Descarregar - Departamento de Geologia da UFRJ

Transcrição

Cleber Fernandes Alves
CRETÁCEO - PALEÓGENO DA BACIA DE DAHOMEY E ATLÂNTICO
SUL EQUATORIAL: Bioestratigrafia, Paleoecologia e
Paleoceanografia dos Nanofósseis Calcários
Tese de Doutorado submetida ao
Programa
de
Pós-Graduação
em
Geologia, Instituto de Geociências, da
Universidade Federal do Rio de Janeiro –
UFRJ, como requisito necessário à
obtenção do grau de Doutor em Ciências
(Geologia).
Área de concentração:
Setor III - Paleontologia e Estratigrafia
Orientadores:
Prof. Dra. Maria Dolores Wanderley UFRJ/CCMN/IGEO/
Prof. Dr. Eduardo Apostolos Machado
Koutsoukos PETROBRAS-CENPES
Rio de Janeiro
Agosto, 2007.
ii
CLEBER, Fernandes Alves
Cretáceo-Paleógeno da Bacia de Dahomey e
Atlântico Sul Equatorial: Bioestratigrafia, Paleoecologia
e Paleoceanografia dos Nanofósseis Calcários / Cleber
Fernandes Alves - - Rio de Janeiro: UFRJ / IGeo, 2007.
xxiii, 348 f. :95 il., 16 apênd.; 30cm
Tese (Doutorado em Geologia) – Universidade Federal
do Rio de Janeiro, Instituto de Geociências, Programa de
Pós-graduação em Geologia, 2007.
Orientadores: Prof. Dra. Maria Dolores Wanderley,
Prof. Dr. Eduardo Apostolos Machado Koutsoukos
1. Geologia. 2. Setor III Paleontologia e Estratigrafia –
Tese de Doutorado. I. Maria Dolores Wanderley. II.
Universidade Federal do Rio de Janeiro, Instituto de
Geociências, Programa de Pós-graduação em Geologia.
III. Título.
iii
Cleber Fernandes Alves
CRETÁCEO-PALEÓGENO DA BACIA DE DAHOMEY E ATLÂNTICO SUL
EQUATORIAL: Bioestratigrafia, Paleoecologia e Paleoceanografia dos Nanofósseis
Calcários
Tese de Doutorado submetida ao
Programa
de
Pós-graduação
em
Geologia, Instituto de Geociências, da
Universidade Federal do Rio de Janeiro –
UFRJ, como requisito necessário à
obtenção do grau de Doutor em Ciências
(Geologia).
Área de concentração:
Setor
III
Paleontologia
Estratigrafia
e
Orientadores:
Prof. Dra. Maria Dolores Wanderley UFRJ/CCMN/IGEO/
Prof.
Dr.
Eduardo
Apostolos
Machado
Koutsoukos
PETROBRAS/CENPES
Aprovada em:
Por:
________________________________________ _______________________________________
Rogério Loureiro Antunes,
Armando Antonio Scarparo Cunha,
PETROBRAS/CENPES
PETROBRAS/CENPES
________________________________________ _______________________________________
Cláudia Gutterres Vilela,
Valesca Maria Portilla Eilert,
UFRJ/CCMN/IGEO
UFRJ/CCMN/IGEO
________________________________________ _______________________________________
João Graciano Mendonça Filho,
Ismar de Souza Carvalho,
UFRJ/CCMN/IGEO
UFRJ/CCMN/IGEO
Rio de Janeiro, Agosto de 2007
iv
Agradecimentos
Tentarei em poucas palavras agradecer a todas as pessoas e instituições que
possibilitaram a concretização desta tese, a todos que do meu lado estiveram
durante este estudo, os meus sinceros agradecimentos:
Agradeço à Profª. Dra. Maria Dolores Wanderley, por aceitar a orientação da tese,
pela confiança em mim depositada e pela liberdade de ação na elaboração deste
trabalho, contribuindo assim para o meu desenvolvimento pessoal.
Meus sinceros agradecimentos ao Prof. Dr. Eduardo A. M. Koutsoukos, pela
confiança, incentivo e investimento em meu trabalho acadêmico e profissional. Sua
participação e amizade foram de suma importância em todos os momentos da tese.
Seu olhar clínico, sua paciência, dedicação e ensinamentos são, ainda hoje,
fundamentais para meu progresso pessoal e profissional.
Aos Prof. Dr. Bernd-D. Erdtmann (Technische Universität Berlin, Alemanha), Prof.
Dr. Holger Gebhardt (Geological Federal Institution, Viena, Áustria), Prof. Dr. Samuel
O. Akande (University of Ilorin, Nigéria), Prof. Dr. A. Festus Abimbola (University of
Ibadan, Nigéria), por cederem amostras da Bacia de Dahomey e informações
importantes para o desenvolvimento da tese (em especial aos dados de
foraminíferos e isótopos do afloramento de Shagamu, cedidas pelo Prof. Dr. Holger
Gebhardt). Pelo produtivo relacionamento e interação, meus agradecimentos.
Ao IODP (Integrated Ocean Drilling Program), por ceder as amostras dos Legs 108
(Site 661A) e 159 (Site 959D) do ODP (Ocean Drilling Program).
À Fundação Volkswagen (Volkswagen-Stiftung Program of Partnerships) pelo apoio
logístico e financeiro do projeto trilateral Nigéria-Alemanha-Brasil.
Agradeço aos professores do Programa de Pós-Graduação em Geologia (PPGl) da
UFRJ e à Christina Barreto, pela disposição em ensinar e atender. Durante todos
esses anos de convívio, meu respeito e orgulho por ter feito parte do PPGl.
v
Aos
profissionais
da
PETROBRAS,
laboratoristas
e
bioestratígrafos,
que
contribuiram do início ao fim da tese. As técnicas e conselhos recebidos tiveram
importante papel para o desenvolvimento do trabalho.
Ao
Laboratório
de
Preparação
de
Microfósseis,
do
Departamento
de
Geologia/IGEO/CCMN/UFRJ, por ceder o espaço e equipamentos necessários para
o processamento das amostras e confecção das lâminas.
Ao Programa de Capacitação de Recursos Humanos em Geologia do Petróleo da
UFRJ – PRH-ANP/MCT 18/UFRJ, pela confiança e reconhecimento de meu trabalho
e por viabilizar científica e economicamente a execução da Tese.
Aos meus pais e irmãos que, apesar da distância, confiam e apóiam minhas
decisões, zelando sempre pelo meu bem.
À minha esposa Camila, por suportar todos os momentos difíceis e compartilhar dos
bons, durante todo o longo processo de doutoramento. Não há palavras suficientes
para retribuir de forma adequada meus agradecimentos. Sem seu auxílio nada disso
teria se concretizado. Meu carinho e gratidão eterna.
Aos amigos que, direta ou indiretamente, possibilitaram a realização deste trabalho.
A todos eles, impossíveis de serem citados individualmente, agradeço por
compartilharem de minhas idéias ao longo desses anos.
vi
“Necesse est minima maximorum esse initia.”
É necessariamente muito pequeno o começo das coisas muito grandes.
[Publílio Siro (85 a.C. - 43 a.C.)].
vii
Resumo
ALVES, Cleber Fernandes. Cretáceo-Paleógeno da Bacia de Dahomey e
Atlântico Sul Equatorial: Bioestratigrafia, Paleoecologia e Paleoceanografia dos
Nanofósseis Calcários. Rio de Janeiro, 2007. xxiii, 348 f. Tese (Doutorado em
Geologia) – Programa de Pós-graduação em Geologia, Instituto de Geociências,
Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, 2007.
A presente tese objetivou identificar e correlacionar, as associações de nanofósseis
calcários do Campaniano-Maastrichtiano ao Eoceno médio da Bacia de Dahomey
(Golfo de Guiné, estendendo-se a sudoeste por Gana, Togo e Benin, e a leste pelo
sul da Nigéria) e do Oceano Atlântico Sul equatorial. Foram selecionadas quatro
seções de testemunhos (Ilaro-3, Ilaro-1, Araromi e Wasimi), uma de amostras de
calha (Bode Ashe) e uma seção de afloramento (Shagamu) da Bacia de Dahomey,
além de duas seções de testemunhos (ODP Site 661A, Leg 108 e ODP Site 959D,
Leg 159, cedidos pelo IODP) do Atlântico Sul equatorial. Através do estudo dos
nanofósseis foi possível detalhar o arcabouço microbioestratigráfico dessas áreas
em 26 intervalos distintos, além de interpretar os principais bioeventos e permitir
inferências paleoecológicas que sugerem um clima tropical/subtropical, dominado
por águas quentes, oligotróficas e epicontinentais, típicas de regiões de baixa
latitude no Atlântico, entre o Neocretáceo e o Eoceno médio. O método modificado
de preparação laboratorial contribuiu para uma melhor recuperação das associações
de nanofósseis e melhor controle dos dados quantitativos. O Índice de Shannon
evidenciou a variedade de diversidade específica (queda entre as biozonas CC26 e
NP1; recuperação entre NP1 e NP4; ascensão entre NP7 e NP8 e queda entre NP9
e NP10) nas amostras analisadas. Para o afloramento de Shagamu dados de
isótopos estáveis de Carbono e Oxigênio, integrados às informações qualitativas e
quantitativas dos nanofósseis observados, auxiliaram na interpretação de eventos
paleoceanográficos provavelmente ocorridos no final do Paleoceno e início do
Eoceno.
Palavras-chave: Nanofósseis calcários, biocronoerstratigrafia, Bacia de Dahomey,
Atlântico Equatorial Sul, Ocean Drilling Program, Site 661A - Leg 108, Site 959D Leg 159, Cretáceo, Paleogeno.
viii
Abstract
ALVES, Cleber Fernandes. Cretáceo-Paleógeno da Bacia de Dahomey e
Atlântico Sul Equatorial: Bioestratigrafia, Paleoecologia e Paleoceanografia dos
Nanofósseis Calcários [Cretaceous-Paleogene of the Dahomey Basin and Southern
Equatorial Atlantic: Calcareous Nannofossil Bioestratigraphy, Paleoecology and
Paleoceonography]. Rio de Janeiro, 2007. xxiii, 348 f. Tese (Doutorado em Geologia)
– Programa de Pós-graduação em Geologia, Instituto de Geociências, Universidade
Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, 2007.
The present thesis aimed at to identify and correlate the Campanian-Maastrichtian to
middle Eocene calcareous nannofossil assemblages of the southern Dahomey Basin
(Gulf of Guinea from Ghana, Togo and Benin to the west, and eastwards along
southern Nigeria) and the equatorial South Atlantic Ocean. Five well sections (cored
wells Ilaro-3, Ilaro-1, Araromi and Wasimi, and well Bode Ashe, with ditch cuttings)
and one outcrop section (Shagamu) from Dahomey Basin, and two cored well
sections (DSDP Site 661A, Leg 108 and ODP Site 959D, Leg 159) from the
equatorial South Atlantic were selected to be studied. A detailed biostratigraphic
framework (with 26 biozonal intervals) based on calcareous nannofossils is proposed
for the Campanian-Maastrichtian to middle Eocene of these regions. The study
allowed to reconstruct the sequence of bioevents and infer the paleoecological
conditions in these regions during the studied interval which suggest a
tropical/subtropical climate, dominated by warm, oligotrophic, epicontinental oceanic
conditions, characteristic of Atlantic low latitudes. The use of a modified method of
sample preparation allowed for a much improved recovery of the nannofossil
assemblages, and to a better control of the quantitative data. The application of the
Shannon’s Index allowed demonstrating the species diversity changes (decreasing
between biozones CC26-NP1; recovering between NP-NP4; rising between NP7NP8, and decreasing between NP9-NP10) in the analyzed samples. For the
Shagamu Quarry the Carbon and Oxygen isotopes, integrated with the qualitative
and quantitative information from the nannofossil assemblages, assisted on the
record and interpretation of the paleoceanographic events which occurred across the
Paleocene-Eocene transition.
Key-Words: Calcareous nannofossils, biochronostratigraphy, Dahomey Basin, ,
Southern Equatorial Atlantic, Ocean Drilling Program, Site 661A - Leg 108, Site 959D
- Leg 159, Cretaceous, Paleogene.
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Estrutura celular da alga Haptophyta. (Segundo Bown, 1998).....................8
Figura 2: Processo de transporte e deposição dos cocólitos - pelota fecal - (segundo
Alves & Wanderley, 2003. Modificado de Honjo, 1976, e Jones, 1996). Obs.:
escalas entre cocosfera, cocólitos e “predador” exageradas para melhor
compreensão. ....................................................................................................10
Figura 3: Principais vantagens do uso dos nanofósseis calcários na exploração do
petróleo. Segundo Alves & Wanderley (2005) ...................................................11
Figura 4: Emprego dos nanofósseis calcários na indústria do petróleo. Segundo
Alves & Wanderley (2005)..................................................................................12
Figura 5: Localização dos pontos estudados. Imagem gerada pelo software Google
Earth...................................................................................................................19
Figura 6: Pontos estudados na Bacia de Dahomey e Testemunhos (Legs 108 e 159)
do IODP. Imagem gerada pelo software Google Earth. .....................................19
Figura 7: Localização das seções estudadas na Bacia de Dahomey. Imagem gerada
pelo software Google Earth................................................................................20
Figura 8: Geologia de um setor da Bacia de Dahomey com as principais áreas de
amostragem. 1=Wasimi; 2 e 3=Ilaro-1 e Ilaro-3; 4=Araromi; 5=Bode Ashe e
(X)=Shagamu (Fonte: Geological Survey of Nigeria). ........................................20
Figura 9: Principais bacias sedimentares nigerianas e distribuição dos sedimentos.
Demarcado pelo retângulo vermelho, encontra-se a área amostrada e
destacada na Figura 8. Modificado de Vrbka et al.(1999). .................................22
Figura 10: Sucessão Estratigráfica da Bacia de Dahomey admitida neste trabalho.
Modificado de Erdtmann et al., 2002..................................................................30
Figura 11: Relação estratigráfica entre as bacias costeiras (e adjacências) da
Nigéria. Em destaque a Bacia de Dahomey e a evolução dos estudos na área,
onde os depósitos continentais estão em marrom e os depósitos marinhos em
azul (referências mencionadas são encontradas em Adediran et al., 1991).
Modificado de Adediran et al., 1991. ..................................................................31
Figura 12: Localização esquemática dos principais poços do DSDP e ODP, Legs 108
e 159. Poços: 661 A, Leg 108 (ODP) e 959 D, Leg 159 (ODP). ........................33
Figura 13: Localização do testemunho 661A, Leg 108 (ODP). .................................34
x
Figura 14: Localização do testemunho 959D, Leg 159 (ODP). .................................35
Figura 15: Legenda com definição da litologia descrita no presente trabalho
(segundo ODP). .................................................................................................37
Figura 16: Seção litológica do testemunho de Ilaro-3 e suas amostras coletadas. ...38
Figura 17: Seção litológica do testemunho de Ilaro-1 e suas amostras coletadas. ...40
Figura 18: Seção litológica do testemunho de Araromi e suas amostras coletadas..42
Figura 19: Seção litológica do testemunho de Wasimi e suas amostras coletadas. .44
Figura 20: Seção litológica do afloramento de Shagamu. Destaque para Formação
Ewekoro. Foto de Holger Gebhardt (Março de 2003). .......................................45
Figura 21: Seção litológica do afloramento de Shagamu. Destaque para Formação
Oshosun e as concreções calcárias. Foto de Holger Gebhardt (Março de 2003).
...........................................................................................................................46
Figura 22: Seção litológica do afloramento de Shagamu. Formação Ilaro, ao fundo e
Formação Oshosun, com concreções calcárias. Foto de Holger Gebhardt
(Março de 2003). ................................................................................................46
Figura 23: Seção litológica do afloramento de Shagamu e suas amostras coletadas.
...........................................................................................................................47
Figura 24: Seção de Bode Ashe (amostras de calha) e suas amostras coletadas....49
Figura 25: Seção litológica do Site 661A, Leg 108 e suas amostras coletadas. .......51
Figura 26: Seção litológica do Site 959D, Leg 159 e suas amostras coletadas ........52
Figura 27: Comparação entre as idades absolutas de Berggren et al. (1995),
Gradstein et al. (2004) e o biozoneamento internacional de Martini (1971) para
nanofósseis calcários .......................................................................................137
Figura 28: Comparação dos biozoneamentos padrões de Sissingh (1977), PerchNielsen (1985), Burnett (1998) e Antunes (1997) para o Cretáceo. .................138
Figura 29: Comparação dos biozoneamentos padrões de Martini (1971), Okada &
Bukry (1980), Varol (1998) e Antunes (1997) para o Paleoceno. A idade
absoluta foi baseada em escalas propostas por Gradstein et al. (2004)..........139
Figura 30: Comparação dos biozoneamentos padrões de Martini (1971), Okada &
Bukry (1980), Varol (1998) e Antunes (1997) para o Eoceno. A idade absoluta
foi baseada em escalas propostas por Gradstein et al. (2004). .......................140
Figura 31: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-3 com base nas amostras de
nanofósseis calcários e seus principais fósseis guias encontrados. ................170
xi
Figura 32: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-1 com base nas amostras de
Figura 33: Seção lito/bioestratigráfica do poço Araromi com base nas amostras de
Figura 34: Seção lito/bioestratigráfica do poço Wasimi com base nas amostras de
Figura 35: Seção lito/bioestratigráfica do afloramento Shagamu com base nas
amostras de nanofósseis calcários e seus principais fósseis guias encontrados.
.........................................................................................................................189
Figura 36: Seção lito/bioestratigráfica do poço Bode Ashe com base nas amostras
de nanofósseis calcários e seus principais fósseis guias encontrados. ...........195
Figura 37: Seção lito/bioestratigráfica do Leg 108, Site 661A, com base nas
.........................................................................................................................199
Figura 38: Seção lito/bioestratigráfica do Leg 159, Site 959D, com base nas
.........................................................................................................................205
Figura 39: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-3 e Índice de Shannon com base
nas amostras de nanofósseis calcários analisadas. ........................................220
Figura 40: Índice de diversidade de Shannon (H’) e delimitação bioestratigráfica das
amostras do poço Ilaro-3..................................................................................221
Figura 41: Distribuição da média aritmética do Índice de Shannon (H’) entre
amostras segundo o biozoneamento de nanofósseis no poço Ilaro-3. ............222
Figura 42: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-1 e Índice de Shannon com base
nas amostras de nanofósseis calcários analisadas. ........................................224
amostras do poço Ilaro-1..................................................................................225
amostras segundo o biozoneamento de nanofósseis no poço Ilaro-1. ............226
Figura 45: Seção lito/bioestratigráfica do poço Araromi e Índice de Shannon com
base nas amostras de nanofósseis calcários analisadas.................................228
amostras do poço Araromi. ..............................................................................229
xii
amostras segundo o biozoneamento de nanofósseis no poço Araromi. ..........230
Figura 48: Seção lito/bioestratigráfica do poço Wasimi e Índice de Shannon com
base nas amostras de nanofósseis calcários analisadas.................................232
amostras do poço Wasimi. ...............................................................................233
Figura 50: Seção lito/bioestratigráfica do afloramento Shagamu e Índice de Shannon
com base nas amostras de nanofósseis calcários analisadas. ........................235
amostras do afloramento de Shagamu. ...........................................................236
Figura 52: Seção lito/bioestratigráfica do Site 661 A, Leg 108 e Índice de Shannon
amostras do Site 661 A, Leg 108. ....................................................................239
amostras segundo o biozoneamento de nanofósseis do Site 661 A, Leg 108. 240
Figura 55: Seção lito/bioestratigráfica do Site 959 D, Leg 159 e Índice de Shannon
amostras do Site 959 D, Leg 159.....................................................................242
amostras segundo o biozoneamento de nanofósseis do Site 959 D, Leg 159. 243
Figura 58: Queda de diversidade de CC26 para NP1 (em vermelho) e recuperação
da diversidade de NP1 para NP4, como exemplo (azul). Segundo a média
amostrada neste trabalho.................................................................................245
Figura 59: Ascensão da diversidade entre NP7/NP8 até atingir o pico em NP9 (em
azul) e posterior queda em NP10 (vermelho). Segundo a média amostrada
neste trabalho. .................................................................................................245
Figura 60: Principais gêneros encontrados no afloramento de Shagamu (Discoaster
spp., verde; Fasciculithus spp., amarelo; Coccolithus spp., vermelho e Toweius
spp., azul) e sua correlação com os dados de isótopos estáveis de Oxigênio
obtidos (Gebhardt, 2006) com foraminíferos Bulimina paleocenica (bentônico) e
Acarinina spp. (planctônico). ............................................................................259
xiii
spp., azul) e sua correlação com os dados de isótopos estáveis de Carbono
obtidos (Gebhardt, 2006) com foraminíferos Bulimina paleocenica (bentônico) e
Acarinina spp.(planctônico). .............................................................................260
spp., azul) e sua correlação com os eventos paleoecológicos indicados pelos
dados isotópicos (Gebhardt, 2006). .................................................................261
xiv
LISTA DE ESTAMPAS
(Capítulo 5)
Estampas 1 a 19 - Microscópio Óptico: XP = Nicóis cruzados (cross-polarized light),
PL = Nicóis descruzados (plain transmitted light). Barra da Escala = 10 µm.
xv
LISTA DE QUADROS
Quadro 1: Principais nanofósseis calcários do poço Ilaro-3 e suas respectivas
distribuições bioestratigráficas (segundo Martini, 1971)...................................169
Quadro 2: Principais nanofósseis calcários do poço Ilaro-1 e suas respectivas
Quadro 3: Principais nanofósseis calcários do poço Araromi e suas respectivas
Quadro 4: Principais nanofósseis calcários do poço Wasimi e suas respectivas
distribuições bioestratigráficas (segundo Sissingh, 1977)................................185
Quadro 5: Principais nanofósseis calcários do afloramento de Shagamu e suas
respectivas distribuições bioestratigráficas (segundo Martini, 1971). ..............188
Quadro 6: Principais nanofósseis calcários do Leg 108, Site 661A e suas respectivas
distribuições bioestratigráficas (segundo Sissingh, 1977)................................198
Quadro 7: Principais nanofósseis calcários do Leg 159, Site 959D e suas
respectivas: distribuições bioestratigráficas (segundo Martini, 1971). .............204
Quadro 8: Biozoneamento para o Cretáceo nas seções estudadas
(cinza: amostras de calha; azul: amostras de testemunho, amarelo: amostras de
afloramento). ....................................................................................................207
Quadro 9: Biozoneamento para o Paleoceno nas seções estudadas
(cinza: amostras de calha; azul: amostras de testemunho; amarelo: amostras de
afloramento). ....................................................................................................211
Quadro 10: Biozoneamento para o Eoceno nas seções estudadas
(cinza: amostras de calha; azul: amostras de testemunho, amarelo: amostras de
afloramento). ....................................................................................................214
Quadro 11: Padrões nas variações de nanoplâncton através do tempo geológico.
Encontrados no presente estudo e confirmados pela literatura mundial. .........244
xvi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Total das amostras analisadas neste trabalho. .........................................36
Tabela 2: Padronização da contagem semi-quantitativa usada neste trabalho.........54
Tabela 3: Padronização do conteúdo utilizado..........................................................64
xvii
LISTA DE APÊNDICES
Apêndice 1: Amostras utilizadas - Bacia de Dahomey.............................................297
Apêndice 2: Amostras utilizadas -ODP.....................................................................308
Apêndice 3: Ficha de Leitura - Amostra de testemunho..........................................312
Apêndice 4: Ficha de Leitura utilizada - Modelo.......................................................313
Apêndice 5: Ficha de Leitura - Amostra de calha.....................................................314
Apêndice 6a: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Poço
Ilaro-3..................................................................................................................316
Apêndice 6b: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Poço
Ilaro-3 (semi-quantitativa)...................................................................................317
Ilaro-1..................................................................................................................318
Ilaro-1 (semi-quantitativa)...................................................................................319
Araromi (Paleogeno)..........................................................................................320
Araromi (Paleogeno) (semi-quantitativa)............................................................321
Araromi (Cretáceo) .............................................................................................322
Araromi (Cretáceo) (semi-quantitativa)...............................................................323
Wasimi................................................................................................................324
Wasimi (semi-quantitativa).................................................................................325
Apêndice 11a: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no
Afloramento Shagamu .......................................................................................326
Apêndice 11b: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no
Afloramento Shagamu (semi-quantitativa)..........................................................327
Apêndice 12: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Poço
Bode Ashe (semi-quantitativa)............................................................................328
xviii
Apêndice 13a: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Site
661A, Leg 108.....................................................................................................329
Apêndice 13b: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Site
661A, Leg 108 (semi-quantitativa)......................................................................330
Apêndice 14a: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Site
959D, Leg 159.....................................................................................................331
Apêndice 14b: Distribuição bioestratigráfica dos nanofósseis calcários no Site
959D, Leg 159 (semi-quantitativa)......................................................................332
Apêndice 15: Índice de Diversidade - Shannon (H’).................................................334
Apêndice 16: Lista taxonômica das espécies encontradas......................................342
xix
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
µm - micrometro (micra)
ºC - graus Celsius
ABNT - Associação Brasileira de Normas Técnicas
AR - Araromi
BA - Bode Ashe
CCD - Carbonate Compensation Depth - “Zona de Compensação do Carbonato”
CCMN - Centro de Ciências Matemáticas e da Natureza
cm - centímetro
DSDP - Deep Sea Drilling Project
EIC - Excursão do Isótopo de Carbono
H’ - Índice de Diversidade de Shannon
IL-1 - Ilaro-1
IL-3 - Ilaro-3
IGEO - Instituto de Geociências
IODP - Integrated Ocean Drilling Program
km - quilômetro
m - metro
M.a. - Milhões de anos
MET - Microscópio Eletrônico de Transmissão
MEV - Microscópio Eletrônico de Varredura
min - minuto
ml - mililitro
mm - milímetro
MTPE - Máximo Termal do Limite Paleoceno-Eoceno
NASC - Código Norte-Americano de Nomenclatura Estratigráfica
NE - Nordeste
NW - Noroeste
ODP - Ocean Drilling Program
rpm - rotações por minuto
SE - Sudeste
SH - Shagamu
SiBI - Sistema de Bibliotecas e Informação da UFRJ
SW - Sudoeste
WA - Wasimi
UFRJ - Universidade Federal do Rio de Janeiro
xx
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO .................................................................................................... 1
1.1
Caracterização ................................................................................................ 1
1.2
Objetivos.......................................................................................................... 3
1.2.1
Objetivo Geral ............................................................................................... 3
1.2.2
Objetivos Específicos.................................................................................... 3
1.3
2
Estrutura da Tese ............................................................................................ 4
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS............................................................................. 6
2.1
Generalidades ................................................................................................. 6
2.2
Breve Histórico Sobre Estudos dos Nanofósseis Calcários........................... 12
3
CARACTERIZAÇÃO DA ÁREA DE ESTUDO................................................... 18
3.1
Localização - Introdução................................................................................ 18
3.2
Bacia de Dahomey ........................................................................................ 18
3.2.1
Rochas Sedimentares da Nigéria ............................................................... 21
3.2.1.1
Bacia de Dahomey ................................................................................... 24
3.2.1.2
Bacia de Dahomey – Divisão Litoestratigráfica (Figuras 10 e 11) ............ 28
3.2.1.3
Estudos dos Nanofósseis Calcários da Nigéria........................................ 31
3.3
Testemunhos Cedidos pelo IODP (Integrated Ocean Drilling Program)........ 33
3.3.1
Site 661A; Leg 108. .................................................................................... 34
3.3.2
Site 959D; Leg 159. .................................................................................... 35
4
MATERIAL E MÉTODO .................................................................................... 36
4.1
Material - Introdução...................................................................................... 36
4.1.1
Poço Ilaro-3................................................................................................. 37
4.1.2
Poço Ilaro-1................................................................................................. 39
4.1.3
Poço Araromi .............................................................................................. 41
4.1.4
Poço Wasimi ............................................................................................... 43
4.1.5
Afloramento de Shagamu ........................................................................... 45
4.1.6
Poço Bode Ashe ......................................................................................... 48
4.1.7
Site 661A, Leg 108 ..................................................................................... 50
4.1.8
Site 959D, Leg 159 ..................................................................................... 51
4.2
Método........................................................................................................... 53
xxi
4.2.1
Adaptação do Método de Preparação Laboratorial Tradicional de
Nanofósseis Calcários.............................................................................................. 56
4.2.1.1
Introdução ................................................................................................ 56
4.2.1.2
Métodos Estudados.................................................................................. 57
4.2.1.3
Métodos Testados.................................................................................... 61
4.2.2
Método Estabelecido .................................................................................. 63
4.2.2.1
5
Método de Preparo Adaptado para Nanofósseis Calcários...................... 64
SISTEMÁTICA PALEONTOLÓGICA ................................................................ 67
5.1
Mesozóico ..................................................................................................... 68
5.1.1
Heterococólitos ........................................................................................... 68
5.1.2
Holococólitos............................................................................................... 73
5.2 Cenozóico ......................................................................................................... 74
5.2.1
Heterococólitos ........................................................................................... 74
5.2.2
Heterococólitos de afinidades incertas ....................................................... 85
5.2.3
Holococólitos............................................................................................... 87
5.2.4
Nanólitos ..................................................................................................... 87
6
BIOESTRATIGRAFIA...................................................................................... 135
6.1
Considerações Bioestratigráficas ................................................................ 135
6.2
Definições dos Zoneamentos Internacionais ............................................... 138
6.2.1
Mesozóico – Cretáceo .............................................................................. 141
6.2.1.1
Zona CC22 - Uniplanarius trifidus .......................................................... 141
6.2.1.2
Zona CC23 - Tranolithus phacelosus ..................................................... 142
6.2.1.3
Zona CC24 - Reinhardtites levis............................................................. 143
6.2.1.4
Zona CC25 - Arkhangelskiella cymbiformis............................................ 144
6.2.1.5
Zona CC26 - Nephrolithus frequens....................................................... 145
6.2.2
Cenozóico - Paleógeno............................................................................. 146
6.2.2.1
Zona NP1 - Markalius inversus .............................................................. 146
6.2.2.2
Zona NP2 - Cruciplacolithus tenuis ........................................................ 147
6.2.2.3
Zona NP3 - Chiasmolithus danicus ........................................................ 148
6.2.2.4
Zona NP4 - Ellipsolithus macellus .......................................................... 149
6.2.2.5
Zona NP5 - Fasciculithus tympaniformis ................................................ 150
6.2.2.6
Zona NP6 - Heliolithus kleinpellii ............................................................ 151
6.2.2.7
Zona NP7 - Discoaster mohleri .............................................................. 151
6.2.2.8
Zona NP8 - Heliolithus riedelli-Discoaster nobilis ................................... 152
xxii
6.2.2.9
Zona NP9 - Discoaster multiradiatus...................................................... 152
6.2.2.10 Zona NP10 - Tribrachiatus contortus...................................................... 155
6.2.2.11 Zona NP11 - Discoaster binodosus........................................................ 156
6.2.2.12 Zona NP12 - Tribrachiatus orthostylus ................................................... 157
6.2.2.13 Zona NP13 - Discoaster lodoensis ......................................................... 158
6.2.2.14 Zona NP14 - Discoaster sublodoensis ................................................... 159
6.2.2.15 Zona NP15 - Nannotetrina fulgens ......................................................... 160
6.2.2.16 Zona NP16 - Discoaster tanii nodifer...................................................... 161
6.2.2.17 Zona NP 17 - Discoaster saipanensis .................................................... 162
6.2.2.18 Zona NP 18 - Chiasmolithus oamaruensis ............................................. 163
6.2.2.19 Zona NP 19 - Isthmolithus recurvus ....................................................... 164
6.2.2.20 Zona NP 20 - Sphenolithus pseudoradians............................................ 165
6.3
Biocronoestratigrafia dos Intervalos Estudados........................................... 166
6.3.1
Amostras da Bacia de Dahomey............................................................... 166
6.3.1.1
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Ilaro-3......................................... 166
6.3.1.2
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Ilaro-1......................................... 171
6.3.1.3
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Araromi ...................................... 177
6.3.1.4
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Wasimi ....................................... 184
6.3.1.5
Distribuição Bioestratigráfica do Afloramento de Shagamu ................... 187
6.3.1.6
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Bode Ashe ................................. 190
6.3.2
Amostras Cedidas pelo Integrated Ocean Drilling Program (IODP).......... 196
6.3.2.1
Distribuição Bioestratigráfica do ODP (Ocean Drilling Program) Leg 108,
Site 661 A, Eastern Tropical Atlantic (Atlântico Tropical Oriental). ......................... 196
6.3.2.2
Distribuição Bioestratigráfica do ODP Leg 159, Site 959 D, Côte d’Ivoire
– Ghana Marginal Ridge, Eastern Equatorial Atlantic (Cadeia, ou Dorsal, Marginal
Costa do Marfim-Gana, Atlântico Equatorial Oriental)............................................ 200
7
CONSIDERAÇÕES BIOESTRATIGRÁFICAS E PALEOBIOGEOGRÁFICAS
PARA OS POÇOS ANALISADOS.......................................................................... 206
8
ÍNDICE DE DIVERSIDADE (SHANNON) NAS SEÇÕES ESTUDADAS......... 215
8.1
Introdução.................................................................................................... 215
8.1.1
Shannon, Shannon-Wiener ou Shannon-Weaver? ................................... 215
8.1.2
Índice de Shannon em Modelos Ecológicos ............................................. 216
8.2
8.2.1
O Índice de Diversidade de Shannon no Presente Estudo.......................... 219
Poço Ilaro- 3.............................................................................................. 219
xxiii
8.2.2
Poço Ilaro-1............................................................................................... 223
8.2.3
Poço Araromi ............................................................................................ 227
8.2.4
Poço Wasimi ............................................................................................. 231
8.2.5
Afloramento de Shagamu ......................................................................... 234
8.2.6
Site 661 A, Leg 108 .................................................................................. 237
8.2.7
Site 959D, Leg 159 ................................................................................... 240
8.3
9
Considerações Gerais ................................................................................. 244
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS E O MÁXIMO TERMAL DO PALEOCENO-
EOCENO................................................................................................................ 246
9.1
O Máximo Termal do Paleoceno- Eoceno (MTPE)...................................... 246
9.2
Relação dos Nanofósseis ao MTPE ............................................................ 248
9.2.1
Principais Relações da Assembléia de Nanofósseis Associadas ao
MTPE. .................................................................................................................. 250
9.2.1.1
Associação Rhomboaster spp. – Discoaster araneus no início
da EIC
............................................................................................................... 250
9.2.1.2
Diminuição da diversidade de Fasciculithus spp. no início da EIC......... 252
9.2.1.3
Ocorrência de Zygrhablithus bijugatus e Aumento de Z. bijugatus /
Diminuição de Fasciculithus spp. (“Fasciculithus spp./ Zygrhablithus bijugatus
abundance cross-over”) na Parte Final do Intervalo EIC/MTPE............................. 252
9.2.2
Distribuição
Bioestratigráfica
dos
Nanofósseis
Correlacionada
ao MTPE ................................................................................................................ 253
9.3
9.3.1
Identificação do MTPE no Presente Trabalho ............................................. 255
Afloramento de Shagamu ......................................................................... 255
10 CONCLUSÕES ............................................................................................... 262
REFERÊNCIAS...................................................................................................... 265
APÊNDICES.............................................................................................................296
1
1
INTRODUÇÃO
1.1
Caracterização do Estudo
O enfoque principal do presente trabalho envolve a identificação e
caracterização do nanoplâncton calcário, além do estudo das seqüências de
bioeventos e inferências paleoecológicas e paleoceanográficas relacionadas ao
estágio oceânico de desenvolvimento (Campaniano-Maastrichtiano ao Eoceno) de
seções da porção leste da Bacia de Dahomey (Sul da Nigéria) e Atlântico Sul
Equatorial (através de testemunhos dos Legs 108 e 159 cedidos pelo IODP –
Integrated Ocean Drilling Program).
A relevância dessa pesquisa fundamenta-se na ausência de estudos
bioestratigráficos e paleoecológicos dos nanofósseis calcários na Bacia de Dahomey
e de um estudo comparativo com regiões do Atlântico Sul equatorial, representando
deste modo, um significativo avanço para o conhecimento das áreas estudadas.
Além disso, as seções investigadas aqui, Bacia de Dahomey no oeste da África, Leg
108 e Leg 159 (ODP – Ocean Drilling Program), localizavam-se direta ou
obliquamente ligadas e em direções opostas à nossa margem equatorial. Deste
modo esta pesquisa proporcionará, futuramente, importantes elementos de
correlação com a margem equatorial brasileira.
Com a aplicação de um método de preparação laboratorial adaptado (descrito
pela primeira vez neste trabalho (tópico 4.2.1), foi possível construir arcabouços
2
bioestratigráficos (capítulo 6, Figuras 31 a 38) detalhados com base em nanofósseis
calcários (do Campaniano-Maastrichtiano ao Eoceno), utilizar de dados quantitativos
para interpretações de variação da diversidade específica (Índice de Shannon,
capítulo 8) e realizar inferências paleoceanográficas ao longo do tempo geológico
estudado para a Bacia de Dahomey e Legs 108 e 159 (capítulo 7, Quadros 8 a 10).
