Modulkatalog - Fachbereich Medizintechnik und Biotechnologie

Transcrição

Modulkatalog
für den Studiengang
Master Pharma-Biotechnologie
Gültig ab
05.10.2015
gemäß Studien- und Prüfungsordnung
Modulkatalog Master Pharma-Biotechnologie
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
Angewandte Pharmakologie/Toxikologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
Bioinstrumente
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .5
Biophysik 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7
Bioprozesssteuerung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9
Bioverfahrensentwicklung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 12
Bioverfahrenstechnik/Modellierung
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
Enzymtechnologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16
Gentechnik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18
GMP/Zulassungsverfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20
Masterarbeit . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22
Molekulare Medizin
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
Molekulare Testsysteme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26
Molekulare Zellbiologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 28
Niedermolekulare Pharmawirkstoffe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31
Protein Engineering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
Proteinanalytik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
Rekombinante Produkte . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
Version vom 10.3.2016
Seite 2
Angewandte Pharmakologie/Toxikologie
(Modulnummer MT.2.220)
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. Sibyll Pollok
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
3
Inhalt
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Grundlagen der Pharmakologie und Toxikologie
Arzneiformen und Applikationsarten
Spezielle Pharmakologie
Toxikologie wichtiger Organe und Organsysteme
Umweltchemikalien und deren Rückstände
Prinzipien der Risikoermittlung
Qualifikationsziele
– Verständnis über Grundlagen der Pharmakologie und Toxikologie als Voraussetzung des
–
–
Verständnisses von Schädigungsreaktionen im Menschen und als Ansatzpunkt der
Pharma-Entwicklung
Verständnis über pharmakologische Testsysteme und zur klinischen Prüfung von Arzneimitteln
Verständnis über wichtige Klassen von Medikamenten und deren Appplikationsformen
Lehr- und Lernformen
Vorlesung:
0
Übung:
3
Praktikum:
0
gesamt:
3
Vermittlungen von Grundkenntnissen und speziellen Kenntnissen in theoretischen Lehrveranstaltungen;
Vertiefung und Verknüpfung der erworbenen Wissenskomplexe in problemorientierten Seminaren.
Voraussetzungen/Vorkenntnisse
Grundlegende Kenntnisse Biologie und Biochemie.
Voraussetzungen für die Vergabe von ECTS Credits
Schriftliche Prüfungsleistung (90 min.)
Seite 3
Arbeitsaufwand (work load)
Präsenzstunden (h)
45
Selbststudium (h)
45
Gesamtzeitaufwand (h)
90
Lehrmaterialien
Abbildungen der Vorlesung als PDF-Dateien im Intranet
Literaturangaben
–
–
–
–
Lüllmann et al.: Taschenatlas der Pharmakologie, Thieme Verl., Stuttgart, 1994
Reichl: Taschenatlas der Toxikologie, Thieme Verl., Stuttgart, 1997
Nau et al.: Lebensmitteltoxikologie, Parey, Berlin, 2003
Meyers (Ed.): Pharmacology, Wiley-VCH, Weinheim, 2008
Verwendbarkeit des Modules
Master Pharma-Biotechnologie (Pflichtmodul) im 3. Semester
Seite 4
Bioinstrumente
Bioinstrumente
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. habil. Karl-Heinz Feller
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Inhalt des Moduls ist, die Studierenden in Vorlesungen, Übungen/Seminaren und in einem
Komplexpraktikum mit den Techniken und Verfahren der Herstellung sowie der Ansteuerungs- und
Messtechnik von Biochips/Biosensoren vertraut zu machen. In der Vorlesung Grundlagen
Mikrosystemtechnik (MST) werden die Grundlagen der Herstellung (Mikrolithographie), der
Signalerzeugung und Signaldetektion (incl. Mikrooptik) sowie des Aufbaus und der Wirkungsweise von
Biosensoren/Bioaktoren vermittelt.
In der Vorlesung molekulare Oberflächentechnik (mOFT) werden die verschiedenen Substrate für
Biochips/Biosensoren, Strukturierung, Oberflächenbehandlung und Beschichtung vermittelt. Das
Spezialseminar gibt zusammen mit der Projektarbeit den Studierenden die Möglichkeit, komplexe
Kenntnisse in der Konzipierung, im Aufbau und in der Testung eines Biosensors/Biochips umzusetzen.
Qualifikationsziele
Lehrziel ist die Vermittlung und praktische Umsetzung von Kenntnissen in der Konzipierung, Aufbau und
Testung von Biosensoren/Biochips. Die Studierenden arbeiten dazu in den praktischen Lehrabschnitten in
einem selbst zusammengesetzten Team zusammen.
Vorlesung:
3
Übung:
1
Praktikum:
1
gesamt:
5
Semesterarbeiten, Vorträge zur Konzeption
Kenntnisse der Chemie, Biologie, Labor- und Analysenmesstechnik, Bioprozess-MSR-Technik,
Umweltbiotechnologie, Bioinformatik 1, Bioverfahrenstechnik werden empfohlen.
Seite 5
Bioinstrumente
Schriftliche Prüfungsleistung (90 min.), Laborschein
Alternative Prüfungsleistung (schriftlicher Test 60 min.) in Vorlesung mOF (33%)
Präsenzstunden (h)
75
Selbststudium (h)
105
180
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript
