV und Bunyaviren z.B. LaCrosse-Virus versehen werden.
ERWARTETE WERTE
Die Prävalenz der West-Nil-Antikörper schwankt abhängig vom Alter, vom geographischen Ort, von der verwendeten Testmethode und von anderen Faktoren. Eine auf
kommunaler Ebene erfolgte, serologische Studie zur West-Nil-Infektion, die im Jahr 2000 in New York durchgeführt wurde, ergab, dass 0,2% (5/2433) der gesammten
getesteten Personen Antikörper aufwiesen, die auf eine kürzliche West-Nil-Infektion hinwiesen, und dass 1,1% (2/176) der Personen, die kürzlich über Kopfschmerzen
und Fieber klagten, Antikörper aufwiesen, die auf eine kürzliche West-Nil-Infektion hinwiesen.11 Zwei serologische Studien in den Jahren 1999 und 2000 in New York
City (NYC) ergaben, dass ungefähr 1 von 150 Infektionen (< 1%) zu Meningitis oder Enzephalitis führt. Die NYC Resultate stimmen mit einer serologischen Studie aus
dem Jahr 1996 in Rumänien in überein, derzufolge sich bei 1:140 bis 1:320 Infektionen eine Meningitis oder Enzephalitis ergibt.2
Prävalenz in Proben, die zuvor nicht auf Flaviviren getestet wurden (n=476)
Focus testete die Reaktivität mit 476 Proben, die wahrscheinlich aus Nordamerika stammen und im August 2003 zusammengestellt wurden. Die Proben sollten z.B. auf
andere ansteckende Krankheiten außer Flaviviren in einem klinischen Labor in Südkalifornien getestet werden. 63,7% der Proben stammten von Frauen, 34,9% von
Männern und 1,4% von Personen, deren Geschlecht nicht bekannt ist.
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West Nile Virus IgG DxSelect™Seite 6
IgG-Prävalenz in Proben, die zuvor nicht auf Flaviviren getestet wurden (n = 476)
Alter
Neg
n.eind.
Pos
% Positiv
95%CI
0 bis 9
20
0
4
16,7% (4/24)
4,7-37,4%
10 bis 19
25
2
2
6,9% (2/29)
0,9-22,8%
20 bis 29
63
4
3
4,3% (3/70)
0,9-12,0%
30 bis 39
76
1
5
6,1% (5/82)
2,0-13,7%
40 bis 49
69
1
8
10,3% (8/78)
4,5-19,2%
50 bis 59
47
1
3
5,9% (3/51)
1,2-16,2%
60 bis 69
32
1
6
15,4% (6/39)
5,9-30,5%
70 bis 79
28
1
5
14,7% (5/34)
5,0-31,1%
80+
15
1
2
11,1% (2/18)
1,4-34,7%
Unbekannt
41
2
8
15,7% (8/51)
7,0-28,6%
Gesamt
416
14
46
9,7% (46/476)
7,2-12,7%
SPEZIFISCHE LEISTUNGSDATEN Testort 1: Focus Reaktivität mit Enzephalitis/Meningitis-Patienten (n = 300)
Ein Labor des US-amerikanischen Gesundheitsamtes im Nordosten der USA bestimmte die Reaktivität des Tests an Enzephalitis/Meningitis-Patienten (n = 300). Bei
den Patienten bestand der Verdacht auf Virenenzephalites oder auf Virenmeningitis. Die Kriterien für Virenenzephalites waren: 1) Fieber; 2) veränderter Geisteszustand
und/oder andere Hinweise auf kortikalen Beeinträchtigung; und 3) CSF Pleozytose mit überwiegend Lymphozyten und/oder erhöhtem Protein und negativer Gramfärbung und kultur.12 Die Kriterien für Virenmenigitis waren: 1) Fieber; 2) Kopfschmerzen, steifer Nacken und/oder andere meningeale Zeichen; und 3) CSF Pleozytose
mit überwiegend Lymphozyten und/oder erhöhtem Protein und negativer Gram-färbung und Kultur.12 Die Seren wurden der Reihe nach beim Labor eingereicht,
archiviert und verdeckt. Die Bezugsmethoden waren ein CDC WNV IgG Bindungs-ELISA und ein Plaque-Reduktions-Neutralisation-Test (PRNT) für das West-NilVirus.