Na intenção de reforçar as interpretações bioestratigráficas e paleoambientais
da região estudada, realizou-se a integração entre dados de curvas de isótopos
estáveis (δ18O e δ13C) e informações qualitativas e quantitativas dos nanofósseis
encontrados no afloramento de Shagamu (capítulo 9, figuras 60 a 62).
O presente estudo fez parte de um projeto de pesquisa trilateral [Nigerian and
Brazilian coastal basin development during the formation of the early South Atlantic:
Evolution of Dahomey (Nigeria-Togo) and Potiguar (NE Brazil) Basins with respect to
processes of sedimentation, paleo-environments and paleo-oceanology during Late
Cretaceous to Paleogene (Tertiary) times and the resource potentials], patrocinado
pela Fundação Volkswagen (Volkswagen-Stiftung Program of Partnerships),
Projeto # AZ I/77620 e coordenado pelos Professores Dr. B. D. Erdtmann (Institut für
Angewandte Geowissenschaften, Technische Universität Berlin, Berlim, Alemanha),
Dr. S. O. Akande (Dean of Sciences, Department of Geology and Mineral Sciences,
University of Ilorin, Kware State, Nigéria) e Dr. Eduardo A. M. Koutsoukos,
(CENPES, Petrobras).
A Tese foi desenvolvida com apoio do Programa de Capacitação de Recursos
Humanos em Geologia do Petróleo da UFRJ – PRH-ANP/MCT 18/UFRJ
3
1.2
1.2.1
Objetivos
OBJETIVO GERAL
Realizar estudo comparativo entre a Bacia de Dahomey (Nigéria-Togo) e
seções do Atlântico Sul equatorial (IODP - Leg 108, Site 661A e Leg 159, Site 959D)
com base em nanofósseis calcários e sua bioestratigrafia, paleoecologia e
paleoceanografia.
1.2.2
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
A. Construir arcabouços bioestratigráficos com base em nanofósseis calcários
para a Bacia de Dahomey e Sites 661A (Legs 108) e 959D (Leg 159).
B. Determinar o grau de similaridade entre as associações nanofossilíferas do
Campaniano ao Paleógeno entre as seções da Bacia de Dahomey (Nigéria-Togo) e
Sites 661A (Legs 108) e 959D (Leg 159).
C. Identificar, caracterizar e correlacionar a seqüência de bioeventos e
inferências paleoceanográficas no trecho do Atlântico Sul equatorial estudado.
4
D. Interpretar as condições paleoambientais durante o Neocretáceo e
Paleógeno nas regiões acima citadas, segundo dados qualitativos e quantitativos de
nanofósseis calcários.
E. Comparar dados quantitativos das espécies com curvas de isótopos de
13
C
e 18O para o afloramento de Shagamu (Bacia de Dahomey).
1.3
Estrutura da Tese
Além do atual capítulo introdutório (Capítulo 1 - Introdução), os principais
tópicos da tese estão assim organizados:
Capítulo 2, Nanofósseis Calcários, páginas 6 a 17, onde são apresentadas
generalidades do nanoplâncton calcário, incluindo aspectos biológicos, transporte e
deposição de cocólitos no fundo oceânico. Comenta-se também sobre a utilização
dos nanofósseis calcários na indústria do petróleo e é apresentado um breve
histórico sobre os estudos do grupo fóssil, com um apanhado geral de importantes
pesquisas até os dias de hoje.
Capítulo 3, Caracterização da área de estudo, páginas 18 a 35, contendo a
localização das seções analisadas e sucessão estratigráfica da Bacia de Dahomey
para o intervalo de tempo pesquisado, além dos estudos prévios de nanofósseis
calcários da Nigéria. Encontram-se também nesse capítulo todas as informações
sobre as localizações dos testemunhos cedidos pelo IODP.
5
Capítulo 4, Material e método, páginas 36 a 66, onde são apresentadas todas
as seções estudadas (material), suas respectivas descrições litológicas e amostras
pontuais. O método utilizado para elaboração da tese é ilustrado nesse capítulo,
onde todas as etapas do trabalho são pormenorizadas. Inclui-se aqui o método de
preparação laboratorial adaptado.
Capítulo 5, Sistemática Paleontológica, páginas 67 a 134, onde são
apresentadas
a
classificação
e
as
estampas das entidades taxonômicas
encontradas.
Capítulo 6, Bioestratigrafia, páginas 135 a 205, com as considerações
bioestratigráficas, definições e comparações dos principais biozoneamentos
internacionais e finalmente a biocronoestratigrafia dos intervalos estudados.
Capítulo 7, Breves considerações bioestratigráficas e paleobiogeográficas para
os poços analisados, páginas 206 a 214, onde é possível visualizar a integração dos
dados biostratigráficos de cada seção e suas inferências paleoceanográficas.
Capítulo 8, Índice de Diversidade de Shannon, páginas 215 a 245, onde o
modelo de índice é introduzido, com sua apresentação, demonstração e aplicação
no presente estudo.
Capítulo 9, Nanofósseis calcários e o Máximo Termal do Paleoceno-Eoceno,
páginas 246 a 261, onde são descritos, em linhas breves, o episódio de
aquecimento ocorrido entre o Paleoceno e o Eoceno, suas características e eventos
associados, relação com o nanoplâncton calcário, e identificação do evento com
base em isótopos estáveis e nanofósseis no afloramento de Shagamu.
6
2
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
2.1
Generalidades
O termo Nanofósseis Calcários corresponde ao conjunto de partículas de
composição carbonática, de origem orgânica, com dimensões inferiores a 63 µm e
uma ampla variedade de formas (geralmente plaquetas arredondadas).
Deriva-se do termo nanoplâncton, definido por Lohmann (1909), incluindo todo
o plâncton que ultrapassa uma fina rede planctônica de malha inferior a 63 µm
formado principalmente de cocolitoforídeos (segundo Bown, 1998, diversos grupos
podem aparecer junto aos cocolitoforídeos nestas redes, incluindo espículas de
ascídias, dinoflagelados calcários e até foraminíferos jovens). Assim, são incluídos
como nanofósseis além dos cocolitoforídeos fósseis, outras formas associadas, de
origem indeterminada (incertae sedis).
Outro termo empregado na literatura é nanolito, termo descritivo que abrange
tanto formas vivas quanto fósseis, cocolitoforídeos ou incertae sedis.
Os
cocolitoforídeos
Prymnesiophyceae
(Young
pertencem
&
Bown,
à
Divisão
1997).
São
Haptophyta,
organismos
Classe
unicelulares,
biflagelados, planctônicos e predominantemente marinhos. São fotossintetizantes,
mas ao serem submetidos à ausência de luz podem se comportar como
heterotróficos, capturando seu alimento (matéria orgânica, bactérias e outros
7
fitoplânctons). São considerados também os principais produtores primários que
convertem dióxido de carbono (CO2) em carbonato de cálcio (CaCO3) nos oceanos.
Habitam a zona fótica do oceano, preferencialmente mares abertos, distantes
da região costeira, com águas estratificadas, de baixo teor de nutrientes
(oligotrófico), e geralmente quentes (o que pode variar conforme a espécie) de
salinidade normal. Raras espécies vivem em ambientes de água doce ou de baixa
salinidade, alguns indivíduos podem ser encontrados também em ambientes de alta
salinidade (Brand, 1994).
Os estudos biológicos baseiam-se em espécies de cocolitoforídeos ainda
viventes e são desta maneira, correlacionados aos fósseis e mesmo assim ainda são
incompletos.
Como características peculiares ao grupo recente, pode-se citar a presença
(Figura 1) de:
1) Um haptonema (além dos dois flagelos típicos), de formato espiralado e
estrutura tubular única (aparentemente uma adaptação funcional para nadar,
capturar alimento ou aderir-se ao substrato) e,
2) parede celular revestida por placas externas (cocólitos) que formam, em
conjunto, um envoltório esférico (posteriormente verificou-se que poderia apresentar
outras formas, Convigton, 1985 in Antunes, 1997), formando a denominada
cocosfera (Wallich, 1877, Siesser, 1994b). Após a morte, este envoltório é rompido e
os cocólitos desprendidos são transportados até o substrato oceânico (Figura 2)
onde se depositam e preservam-se para o registro fóssil.
8
Figura 1: Estrutura celular da alga Haptophyta. (Segundo Bown, 1998).
Os cocólitos são compostos principalmente de calcita, da variedade "baixo Mg"
(que contém menos de 4% de MgCO3). Pequenas quantidades de aragonita e
vaterita também foram observadas em culturas de laboratório (Siesser, 1977).
Sobre a função dos cocólitos, extensas discussões e várias hipóteses foram
formuladas até então, onde se especula principalmente sobre: proteção, regulação
da luz, flutuação e conveniência bioquímica.
Maiores explicações a respeito dos elementos biológicos e formação das
placas são encontrados em Siesser (1977), Brasier (1980), Aubry (1984), PerchNielsen (1985), Houghton (1991), Young et al. (1992), Young (1994), Piennar,
(1994), Antunes (1997), Young et al. (1997), Bown (1998) e Alves (2003).
Nanofósseis calcários são geralmente observados em grande abundância em
sedimentos de ambientes de baixa energia, marinhos (distantes da costa), de
9
granulometria fina, como: folhelhos, margas, vasas e siltitos (em arenitos são
extremamente raros).
Basicamente dois mecanismos são os principais responsáveis pelo transporte
de placas para o fundo oceânico, que explicam como os cocólitos são encontrados
em áreas abaixo da profundidade de compensação da calcita (Roth et al., 1975):
transportados por meio de macroagregados oceânicos ou pelotas fecais (pellets).
Cocólitos isolados apresentam uma velocidade de deposição muito baixa,
dissolvendo-se em águas pobres em carbonato de cálcio para a tanatocenose dos
nanofósseis.
Pelotas fecais são produzidas pelo zooplâncton que habita a zona fótica.
Cocólitos atravessam todo o canal alimentar do zooplâncton sem sofrer qualquer
efeito destrutivo (ataque químico ou físico) e se integram aos pellets fecais que
podem conter cerca de 100.000 cocólitos (Honjo,1976).
A pelota fecal apresenta uma alta taxa de afundamento e uma grande
quantidade é formada no oceano, o que favorece a deposição de cocólitos no
substrato oceânico, além disso, propicia a preservação dos nanofósseis, pois é
revestida de uma película orgânica que os protege dos efeitos da dissolução em
regiões mais profundas. Tal mecanismo é descrito na Figura 2 e pode ser lido em
Honjo (1976), Jones, (1996) e Alves & Wanderley (2003).
10
Figura 2: Processo de transporte e deposição dos cocólitos - pelota fecal - (segundo Alves &
Wanderley, 2003. Modificado de Honjo, 1976, e Jones, 1996). Obs.: escalas entre cocosfera,
cocólitos e “predador” exageradas para melhor compreensão.
Macroagregados
ou
"neve
marinha"
são
partículas
frágeis,
amorfas,
aglutinadas, formadas por bactérias, fitoplânctons, zooplânctons, pelotas fecais e
diversos detritos de matéria orgânica e inorgânica (Honjo, 1982), que também
auxiliam na deposição dos cocólitos no fundo dos oceanos (Siesser, 1994).
Após a deposição, os nanofósseis estão sujeitos a ação de diversos processos
diagenéticos, recristalização e dissolução, que podem transformar significativamente
a composição fossilífera, promovendo até mesmo sua total destruição, como no caso
11
de acumulações que se apresentam abaixo da CCD (Zona de Compensação do
Carbonato de Cálcio).
Por apresentarem uma ampla distribuição paleogeográfica, pequena amplitude
cronoestratigráfica e uma alta taxa evolutiva de grande parte do grupo, os
nanofósseis calcários são considerados excelentes indicadores bioestratigráficos.
Em função de sua elevada abundância, rapidez e facilidade no preparo e na
análise das amostras, possuem um valor particular na exploração petrolífera, onde
são empregados no controle bioestratigráfico dos poços perfurados, conforme
discutem Alves & Wanderley (2003) e sumarizado por Alves & Wanderley (2005) nas
Figuras 3 e 4.
Figura 3: Principais vantagens do uso dos nanofósseis calcários na exploração do petróleo.
Segundo Alves & Wanderley (2005)
12
Figura 4: Emprego dos nanofósseis calcários na indústria do petróleo. Segundo Alves &
Wanderley (2005).
2.2
Breve Histórico Sobre Estudos dos Nanofósseis Calcários
Em 1836, em um chalk da Ilha de Rugen no Mar Báltico, Christian Gottfried
Ehrenberg fez o primeiro relato da observação de estruturas que posteriormente
seriam chamadas de cocólitos.
Descrevendo-os como corpúsculos elípticos, ou discos achatados, possuindo
um ou alguns anéis concêntricos em sua superfície, Ehrenberg considerava,
entretanto, que se tratavam de minerais ovóides, de origem inorgânica.
13
Ehrenberg (1854) passou 14 anos preparando seu trabalho clássico
Mikrogeologie, onde publicou cerca de 5000 ilustrações do material analisado e
denominado por ele de "morfolitos calcários". A partir daí, vários estudos e hipóteses
foram lançadas na tentativa de se esclarecer a origem destas partículas.
Thomas H. Huxley (1858), assim como Ehrenberg, conferiu origem inorgânica
para as microscópicas partículas elípticas e discoidais. Desenvolveu estudos em
amostras procedentes do Oceano Atlântico Norte e atribuiu o termo cocólito pela
primeira vez na literatura.
Wallich, em 1861, relatou ter encontrado não apenas cocólitos livres, mas
também "aderidos" em diminutas esferas, e nomeou esta forma esférica de
cocosfera, indicando sua relação intrínseca aos cocólitos. Baseado em suas
amostras, Wallich acreditava ter encontrado uma forma juvenil de foraminífero
planctônico (Globigerinae).
Ao mesmo tempo, Henry Clifton Sorby (1861) observou que os corpos ovóides
de Ehrenberg não eram simples discos achatados, mas apresentavam um dos lados
convexo e o outro côncavo, acreditando assim em uma origem orgânica de
cristalização. Sorby, seguindo sua descrição do formato côncavo-convexo do
cocólito, considerou, por dedução, que estes ocorriam agrupados em formas
diminutas de esferas no oceano.
Surge a hipótese da origem orgânica dos cocólitos, com Wallich considerando
cocólitos como foraminíferos rudimentares com base em trabalhos petrográficos que
indicavam a mesma composição calcária (calcita) para ambos; e Sorby, que
defendia a idéia de organismos independentes dos foraminíferos, devido a
diferenças nas propriedades ópticas no agrupamento da calcita nas respectivas
estruturas.
14
Depois do artigo de Sorby (1861), quase todos os pesquisadores aceitaram o
fato de que cocólitos e cocosferas tinham uma origem orgânica, exceto Ehrenberg,
que três anos antes de sua morte publicara um dos seus últimos artigos sobre tais
"estruturas inorgânicas" (1873).
Com este avanço, biólogos começam a discutir em qual grupo seriam
enquadrados os cocólitos e cocosferas. Dentre alguns trabalhos destacam-se os de
Huxley (1868), Haekel (1870), Carter (1871), Thompson (1874), Wallich (1877),
Murray & Blackman (1898), Dixon (1900), Lohmann (1902), Ostenfield (1899 et
seq.), Arkhangelsky (1912 et seq.) que juntamente com outros fecham o século XIX
e iniciam o século XX com significativo desenvolvimento no campo de estudo
biológico destes organismos, intensificando os estudos fisiológicos e sistemáticos do
grupo (Siesser, 1994).
Nas décadas de 1920 e 1930, surgem nomes como os de Kampter (1927,
1931) na Áustria, Deflandre (1939) na França, Gran e Braarud (1935) na Noruega,
pesquisadores que descreveram tanto espécies viventes como as espécies fósseis
de cocolitoforídeos.
Nas décadas de 1940 e 1950, nota-se uma eminente investigação dos
aspectos fisiológicos e ecológicos do nanoplâncton, como exemplos temos os
trabalhos de Braarud (1945) e Parke e colaboradores (1955).
Com o desenvolvimento de técnicas de microscopia na década de 1950 tornase mais elucidativo o estudo do nanoplâncton. Kampter (1952) faz uso da luz
polarizada cruzada. Ainda, na mesma década, Braarud & Nodli (1952), Braarud et al.
(1952) Deflandre & Fert (1954) passam a utilizar iluminação em contraste de fase e o
microscópio eletrônico de transmissão (MET), tornando esta uma ferramenta de
grande ajuda na caracterização e descrição de muitos exemplares.
15
Bramlette e Riedel (1954) demonstraram com sucesso o uso de nanofósseis
calcários em bioestratigrafia, com a posição estratigráfica sendo determinada em
questão de minutos e com grande precisão (Martini & Bramlette, 1963).
O primeiro registro de nanofósseis calcários é do Triássico superior, mas os
primeiros estudos bioestratigráficos foram desenvolvidos para o Cenozóico
(Bramlette & Riedel, 1954; Bramlette & Sullivan, 1961), onde se comprovou a
validade das espécies de Discoaster para a correlação estratigráfica de longa
distância.
O valor bioestratigráfico dos nanofósseis acaba finalmente por ser reconhecido
com as expedições do DSDP (Deep Sea Drilling Project), de 1968 a 1983, e de seu
sucessor ODP (Ocean Drilling Program), a partir de 1985 em diante, onde esse
grupo foi considerado em muitos dos seus trabalhos como um fóssil elementar
referencial, possibilitando um vultoso avanço no refinamento dos já estabelecidos
arcabouços bioestratigráficos.
O microscópio eletrônico de varredura (MEV) ocupa lugar de destaque nos
estudos taxonômicos do grupo, no final da década de 1960 e início da década de
1970. Entretanto, o microscópio de luz polarizada e de contraste de fase ainda é o
mais utilizado na rotina dos trabalhos bioestratigráficos.
A partir dos anos de 1950 até os dias de hoje os estudos com nanoplâncton
caminham para seu estágio de maturidade. Começam a se desenvolver diversos
zoneamentos bioestratigráficos a medida que se melhor conhecia a amplitude
cronoestratigráfica das espécies,desde o Jurássico até o Cenozóico. Dentre diversos
trabalhos clássicos citam-se os de Bramlette & Sullivan (1961), Martini & Bramlette
(1963), Bramllete & Riedel (1954), Bramlette & Martini (1964), Cepek & Hay (1969),
Martini (1971), Bukry (1973a), Bukry (1973b), Haq & Lohmann (1976), Thierstein
16
(1976), Manivit et al.(1977), Gartner Jr (1977), Hay (1977), Sissingh (1977), Verbeek
(1977), Bukry (1978), Haq (1978), Perch-Nielsen (1985), Varol (1989) e Bown (1998,
2005) com a integração global do arcabouço bioestratigráfico com base em
nanofósseis calcários e até outros grupos fósseis.
No Brasil pode-se citar os trabalhos de Tröelsen & Quadros (1971), Quadros &
Gomide (1972), Gomide (1982), Freitas (1983), Antunes (1987), Richter et al. (1987),
Wanderley (1987), Shimabukuro, (1988), Cunha (1990), Dehnhardt (1990), Antunes
& Cunha (1991), Costa (1992), Cunha & Antunes (1993), Antunes (1994), Beurlen et
al. (1994), Costa & Antunes (1994), Shimabukuro (1994), Toledo (1995), Dehnhardt
(1996), Antunes (1997), Cunha et al. (1997), Oliveira (1997), Antunes (1998), Cunha
& Koutsoukos (1998), Gonçalves & Dehnhardt (1999), Lima (2002), Antunes et al.
(2004), Oliveira et al. (2005), elevando o conhecimento bioestratigráfico dos
nanofósseis da margem brasileira.
Mesmo não contemplando todos os estudos realizados na área, destacam-se
aqui diversos trabalhos considerados importantes, com estudos que envolvem:
1) a descrição, a classificação e a filogenia: McIntyre & Bé (1967); Tappan
(1968), Bukry (1971), Tappan & Loeblech (1973), Hay (1977), Farinacci (1979) et
seq., Romein (1979), Tappan (1980), Aubry (1984) et seq., Perch-Nielsen (1985),
Roth (1987), Aubry (1989a), Bown et al. (1992 e 1994), Bown & Young (1997),
Young (1997), Young & Bown (1997a), Young & Bown (1997b), Young et al. (1997),
Young et al. (2003), Geisen et al. (2004), Andruleit et al. (2006) e Takano et al.
(2006).
2) investigações de isótopos estáveis, ecologia, produção, transporte,
sedimentação e diagênese, biogeografia e paleoceanografia: Hill (1975), Honjo
(1976), McIntyre & McIntyre (1971), Bukry (1973b), McIntyre & Bé (1973),
17
Schneidermann (1973), Schneidermann (1977), Tappan (1980), Roth (1983), Aubry
(1984), Roth (1987), Roth (1989), Houghton (1991), Wei & Wise (1992), Roth (1994),
Siesser (1994a), Siesser (1994b), Steinmetz (1994a), Steinmetz (1994b), Winter &
Siesser (1994), Winter et al. (1994), Cachão (1995), Browning (1997), Kinkel et al.
(2000), Stant (2004), Thierstein & Young (2004), Young et al. (2005) e Erba (2006).
3) a importância da bioestratigrafia de nanofósseis calcários como ferramenta
na exploração de hidrocarbonetos (Crux & van Heck, 1989; Jenkins, 1993; Jones,
1996).
Os nanofósseis calcários também foram abordados de forma didática em livros
acadêmicos de assuntos relacionados direto ou indiretamente à micropaleontologia
ou paleontologia geral, como exemplos: Jones (1956), Glaessner (1963), Hay
(1977), Haq & Boersma (1978), Brasier (1980), Bignot (1985), Perch-Nielsen (1985),
Lipps (1993), Winter & Siesser (1994), Jones (1996), Antunes (1997), Bown (1998),
Wanderley (2000 e 2004), Thierstein & Young (2004), Armstrong & Brasier (2005).
18
3
CARACTERIZAÇÃO DA ÁREA DE ESTUDO
3.1
Localização - Introdução
O presente trabalho envolve o estudo detalhado de nanofósseis calcários
(Cretáceo superior ao Eoceno superior) encontrados em seções ao longo do Oceano
Atlântico Equatorial (1) da Bacia de Dahomey (Nigéria) e (2) testemunhos cedidos
pelo IODP (Integrated Ocean Drilling Program) (Figuras 5 a 7).
3.2
Bacia de Dahomey
A Bacia de Dahomey situa-se no Golfo de Guiné, estendendo-se ao sudoeste
da margem africana por Gana, República de Togo e Benin, e ao leste pela porção
sul da Nigéria.
As amostras estudadas da Bacia de Dahomey (Figuras 5 a 8, e Apêndice 01)
são provenientes de poços (Bode Ashe, Araromi, Wasimi, Ilaro-1, Ilaro-3) e do
afloramento (Shagamu) das áreas de Ilaro e Abeokuta.
19
Figura 5: Localização dos pontos estudados. Imagem gerada pelo software Google Earth.
Figura 6: Pontos estudados na Bacia de Dahomey e Testemunhos (Legs 108 e 159) do IODP.
Imagem gerada pelo software Google Earth.
20
Figura 7: Localização das seções estudadas na Bacia de Dahomey. Imagem gerada pelo
software Google Earth.
Figura 8: Geologia de um setor da Bacia de Dahomey com as principais áreas de amostragem.
1=Wasimi; 2 e 3=Ilaro-1 e Ilaro-3; 4=Araromi; 5=Bode Ashe e (X)=Shagamu (Fonte: Geological
Survey of Nigeria).
21
3.2.1
BACIAS SEDIMENTARES DA NIGÉRIA
As rochas sedimentares nigerianas ocorrem tanto na porção costeira quanto na
porção continental do país. Há apenas duas bacias costeiras na Nigéria, o Delta do
Niger e a Bacia de Dahomey, próximas ao Oceano Atlântico Equatorial. O setor
leste da Bacia de Dahomey encontra-se na Nigéria e o restante está distribuído por
Benin, Togo e Gana. Outras principais bacias nigerianas são: Anambra, Depressão
de Benue, Embasamento médio do Niger (Bida), Sokoto (setor leste da bacia de
Illulemebin), Bacia de Nupe e Bacia de Chad (Figura 9).
A Bacia de Anambra e a faixa NE-SW da depressão de Benue cobrem a parte
40km
leste da Nigéria subindo ao nordeste, onde se localiza a Bacia de Chad. O
Embasamento do Niger Médio, conhecido também como Bacia de Bida, percorre
NW-SE aproximadamente perpendicular e continua à Bacia de Anambra da parte
sudeste do país. A Bacia de Bida ocupa a área central oeste, estendendo-se até a
Bacia de Sokoto, no canto noroeste da Nigéria.
22
Figura 9: Principais bacias sedimentares nigerianas e distribuição dos sedimentos. Demarcado
pelo retângulo vermelho, encontra-se a área amostrada e destacada na Figura 8. Modificado de
Vrbka et al.(1999).
Os depósitos mais antigos destas bacias são arenitos do Cretáceo, folhelhos e
calcarenitos datados geralmente como sendo do Albiano (110 M.a.), contudo sua
posição basal pode ser indicada como sendo Aptiano ou mesmo do Neocomiano.
Estas rochas são denominadas Grupo Rio Asu no leste da Nigéria, sendo
depositadas sobre o embasamento cristalino e piroclastos basais na depressão de
Benue (Ofoegbu, 1985; Rat et al., 1991). Os sedimentos depositados são
geralmente areias de ambientes flúvio-deltáicos sobre o complexo embasamento.
No sudeste nigeriano os depósitos mais antigos do Cretáceo que recobrem o
embasamento são areias, siltitos e conglomerados relacionados à Formação Ise do
Grupo Abeokuta. Na Bacia de Bida, no oeste central da Nigéria, os depósitos
cretácicos são do Maastrichtiano e denominados Arenito Nupe.
23
Uma seqüência de arenitos e siltitos que recobrem o Arenito Nupe contêm
depósitos de ferro oolíticos e pisolíticos na região de Bida. As rochas mais antigas
na Bacia de Sokoto compreendem essencialmente de arenitos, argilas e folhelhos
classificados como Formação Gundumi, de idade turoniana.
A seqüência sedimentar na Depressão de Benue consiste em alternâncias de
folhelhos marinhos e calcarenitos que recobrem o Grupo Asu River ao sul e o
Arenito Bima ao norte. Estes arenitos foram depositados durante a segunda
transgressão marinha dentro da subsidência da depressão local durante o
Cenomaniano e Turoniano (110-90 M.a.) (Reyment & Dingle, 1987). A seqüência
folhelhos-calcarenitos inclui a Formação Odukpani na área de Calabar (Benue
Inferior); Eze-Aku/Makurdi na Depressão de Benue Médio e as formações Dukul,
Gongila e Pindiga na Depressão de Benue Superior, no nordeste da Nigéria
(Ofoegbu, 1985).
As camadas de calcarenitos nestas formações são suficientemente espessas
em alguns lugares, notavelmente em Nkalagu, Odomoke, Igumale, Yandey e
Ashaka.
Após a deposição dos calcarenitos, o mar tornou-se raso, resultando na
formação de pântanos, particularmente na Bacia de Anambra (Reyment & Dingle,
1987; Ladipo 1988).
Os pântanos e vegetação associados foram mais tarde cobertos por uma
espessa camada de sedimentos que se tornariam o depósito de carvão das
formações Mamu e Nsukka, na Bacia de Anambra (Ladipo, 1988) e Depressão de
Benue Inferior. Na Depressão de Benue Médio e Superior camadas de carvão
também ocorrem com as formações Lafia e Gombe, consideradas equivalentes
temporais de Mamu e Nsukka, ao sudeste da Nigéria (Ofoegbu, 1985).
24
Durante o final do Cretáceo, o preenchimento sedimentar da Bacia de
Anambra, Depressão de Benue e alguns depocentros, as sub-bacias de Afikpo e o
flanco de Calabar estavam sujeitos a movimentos da crosta (episódios de
dobramento). Isto resultou na formação de um anticlinal regional (Abakaliki) na
Depressão de Benue Inferior e em sinclinais complementares nas adjacências da
Bacia de Anambra para o oeste e na sub-bacia de Afikpo ao leste (Ladipo, 1988).
Estudos mais detalhados podem ser encontrados em trabalhos como os de
Onuoha & Ofoegbu (1988) e Onuoha (1999), sobre caracterização estrutural e dados
de poços perfurados; além de Chatellier & Slevin (1988) e Akande et al. (1998),
versando sobre potencial de exploração de hidrocarbonetos na região.
3.2.1.1
A Bacia de Dahomey
A Bacia de Dahomey está próxima de um grande número de campos
petrolíferos, descobertos recentemente nas redondezas dos países africanos como
Cote d’Ivore, Gabão, Benin e Nigéria.
A partir do eocretáceo, a área que agora está no oeste da África e no Golfo de
Guiné sofreu uma considerável atividade tectônica associada com a quebra do
Gondwana e a criação do Oceano Atlântico Sul Setentrional.
Enquanto influências marinhas através do Golfo de Guiné atingiram as bacias
riftes de Benue durante o Albiano, as partes do sudoeste e do norte da Nigéria eram
áreas de plataformas sem depósitos significativos. Contudo a extensa transgressão
25
Campaniano-Paleoceno atingiu igualmente as bacias de Dahomey, Anambra e Bida
na Nigéria.
No Embasamento Dahomey, a bacia foi criada durante os primeiros estágios
do rifteamento. Os depósitos mais antigos são de idade neocomiana, sendo
compostos de material siliciclástico depositado em ambiente continental a lacustrino.
Estas rochas são denominadas de Formação Ise.
Durante o Aptiano ao Albiano a bacia passou por uma expressiva transgressão
marinha que resultou numa deposição proximal marinha de argilas e areias que se
sobrepõem discordante e lateralmente com a Formação Ise. A sedimentação
marginal marinha de argilas e areias continua do Turoniano ao Coniaciano quando o
folhelho anóxico Awgu (marinho profundo) é então caracterizado.
O centro deposicional da parte inferior da depressão Benue modificou no
sentido oeste durante o Santoniano-Campaniano formando a Bacia de Anambra.
Mais a oeste a subsidência do Maastrichtiano (controlada por termalismo isostático)
conduziu a evolução da Bacia de Dahomey no sul e as bacias de Bida e Sokoto na
Nigéria Central e noroeste (Adeleye, 1975; Petters, 1978; Adediran & Adegoke,
1987; Benkhelil, 1989; Akande & Erdtmann, 1998).
A sucessão pré-maastrichtiana no sul nigeriano em geral é dominado por
siltitos escuros, arenitos e camadas intercaladas de calcarenitos.
Okosun (1990) revisou a estratigrafia do Cretáceo de Dahomey, constatando
que durante o Campaniano-Maastrichtiano depósitos intracratônicos e de sin-rifte
formaram as formações Abeokuta e Araromi que consistem de areias finas a medias
inconsolidadas com intercalações de siltitos, argila e calcarenito. Ladipo (1988)
26
indica um ciclo de regresão durante o Maastrichtiano para a Bacia de Anambra e
proximidades.
Estratos correlacionáveis são identificados a leste da Bacia de Anambra
(Petters, 1978, Ladipo, 1988, Adeniran, 1991; Mode, 1991, Akande & Mücke, 1993,
Gebhardt, 1998). Ambientes marinhos, deltaicos e de planícies de maré são
indicados por associações faciológicas e assembléias fossilíferas. De especial
interesse são os siltitos escuros e folhelhos que caracterizam o Maastrichtiano
superior-Paleoceno ao leste da Bacia de Dahomey, indicadas como possíveis rochas
fontes de arenitos de mesma idade (Enu, 1987).
Até o fim do Cretáceo e início do Paleoceno a sedimentação marinha
(folhelhos) foi dominante no sopé continental africano.
No Maastrichtiano canais de turbidito começaram a se formar ao longo deste
sopé e depositaram o material clástico da Formação Araromi na região offshore de
Benin.
No início do Terciário, a transgressão marinha resultou na deposição de uma
espessa camada de argilas, siltes, areias e carbonatos (menos comum) sobre os
depósitos preexistentes em Dahomey (formações Ewekoro e Akimbo) (Adegoke et
al., 1970; Adegoke et al., 1981), Anambra e delta do Niger (Formação Imo) além de
Sokoto e Bacia de Chad (Formação Kerri-Kerri).
No setor nigeriano da Bacia Dahomey as rochas terciárias consistem, da base
para o topo, de uma seqüência carbonática do Paleoceno (Formação Ewekoro) e
folhelhos laminados (Formação Akimbo); camadas fosfáticas terciárias (Formação
Oshosun) e arenitos argilosos (Formação Ilaro = Ameki).
27
A Formação Ewekoro tende a se espessar em direção à República de Benin.
Sobrepõe-se o Grupo Abeokuta (Cretáceo) e está abaixo da Formação Akimbo,
que se extende pelo Rio Niger ao leste, onde é conhecida como Formação Imo
(ambiente marinho, conforme Ladipo, 1988). Maiores estudos a respeito do Grupo
Ewekoro podem ser encontrados no trabalho de Fayose & Asseez (1972), onde os
autores investigam os aspectos micropaleontológicos da região, com base em
foraminíferos, ostracodes e evidências litológicas.
A camada de fosfato da Formação Oshosun (Eoceno), assim como os
calcarenitos Ewekoro (Paleoceno), afina ao leste de Shagamu (onde afloram), e se
espessam em direção a Ilaro e além de Benin e Togo. Além da região de Okitipupa,
uma seqüência de areias argilosas e arenitos lamosos denominados Formação
Ameki extende-se pelo Rio Niger ao flanco Calabar no leste nigeriano,
representando, em parte, uma equivalência de tempo às formações Oshosun e
Ilaro no oeste da Bacia de Dahomey.
Ainda de acordo com Ladipo (1988) é observado no final do Eoceno um
período de regressão para as bacias de Anambra e Dahomey.
28
3.2.1.2
Bacia de Dahomey – Divisão Litoestratigráfica (Figuras 10 e 11)
Formação Ise
Pertence à fase pré-drifte da seqüência de areias e siltitos continentais com
conglomerado basal em contato com o embasamento. Apresenta areias intercaladas
com argilas, com idade sugerida, através de microflora, como ValangianoBarremiano (Omatsola & Adegoke, 1981).
Formação Abeokuta
Areias finas a médias inconsolidadas com intercalações de siltitos, argilas e
calcarenitos. Datam do neo-Albiano ao Campaniano (Jones & Hockey, 1964).
Formação Araromi
Composto por folhelhos do Maastrichtiano, segundo Reyment (1965),
correlacionável com a Formação Folhelho Nkporo de Billman (1976).
Formação Ewekoro
Composta por uma espessa camada em séries de folhelhos azul-acinzentados
com finas e ocasionais faixas de arenitos e margas calcáreas, além de calcarenitos,
sendo correlata à parte inferior da Formação Imo e às formações Dange,
Kalambaina e Gamba. Sua porção arenosa apresenta equivalente lateral na
Formação Imo no leste da Nigéria, além dos arenitos Igbalu, Ebenebe e Umuna.
Estende-se através de Dahomey até Togo.
29
A Formação Ewekoro é composta por calcarenitos e margas fossilíferas que
datam do Paleoceno (Kogbe & Me´hes, 1986) de ambiente deposicional marinho
(Ladipo, 1988).
Formação Akinbo
Formação parcialmente equivalente à Formação Ewekoro, estendendo-se
para Benin e Togo, onde se apresenta menos espessa. É composta por arenitos,
lamitos e folhelhos, além de calcarenitos verde-acinzentados, sendo datada como
Paleoceno (Kogbe & Me´hes, 1986).
Formação Oshosun
Composta por folhelhos e argilitos verde-claros, argilas calcárias e camadas
fosfáticas finas que geralmente ocorrem em subsuperfície (Reyment, 1965).
Equivalente temporal ao Arenito Nanka e Formação Ameki (Arua, 1988), é
economicamente importante devido à exploração dos depósitos de fosfato. Segundo
Okosun (1989), através de ostracodes e foraminíferos encontrados, esta formação
pode indicar um sistema deposicional marinho raso, de alta energia, onde os
sedimentos foram depositados em um curto intervalo de tempo, sendo as camadas
depositadas durante uma fase transgressiva marinha variando entre um ambiente de
plataforma continental rasa a um ambiente intertidal raso (Ladipo, 1988). De acordo
com foraminíferos e ostracodes (Okosun, 1989) a Formação Oshosun é
caracterizada como sendo do Eoceno inferior a médio.
30
Formação Ilaro
Composta por areias não fossilíferas continentais finas a médias, mal
selecionadas, pouco consolidadas, intercaladas com argilas e folhelhos fossilíferos
de coloração esverdeada. A formação pode representar um ambiente deposicional
de praia (ou próximo a ela), segundo a própria textura dos sedimentos (Jones &
Hockey, 1964; Kogbe, 1976). De modo especulativo data-se a formação como sendo
de idade meso a neo-eoceno (Kogbe, 1976).
Figura 10: Sucessão Estratigráfica da Bacia de Dahomey admitida neste trabalho. Modificado
de Erdtmann et al., 2002.
31
Figura 11: Relação estratigráfica entre as bacias costeiras (e adjacências) da Nigéria. Em
destaque a Bacia de Dahomey e a evolução dos estudos na área, onde os depósitos continentais
estão em marrom e os depósitos marinhos em azul (referências mencionadas são encontradas em
Adediran et al., 1991). Modificado de Adediran et al., 1991.