Literaturangaben
– Köhler, M., Fritzsche, W.: Nanotechnology
– Harsanyi, G.: Sensors in Biomedical Applications
– Eggins, B. R.: Chemical Sensors and Biosensors
Seite 6
Biophysik 2
Biophysik 2
Modulkoordinator:
Prof. Dr. phil. nat. habil. Alfred H. Gitter
Semester:
SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Biophysik der
Berechnungen.
Zellen
und
Elektrophysiologie:
theoretisches
Grundwissen,
anwendungsnahe
Qualifikationsziele
Verständnis biophysikalischer Wirkungsprinzipien
pharma-biotechnologischer Anwendungen.
als
Grundlage
biomedizintechnischer
und
Vorlesung:
2
Übung:
0
Praktikum:
1
gesamt:
3
Seminaristische Vorlesung mit Diskussion und Übungsaufgaben; Praktikum im Labor Biophysik, hierzu
bewertete Versuchsprotokolle.
Referat
Präsenzstunden (h)
45
Selbststudium (h)
135
180
Seite 7
Biophysik 2
Lehrmaterialien
Skripte zur Vorlesung; Übungsaufgaben; ausführliche Versuchsanleitung
Literaturangaben
– Glaser, R.: Biophysik, Fischer Verlag, Jena, 1986
– Brown, B. H. et al.: Medical Physics and Biomedical Engineering, Institute of Physics Publishing,
–
Bristol, 1999
Nachtigall, W.: Biophysik, Springer Verlag, Berlin Heidelberg New York, 2002
Master Medizintechnik (Pflichtmodul) im 2. Semester
Seite 8
Bioprozesssteuerung
Bioprozesssteuerung
Modulkoordinator:
Prof. Dr.-Ing. Michael Pfaff
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Vorlesungen und Übungen:
Bioprozessmodellierung
– Kinetik, Hydrodynamik
– Modellbildung, Identifikation
– Parameterschätzung
Versuchsplanung
– Grundprinzip der modellbasierten Versuchsplanung
– Versuchsplanung zur Modelldiskriminierung
– Versuchsplanung zur Parameterschätzung
Modellbasierte Bioprozessoptimierung
–
–
–
–
Grundbegriffe Optimierung
math. Methoden für nichtlin. Optimierungsprobleme (Gradientenverfahren, gradienten-freie Verfahren)
Medienoptimierung
Substratdosierprofiloptimierung
Bioprozessüberwachung
– online-Zustandsschätzung (Software-Sensoren)
– Neuronale Netze als Zustandsbeobachter
– Methoden der Biomasseschätzung
Modellbasierte Bioprozessführung
– adaptive Regelung
– prädiktive Regelung
– Fuzzy- und Neuro-Fuzzy-Regelung
Regelbasierte Optimierungsmethoden
– Clusteranalyse von Bioprozessdaten
– Methoden der automatischen Regelgenerierung
– Regelbasierte Systeme
Modellbasierte Methoden der Stammoptimierung
– genetic network analysis
– metabolic flux analysis
Praktikum:
Seite 9
–
–
–
–
–
–
Bioprozesssteuerung
Bestimmung kinetischer Parameter aus Daten von Fed-Batch-Fermentationen
Ermittlung optimaler Substratdosierprofile für die Parameterschätzung und für die Prozessoptimierung
Aufstellen von Versuchsplänen für die Medienoptimierung
Schätzung der Biomassekonzentration aus Daten von Fed-Batch-Fermentationen
Simulation prädiktiver und adaptiver Regelungen
Fuzzy-Clusteranalyse von dynamischen Bioprozessdaten; Generierung von Regeln zur
Prozessoptimierung
Qualifikationsziele
Erwerb
eines
vertieften
Bioprozessoptimierungsmethoden.
Verständnisses
moderner
Bioprozessführungs-
und
Vorlesung:
2
Übung:
1
Praktikum:
2
gesamt:
5
Übungen mit voraus erteilten Aufgaben, die selbstständig zu lösen sind; Praktika mit Versuchsanleitung,
die die selbständige Durchführung und Auswertung der Praktikum-Versuche erlaubt.
Kenntnisse der Bioprozess-MSR-Technik werden empfohlen.
Präsenzstunden (h)
75
Selbststudium (h)
105
180
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript, Übungsaufgaben, Versuchsanleitungen
Literaturangaben
– Rehm, Reed: Biotechnology, Vol. 3 Bioprocessing, VCH, 1993
– Schügerl, K.: Bioreaction Engineering
Seite 10
Bioprozesssteuerung
Seite 11
Bioverfahrensentwicklung
Modulkoordinator:
N.N.
Semester:
WS und SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
2 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Vorlesung und Übung:
–
–
–
–
–
–
–
–
Einführung – Ziele und Methoden der Bioverfahrensentwicklung
Ebenen der Bioverfahrensentwicklung (Stamm, Nährmedium, Prozess, Markt)
Entwicklung von Produktionsstämmen durch klassische und gentechnische Methoden
Entwicklung von Fermentationsnährmedien
Entwicklung von Fermentations- und Aufarbeitungsverfahren
ökonomische Bewertung von Bioverfahren (Invest- und Betriebskosten, Profitabilität)
Strategien zur Entwicklung von Bioverfahren
mit gentechnisch veränderten Mikroorganismen
mit Antibiotikabildnern
mit eukaryontischen Zellen
Praxisbeispiele aus dem Naturstofftechnikum
•
•
•
Praktikum:
– Optimierung eines Antibiotika bildenden Stammes mit gentechnischen Methoden
– Durchführung einer Fermentation mit dem optimierten Stamm
– Produktisolierung und Produktanalytik
Qualifikationsziele
Vermittlung von Methoden zur Entwicklung von Produktionsverfahren in der Pharma-Biotechnologie.
Teil 1
Teil 2
Vorlesung:
1
0
Übung:
1
0
Praktikum:
0
2
gesamt:
2
2
Wissensvermittlung in Vorlesungen; Wissensvertiefung und -festigung in Übungen und Praktika.
Seite 12
Kenntnisse in Mikrobiologie, Gentechnik, Bioverfahrenstechnik, Bioprozess-MSR-Technik.
Präsenzstunden (h)
60
Selbststudium (h)
120
180
Lehrmaterialien
Skript und Übungsaufgaben
Literaturangaben
– Neway: Fermentation Process Development of Industrial Organisms Vol 4 (Bioprocess Technology),
–
–
Dekker, 1989
Storhas: Bioverfahrensentwicklung, Wiley-VCH, 2003