Von 300 Enzephalitis/Meningitis Patienten waren 37 Patienten definitiv positiv für West-Nil-Enzephalitis (Meningioenzephalitis Symptome, positiv im CDC WNV IgG
ELISA und positiv im WNV PRNT), 210 Patienten hatten Testresultate, die auf eine Infektion hinwiesen (CDC WNV IgG ELISA), und 53 Patienten waren nicht
klassifiziert, da die CDC WNV IgG ELISA Resultate nicht bestimmt werden konnten oder unklar waren. Der Focus IgG ELISA war positiv bei 97,3% (36/37) der
bestätigten positiven WNV Enzephalitispatienten (einschließlich eines unklaren Focus Ergebnisses, dass als negativ bewertet wurde). Von den 210 Patienten, die auf
eine Infektion hinweisende Testresultate hatten, wurden vier als vermutlich positiv für Flaviviren-Enzephalitis eingestuft (positiv im CDC WNV IgG Test, negativ im
PRNT), einer wurde als definitiv positiv für Dandyfieber eingestuft (positiv im CDC WNV IgG ELISA, positiv im PRNT für Dandyfieber), und 205 wurden als
vermutlich negative Patienten eingestuft (negativ im CDC WNV IgG ELISA). Der Focus IgG ELISA war positiv bei 100% (4/4) der vermutlich positiven WNV
Enzephalitispatienten und positiv bei dem definitiv positiven Dandyfieberpatienten. Der Focus IgG ELISA war negativ bei 99,0% (203/205) der vermutlich negativen
Patienten (einschließlich eines unklaren Focus Ergebnisses, dass als positiv bewertet wurde). Die 53 nicht klassifizierten Patienten wurden von den Berechnungen
ausgeschlossen.
Testort 1: Focus Reaktivität mit Enzephalitis/Meningitis Patienten (n = 300)*
Proben, die mit Referenztests
Focus WNV IgG ELISA Ergebnisse
eingestuft wurden
Neg n.eind. Pos Gesamt
%
Klinische Sensitivität (Enzephalitis0
1
36
37 97,3% (36/37)
oder Meningitissymptome, positiv im
95%CI 85,8-99,9%
CDC IgG ELISA und positiv im WNV
PRNT)
Übereinstimmung mit dem
203
1
6
210 Positiv†
vermutlichen Ergebnis des CDC IgG
100% (5/5)
ELISA
95%CI 47,8-100%
Negativ
99,0% (203/205)
95%CI 96,5-99,9%
* Unter Ausschluß von 53 CDC IgG ELISA Ergebnissen (49 unbestimmbare and 4 nicht eindeutige
Proben).
† Eine der vermutlich positiven Proben war positive im Dandyfieber PRNT und die 4 anderen
vermutlich positiven Proben waren negativ im WNV, Dandyfieber und SLE PRNT.
Testort 2: Focus Reaktivität mit WNV PRNT-positiven Proben (n = 75)
Ein klinisches Labor im mittlerem Westen der USA bestimmte die Reaktivität des Tests mit 75 Seren, die nach einem ELISA mit einem nativen Antigen gegen das
West-Nil-Virus positiv vorsortiert waren (durch Focus), und nach dem Plaque-Reduktions-Neutralisation-Test (PRNT) positiv für das West-Nil-Virus waren. Die Seren
wurden der Reihe nach beim Labor eingereicht, archiviert und verdeckt. Der Focus IgG ELISA war positiv bei 36,0% (27/75) der 75 PRNT positiven (4 unklare
Ergebnisse wurden als negativ bewertet) und negativ bei 44 Proben.
Testort 2: Focus Reaktivität mit WNV PRNT Positiven (n = 75)
Proben, die mit Referenztests
Focus WNV IgG ELISA Ergebnisse
eingestuft wurden
Neg n.eind. Pos Gesamt
%
Positive-Serologische Sensitivität
44
4
27
75
36,0% (27/75)
(positiv im WNV PRNT)
95%CI 25,2-92,3%
Testort 3: Focus Reaktivität mit West-Nil IFA-negativen Proben (n=157)
Ein klinisches Labor im Südwesten der USA bestimmte die Reaktivität mit 157 Proben, die im West-Nil IFA negativ waren.13 Der Focus IgG ELISA war negativ für
96,8% (152/157) der Proben, die im WNV IgG IFA negativ waren (einschließlich zwei unklaren Ergebnissen, die als positiv bewertet wurden) und positiv für drei
Proben.