3.2.1.3
Estudos dos Nanofósseis Calcários da Nigéria
Aspectos paleontológicos e bioestratigráficos do Cretáceo e Terciário da Bacia
de Dahomey têm sido estudados durante os últimos 40 anos, entretanto, poucos são
os trabalhos com ênfase na microbioestratigrafia e paleoecologia, e até a presente
pesquisa bibliográfica somente os trabalhos de Kogbe (1976), Perch-Nielsen (1981),
Perch-Nielsen & Petters (1981), Gebhardt (2000) e Gebhardt (2001) relatam estudos
32
de nanofósseis calcários da Nigéria, todos eles do Cretáceo superior e não
específicos para as áreas estudadas.
Gebhardt (2001) ao estudar a Formação Nkalagu (Turoniano médio ao
Coniaciano) apresenta um esquema do domínio de nanofósseis e possíveis áreas
de upwelling e paleocorrentes no Atlântico Sul durante o intervalo entre o
Cenomaniano ao Coniaciano, de acordo com diversos autores. O autor cita ainda a
pobreza na freqüência de nanofósseis encontrados, atribuindo efeitos de diagênese
e dissolução, associados a um material siliciclástico (principalmente mica), detritos
carbonáticos e matéria orgânica, dificultando, de certa maneira, as análises
quantitativas
e
ecológicas,
porém
não
impedindo
a
elaboração
de
um
biozoneamento para a área estudada.
Por estes motivos, a biocronoestratigrafia com nanofósseis calcários da região
oeste africana (Nigéria, Togo), em particular na Bacia de Dahomey, é de especial
interesse. Uma vez que ainda não há um biozoneamento regional com base em
nanofósseis calcários, os resultados deste trabalho contribuiem sobremaneira no
conhecimento científico e no refinamento da pesquisas exploratórias.
33
3.3
Testemunhos Cedidos pelo IODP (Integrated Ocean Drilling Program)
As amostras analisadas provenientes do IODP fazem parte dos testemunhos
do Site 959D, Leg 159 e Site 661A, Leg 108 (Figura 12 e Apêndice 2). Tais sítios
foram selecionados por apresentarem localizações estratégicas para a correlação
dos bioeventos e estágios evolutivos entre as bacias do litoral africano (Bacia de
Dahomey) e brasileiro (Bacia Potiguar), visando, ainda, um trabalho direcionado aos
Figura 12: Localização esquemática dos principais poços do DSDP e ODP, Legs 108 e 159.
Poços: 661 A, Leg 108 (ODP) e 959 D, Leg 159 (ODP).
34
3.3.1
SITE 661A; LEG 108.
O Site (poço) 661 A, pertencente ao Leg (pernada) 108 – Atlântico tropical
oriental (Eastern Tropical Atlantic), é a porção final de um testemunho perfurado no
talude oriental da Falha de Kane (Kane Gap), a principal passagem em águas
profundas através da Elevação de Serra Leoa (Figura 13).
As operações no Site 661A ocorreram entre os dias 17 e 20 de março de 1986,
ainda pelo ODP (Ocean Drilling Program). Maiores detalhes a respeito da
localização e amostras desse testemunho são encontrados no Apêndice 2.
Figura 13: Localização do testemunho 661A, Leg 108 (ODP).
35
3.3.2
SITE 959D; LEG 159.
O Site 959D, perfurado no Leg 159, foi nomeado pelo ODP de Cadeia Marginal
Costa do Marfim-Gana, Atlântico Equatorial Oriental (Côte d’Ivoire - Ghana Marginal
Ridge, Eastern Equatorial Atlantic) ou Margem Transformante Costa do Marfim/Gana
(Côte d’Ivoire/Ghana transfom margin).
Está localizado em um pequeno platô no lado sul da Bacia Profunda Ivoriana
(Deep Ivorian Basin) que se estende ao norte do topo da Cadeia Marginal da Costa
do Marfim (Figura 14).
Ambas as feições, a Bacia Profunda Ivoriana e a cadeia marginal foram
geradas como conseqüência do rifteamento do início do Cretáceo, ao norte do
Atlântico Sul.
As operações no Site 959D ocorreram entre os dias 14 e 24 de janeiro de
1995, ainda pelo ODP (Ocean Drilling Program). Maiores detalhes a respeito da
localização e amostras desse testemunho são encontrados no Apêndice 2.
Figura 14: Localização do testemunho 959D, Leg 159 (ODP).
36
4
MATERIAL E MÉTODO
4.1
Material - Introdução
A seguir, serão apresentados as seis seções analisadas da Bacia de Dahomey
e os dois testemunhos cedidos pelo IODP (vide total de amostras na Tabela 1), com
seus respectivos perfis litológicos (legenda completa na Figura 15) e o ponto exato
de cada amostra coletada.
Tabela 1: Total das amostras analisadas neste trabalho.
Localização das amostras
Número total de amostras
Bacia de Dahomey
379
IODP
91
TOTAL
470
As descrições detalhadas (localização, código da amostra, litologia e
profundidade) de todas as amostras são encontradas nos Apêndices 1 e 2.
37
Figura 15: Legenda com definição da litologia descrita no presente trabalho (segundo ODP).
4.1.1
POÇO ILARO-3
Com 51 amostras coletadas, a seção litológica do testemunho de Ilaro-3
(Figura 16) é dividida em duas formações: Formação Ewekoro (Paleoceno) em sua
porção mais basal, composta de calcarenitos e a Formação Oshosun (Eoceno),
contendo alternâncias de arenitos, folhelhos e folhelhos arenosos.
A seção apresenta aproximadamente 150m de profundidade, com seu topo
intemperizado (laterita).
38
Figura 16: Seção litológica do testemunho de Ilaro-3 e suas amostras coletadas.
39
4.1.2
POÇO ILARO-1
Foram coletadas no testemunho Ilaro-1 (Figura 17) o total de 59 amostras,
numa profundidade entre 38 e 146 metros da seção. O testemunho é caracterizado
em sua parte mais basal pelos calcarenitos da Formação Ewekoro (Paleoceno); logo
acima é ocupado pelas formações Akimbo-Oshosun (Paleoceno tardio-Eoceno), que
não apresentaram variação litológica (folhelhos cinzas) que auxiliasse na
individualização das mesmas e, na porção superior, apresenta a Formação Ilaro
(Eoceno), composta por arenitos de origem continental e com o topo intemperizado
(laterita).
40
Figura 17: Seção litológica do testemunho de Ilaro-1 e suas amostras coletadas.
41
4.1.3
POÇO ARAROMI
Do testemunho Araromi (Figura 18) foram coletada 91 amostras, pertencentes
à Formação Araromi. Tal formação, inicialmente relatada como depositada entre o
Campaniano-Maastrichtiano, tem seu intervalo de deposição sedimentar estendido
ao Paleoceno, conforme Omatsola & Adegoke (1981) e Adediran et al. (1991)
(Figura 11) e confirmado pela assembléia nanofossilífera encontrada neste estudo
(ver capítulo 6, seção 6.3.1.3).
O testemunho apresenta aproximadamente 575 metros de profundidade com
os cem primeiros metros perdidos. Sua base é composta por uma delgada camada
de calcarenitos sobreposta por folhelhos (escuros a cinzas e arenosos a argilosos).
42
Figura 18: Seção litológica do testemunho de Araromi e suas amostras coletadas.
43
4.1.4
POÇO WASIMI
Totalizando 27 amostras coletadas em aproximadamente 88 metros de
profundidade,
o
testemunho
de
Wasimi
(Figura
19)
tem
como
unidade
litoestratigráfica o grupo Abeokuta (Cretáceo). Apresenta em sua continuidade
intercalações entre camadas de folhelhos cinza e arenito, com o topo demarcado por
uma fina camada de argilito e laterita.
44
Figura 19: Seção litológica do testemunho de Wasimi e suas amostras coletadas.
45
4.1.5
AFLORAMENTO DE SHAGAMU
O afloramento da Pedreira de Shagamu (Figuras 20, 21 e 22) possui 17
amostras coletadas (Figura 23). A seção mede 16 metros, com a porção basal
formada por calcarenitos da Formação Ewekoro (Paleoceno), seguida por uma
delgada camada de areia com glauconita e, logo acima, uma dominante camada de
argilitos escuros com concreções calcárias da formação Oshosun (PaleocenoEoceno). A parte superior da seção é composta por arenitos da Formação Ilaro, de
origem continental e datada como Eoceno.
Figura 20: Seção litológica do afloramento de Shagamu. Destaque para Formação Ewekoro.
Foto de Holger Gebhardt (Março de 2003).
46
Figura 21: Seção litológica do afloramento de Shagamu. Destaque para Formação Oshosun e
as concreções calcárias. Foto de Holger Gebhardt (Março de 2003).
Figura 22: Seção litológica do afloramento de Shagamu. Formação Ilaro, ao fundo e Formação
Oshosun, com concreções calcárias. Foto de Holger Gebhardt (Março de 2003).
47
Figura 23: Seção litológica do afloramento de Shagamu e suas amostras coletadas.
48
4.1.6
POÇO BODE ASHE
A seção de Bode Ashe (Figura 24) é composta por 134 amostras de calha com
uma profundidade aproximada de 750 metros. Sua base é composta por arenitos da
Formação Ise, seguidos dos folhelhos arenosos cinzas da Formação Afowo e dos
folhelhos intercalados com calcarenitos da Formação Araromi, todos definidos como
cretácicos.
Logo
acima
encontram-se
calcarenitos
da
Formação
Ewekoro
(Paleoceno), folhelhos das Formações Akimbo/Oshosun e arenitos da Formação
Ilaro (Eoceno).
49
Figura 24: Seção de Bode Ashe (amostras de calha) e suas amostras coletadas.
50
4.1.7
SITE 661A, LEG 108
Com 20 amostras selecionadas para este estudo (entre as profundidades de
87,5 e 165 metros), o Site 661A (Figura 25) é dividido em três principais unidades
litológicas, onde apenas a terceira unidade é reconhecida como cretácica, sendo
composta principalmente de argilas, siltes e argilitos, intercalados por vasas de
nanofósseis.
A deposição sedimentar no Site 661A tem início no final do Cretáceo, com o
acúmulo de uma fina camada de argila. Inicialmente, a região localizava-se abaixo
da região de compensação do carbonato (CCD – Carbonate Compensation Depth),
mas gradualmente desenvolveu-se para uma posição acima da mesma, ainda no
Cretáceo.
A próxima deposição preservada só teve início no Mioceno, depois de um
considerável hiato.
51
Figura 25: Seção litológica do Site 661A, Leg 108 e suas amostras coletadas.
4.1.8
SITE 959D, LEG 159
Com 71 amostras selecionadas, entre as profundidades de 350 e 850 metros,
quatro litologias principais são reconhecidas no Site 959 (Figura 26). Para este
estudo, apenas partes da unidade II (sub-unidade II C) e III (parte superior) foram
analisadas.
Unidade Litológica II: (amostras 01 a 66) - composta de sedimentos calcários e
silicicosos alternados, divididos em duas sub-unidades, onde a porção depositada
durante o Paleoceno (sub-unidade II C) apresenta intercalações de vasas de micrita,
porcelanitas e finas camadas de argilas. Micrita é o termo utilizado para definir
52
partículas carbonáticas muito finas (<~10µm), observadas em análises petrográficas,
onde não é possível definir claramente sua origem (geralmente encontrada em
lama/lamitos). Porcelanita é uma rocha litificada com abundante sílica autigênica,
porém menos dura, brilhante e frágil do que o chert.
Unidade Litológica III: (amostras 67 a 71) – composta basicamente por argilitos
escuros.
Figura 26: Seção litológica do Site 959D, Leg 159 e suas amostras coletadas
53
4.2
Método
O presente estudo está dividido, em sua parte textual, pela Introdução (capítulo
1), Desenvolvimento (capítulos 2 a 9) e Conclusão (capítulo 10). Todo o trabalho é
regido pelas normas da ABNT (NBR 6023, ano de 2002), juntamente com as
instruções do Manual para Elaboração de Normalização de Dissertações e Teses do
Sistema de Bibliotecas e Informação (SiBI) da UFRJ, do ano de 2004 (disponível em:
www.sibi.ufrj.br/manual_teses.doc).
A tese desenvolveu-se através das seguintes etapas:
1) Levantamento bibliográfico: Diversos trabalhos foram consultados e
referenciados no decorrer da execução deste estudo, em destaque para: pesquisas
sobre a região das amostras coletadas, seu contexto geológico e histórico dos
estudos com base em nanofósseis calcários (capítulos 3 e 4); métodos de preparo
de lâminas para observação dos nanofósseis (capítulo 4); sistemática paleontológica
(capítulo 5) bioestratigrafia e zoneamentos de referências mundiais (capítulo 6);
paleoecologia (capítulo 7), Índice de diversidade (capítulo 8) e isótopos de Carbono
e Oxigênio (capítulo 9).
2) Método de preparo: De posse das amostras coletadas, fez-se necessária a
adaptação de um melhor método de preparo para nanofósseis calcários (descrito em
detalhes adiante, no tópico 4.2.) que aprimorou, de forma considerável, o
processamento das amostras analisadas, oriundas de testemunhos, amostras de
calha e afloramento.
3) Análise das lâminas: O material preparado em lâminas foi observado em
Microscópio Óptico Petrográfico AXIOLAB Carl-Zeiss, com objetiva de 100X (usada
54
com óleo de imersão) e oculares de 10X e 16X, somando um aumento final de
1000X e 1600X, respectivamente, pertencente ao Laboratório de Nanofósseis
Calcários, Departamento de Geologia/IGEO/CCMN/UFRJ, sob registro de número
UFRJ-462180.
Fichas de análises dos exemplares encontrados foram confeccionadas
(Apêndices 3, 4 e 5) para facilitar a organização dos dados. Por sua vez a contagem
dos mesmos foi realizada segundo técnica citada por Bown & Young (1998), onde se
aplicou:
a) Contagem de abundância relativa: Contagem de número fixo de 300
espécimes (indivíduos) por lâmina. Além disso, uma rápida varredura em toda
lâmina (cerca de 100 espécimes observados após os 300 primeiros) foi realizada
com a finalidade de se encontrar possíveis exemplares raros (Apêndices 6a, 7a, 8a,
9a, 10a, 11a, 12a, 13a e 14a).
b) Contagem semi-quantitativa: Apesar de não existir um padrão fixo para tal
contagem, mudando de autor para autor, essa categoria possibilita um registro
aproximado da variação individual de cada espécie (Apêndices 6b, 7b, 8b, 9b, 10b,
11b, 12b, 13b e 14b), sendo estabelecido para o presente estudo uma adaptação do
método de Jeremiah (1996) através dos seguintes valores na Tabela 2.
Tabela 2: Padronização da contagem semi-quantitativa usada neste trabalho.
Categoria
Número de indivíduos
Raro (R)
1 a 10
Pobre (P)
11 a 20
Comum (C)
21 a 100
Abundante (A)
acima de 100 indivíduos
55
4) Reconhecimento das entidades taxonômicas: Os táxons foram reconhecidos
com base na literatura consultada e em comunicação pessoal com especialistas da
área.
5) Estampas: Imagens dos nanofósseis foram obtidas entre polarizadores
cruzados e paralelos (muitas vezes com o exemplar num ângulo de 0º e 45º em
relação às direções de polarização) e capturadas com câmera digital Olympus
D520Zoom 7X, com 2.1 megapixel de resolução e manuseadas pelo software “Suíte
de aplicativos CorelDRAW 10”. As estampas localizam-se no capítulo 5, enumeradas
em “Estampas” de 01 a 19.
6) Bioestratigrafia: A bioestratigrafia inferida na tese teve como base os
zoneamentos clássicos para nanofósseis calcários, mencionados no capítulo seis.
Tabelas contendo os resultados bioestratigráficos são encontradas nos Apêndices 6
ao 14.
7) Índice de diversidade: Para mensurar a diversidade das espécies
encontradas nas seções, fez-se uso do Índice de Shannon, descrito no capítulo 8 e
relacionado no Apêndice 15.
8) Isótopos: Os estudos comparativos com isótopos estáveis de δ13 Carbono e
δ18 Oxigênio foram realizados com dados cedidos pelo Prof. Dr. Holger Gebardt
(Geologische Bundesanstalt, Viena – Áustria) para as amostras do afloramento da
pedreira de Shagamu (capítulo 9).
56
4.2.1
ADAPTAÇÃO
DO
MÉTODO
DE
PREPARAÇÃO
LABORATORIAL
TRADICIONAL DE NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
4.2.1.1
Introdução
Para o presente estudo foi necessário adaptar um método mais eficiente de
preparação laboratorial para nanofósseis calcários, mantendo-se as características
peculiares do preparo tradicional deste grupo fóssil: facilidade e rapidez no preparo,
baixo custo financeiro e baixa periculosidade na manipulação do material e
fidelidade nos dados obtidos.
Para tal fim, foram utilizadas as amostras da Bacia de Dahomey (Nigéria), já
que os métodos padrões e tradicionais não apresentaram bons resultados devido
aos fatores abaixo relatados:
A) Quantidade amostral inferior a 01 (um) grama de rocha (em média cada
amostra apresenta cerca de 0,5 grama de rocha).
B) Impurezas em excesso observadas em lâmina ao Microscópio Óptico (MO).
C) Material de caráter litológico diversificado (folhelhos, folhelhos com arenitos,
calcarenitos, etc...), dificultando o estabelecimento de um padrão no tempo de
decantação (método tradicional), prejudicando principalmente a análise quantitativa
dos nanólitos.
Deste modo, procurou-se estabelecer um método que superasse tais
obstáculos com a finalidade de otimizar o resultado fossilífero esperado. Métodos
57
mais sofisticados do ponto de vista tecnológico e quantitativo são encontrados em
trabalhos como os de Backman & Shackleton (1983), Wei (1988), Beaufort (1991),
Andruleit (1996), Flores & Sierro (1997), Bown & Young (1998) e Geisen et al. (1999)
Ao final deste tópico será descrito o método adaptado para o trabalho em
questão, unificando os métodos estudados e seus respectivos testes, sendo este
adotado de agora em diante para quaisquer trabalhos futuros até que seja superado
por técnica de melhor praticidade e resultado.
4.2.1.2
Métodos Estudados
a) Cachão (2000)
Cachão (2000) demonstra os principais métodos de preparo de lâminas para
nanofósseis, destacando suas principais vantagens e desvantagens. Para este
trabalho foram escolhidos e testados os métodos do esfregaço e decantação
aleatória, com pequenas variações.
Ambas as técnicas foram escolhidas por sua viabilidade técnica e financeira de
preparo e por suas adaptações descritas para amostras que não apresentam um alto
teor de nanólitos.
O método do esfregaço é amplamente difundido como procedimento de
preparo padrão das amostras in situ (ainda na embarcação ou na “boca” do poço).
Tem como principais pontos positivos a rapidez no preparo (< 15 min), aplicações
bioestratigráficas e estudos de abundância. Contudo, a deposição direta do
58
sedimento sobre a lâmina seguida do esfregaço tem como ponto negativo a
ausência de homogeneidade da amostra e grande quantidade de sedimentos junto
aos nanólitos, prejudicando a observação, caracterização e contagem dos
nanofósseis.
Da técnica de decantação aleatória (“random settling” de Flores & Sierro, 1997)
pode-se extrair as observações sobre o tempo de decantação, a massa e o volume
ideal para obtenção de melhor conteúdo fossilífero, mesmo em amostras menos
ricas em nanofósseis calcários, trazendo fidelidade aos estudos paleoecológicos,
quantitativos e até na abundância por grama de sedimento.
b) Método de limpeza e centrifugação
Este método de preparo tem, como diferencial, as etapas iniciais de “limpeza”
do sedimento com Hipoclorito de Sódio 10% ou Peróxido de Hidrogênio e a
utilização de centrífuga para remoção de sedimentos maiores que 30 µm.
Limpeza do sedimento
Várias são as técnicas químicas que auxiliam no preparo de amostras para
nanofósseis calcários. Seguindo a necessidade de simplificar e manter a relativa
rapidez e segurança no manuseio e preparo das amostras, limitou-se pela descrição
do uso do Hipoclorito de Sódio (NaOCl) e do Peróxido de Hidrogênio (H2O2).
Segundo Bown (1998) e Eshet (1996), o uso de Hipoclorito de Sódio (NaOCl)
permite a remoção de matéria orgânica do sedimento além de clarear os nanólitos
presentes no meio e não causar dissolução da calcita.
Flores & Sierro (1997) comentam a utlização de Peróxido de Hidrogênio (H2O2)
na remoção de possível matéria orgânica da amostra, contudo, caso haja a
59
ocorrência de pirita no sedimento, o contato deste agente oxidante pode causar a
formação de ácido sulfúrico, o que causaria danos aos nanólitos contidos na
amostra (Hodgkinson, 1991).
Utilização da Centrífuga
A centrifugação auxilia na separação entre os sedimentos de granulometria
mais grossa dos sedimentos finos, permitindo o máximo aproveitamento da
granulometria fina das amostras, exatamente onde são encontrados os nanofósseis
calcários.
A técnica de centrifugação para nanofósseis calcários tem como primeiro relato
o trabalho de Edwards (1963) com a adaptação do método de centrifugação curta
(“short-centrifuging”) de Funkhouser & Evitt (1959). Neste método, a amostra é
adicionada à água destilada num tubo de ensaio e levada para centrífuga onde sofre
uma aceleração de 300 rpm por 15 segundos de 3 a 8 repetições, com eliminação
do sobrenadante até a observação da limpeza da amostra. O processo é repetido
com centrifugação de 850 rpm por 30 segundos para melhor retirada dos resíduos.
De acordo com Edwards (1963) as partículas contidas neste resíduo têm entre
3 a 25 micrometros, abrangendo assim grande parte da nanoflora amostral.
Segundo Taylor & Hamilton (in Lord, 1982), trabalhos posteriores, como os de
Hay (1965), Pienaar (1966), Medd (1971), Hill (1976) e Katz (1978) apenas
utilizaram ou realizaram poucas modificações no método pioneiro de centrifugação.
O que mais se destaca é o de Pienaar (1966), onde o autor realiza uma série
de experimentos, com diferentes rotações por minuto e tempo em movimento da
centrífuga. Das amostras que preparou, Pienaar identificou, como sendo a que
60
melhor representava a diversidade total da amostra, o movimento de 850 rpm entre
30 a 60 segundos, conforme reforça Taylor & Hamilton (1982).
Perch-Nielsen (1985) emprega o uso da centrífuga em proporções de
2000 rpm por 30 segundos, porém, conforme Bown (1998), altas velocidades não
são necessárias. O autor neste caso utiliza-se de uma seqüência inicial de 350 rpm
por 15 segundos (para eliminar partículas maiores que 30µm) e outras de 1000
rpm por 30 segundos, repetindo a segunda etapa até que o sobrenadante esteja
limpo.
Katz (1978) também estabelece que o tempo e a velocidade da centrífuga
dependerão não só da geometria do equipamento, mas também do tipo de
sedimento a ser preparado, sendo assim, cabe a cada pesquisador estabelecer um
tempo ideal conforme a necessidade de suas amostras.
Finalmente, deve-se tomar o devido cuidado ao utilizar a centrífuga para
nanofósseis calcários, onde poderá ocorrer seleção de tamanho (alterando a
composição da assembléia) e possíveis riscos de dissolução, fragmentação e
corrosão (Hodgkinson, 1991).
61
4.2.1.3
Métodos Testados
Com o conhecimento dos métodos acima citados, procurou-se então
estabelecer um método padrão para confecção do material de estudo de modo que
oferecesse o menor risco possível na posterior análise e interpretação do conteúdo
nanofossilífero.
Para teste de padronização utilizou-se de 59 amostras do testemunho Ilaro-1
(Bacia de Dahomey, Nigéria) contendo amostras maceradas em sua maioria de
folhelho cinza e algumas amostras de folhelho/arenito e calcarenito.
Todas as amostras foram preparadas no Laboratório de Preparação de
Microfósseis (Departamento de Geologia/IGEO/CCMN/UFRJ), segundo os métodos
descritos a seguir:
a) Método 1: Método tradicional
As amostras são levadas diretamente ao tubo de ensaio, onde são agitadas
com água destilada até atingir a homogeneidade. Espera-se decantar entre 3 a 5
minutos. Retira-se o sobrenadante com o auxílio de um canudo plástico e
depositam-se duas a três gotas sobre uma lamínula em uma placa aquecedora,
preenche-se a lamínula de água destilada e espera-se secar. Coloca-se a lamínula
em uma lâmina contendo Bálsamo do Canadá sobre a placa aquecedora,
aguardando até que o bálsamo seque. Retira-se e identifica-se a lâmina.
Foram realizadas três repetições, com intervalo de tempo de decantação de 3,
4 e 5 minutos.
62
Neste método de preparo foi visível a perda de conteúdo nanofossilífero em
quase todas as amostras, onde muitas delas estão ausentes de nanofósseis.
Somente a amostra IL1- 45 apresentou quantidade significativa de nanofósseis com
o tempo de decantação de três minutos, entretanto a mesma amostra exposta em
tempos superiores de decantação se apresentou estéril ou muito pobre em nanólitos
em comparação com a amostra de decantação de três minutos.
b) Método 2: Adaptação do método descrito por Cachão (2000)
Dos desafios para a confecção de lâminas com conteúdo nanofossilífero com
as amostras recebidas da Bacia de Dahomey destacam-se a quantidade de
sedimento que foi disponibilizado, entre 0,2 a 0,8 gramas de sedimento/amostra e a
possível pobreza de preservação ou existência de nanofósseis calcários. A
descrição do método de Cachão (2000) soluciona tais dificuldades indicando uma
quantidade proporcional de sedimento/água destilada/quantidade pipetada, mesmo
para sedimentos de regiões mais costeiras, onde a quantidade de nanofósseis
calcários é extremamente reduzida.
Ainda neste método a presença de uma grande quantidade de sedimentos
depositados sobre a lamínula no momento de preparo prejudica a posterior
visualização e identificação dos indivíduos ao MO.
Aproveita-se das descrições de Cachão (2000) a proporção utilizada de cada
componente (água destilada, sedimento) para o preparo da lâmina, substituindo o
uso de micropipetas por uma medida padrão de água destilada (ou hipoclorito de
sódio) por grama de sedimento.
63
c) Método 3: Adaptação do método de limpeza e centrifugação
Adotou-se o uso do Hipoclorito de Sódio 10% para limpeza dos sedimentos por
ser um agente de maior eficácia e menor dano ao sedimento e ao pesquisador.
Após diversos testes e apoiado na própria literatura (descrita no tópico 4.2.1.2),
foi estabelecida como padrão a centrifugação do conteúdo sedimentar em 1000 rpm
por 30 segundos com repetições necessárias até a transparência evidente do
sobrenadante. Estes valores foram os que melhor preservaram a representatividade
da diversidade total da amostra.
Tal técnica permitiu a melhor visualização dos exemplares ao microscópio
óptico, mesmo em amostras onde o conteúdo fossilífero apresentava-se mal
preservado ou mesmo escasso.
Como parte da adaptação do método, procurou-se estabelecer medidas
amostrais mais rigorosas no preparo, para que se pudesse utilizar com maior
fidelidade as amostras em estudos quantitativos, conforme o método de Cachão
(2000).
4.2.2
MÉTODO ESTABELECIDO
Associando todos os pontos favoráveis de cada método testado chegou-se
então a um método de preparo padrão para nanofósseis calcários, que será seguido
de agora em diante e descrito a seguir:
64
4.2.2.1
Método de Preparo Adaptado para Nanofósseis Calcários
1) Maceração e Limpeza do sedimento
1- Macerar a rocha até obter um conjunto em pó da amostra.
2- Pesar a amostra em balança de precisão, padronizando o peso de acordo
com a disponibilidade amostral.
3- Adicionar o macerado ao hipoclorito de sódio 10% em tubos de ensaio com
tampas. Para padronização do conteúdo seguem-se os valores (Tabela 3):
Tabela 3: Padronização do conteúdo utilizado.
Tubo de ensaio
Amostra macerada
(capacidade utilizada)
(grama)
Hipoclorito de Sódio 10%
ou água destilada
23 ml
1,0 g
16 ml
15 ml
0,2 a 0,9 g
7,0 ml
15 ml
1,0 g
8,0 ml
Estes valores foram pré-estabelecidos em testes padronizados, objetivando o
melhor resultado quantitativo e qualitativo de nanofósseis ao MO.
2) Centrifugação
1. Tampar e agitar vigorosamente o tubo de ensaio, levando-o à centrifuga
num tempo de 1000 rpm por 30 segundos.
2. Descartar o líquido sobrenadante mantendo o resíduo, onde é adicionada
água destilada na mesma quantidade usada para hipoclorito de sódio.
65
3. Agitar o conteúdo e retornar à centrífuga no mesmo tempo usado na etapa
de número 1.
4. Repetir os procedimentos 2 e 3 de duas a quatro vezes até a eliminação da
viscosidade do líquido.
5. Eliminar o sobrenadante final do tubo de ensaio, adicionar água destilada e
agitar vigorosamente, transferindo o conteúdo líquido para um recipiente de
estocagem, onde a amostra poderá ficar por tempo indeterminado até sua
montagem em lâmina.
Obs.: Vale destacar que o tempo descrito, assim como a repetição do processo
de centrifugação, dependerá também do modelo de centrífuga utilizado, cabendo a
cada preparador testar e atingir o “ponto” ideal de cada equipamento.
3) Montagem de lâmina
1. Limpar a lamínula (24X32mm) utilizando lenço de papel e álcool, fixá-la com
uma gotícula de água na placa aquecedora (60ºC). Cobrir com água destilada toda
área da lamínula.
2. Pipetar com um canudo plástico de uma a três gotas homogeneizadas da
solução de sedimento na lamínula, espalhando uniformemente e deixando secar.
3. Limpar a lâmina de vidro (24X76mm) com lenço de papel e álcool e numerála com caneta diamante. Colocar a lâmina na placa aquecedora numa temperatura
de 100º C.
4. Adicionar Bálsamo do Canadá sintético sobre a lâmina e colocar com
cuidado a lamínula com o conteúdo fossilífero voltado para baixo sobre a lâmina.
66
Obs.: O uso do Bálsamo do Canadá sintético facilita o preparo pois não
necessita de “ponto de cola (puxa)”, como no bálsamo natural, onde é preciso
esperar um aquecimento prévio do mesmo.
5. Em
uma
placa
de
Petri
contendo
álcool,
mergulhar
o
conjunto
lâmina/lamínula, afim de que o Bálsamo do Canadá esfrie rapidamente e que seu
excesso seja retirado com facilidade.
6. Identifica-se a lâmina com caneta do tipo nankin (ponta fina), cobrindo
posteriormente com esmalte incolor. Também é possível encontrar no mercado
lâminas com bordas de identificação, o que facilita o processo de manuseio e
registro das lâminas preparadas.
67
5
SISTEMÁTICA PALEONTOLÓGICA
O reconhecimento das entidades taxonômicas do presente estudo foi realizado
com base em descrições apresentadas da literatura mundial, principalmente através
dos trabalhos de Perch-Nielsen (1985), Costa (1992), Bybell & Self-Trail (1995),
Bown & Young (1997), Young & Bown (1997a e 1997b), Bown (1998) e Bown
(2005a). A sistemática apresentada logo abaixo segue os preceitos de Young &
Bown (1997a, 1997b) e os gêneros (ou espécies) considerados controversos ou
passíveis de discussão são comentados em “observações”. Para maiores
informações são recomendados os trabalhos acima citados.
Optou-se por inserir no final deste capítulo as estampas das unidades
taxonômicas encontradas (Estampas 01 a 19). Tal método teve como objetivo
facilitar a associação entre as espécies ilustradas e suas respectivas citações ao
longo dos capítulos posteriores. A listagem sistemática, por ordem alfabética dos
epítetos genéricos, encontra-se no Apêndice 16.
Reino CHROMISTA Cavalier-Smith, 1981
Divisão (Filo) HAPTOPHYTA Hibberd ex Cavalier-Smith, 1986
Classe PRYMNESIOPHYCEAE Hibberd, 1976
Subclasse PRYMNESIOPHYCIDAE Cavalier-Smith, 1986
68
5.1
5.1.1
Mesozóico
HETEROCOCÓLITOS
Ordem EIFFELLITHALES Rood, Hay & Barnard, 1971
Família CHIASTOZYGACEAE Rood, Hay & Barnard, 1973 emend. Varol &
Girgis, 1994.
Gênero Ahmuellerella Reinhardt, 1964
Ahmuellerella octoradiata - (Gorka, 1957) Reinhardt, 1964.
(Estampa 1, Figura 1).
Ahmuellerella regularis - (Gorka 1957) Reinhardt & Gorka 1967.
(Estampa 1, Figuras 2 e 3).
Gênero Chiastozygus Gartner, 1968
Chiastozygus litterarius - (Gorka, 1957) Manivit, 1971 - Bramlette &
Martini (1964) Gartner 1968. (Estampa 1, Figuras 4 e 5)
Gênero Loxolithus Nöel, 1965
Loxolithus armilla - (Black in Black & Barnes, 1959) Noël 1965.
Gênero Placozygus Hoffman, 1970
Placozygus
fibuliformis
-
(Reinhardt,
1964)
Hoffmann
1970.
69
Gênero Staurolithites Caratini, 1963
Staurolithites flavus - Burnett, 1997. (Estampa 1, Figura 10).
Staurolithites laffittei - Caratini, 1963. (Estampa 1, Figura 11).
Staurolithites imbricatus - (Gartner, 1968) Burnett, 1997. (Estampa 1,
Figura 12).
Gênero Tranolithus Stover, 1966
Tranolithus minimus – (Bukry 1969) Perch-Nielsen 1984. (Estampa 1,
Figura 13).
Tranolithus phacelosus - Stover, 1966. (Estampa 1, Figura 14 e 15).
Gênero Zeugrhabdotus - Reinhardt, 1965.
Zeugrhabdotus bicrescenticus - (Stover, 1966) Burnett in Gale et al.,
1996. (=Glaukolithus compactus Bukry (1969) Perch-Nielsen, 1984).
Zeugrhabdotus embergeri - (Noël, 1959) Perch-Nielsen, 1984.
Família EIFFELLITHACEAE Reinhardt, 1965
Gênero Eiffellithus Reinhardt, 1965
Eiffellithus eximius - (Stover, 1966) Perch-Nielsen, 1968. (Estampa 1,
Figuras 19 e 20).
Eiffellithus gorkae - Reinhardt 1965. (Estampa 2, Figuras 1 e 2).
70
Eiffellithus parallelus - Perch-Nielsen 1973. (Estampa 2, Figuras
3 e 4).
Eiffellithus turriseiffelii - (Deflandre in Deflandre & Fert, 1954)
Reinhardt, 1965. (Estampa 2, Figuras 5 a 7).
Observações: Segundo Perch-Nielsen (1985) E. turriseiffelii é caracterizado
por uma cruz central simples e oblíqua em relação ao eixo principal da elipse,
enquanto E. eximius apresenta sua cruz central alinhada com os eixos do nanolito.
Eiffellithus gorkae possui o tamanho e a abertura central menores do que de E.
turriseiffelii. E. parallelus, restrito ao final do Campaniano, apresenta como principal
característica a disposição de sua cruz em fileiras de pequenos elementos paralelos.
Ordem PODORHABDALES Rood et al., 1971 emend. Bown, 1987
Família AXOPODORHABDACEAE Bown & Young, 1997.
Gênero Cribrosphaerella Arkhangelsky (1912) Deflandre in Pivetaux,
1952
Cribrosphaerella ehrenbergii - (Arkhangelsky, 1912) Deflandre in
Piveteau, 1952. (Estampa 2, Figuras 8 e 9).
Família PREDISCOSPHAERACEAE Rood, Hay & Barnard, 1971
Gênero Prediscosphaera Vekshina, 1959
Prediscosphaera cretacea - (Arkhangelsky, 1912) Gartner 1968.
(Estampa 2, Figuras 10 a 12).
71
Prediscosphaera grandis - Perch-Nielsen 1979. (Estampa 2,
Figura 13).
Prediscosphaera majungae - Perch-Nielsen 1973. (Estampa 2,
Figuras 14 e 15).
Prediscosphaera spinosa - (Bramlette & Martini, 1964) Gartner 1968.
Observações: Conforme as observações de Perch-Nielsen (1985), P. spinosa
apresenta conformação elíptica, com parede estreita e uma cruz central, alinhada ao
eixo maior do cocólito e P. cretacea tem paredes espessas e cruz em formato de “X”,
em relação aos eixos da elipse.
Enquanto Prediscosphaera grandis destaca-se por seu maior tamanho, P.
manjugae é caracterizada por um “X” central, onde suas barras sobrepõem à região
interna do escudo distal do nanolito.
?Família CRETARHABDACEAE Thierstein, 1973
Gênero Retecapsa Black, 1971
Retecapsa crenulata - (Bramlette & Martini, 1964) Grün in Grün &
Allemann, 1975. (=Stradneria crenulata Bramlette & Martini (1964) Nöel,
1970). (Estampa 2, Figuras 17 e 18).
Retecapsa surirella - (Deflandre & Fert, 1954) Grün in Grün &
Allemann, 1975. (Estampa 2, Figuras 19 e 20).
Família TUBODISCACEAE Bown & Rutledge 1997.
72
Gênero Manivitella Thierstein, 1971
Manivitella pemmatoidea - (Deflandre in Manivit, 1965) Thierstein
1971. (Estampa 3, Figura 1).