Calm: Process Development in Antibiotic Fermentations (Cambridge Studies in Biotechnology),
Cambridge University Press, 2008
Master Pharma-Biotechnologie (Pflichtmodul) im 1. und 2. Semester
Seite 13
Modulkoordinator:
Prof. Dr.-Ing. Ralph Berkholz
Semester:
SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
3
Inhalt
–
–
–
–
Gasaustausch
Fedbatch-Reaktor
Perfusionsreaktoren
Steriltechnik
Qualifikationsziele
Vermittlung von Methoden zur Modellierung und Simulation verfahrenstechnischer Prozesse in der
Pharma-Biotechnologie.
Vorlesung:
1
Übung:
0
Praktikum:
2
gesamt:
3
Wissensvermittlung in Vorlesungen; Wissensvertiefung und -festigung im Praktikum.
Kenntnisse Bioverfahrenstechnik und Programmierung.
Alternative Prüfungsleistung: Schriftlicher Test
Laborschein
Seite 14
Präsenzstunden (h)
45
Selbststudium (h)
45
90
Lehrmaterialien
Skript und Übungsaufgaben
Literaturangaben
– Muttzall: Einführung in die Fermentationstechnik, Behr, 1993
– Rehm, Reed: Biotechnology, Vol. 3 Bioprocessing, VCH, 1993
– Schügerl: Bioreaktionstechnik: Bioprozesse mit Mikroorganismen und Zellen, Birkhäuser, 1997
Seite 15
Enzymtechnologie
Enzymtechnologie
Modulkoordinator:
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Englisch
6
Inhalt
Lecture:
1. introduction
2. protein determinations and catalytic activity of enzymes
3. extraction and purification of enzymes
4. physicochemical properties of enzymes
5. mechanisms of catalysis
6. kinetics of enzymes
7. immobilization of enzymes
8. clinical and pharmaceutical application of enzymes
9. modifications of enzymes
10. ribozymes
Practical course:
Complex: enzymology
– Enzyme assays – pH-stat-technique (esterolysis catalysed by trypsin), chromogenic substrates
(BAPNA conversion catalysed by trypsin) and proteolysis (cleavage of hemoglobin catalysed by
trypsin), enzyme kinetics – km and Vmax estimations, coupling of trypsin to CNBr-activated Sepharose
– estimation of the bound trypsin, enzyme assays with the immobilised trypsin, comparison of the
kinetic constants of the soluble and the immobilised enzyme.
Complex: quantitative preparation of IgG from human blood
Affinity chromatography of IgG by Protein-A-Sepharose, proof of IgG by SDS-PAGE under nonreduced
conditions, immunoelectrophoresis, immunodiffusion and Western-Blot.
Qualifikationsziele
– Verständnis über grundlegende Methoden der Enzymbestimmungen, über Aufreinigung und
–
Charakterisierung von Enzymen, Untersuchungen zum Mechanismus der Enzymkatalyse und der
Kinetik dieses Vorganges
Verständnis zu Einsatzmöglichkeiten von Enzymen in der Medizin (Enzymersatztherapie) sowie zum
Einsatz von Enzymen in diagnostischen Testsystemen (enzyme immoassays, enzyme electrodes, dry
reagent analytical strips, dry reagent ELISA’s etc) und in der pharmazeutischen Industrie (Herstellung
von Aminosäuren, Peptiden, Antibiotika und Steroidhormonen) sowie ihrer Modifikation
(Immobilisierung) für den Einsatz in der Industrie
Seite 16
Enzymtechnologie
Vorlesung:
3
Übung:
0
Praktikum:
2
gesamt:
5
Vermittlungen von Grundkenntnissen und speziellen Kenntnissen in theoretischen Lehrveranstaltungen;
Vertiefung und Verknüpfung der erworbenen Wissenskomplexe aus der Biochemie in problemorientierten
Seminaren; praktische Arbeiten in Form eines Komplexpraktikums (1 Woche ganztägig).
Kenntnisse Biologie und Biochemie.
(Versuchsprotokolle und Testat zum Praktikum)
Präsenzstunden (h)
75
Selbststudium (h)
105
180
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript, Übungsserien
Literaturangaben
– Bommarius, Riedel: Biocatalysis, Wiley-VCH, 2004
– Bisswanger: Practical Enzymology, Wiley VCH, Weinheim, 2004
Seite 17
Gentechnik
Gentechnik
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. habil. Thomas Munder
Semester:
WS und SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
2 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Allgemeine Lehrziele:
Die Komplexität der Genome wird durch mono- und polycistronische Genstrukturen und ihre differenzielle
Expression sowie durch sich wiederholende Sequenzen und verschachtelte Gene bestimmt. Die
Isolierung eines pharmazeutisch-relevanten Gens und seine Klonierung sind Voraussetzung für die
Expression eines rekombinanten Produktes. Zur Konstruktion optimierter Wirts-Vektor-Systeme für
biotechnische Produktionsverfahren werden Informationen geliefert.
Vorlesung:
– Genstruktur und genetische Manipulation: Konstitutiver und induzierbarer Promotor, Enhancer,
Leserahmen, Klonierung von cDNA, Start- und Stop-Signale der Transkription
– Transkriptionskontrolle: Prinzip; RNA-Polymerase, Transkriptionsfaktoren
– Analyse genetischer Marker des Wirtes und von Vektoren zur Stabilisierung des
–
–
–
Expressions-Systems, wodurch eine optimale Herstellung eines rekombinanten Proteins im Bioreaktor
erfolgen kann
Genetischer Hintergrund bei unterschiedlichen Verfahren zur Herstellung rekombinanter Proteine, die
als Pharmaka genutzt werden
Übersicht über verschiedene genetische Strategien zur Isolierung und Charakterisierung von
Pharmaka
Suche von Genen, die in der Infektionsbiologie für Virulenzfaktoren kodieren und Targets für neue
Wirkstoffe darstellen (Deletionsanalyse)
Gentechnik-Praktikum (Projektarbeit):