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West Nile Virus IgG DxSelect™Seite 7
Testort 3: Focus Reaktivität mit West-Nil IFA-negativen Proben (n=157)
Focus WNV IgG ELISA Results
Proben, die mit Referenztests
eingestuft wurden
Neg n.eind. Pos Gesamt
%
Übereinstimmung mit voraussichtlich
152
2
3
157
95,6% (152/157)
negativen WNV IFA Proben
95% CI 91,1-98,2%
Studie vor Ort 4: Focus Reaktivität mit vermuteten Enzephalitis/Meningitis Patienten (n = 50)
Focus bestimmte die Reaktivität des Tests mit 50 Seren von Patienten, die Verdacht auf Enzephalitis/Meningitis hatten. Ein Labor des US-amerikanischen
Gesundheitsamtes lieferte die vorhandenen und verdeckten Seren. Eine Probe war definitiv positiv im West-Nil PRNT und die anderen 49 Proben waren vermutlich
negativ (CDC ELISA) für Arboviren, die in Nordamerika vorhanden sind (LAC, EEE, SLE und WNV). Der Focus IgG ELISA war negativ für 95,9% (47/49) der WNV
negativen Proben und positiv für die eine Probe, die definitiv positiv im West-Nil PRNT war.
Testort 4: Reaktivität mit vermuteten Enzephalitis/Meningitis Patienten (n = 50)
Focus WNV IgG ELISA Ergebnisse
Proben, die mit Referenztests
eingestuft wurden
%
Neg n.eind. Pos Gesamt
Serologische Sensitivität (Proben positiv
0
0
1
1
100% (1/1)
im CDC IgG ELISA und im WNV
95% CI NA
PRNT)
Übereinstimmung mit den
47
0
2
49
95,9% (47/49)
voraussichtlich-negativen Proben im
95% CI 86,0-99,5%
CDC IgG ELISA
Testort 4: Focus Reaktivität mit Proben für Tests, nicht auf Flaviviren (n = 476)
Focus bestimmte die Reaktivität des Tests mit 476 Proben, die wahrscheinlich aus Nordamerika stammen und im August 2003 zusammengestellt wurden. Die Proben
waren bei einem klinischen Labor in Südkalifornien für Tests (z.B., Test für andere ansteckende Krankheiten), nicht auf Flaviviren eingereicht worden. Positive
Proben wurden in einem CDC West-Nil IgG ELISA getestet. Der Focus West-Nil IgG ELISA war negativ für 96,8% (426/440) der CDC ELISA negativen Proben
(einschließlich 14 unklaren Focus-Ergebnissen, die als positiv bewertet wurden), und positiv für 100% (21/21) der CDC ELISA positiven Proben. Fünfzehn, im CDC
IgG ELISA unbestimmbare Proben wurden von den Leistungsberechungen ausgeschlossen.
Testort 4: Focus Reaktivität mit Proben für Tests nicht auf Flaviviren (n = 476)*
Proben, die mit Referenztests
Focus WNV IgG ELISA Ergebnisse
eingestuft wurden
Neg n.eind. Pos Gesamt
%
Übereinstimmung mit voraussichtlich0
0
21
21 100% (21/21)
positiven Proben im CDC IgG ELISA
95%CI 83,9-100%
Übereinstimmung mit voraussichtlich426
14
0
440 96,8% (426/440)
negativen Proben im CDC IgG ELISA
95% CI 94,7-98,3%
* Unter Ausschluss von 15 Proben, die im CDC IgG ELISA unbestimmbar waren.
Kreuzreaktivität
Focus (Testort 4) und ein Labor des US-amerikanischen Gesundheitsamtes im Nordosten der USA (Testort 1) bestimmten die Kreuzreaktivität des Tests mit Seren, die
sero-positiv für andere, eventuell kreuzregierende Pathogene waren (n = 75). Das Gesundheitsamt testete die SLE-positiven Seren und Focus testete die anderen Seren.
Die Seren waren archiviert und verdeckt. Die Ergebnisse sind in der Tabelle unten zusammengefaßt:
Focus Kreuzreaktivität
Proben, die mit Referenztests
eingestuft wurden
Dandyfiebervirus
(Sekundär-infektionen)
Japanisches Enzephalitisvirus
vor Ort
4
4
St. Louis Enzephalitisvirus
1
Gelbfiebervirus
4
Alphaviren (Sindbisvirus &
Östliches-Equine-Virus)
Bunyaviren (Jamestown Canyon &
LaCrosse)
Herpes simplex Virus, Typ 1
4
Epstein-Barr Virus
4
Zytomegalovirus
4
Echovirus/Poliovirus
4
Borrelia burgdorferi (LymeErkrankung)
4
1
4
Focus WNV IgG ELISA Ergebnisse
Neg n.eind. Pos Gesamt
% Positiv
1
0
19
20
95,0% (19/20)
95%CI 75,1-99,9%
14
3
3
20
30,0% (6/20)
95%CI 11,9-54,3%
9
1
11
21
57,1% (12/21)
95%CI 34,0-78,2%
11
4
5
20
45,0% (9/20)
95%CI 23,1-68,5%
15
0
2
17
11,8% (2/17)
95%CI 0,1-36,4%
12
2
1
15
20,0% (3/15)
95%CI 4,3-48,1%
55
0
5
60
8,3% (5/60)
95%CI 2,8-18,4%
11
0
1
12
8,3% (1/12)
95%CI 0,2-38,5%
16
0
4
20
20,0% (4/20)
95%CI 5,7-43,7%
18
1
1
20
10,0% (2/20)
95%CI 1,2-31,7%
17
1
2
20
15,0% (3/20)
95%CI 3,2-37,9%
Reproduzierbarkeit
Reproduzierbarkeitstudien wurden zur Reproduzierbarkeit zwischen unterschiedlichen Chargen, zur Reproduzierbarkeit zwischen unterschiedlichen Tests und im
gleichem Test und zur Reproduzierbarkeit in unterschiedlichen Labors durchgeführt. In jeder Studie wurden zwei Probensätze mit verdeckten Duplikaten verwendet.