Ordem WATZNAUERIALES Bown, 1987
Família WATZNAUERIACEAE Rood, Hay & Barnard, 1971
Gênero Cylindralithus Bramlette & Martini, 1964
Cylindralithus sculptus - Bukry, 1969. (Estampa 3, Figuras 2 e 3).
Gênero Watznaueria Reinhardt, 1964
Watznaueria barnesae - (Black in Black & Barnes, 1959) PerchNielsen 1968. (Estampa 3, Figura 4).
Watznaueria biporta - Bukry 1969. (Estampa 3, Figuras 5 e 6).
Ordem ARKHANGELSKIALES Bown & Hampton 1997
Família ARKHANGELSKIELLACEAE Bukry, 1969 emend. Bown & Hampton
Gênero Arkhangelskiella Vekshina, 1959
Arkhangelskiella cymbiformis - Vekshina, 1959. (Estampa 3, Figuras
7 e 8).
Arkhangelskiella maastrichtiana - Burnett, 1997. (Estampa 3,
Figuras 9 e 10).
Arkhangelskiella specillata - Vekshina 1959. (Estampa 3, Figura 11).
73
5.1.2
HOLOCOCÓLITOS
Família CALYPTROSPHAERACEAE Boudreaux & Hay, 1969
Gênero Calculites Prins & Sissingh in Sissingh, 1977
Calculites percenis - Jeremiah, 1996. (Estampa 3, Figura 12).
Família MICRORHABDULACEAE Deflandre, 1963
Gênero Lithraphidites Deflandre, 1963
Lithraphidites carniolensis - Deflandre 1963. (Estampa 3, Figura 13).
Gênero Microrhabdulus Deflandre, 1959
Microrhabdulus atenuatus – (Deflandre, 1959) Deflandre, 1963)
Microrhabdulus belgicus - Hay & Towe 1963 (Estampa 3, Figura 15).
Microrhabdulus decoratus - Deflandre, 1959. Deflandre 1963
Microrhabdulus undosus - Perch-Nielsen 1973. (Estampa 3, Figura
17).
Família POLYCYCLOLITHACEAE Forchheimer, 1972 emend. Varol, 1992
Gênero Micula Vekshina, 1959
Micula decussata - Vekshina, 1959 (Gardet, 1955) Stradner, 1963.
74
Micula murus - (Martini, 1961) Bukry 1973. (Estampa 4, Figura 1).
Gênero Uniplanarius Hattner & Wise, 1980
Uniplanarius gothicus (=Quadrum gothicum) - (Deflandre, 1959)
Manivit et al.1977. (Estampa 4, Figuras 2 e 3).
Uniplanarius sissinghii (=Quadrum sissinghii) - (Deflandre, 1959)
Perch-Nielsen, 1986. (Estampa 4, Figuras 4 e 5).
Uniplanarius trifidus - (Stradner, in Stradner & Papp, 1961) Hattner &
Wise, 1980. (=Quadrum trifidum Prins & Perch-Nielsen in Manivit et al.,
1977). (Estampa 4, Figuras 6 e 7).
5.2
5.2.1
Cenozóico
HETEROCOCÓLITOS
Ordem EIFFELLITHALES Rood, Hay & Barnard, 1971
Família CHIASTOZYGACEAE Rood, Hay & Barnard, 1973 emend. Varol &
Girgis, 1994
Gênero Zeugrhabdotus Reinhardt, 1965
Zeugrhabdotus sigmoides - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein
(1979) Bown & Young, 1997. (Estampa 4, Figuras 8 e 9).
75
Ordem ZYGODISCALES Young & Bown, 1997.
Família HELICOSPHAERACEAE Black, 1971
Gênero Helicosphaera Kamptner, 1954
Helicosphaera lophota - (Bramlette & Sullivan, 1961) Jafar & Martini,
1975. (Estampa 4, Figuras 10 a 12).
Helicosphaera neolophota - Bukry, 1984. (Estampa 4, Figuras
13 e 14).
Helicosphaera seminulum - (Bramlette & Sullivan, 1961) Jafar &
Martini, 1975. (Estampa 4, Figuras 15 a 17).
Família PONTOSPHAERACEAE Lemmermann, 1908
Gênero Pontosphaera Lohmann, 1902
Pontosphaera duocava - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein, 1979.
Pontosphaera exilis - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein, 1979.
(Estampa 4, Figura 20 e Estampa 5, Figuras 1 a 3).
Pontosphaera multipora - (Kamptner, 1948) Roth 1970. (Estampa 5,
Figuras 4 e 5).
Pontosphaera ocellata - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen,
1984. (Estampa 5, Figuras 6 e 7).
Pontosphaera pulchra - (Deflandre, 1954) Romein, 1979. (Estampa 5,
Figuras 8 e 9).
76
Pontosphaera rimosa - Bramlette & Sullivan (1961) Roth & Thierstein,
Pontosphaera versa - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sherwood, 1974.
Gênero Scyphosphaera Lohmann, 1902
Scyphosphaera expansa - Bukry & Percival, 1971. (Estampa 5,
Figuras 14 e 15).
Família ZYGODISCACEAE Hay & Mohler, 1967
Gênero Lophodolithus Deflandre in Deflandre & Fert, 1954
Lophodolithus mochlophorus - Deflandre, 1954. (Estampa 5,
Figuras 16 a 19).
Lophodolithus nascens - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 5,
Figura 20 e Estampa 6, Figuras 1 e 2).
Gênero Neochiastozygus Perch-Nielsen, 1971
Neochiastozygus chiastus – (Bramlette & Sullivan, 1961) PerchNielsen, 1971. (Estampa 6, Figuras 3 e 4).
Neochiastozygus concinnus – (Martini, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus distentus - (Bramlette & Sullivan, 1961) PerchNielsen, 1971. (Estampa 6, Figura 7).
Neochiastozygus imbriei - Haq & Lohmann, 1976. (Estampa 6,
Figuras 8 e 9).
77
Neochiastozygus junctus - (Bramlette & Sullivan, 1961) PerchNielsen, 1971. (Estampa 6, Figuras 10 e 11).
Neochiastozygus perfectus - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 6,
Figuras 12 e 13).
Neochiastozygus saepes - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 6,
Figura 14).
Gênero Neococcolithes Sujkowski, 1931
Neococcolithes dubius - (Deflandre, 1954) Black, 1967. (Estampa 6,
Figuras 15 e 16).
Neococcolithes protenus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Black (1967).
Gênero Nannotetrina Achutan & Stradner, 1969
Nannotetrina cristata - (Martini, 1958) Perch-Nielsen, 1971. (Estampa
6, Figuras 19 e 20 e Estampa 7, Figuras 1 e 2).
Nannotetrina fulgens - (Stradner, 1960) Achutan & Stradner, 1969.
Nannotetrina
pappii
-
(Stradner,
1959)
Perch-Nielsen,
1971.
Observações: Nannotetrina cristata difere das demais espécies do gênero
principalmente por apresentar quatro raios de extremidades basais bifurcadas em
forma de uma cruz distorcida.
Segundo Perch-Nielsen (1985) as espécies de Nannotetrina são diferenciadas
principalmente pelo padrão de ramificação (ou ausências da mesma) em suas
78
terminações e pela morfologia do espaço “inter-raios” ou margens. Neste caso, N.
cristata difere das demais espécies por apresentar margem tão larga quanto seus
raios que, por sua vez, terminam sem ramificações ou com tendência a uma
pequena bifurcação.
Em contrapartida, em N. pappi a bifurcação é extrema, onde é possível
visualizar oito projeções terminais, derivadas das quatro ramificações dos raios da
espécie (Perch-Nielsen, 1985). Nannotetrina fulgens é reconhecida pela margem
reduzida, ao redor dos raios de extremidades pontiagudas (Roth, 1973).
Gênero Zygodiscus Bramlette & Sullivan, 1961
Zygodiscus plectopons - Bramlette & Sullivan, 1961 (=Z. herlynii,
Sullivan, 1964; =Z. bramlettei, Perch-Nielsen, 1981). (Estampa 7, Figuras
7 a 17).
Ordem STEPHANOLITHIALES Bown & Young, 1997.
Família CALCIOSOLENIACEAE Kamptner, 1927
Gênero Calciosolenia Gran, 1912
Calciosolenia aperta - (Hay & Mohler, 1967) Bown, 2005. (Estampa 7,
Figuras 18 e 19).
Ordem RHABDOSPHAERALES Ostenfeld, 1899
Família RHABDOSPHAERACEAE Lemmermann, 1908
Gênero Blackites Hay & Towe, 1962
79
Blackites inflatus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Aubry, 1999.
(Estampa 7, Figura 20 e Estampa 8, Figura 1).
Blackites spinosus - (Deflandre & Fert, 1954) Hay & Towe, 1962.
Blackites stilus - Bown, 2005. (Estampa 8, Figura 4)
Blackites tenuis - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sherwood 1974.
Ordem PRINSIALES Young & Bown, 1997.
Família PRINSIACEAE Hay & Mohler, 1967 emend.
Gênero Girgisia Varol, 1989
Girgisia gammation - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein (1979)
Varol, 1989. (Estampa 8, Figuras 6 e 7).
Gênero Praeprinsius Varol & Jakubowski, 1989
Praeprinsius
dimorphosus
-
(Perch-Nielsen,
1969),
Varol
&
Jakubowsk, 1989. (Estampa 8, Figura 8).
Gênero Prinsius Hay & Mohler, 1967
Prinsius martini - (Perch-Nielsen, 1969) Haq, 1971. (Estampa 8,
Figura 9).
Gênero Toweius Hay & Mohler, 1967
Toweius crassus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1984.
80
Toweius eminens - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Toweius magnicrassus - (Bukry, 1971) Romein, 1979. (Estampa 8,
Figuras 15 e 16).
Toweius ocultatus - (Locker, 1967) Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 8,
Figura 17).
Toweius pertusus - (Sullivan, 1965) Romein, 1979. (Estampa 8,
Figuras 18 a 20).
Toweius rotundus
- Perch-Nielsen in Perch-Nielsen et al., 1978.
Toweius selandianus - Perch-Nielsen, 1979. (Estampa 9, Figura 3).
Toweius serotinus - Bybell & Self-Trail, 1995. (Estampa 9, Figura 4).
Toweius tovae - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 9, Figura 5).
Família NOELAERHABDACEAE Jerkovic, 1970 emend.
Gênero Cyclicargolithus Bukry, 1971
Cyclicargolithus floridanus - (Roth & Hay in Hay et al., 1967) Bukry,
1971. (Estampa 9, Figura 6).
Cyclicargolithus luminis - (Sullivan, 1965) Bukry, 1971. (Estampa 9,
Figura 7).
Gênero Reticulofenestra Hay, Mohler & Wade, 1967
Reticulofenestra bisecta - (Hay et al., 1966) Roth, 1970 Bown, 2005.
81
Reticulofenestra dictyoda - (Deflandre in Deflandre & Fert, 1954)
Stradner in Stradner & Edwards, 1968. (Estampa 9, Figuras 10 e 11).
Reticulofenestra minuta - Roth, 1970. (Estampa 9, Figura 12).
Reticulofenestra stavensis - (Levin & Joerger, 1967) Varol, 1989
Bown, 2005. (Estampa 9, Figura 13).
Reticulofenestra umbilica - (Levin, 1965) Martini & Ritzkowsky, 1968.
Ordem COCCOSPHAERALES Haeckel, 1894 emend.
Família COCCOLITHACEAE Poche, 1913 emend.
Gênero Chiasmolithus Hay, Mohler & Wade, 1966
Chiasmolithus bidens - (Bramlette & Sullivan, 1961) Hay & Mohler,
Chiasmolithus consuetus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Hay &
Mohler, 1967. (Estampa 9, Figuras 17 a 19).
Chiasmolithus danicus - (Brotzen, 1959) Hay & Mohler, 1967.
Chiasmolithus eograndis - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 10,
Figuras 1 e 2).
Chiasmolithus gigas - (Bramlette & Sullivan, 1961) Radomski 1968.
Chiasmolithus grandis - (Bramlette & Riedel, 1954) Radomski, 1968.
(Estampa 10, Figuras 5 a 7)
82
Chiasmolithus solitus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Locker, 1968.
Observações: A espécie Chiasmolithus bidens é caracterizada por sua área
central contendo uma estrutura robusta em “X”, sendo uma das barras reta e a outra
sigmoidal (Costa, 1992) e ausência das projeções semelhantes a “dentes” no interior
da área central. Segundo Bybell & Self-Trail (1994), a diferença entre C. bidens, C.
edentulus e C. solitus é gradacional e relacionada principalmente ao tamanho dos
indivíduos; por este motivo as autoras acima citadas consideram tais espécies como
sinonímia de C. bidens.
Apesar da semelhança com C. bidens, Chiasmolithus solitus apresenta
tamanho menor, além de barras estreitas e assimétricas, numa estrutura delicada e
variando entre a forma de um “X” e um “H” (Perch-Nielsen, 1971).
Chiasmolithus consuetus exibe uma ampla área central, contendo barras largas
e ligeiramente sinuosas formando um “X” simétrico e não coincidente com o eixo
principal. Segundo Costa (1992), é difícil distinguir C. consuetus de C. californicus e
C. danicus, notando como diferenças marcantes a cruz de extinção em C.
californicus, coincidindo com os eixos principais do nanolito (se posicionado a 45° de
polarização) e o formato mais elíptico e barras largas de C. consuetus.
Comparando C. danicus e C. consuetus, o segundo apresenta tamanho
geralmente maior e estrutura central configurada por um "X" simétrico, enquanto C.
danicus é caracterizado por um “X” assimétrico em sua área central, onde as barras
possuem uma aparência não separável (Bybell & Self-Trail, 1994).
Segundo Perch-Nielsen (1971) Chiasmolithus eograndis difere das outras
espécies do grupo devido sua ampla área central, provida de longas barras cruzadas
83
formando uma estrutura assimétrica com aparência entre um “X” ou um “H”. Além
disso, possui margem com dois anéis bem diferenciados e elevada cor de
interferência (Costa, 1992).
Para C. gigas seu tamanho proeminente é uma das características (além do
formato subelíptico, margem larga e estriada, área central pequena, estrutura em
forma de “X” espessa) (Bramlette & Sullivan, 1961; Costa, 1992; Bown, 2005).
De acordo com Gartner (1970), a distinção de Chiasmolithus grandis é a mais
fácil entre os exemplares do gênero. A espécie apresenta tamanho avantajado
(>17µm) e quatro projeções semelhantes a dentes entre as barras cruzadas, no
interior da área central.
Gênero Coccolithus Schwartz, 1894
Coccolithus cachaoi - Bown, 2005. (Estampa 10, Figuras 13 e 14).
Coccolithus eopelagicus - (Bramlette & Riedel, 1954) Bramlette &
Sullivan (1961). (Estampa 10, Figuras 15 e 16).
Coccolithus formosus - (Kamptner, 1963) Wise, 1973. Bown, 2005
(=Ericsonia formosa Kamptner, 1963; Haq 1971). (Estampa 10, Figuras
17 e 18).
Coccolithus mutatus - (Perch-Nielsen, 1971) Bown, 2005. (Estampa
10, Figuras 19 e 20).
Coccolithus pelagicus - (Wallich, 1871) Schiller, 1930. (Estampa 11,
Figuras 1 e 2).
Gênero Coronocyclus Hay, Mohler & Wade, 1966
84
Coronocyclus nitescens – (Kamptner, 1963) Bramlette & Wilcoxon,
Gênero Cruciplacolithus Hay & Mohler in Hay et al., 1967
Cruciplacolithus asymmetricus - van Heck & Prins, 1987. (Estampa
11, Figuras 5 e 6).
Cruciplacolithus cruciformis – (Hay & Towe, 1962) Roth, 1970.
Cruciplacolithus frequens – (Perch-Nielsen, 1977) Romein, 1979.
Cruciplacolithus intermedius - van Heck & Prins, 1987. (Estampa 11,
Figuras 11 e 12).
Cruciplacolithus primus - Perch-Nielsen 1977. (Estampa 11,
Figura 13).
Cruciplacolithus staurion - (Bramlette & Sullivan, 1961) Gartner,
1971. (Estampa 11, Figuras 14 a 19).
Cruciplacolithus tenuis - (Stradner, 1961) Hay & Mohler, 1967.
(Estampa 11, Figura 20 e Estampa 12, Figuras 1 e 2).
Observações: Cruciplacolithus primus apresenta uma cruz central alinhada aos
eixos do nanolito sendo o representante menor e mais antigo do gênero.
De acordo com van Heck & Prins (1987), Cruciplacolithus asymmetricus
apresenta a cruz central ligeiramente rotacionada em relação ao eixo maior, contudo
não o suficiente para formar um “X”, sendo que o ângulo formado entre as barras da
cruz e o eixo maior da elipse é de, no máximo, vinte graus.
85
Cruciplacolithus frequens exibe barras em forma de cruz com característica
projeção terminal, podendo rotacionar até o formato oblíquo ao eixo principal,
apresenta cor de interferência média a alta e área central aberta (Costa, 1992).
Para van Heck & Prins (1987) C. intermedius possui tamanho maior que o de C.
primus, e uma cruz mais espessa que o mesmo. Apresenta ainda área central aberta
e a perda dos blocos basais (“pés”) próximo ao contato barra da cruz/parede do
nanolito.
Apesar de seu tamanho considerável (entre 12 a 20 µm), C. staurion exibe
abertura da área central relativamente pequena, de formato subcircular a elíptico e
de margem larga e estriada. Suas barras são pequenas e estreitas e semi-paralelas
ao eixo da elipse do nanolito (Costa, 1992).
Gênero Ericsonia Black, 1964
Ericsonia robusta - (Bramlette & Sullivan, 1961) Edwards & PerchNielsen, 1975. (Estampa 12, Figuras 3 e 4).
5.2.2
HETEROCOCÓLITOS DE AFINIDADES INCERTAS
Incertae sedis
Gênero Ellipsolithus Sullivan, 1964
Ellipsolithus bollii - Perch-Nielsen 1977. (Estampa 12, Figuras 5 e 6).
Ellipsolithus distichus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sullivan, 1964.
86
Ellipsolithus lajollaensis - Bukry & Percival, 1971. (Estampa 12,
Figuras 9 a 11).
Ellipsolithus macellus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sullivan, 1964.
Observações: Segundo Perch-Nielsen (1985), Ellipsolithus macellus exibe
área central não perfurada, com sua placa apresentando dois orifícios centrais em
cada extremidade do eixo maior. E. bollii conta com inúmeras e diminutas
perfurações em sua área central, apresentando bordas proeminentes nas margens
do escudo.
E. distichus é caracterizado por uma larga área central, alongada junto ao eixo
maior do nanolito, contendo perfurações maiores e mais numerosas do que em E.
lajollaensis e E. bollii.
E. lajollaensis apresenta uma ampla margem ao redor da área central, de área
alongada e com menor número de perfurações do que E. distichus e E. bollii.
Gênero Markalius Bramlette & Martini, 1964
Markalius inversus - (Deflandre, 1954) Bramlette & Martini, 1964.
Gênero Pedinocyclus Bukry & bramlette, 1971
Pedinocyclus larvalis - (Bukry & Bramlette, 1969) Loeblich & Tappan,
1973. (Estampa 12, Figuras 16 e 17)
87
5.2.3
HOLOCOCÓLITOS
Ordem Indefinida
Família CALYPTROSPHAERACEAE Boudreaux & Hay, 1969
Gênero Holodiscolithus Roth, 1970
Holodiscolithus sp. - Roth, 1970. (Estampa 12, Figura 18).
Gênero Lanternithus Strander, 1962
Lanternithus duocavus - Locker, 1967. (Estampa 12, Figuras
19 e 20).
Gênero Zygrhablithus Deflandre, 1959
Zygrhablithus bijugatus – (Deflandre in Deflandre & Fert, 1954)
Deflandre, 1959. (Estampa 13, Figuras 1 e 2).
5.2.4
NANÓLITOS
Família BRAARUDOSPHAERACEAE Deflandre, 1947
Gênero Braarudosphaera Deflandre, 1947
Braarudosphaera bigelowii - (Braarud & Gran, 1935) Deflandre,
1947. (Estampa 13, Figura 3)
88
Gênero Micrantholithus Deflandre in Deflandre & Fert, 1954
Micrantholithus
attenuatus
-
Bramlette
&
Sullivan,
1961.
(=Micrantholithus inaequalis Martini, 1961). (Estampa 13, Figura 4).
Micrantholithus bulbosus - Bouché, 1962. (Estampa 13, Figuras
5 e 6).
Micrantholithus discula - (Bramlettei & Riedel, 1954) Bown, 2005.
Micrantholithus hebecuspis - Bown, 2005. (Estampa 13, Figura 8).
Micrantholithus mirabilis - Locker, 1965. (Estampa 13, Figura 9).
Micrantholithus pingus - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 13,
Figura 10).
Gênero Pemma Klump, 1953
Pemma basquensis - (Bouché, 1962) Bybell & Gartner, 1972.
Espécies incertae sedis
Gênero Acanthosphaera Lemmermann, 1899
Acanthosphaera mitra - Varol (1989) Bown (2005). (=Zygrhablithus
sagittus Varol, 1989) (Estampa 13, Figura 12).
Gênero Thoracosphaera - Kamptner, 1927. (Estampa 13, Figuras 13
a 16).
89
Ordem DISCOASTERALES Hay, 1977
Família DISCOASTERACEAE Tan, 1927
Gênero Discoaster Tan, 1927
Discoaster acutus - Bown, 2005. (Estampa 13, Figura 17).
Discoaster barbadiensis - (Tan, 1927) Bramlette & Riedel, 1954.
Discoaster bifax - Bukry, 1971. (Estampa 13, Figura 20 e Estampa 14,
Figura 1).
Discoaster binodosus - Martini, 1958. (Estampa 14, Figuras 2 a 4).
Discoaster deflandrei - Bramlette & Riedel, 1954. (Estampa 14,
Figura 5).
Discoaster delicatus - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 14,
Figuras 6 a 8).
Discoaster diastypus - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 14,
Figuras 9 a 11).
Discoaster distinctus - Martini, 1958. (Estampa 14, Figura 12).
Discoaster elegans - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 14,
Figura 13).
Discoaster kuepperi - Stradner, 1959. (Estampa 14, Figura 14 a 16).
Discoaster lenticularis - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 14,
Figuras 17 a 20 e Estampa 15, Figura 1).
90
Discoaster lodoensis - Bramlette & Riedel, 1954. (Estampa 15,
Figuras 2 a 4).
Discoaster mahmoudii - Perch-Nielsen, 1981. (Estampa 15, Figuras 5
e 6).
Discoaster mediosus - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 15,
Figuras 7 a 9).
Discoaster megastypus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen
Discoaster mohleri - Bukry & Percival, 1971. (Estampa 15,
Figuras12 e 13).
Discoaster multiradiatus - Bramlette & Riedel, 1954. (Estampa 15,
Figuras 14 a 17).
Discoaster tanii nodifer - Bramlette & Riedel, 1954. (Estampa 15,
Figura 18).
Discoaster saipanensis - Bramlette & Riedel, 1954. (Estampa 15,
Figuras 19 e 20 e Estampa 16, Figura 1).
Discoaster salisburgensis - Stradner, 1961. (Estampa 16, Figuras
2 a 4).
Discoaster strictus - Stradner, 1961. (Estampa 16, Figuras 5 e 6).
Discoaster sublodoensis - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 16,
Figuras 7 e 8).
Discoaster tanii - Bramlette & Riedel, 1954. (Estampa 16, Figuras 9 e
10).
91
Família FASCICULITHACEAE Hay & Mohler, 1967
Gênero Fasciculithus Bramlette & Sullivan ,1961
Fasciculithus alanii - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 16, Figuras
11 e 12).
Fasciculithus billii - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 16, Figuras
13 e 14).
Fasciculithus involutus - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 16,
Figuras 15 e 16).
Fasciculithus janii - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 16, Figura 17).
Fasciculithus lilianae - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 16, Figuras
18 e 19).
Fasciculithus richardii - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 16, Figura 20
e Estampa 17, Figura 1).
Fasciculithus thomasii - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 17, Figura 2
e 3).
Fasciculithus tympaniformis - Hay & Mohler, 1967. (Estampa 17,
Figuras 4 e 5).
Fasciculithus ullii - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 17, Figura 6).
Família HELIOLITHACEAE Hay & Mohler, 1967
Gênero Bomolithus Roth, 1973
92
Bomolithus conicus - (Perch-Nielsen, 1971) Perch-Nielsen 1984.
Gênero Heliolithus Noël, 1970
Heliolithus kleinpellii - Sullivan, 1964. (Estampa 17, Figuras 9 a 12).
Família SPHENOLITHACEAE Deflandre, 1952
Gênero Sphenolithus Deflandre in Grassé, 1952
Sphenolithus anarrhopus - Bukry & Bramlette, 1969. (Estampa 17,
Figuras 13 e 14).
Sphenolithus editus – Perch-Nielsen in Perch-Nielsen et al.(1978).
Sphenolithus
furcatolithoides
-
Locker,
1967.
(Estampa
17,
Figura 18).
Sphenolithus moriformis - (Brönnimann & Stradner, 1960) Bramlette
& Wilcoxon, 1967. (Estampa 17, Figura 19).
Sphenolithus radians - Deflandre, 1952. (Estampa 17, Figura 20 e
Estampa 18, Figura 1).
Sphenolithus primus - Perch-Nielsen, 1971. (Estampa 18, Figura 2).
Ordem Indefinida
Família LITHOSTROMATIONACEAE (Deflandre, 1959)
Gênero Rhomboaster Bramlette & Sullivan, 1961
93
Rhomboaster bitrifida - Romein, 1979. (Estampa 18, Figuras 3 a 5).
Rhomboaster bramlettei - (Bronnimann & Stradnerm, 1960) Proto
Decima et al. (1975). Bybell & Self-Trail, 1995. (Estampa 18, Figuras 6 a 9).
Rhomboaster cuspis - Bramlette & Sullivan, 1961. (Estampa 18,
Figuras 10 a 13).
Observações: O gênero Rhomboaster abrange nanofósseis calcários de
formato tridimensional romboédrico e extremidades em cúspide. A espécie
Rhomboaster bitrifida é composta por diferentes unidades cristalográficas, onde é
possível observar dois conjuntos de três braços maiores e um braço menor em
diferentes níveis, na qual suas extremidades apontam em sentidos opostos. Difere
de R. calcitrapa por apresentar braços mais curtos do que a mesma.
Rhomboaster bramlettei, por sua vez, apresenta braços curtos e de tamanho
ligeiramente simétrico e ângulos iguais. Rhomboaster cuspis é composta por uma
única unidade de calcita de formato romboédrico, fortemente côncavo e
extremidades em cúspide, sem projeções de braços.
Gênero Tribrachiatus Shamrai, 1963
Tribrachiatus contortus - (Stradner, 1958) Bukry (1972). Bybell &
Self-Trail, 1995. (Estampa 18, Figuras 14 e 15).
Tribrachiatus digitalis - (Aubry, 1996) Bybell & Self-Trail 1997.
94
Tribrachiatus
orthostylus
-
Shamrai,
1963
(=Rhomboaster
orthostylus, Shamrai 1963; Bybell & Self-Trail 1995). (Estampa 18, Figuras
17 a 20).
Tribrachiatus spineus - (=Rhomboaster spineus, Shafik & Stradner,
1971) Romein, 1979. (Estampa 19, Figura 1).
Observações: O gênero Tribrachiatus é composto por nanofósseis de três
braços (ou raios), limitados ao Eoceno (Perch-Nielsen, 1985). Tribrachiatus contortus
apresenta um ângulo entre os braços de 40° a 80° (Costa, 1992) e cada braço tem
sua extremidade marcada por uma profunda bifurcação. Difere de T. digitalis pelo
último apresentar uma área central mais estreita, com o afinamento dos braços em
direção ao centro do nanolito e a bifurcação dos braços mais desenvolvida
(profunda). Tribrachiatus spineus apresenta arranjo hexarradiado de braços finos,
contendo, em cada um deles, um par de espinhos laterais curtos.
Tribrachiatus orthostylus apresenta disposição trirradiada (diferente da
disposição hexarradiada dos demais representantes do gênero) com os braços
dispostos entre si num ângulo de aproximadamente 120°, de conformação reta ou
arqueada. Apresentam extremidades arredondas, pontiagudas ou levemente
bifurcadas (Costa, 1992).
Gênero Trochastrites Stradner, 1961
Trochastrites hohnensis - (Martini, 1958) Bouché, 1962. (Estampa
19, Figuras 2 e 3)
Trochastrites operosus - (Deflandrei, 1954) Martini & Stradner, 1960.
95
Família TRIQUETRORHABDULACEAE Lipps, 1969
Gênero Pseudotriquetrorhabdulus Wise in Wise & Constans, 1976
Pseudotriquetrorhabdulus inversus - (Bramlette & Sullivan, 1961)
Wise in Wise & Constans, 1976. (Estampa 19, Figura 6).
96
ESTAMPAS
97
Estampa 01 – Microscópio Óptico: XP = Nicóis cruzados (cross-polarized light), PL =
Nicóis descruzados (plain transmitted light). Barra da Escala = 10 µm.
1 – Ahmuellerella octoradiata (Amostra Araromi-124); XP.
2 e 3 – Ahmuellerella regularis (Amostra Wasimi-32); XP.
4 e 5 – Chiastozygus litterarius (Amostra Wasimi-); XP.
6 e 7 – Loxolithus armilla [Amostra Araromi-118 (6); Amostra Wasimi-26 (7)]; XP.
8 e 9 – Placozygus fibuliformis (Amostra Araromi-118); XP.
10 – Staurolithites flavus (Amostra Wasimi-26); XP.
11 – Staurolithites laffittei (Amostra Araromi-118); XP.
12– Staurolithites imbricatus (Amostra Wasimi-26); XP.
13 – Tranolithus minimus (Amostra Araromi-118); XP.
14 e 15 – Tranolithus phacelosus (Amostra Araromi-118); XP.
16 – Zeugrhabdotus bicrescenticus (Amostra Leg 108-18); XP.
17 e 18 – Zeugrhabdotus embergeri (Amostra Leg 108-4); XP.
19 e 20 – Eiffellithus eximius (Amostra Leg 108-20); XP.
98
99
Estampa 02 - Microscópio Óptico: XP = Nicóis cruzados (cross-polarized light), PL =
1 e 2 – Eiffellithus gorkae [Amostra Araromi-118 (1), Amostra Leg 108-6 (2)]; XP.
3 e 4 – Eiffellithus parallelus (Amostra Araromi-114); XP.
5 a 7 – Eiffellithus turriseiffelii [Amostra Araromi-124 (5 e 6); Amostra Wasimi-26 (7)];
XP.
8 e 9 – Cribrosphaerella ehrenbergii (Amostra Araromi-130); (8) XP e (9) PL.
10 a 12 – Prediscosphaera cretacea [Amostra Araromi-114 (10); Amostra Leg 108-5
(11 e 12)]; XP.
13 – Prediscosphaera grandis (Amostra Leg 108-6); XP.
14 e 15 – Prediscosphaera majungae [Amostra Leg 108-5 (14) Amostra Wasimi-26
(15)]; XP.
16 – Prediscosphaera spinosa (Amostra Leg 108-5); XP.
17 e 18 – Retecapsa crenulata [Amostra Araromi-118 (17); Amostra Wasimi-32 (18)];
XP.
19 e 20 – Retecapsa surirella (Amostra Araromi-108); (19) XP e (20) PL.
100
101
1 - Manivitella pemmatoidea (Amostra Leg 108-15); XP.
2 e 3 – Cylindralithus sculptus (Amostra Leg 108-5); (2) XP e (3) PL.
4 – Watznaueria barnesae (Amostra Wasimi-32); XP.
5 e 6 – Watznaueria biporta (Amostra Leg 108-16); XP.
7 e 8 – Arkhangelskiella cymbiformis (Amostra Araromi-114); XP.
9 e 10 – Arkhangelskiella maastrichtiana (Amostra Leg 108-4); XP.
11 – Arkhangelskiella specillata (Amostra Leg 108-7); XP.
12 – Calculites percenis (Amostra Leg 108-7); XP.
13 – Lithraphidites carniolensis (Amostra Leg 108-13); XP.
14 – Microrhabdulus atenuatus (Amostra Leg 108-6); XP.
15 – Microrhabdulus belgicus (Amostra Wasimi-32); XP.
16 – Microrhabdulus decoratus (Amostra Leg 108-4); XP.
17 – Microrhabdulus undosus (Amostra Araromi-108); XP.
18 a 20 – Micula decussata [Amostra Leg 108-5 (18); Amostra Wasimi-27 (19);
Amostra Araromi-114 (20)]; XP.
102
103
1 – Micula murus (Amostra Leg 108-6); XP.
2 e 3 – Uniplanarius gothicus (Amostra Leg 108-19); XP.
4 – Uniplanarius sissinghii (Amostra Leg 108-14); XP.
5 – Uniplanarius sissinghii (Amostra Leg 108-17); XP.
6 e 7 – Uniplanarius trifidus (Amostra Leg 108-14); XP.
8 e 9 – Zeugrhabdotus sigmoides (Amostra Leg 159-68) ; XP.
10 a 12 – Helicosphaera lophota (Amostra Ilaro-3-73); (10 e 11) XP e (12) PL.
13 e 14 – Helicosphaera neolophota (Amostra Leg 159-29); XP.
15 a 17 - Helicosphaera seminulum [Amostra Leg 159-32 (15 e 16); Amostra Ilaro-320 (17); (15 e 17) XP e (16) PL.
18 e 19 – Pontosphaera duocava (Amostra Ilaro-3-80); (18) XP e (19) PL.
20 – Pontosphaera exilis (Amostra Ilaro-3-25); XP.
104
105
1 a 3 – Pontosphaera exilis (Amostra Ilaro-3-25); (2, 3) XP e (1) PL.
4 e 5 – Pontosphaera multipora (Amostra Ilaro-3-20); (4) XP e (5) PL.
6 e 7 – Pontosphaera ocellata (Amostra Ilaro-3-80); XP.
8 e 9 – Pontosphaera pulchra (Amostra Ilaro-3-24); (8) XP e (9) PL.
10 e 11 – Pontosphaera rimosa (Amostra Ilaro-3); (10) XP e (11) PL.
12 e 13 – Pontosphaera versa (Amostra Araromi-94); XP.
14 e 15 – Scyphosphaera expansa (Amostra Ilaro-3-21); XP.
16 a 19 – Lophodolithus mochlophorus (Amostra Ilaro-3-25); (16 e 18) XP e (17 e 19)
PL.
20 – Lophodolithus nascens (Amostra Ilaro-3-26); XP.
106
107
1 e 2 – Lophodolithus nascens (Amostra Ilaro-3-26); (1) XP e (2) PL.
3 e 4 – Neochiastozygus chiastus (Amostra Shagamu-27); (3) XP e (4) PL.
5 e 6 – Neochiastozygus concinnus (Amostra Araromi-50); XP.
7 – Neochiastozygus distentus (Amostra Araromi-46); XP.
8 e 9 - Neochiastozygus imbriei (Amostra Araromi-94); (8) XP e (9) PL.
10 e 11 – Neochiastozygus junctus (Amostra Leg 159-62); (10) XP e (11) PL.
12 e 13 – Neochiastozygus perfectus (Amostra Araromi-90); (12) XP e (13) PL.
14 – Neochiastozygus saepes (Amostra Araromi-94); XP.
15 e 16 – Neococcolithes dubius (Amostra Leg 159-52); (15) XP e (16) PL.
17 e 18 - Neococcolithes protenus (Amostra Shagamu-25); (17) XP e (18) PL.
19 e 20 – Nannotetrina cristata (Amostra Leg 159-28); (19) XP e (20) PL.
108
109
1 a 3 – Nannotetrina cristata (Amostra Leg 159-28); PL.
4 e 5 – Nannotetrina fulgens (Amostra Leg 159-38); (3) PL e (4) XP.
6 – Nannotetrina pappii (Amostra Leg 159-38); (5) PL e (6) XP.
7 a 17 – Zygodiscus plectopons (Amostra Araromi-67); (7 e 9 a 17) XP e (8) PL.
18 e 19 – Calciosolenia aperta (Amostra Shagamu-28); XP.
20 – Blackites inflatus (Amostra Ilaro-3-33); XP.
110
111
1 – Blackites inflatus (Amostra Ilaro-3-33); XP.
2 e 3 – Blackites spinosus (Amostra Ilaro-27); XP.
4 – Blackites stilus (Amostra Leg 159-51); XP.
5 – Blackites tenuis (Amostra Ilaro-3-30); XP.
6 e 7– Girgisia gammation (Amostra Ilaro 3-20) ; XP.
8 – Praeprinsius dimorphosus e Coccolithus pelagicus (small) (Amostra Araromi-94);
XP.
9 – Zeugrhabdotus sigmoides e Prinsius martini (Amostra Araromi-94); XP.
10 e 11 – Toweius crassus (Amostra Ilaro-3-69); XP.
12 a 14 - Toweius eminens [Amostra Araromi-53 (12); Amostra Leg 159-63 (13 e
14)]; (12 e 13) XP e (14) PL.
15 e 16 – Toweius magnicrassus (Amostra Leg 159-59); (15) XP e (16) PL.