Projekt zur Klonierung eines bakteriellen Gens (PCR-Produkt) sowie Selektion und Charakterisierung
rekombinanter Klone.
–
–
–
–
–
–
Isolierung von bakterieller chromosomaler DNA und Plasmiden
Auftrennung von DNA durch Gelelektrophorese
PCR
Restriktion, Ligation und Transformation
Southern-Blot Analyse
Sequenzierung
Qualifikationsziele
Aneignung umfangreicher theoretischer und praktischer Kenntnisse zur genetischen Manipulation von
Mikroorganismen.
Seite 18
Gentechnik
Teil 1
Teil 2
Vorlesung:
3
0
Übung:
1
0
Praktikum:
0
2
gesamt:
4
2
Praktikum: Gruppenarbeit im Gen-Labor.
Grundlegende Kenntnisse in der Biochemie und Gentechnik.
Präsenzstunden (h)
90
Selbststudium (h)
90
180
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript und Versuchsanleitungen zum Praktikum als PDF-Datei im Intranet
Literaturangaben
– Dingermann, T.: Gentechnik/Biotechnik, Wiss. Verlagsgesellschaft mbH, Stuttgart, 1999
– Knippers, R.: Molekulare Genetik, Thieme, 2001
– Snustad, D. P.: Principles of Genetics, Wiley, 1999
Seite 19
GMP/Zulassungsverfahren
Modulkoordinator:
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
3
Inhalt
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
Qualitätsmanagement
Personal
Gebäude und Anlagen
Prozessausrüstung
Dokumentation und Aufzeichnung
Materialmanagement
Produktion und Inprozesskontrolle
Validierung
Änderungskontrolle
Rechtliche Verordnung zur Herstellung von Arzneimitteln
Zulassungsvoraussetzungen und Zulassungsverfahren von Arzneimitteln
Klinische Prüfung
Qualifikationsziele
Erwerb von Kenntnissen über GMP und Zulassung von Arzneimitteln.
Vorlesung:
2
Übung:
0
Praktikum:
0
gesamt:
2
Seite 20
Präsenzstunden (h)
30
Selbststudium (h)
60
90
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript
Literaturangaben
– N.N.: Good manufacturing practices, Vol. 4, European commission
– N.N.: Gesetz über den Verkehr mit Arzneimittel, BGBL. I. S.3586, 1998
Seite 21
Masterarbeit
Masterarbeit
Modulkoordinator:
N.N.
Semester:
SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
30
Inhalt
Siehe Prüfungsordnung.
Qualifikationsziele
Schriftlicher Nachweis über die Fähigkeit zur selbstständigen Bearbeitung einer Aufgabenstellung mit
wissenschaftlichen Arbeitstechniken. Präsentation und Vertretung der Ergebnisse gegenüber fachlicher
Kritik im Kolloquium.
Selbstständiges Bearbeiten einer Aufgabenstellung mit wissenschaftlichen Arbeitstechniken.
90 ECTS Credits. Erfolgreicher Abschluss aller vorangegangenen Module.
Masterarbeit (75 %) und Kolloquium/Verteidigung (25 %)
(Umfang ca. 80 Seiten, Bearbeitungszeit 3 Monate)
Näheres regelt die Prüfungsordnung.
Präsenzstunden (h)
0
Selbststudium (h)
900
900
Literaturangaben
Seite 22
Masterarbeit
Master Medizintechnik (Pflichtmodul) im 4. Semester
Seite 23
Molekulare Medizin
Molekulare Medizin
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. habil. Michael Meyer
Semester:
WS und SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
2 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Vorlesung Molekulare Medizin (2 SWS):
–
–
–
–
monogen bedingte genetische Defekte
multifaktorielle Krankheitsbilder (Herz-Kreislauf-Erkrankungen, altersassoziierte Erkrankungen u.a.)
Tumorerkrankungen
Pharmakogenomik
Problemseminar Molekulare Medizin (1 SWS):
Vertiefende Betrachtung der in der Vorlesung behandelten Krankheitsbilder und medizinischen
Phänomene im Zusammenhang mit angrenzenden Lehrgebieten wie der Biochemie, der molekularen
Zellbiologie, der Gentechnik und der angewandten Pharmakologie (rekombinante Produkte).
Praktikum Molekulare Medizin (2 SWS):
gegliedert in zwei Teile – bioinformatischer und experimenteller Teil:
1. Formulierung eines eigenen Versuchsprojektes: Auswahl eines geeigneten Krankheitsbildes, zu dem
aus Internet-basierten Datenbanken wichtige Informationen zur Klinik, zur Pathogenese, zur
Molekularpathologie und -genetik zusammengestellt werden; Übersicht über krankheitsrelevante
Mutationen und Polymorphismen im ausgewählten Gen; Nutzung der im Internet verfügbaren Tools
zur Formulierung eines experimentellen Ansatzes, um Sequenzvariationen (Mutationen bzw. SNPs)
nachzuweisen: Design von PCR-Primern, Analyse von Restriktionsschnittstellen, Kontrolle der
ausgewählten Primer-Sequenzen durch BLAST-Search;
2. Experimentelle Umsetzung des im bioinformatischen Teil ausgearbeiteten Projekts: Isolierung der
DNA aus Blut- und Gewebeproben; Einsatz der selbst ausgewählten Primer zur Amplifikation
bestimmter Genbereiche; Analyse der PCR-Produkte durch Restriktionsanalyse bzw.
DNA-Sequenzierung mit dem Ziel des diagnostischen Nachweises von Sequenzvariationen
entsprechend dem Versuchsprojekt. Nachweis von Längenvariationen von Genen
(Deletionsnachweis, VNTR).
Qualifikationsziele
– Vermittlung von Kenntnissen zur molekularen Pathogenese von wichtigen Krankheitsgruppen:
–
–
monogen bedingte genetische Defekte, multifaktoriell bedingte häufige Krankheitsbilder,
Tumorerkrankungen.
Entwicklung der Fähigkeit zum Erkennen wichtiger Zusammenhänge zum Krankheitsgeschehen und
zu therapeutischen Möglichkeiten und Ansätzen wie das Zusammenspiel von genetischen und
exogenen, erworbenen Risikofaktoren, die Identifikation von therapeutischen Zielstrukturen und
molekulare Wirkmechanismen von Pharmaka;