Focus (Testort 4) bestimmte die Reproduzierbarkeit des Tests zwischen unterschiedlichen Chargen (Inter-Lot), indem fünf Proben an drei verschiedenen Tagen mit drei
verschiedenen Chargen getestet wurden. Für eine Charge wurden die Proben in dreifacher Ausführung und für die beiden anderen Chargen in doppelter Ausführung
getestet. Jede der drei Chargen hatte eine andere Antigencharge und eine andere Charge von Bindungskavitäten. Focus (Testort 4) bestimmte die Reproduzierbarkeit
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zwischen unterschiedlichen Tests und im gleichem Test (Inter/Intra-Test), indem sieben Proben in dreifacher Ausführung, einmal täglich, für drei Tage getestet wurden,
also insgesamt anhand von 63 Datenpunkten. Ein Labor des US-amerikanischen Gesundheitsamtes im Nordosten der USA (Testort 1), ein klinischen Labor im
mittleren Westen der USA. (Testort 2) und Focus (Testort 4) bestimmten die Reproduzierbarkeit des Tests in unterschiedlichen Labors (Inter-Lab). Jedes der drei
Labors prüfte sieben Proben in dreifacher Ausführung an drei unterschiedlichen Tagen.
Reproduzierbarkeit
Inter/Intra-Test
Inter-Lot
Inter-Lab
Index
Intra-Test Inter-Test
Index
Index
Index
Index
Mittel
%CV
%CV
Mittel
%CV
Mittel
%CV
G6*
0,23
12,2
18,2
0,30
13,1
0,32
11,6
G2*
0,29
21,2
17,3
0,34
7,5
0,35
22,5
G5
0,65
7,9
21,3
0,73
7,2
0,69
19,0
G7*
1,14
3,5
18,2
1,30
5,7
1,21
14,1
G1*
1,22
3,2
17,1
1,36
7,0
1,25
16,4
G4
2,44
1,0
16,2
2,79
4,1
2,47
12,8
G3
2,98
3,9
17,3
3,37
4,1
3,10
12,6
* Es existierten zwei Duplikatsätze (gleiche Probe, unterschiedlich markierte Identität): Bei G2 &
G6 bzw. G1 & G7 handelte es sich um Duplikate.
Probe
LITERATUR
1.
Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Epidemic/Epizootic West Nile Virus in the United States: Guidelines for Surveillance, Prevention and
Control. 3rd Ed. 2003. p. 25.
2.
Petersen LR, Marfin AA.West Nile virus: a primer for the clinician. Ann Intern Med. 2002 Aug 6;137(3):173-9.
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Campbell GL, Marfin AA, Lanciotti RS, Gubler DJ. West Nile virus. Lancet Infect Dis 2002 Sep;2(9):519-29.
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CDC. Information on Arboviral Encephalitides [online], 2001 July 13,. Einsehbar auf: http://www.cdc.gov/ncidod/dvbid
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CDC. Eastern Equine Encephalitis -- United States, 1989. Morb Mortal Wkly Rep. 1989 Sep 15;38(36):619-20, 625-6.
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Prince HE, Hogrefe WR. Detection of West Nile Virus (WNV)-Specific Immunoglobulin M in a Reference Laboratory Setting during the 2002 WNV Season in
the United States. Clin Diagn Lab Immunol. 2003 Sep;10(5):764-8.
10. Prince HE, and Hogrefe WR, Performance Characteristics of an In-House Assay System Used To Detect West Nile Virus (WNV)-Specific Immunoglobulin M
during the 2001 WNV Season in the United States. Clin Diagn Lab Immunol. 2003 Jan;10(1):177-9.
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Clin Pathol. 2003 Apr;119(4):508-15.
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Erstellungdatum: 16 Oktober 2012
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