17 – Toweius ocultatus (Amostra Ilaro-3-80); XP.
18 a 20 – Toweius pertusus [Amostra Araromi-50 (18); Amostra Ilaro-3-69 (19 e 20)];
XP.
112
113
1 e 2 - Toweius rotundus (Amostra Ilaro-3-69); (1) XP e (2) PL.
3 – Toweius selandianus (Amostra Araromi-94); XP.
4 – Toweius serotinus (Amostra Araromi-41); XP.
5 – Toweius tovae (Amostra Araromi-50); XP.
6 – Cyclicargolithus floridanus (Amostra Leg 159-4); XP.
7 – Cyclicargolithus luminis (Amostra Leg 159-35), XP.
8 e 9 – Reticulofenestra bisecta (Amostra Leg 159-5); XP.
10 e 11 - Reticulofenestra dictyoda [Amostra Leg 159-11 (10); Amostra Ilaro-3-20
(11)]; XP.
12 – Reticulofenestra minuta (Amostra Ilaro-3-22); XP.
13 – Reticulofenestra stavensis (Amostra Leg 159-5); XP.
14 - Reticulofenestra umbilica (Amostra Leg 159-9); XP.
15 e 16 – Chiasmolithus bidens (Amostra Araromi-90); (15) XP e (16) PL.
17 a 19 – Chiasmolithus consuetus [Amostras (17) Leg 159-51 e (18 e 19) Leg 15928]; (17 e 18) XP e (19) PL.
20 – Chiasmolithus danicus (Amostra Araromi-77); XP.
114
115
1 e 2 – Chiasmolithus eograndis (Amostra Leg 159-39); (1) XP e (2) PL.
3 e 4 – Chiasmolithus gigas (Amostra Leg 159-50); (3) XP e (4) PL.
5 a 7 – Chiasmolithus grandis (Amostra Leg 159-5); (5 e 7) XP e (6) PL.
8 a 12 – Chiasmolithus solitus [Amostra Araromi-94 (8 a 10), Amostra Leg 159-19
(11 e 12)]; (8, 9, e 11) XP e (10 e 12) PL.
13 e 14 – Coccolithus cachaoi (Amostra Ilaro-3-21); XP.
15 e 16 – Coccolithus eopelagicus (Amostra Leg 159-6); (15) XP e (16) PL.
17 e 18 – Coccolithus formosus (Amostra Leg 159-22); (17) XP e (18) PL.
19 e 20 – Coccolithus mutatus (Amostra Leg 159-41); (19) XP e (20) PL.
116
117
1 e 2 - Coccolithus pelagicus (Amostra Ilaro-3-25); (1) XP e (2) PL.
3 e 4 – Coronocyclus nitescens (Amostra Araromi-41); (3) XP e (4) PL.
5 e 6 – Cruciplacolithus asymmetricus (Amostra Shagamu-29); XP.
7 – Cruciplacolithus cruciformis (Amostra Ilaro-3-20); XP.
8 a 10 – Cruciplacolithus frequens (Amostra Leg 159-68); XP.
11 e 12 – Cruciplacolithus intermedius (Amostra Araromi-79); XP.
13 – Cruciplacolithus primus (Amostra Araromi-104); XP.
14 a 19 – Cruciplacolithus staurion (Amostra Leg 159-47); (14, 16 e 18) XP e (15, 17
e 19) PL.
20 - Cruciplacolithus tenuis (Amostra Araromi-63), XP.
118
119
1 e 2 - Cruciplacolithus tenuis [Amostra Araromi-63 (1), Ilaro-1-69 (2)]; XP.
3 e 4 – Ericsonia robusta (Amostra Araromi-81); (3) XP e (4) PL.
5 e 6 – Ellipsolithus bollii (Amostra Araromi-90); XP.
7 e 8 – Ellipsolithus distichus (Amostra Araromi-90); XP.
9 a 11 – Ellipsolithus lajollaensis (Amostra Ilaro-3-25); (9 e 11) XP e (10) PL.
12 e 13 - Ellipsolithus macellus (Amostra Shagamu-17); XP.
14 e 15 – Markalius inversus (Amostra Araromi-90); (14) XP e (15) PL.
16 e 17 – Pedinocyclus larvalis (Amostra Ilaro-3-21); (16) XP e (17) PL.
18 – Holodiscolithus sp. (Amostra Shagamu-20); XP.
19 e 20 – Lanternithus duocavus (Amostra Araromi-94); XP.
120
121
1 e 2 – Zygrhablithus bijugatus (Amostra Ilaro-3-17) ; XP.
3 – Braarudosphaera bigelowii (Amostra Araromi-41); XP.
4 – Micrantholithus attenuatus (Amostra Ilaro-3-20); XP.
5 e 6 – Micrantholithus bulbosus (Amostra Ilaro-3-20); XP.
7 – Micrantholithus discula (Amostra Ilaro-3-20); XP.
8 – Micrantholithus hebecuspis (Amostra Ilaro-3-20); XP.
9 – Micrantholithus mirabilis (Amostra Ilaro-3-80); PL.
10 – Micrantholithus pingus (Amostra Ilaro-3-33); XP.
11 – Pemma basquensis (Amostra Ilaro-3-20); XP.
12 – Acanthosphaera mitra (Amostra Ilaro-3-22); XP.
13 a 16 – Thoracosphaera [Amostra Ilaro-3-35 (13); Amostra Araromi-46 (14 e 15);
Amostra Wasimi-32 (16).] XP.
17 - Discoaster acutus (Amostra Leg 159-59); PL.
18 e 19 – Discoaster barbadiensis (Amostra Ilaro-3-32); PL.
20 – Discoaster bifax (Amostra Leg 159-29); PL.
122
123
1 – Discoaster bifax (Amostra Leg 159-29); PL.
2 a 4 – Discoaster binodosus [Amostra Araromi-41 (2); Amostra Ilaro-3-17 (3 e 4)];
PL.
5 – Discoaster deflandrei (Amostra Ilaro-3-21); PL.
6 a 8 – Discoaster delicatus [Amostra Leg 159-67 (12); Amostra Araromi-46 (13 e
14)]; (12 e 14) PL e (13) XP.
9 a 11 – Discoaster diastypus (Amostra Araromi-41); (9) PL.
12 - Discoaster distinctus (Amostra Ilaro-3-73); PL.
13 – Discoaster elegans (Amostra Leg 159-32); PL.
14 – Discoaster kuepperi (“side-view”, Amostra Leg 159-26); XP.
15 e 16 - Discoaster kuepperi (Amostra Leg 159-26); PL.
17 a 20 – Discoaster lenticularis [Amostra Leg 159-67 (17 e 18); Amostra Araromi46, (18 a 20)]; (17 e 19) XP e (18, 19 e 20) PL.
124
125
1 – Discoaster lenticularis Amostra Araromi-46, PL.
2 a 4 – Discoaster lodoensis [Amostra Leg 159-27 (2); Amostra Ilaro-3-29 (3 e 4)];
PL.
5 e 6 – Discoaster mahmoudii (Amostra Leg 159-65); PL.
7 a 9 – Discoaster mediosus (Amostra Leg 159-67); PL.
10 e 11 - Discoaster megastypus (Amostra Leg 159-69); (10) XP e (11) PL.
12 e 13 - Discoaster mohleri (Amostra Leg 159-67); (12) XP e (13) PL.
14 – Discoaster multiradiatus e Discoaster mediosus [Escala reduzida] (Amostra Leg
159-67); PL.
15 a 17 - Discoaster multiradiatus (Amostra Leg 159-65); (16) XP e (15 e 17) PL.
18 – Discoaster nodifer (Amostra Ilaro-3-17); PL.
19 e 20 – Discoaster saipanensis (Amostra Leg 159-6); (19) PL e (20) PX.
126
127
1 – Discoaster saipanensis (Amostra Leg 159-6) PL.
2 a 4 – Discoaster salisburgensis [Amostra Araromi-50 (2); Amostra Ilaro-3-71 (3 e
4)]; (3) XP e (2 e 4) PL.
5 e 6 – Discoaster strictus (Amostra Leg 159-32); (5) XP e (6) PL.
7 e 8 – Discoaster sublodoensis [Amostra Leg 159-31 (7); Amostra Ilaro-3-20 (8)];
PL.
9 e 10 – Discoaster tanii (Amostra Leg 159-6); PL.
11 e 12 – Fasciculithus alanii (Amostra Leg 159-66); (11) XP e (12) PL.
13 e 14 – Fasciculithus billii (Amostra Araromi-90); (13) XP e (14) PL.
15 e 16 – Fasciculithus involutus [Amostra Shagamu-28 (15); Amostra Leg 159-70
(16)]; XP.
17 - Fasciculithus janii (Amostra Araromi-94); XP.
18 e 19 – Fasciculithus lilianae (Amostra Leg 159-65); (18) XP e (19) PL.
20 – Fasciculithus richardii (Amostra Leg 159-67); XP.
128
129
1 – Fasciculithus richardii (Amostra Leg 159-67); PL.
2 e 3 – Fasciculithus thomasii (Amostra Leg 159-65); (2) XP e (3) PL.
4 e 5 - Fasciculithus tympaniformis [Amostra Leg 159-65 (4); Amostra Shagamu-24
(5)]; XP.
6 - Fasciculithus ullii (Amostra Araromi-90); XP.
7 e 8 – Bomolithus conicus (Amostra Leg 159-66); (7) PL e (8) XP.
9 a 12 – Heliolithus kleinpellii [Amostra Leg 159-71 (9 a 10); Amostra Araromi-79, (11
e 12)]; (9, 10 e 11) XP e (12) PL.
13 e 14– Sphenolithus anarrhopus (Amostra Leg 159-9); XP.
15 a 17 – Sphenolithus editus (Amostra Ilaro-3-30); (15 e 16) XP e (17) PL.
18 – Sphenolithus furcatolithoides (Amostra Leg 159-30); XP.
19 – Sphenolithus moriformis (Amostra Leg 159-33); XP.
20 – Sphenolithus radians (Amostra Ilaro-3-30); XP
130
131
1 - Sphenolithus radians (Amostra Ilaro-3-30); XP.
2 – Sphenolithus primus (Amostra Ilaro-3-36); XP.
3 a 5 – Rhomboaster bitrifida (Amostra Leg 159-63); (3 e 5) PL e (4) XP.
6 a 9 – Rhomboaster bramlettei (Amostra Ilaro-3-69); (6) XP e (7, 8 e 9) PL.
10 a 13 – Rhomboaster cuspis (Amostra Ilaro-3-69); (10 e 12) XP e (11 e 13) PL.
14 e 15– Tribrachiatus contortus [Amostra Leg 159-60 (14); Amostra Araromi-41
(15)]; PL.
16 – Tribrachiatus digitalis (Amostra Araromi-41); PL.
17 a 20 – Tribrachiatus orthostylus [Amostra Leg 159-57 (17 e 18); Amostra Ilaro-380, (19, 20)]; PL.
132
133
1 – Tribrachiatus spineus (Amostra Araromi-41); PL.
2 e 3 – Trochastrites hohnensis (Amostra Ilaro-3-20); (2) XP e (3) PL.
4 e 5 – Trochastrites operosus (Amostra Ilaro-3-20); (4) XP e (5) PL.
6 – Pseudotriquetrorhabdulus inversus (Amostra Ilaro-3-17); XP.
7 a 12 – Cocosferas (Amostra IL3-69); XP.
13 a 16– Foraminíferos (Amostra IL3-69); (13 a 15) PL e (16) XP. Escalas reduzidas.
134
135
6
BIOESTRATIGRAFIA
6.1
Considerações Bioestratigráficas
As biozonas adotadas neste trabalho são classificadas como “Zonas de
Intervalo”, segundo o Código Norte-Americano de Nomenclatura Estratigráfica
(NASC, 1983 - Artigo 50), o Código Brasileiro de Nomenclatura Estratigráfica -Guia
de Nomenclatura Estratigráfica (1986, página 390) e o Guia Estratigráfico
Internacional (1994, página 59).
Para as seções de testemunho (Ilaro-3, Ilaro-1, Araromi, Leg 159, Wasimi e
Leg 108) e afloramento (Shagamu) os limites são caracterizados pela primeira e/ou
última ocorrência de uma unidade taxonômica diagnóstica.
Em Bode Ashe, por se tratar de uma seção composta por amostras de calha (e
que devido a problemas de contaminação não permitem a determinação precisa da
primeira ocorrência das espécies), as biozonas são definidas somente pela última
ocorrência do fóssil diagnóstico, tomando cuidado com possíveis retrabalhamentos.
Essa biozona de intervalo foi denominada “Zona diferencial superior” por Schaller
(1969) conforme citado pelo Código Brasileiro de Nomenclatura Estratigráfica (1986)
ou “last (highest) occurrence zone” no Guia Estratigráfico Internacional (1994).
Para caracterização das zonas e determinação das idades do Cretáceo
(Campaniano ao Maastrichtiano) destacam-se os trabalhos de Troelsen & Quadros
(1971), Sissingh (1977), Perch-Nielsen (1985), Cunha (1990), Antunes (1984, 1987,
136
1997, 1998), Bown (1998), Burnett (1998), Tantawy (2003), Campbell et al. (2004),
Aguado (2005) e Lees & Bown (2005).
Para caracterização das zonas do Paleógeno (Paleoceno inferior ao Eoceno
superior) pode-se citar os trabalhos de Martini (1971), Troelsen & Quadros (1971),
Okada & Bukry (1980), Freitas (1984), Worsley & Werle (1984), Perch-Nielsen
(1985), Costa (1992), Antunes (1990 e 1997), Wei (1992), Eshet (1996), Moullade et
al. (1998), Shafik et al. (1998), Varol (in Bown, 1998), Ladner & Wise (2001), Mita
(2001), Marino & Flores (2002), Arney & Wise (2003), Tantawy (2003), Pearson et al.
(2004), Marzouk & Soliman (2004), Bown (2005a e 2005b), Hollis (2005), Raffi et al.
(2005) e Pearson et al. (2006).
As biozonas seguem, prioritariamente, as nomenclaturas de Sissingh (1977);
com a sigla CC (CC22 a CC26 - para as biozonas de nanofósseis do Cretáceo
superior) e de Martini (1971), com a sigla NP (NP1 a NP20- para as biozonas de
nanofósseis do Paleógeno).
Para atribuição das idades absolutas utilizou-se da tabela proposta por
Gradstein et al. (2004), e correlacionada com trabalhos mais recentes sobre
nanofósseis calcários. Com a finalidade de familiarização, a tabela proposta por
Berggren et al. (1995) é comparada (Figura 27), devido seu freqüente uso
durante anos.
137
Figura 27: Comparação entre as idades absolutas de Berggren et al. (1995), Gradstein et al.
(2004) e o biozoneamento internacional de Martini (1971) para nanofósseis calcários
138
6.2
Definições dos Zoneamentos Internacionais
Os zoneamentos bioestratigráficos descritos abaixo seguem as definições de
Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985) para o Cretáceo e Martini (1971) e PerchNielsen (1985) para o Paleógeno, com a comparação dos biozoneamentos padrões
de Burnett (1998) e Antunes (1997) para o Cretáceo (Figura 28) e de Okada & Bukry
(1980), Varol (1998) e Antunes (1997, conforme Richter et al. 1993) para o
Paleoceno (Figura 29) e o Eoceno (Figura 30).
Figura 28: Comparação dos biozoneamentos padrões de Sissingh (1977), Perch-Nielsen
(1985), Burnett (1998) e Antunes (1997) para o Cretáceo.
139
Figura 29: Comparação dos biozoneamentos padrões de Martini (1971), Okada & Bukry (1980),
Varol (1998) e Antunes (1997) para o Paleoceno. A idade absoluta foi baseada em escalas propostas
por Gradstein et al. (2004).
140
Figura 30: Comparação dos biozoneamentos padrões de Martini (1971), Okada & Bukry (1980),
Varol (1998) e Antunes (1997) para o Eoceno. A idade absoluta foi baseada em escalas propostas
por Gradstein et al. (2004).
141
6.2.1
MESOZÓICO – CRETÁCEO
As biozonas citadas abaixo seguem Perch-Nielsen (1985) de acordo com
Sissingh (1977) com as unidades indicadas pelas letras “CC” e a biozona correlata
segundo Antunes (1997), com a inicial “N”. O biozoneamento descrito por Burnett
(1998), é indicado pelas letras “UC”.
6.2.1.1
Zona CC22 - Uniplanarius trifidus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Uniplanarius trifidus (base) e
a última ocorrência de Reinhardtites anthophorus (topo).
Idade: Campaniano terminal.
Autores: Bukry & Bramlette (1970), emendada por Sissingh (1977).
Observações: Conforme cita Perch-Nielsen (1985), alguns autores citam outros
marcadores para o topo desta biozona, como a última ocorrência de U. trifidus,
primeira ocorrência de Lithraphidites praequadratus ou primeira ocorrência de L.
quadratus. Ainda, segundo Perch-Nielsen (1985) a última ocorrência de Eiffellithus
eximius ocorre junto à última ocorrência de R. anthophorus, podendo ser utilizada
como espécie substituta para o topo da biozona. Sissingh (1977) também sugere a
subdivisão da Zona CC22 para regiões onde o gênero Reinhardtites é comum.
142
Correlação: Burnett (1998) correlaciona as biozonas CC22 (subzonas CC22C,
CC22B e CC22A), CC21 (subzonas CC21C, CC21B e CC21A), CC20 e CC19
(subzona CC19B) de Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985) com biozona UC15.
Para o biozoneamento de Antunes (1997) a biozona N-270-Aspidolithus parcus
é correspondente da porção final de CC22 (subzona CC22C) e a biozona N-265Eiffelithus eximius corresponde ao início da Zona CC22 (subzonas CC22B e CC22A)
além das biozonas mais inferiores CC21 (subzonas CC21C, CC21B e CC21A),
CC20 e CC19 (subzona CC19B) de Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985), ainda,
tal intervalo é correlacionável à biozona UC15 de Burnett (1998).
6.2.1.2
Zona CC23 - Tranolithus phacelosus
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Reinhardtites anthophorus
(base) e a última ocorrência de Tranolithus phacelosus (topo).
Idade: Campaniano terminal ao eomaastrichtiano.
Autor: Sissingh (1977).
Observações: Segundo Perch-Nielsen (1985) esta biozona corresponde à parte
superior da Zona Uniplanarius trifidus de acordo com outros autores. Para Sissingh
(1977) a última ocorrência de Aspidolithus parcus subdivide a Zona CC23 em duas.
Correlação: Burnett (1998) correlaciona cada subzona de CC23 de Sissingh
(1977) e Perch-Nielsen (1985) como uma biounidade, onde CC23B é correlata de
UC17 e CC23A correlaciona-se com UC16.
143
A biozona N-280-Uniplanarius trifidus corresponde em grande parte à biozona
CC23B de Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985), além da biounidade UC17 de
Burnett (1998).
Já a biozona N-270-Aspidolithus parcus corresponde à parte inferior da
biozona CC23 (CC23A) e a porção final de CC22 (CC22C) de Sissingh (1977) e
Perch-Nielsen (1985), além das biounidades UC16 e UC15 (parte superior) de
Burnett (1998).
6.2.1.3
Zona CC24 - Reinhardtites levis
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Tranolithus phacelosus (base)
e a última ocorrência de Reinhardtites levis (topo).
Idade: eomaastrichtiano.
Autor: Sissingh (1977).
Correlação: Burnett (1998) correlaciona a biozona CC24 de Sissingh (1977) e
Perch-Nielsen (1985) com a biozona UC18.
144
6.2.1.4
Zona CC25 - Arkhangelskiella cymbiformis
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Reinhardtites levis (base) e a
primeira ocorrência de N. frequens (topo).
Idade: Maastrichtiano terminal.
Autores: Perch-Nielsen (1972), emendada por Sissingh (1977).
Observações: Em altas latitudes N. frequens é substituída pela primeira
ocorrência de M. murus. Martini (1976) e Doeven (1983) definem esta biozona com a
base na última ocorrência de Uniplanarius trifidus e o topo na primeira ocorrência de
Lithraphidites quadratus. Sugere-se aqui a leitura de Sissingh (1977) e PerchNielsen (1985) para maiores estudos a respeito da biozona Arkhangelskiella
cymbiformis e de sua espécie nominativa.
Correlação: Burnett (1998) correlaciona a biozona CC25 (subzonas CC25C e
CC25B) de Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985) com a biozona UC20 e a
Subzona CC25A como UC19.
145
6.2.1.5
Zona CC26 - Nephrolithus frequens
Definição: Intervalo entre a primeira e última ocorrência de Nephrolithus
frequens.
Autores: Cepek & Hay (1969).
Observações: Esta biounidade foi definida pra altas latitudes, onde a espécie
N. frequens é relativamente comum. Muitos autores sugerem a primeira ocorrência
de Thoracosphaera como topo do Maastrichtiano ou a primeira ocorrência de Micula
murus e subseqüente primeira ocorrência de Micula prinsii para subdividir o intervalo
entre CC25 e o topo do Cretáceo.
Correlação: Burnett (1998) correlaciona as biozonas CC26 (subzonas CC26B,
CC26A) e duas subzonas de CC25 (subzonas CC25C e CC25B) de Sissingh (1977)
e Perch-Nielsen (1985) com a biozona UC20.
Antunes (1997) correlaciona a biozona N-290-Arkhangelskiella cymbiformis
com as biozonas CC26 a CC24 (excluindo a porção basal) de Sissingh (1977) e
Perch-Nielsen (1985).
146
6.2.2
CENOZÓICO - PALEÓGENO
6.2.2.1
Zona NP1 - Markalius inversus
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de cocólitos cretácicos ou
primeira ocorrência de um acme de Thoracosphaera (base) e a primeira ocorrência
de Cruciplacolithus tenuis (topo).
Idade: eopaleoceno.
Autores: Mohler & Hay in Hay (1967), emendada por Martini (1970).
Observações: Muitos autores colocam o topo da biozona NP1 com a primeira
ocorrência de qualquer Cruciplacolithus, geralmente sendo o C. primus, uma forma
muito pequena de Cruciplacolithus.
Correlação: Varol (1998) correlaciona a biozona NP1 de Martini (1971) com a
biozona NNTp2 (com a subzona NNTp2A-Cruciplacolithus primus) e NNTp1Biantholithus hughesii (com as subzonas NNTp1B-Placozygus sigmoides e NNTp1ABiantholithus sparsus).
Okada & Bukry (1980) estabelecem a Subzona CP1A-Cruciplacolithus primus
como correlata de NP1.
Antunes (1990) correlaciona a biozona N-310-Ellipsolithus sp. (topo e base com
a
última
ocorrência
de
Ellipsolithus
sp.
e
Arkhangelskiella
cymbiformis,
respectivamente) com as biozonas NP1 a NP4 de Martini (1971). Atualmente,
conforme Richter et al. (1993, apud Antunes, 1997) a Zona N310 foi substituída
147
pelas Zonas N-305-Cruciplacolithus primus (correlatas com NP1 e NP2) e N-307Lanternithus duocavus (correlatas com NP3 e NP4).
6.2.2.2
Zona NP2 - Cruciplacolithus tenuis
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Cruciplacolithus tenuis
(base) e a primeira ocorrência de Chiasmolithus danicus (topo).
Idade: eopaleoceno.
Autores: Mohler & Hay in Hay (1967), emendada por Martini (1970).
Observações: Muitos autores discutem a forma de C. danicus, tendo sido
descrito como um cocólito com uma cruz oblíqua no centro, com necessidade de
uma discussão taxonômica maior (Perch-Nielsen, 1985).
Na biozona NP2 é possível relatar as primeiras ocorrências de Ericsonia cava,
Prinsius dimorphosus e, em alguns lugares, Cruciplacolithus edwardsii.
Correlação: Varol (1998) correlaciona a biozona NP2 de Martini (1971) com a
biozona NNTp2 (com as subzonas NNTp2E-Neocrepidolithus cruciatus, NNTpDPraeprinsius
dimorphosus,
NNTp2C-Coccolithus
pelagicus
e
NNTp2B-
Cruciplacolithus intermedius).
Okada & Bukry (1980) estabelecem a Subzona CP1B-Cruciplacolithus tenuis
como correlata de NP2.
148
6.2.2.3
Zona NP3 - Chiasmolithus danicus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Chiasmolithus danicus
(base) e a primeira ocorrência de Ellipsolithus macellus (topo).
Idade: eopaleoceno.
Autor: Martini (1970).
Observações: Conforme citado em Perch-Nielsen (1985), caso o registro de E.
macellus não ocorra, é possível caracterizar o limite superior desta biozona com a
ausência de algumas espécies, como N. saepes, N. perfectus, C. bidens e Prinsius
martinii.
Correlação: Varol (1998) correlaciona a biozona NP3 de Martini (1971) com as
biozonas
NNTp4
(com
as
subzonas
NNTp4C-Prinsius
martinii,
NNTp4B-
Neochiastozygus modestus e NNTp4A-Neocrepidolithus dirimosus); NNTp3 e
NNTp2
(com
as
subzonas
NNTp2G-Coccolithus
subpertusus
e
NNTp2F-
Hornibrookina edwardsii).
Okada & Bukry (1980) estabelecem a Zona CP2-Chiasmolithus danicus como
correlata de NP3.
149
6.2.2.4
Zona NP4 - Ellipsolithus macellus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Ellipsolithus macellus (base)
e a primeira ocorrência de Fasciculithus tympaniformis (topo).
Idade: eopaleoceno-mesopaleoceno.
Observações: O surgimento de Ellipsolithus distichus ocorre um pouco depois
da primeira ocorrência de E. macellus, onde alguns autores o utilizam como
marcador substituto, assim como se pode utilizar a primeira ocorrência de
Neochiastozygus saepes onde E. macellus não é encontrado (Perch-Nielsen, 1985).
A primeira ocorrência de F. tympaniformis não é a primeira ocorrência do
gênero. Fasciculithus magnus é o primeiro representante do gênero, podendo ser
encontrado logo abaixo de F. tympaniformis, assim como as espécies F. ulii,
F. magnicordis e F. janii. Para o topo desta biozona também é possível utilizar-se da
primeira ocorrência de Neochiastozygus perfectus, com origem acima da primeira
ocorrência de Chiasmolithus bidens (que ocorre ainda em NP4). Outro fóssil-guia
para o topo da NP4 é a primeira ocorrência de Sphenolithus primus, a primeira
espécie do gênero, que geralmente surge junto da primeira ocorrência de
F. tympaniformis.
biozonas NNTp8-Lantenithus duocavus; NNTp7-Prinsius bisulcus (com as subzonas
NNTp7A-Cruciplacolithus frequens e NNTp7B-Toweius selandianus); NNTp6Neocrepidolithus neocrassus; NNTp5-Markalius apertus (com as subzonas NNTp5AChiasmolithus inconspicuus e NNTp5B-Neochiastozygus perfectus) e NNTp4 (com
150
as
subzonas
NNTp4F-Chiasmolithus
edentulus,
NNTp4E-Cruciplacolithus
subrotundus e NNTp4D-Neochiastozygus eosaepes).
Okada & Bukry (1980) estabelecem a Zona CP3-Ellipsolithus macellus como
correlata de NP4.
6.2.2.5
Zona NP5 - Fasciculithus tympaniformis
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Fasciculithus tympaniformis
(base) e a primeira ocorrência de H. kleinpellii (topo).
Idade: mesopaleoceno.
Autores: Mohler & Hay in Hay (1967).
Observações: Várias espécies de Fasciculithus e gêneros como Heliolithus e
Bromolithus tiveram seu desenvolvimento antes da primeira ocorrência de H.
kleinpellii.
biozonas NNTp10-Toweius pertusus e NNTp9-Octolithus multiplus. Okada & Bukry
(1980) estabelecem a Zona CP4-Fasciculithus tympaniformis como correlata de
NP5.
Antunes (1997) correlaciona a biozona N-330-Fasciculithus janii com a biozona
NP5 de Martini (1971).
151
6.2.2.6
Zona NP6 - Heliolithus kleinpellii
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Heliolithus kleinpellii (base) e
a primeira ocorrência de D. mohleri (topo).
Idade: mesopaleoceno-neopaleoceno .
Autores: Mohler & Hay in Hay (1967).
Correlação: Okada & Bukry (1980) estabelecem a Zona CP5-Heliolithus
kleinpellii como correlata de NP6.
Antunes (1997) correlaciona a biozona N-340-Heliolithus kleinpellii com as
biozonas NP8 a NP6 de Martini (1971).
6.2.2.7
Zona NP7 - Discoaster mohleri
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de D. mohleri (base) e a
primeira ocorrência de Heliolithus riedelli ou Discoaster nobilis (topo).
Idade: neopaleoceno.
Autores: Hay (1964) e Mohler & Hay in Hay (1967).
Observações: O topo desta biozona é discutido logo abaixo.
Correlação: Okada & Bukry (1980) estabelecem a Zona CP6-Discoaster
mohleri como correlata de NP7.
152
6.2.2.8
Zona NP8 - Heliolithus riedelli-Discoaster nobilis
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Heliolithus riedelli ou D.
nobilis (base) e a primeira ocorrência de Discoaster multiradiatus (topo).
Autores: Bramlette & Sullivan (1961) e Perch-Nielsen (1972).
Observações: Muitos autores preferem unir a biozona NP8 com a NP7 pois as
primeiras ocorrências de H. riedelli e D. nobilis não são encontradas em muitas
seções ao redor do mundo.
Correlação: Okada & Bukry (1980) estabelecem as Zonas CP7-Discoaster
nobilis e CP6-Discoaster mohleri (parte superior) como correlatas de NP8.
6.2.2.9
Zona NP9 - Discoaster multiradiatus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de D. multiradiatus (base) e a
primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei ou Discoaster diastypus (topo).
Idade: neopaleoceno-eoeoceno.
Autores: Bramlette & Sullivan (1961) emendada por Martini (1971) e Bukry &
Bramlette (1970).
Observações: Em NP9, várias espécies de Rhomboaster podem ser úteis para
subdivisões menores desta unidade. Além disso, vários Discoaster apresentam sua
153
primeira ocorrência em NP9. Muitas espécies de Fasciculithus, Zygodiscus e
Neochiastozygus, além dos gêneros Lophodolithus, Conococcolithus, Rhomboaster
e Helicosphaera atingem seu máximo de diversidade nesta biozona. O gênero
Fasciculithus torna-se raro no topo da unidade e desaparece perto do limite
NP9/NP10, onde é usado como marcador quando o gênero Tribrachiatus está
ausente.
Perch-Nielsen (1985) comenta que diversos gêneros de nanofósseis
desaparecem próximo do final do Paleoceno, como Fasciculithus, Hornibrookina,
Placozygus e Rhomboaster. Fasciculithus (de acordo com Shackleton et al., 1984)
desaparece cerca de 0.8 M.a. antes do limite NP09/NP10 e o último Hornibrookina
foi encontrado na parte inferior de NP10. Tribrachiatus surge próximo ao limite
NP09/NP10.
Martini (1971) definiu como base da zona NP10 a primeira ocorrência de R.
bramlettei. Enquanto a base da biozona de Okada & Bukry (1980), CP09, é definida
pelo aparecimento simultâneo de Tribrachiatus contortus e Discoaster diastypus. A
primeira ocorrência de R. bramlettei é conhecida por ser observada antes da
primeira ocorrência de T. contortus. Assim, a base da zona CP9 não pode ser
considerada equivalente à base da zona NP10, que tem como fundamento a
primeira ocorrência de T. contortus.
Discoaster diastypus apresenta sua primeira ocorrência próxima à base de
NP10 (Perch-Nielsen, 1985). Martini (1971) comenta que a primeira ocorrência de D.
diastypus dá-se no meio da biozona NP10, um pouco acima da primeira ocorrência
de T. contortus.
Bybell & Self-Trail (1995) realizaram estudos que comprovaram a primeira
ocorrência de D. diastypus acima da primeira ocorrência de R. bramlettei e próxima
154
da primeira ocorrência de T. contortus. Considerando que a base de CP09 não
equivale à base de NP10, localizou-se a base da biozona CP09 na porção mediana
da zona NP10.
Mais recentemente, seguindo Tremolada & Bralower (2004), Raffi et al. (2005),
Hollis et al. (2005) e Agnini et al. (2006) é possível subdividir a biozona NP9 (Martini,
1971) em duas subzonas (NP9a e NP9b) correlacionando também informações
obtidas no intervalo de Máximo Termal do limite Paleoceno/Eoceno com eventos
bioestratigráficos dos nanofósseis calcários. Dessa forma, temos NP9a delimitando o
topo do Paleoceno e NP9b o início do Eoceno (maiores detalhes no capítulo 9).
Correlação: Okada & Bukry (1980) estabelecem a Zona CP8-Discoaster
multiradiatus (Subzonas CP8a-Chiasmolithus bidens e CP8b-Campylosphaera
eodela) como correlata de NP9.
Antunes (1990) correlaciona a biozona N-350-Fasciculithus tympaniformis com
a biounidade NP9 de Martini (1971).
155
6.2.2.10
Zona NP10 - Tribrachiatus contortus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei ou
D. diastypus e Tribrachiatus contortus (base) e a última ocorrência de Tribrachiatus
contortus (topo).
Idade: eoeoceno.
Autores: Hay (1964) e Bukry (1973).
Observações: A biozona NP10 não é encontrada em várias seqüências,
provavelmente devido à ausência do gênero Tribrachiatus em certas áreas por
razões ecológicas.
A primeira ocorrência de T. orthostylus, que geralmente ocorre de forma restrita
antes da última ocorrência de T. contortus pode ser utilizada como um marcador do
limite NP10/NP11. Algumas espécies que viviam no Paleoceno são registradas
ainda no início do Eoceno, incluindo algumas espécies marcadoras do zoneamento
do Paleoceno, como Ellipsolithus macellus e Discoaster multiradiatus. O gênero
Fasciculithus é encontrado apenas na porção mais inferior de NP10 e sua última
ocorrência, segundo vários autores, pode ser utilizada para definir o limite inferior de
NP10 de Martini (1971) em seções onde Tribrachiatus é ausente ou escasso.
Correlação: Varol (1998) não propôs nenhum zoneamento para a base de
NP10 de Martini (1971), contudo, seu topo é correlacionável a porção inicial da
Subzona NNTe1A. Okada & Bukry (1980) estabelecem a Subzona CP9ATribrachiatus contortus como correlata de NP10.
156
Costa (1992) cita a Biozona N-405-Neochiastozygus chiastus (Antunes, 1984),
definida pelo intervalo entre as últimas ocorrências de N. chiastus (topo) e
Fasciculithus tympaniformis (base) como correlata de NP10 de Martini (1971).
Antunes (1997) aponta a biozona N-410-Rhomboaster bramlettei (intervalo entre as
últimas ocorrências de R. bramlettei em seu topo e Fasciculithus tympaniformis na
base) como a equivalente à biozona NP10 de Martini (1971).
6.2.2.11
Zona NP11 - Discoaster binodosus
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Tribrachiatus contortus (base)
primeira ocorrência de Discoaster lodoensis (topo).
Idade: eoeoceno.
Autores: Mohler & Hay in Hay et al.(1967).
Observações: Tribrachiatus orthostylus aparece próximo do limite NP10/NP11.
Discoaster distinctus, Sphenolithus editus, S. radians e S. conspicus surgem nesta
biounidade. Imperaster obscurus surge tipicamente em NP11 e desaparece em
NP12 ou NP13 em algumas regiões.
Correlação: Varol (1998) propõe para NP11 a Zona NNTe1-Sphenolithus
radians (do topo para base: subzonas NNTe1D-Rhabdosphaera pinguis; NNTe1CNeococcolithes protenus; NNTe1B-Toweius crassus e NNTe1A-Toweius rotundus)
que, em sua parte superior (NNTe1D a NNTe1B), corresponde (aproximadamente) a
157
Okada & Bukry (1980) correlacionam NP11 como delimitada pela Biozona CP9
Discoaster diastypus, contendo duas subzonas (CP9B Discoaster binodosus e
CP9A), onde a subzona CP9B é correlata à biozona NP11 de Martini (1971).
Conforme citado acima, para Antunes (1990) em zoneamento local, a Zona N420-Tribrachiatus orthostylus é correlata das biozonas NP11 e NP12.
6.2.2.12
Zona NP12 - Tribrachiatus orthostylus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de D. lodoensis (base) até a
última ocorrência de T. orthostylus ou a primeira ocorrência de Toweius crassus
(topo).
Idade: eoeoceno.
Autores: Brönnimann & Stradner (1960) & Bukry (1973).
Observações: Segundo Perch-Nielsen (1985), em alguns casos a última
ocorrência de T. orthostylus pode ser tardia, de modo a co-existir com Nannotetrina.
A última ocorrência de Micrantholithus mirabilis tem sido usada para subdividir NP12.
Imperaster obscurus desaparece em NP12 ou no início de NP13.
Correlação: Em Varol (1998) a Biozona NP12 é composta por quatro biozonas
(do topo para base: NNTe5-Tribrachiatus orthostylus; NNTe4-Micrantholithus
mirabilis; NNTe3-Toweius occultatus e NNTe2-Discoaster lodoensis).
158
Para Okada & Bukry (1980), a biozona NP12 de Martini (1971) é definida como
Zona CP10-Tribrachiatus orthostylus, contudo o limite entre CP11 e CP10 desses
autores é considerado pouco reportado.