Einführung in die Pharmakogenomik als wichtiges Zukunftsfeld bei der Entwicklung neuer Pharmaka
und Therapiestrategien
Seite 24
Molekulare Medizin
Teil 1
Teil 2
Vorlesung:
2
0
Übung:
1
0
Praktikum:
0
2
gesamt:
3
2
Vermittlungen von Kenntnissen in der Vorlesung anhand ausgewählter Beispiele; Vertiefung der
erworbenen
Wissenskomplexe
und
Entwicklung
des
Verständnisses
der
Komplexität
molekularpathologischer Zusammenhänge unter Anknüpfung an relevante Kenntnisse aus anderen
Lehrgebieten in Seminaren; Übung der aktiven Wissensaneignung und selbständigen Problemlösung im
Rahmen von Seminarvorträgen zu ausgewählten Themen; praktische Arbeiten in Form eines
Projektpraktikums mit bioinformatischen und experimentellen gentechnischen Anteilen.
Grundkenntnisse in Biologie, Biochemie, Anatomie und Physiologie, Gentechnik, Molekulare Zellbiologie,
Bioinformatik.
(Klausur 80% im 1.Semester/ Laborschein und Alternative Prüfungsleistung (Referat 20%) im 2.Semester)
Präsenzstunden (h)
75
Selbststudium (h)
105
180
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript in Form von Foliensammlung; Internet-basierte Datenbanken und bioinformatische Tools
Literaturangaben
– Budecke, E.: Molekulare Medizin, Ecomed, 2002
– Kresina, Th. F.: An Introduction to Molecular Medicine and Gene Therapy, Wiley-Liss Inc., 2001
– Licino, Wong (Eds.): Pharmacogenomics, Wiley-VCH Verlag, 2002
Seite 25
Molekulare Testsysteme
Modulkoordinator:
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
3
Inhalt
Allgemeine Lehrziele:
Molekulare Grundlagen und Konstruktion von Bioinstrumenten für das Auffinden von molekularen
Wirkstoff-Targets und das Target-orientierte Screening von Wirkstoffen sowie für die Forschung,
Diagnostik und Therapie von Erkrankungen des Menschen.
Inhalt der Vorlesung:
– Suchstrategien für molekulare Targets mit Reporter-Genen; Konstruktion Target-orientierter
–
–
–
–
–
Testsysteme; Screening von Genbanken; Transkriptionsassays zur Bestimmung von Protein-DNAund Protein-Protein-Interaktionen (Ein-, Zwei- und Multihybridsysteme; Mating-Technologie;
Signal-weg- Assays)
Tandem Affinity Purification (TAP) zur Isolierung von Proteinkomplexen
Rekombinante Antikörper-Techniken (Formate, Generierung, Vektoren zur Klonierung und Selektion
von Antikörpern):Antikörperbibliotheken, “Phage display”, “Panning”“Selective Infective
Phagen-Technology” (SIP) Ribosomen-Display“Peptid On Plasmid”-Technologie, Attenuierte
Impfstoffe (“subunit vaccines”)Antikörper (AK) -Design: Maus-AK, AK-Chimäre
Bispezifische AK in der Tumortherapie und AK-Fusionsproteine
Microarray-Technologie (DNA-, RNA- und Protein-Arrays)
Diagnostik von Erbkrankheiten des Menschen auf der Grundlage von PCR und RFLP
Praktikum:
Klonierung und Expression pharmabiotechnologisch
Rekombination (GatewayTM Technologie)
relevanter
Gene
mittels
ortsspezifischer
Methoden:
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
PCR
Klonierung durch Rekombination (“one tube method“)
Transformation von Bakterien und Hefen
Proteinexpression
Proteinauftrennung im PAA Gel
Plasmidreinigung
Induktion der Proteinexpression
“Plasmid rescue“ aus Hefen
Affinitätschromatographie
Western-Blot-Analyse
Sequenzierung
Seite 26
Qualifikationsziele
Vermittlung darüber, was über die Fermentationstechnik hinaus, gegenwärtig unter dem Begriff
Pharma-Biotechnologie zu verstehen ist. Der biologische Teil zur Definition des Begriffs „Bioinstrumente“
wird an konkreten Beispielen sichtbar gemacht.
Vorlesung:
1
Übung:
0
Praktikum:
2
gesamt:
3
Praktikum: Experimente im Genlabor.
Kenntnisse aus den Grundlagen der Gentechnik.
Präsenzstunden (h)
45
Selbststudium (h)
45
90
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript und Versuchsanleitungen zum Praktikum als PDF-Datei im Intranet
Literaturangaben
– Knippers, R.: Molekulare Genetik, Thieme, 2001
– N.N.: Originalpublikationen
Seite 27
Molekulare Zellbiologie
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. Werner Reichardt
Semester:
WS und SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
2 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Vorlesung:
Engineering höherer Zellen zur
1. Produktherstellung
2. molekularen Diagnostik und
3. Ausgangsmaterial für Gewebe-Technologie
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
Sterbliche und unsterbliche Zellen-Transformation
Stabilität und Erzeugung von Differenzierung – Stammzellen
Zellkommunikation – Praktische Messung von aktiven Signalübertragungsmolekülen und Wirkstoffen
Analyse des Transkriptoms und Proteoms in Zellkulturen
Molekulare Analyse und Manipulation des Zellzyklus
Molekulare Charakterisierung von Apoptose und Nekrose
Arbeiten mit Mutanten bei diploiden Zellen in Kultur
Molekulare Grundlagen der Differenzierung
Entwicklung von Geweben und Organismen
Möglichkeiten neuer therapeutischer Targets
Praktische Beispiele der Gewinnung und Kultivierung primärer humaner Zellen und ethische Probleme
Gesetzliche Grundlagen
Praktikum:
Das Praktikum ist als integriertes Praktikum mit dem Protein-Engineering konzipiert. Am biologisch
grundlegenden Vorgang der Endozytose werden der Einsatz von spezifischen Wirkstoffen und die
Aktindynamik studiert. Besondere Berücksichtigung findet das targeting und die Transfermöglichkeiten mit
Hilfe von Nanopartikeln. Das Praktikum Molekulare Zellbiologie schafft die Voraussetzung und Ergänzung
für den Einsatz von Engineering-Proteinen in der modernen Wirkstoffforschung. Die Experimente wurden
ausgearbeitet und praktisch durchgeführt in Kooperation mit dem Institut für Molekulare Zellbiologie
(Direktor Prof. Dr. R. Wetzker) und des onkologischen Labors der FSU (Leiter Dr. J. Clement). Zur
weiteren theoretischen und praktischen Unterstützung des Praktikums im Masterstudiengang durch das
Forschungszentrum für Molekulare Biomedizin und dem Onkologischen Forschungslabor am Klinikum der
FSU liegen jeweils Vertragsentwürfe vor, die bei Umsetzung ein höchstmögliches Niveau der künftigen
Ausbildung absichern.
Eine wichtige methodische Erweiterung des Praktikums für den Einsatz viraler Vektorsysteme ist seit
2002 geplant und kann erfolgen bei Realisierung der Sicherheitsstufe S2 im künftigen Labor in Halle 4.
Die notwendige Genehmigung der Arbeiten nach den Bestimmungen des Infektionsschutzgesetzes für
Prof. Reichardt durch das Voraussetzung gilt auch für die Transferreaktionen von
Protein-Engineering-Konstruktionen, die im Praktikum Protein-Engineering geplant sind.
Das Praktikum setzt die grundlegenden Kenntnisse aus der Bachelor-Ausbildung – Grundlegende
Techniken der Kultivierung von höheren Zellen – voraus. Der Aufbau eines zellulären Testsystems für
Wirkstoffe am Beispiel der Endozytose wird durchgeführt mit
Seite 28
1. adhärent wachsender Zellen (HBMEC) und
2. Suspensionszellen humaner Herkunft (U937)
Quantitative Messung von potentiellen Pharma-Wirkstoffen als
– Inhibitoren und Stimulatoren von spezifischen Signalmolekülen in zellulären Monitoring-Systemen
–
–
–
–
–
–
–
(Wortmannin, Tyrphostin PD98059)
Endozytose ferromagnetischer Nanopartikel
Einsatz dieser Technologie für Zell-Labelling und Transfer
Monitoring der Aktindynamik in aktivierten Zellen, Einsatz der Licht- und Fluoreszenz-Mikroskopie
Expression und Präparation des Rhotekin-GST-Bindeproteins
Quantitative Bestimmung der aktiven Form der Rho-GTPase im pull down-Assay nach Stimulierung
der Proliferation
Quantitative Auswertung im Western-Blot
Herstellung von retroviralen Transfektionskonstrukten, Anwendung von Packaging-Zelllinien
Qualifikationsziele
Das Fach vermittelt die neuen Möglichkeiten der Anwendung der molekularen Zellbiologie zur
Produktbildung bzw. molekularen Diagnostik und Therapie in der Biotechnologie.
Praktische Möglichkeiten der Gewinnung primärer Zellen und Darstellung ethischer Probleme sowie die
gesetzlichen Grundlagen zur Stammzellproblematik werden diskutiert. Weitere Inhalte praktischer
Ingenieursarbeit: Möglichkeiten der Entwicklung und quantitativen Messung von spezifischen Wirkstoffen
an molekularen Targets humaner Zellen, Stimulation und Ausrichtung der Zelldifferenzierung und weitere
Anwendungen in der modernen Gewebe-Technologie.
Das Praktikum führt zur Anwendung der in der Bachelorausbildung vermittelten grundsätzlichen
Techniken der Kultivierung adhärent wachsender Zellen und Suspensionszellen humaner Herkunft. Die
Wirkung von Inhibitoren und Stimulatoren von spezifischen Signalmolekülen wird am zellulären
Monitoring-System gemessen. Als Beispiel der modernen Verknüpfung des Protein-Engineering mit der
molekularen Zellbiologie werden die aktive und die inaktive Form der Rho-GTPase im pull down-Assay
quantitativ gemessen.
Teil 1
Teil 2
Vorlesung:
2
0
Übung:
1
0
Praktikum:
0
2
gesamt:
3
2
Kenntnisse aus den Grundlagen der Molekularen Zellbiologie.
(Klausur im WS, Laborschein im SS)
Seite 29
Präsenzstunden (h)
75
Selbststudium (h)
105
180
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript aus Intranet der EAH, Praktikumsanleitung aus Intranet der EAH, Sonderdruck
Literaturangaben
– Lodish, Baltimore, Berk, Zipurski, Matsudaira, Darnell: Molecular Cell Biology, 5th Ed., Sci. American
–
–
Books, 2004
Lindl, T.: Zellkultivierung
Wetzker, R., Rommel, C.: Phosphoinositide-3-kinase as targets for therapeutic intervention, Serono
Seite 30
Niedermolekulare Pharmawirkstoffe
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. Christina Schumann
Semester:
WS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Vorlesung:
Molekulare Grundlagen der Arzneistoffwirkung
– Protein-Ligand-Wechselwirkungen
– Optische Aktivität und biologische Wirkung
Wirkstoffdesign
– Methoden zur Leitstruktursuche
– Optimierung der Leitstruktur in Hinblick auf Bioverfügbarkeit, Selektivität und Wirkdauer
Herstellung und Wirkungsweise ausgewählter Wirkstoffklassen
–
–
–
–
–
Antibiotika
Hormonagonisten und -antagonisten
Enzyminhibitoren
Cytostatika
Immunsupressiva
Praktikum:
Innerhalb eines Komplexpraktikums wird die enzymatische sowie chemische Synthese eines
Peptidwirkstoffes sowie dessen Reinigung und analytische Charakterisierung (inkl. Bestimmung der
Enantiomerenreinheit) durchgeführt.
Qualifikationsziele
Kenntnisse über:
– Zusammenhänge zwischen chemischer Struktur und biologischer Wirkung,
– grundlegende molekulare Mechanismen der Arzneimittelwirkung und deren Anwendung bei der Suche
nach neuen Pharmawirkstoffen
– wichtige Wirkstoffklassen und Beispiele für therapeutische Anwendung
– Methoden der Herstellung niedermolekularer Pharmawirkstoffe
Seite 31
Vorlesung:
3
Übung:
0
Praktikum:
1
gesamt:
4
Vermittlung von theoretischen Kenntnissen in seminaristischer Vorlesung mit Übungen zur Vertiefung von
Wissenskomplexen und Verknüpfung mit Kenntnissen aus anderen Lehrgebieten; praktische Arbeiten in
Form eines Komplexpraktikums.
Kenntnisse Chemie und Biochemie, Technische Mikrobiologie/Bioprodukte.
Präsenzstunden (h)
60
Selbststudium (h)
120
180
Lehrmaterialien
Im Intranet Vorlesungsskript (Folien-Kopien als PDF-Dateien); Praktikumsanleitung
Literaturangaben
– Klebe: Wirkstoffdesign, Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, 2009
– Bommarius, Riedel: Biocatalysis, Wiley-VCH, 2004
– Sewald, Jakubke: Peptides: Chemistry and Biology, Wiley-VCH, 2009
Seite 32
Protein Engineering
Protein Engineering
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. Werner Reichardt
Semester:
WS und SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
2 Semester
Deutsch
6
Inhalt
Lecture:
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
Potential of biotechnological application of design proteins
Proteins as pharmaceutical product-advantages and problems of therapeutically used proteins
Function and construction of proteins
Structure of proteins, protein-topology, data banks of primary structure, biocomputing of secondary
and tertiary structures
Homology-modelling, 3D-Imaging with viewer programmes based on sequence data
Prediction of secondary structure elements and membrane-targeting domains
Evaluation of precision of biocomputing-structural programs
Properties of amino acids as principal units of protein engineering
Molecular interaction of secondary structure elements of proteins
Engineering of membrane proteins and receptors
Molecular interaction of proteins with DNA: HLH- and Zn-finger domains
Stability and denaturation, the problem of Prions
Engineering of functional protein folding domains (Rhotekin-GST-Binding protein as molecular tool)
Homology-modelling (superantigenes as example)
Engineering of protein vaccines (pertussis toxin)
Engineering of protein toxins as novel molecular tools (CNF1 and CNF-Y for cell signaling studies)
Planning and protocol for amino acid exchange, insertion and deletion at any locus in proteins incl.
special application of PCR-technology, primer-less methods
Post-translational modification as engineering problem
Protein targeting (antibodies etc.) and the current development of novel molecular therapies
Practical course Protein-Engineering:
All experiments were developed and performed under involvement of students in cooperation with the
Institute for Molecular Cell Biology (Director Prof. Dr. R. Wetzker) and partially with the pharmaceutical
company Serono (Geneve, Switzerland) and the Oncological Research Laboratory of the
Friedrich-Schiller-University (head Dr. J. Clement).
Using a novel therapeutic targeting protein, PI3Kinase, the full potential of protein engineering will be
demonstrated for pharmaceutical application. To illustrate this recent development all students will get a
copy of the paper: R. Wetzker und C. Rommel. Phosphoinositide 3-kinase as targets for therapeutic
intervention. Current Pharmaceutical Design 10, 1915-1922 (2004).
For further theoretical and practical support of the practical master courses contracts are planned between
the Forschungszentrum für Molekulare Biomedizin and the Onkologisches Forschungslabor am Klinikum
der FSU. They will enable the constant offer of the highest possible level in future education in this field of
biotechnology.
Practical course:
– 3D-imaging using PI3-Kinase as example: Labelling of the active center and of the protein-interaction
domain with the Ras-GTPase
Seite 33
Protein Engineering
– Sequence based modelling of secondary structures with computer programmes (PCGENE, DNAsis),
–
–
–
–
–
–
–
–
–
–
comparison of the prediction with X-ray structural data
Homology analysis with free internet programmes (preferably via ncbi des NIH), comparison of
alignments of superantigens with different programmes
Evaluation of the biocomputing structural programmes (Ras-GTPase, superantigen SPEC)
Expression constructs with the signalling molecule PI3-Kinase (human) for higher cells
Site-directed mutagenesis in the active center of the kinase (i. e. application of K/R-mutants)
Insertion of the membrane-anchoring motif CAAX as an example to manipulate membrane targeting
Expression-constructs functioning in human cells
Transfer of constructs in human target cells, protein engineering of cellular monitoring systems,
fluorescence monitoring with expression systems for YFP- und GFP-fusion proteins
Overexpression of the PI3-Kinase WT/Engineering-kinase in a kinase-free cellular background
Test of the endocytotic cellular function under expression of the engineering-constructs
Test of endozytosis of ferromagnetic nanopartikel under expression of protein-engineering constructs
Qualifikationsziele
Students learn about the potential of protein design and construction in biotechnology and pharmaceutical
application. The main focus will be novel development of protein products and diagnostics. Profound
knowledge about protein structure will be communicated as prerequisite for all protein engineering work.