A biozona N-420-Tribrachiatus orthostylus, segundo Antunes (1997), equivale
às biozonas NP12 e NP11 de Martini (1971).
6.2.2.13
Zona NP13 - Discoaster lodoensis
Definição: Última ocorrência de Tribrachiatus orthostylus ou primeira ocorrência
de T. crassus (base) até a primeira ocorrência de D. sublodoensis (topo).
Idade: eoeoceno.
Autores: Brönnimann & Stradner (1960) e Bukry (1973).
Observações: Discoaster diastypus tem sua primeira ocorrência nesta biozona.
Correlação: Em Varol (1998) a Biozona NP13 é composta pela porção basal da
subzona NNTe7A-Pontosphaera pulcher (Zona NNTe7-Discoaster kuepperi) e pela
zona NNTe6-Imperaster obscurus.
Para Okada & Bukry (1980), a biozona NP13 é representada pela biozona
CP11-Discoaster lodoensis.
Antunes (1990) denomina como Zona N-430-Discoaster lodoensis (parte
inferior) a unidade equivalente da NP13.
159
6.2.2.14
Zona NP14 - Discoaster sublodoensis
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Discoaster sublodoensis até
a primeira ocorrência de N. fulgens (NP14) e/ou última ocorrência de Blackites
inflatus (CP12).
Idade: eoeoceno-mesoeoceno.
Observação: O topo da biozona tem sido aproximado pelo uso da primeira
ocorrência de qualquer espécie de Nannotetrina.
Autores: Hay (1964) e Bukry (1973).
Correlação: Para Varol a Zona NP14 é correlata das subzonas NNTe8AHelicosphaera lophota (Zona NNTe8-Nannotetrina alata), NNTe7B-Discoaster
wemmelensis e parte da subzona NNTe7A-Pontosphaera pulcher (Zona NNTe7Discoaster kuepperi).
Para Okada & Bukry (1980) a Zona NP14 de Martini (1971) corresponde às
duas biozonas de CP12-Discoaster sublodoensis (Subzona CP12B-Blackites inflatus
e Subzona CP12A-Discoaster kuepperi).
Para o zoneamento proposto por Antunes (1997), a biozona NP14 é
correlacionável com as biozonas N-437-Discoaster sublodoensis e a parte mais
superior da biozona N-430-Discoaster lodoensis.
160
6.2.2.15
Zona NP15 - Nannotetrina fulgens
Definição: Primeira ocorrência de Nannotetrina fulgens até a última ocorrência
de Blackites gladius (primeira ocorrência de N. quadrata ou última ocorrência de
Blackites inflatus até a primeira ocorrência de Reticulofenestra umbilica ou primeira
ocorrência de Discoaster bifax para CP13, a Zona N. quadrata).
Idade: mesoeoceno.
Autores: Hay (1967) emendada por Martini (1970) e Bukry (1973).
Observações: A primeira ocorrência de Nannotetrina sp. pode ser utilizada
como marcador do limite NP14/NP15.
As últimas ocorrências de D. kuepperi, D. sublodoensis e D. nonaradiatus
encontram-se nesta biozona, assim como a primeira ocorrência de B. gladius, D.
tanii nodifer e Lanternithus minutus.
O gênero Nannotetrina desaparece próximo à última ocorrência de B. gladius,
podendo ser utilizado com um indicador do limite NP15/NP16 em locais onde B.
gladius é muito raro ou ausente e onde R. umbilica tem sua primeira ocorrência
antes de Nannotetrina.
Correlação: Varol (1998) divide a Biozona NP15 de Martini (1971) em duas,
sendo a inferior Subzona NNTe8B-Cruciplacolithus staurion (Zona NNTe8Nannotetrina alata) e a superior (subdividindo-se em duas) NNTe9-Blackites gladius
(Subzona NNTe9A-Corannulus germanicus e Subzona NNTe9B-Sphenolithus
stellatus).
Okada & Bukry (1980) subdividem a Zona NP15 de Martini (1971) em três
subzonas CP13 (Zona CP13-Nannotetrina quadrata): Subzona CP13C-Coccolithus
161
starion, Subzona CP13B-Chiasmolithus gigas e Subzona CP13A-Discoaster strictus
(sendo a última mais inferior).
Para Antunes (1990), a zona correlata de NP15 envolve a parte inferior da
biozona N-447-Chiasmolithus solitus, toda biozona N-440-Chiasmolithus gigas e a
parte superior de N-437-Discoaster sublodoensis.
6.2.2.16
Zona NP16 - Discoaster tanii nodifer
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Blackites gladius (base) e
última ocorrência de Chiasmolithus solitus (topo).
Idade: mesoeoceno.
Autores: Hay et al. (1967) emendada por Martini (1970).
Observações: A base dessa biounidade pode ser substituída pela primeira
ocorrência de Reticulofenestra umbilica ou Discoaster bifax.
Correlação: Varol (1998) correlaciona a Biozona NP16 com a Zona NNTe10Chiasmolithus solitus, que por sua vez é dividida em duas subzonas (Subzona
NNTe10A-Helicosphaera seminulum e Subzona NNTe10B-Birkelundia arenosa)
ambas no interior de NP16. Okada & Bukry (1980) apresentam como biozona
correlata a Subzona CP14A-Discoaster bifax e a porção mais superior de CP13C,
comentada logo a seguir.
Costa (1992) enquadra a parte superior da biozona N-447-Chiasmolithus
solitus em NP16.
162
6.2.2.17
Zona NP 17 - Discoaster saipanensis
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Chiasmolithus solitus (base) e
a primeira ocorrência de Chiasmolithus oamaruensis (topo).
Idade: mesoeoceno a neo-eoceno.
Observações: Devido à dificuldade de estabelecer tal biozona em várias áreas
(material mal preservado e espécies guias geralmente pobres ou ausentes), Martini
(1976 in Perch-Nielsen, 1985) propõe a combinação NP17/NP18, definida como o
intervalo entre a última ocorrência de C. solitus (base) e a última ocorrência de
Chiasmolithus grandis (topo).
Correlação: Biozona correlata com as subzonas Subzona NNTe11ADaktylethra punctulata (Zona NNTe11-Zona Chiasmolithus grandis) de Varol (1998)
e a Subzona CP14B-Discoaster saipanensis (Zona CP14-Reticulofenestra umbilica)
de Okada & Bukry (1980).
Cunha (1990) aponta a biozona N-450-Chiasmolithus grandis como correlata à
163
6.2.2.18
Zona NP 18 - Chiasmolithus oamaruensis
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Chiasmolithus oamaruensis
(base) e a primeira ocorrência de Isthmolithus recurvus (topo).
Idade: neo-eoceno.
Observações: Biozona de difícil reconhecimento em baixas latitudes (PerchNielsen, 1985) já que tanto Chiasmolithus quanto Isthmolithus são raros ou muitas
vezes ausentes, sendo que nesses casos C. reticulatum é o mais indicado para
caracterização da biozona, pois ocorre tanto em altas quanto em baixas latitudes.
Correlação: Biozona correlata com as subzonas NNTe12-Helicosphaera
bramlettei (Zona NNTe12-Discoaster barbadiensis) e NNTe11B-Neococcolithes
dubius (Zona NNTe11-Chiasmolithus grandis) de Varol (1998) e Subzona CP15AChiasmolithus oamaruensis (Zona CP15-Discoaster barbadiensis) de Okada & Bukry
(1980).
Antunes (1997) correlaciona a biozona NP18 (Martini, 1971) com a biozona
N-460-Micrantholithus procerus.
164
6.2.2.19
Zona NP 19 - Isthmolithus recurvus
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Isthmolithus recurvus (base)
e a primeira ocorrência de Sphenolithus pseudoradians (topo).
Idade: neo-eoceno.
Autor: Hay, Mohler & Wade (1966), emendada por Martini (1970).
Observações: Diversos autores propõem a combinação das biozonas NP19 e
NP20, devido ao não reconhecimento de S. pseudoradians (espécie marcadora do
limite NP19-NP20), restrita em determinadas áreas. Em Martini (1976), no Pacífico
Equatorial, tal união de intervalos foi demarcada entre a última ocorrência de C.
grandis e a última ocorrência de D. saipanensis. Aubry (1983) a define como o
intervalo entre a primeira ocorrência de I. recurvus e a última ocorrência de D.
saipanensis.
Em
baixas
latitudes,
a
biozona
Isthmolithus
recurvus
é
de
difícil
reconhecimento, devido à escassez de seu fóssil nominativo, assim, de acordo com
Perch-Nielsen (1985), a última ocorrência de Cribocentrum reticulatum pode ser
empregada em baixas latitudes para aproximar o limite NP18/NP19.
165
6.2.2.20
Zona NP 20 - Sphenolithus pseudoradians
Definição: Intervalo entre a primeira ocorrência de Sphenolithus pseudoradians
(base) e a última ocorrência de Discoaster saipanensis e/ou Discoaster barbadiensis
(topo).
Idade: neo-eoceno.
Correlação: Zona NNTe12–Discoaster barbadiensis, Subzona NNTe12BDiscoaster saipanensis de Varol (1998) e Zona CP15-Discoaster barbadiensis,
Subzona CP15B-Isthmolithus recurvus de Okada & Bukry (1980), onde as subzonas
CP15B e NNTe12B abrangem as biozonas NP19 e NP20 de Martini (1971).
Para Antunes (1997) e, seguindo as definições citadas por Cunha (1990), têmse a Zona N-470-Discoaster barbadiensis como correlata às biozonas NP19 e NP20
de Martini (1971).
166
6.3
Biocronoestratigrafia dos Intervalos Estudados
6.3.1
AMOSTRAS DA BACIA DE DAHOMEY
6.3.1.1
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Ilaro-3
Por meio de 51 amostras analisadas (Apêndice 1) foi possível determinar
quatro intervalos bioestratigráficos com base em nanofósseis (Figura 31 e Quadro 1)
para o testemunho Ilaro-3. A saber, da base para o topo da seção:
Amostras: IL3-89 a IL3-81
Sem recuperação para nanofósseis calcários.
Amostras: IL3-80, IL3-73 e IL3-71
Zona Tribrachiatus orthostylus (NP12)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Discoaster lodoensis
(base) e primeira ocorrência de Toweius crassus.
Idade: eoeoceno.
Observações: Em Ilaro-3 não foi possível reconhecer a base da biozona NP 12,
devido a perda de dados, como a primeira ocorrência de D. lodoensis. O topo, por
sua vez, foi caracterizado pela primeira ocorrência de Toweius crassus (conforme
167
Perch-Nielsen, 1985), substituindo a última ocorrência de T. orthostylus (espécie
limitada à amostra IL3-80).
Contribuem para a caracterização desta biozona as primeiras ocorrências (em
IL3-73) de Neococcolithes dubius, Helicosphaera seminulum, Helicosphaera lophota
e Discoaster barbadiensis, a última ocorrência, no interior dessa biozona, de
Micrantholithus mirabilis, além da dominância de Toweius spp. conforme citada por
Varol (in Bown, 1998).
A presença de Rhomboaster bramlettei é registrada neste intervalo,
concordando com a distribuição bioestratigráfica de Antunes (1990) para tal espécie.
Amostras: IL3-69 e IL3-49
Zona Discoaster lodoensis (NP 13)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de T. crassus e a primeira
ocorrência de Discoaster sublodoensis.
Idade: eoeoceno.
168
Zona Discoaster sublodoensis (NP 14)
Caracterização:
Intervalo
entre
a
primeira
ocorrência
de
Discoaster
sublodoensis (base) e a primeira ocorrência de Nannotetrina sp. e/ou última
ocorrência de Blackites inflatus (topo).
Observações: Base e topo conforme a caracterização. Concordante com
Okada & Bukry (1980) e Varol (1998) é possível observar nesta biozona a presença
mais significativa de Cruciplacolithus staurion e Reticulofenestrídeos (R. dictyoda e
R. minuta), as primeiras ocorrências de Braarudosphaera bigelowii, Pemma sp e
Neococcolitithes sp., além da última ocorrência de Discoaster lodoensis.
Amostras: IL3-25, IL3-24, IL3-21, IL3-20 e IL3-17
Zona Nannotetrina fulgens (NP 15)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Nannotetrina sp. e/ou
última ocorrência de Blackites inflatus (base) e a última ocorrência de Blackites
gladius ou a primeira ocorrência de Reticulofenestra umbilica ou Discoaster bifax.
Idade: mesoeoceno.
Observações: Base da biozona definida conforme a descrição e reforçada pela
presença de espécies como Trochastrites hohnensis, Trochastrites operosus,
Cruciplacolithus staurion e D. saipanensis.
Amostras: IL3-23, IL3-22, IL3-19 e IL3-18
169
Quadro 1: Principais nanofósseis calcários do poço Ilaro-3 e suas respectivas distribuições
bioestratigráficas (segundo Martini, 1971).
170
Figura 31: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-3 com base nas amostras de nanofósseis
calcários e seus principais fósseis guias encontrados.
171
6.3.1.2
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Ilaro-1
Com o conteúdo de 60 amostras foi possível reconhecer no testemunho de
Ilaro-1 seis intervalos bioestratigráficos com base em nanofósseis (Figura 32).
Abaixo, da base para o topo da seção, são descritas as unidades bioestratigráficas
identificadas no poço Ilaro-1, com base no conjunto de amostras interpretadas:
Amostra: IL1-89
Zona Markalius inversus (NP01) ?
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de cocólitos cretácicos ou
primeira ocorrência de acme de Thoracosphaera (base) e a primeira ocorrência de
Cruciplacolithus tenuis (topo).
Idade: eopaleoceno.
Observações: Em Ilaro-1, uma vez que as amostras não apresentaram boa
preservação fossilífera, este conjunto de amostras é apenas sugerida como NP01?,
por conter poucos exemplares do Paleoceno e nenhum do Cretáceo, além da
delimitação superior com a primeira ocorrência de C. tenuis.
172
Amostra: IL1-84
Intervalo entre a Zona Cruciplacolithus tenuis (NP02) a Zona Ellipsolithus
macellus (NP04)
Caracterização: A biozona NP02 é delimitada pela primeira ocorrência de
Cruciplacolithus tenuis até a primeira ocorrência de Chiasmolithus danicus. A
biozona NP03 tem como base a primeira ocorrência de C. danicus e o topo a
primeira ocorrência de Ellipsolithus macellus. A primeira ocorrência de Fasciculithus
tympaniformis delimita o topo da biozona NP04.
Observações: Intervalo com pobre conteúdo fossilífero. Foi possível reconhecer
somente a base desta unidade como sendo a primeira ocorrência de C. tenuis (base
de NP02) e o topo sugerido pela primeira ocorrência de Fasciculithus tympaniformis
(topo de NP04).
Intervalo entre a Zona Fasciculithus tympaniformis (NP05) e a Zona
Heliolithus kleinpellii (NP06)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Fasciculithus
tympaniformis ou Sphenolithus primus e a primeira ocorrência de Heliolithus
kleinpellii para NP05 e primeira ocorrência de Heliolithus kleinpellii até a primeira
ocorrência de Discoaster mohleri para NP06.
Idade: mesopaleoceno-neopaleoceno.
173
Observações: Unidade definida pela sua base com a primeira ocorrência de F.
tympaniformis e S. primus. Não foi encontrada a espécie guia (H. kleinpellii) que
delimita o topo da biozona NP05, o que resultou na integração da biozona NP 06
neste conjunto de amostras.
A biozona NP 06, por sua vez, tem aqui seu topo definido pela primeira
ocorrência de Zygodiscus plectopons, conforme descrito no próximo intervalo.
Amostra: IL1-68
Intervalo entre a Zona Discoaster mohleri (NP07) e a Zona Heliolithus
riedellii/ Discoaster nobilis (NP08)
Caracterização: a Zona NP07 inclui o intervalo entre a primeira ocorrência de
D. mohleri e a primeira ocorrência de Heliolithus riedelii ou Discoaster nobilis. Para a
unidade NP08 foi estabelecida a base como sendo a primeira ocorrência de H.
riedellii ou D. nobilis e seu topo a primeira ocorrência de Discoaster multiradiatus.
Observações: o limite inferior deste intervalo é caracterizado aqui pela primeira
ocorrência de Zygodiscus plectopons (Em NP07, Zygodiscus herlynii segundo Bybell
& Self-Trail, 1995) já que não foi possível encontrar os fósseis característicos desta
unidade assim como o limite entre NP07 e NP08.
Amostra: IL1-63
174
Zona Discoaster multiradiatus (NP09)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de D. multiradiatus e a
primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei.
Observações: A porção mais superior deste conjunto de amostras ainda
destaca a última ocorrência de F. tympaniformis, Z. plectopons e E. distichus, que
corrobora com a idade da biozona.
Neste intervalo também é reconhecida a primeira ocorrência de Pontosphaera
exilis, o que pode caracterizar um intervalo próximo ao limite Paleoceno/Eoceno.
Amostras: IL1-45, IL1-38, IL1-35 e IL1-34
Zona Tribrachiatus contortus (NP10)
Caracterização: Base com a primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei.
Idade: eoeoceno.
Observações: A biozona NP10 neste testemunho foi caracterizada apenas por
sua base, com a primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei.
175
Os principais nanofósseis encontrados são listados conforme Quadro 2 e
Figura 32.
Quadro 2: Principais nanofósseis calcários do poço Ilaro-1 e suas respectivas distribuições
176
Figura 32: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-1 com base nas amostras de nanofósseis
177
6.3.1.3
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Araromi
Por meio de 91 amostras analisadas, foi possível a identificação de oito
intervalos bioestratigráficos com base em nanofósseis calcários (Figura 33) para
Araromi.
A baixa taxa de preservação não possibilitou um maior refinamento do
biozoneamento do Cretáceo neste poço, onde, no espaço amostral entre AR-151 e
AR-107, apenas as amostras AR-148, AR-145, AR-130, AR-124, AR-119, AR-118,
AR-114, AR-108 possuem nanofósseis calcários (Figura 33).
De posse do material analisado, foi proposto o biozoneamento abaixo, de
acordo com Perch-Nielsen (1985), para o Cretáceo da seção.
Zona Nephrolithus frequens (CC26)
Caracterização: Intervalo contendo a última ocorrência de Arkhangelskiella
cymbiformis (topo) e a presença de fósseis cretácicos.
Observações: Apesar da ausência de formas-guias como Nephrolithus
frequens, Micula murus, Lithraphidites quadratus, Ceratholithoides kamptneri e
Micula prinsii, a ocorrência de espécies do final do Cretáceo como Arkhangelskiella
cymbiformis e Placozygus fibuliformis, juntamente com Thoracosphaera sp.
confirmam a colocação deste conjunto amostral na biozona CC26.
O testemunho Araromi apresentou um intervalo sem recuperação de
nanofósseis calcários (AR-107) e logo a seguir já é possível encontrar uma
assembléia típica do início do Paleoceno.
178
Amostra: AR 104
Zona Markalius inversus (NP01C)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de cocólitos cretácicos ou
primeira ocorrência de acme de Thoracosphaera (base) e primeira ocorrência de
Cruciplacolithus tenuis (topo).
Idade: eopaleoceno.
Observações: Em Araromi, a amostra AR-104 é representante única da
biozona NP01, representando o início do Paleógeno.
A presença comum de Zeugrhabdotus sigmoides, Thoracosphaera spp, a
primeira ocorrência de Coccolithus pelagicus e Cruciplacolithus primus identificam
esta porção da biozona NP01 como sendo parte da Subzona Cruciplacolithus
primus NP01C (base com a primeira ocorrência de C. primus) citada por Tantawy
(2003, concordando com Romein, 1979, emendado por Jiang & Gartner, 1986).
Amostras: AR 103 a AR 96
Amostra: AR 94
Zona Ellipsolithus macellus (NP04)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Ellipsolithus macellus
(base) e a primeira ocorrência de Fasciculithus tympaniformis (topo).
Observações: Apoiando a identificação desta biozona também foi marcada
neste intervalo do testemunho a primeira ocorrência de Neochiastozygus saepes,
Ellipsolithus distichus e do Gênero Fasciculithus (com as espécies F. ulii, F. janii e F.
179
billii), cabe ressaltar que a primeira ocorrência da espécie Fasciculithus
tympaniformis (em AR-90) caracteriza o topo da biozona NP04, reforçando a
caracterização desta unidade.
Amostras: AR 91 e AR 92
Amostra: AR 90
Zona Fasciculithus tympaniformis (NP05)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de F. tympaniformis
(base) e primeira ocorrência de Heliolithus kleinpellii (topo).
Idade: mesopaleoceno.
Observações: Contribuindo para a afirmação desta biounidade identificou-se
também a primeira ocorrência de Sphenolithus primus e Toweius eminens (conforme
Bybell & Self-Trail, 1995).
Zona Heliolithus kleinpellii (NP 06)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Heliolithus kleinpellii
(base) e a primeira ocorrência de Discoaster mohleri (topo).
Idade: mesopaleoceno-neopaleoceno.
180
Observações: Em Araromi, não foi possível reconhecer o topo desta biozona
com base em seu fóssil guia Discoaster mohleri, optou-se então pela substituição
deste por Zygodiscus plectopons, indicativo do início da biozona NP 07 (topo de
NP06), de acordo com as definições de Bybell & Self-Trail (1995).
Amostras: AR 67, AR 63, AR 58 e AR56
Intervalo
das
zonas
Discoaster
mohleri
(NP07)
e
Heliolithus
riedelii/Discoater nobilis (NP08)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Z. plectopons (base de
NP7) e a primeira ocorrência de Discoaster multiradiatus (topo de NP8).
Observações: Concordante com a citação de Perch-Nielsen (1985), neste
testemunho não foi possível a identificação isolada das biozonas NP07 e NP08, por
este motivo, optou-se pela combinação NP07/NP08, definindo este intervalo como
sendo: a base da biozona NP07 para este trabalho (primeira ocorrência de Z.
plectopons) e o topo da biozona NP08 (primeira ocorrência de Discoaster
multiradiatus).
Amostras: AR 64, AR 60 e AR 59
181
Zona Discoaster multiradiatus (NP 09)
Caracterização:
Intervalo
entre
a
primeira
ocorrência
de
Discoaster
multiradiatus (base) e a primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei e Discoaster
diastypus (topo).
Observações: Auxiliam no reconhecimento desta biozona a última ocorrência
de Z. plectopons, T. eminens, F. tympaniformis. Ainda, nesta biozona é assinalada a
presença rara de Lophodolithus nascens.
Amostra: AR 47
Amostra: AR 41
Zona Tribrachiatus contortus (NP 10)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Rhomboaster
bramlettei e Discoaster diastypus (base) e a última ocorrência de Tribrachiatus
contortus (topo).
Idade: eoeoceno.
Observações: Neste intervalo, de acordo com Perch-Nielsen (1985), Romein
(1979) e Bybell & Self-Trail (1995), a primeira ocorrência do Gênero Tribrachiatus, a
ausência de Fasciculithus e a presença Pontosphaera exilis podem indicar um
intervalo próximo ao limite Paleoceno/Eoceno para esta seção.
182
Figura 33.
Quadro 3: Principais nanofósseis calcários do poço Araromi e suas respectivas distribuições
183
Figura 33: Seção lito/bioestratigráfica do poço Araromi com base nas amostras de nanofósseis
184
6.3.1.4
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Wasimi
Com um conteúdo pobre em material nanofossílifero e de baixo grau de
preservação, as 27 amostras do testemunho Wasimi (entre W-17 e W-65)
apresentaram um único intervalo com conteúdo nanofossilífero (W-26, W-27, W-32 e
W-37), limitado em uma única biozona (Figura 34) descrita a seguir.
Zona Nephrolithus frequens (CC26)
Caracterização: Intervalo contendo a última ocorrência de Arkhangelskiella
Observações: Assim como ocorrido no Cretáceo testemunhado em Araromi, o
baixo grau de preservação do conteúdo fossilífero possibilitou apenas a ocorrência
de Arkhangelskiella cymbiformis, Placozygus fibuliformis e Thoracosphaera sp. como
indicadores do final do Cretáceo, essas duas últimas, conforme Perch-Nielsen
(1985), são formas-guias indicativas da única biozona aqui assinalada (CC26).
Figura 34.
185
Quadro 4: Principais nanofósseis calcários do poço Wasimi e suas respectivas distribuições
bioestratigráficas (segundo Sissingh, 1977).
186
Figura 34: Seção lito/bioestratigráfica do poço Wasimi com base nas amostras de nanofósseis
187
6.3.1.5
Distribuição Bioestratigráfica do Afloramento de Shagamu
Para as 17 amostras do afloramento de Shagamu foram aplicadas o
biozoneamento de Perch-Nielsen (1985), modificado de Martini (1971). A assembléia
nanofossilífera encontrada representa a biozona NP09 (Figura 35), conforme
descrito abaixo:
Amostras: SH-16 a SH-29
Zona Discoaster multiradiatus (NP 09)
Caracterização:
Intervalo
entre
a
primeira
ocorrência
de
Discoaster
multiradiatus (base) e a primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei e Discoaster
diastypus (topo).
O topo desta biozona não pôde ser definido, devido à ausência dos fósseisguias de seu topo, onde as amostras SH-30, SH-31 e SH-32 não possuem conteúdo
nanofossilífero.
Observações: Auxiliam na confirmação desta biozona a ocorrência de Z.
plectopons, T. eminens, F. tympaniformis, F. involutus, Zeugrhabdotus sigmoides,
Discoaster salisburgensis e C. tenuis. Ainda, nesta biozona, é assinalada a presença
de Discoaster mohleri e Lophodolithus nascens.
Figura 35.
188
Quadro 5: Principais nanofósseis calcários do afloramento de Shagamu e suas respectivas
distribuições bioestratigráficas (segundo Martini, 1971).
189
Figura 35: Seção lito/bioestratigráfica do afloramento Shagamu com base nas amostras de
nanofósseis calcários e seus principais fósseis guias encontrados.
190
6.3.1.6
Distribuição Bioestratigráfica do Poço Bode Ashe
Por se tratar de uma seção composta por amostras de calha (134 amostras), o
biozoneamento aplicado para Bode Ashe é definido pela última ocorrência de
espécies sucessivas (Figura 36), conforme o Código Norte-Americano de
Nomenclatura Estratigráfica (N.A.C.S.N., 1983) e de acordo com as biozonas citadas
por Antunes (1984, 1990, 1997) que melhor se adequaram ao conteúdo fossilífero
encontrado.
Para padronização com os outros poços descritos neste trabalho faz-se a
correlação com as biozonas de Martini (1971) emendadas por e Okada & Bukry
(1980) e Perch-Nielsen (1985).
Amostras: BA-02 a BA-04
Sem recuperação de nanofósseis calcários.
Amostras BA-05 a BA-15
Este intervalo amostral não apresentou fósseis que pudessem indicar uma
biozona precisa, sendo por conveniência marcada como de idade mesoeocênica,
devido a assembléia dos nanofósseis encontrada.
191
Zona N-430 – Discoaster lodoensis (NP13 e NP14)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de Tribrachiatus orthostylus
(base) e a última ocorrência de D. lodoensis (topo).
Observações: Correspondência com NP14 e NP13 de Perch-Nielsen (1985)
(base com última ocorrência de T. orthostylus). Contribui para o estabelecimento
desta biounidade a última ocorrência de Blackites inflatus (CP12B de Okada &
Bukry, 1980).
Zona N-420 – Tribrachiatus orthostylus (NP 11 e NP12)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de Neochiastozygus
chiastus (base) e a última ocorrência de T. orthostylus (topo).
Idade: eoeoceno.
Observações: Correspondência com as biounidades NP12 e NP11 de Martini
(1971) .
No interior desta biozona é registrado ainda um intervalo sem recuperação de
nanofósseis (Amostras BA-37 a BA-40).
192
Zona N-405 – Neochiastozygus chiastus (NP10)
Caracterização:
Intervalo
entre
a
última
ocorrência
de
Fasciculithus
tympaniformis (base) e a última ocorrência de N. chiastus (topo).
Idade: eoeoceno.
Observações: Nesse intervalo bioestratigráfico não foi possível aplicar a
biozona N-410, conforme Antunes (1997), pela ausência de sua espécie nominativa,
Rhomboaster bramlettei, substituída aqui pela última ocorrência de N. chiastus
(topo), conforme Antunes (1984) e Costa (1992).
Contribui para a afirmação desta biozona a última ocorrência de Ellipsolithus
macellus. Correlação com a biozona NP10 de Martini (1971).
Amostra BA-66
Zona N-350 – Fasciculithus tympaniformis/Zona N-340 – Heliolithus
kleinpellii (NP6-NP9)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de Ellipsolithus sp. (base)
(Zona N-340) e a última ocorrência de F. tympaniformis (topo) (Zona N-350).
Idade: mesopaleoceno-eoeoceno.
Observação: Devido à ausência da espécie Heliolithus kleinpellii não foi
possível a divisão entre as biounidades acima citadas. Correspondência com o
intervalo entre as biozonas NP09 (topo) a NP06 (base) de Martini (1971).
Intervalo sem recuperação de nanofósseis calcários.
193
Zona N-310 – Ellipsolithus sp. (NP1 a NP4)
Definição: Intervalo entre a última ocorrência de Arkhangelskiella cymbiformis
(base) e a última ocorrência de Ellipsolithus sp. (topo).
Idade: mesopaleoceno-eopaleoceno.
Observação: correspondência com a biozona NP4 a NP1 de Martini (1971) e
Perch-Nielsen (1985).
Zona N-290 – Arkhangelskiella cymbiformis (CC26)
Definição: Intervalo contendo a última ocorrência de Arkhangelskiella
Observações: Apenas o topo da biounidade pôde ser reconhecido. No interior
desta biozona mais basal, as amostras BA-121 a BA-124 e BA-127 a BA-130, não
apresentaram nanofósseis calcários.
194
As amostras na porção mais inferior de Bode Ashe não apresentaram
recuperação de nanofósseis calcários, fato que impossibilitou a interpretação
bioestratigráfica neste intervalo.
195
Figura 36: Seção lito/bioestratigráfica do poço Bode Ashe com base nas amostras de
196
6.3.2
AMOSTRAS
CEDIDAS
PELO
INTEGRATED
OCEAN
DRILLING
PROGRAM (IODP)
6.3.2.1
Distribuição Bioestratigráfica do ODP (Ocean Drilling Program) Leg 108,
Site 661 A, Eastern Tropical Atlantic (Atlântico Tropical Oriental).
Para as 20 amostras estudadas do Leg 108, Site 661A, foi possível a
identificação de três intervalos bioestratigráficos com base em nanofósseis (Figura
37). A saber, da base para o topo da seção.
Nesse testemunho, aplicou-se o biozoneamento seguido por Cunha (1990) e
Antunes (1998), apoiado em zoneamentos padrões de Sissingh (1977) e PerchNielsen (1985), além de Burnett (1998), conforme citado abaixo:
Amostra: 20
Zona Eiffelithus eximius - N-265 (CC22)
Caracterização: Intervalo marcado com o topo definido pela última ocorrência
de Eiffelithus eximius.
Autores: Bukry e Bramlette (1970) emendada por Freitas (1984)
Idade: Campaniano terminal ou limite Campaniano-Maastrichtiano, segundo
autores.
Observações: Por ter sido reconhecido apenas o topo da biozona, sugere-se à
biounidade uma correspondência à biozona CC22 de Sissingh (1977) e PerchNielsen (1985) e à biozona UC15 de Burnett (1998).
197
Amostras: 19 a 12
Zona Aspidolithus parcus - N-270 (CC22/CC23) e Zona Uniplanarius
trifidus - N-280 (CC23)
Caracterização: Base definida pela última ocorrência de E. eximius (base de N270) e topo definido pela última ocorrência Uniplanarius trifidus (topo de N-280).
Idade: Maastrichtiano.
Observações: Na presente seção não foi possível verificar a existência de
Aspidolithus parcus, que representa o fóssil-guia delimitador entre as duas biozonas
acima citadas. Correspondem à biozona CC23 (CC23a+CC23b) de Sissingh (1977)
e Perch-Nielsen (1985), além das biounidades UC16 e UC17 de Burnett (1998).
Cunha (1990) cita em seu trabalho a biozona Uniplanarius trifidus de acordo
com Bukry e Bramlette (1970) emendada por Richter (1987), com sua base
caracterizada pela última ocorrência de Eiffelithus eximius e o topo pela última
ocorrência de Uniplanarius trifidus, conforme aplicado neste trabalho.
Amostras: 11 a 04
Zona Arkhangelskiella cymbiformis - N-290 (CC24 - CC26)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de U. trifidus (base) e última
ocorrência de Arkhangelskiella cymbiformis (topo).
Autores: Bukry & Bramlette (1970) emendada por Troelsen & Quadros (1971).
Idade: Maastrichtiano.
Observações: Biozona correspondente ao intervalo entre as zonas CC 24 e
CC26 de Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985) além das biounidades UC18, UC19
e UC20 de Burnett (1998).
198
Ainda, no interior desta biozona, tem-se a primeira ocorrência de Micula murus
(amostra 6), fóssil característico (na ausência de Nephrolithus frequens, em baixas
latitudes) da base da biozona CC 26 de Sissingh (1977) e Perch-Nielsen (1985),
datada como Maastrichtiano terminal.
Amostras: 03 a 01
Figura 37.
Quadro 6: Principais nanofósseis calcários do Leg 108, Site 661A e suas respectivas distribuições
bioestratigráficas (segundo Sissingh, 1977).
199
Figura 37: Seção lito/bioestratigráfica do Leg 108, Site 661A, com base nas amostras de
200
6.3.2.2
Distribuição Bioestratigráfica do ODP Leg 159, Site 959 D, Côte d’Ivoire
– Ghana Marginal Ridge, Eastern Equatorial Atlantic (Cadeia, ou Dorsal, Marginal
Costa do Marfim-Gana, Atlântico Equatorial Oriental)
Por meio de 71 amostras observadas foi possível reconhecer para o Leg 159,
Site 959D, dez intervalos bioestratigráficos com base em nanofósseis (Figura 38). A
seguir serão descritas as biozonas encontradas neste estudo, da base para o topo
da seção.
Amostra: 71
Zona Heliolithus riedellii / Discoaster nobilis (NP08)
Caracterização: Topo definido pela primeira ocorrência de Discoaster
multiradiatus.
Observações: Por ser a porção mais basal do testemunho, apenas o topo
dessa biozona pôde ser reconhecido.
Amostras: 70 a 63
Zona Discoaster multiradiatus (NP09)
Intervalo entre a primeira ocorrência de D. multiradiatus (base) e a primeira
ocorrência de Rhomboaster bramlettei (topo).
201
Observações: Contribuem para esta afirmação a última ocorrência de
Fasciculithus tympaniformis, Toweius eminens e Sphenolithus primus, no interior
desta biozona.
A amostra 64 não apresentou recuperação para nanofósseis calcários.
Amostras: 62 a 60
Zona Tribrachiatus contortus (NP10)
Caracterização: Base com a primeira ocorrência de R. bramlettei e o topo com
a última ocorrência de Tribrachiatus contortus.
Idade: eoeoceno.
Amostras: 59 e 58
Zona Discoaster binodosus (NP11)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de T. contortus (base) e a
primeira ocorrência de Discoaster lodoensis (topo).
Idade: eoeoceno.
Observações: contribuem para a confirmação dessa unidade a primeira
ocorrência de Sphenolithus radians e de Tribrachiatus orthostylus em seu topo.
Amostra: 57
Zona Tribrachiatus orthostylus (NP12)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Discoaster lodoensis
(base) e última ocorrência de Tribrachiatus orthostylus (topo).
Idade: eoeoceno.
202
Observações: Esta unidade é demarcada por uma única amostra, sendo que a
superior não apresentou nanofósseis calcários preservados (Amostra 56), com isso,
a última ocorrência de T. orthostylus ocorre junto à primeira ocorrência de Discoaster
lodoensis (topo da biozona). Contribuem ainda para essa informação a primeira
ocorrência de Neococcolithes dubius.
Amostras: 55 a 53
Zona Discoaster lodoensis (NP 13)
Caracterização: Intervalo entre a última ocorrência de T. orthostylus (base) e a
primeira ocorrência de Discoaster sublodoensis (topo).
Idade: eoeoceno.
Observações: Contribui para o reconhecimento dessa unidade a primeira
ocorrência de Discoaster diastypus.
Amostra: 52
Zona Discoaster sublodoensis (NP 14)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de D. sublodoensis (base)
e primeira ocorrência de Nannotetrina fulgens (topo).
Observações: Ao contrário dos outros poços contidos neste trabalho (com a
mesma datação bioestratigráfica), no Site 959 D, do Leg 159, não foi encontrada a
espécie Blackites inflatus sendo substituída por Nannotetrina fulgens, conforme
Perch-Nielsen (1985). Contribui ainda para afirmação dessa biozona a ocorrência de
Helicosphaera lophota no interior dessa biounidade.
203
Amostras: 51 a 30
Zona Nannotetrina fulgens (NP 15)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Nannotetrina fulgens
(base) e a primeira ocorrência de Reticulofenestra umbilica (topo), segundo Okada &
Bukry (1980).
Idade: mesoeoceno.
Observações: A primeira ocorrência de Cruciplacolithus staurion e a presença
de Discoaster saipanensis concordam com a biozona.
Amostras: 29 a 10
Zona Discoaster tanii nodifer (NP 16)
Caracterização: Intervalo entre a primeira ocorrência de Reticulofenestra
umbilica (base) e última ocorrência de Chiasmolithus solitus (topo).