The unlimited potential of protein engineering will be demonstrated theoretically and also as planning and
established work protocols: Targeting via exchange, deletion, insertion and fusion of one or any number of
amino acid residues resp. peptides for all therapeutic and diagnostic applications. Special methods like
PCR without primers etc. will be communicated.
The practical course is the continuation and necessary completion of the laboratory course Genetic
Engineering and Molecular Cell Biology. It is designed as integrated practical course with that of Molecular
Cell Biology. It will respond to the rapidly growing demand for graduates especially trained in this
important field of biotechnology. The Students experience the direct correlation between the current
developments of protein engineering with functional analysis in higher cells: Identification of novel targets,
drug design, development of molecular tools for diagnostics and therapy. Biocomputing will be performed
concerning 3D-imaging of protein molecules, protein-protein-interaction, labelling of selected
targeting-amino acid residues, sequence-based analysis of secondary and tertiary structures,
homology-modelling and alignment-analyses.
Teil 1
Teil 2
Vorlesung:
1
1
Übung:
1
0
Praktikum:
0
2
gesamt:
2
3
Kenntnisse der Molekularen Zellbiologie.
Seite 34
Protein Engineering
Präsenzstunden (h)
75
Selbststudium (h)
105
180
Lehrmaterialien
Skript und Praktikumsanleitung im Intranet als pdf-Datei
Literaturangaben
– Lehninger: Biochemie, Springer, 2001
– Parekh, Rohlff: Post-translational modification of proteins and the discovery of new medicine, Current
–
Opinion in Biotechnology, 1999
Gibbs, Ras: C-terminal processing enzymes – New drug targets, Cell 65, 1999
Seite 35
Proteinanalytik
Proteinanalytik
Modulkoordinator:
Prof. Dr. rer. nat. habil. Karl-Heinz Feller
Semester:
SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
3
Inhalt
Vorlesung:
–
–
–
–
–
–
Chromatographische Verfahren in der Proteinanalytik
Aminosäuren-Sequenzanalyse und Massenspektrometrie
Optische Spektroskopie an Proteinen
mehrdimensionale NMR-Spektroskopie
Lichtstreuung und Sedimentationsanalyse
Elektrophoretische Verfahren (in Abstimmung mit Vorlesung „Proteomics“)
Praktikum „Proteinanalytik“:
–
–
–
–
–
Flüssig-Chromatographie (LC-MS)
TOF-MS (in Kooperation mit Analytik Jena)
mehrdimensionale NMR (in Kooperation mit FSU, Chemische Fakultät)
IR-Spektroskopie an Proteinen
evtl. Lichtstreuung und Sedimentationsanalyse
Halbmodul ergänzt sowohl die Lehrveranstaltungen zur „Proteomics“ als auch zu den „Rekombinanten
Produkten“.
Qualifikationsziele
Erwerb von Spezialkenntnissen zur Analytik von Proteinen.
Vorlesung:
2
Übung:
0
Praktikum:
1
gesamt:
3
Praktika mit Versuchsanleitung, die die möglichst selbständige Durchführung und Auswertung der
Praktikum-Versuche erlaubt.
Seite 36
Proteinanalytik
Kenntnisse in Chemie, Biologie, Biochemie, Labor-Analysen-Messtechnik I und II.
Präsenzstunden (h)
45
Selbststudium (h)
45
90
Lehrmaterialien
Vorlesungsskript, Versuchsanleitungen
Literaturangaben
– Dörffel, K. et al.: Analytikum
– Lottspeich, Zorbas: Bioanalytik
– Holtzhauer, M.: Methoden in der Proteinanalytik, Springer, 1996
Seite 37
Rekombinante Produkte
Modulkoordinator:
Semester:
SS
Häufigkeit:
jedes Studienjahr
Dauer:
Sprache:
ECTS Credits:
1 Semester
Deutsch
3
Inhalt
1. Einleitung – rekombinante Produkte als Wachstumspotential der Pharmazeutischen Industrie,
Standardzellen für die Produktion (industry’s workhorses)
2. rekombinante Medikamente der ersten Ebene – Insulin, Gerinnungsfaktor VIII,
Gewebe-plasminogenaktivator, Erythropoeitin, Glucocerebrosidase, Zytokine und Vakzine
3. rekombinante Medikamente der zweiten Ebene – Muteine, wie Insulinanaloga, tPA-Analoga,
rekombinant modifizierte monoklonale Antikörper, Antikörperfragmente und Peptide aus Antikörpern
4. Medikamente der dritten Ebene – Gentherapie, Grundlagen, Methoden und
Anwendungsmöglichkeiten (ADA-Defizienz, AIDS-Therapie, Diabetes-Therapie etc.)
Qualifikationsziele
Erwerb von speziellen Kenntnissen zur biotechnologischen Herstellung von rekombinanten Produkten.
Vorlesung:
3
Übung:
0
Praktikum:
0
gesamt:
3
Vermittlung von Grundwissen und speziellen Kenntnissen in theoretischen Lehrveranstaltungen in
seminaristischer Form; Vorträge über aktuelle Forschungsergebnisse aus der Fachliteratur.
Grundlegende Kenntnisse Biologie und Biochemie.
Seite 38
Präsenzstunden (h)
45
Selbststudium (h)
45
90
Lehrmaterialien
Abbildungen der Vorlesung als PDF-Dateien im Intranet
Literaturangaben
– Dingermann, T.: Gentechnik/Biotechnik, Wiss. Verlagsgesellschaft mbH, Stuttgart, 1999
– Schmid: Taschenatlas der Biotechnologie und Gentechnik, Wiley VCH, Weinheim, 2002
– Ganten: Grundlagen der Molekularen Medizin, Springer, Berlin, 2003
Seite 39

Modulkatalog - Fachbereich Medizintechnik und Biotechnologie

Transcrição

Documentos relacionados

Modul 2: Allgemeine und anorganische Chemie

MASTER Datenbank (MDB)

Infoblatt Hier downloaden!

Vispschulen | TypingMaster Online

Avira Antivirusprogramm blockiert Taxi Master Update Kurzanleitung

Erfahrungsbericht über meinen ERASMUS

Willkommensgruss der HES

Wirtschafts- ingenieurwesen

ZERTIFIZIERTE/R AUTOMOBILKAUFFRAU/MANN

Soziale Arbeit Master