Idade: mesoeoceno.
Observações: Contribuem para a identificação as últimas ocorrências de D.
distinctus e C. staurion, no interior dessa biozona.
As amostras 13 a 16 não apresentaram recuperação para nanofósseis
calcários.
Amostras: 09 a 04
Zona Discoaster saipanensis (NP 17)
Caracterização: Intervalo caracterizado apenas pela sua base, a última
ocorrência de Chiasmolithus solitus.
Idade: mesoeoceno a neo-eoceno.
204
Observação: A união entre as biozonas NP17 e NP18 é defendida por Martini
(1976 in Perch-Nielsen, 1985).
A amostra 07 não apresentou recuperação para nanofósseis calcários.
Amostras: 03 a 01
Figura 38.
Quadro 7: Principais nanofósseis calcários do Leg 159, Site 959D e suas respectivas: distribuições
205
Figura 38: Seção lito/bioestratigráfica do Leg 159, Site 959D, com base nas amostras de
206
7 CONSIDERAÇÕES BIOESTRATIGRÁFICAS E PALEOBIOGEOGRÁFICAS
PARA OS POÇOS ANALISADOS
De forma a melhor comparar as seções estudadas neste trabalho, fez-se
necessária a elaboração de quadros com a integração do biozoneamento aplicado
(de acordo com Martini, 1971 e Perch-Nielsen, 1985) e as amostras de cada seção.
Assim, será possível visualizar arcabouços gerais para cada intervalo do tempo
geológico (Cretáceo, Quadro 8, Paleoceno, Quadro 9 e Eoceno, Quadro 10) e suas
caracterizações, sendo descritas a seguir suas peculiaridades.
Segundo Tremolada & Bralower (2004), nanoplânctons calcários são sensíveis
à mudanças ambientais de seu hábitat (superfície das águas marinhas). Dessa
forma, mudanças na abundância e nas características das assembléias fossilíferas
podem
ser
interpretadas
como
uma
resposta
a
possíveis
perturbações
paleoceanográficas.
Um dos exemplos mais aplicado a este trabalho é o do gênero Discoaster,
organismos que estavam essencialmente ligados a águas oceânicas quentes e
oligotróficas,
abundantes
em
sedimentos
epicontinentais
de
baixa
latitude
(Tremolada & Bralower, 2004; Aubry, 1984).
Ainda segundo Aubry (1984), o gênero Discoaster é mais numeroso e mais
diversificado em depósitos de baixa latitude e a extinção de várias espécies
aparecem relacionadas ao evento de máximo resfriamento climático (por ex.
Discoasteres em forma de roseta, no fim do Eoceno). Seus períodos de alta
diversificação (neopaleoceno, mesoeoceno e eomioceno) correspondem às
condições de aquecimento climático. Várias espécies são restritas às regiões
207
tropicais e equatoriais, onde poucas espécies têm preferência por águas mais frias.
Nunca são abundantes em sedimentos epicontinentais e são geralmente menores e
menos espessos do que aqueles depositados em sedimentos de condições de
oceano aberto.
Discoaster spp. podem ser utilizados como indicadores paloeclimáticos pela
razão Discoaster/Chiasmolithus. Discoaster é predominante em águas quentes,
enquanto Chiasmolithus predomina em águas frias (Bukry, 1973a; Aubry, 1984).
Quadro 8: Biozoneamento para o Cretáceo nas seções estudadas (cinza: amostras de calha; azul:
amostras de testemunho, amarelo: amostras de afloramento).
O Cretáceo das seções estudadas (Quadro 8) só é bem marcado no Leg 108,
site 661 A, o único a apresentar as biounidades de CC22 a CC26 (Perch-Nielsen,
1985). As seções registradas em Bode Ashe, Araromi e Wasimi (essa última com
registro restrito ao Cretáceo) apresentam fósseis mal preservados e uma assembléia
fossilífera relativamente pobre e são limitadas à biozona CC26. Ainda no Leg 108, é
destacada a ausência de Lucianorhabdus cayeuxi (indicadora típica de “nearshore”,
segundo Doeven et al, 1982).
208
Para o Cretáceo, de forma geral, muitas das formas guias não foram
encontradas, o que dificultou a caracterização das biounidades. As espécies
encontradas são características de baixas latitudes, como Micula murus, substituta
para Nephrolithus frequens em CC26 (Perch-Nielsen, 1985) e Arkhangelskiella
cymbiformis; além da abundância de Uniplanarius trifidus e Uniplanarius gothicus
para o Leg 108, Site 661A, indicando uma assembléia de nanofósseis similar a
descrita por Stradner & Steinmetz (1984).
Outras espécies largamente encontradas são: Micula decussata e Watznaueria
barnesae ambas indicativas de assembléias tropicais e subtropicais (Thierstein &
Haq, 1977; Wind, 1979; Tantawy, 2003) e resistentes a dissolução, fortemente
presentes em sedimentos pobres em nanofósseis (Roth, 1983; Pospichal, 1991 e
1995; Eshet & Almogi Labin, 1996; Tantawy, 2003).
Paleoceno inferior (NP1 – parte inferior de NP4)
O início do Paleoceno (Quadro 9), nas seções onde estava presente (Bode
Ashe, Ilaro-1 e Araromi) não foi bem representado. O intervalo bioestratigráfico entre
NP1 e NP4 apresenta um intervalo com registro pobremente preservado ou ausente,
onde não foi possível extrair maiores informações.
Em Bode Ashe foi delimitado apenas o intervalo entre a última ocorrência de
Arkhangelskiella cymbiformis (base de NP1) e a última ocorrência de Ellipsolithus sp.
(topo de NP4).
Em Ilaro-1 e Araromi, as amostras sugeridas como pertencentes a NP1 não
apresentaram boa preservação fossilífera.
O intervalo entre NP2 e NP4 em Ilaro-1 é representado por uma única amostra
(IL1-84) e, logo acima, um significativo intervalo amostral sem recuperação de
209
nanofósseis calcários é observado (entre as amostras IL1-83 e IL1-74, da base para
o topo da seção).
Em Araromi, após o intervalo NP1 também é observado um intervalo sem
representação nanofossilífera. A amostra imediatamente acima contendo assembléia
de nanofósseis é assinalada como NP4, com a primeira ocorrência de Ellipsolithus
macellus em sua base.
Paleoceno médio (parte superior de NP4 – parte inferior de NP6)
Para a biozona NP5, a primeira ocorrência de Fasciculithus tympaniformis em
sua base é o bioevento marcante nas seções de Ilaro-1 e Araromi. Tal gênero
(juntamente com Sphenolithus e Discoaster que ocorrem amplamente em todas as
seções) é considerado indicador de ambientes de águas quentes e oligotróficas
(Bukry, 1973; Wei & Wise, 1989 e 1990; Akmal & Soliman, 2004; Tremolada &
Bralower, 2004).
Em Ilaro-1, assim como em Bode Ashe, não foi encontrada a espécie
Heliolithus kleinpellii, espécie que delimita o topo da biozona NP5, o que resultou na
união das biozonas NP5 e NP6 em Ilaro-1 e a ausência de NP5 em Bode Ashe.
Apenas em Araromi foi observado a presença (ainda que rara) de H. kleinpellii,
permitindo a separação de NP6 nessa seção.
Paleoceno superior (parte superior de NP6 – parte inferior de NP9)
As biozonas NP7 e NP8 encontram-se unificadas nas seções de Ilaro-1 e
Araromi, adotando as idéias de Perch-Nielsen (1985). Não foi possível reconhecer a
base da biozona NP7 pelo fóssil guia Discoaster mohleri, sendo redefinida pela
210
última ocorrência de Zygodiscus plectopons, conforme indicada por Bybell & SelfTrail (1995).
Em Bode Ashe apenas uma amostra (BA-66) define o intervalo entre NP6 a
NP9, logo acima de um intervalo onde não foi possível a recuperação de
O testemunho do Leg 159 tem sua porção mais basal em NP8, onde apenas o
topo dessa biozona pôde ser reconhecido, com a primeira ocorrência de Discoaster
multiradiatus.
A biozona NP09 (Paleoceno/Eoceno, segundo Gradstein et al, 2004) é a
unidade bioestratigráfica mais comum e apresenta a mesma caracterização
bioestratigráfica em todas as seções (Ilaro-1, Araromi, Shagamu e Leg 159), com
exceção a Bode Ashe, por se tratar de amostra de calha. Shagamu, a única seção
composta por amostras de afloramento, tem seu intervalo bioestratigráfico limitado à
biozona NP9 (Martini, 1971; Perch-Nielsen, 1985) confirmando a mesma idade
encontrada através dos foraminíferos (Gebhardt, comunicação pessoal).
O topo da biozona é marcado pela primeira ocorrência de Rhomboaster
bramlettei, indicadora de ambientes de águas rasas e quentes (Bukry, 1973; Müller,
1979 in Aubry, 1988).
211
Quadro 9: Biozoneamento para o Paleoceno nas seções estudadas (cinza: amostras de calha; azul:
amostras de testemunho; amarelo: amostras de afloramento).
Eoceno inferior (parte superior de NP9 – NP13)
O intervalo NP10 tem como base com a primeira ocorrência de Rhomboaster
bramlettei e o topo com a última ocorrência de Tribrachiatus contortus em todas
seções onde é encontrada (Ilaro-1, Araromi, Leg 159) exceto em Bode Ashe, onde
nenhuma das espécies-guias foram encontradas e substituídas pelo intervalo entre a
última ocorrência de Fasciculithus tympaniformis (base) e a última ocorrência de N.
chiastus (topo), denominado “Zona N-405 – Neochiastozygus chiastus” (Antunes,
1984) e correlata direta de NP10.
A biozona NP11, intervalo entre a última ocorrência de Tribrachiatus contortus
(base) e a primeira ocorrência de Discoaster lodoensis (topo), é definida de forma
isolada apenas no Leg 159. Em Bode Ashe as biozonas NP11 e NP12 são
212
unificadas, através do intervalo entre a última ocorrência de Neochiastozygus
chiastus (base) e a última ocorrência de T. orthostylus (topo).
A biozona NP12 ocorre individualizada em Ilaro-3, sua parte mais basal, e no
Leg 159. No Leg 159 esse intervalo é delimitado entre a primeira ocorrência de
Discoaster lodoensis (base) e última ocorrência de Tribrachiatus orthostylus (topo).
Já em Ilaro-3 o topo é substituído pela primeira ocorrência de Toweius crassus.
A
biozona
NP13
também
apresentou
variação
em
seu
conteúdo
bioestratigráfico, onde temos para Ilaro-3 a utilização da primeira ocorrência de
Toweius crassus (em conformidade com Okada & Bukry, 1980) como base da
biounidade, enquanto nas seções de Bode Ashe e Leg 159 (Site 959D) a espécie
encontrada e utilizada (segundo Perch-Nielsen, 1985) foi a Tribrachiatus orthostylus
(primeira ocorrência como base da biozona NP13).
Para Müller (1979, in Aubry, 1988), o gênero Tribrachiatus é característico de
ambientes próximos da costa. Em Ilaro-3 também foram encontradas as espécies
Helicosphaera sp., Lophodolithus sp., Pontosphaera exilis, Pontosphaera pulcher e
Zygrhablitus bijugatus, indicadoras de águas rasas quentes e de depósitos
epicontinentais (Aubry, 1984 e 1990; Sheldon, 2003; Akmal & Soliman, 2004),
reforçando a rara presença de T. orthostylus e o uso de T. crassus.
Eoceno médio (NP14 – NP17)
A biozona NP14 é definida pelo intervalo entre a primeira ocorrência de
Discoaster sublodoensis (base) e a primeira ocorrência de Nannotetrina sp. e/ou
última ocorrência de Blackites inflatus (topo), ocorrendo em Ilaro-3 e no Leg 159, de
forma isolada e em Bode Ashe a união de NP13 e NP14.
213
Como característica particular nesse intervalo, Blackites inflatus e Nannotetrina
sp. não foram encontradas, respectivamente no Leg 159 e em Bode Ashe, sendo
uma substituta de outra.
De acordo com Okada & Bukry (1980) e Perch-Nielsen (1985) Blackites inflatus
é a substituta mais adequada na ausência do gênero Nannotetrina em material de
preservação pobre ou de baixas latitudes para o limite entre NP14 e NP15.
A Biozona NP15 é reconhecida em Ilaro-3 e no Leg 159, com o topo definido
primeira ocorrência de Reticulofenestra umbilica. Em NP15, a presença comum de
espécies como Reticulofenestra umbilica e Reticulofenestra bisecta indicam para
este intervalo um possível ambiente de águas quentes (Wei & Wise, 1990; Akmal &
Soliman, 2004).
Em Ilaro-3, a biozona NP15 ainda apresenta as espécies Trochastrites
hohnensis e Trochastrites operosus, características de sedimentos epicontinentais e
D. saipanensis, resistente à dissolução (Aubry, 1984).
A porção superior analisada do Leg 159, Site 959D, ODP foi a única que
apresentou as biozonas NP16 e NP17 (Quadro 10), datadas como sendo do
mesoeoceno.
214
Quadro 10: Biozoneamento para o Eoceno nas seções estudadas (cinza: amostras de calha; azul:
amostras de testemunho, amarelo: amostras de afloramento).
215
8
ÍNDICE DE DIVERSIDADE (SHANNON) NAS SEÇÕES ESTUDADAS
8.1
Introdução
8.1.1
SHANNON, SHANNON-WIENER OU SHANNON-WEAVER?
Vários índices de diversidade são utilizados em trabalhos de diversidade
biológica
e
monitoramento
ecológico.
Dentre
os
índices
freqüentemente
empregados, cita-se o “Índice de Shannon” ou “H’”. muitas vezes encontrado na
literatura como “Índice de Shannon-Wiener” ou “Índice de Shannon-Weaver”.
Com o objetivo de elucidar possíveis sinonímias equivocadas para tal índice de
diversidade, Spellerberg & Feldor (2003) expõem as seguintes linhas de raciocínio,
citadas aqui de forma resumida:
•
Em 1948, Claude Elwood Shannon publica seu trabalho:”A mathematical
theory of communication” em “Bell System Technical Journal, 27. 379-423.”,
onde sua expressão matemática (H’) aparece pela primeira vez nomeada
como “Teoria matemática da comunicação de Shannon”.
•
Em 1949, Shannon publica suas idéias novamente, com co-autoria de Warren
Weaver, no livro “The mathematical Theory of communication”. Enquanto
Shannon focava os aspectos matemáticos e de engenharia, Weaver
desenvolvia as implicações filosóficas e adaptações do modelo matemático.
216
Ainda de acordo com Spellerberg & Feldor (2003), em ambos trabalhos citados
acima, Shannon cita e reconhece os trabalhos de Norbert Wiener (1939, 1948 e
1949) dentre outros autores, contudo Wiener nunca contribuiu diretamente na
realização dos trabalhos de Shannon.
Dessa forma o Índice de diversidade H’, proposto em 1948 por Shannon e
desenvolvido por Shannon & Weaver em 1949, deve ser denominado ou por Índice
de Shannon ou Índice de Shannon-Weaver. Neste trabalho, optou-se pelo uso do
primeiro, com a finalidade de resgatar o nome original.
8.1.2
ÍNDICE DE SHANNON EM MODELOS ECOLÓGICOS
O Índice de Shannon (H’), demonstrado pela “equação (1)”, é provavelmente
um dos índices mais empregados para calcular a diversidade em comunidades
ecológicas. Ele tem como base a teoria da informação (ramo da teoria da
probabilidade e da matemática estatística que lida com sistemas de comunicação,
transmissão de dados, criptografia, codificação, teoria do ruído, correção de erros,
compressão de dados, etc.).
Atua indicando a média do grau de incerteza do qual um indivíduo, escolhido
de forma aleatória em uma coleção de S espécies, pertencerá em um espaço
desordenado. Esse grau de incerteza aumenta quando o número de espécies
aumentar, até que a distribuição de indivíduos entre as espécies torne-se uniforme.
217
Demonstração:
s
H = −∑ pi log pi
i =1
equação (1), onde:
H = índice de diversidade de Shannon, ou grau de incerteza;
S = número total de espécies da comunidade (riqueza);
pi = proporção do total da amostra (S) composto pelo número “i” de
espécies (abundância relativa).
Alguns parâmetros importantes desse índice:
*Quando o número de espécies aumenta, o índice (H’) aumenta (alta
diversidade).
*Quando uma espécie é dominante, o índice (H’) decai.
*O índice de Shannon é dependente da suposição de que a amostra usada
para gerá-lo é uma amostra aleatória da comunidade.
*Nesse índice de diversidade, tanto a riqueza de espécies quanto a
equitabilidade são importantes.
*Diversidade: Medida de variedade de taxa numa comunidade que leva em
consideração a abundância relativa de cada um. Diversidade é a variedade de
espécies caracterizada pela riqueza (número de espécies) e equitabilidade (número
semelhante de indivíduos para um grande número de espécies). Uma área que
apresenta um índice de diversidade elevado possui alta riqueza e alta equitabilidade,
sem dominância de uma ou poucas espécies.
Como mencionado, há dois componentes para diversidade:
Riqueza: número de espécies presentes.
218
Equitabilidade (eqüidade): o quão equilibrada se encontra cada espécie
representada na amostra, basicamente um conjunto com poucas espécies
numerosas e raras espécies presentes ou todas espécies igualmente representada
em um espaço amostral. Em outras palavras, é a distribuição dos indivíduos entre as
diferentes espécies presentes na amostra.
Para medir a quantidade de informação, Shannon usou o nome “Entropia”,
semelhante ao conceito homônimo encontrado em termodinâmica. Nesse caso, o
conceito de entropia define a quantidade de informação transmitida e os limites
ótimos de compressão da mesma. Assim, a entropia informacional mede a
quantidade de incerteza na distribuição antes da amostragem e a quantidade de
informação obtida pela amostragem (Roman, 1992).
Em ecologia, pode-se afirmar que o aumento dos valores da entropia, medido
pela amostragem, significa maior quantidade de informação no sistema, ou seja,
maior organização, maior diversidade.
Segundo Souza et al. (1999) A idéia de entropia informacional considera desde
aspectos moleculares até evolutivos (Gatlin, 1972; Brooks & Wiley, 1988; León,
1990) em estudos que visam compreender as formas de organização dos seres
vivos (Roussel, 1974; Danchin, 1978; Briedis & Seagraves, 1984; Aoki, 1987, e
Pearson et al., 1991).
219
8.2
O Índice De Diversidade De Shannon No Presente Estudo
Estudos quantitativos e semi-quantitativos de assembléias nanofossilíferas têm
revelado importantes eventos bióticos como as mudanças na riqueza de espécies e
flutuações de abundância de espécies indicadores de paleoecologia (Tantawy, 2006)
ao longo do tempo geológico (Bown et al., 1992).
8.2.1
POÇO ILARO- 3
No poço Ilaro-3, o Índice de Diversidade atinge seu ápice na amostra IL3-30
(NP14), onde H’=2,63 e demonstra outros pontos elevados como em IL3-17 (NP15),
IL3-20 (NP15), IL3-24 (NP15), IL3-25 (NP15); IL3-33 (NP14) e IL3-73 (NP12) com
valores respectivos de H’=2,36; H’=2,26; H’=2,37; H’=2,23; H’=2,22 e H’=2,21.
Enquanto as amostras de menor diversidade IL3-29 (NP14) e IL3-71 (NP12)
obtiveram valores de H’=1,17 e H’=1,11, respectivamente. (Figuras 39, 40 e
Apêndice 15).
Em comparação com as demais seções do Paleógeno, a seção do poço Ilaro-3
é a que apresenta os maiores valores numéricos de diversidade (Figura 40),
atingindo índices acima de H’=2,5.
220
Figura 39: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-3 e Índice de Shannon com base nas
amostras de nanofósseis calcários analisadas.
221
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
IL3 12
IL 3 14
IL 3 16
IL 3 18
IL 3 20
NP15
IL 3 22
IL 3 24
IL 3 26
IL 3 28
IL 3 30
IL 3 32
NP14
Amostras
IL 3 34
IL 3 36
IL 3 38
IL 3 40
IL 3 45
IL 3 48
IL 3 50
NP13
IL 3 66
IL 3 71
IL 3 74
IL 3 77
NP12
IL 3 79
IL 3 81
IL 3 85
IL 3 89
Figura 40: Índice de diversidade de Shannon (H’) e delimitação bioestratigráfica das amostras
do poço Ilaro-3.
222
O gráfico da Figura 41, contendo as médias aritméticas do Índice de Shannon
no poço Ilaro-3, indica um aumento do índice de diversidade a partir de NP13 com o
valor de H’=1,54, passando com H’=1,82 em NP14 e com o máximo em NP15, onde
H’=2,54. De forma geral, Ilaro-3 apresenta um alto índice de diversidade, sobretudo
para o intervalo entre NP 14 e NP15, refletindo de forma similar aos estudos de
Bown et al. (1992), para diversidade e evolução do nanoplâncton num contexto
global.
média
3
2,5
2
1,5
média
1
0,5
0
NP12
NP13
NP14
NP15
Figura 41: Distribuição da média aritmética do Índice de Shannon (H’) entre amostras segundo
o biozoneamento de nanofósseis no poço Ilaro-3.
223
8.2.2
POÇO ILARO-1
O poço Ilaro-1 apresentou, como pode ser visualizado nas Figuras 42 e 43 e no
Apêndice 15, ápice de diversidade na amostra IL1-45 (NP10) de H’=2,25 e nas
amostras IL1-46 (NP9), IL1-51 (NP9), IL1-52 (NP9) e IL1-57 (NP8-NP7), atingindo os
maiores valores iguais a, H’=1,95; H’=1,76; H’=1,65 e H’=1,62, respectivamente. As
amostras IL1-38 (NP10), IL1-71 (NP6-NP5), IL1-85 (NP1), IL1-86 (NP1), IL1-87
(NP1) e IL1-88 (NP1) atingiram os valores mais baixos da seção, respectivamente,
de H’=0,67; H’=0,37; H’=0,14, H’=0,25; H’=0,31 e H’=0,22.
224
Figura 42: Seção lito/bioestratigráfica do poço Ilaro-1 e Índice de Shannon com base nas
225
0
0,5
1
1,5
2
2,5
IL1 28
IL1 30
IL1 32
IL1 35
IL1 37
IL1 39
NP10
IL1 41
IL1 44
IL1 46
IL1 48
NP9
IL1 50
IL1 52
IL1 54
Amostras
IL1 56
IL1 58
IL1 60
IL1 62
NP8-NP7
IL1 64
IL1 66
IL1 68
IL1 70
NP6-NP5
IL1 72
IL1 74
IL1 76
IL1 78
IL1 80
IL1 82
IL1 84
IL1 86
NP4-NP2
NP1
IL1 88
do poço Ilaro-1.
226
As médias aritméticas do Índice de Shannon no poço Ilaro-1 (Figura 44),
mostram um aumento gradativo do índice de diversidade desde NP1 (H’=0,23),
passando por NP2-NP4 (H’=0,63), NP5-NP6 (H’=0,72), NP7-NP8 (H’=1,42) até NP9
(H’=1,79) de onde parte em queda para NP10 (H’=1,26).
Dois pontos merecem destaque na média da diversidade em Ilaro-1 (Figura
44): (1) o período entre NP1/NP2-NP4, onde é visível o aumento do índice a partir da
média mais inferior do gráfico em NP1, representando a retomada da diversificação
de espécies após o evento “Cretáceo-Paleoceno’, e (2) entre NP7/NP8 e NP10,
onde é observado um ápice em NP9 e posterior declínio de diversidade em NP10,
durante a transição Paleoceno-Eoceno.
média
2
1,5
1
média
0,5
0
NP1
NP2NP4
NP5NP6
NP7NP8
NP9
NP10
o biozoneamento de nanofósseis no poço Ilaro-1.
227
8.2.3
POÇO ARAROMI
No poço Araromi, o índice de diversidade atinge seu ápice nas amostras AR-90
(NP5) e AR-94 (NP4) com H’=2,238 contando com outros valores elevados de
diversidade como em AR-50 (NP9), AR-63 (NP8/NP7), AR-82 (NP6) e AR-118
(CC26), com valores respectivos de H’=2,04; H’=2,01; H”=2,09 e H’=2,22. Enquanto
as amostras AR-58 (NP8/NP7), AR-104 (NP1); AR-145 (CC26) e AR-148 (CC26) de
menor diversidade obtiveram valores de H’=1,17; e H’=1,19 H’=0,93 e H’=1,06
respectivamente (Figuras 45 e 46, Apêndice 15).
228
Figura 45: Seção lito/bioestratigráfica do poço Araromi e Índice de Shannon com base nas
229
0
0,5
1
1,5
2
2,5
AR 41
AR 47
AR 51
NP9
AR 55
AR 58
AR 60
NP8/NP7
AR 64
AR 70
AR 73
AR 77
AR 81
NP6
AR 85
AR 88
NP5
AR 91
Amostras
AR 94
NP4
AR 97
AR 99
AR 103
NP1
AR 107
AR 109
AR 114
AR 117
AR 119
AR 123
AR 128
CC26
AR 130
AR 135
AR 138
AR 141
AR 143
AR 148
AR 151
do poço Araromi.
230
A seção do poço Araromi apresenta um perfil complexo na seqüência da média
do Índice de Diversidade (Figura 47), partindo de CC26 (H’=1,46), decaindo para
NP1 (H’=1,19) e retornando em NP4 com H’=2,23. Provavelmente o intervalo entre
as médias do índice de diversidade de CC26 e NP1 indica a transição do “CretáceoPaleoceno” com a queda da diversidade e posterior recuperação da biodiversidade,
já em NP4 (mesmo que haja um intervalo ausente entre NP1 e NP4), conforme
Bown et al. (1992).
Após um período de relativa estabilidade entre NP4 e NP5 (H’= 2,23) a
diversidade entra em queda, atingindo sua média mais baixa em NP7-NP8 (H’=1,52)
de onde, daí em diante, repete o comportamento já visualizado em Ilaro-1 (Figura
43) para esse intervalo bioestratigráfico, entre NP7/NP8 e NP10, onde é observado
um aumento da diversidade em NP9 e posterior declínio em NP10, durante a
transição Paleoceno-Eoceno.
média
2,5
2
1,5
média
1
0,5
NP10
NP9
NP7-NP8
NP6
NP5
NP4
NP1
CC26
0
o biozoneamento de nanofósseis no poço Araromi.
231
8.2.4
POÇO WASIMI
Apesar de contar com apenas quatro amostras de conteúdo fossilífero, e com
bioestratigrafia limitada à unidade CC26 (Maastrichtiano), o índice de diversidade
das amostras analisadas em Wasimi mostrou-se alto, mantendo uma média de
diversidade alta (H’=2,49), característica do final do Cretáceo (Perch-Nielsen, 1986 e
Bown et al., 1992) e variando entre H’=2,57 (W-26) e H’=2,42 (W-27) nos pontos
mais alto e mais baixo, respectivamente, conforme indicado nas Figuras 48 e 49 e
no Apêndice 15.
232
Figura 48: Seção lito/bioestratigráfica do poço Wasimi e Índice de Shannon com base nas
233
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
W 17
W 18
W 19
W 20
W 26
W 27
W 32
W 34
CC26
W 35
W 36
W 37
Amostras
W 38
W 39
W 51
W 52
W 53
W 54
W 55
W 56
W 58
W 59
W 60
W 61
W 62
W 63
W 64
W 65
do poço Wasimi.
234
8.2.5
O afloramento de Shagamu, datado através dos nanofósseis calcários como
pertencente à NP9 (neopaleoceno-eoeoceno), conta com um valor médio de
diversidade de espécies H’=1,46. Atingindo seu ponto máximo na amostra SH-23
com H’=2,06 e o mais baixo em SH-16 (amostra mais inferior da seção) com H’=1,19
(Figuras 50 e 51 e Apêndice 15).
235
Figura 50: Seção lito/bioestratigráfica do afloramento Shagamu e Índice de Shannon com base
nas amostras de nanofósseis calcários analisadas.
236
0
0,5
1
1,5
2
2,5
SH - 32
SH - 31
SH - 30
SH - 29
SH - 28
SH - 27
Amostras
SH - 26
SH - 25
SH - 24
SH - 23
NP9
SH - 22
SH - 21
SH - 20
SH - 19
SH - 18
SH - 17
SH - 16
do afloramento de Shagamu.
237
8.2.6
SITE 661 A, LEG 108
O Site 661 A - Leg 108 apresentou, conforme visualizado nas Figuras 52 e 53 e
no Apêndice 15, seu ponto mais alto de diversidade na amostra 4 (CC26-CC24) de
H’=1,32 e as amostras 6 (CC26-CC24), 12 (CC23), 16 (CC23), 17 (CC23), 18
(CC23) e 20 (CC22) atingindo altos valores iguais a, H’=1,24; H’=1,18; H’=1,21;
H’=1,23; H’=1,25 e H’=1,22, respectivamente. Enquanto as amostras 7 (CC26CC24), 9 (CC26-CC24), 11 (CC26-CC24) e 15 (CC23) atingem, respectivamente,
valores baixos de H’=0,79; H’=0,44, H’=0,56 e H’=0,94.
238
Figura 52: Seção lito/bioestratigráfica do Site 661 A, Leg 108 e Índice de Shannon com base
239
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
amostra 1
amostra 2
amostra 3
amostra 4
amostra 5
amostra 6
amostra 7
CC24-CC26
amostra 8
Amostras
amostra 9
amostra 10
amostra 11
amostra 12
amostra 13
amostra 14
CC23
amostra 15
amostra 16
amostra 17
amostra 18
amostra 19
amostra 20
CC22
do Site 661 A, Leg 108.
240
As médias aritméticas do Índice de Shannon no Site 661 A, Leg 108 (Figura
54), mostram uma relativa estabilidade, desde CC22 (H’=1,22), passando por CC23
(H’=1,13) até CC24-CC26 (H’=0,89), onde apresenta uma pequena queda de
diversidade, típica do fim do Mesozóico (Perch-Nielsen, 1986 e Bown et al., 1992).
média
1,5
1
média
0,5
0
CC22
CC23
CC24-CC26
o biozoneamento de nanofósseis do Site 661 A, Leg 108.
8.2.7
SITE 959D, LEG 159
Para o Site 959D, Leg 159, o índice de diversidade atinge seu ápice na
amostra 10 (NP16) com H’=2,08. O testemunho apresentou também outros valores
elevados de diversidade como na amostra 27 (NP16), 31 (NP15), 50 (NP15) e 70
(NP9) com valores respectivos de H’=2,05; H’=1,98; H=1,96 e H’=1,90. Enquanto as
amostras 4 (NP17), 41 (NP15) 57 (NP12) e 62 (NP10), de menor diversidade,
obtiveram valores de H’=0,75; H’=1,19; H’=1,14 e H’=1,10, respectivamente. (Figuras
55 e 56, Apêndice 15).
241
Figura 55: Seção lito/bioestratigráfica do Site 959 D, Leg 159 e Índice de Shannon com base
242
0
0,5
1
1,5
2
2,5
amostra 1
amostra 3
amostra 5
amostra 7
NP17
amostra 9
amostra 11
amostra 13
amostra 15
amostra 17
amostra 19
amostra 21
NP16
amostra 23
amostra 25
amostra 27
amostra 29
Amostras
amostra 31
amostra 33
amostra 35
amostra 37
NP15
amostra 39
amostra 41
amostra 43
amostra 45
amostra 47
amostra 49
amostra 51
amostra 53
amostra 55
NP14
NP13
amostra 57
NP12
amostra 59
NP11
amostra 61
NP10
amostra 63
amostra 65
amostra 67
NP9
amostra 69
amostra 71
NP8
do Site 959 D, Leg 159.
243
As médias aritméticas do Índice de Shannon no Site 959 D-Leg 159
apresentam um comportamento variável e abrangente ao longo do Paleoceno e
Eoceno (Figura 57). Na parte mais inferior da seção, entre o intervalo NP8 (H’=1,32)
e NP10 (H’=1,19) as médias indicaram o mesmo padrão já identificado
anteriormente em Ilaro-1 e Araromi, com um aumento de diversidade em NP9
(H’=1,68) e posterior declínio em NP10, durante a transição Paleoceno-Eoceno.
Outro conjunto de médias importantes ocorre no intervalo superior da seção, a
partir de NP13 (H’=1,73) onde a diversidade atinge médias mais elevadas (NP14,
H’=1,91; NP15, H’=1,69, NP16, H’=1,80) e se encerra com uma considerável queda
em NP17 (H’=1,49).
média
2,5
2
1,5
média
1
0,5
NP17
NP16
NP15
NP14
NP13
NP12
NP11
NP10
NP9
NP8
0
o biozoneamento de nanofósseis do Site 959 D, Leg 159.
244
8.3
Considerações gerais
É importante destacar, conforme já mencionado, que o índice de Shannon leva
sempre em conta a riqueza de espécies e a distribuição dos indivíduos entre as
diferentes espécies observadas num campo amostral aleatório de uma comunidade.
Para que haja coerência nas informações processadas pelo índice e a
manutenção
de
suas
propriedades
é
necessário
considerar
que
fatores
deposicionais e/ou diagenéticos não foram mensurados juntamente com o Índice de
Shannon. Uma das premissas estabelecidas é a de que todas as amostras
analisadas apresentam um número de indivíduos aceitáveis para execução do
modelo de diversidade.
Dessa forma, é possível correlacionar e estabelecer padrões nas variações de
diversidade (Quadro 11 e Figuras 58 e 59) do nanoplâncton através do tempo
geólogico, com base na bioestratigrafia interpretada nesse trabalho, indiferente até
mesmo do valor numérico encontrado isoladamente para o índice em cada seção e,
conseqüentemente, comparar seu comportamento regional com os estudos globais
(Bown et al., 1992, Antunes, 1997).
Quadro 11: Padrões nas variações de nanoplâncton através do tempo geológico. Encontrados no
presente estudo e confirmados pela literatura mundial.
PADRÔES NAS VARIAÇÕES DE DIVERSIDADE
DO NANOPLÂNCTON ATRAVÉS DO TEMPO GEÓLOGICO
Queda de diversidade no intervalo CC26-NP1.
Recuperação da diversidade a partir de NP1 até o intervalo bioestratigráfico mais
próximo de cada seção (NP2-NP4).
Intervalo entre NP8, ápice de diversidade em NP9 e posterior queda em NP10, no
intervalo bioestratigráfico do Paleoceno-Eoceno.
Altos índices de diversidade a partir de NP14 (eoeoceno-mesoeoceno).
245
1,6
1,4
1,2
1
CC26
0,8
NP1
0,6
NP4
0,4
0,2
0
CC26
NP1
NP4
Figura 58: Queda de diversidade de CC26 para NP1 (em vermelho) e recuperação da
diversidade de NP1 para NP4, como exemplo (azul). Segundo a média amostrada neste trabalho.
2
1,8
1,6
1,4
1,2
1
NP9
0,8
NP10
NP7-NP8
0,6
0,4
0,2
0
NP7-NP8
NP9
NP10
Figura 59: Ascensão da diversidade entre NP7/NP8 até atingir o pico em NP9 (em azul) e
posterior queda em NP10 (vermelho). Segundo a média amostrada neste trabalho.
246
9
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS E O MÁXIMO TERMAL DO PALEOCENO-
EOCENO
9.1
O Máximo Termal do Paleoceno- Eoceno (MTPE)
De acordo com Tremolada & Bralower (2004), o Máximo Termal do Limite
Paleoceno-Eoceno [MTPE, em inglês - Paleocene-Eocene Thermal Maximum
(PETM)] foi um breve (~175-200kyr; Norris & Röhl, 1999; Röhl et al., 2000) intervalo
associado com um abrupto aquecimento (entre 5 a 7ºC; Norris & Röhl, 1999, 5 a
8ºC, Gibbs et al., 2006) das águas oceânicas profundas (Kennett & Stott, 1991;
Zachos et al., 1993; Gibbs et al., 2006) e de superfície nas latitudes altas e médias
(Thomas et al., 1999).
Rea et al. (1990) e Kahn & Aubry (2004) relatam que o início do MTPE é
marcado por uma significativa queda (de 4‰ na superfície marinha e 2,5‰ no fundo
marinho) da composição isotópica de Carbono e Oxigênio marinhos e terrestres e
matéria orgânica, conhecida como Excursão do Isótopo de Carbono, EIC (CIE –
Carbon Isotope Excursion), que pode ser identificada em seções de todas as bacias
oceânicas (Kennett & Stott, 1991; Bralower et al., 1995, 1997; Thomas & Shackleton,
1996; Kaiho et al., 1996; Dickens et al., 1997; Bains et al., 1999; Katz et al., 1999) e
regiões terrestres (Koch et al., 1992, 1995).
A magnitude e a taxa de início do EIC têm sido interpretadas como resultado
de uma injeção massiva de metano oriundo da dissociação de hidratos causada,
247
provavelmente, pelo aumento da temperatura das águas profundas (Dickens et al.,
1995, 1997; Thomas et al., 2002). A oxidação dos hidratos de metano consumiu uma
grande quantidade de oxigênio dos oceanos (Thomas et al., 2002) e adicionou uma
outra grande quantidade de dióxido de carbono aos oceanos e na própria atmosfera
(Dickens et al., 1995; 1997).
O aumento da temperatura das águas profundas pode ter sido causado pela
condição de greenhouse (efeito estufa) associada ao vulcanismo da Província Ígnea
do Atlântico Norte (Eldholm & Thomas, 1993).
Kroon et al. (2004) e Raffi et al (2005) citam como outra evidência do MTPE:
uma rápida elevação global (para profundidades mais rasas) da Zona de
compensação do carbonato (conhecida internacionalmente como CCCD).
Eventos associados ao MTPE podem ser reconhecidos tanto em terra quanto
em águas mais profundas e, de maneira bem representativa, ocorrem na zona fótica
marinha, junto aos microorganismos calcários (Raffi et al., 2005). Incluindo:
(a) Rápida diversificação de dois grupos de foraminíferos planctônicos de
ambientes rasos (morozovellideos e acarininídeos) (Kelly et al., 1996, 1998; Cramer
et al., 1999; Berggren & Ouda, 2003).
(b) Mudanças nos padrões de abundância do nanoplâcton (Kelly et al., 1996;
Aubry, 2001; Bralower, 2002; Crouch et al., 2003).
(c) Um acme global de Apectodinium (um gênero de dinoflagelado) em
ambientes proximais, provavelmente um indicativo de alta produtividade da
superfície marinha devido ao aumento de temperatura (Crouch et al., 2001; 2003).
O MTPE está associado com um maior “turnover” em comunidades bentônicas
e planctônicas marinhas (Thomas & Shackleton, 1996; Kelly et al., 1996; Bralower,
248
2002). O aquecimento das águas profundas causou a extinção de 35 a 50% das
espécies de foraminíferos bentônicos (seu maior evento de extinção dos últimos 90
milhões de anos) (Tjalsma & Lohmann, 1983; Thomas & Shackleton, 1996). Em
contrapartida, os foraminíferos planctônicos se diversificaram, com o surgimento de
novas espécies em localizações de baixa latitude (Kelly et al., 1996, 1998).
O MTPE provocou também uma rápida radiação dos mamíferos terrestres (Rea
et al 1990; Clyde & Gingerich, 1998). Por outro lado, a flora da época não
apresentou extinções, apenas mudanças em sua composição e diversidade durante
a transição Paleoceno-Eoceno (Rea et al., 1990; Wing & Harrington, 2001).
9.2
Relação dos nanofósseis ao MTPE
A resposta do nanoplâncton para esse evento não é bem delimitada e bem
entendida. Bralower (2002) investigou assembléias de alta latitude do Site 690
(ODP-Maud Rise, Southern Ocean) e relatou um profundo “turnover” durante o
evento, possivelmente como resultado de um aquecimento e aumento oligotrófico na
superfície marinha. Aumentos na abundância de espécies de Rhomboaster e
Discoaster em amostras do mesmo evento em diversas regiões (Cramer et al., 2000;
Monech et al., 2000; Crouch et al., 2001 e Kahn & Aubry, 2004) são bem relatados.
Tremolada & Bralower (2004), num estudo realizado nos sites 213 e 401
(DSDP, Oceano Índico e Atlântico Norte, respectivamente) subdividiram o MTPE em
uma porção inferior e outra superior com base nas assembléias de nanofósseis
encontradas.
249
A parte inferior foi caracterizada pela alta abundância de Discoaster spp.
(principalmente D. multiradiatus e D. lenticularis), Ericsonia spp. e Fasciculithus spp.
interpretados como indicadores de águas superficiais quentes e provavelmente
dominadas por condições oligotróficas (Wei & Wise, 1990; Aubry, 1992; Kelly et al.,
1996; Bralower, 2002; Gibbs et al., 2006.).
A parte superior é caracterizada pelo aumento da abundância de Toweius spp.
e Zygrhablithus bijugatus, que provavelmente refletem condições mais eutróficas e
frias. Sphenolithus spp. também apresentam notável aumento de abundância nesse
intervalo, enquanto o gênero Chiasmolithus é raro ou ausente nesse mesmo
período.
Outro fator destacado é que o surgimento, na parte inferior do MTPE, de
espécies de Discoaster assimétricos (Discoaster araneus, Discoaster anartios e
Discoaster okadai) e Rhomboaster spp. pode indicar o desenvolvimento e
disponibilidade
de
um
novo
nicho
ecológico,
resultado
das
mudanças
paleoceanográficas durante o MTPE. Ainda para Tremolada & Bralower (2004), a
última ocorrência de Octolithus multiplus tem sido observada como um relevante
bioevento indicativo do MTPE em médias e altas latitudes.
Kahn & Aubry (2004) citam que ao contrário dos foraminíferos e dinoflagelados,
que apresentam eventos associados a EIC de maneira uniforme ao redor do planeta,
os eventos relacionados ao nanoplâncton calcário foram provinciais e marcados
basicamente pelo padrão de variação na abundância, no início da EIC, envolvendo
diferentes espécies em diferentes regiões (Aubry, 2001; Bralower, 2002; Crouch,
2003).
Stoll et al. (2003) e Stoll & Bains (2003), apontam variações da proporção de
SR/Ca em nanofósseis no intervalo do MTPE, contudo, segundo Bralower et al.
250
(2004) e Gibbs et al. (2006) essas alterações não indicam uma mudança na
produtividade total do nanoplâncton calcário.
9.2.1
PRINCIPAIS
RELAÇÕES
DA
ASSEMBLÉIA
DE
NANOFÓSSEIS
ASSOCIADAS AO MTPE.
9.2.1.1
Associação Rhomboaster spp. – Discoaster araneus no início da EIC
O mais bem caracterizado provincialismo envolvendo nanofósseis calcários e o
EIC/MTPE é a associação entre Rhomboaster spp. – Discoaster araneus (ou D.
anartios), conhecida como “associação RD (Rhomboaster/Discoaster)” (Aubry, 2001;
Kahn & Aubry, 2004) ou Táxon de Excursão de Nanofósseis Calcários, TENC (CNET
– Calcareous Nannofossils Excursion Taxa, Agnini et al., 2006), que ocorre na
província Tethys-Atlântica, desde o Golfo do México até a entrada do Oceano Índico,
além de regiões concentradas no Oceano Atlântico Norte e Sul (Bybell & Self-Trail,
1995; Aubry & Sanfilippo, 1999; Cramer et al., 1999; Monehi et al., 2000; Ravizza et
al., 2001; Bralower, 2002 e Kahn & Aubry, 2004).
Outra característica descrita para o intervalo do MTPE é o problema parcial de
preservação das informações bioestratigráficas, devido a intensa dissolução do
carbonato (Bralower et al, 1997; Crouch et al., 2003; Raffi et al., 2005), talvez por
causa do significante aumento de CO2 nas águas oceânicas (Dickens, 2000). Na
251
seção estratigráfica de Dababiya (Egito), designada como GSSP (Global StratotypeSection and Point) para o limite Paleoceno/Eoceno, a ocorrência da associação RD
é limitada ao registro da excursão do isótopo de carbono (EIC). Conforme Kanh &
Aubry (2004), nessa seção, considerada como uma das mais completas seções
estratigráficas do limite Paleoceno/Eoceno, o registro estratigráfico do intervalo
contendo o EIC apresenta uma estrutura tripartida.
No início do registro, uma abrupta alteração é identificada com os registros
mais baixos dos valores de δ13C. Dessa forma, a parte mais jovem do intervalo
recuperado é caracterizada pelo aumento progressivo desses baixos valores até
atingir o valor de pré-excursão. Na camada denominada 1 (Dababiya Quarry Bed 1),
onde é registrado o início do EIC, é ausente de carbonatos. Na camada 2 (Dababiya
Quarry Bed 2) e na parte inferior da camada 3 (Dababiya Quarry Bed 3) é registrado
o valor mais baixo de δ13C juntamente com um acme da associação RD. Da parte
superior da camada 3 até a metade da camada 5 (Dababiya Quarry Bed 5) a
abundância da associação RD decresce e o nível dos valores de δ13C aumenta
progressivamente.
Ainda de acordo com Kanh & Aubry (2004), nessa seção o intervalo total da
associação RD não pôde ser determinado, contudo a ocorrência mais superior da
mesma pode ser claramente utilizada como correlata do fim do intervalo de EIC,
assim como a ocorrência mais inferior de R. cuspis pode indicar o início da EIC
(Raffi et al., 2005).
Além da citada associação Rhomboaster spp. – Discoaster araneus, Raffi et al.
(2005) listam outras mudanças nas assembléias nanofossilíferas:
252
9.2.1.2
Diminuição da diversidade de Fasciculithus spp. no início da EIC
No Paleoceno tardio uma diversificada assembléia de Fasciculithus incluía
diferentes espécies como F. thomasii, F. alanii, F. richardii e F. schaubii, além dos
abundantes F. involutus e F. tympaniformis, porém, no início da EIC o gênero
passou por um substancial decréscimo em diversidade e abundância. Apenas duas
espécies permaneceram (F. involutus e F. tympaniformis) presentes do começo ao
fim da EIC. De acordo com Monechi et al (2000), Raffi et al. (2005), Gibbs et al.
(2006) e Tantawy (2006), esse evento é reconhecido em diversas seções globais do
limite Paleoceno/Eoceno, de diferentes áreas e paleo-latitudes.
9.2.1.3
Ocorrência de Zygrhablithus bijugatus e aumento de Z. bijugatus /
diminuição de Fasciculithus spp. (“Fasciculithus spp./ Zygrhablithus bijugatus
abundance cross-over”) na parte final do intervalo EIC/MTPE
O fim da ocorrência de Fasciculithus acontece simultaneamente com a
ascensão inicial ou aumento de abundância de Z. bijugatus em várias seções
marinhas que registram o fim do EIC/MTPE. Essa transição de abundância entre tais
gêneros tem sido observada consistentemente apenas em regiões de altas e médias
latitudes (em sucessões sedimentares do Oceano Atlântico Norte e Sul, Oceano
Índico e subtropical do Pacífico), não sendo observada em regiões equatoriais, onde
Z. bijugatus é muito raro ou ausente.
253
Um aspecto usado na tentativa de estabelecer limites do MTPE é a “Linhagem
Rhomboaster-Tribrachiatus”. Muito ainda se discute a respeito da morfologia e
relação evolutiva entre os dois gêneros, Raffi et al. (2005) comentam que a linhagem
Rhomboaster desenvolveu-se para linhagem Tribrachiatus durante o Eoeoceno, logo
após
dos
valores
de
δ13C
voltarem
aos
padrões
anteriores
ao
limite
Paleoceno/Eoceno, sendo Rhomboaster bramlettei o primeiro representante dessa
nova espécie, seguindo para T. contortus e T. orthostylus.
Outras mudanças nas assembléias nanofossilíferas são relatadas por diversos
autores (Kelly et al., 1996; Bralower, 2002; Crouch et al., 2003; Tremolada e
Bralower, 2004), como a alta abundância de Ericsonia spp., na parte inferior do
intervalo de EIC ou o aumento em abundância de Toweius spp. no fim do MTPE. No
entanto, por causa da forte tendência de dissolução de carbonato neste intervalo
específico, muitos autores preferem não considerar tais mudanças (por exemplo:
Raffi et al., 2005).
9.2.2
DISTRIBUIÇÃO
BIOESTRATIGRÁFICA
DOS
NANOFÓSSEIS
CORRELACIONADA AO MTPE
Seguindo Tremolada & Bralower (2004), Raffi et al. (2005), Hollis et al. (2005),
Tantawy (2006) e Agnini et al. (2006) é possível correlacionar as informações
obtidas no intervalo de MTPE com eventos bioestratigráficos dos nanofósseis
calcários.
254
I) Ocorrência de Discoaster araneus e Discoaster anartios restritas ao MTPE,
em NP9b. Discoasteres assimétricos tendem a se restringirem ao MTPE e são, por
esse motivo, denominados de “táxons de excursão” (Aubry et al., 2000, Monechi et
al, 2000; Bralower, 2002; Hollis et al., 2005, Agnini et al., 2006).
II) Primeira ocorrência de Rhomboaster spp. subdividindo a biozona CP8 em
CP8a e CP8b (de Okada & Bukry, 1980) ou NP9 (Martini, 1971) em NP9a
(neopaleoceno) e NP9b (eoeoceno).
III) Primeira ocorrência da associação Rhomboaster/Discoaster na base de
NP9b (Eoeoceno), juntamente com a base da excursão de δ13C, definindo o limite
Paleoceno-Eoceno (Raffi et al., 2005; Hollis et al., 2005).
IV) Última ocorrência de Fasciculithus spp. (F. involutus, Hollis et al., 2005) na
base do Eoceno (NP10), com o limite Paleoceno/Eoceno correlacionado ao aumento
de Zygrhablithus bijugatus / diminuição de Fasciculithus spp.
V) Primeira ocorrência de Tribrachiatus spp. após o re-estabelecimento das
condições ambientais anteriores ao evento MTPE, na base de NP10 (Raffi et al.,
2005; Agnini et al., 2006).
Conforme já discutido anteriormente, alguns desses eventos não são aplicáveis
de forma global, limitando-se em províncias bem conhecidas (Raffi et al., 2005). A
partir do refinamento de dados geoquímicos será possível estabelecer uma melhor e
mais ampla conexão entre os eventos paleoecológicos/paleoceanográficos e
bioestratigráficos regionais e assim, reorganizar as interpretações adquiridas num
contexto global.
255
9.3
Identificação do MTPE no presente trabalho
De posse de informações complementares, como isótopos de δ13C e δ18O
(realizados em carapaças de foraminíferos planctônicos e bentônicos ou em amostra
de
rocha
total)
é
possível
enriquecer
os
resultados
bioestratigráficos
e
paleoambientais dos nanofósseis calcários das amostras de cada seção onde esses
tipos de análises químicas foram possíveis.
9.3.1
Em recente trabalho apresentado em seminário acadêmico na Universidade de
Kiel, Alemanha [Reaktionen der Foraminiferenfauna auf paläoozeanographische,
Veränderungen im Golf von Guinea vom späten Paleozän bis zum "Initial Eocene
Thermal Maximum (IETM)", julho de 2006] e através de comunicação pessoal,
Holger Gebhardt (Geological Federal Institution, Viena, Áustria) apresentou
resultados preliminares sobre a associação de foraminíferos (conforme pode ser
visto nas Figuras 60, 61 e 62) e dados geoquímicos para as mesmas amostras de
Shagamu aplicadas nesse estudo, com o foco em nanofósseis calcários.
Assim como para nanofósseis calcários, os estudos bioestratigráficos com base
em foraminíferos indicaram, para essa seção, um intervalo biocronoestratigráfico
como neopaleoceno-eoeoceno, com as biozonas de foraminíferos planctônicos P4b,
P4c e P5 e em nanofóssil a biozona NP9.
256
Ocorre apenas uma sutil diferença entre o ponto amostral onde se encerra o
Paleoceno e onde tem início o Eoceno para os dois grupos de microfósseis. Para o
biozoneamento de foraminíferos é demarcado entre as amostras SH26 e SH27,
enquanto que para nanofósseis esse limite seria provavelmente logo acima. Devido
o intemperismo que afeta as amostras acima de SH29, não foi possível determinar
por intermédio da bioestratigrafia de nanofósseis calcários o intervalo exato onde
teria início o Eoceno, sendo o mesmo apoiado em evidências do comportamento de
algumas espécies da assembléia fossilífera encontrada e do registro isotópico.
Os registros de δ18O logo abaixo da zona de intemperismo (na parte médiosuperior da seção) demonstraram uma leve tendência de aquecimento das águas
mais profundas (de 19º para 23ºC) e superficiais (29ºC) ainda em P4b, com a
redução de oxigênio registrada entre as amostras SH18 e SH19 (Figura 60). A
concentração de foraminíferos bentônicos e planctônicos decaiu, apontando para um
ambiente oligotrófico no momento da deposição dos sedimentos, com outra
ocorrência da redução da oxigenação (Figura 60) em P4c (amostra SH23-SH24) e
posterior deficiência do oxigênio e aumento do aquecimento das águas durante o
MTPE (Figura 61) (Gebhardt, 2006, comunicação pessoal).
O limite Paleoceno-Eoceno é facilmente reconhecido através do registro de
uma drástica queda (excursão) do δ13C em SH28-SH29 (Figura 61).
Gebhardt (comunicação pessoal, 2006) sugere processos paleoceanográficos
diferenciais entre plataformas marinhas tropicais e mar aberto durante o Paleoceno
tardio. Os sedimentos depositados em Shagamu ocorreram em um ambiente
epicontinental (paleoprofundidade estimada entre 50 e 300m, com o máximo durante
a transição P4b/P4b, amostra SH24), onde é evidenciado o aumento antecipado da
temperatura das águas de fundo (Figura 62), contrastante com seções marinhas de
257
mar aberto, que apresentavam um aumento simultâneo de paleotemperaturas de
fundo e de superfície marinha.
Conforme mencionado, atualmente diversos autores (por exemplo: Tremolada
& Bralower, 2004; Raffi et al., 2005; Hollis et al., 2005 e Agnini et al., 2006)
determinam a divisão de NP9 em duas subzonas, onde NP9a marcaria o final do
Paleoceno e NP9b o início do Eoceno, com base em isótopos de δ13C (com a
excursão do carbono delimitando tais subzonas).
Os estudos bioestratigráficos dos nanofósseis encontrados em Shagamu
definem a seção apenas como NP9, desde sua parte mais inferior até atingir a
porção intemperizada, já que não houve a presença da espécie-guia do topo da
biozona NP9 (primeira ocorrência de Rhomboaster bramlettei ou Discoaster
diastypus, segundo Martini, 1971 e Perch-Nielsen, 1985).
Dessa maneira, para se estabelecer uma correlação dos estudos isotópicos
com os nanofósseis encontrados em Shagamu, podem-se destacar as seguintes
observações, embasadas em afirmações de Wei & Wise (1990); Aubry (1992), Kelly
et al. (1996), Bralower (2002), Crouch et al. (2003), Kahn & Aubry (2004), Tremolada
& Bralower (2004), Raffi et al. (2005), Hollis et al. (2005), Agnini et al (2006) e
Tantawy (2006).
• Baixa abundância de Discoaster spp. (principalmente D. multiradiatus), e
Fasciculithus spp. (espécies consideradas indicadoras de águas superficiais quentes
e dominantes em ambientes de águas oligotróficas, Haq & Lohmann, 1976; Gibbs et
al., 2006; Tantawy, 2006).
• Reduzido número de espécies de Fasciculithus na seção (apenas F.
tympaniformis e F. involutus foram encontrados).
258
• Sensível aumento na abundância de Toweius spp. após o MTPE (SH-29)
(Figura 62).
• Mudança no padrão de abundância de Coccolithus pelagicus. De acordo
com Tantawy (2006) indicador de águas quentes e adaptados à ambientes
oligotróficos, juntamente com o gênero Discoaster. Acompanhado de uma drástica
queda em SH-17. Essa espécie mantém valores relativamente baixos e opostos ao
comportamento de Toweius spp. em toda seção (Figuras 60 a 62).
• Ausência do gênero Rhomboaster, teoricamente presente apenas a partir
de NP9b, no MTPE.
• Ausência de Zygrhablithus bijugatus, espécie não observada em regiões
equatoriais.
Assim, além das interpretações paleoceanográficas, os resultados isotópicos
contribuíram para o fortalecimento da análise bioestratigráfica dos nanofósseis
encontrados, onde é possível inferir como sendo a subzona NP9a (Paleoceno tardio)
a biounidade que ocorre em Shagamu.
259
Figura 60: Principais gêneros encontrados no afloramento de Shagamu (Discoaster spp.,
verde; Fasciculithus spp., amarelo; Coccolithus spp., vermelho e Toweius spp., azul) e sua correlação
com os dados de isótopos estáveis de Oxigênio obtidos (Gebhardt, 2006) com foraminíferos Bulimina
paleocenica (bentônico) e Acarinina spp. (planctônico).
260
com os dados de isótopos estáveis de Carbono obtidos (Gebhardt, 2006) com foraminíferos Bulimina
paleocenica (bentônico) e Acarinina spp.(planctônico).
261
com os eventos paleoecológicos indicados pelos dados isotópicos (Gebhardt, 2006).
262
10
CONCLUSÕES
Através do estudo dos Nanofósseis Calcários de seções do CretáceoPaleógeno da Bacia de Dahomey (Nigéria) e Atlântico Sul equatorial (Legs 108 e
159) a presente Tese:
• Identificou e caracterizou um total de 182 espécies de nanofósseis calcários,
incluídas em 62 gêneros, 28 famílias e 11 ordens.
• Identificou e caracterizou 26 intervalos bioestratigráficos distintos [NP17,
NP16, NP15, NP14, NP13, Intervalo entre NP13 e NP14 (N-430), NP12, NP11,
Intervalo entre NP11 e NP12 (N-420), NP10 (incluindo N-405), NP9, NP8, Intervalo
entre NP7 e NP8, NP6, Intervalo entre NP6 e NP9 (N-340 e N-350), NP5, Intervalo
entre NP6 e NP5, NP4, NP1, Intervalo entre NP2 e NP4, Intervalo entre NP1 e NP4
(N-310), CC26 (incluindo N-290), Intervalo entre CC24 e CC26 (N-290), CC23 (N280), CC22 (N-265) e Intervalo entre CC22 e CC23 (N-270)] que datam do
Campaniano ao Eoceno médio para as seções da Bacia de Dahomey (sendo um
trabalho pioneiro) e dos Legs 108 e 159.
• Elaborou a integração entre o biozoneamento aplicado e as seções
observadas, o que possibilitou visualizar arcabouços gerais para cada intervalo do
tempo geológico estudado. Verificou-se a presença pouco expressiva do intervalo
cretácico nos poços analisados, onde apenas o testemunho do Leg 108, site 661A
apresentou as biounidades de CC22 a CC26 enquanto os intervalos registrados em
Bode Ashe, Araromi e Wasimi apresentaram fósseis mal preservados e uma
associação fossilífera relativamente pobre e limitadas à biozona CC26.
263
O Paleoceno apresenta em sua parte inferior e média (com as biozonas NP1 a
NP6, presentes em Bode Ashe, Ilaro-1 e Araromi) registro bioestratigráfico
pobremente preservado ou ausente, Já o Paleoceno superior (entre a parte superior
de NP6 e a parte inferior de NP9), tem como destaque a biounidade NP9, o intervalo
mais comum e que apresenta a mesma caracterização bioestratigráfica em todas as
seções (Ilaro-1, Araromi, Shagamu e Leg 159, site 959D).
O Eoceno é reconhecido nas seções Ilaro-3, Ilaro-1, Araromi, Bode Ashe e Leg
159, site 959D, com características específicas para cada seção estudada. Araromi,
Ilaro-1 e Bode Ashe limitam-se ao Eoceno inferior, e Ilaro-3 e Leg 159, site 959D
(única seção que apresentou as biozonas NP16 e NP17), abrangem o Eoceno
médio
• Identificou diversas unidades taxonômicas que sugerem uma condição
ambiental variando entre tropical e subtropical, em ambiente dominado por águas
quentes, oligotróficas e epicontinentais (Micula decussata, Watznaueria barnesae
Trochastrites
hohnensis,
Trochastrites
operosus,
Reticulofenestra
umbilica,
Reticulofenestra bisecta, Tribrachiatus sp., Rhomboaster bramlettei e predomínio de
Discoaster sp. e Sphenolithus sp.) e típicas de baixa latitude (Micula murus,
Arkhangelskiella cymbiformis, Uniplanarius trifidus, Uniplanarius gothicus, Blackites
inflatus).
• Aplicou o Índice de Diversidade de Shannon (H’) com sucesso, apontando as
variações de diversidade ao longo das várias seções estudadas, como: a queda da
diversidade entre as biozonas CC26 (Maastrichtiano) e NP1 (Paleoceno); a
recuperação da diversidade entre as biozonas NP1 e NP4 (Paleoceno inferior Paleoceno médio); a ascensão da diversidade entre NP7 e NP8 e a queda entre
264
NP9 e NP10 (Paleoceno-Eoceno). Os eventos encontrados aqui refletem e
confirmam as informações da literatura mundial para este intervalo de tempo.
• Integrou, de forma bem sucedida, os dados de curvas de isótopos estáveis de
δ18O e de δ13C (redução do Oxigênio registrada entre as amostras SH-18/SH-19 e
SH-23/SH-24, e drástica queda da taxa de δ13C entre as amostras SH-28/SH-29)
com informações qualitativas e quantitativas dos nanofósseis encontrados no
afloramento de Shagamu (baixa abundância dos gêneros Discoaster e Fasciculithus,
variações na abundância de Coccolithus pelagicus e Toweius sp., além da ausência
de fósseis que delimitassem o topo do Paleoceno), possibilitando uma reconstrução
acurada da seqüência de eventos estratigráficos registrados ao longo do limite
Paleoceno-Eoceno (provavelmente entre as amostras SH28 e SH29).
• Estabeleceu como conseqüência, um método de preparação laboratorial mais
eficiente (mantendo ainda as características básicas peculiares do processamento
tradicional).
Esse
procedimento
aperfeiçoou
os
bioestratigráficas e aquisições de dados quantitativos.
resultados
das
análises
265
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296
Apêndices 1 e 2
Amostras utilizadas
297
APÊNDICE 1 - AMOSTRAS UTILIZADAS - BACIA DE DAHOMEY
Bode Ashe
Localização: lat /long 4º45’ E /6º33’N
Amostra de calha
Número de
Amostras
01
02
03
04
05
06
07
08
09
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
Código da
amostra
BA 2
BA 3
BA 4
BA 5
BA 6
BA 7
BA 8
BA 9
BA 11
BA 12
BA 13
BA 14
BA 15
BA 16
BA 17
BA 18
BA 19
BA 20
BA 21
BA 22
BA 23
BA 24
BA 25
BA 26
BA 27
BA 29
BA 30
BA 31
BA 32
BA 33
BA 34
BA 36
BA 37
BA 38
BA 39
BA 40
BA 41
BA 42
BA 43
BA 44
Descrição
Calcarenito
Calcarenito
Calcarenito
Calcarenito
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
298
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
72
73
74
75
76
77
78
79
80
81
82
83
84
85
86
87
88
BA 45
BA 46
BA 47
BA 48
BA 50
BA 51
BA 52
BA 53
BA 54
BA 55
BA 57
BA 58
BA 59
BA 60
BA 61
BA 62
BA 64
BA 66
BA 67
BA 68
BA 69
BA 71
BA 72
BA 74
BA 75
BA 76
BA 78
BA 79
BA 80
BA 81
BA 82
BA 83
BA 86
BA 87
BA 88
BA 89
BA 90
BA 92
BA 93
BA 94
BA 95
BA 96
BA 97
BA 99
BA 100
BA 101
BA 102
BA 103
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Calcarenito
Calcarenito
Calcarenito
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
Calcarenito lamoso
299
89
90
91
92
93
94
95
96
97
98
99
100
101
102
103
104
105
106
107
108
109
110
111
112
113
114
115
116
117
118
119
120
121
122
123
124
125
126
127
128
129
130
131
132
133
134
Calcarenito lamoso
BA 104
Calcarenito lamoso
BA 108
BA 109
Folhelho
BA 110
Folhelho
BA 111
Folhelho
BA 113
Folhelho
BA 115
Calcarenito
BA 116
Calcarenito
BA 117
Calcarenito
BA 118
Folhelho
Calcarenito lamoso
BA 120
Calcarenito lamoso
BA 121
Calcarenito lamoso
BA 122
BA 123
Folhelho arenoso
BA 124
Folhelho arenoso
BA 125
Folhelho arenoso
BA 127
Folhelho arenoso
BA 128
Folhelho arenoso
BA 129
Folhelho arenoso
BA 130
Folhelho arenoso
BA 131
Folhelho arenoso
BA 132
Folhelho arenoso
BA 134
Folhelho arenoso
BA 135
Folhelho arenoso
BA 136
Folhelho arenoso
BA 137
Folhelho arenoso
BA 138
Folhelho arenoso
BA 139
Folhelho arenoso
BA 141
Folhelho arenoso
BA 142
Folhelho arenoso
BA 143
Folhelho arenoso
BA 144
Folhelho arenoso
BA 145
Folhelho arenoso
BA 146
Folhelho arenoso
BA 148
Folhelho arenoso
BA 149
Folhelho arenoso
BA 150
Folhelho arenoso
BA 151
Folhelho arenoso
BA 152
Folhelho arenoso
BA 153
Folhelho arenoso
BA 155
Folhelho arenoso
BA 156
Folhelho arenoso
BA 157
Folhelho arenoso
BA 158
Folhelho arenoso
BA 159
Folhelho arenoso
BA 160
Folhelho arenoso
Bode Ashe, continuação.
300
Araromi
Localização: lat/long 6º07’N / 4º53’E
Testemunho
Número de
Código da
Descrição
Amostras
amostra
01
AR 2
Folhelho escuro
02
AR 3
Folhelho escuro
03
AR 4
Folhelho escuro
04
AR 5
Folhelho cinza
05
AR 7
Folhelho cinza
06
AR 8
Folhelho cinza
07
AR 9
Folhelho escuro
08
AR 10
Folhelho escuro
09
AR 11
Folhelho escuro
10
AR 13
Folhelho escuro
11
AR 17
Folhelho cinza
12
AR 18
Folhelho cinza
13
AR 19
Folhelho arenoso
14
AR 20
Folhelho argiloso
15
AR 22
Folhelho argiloso
16
AR 23
Folhelho
17
AR 25
Folhelho
18
AR 27
Folhelho argiloso
19
AR 28
Folhelho cinza
20
AR 29
Folhelho cinza
21
AR 31
Folhelho cinza
22
AR 32
Folhelho cinza
23
AR 33
Folhelho cinza
24
AR 34
Folhelho cinza
25
AR 35
Folhelho cinza
26
AR 37
Folhelho cinza
27
AR 38
Folhelho cinza
28
AR 40
Folhelho
29
AR 41
Folhelho
30
AR 46
Folhelho escuro
31
AR 47
Folhelho escuro
32
AR 50
Folhelho escuro
33
AR 51
Folhelho escuro
34
AR 53
Folhelho
35
AR 55
Folhelho
36
AR 56
Folhelho
37
AR 58
Folhelho
38
AR 59
Folhelho
39
AR 60
Folhelho
40
AR 63
Folhelho
41
AR 64
Folhelho
42
AR 67
Folhelho
43
AR 70
Folhelho
44
AR 72
Folhelho
301
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
72
73
74
75
76
77
78
79
80
81
82
83
84
85
86
87
88
89
90
91
AR 73
Folhelho
AR 74
Folhelho
AR 77
Folhelho
AR 79
Folhelho
AR 81
Folhelho
AR 82
Folhelho escuro
AR 85
Folhelho escuro
AR 87
Folhelho escuro
AR 88
Folhelho escuro
AR 90
Folhelho escuro
AR 91
Folhelho escuro
AR 92
Folhelho escuro
AR 94
Folhelho escuro
AR 96
Folhelho escuro
AR 97
Folhelho escuro
AR 98
Folhelho escuro
AR 99
Folhelho escuro
AR 100
Folhelho escuro
AR 103
Folhelho escuro
AR 104
Folhelho escuro
AR 107
Folhelho escuro
AR 108
Folhelho escuro
AR 109
Folhelho escuro
AR 112
Folhelho escuro
AR 114
Folhelho escuro
AR 115
Folhelho escuro
AR 117
Folhelho escuro
AR 118
Folhelho escuro
AR 119
Folhelho escuro
AR 122
Folhelho escuro
AR 123
Folhelho escuro
AR 124
Folhelho escuro
AR 128
Folhelho escuro
AR 129
Folhelho escuro
AR 130
Folhelho escuro
AR133
Folhelho escuro
AR 135
Folhelho escuro
AR 136
Folhelho escuro
AR 138
Folhelho escuro
AR139
Folhelho escuro
AR 141
Folhelho escuro
AR 142
Folhelho escuro
AR 143
Folhelho escuro
AR 145
Folhelho escuro
AR 148
Folhelho escuro
AR 150
Folhelho escuro
AR 151
Calcarenito
Araromi, continuação.
302
Wasimi
Testemunho
Número da
Amostra
01
02
03
04
05
06
07
08
09
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
Código da
amostra
W 17
W 18
W 19
W 20
W 26
W 27
W 32
W 34
W 35
W 36
W 37
W 38
W 39
W 51
W 52
W 53
W 54
W 55
W 56
W 58
W 59
W 60
W 61
W 62
W 63
W 64
W 65
Descrição
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho arenoso
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
303
Ilaro 3
Testemunho
Número de
Amostras
01
02
03
04
05
06
07
08
09
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
Código da
amostra
IL3 12
IL3 13
IL3 14
IL3 15
IL3 16
IL3 17
IL3 18
IL3 19
IL3 20
IL3 21
IL3 22
IL3 23
IL3 24
IL3 25
IL3 26
IL3 27
IL3 28
IL3 29
IL3 30
IL3 31
IL3 32
IL3 33
IL3 34
IL3 35
IL3 36
IL3 37
IL3 38
IL3 39
IL3 40
IL3 41
IL3 45
IL3 47
IL3 48
IL3 49
IL3 50
IL3 52
IL3 66
IL3 69
IL3 71
IL3 73
IL3 74
IL3 76
IL3 77
IL3 78
Descrição
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho arenoso
Folhelho arenoso
Folhelho
Folhelho arenoso
Folhelho
Folhelho
Folhelho arenoso
Folhelho arenoso
Folhelho arenoso
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
304
45
46
47
48
49
50
51
IL3 79
Folhelho
IL3 80
Folhelho
IL3 81
Folhelho arenoso
IL3 84
Calcarenito
IL3 85
Calcarenito
IL3 86
Calcarenito
IL3 89
Calcarenito
Ilaro 3, continuação.
305
Ilaro 1
Testemunho
Número de
Amostras
01
02
03
04
05
06
07
08
09
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
Código da
amostra
IL1 28
IL1 29
IL1 30
IL1 31
IL1 32
IL1 34
IL1 35
IL1 36
IL1 37
IL1 38
IL1 39
IL1 40
IL1 41
IL1 42
IL1 44
IL1 45
IL1 46
IL1 47
IL1 48
IL1 49
IL1 50
IL1 52
IL1 53
IL1 54
IL1 55
IL1 56
IL1 57
IL1 58
IL1 59
IL1 60
IL1 61
IL1 62
IL1 63
IL1 64
IL1 65
IL1 66
IL1 67
IL1 68
IL1 69
IL1 70
IL1 71
IL1 72
IL1 73
IL1 74
IL1 75
Descrição
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
Folhelho
306
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
IL1 76
Folhelho
IL1 77
Folhelho
IL1 78
Folhelho
IL1 79
Folhelho
IL1 80
Folhelho
IL1 81
Folhelho
IL1 82
Folhelho
IL1 83
Folhelho
IL1 84
Calcarenito
IL1 85
Calcarenito
IL1 86
Calcarenito
IL1 87
Calcarenito
IL1 88
Calcarenito
IL1 89
Calcarenito arenoso
Ilaro 1, continuação.
307
Shagamu Quarry
Bacia de Dahomey
Amostra de afloramento
Número de
Amostras
01
02
03
04
05
06
07
08
09
10
11
12
13
14
15
16
17
Código da
amostra
SH - 32
SH - 31
SH - 30
SH - 29
SH - 28
SH - 27
SH - 26
SH - 25
SH - 24
SH - 23
SH - 22
SH - 21
SH - 20
SH - 19
SH - 18
SH - 17
SH - 16
Descrição
Folhelho cinza escuro com concreções calcárias
308
APÊNDICE 2 - AMOSTRAS UTILIZADAS - ODP
Leg 108
Site 661A
Leg 108 – Eastern Tropical Atlantic
Site 661 A
Localização:
9o 26.81’N
19o 23.16’W
Profundidade total: 4319,3m
Penetração: 296,1m
Amostra
Core
Section
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
11H
11H
13H
13H
13H
13H
14H
14H
14H
15H
15H
15H
15H
16X
16X
17X
17X
17X
18X
18X
1
6
1
2
3
6
1
3
5
1
3
6
CC
3
CC
1
2
CC
1
CC
Topo/base
Intervalo (cm)
80-81,5
80-81,5
80,5-82
80-81,5
80,5-82
80,5-82
20-21,5
50,5-52
74-75,5
80,5-82
81-82,5
74-75,5
01-2,5
80-81,5
1,5-3,0
81-82,5
02-3,5
02-3,5
81-82,5
0,5-2,0
Topo/base
Profundidade (m)
87,1-96,6
106,1-115,6
115,6-125,1
125,1-134,6
134,6-144,1
144,1-153,6
153,6-163,1
309
Leg 159
Site 959D
Leg 159 - Côte d’Ivoire – Ghana Marginal Ridge, Eastern Equatorial Atlantic
Site 959 D
Localização:
03°37.656'N
02°44.149'W
Profundidade total: 2102,0m
Penetração: 1158.9m
Amostra Core
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
5R
7R
14R
14R
15R
15R
16R
16R
17R
17R
18R
18R
18R
20R
20R
21R
21R
22R
22R
22R
23R
23R
24R
24R
24R
25R
25R
25R
26R
26R
27R
27R
28R
Section
CC
CC
1
CC
1
CC
1
CC
1
CC
1
3
CC
1
3
1
7
1
3
7
1
6
1
6
CC
1
3
5
1
CC
3
6
1
Topo/base
Profundidade (m)
Intervalo (cm)
00-02
436
00-02
463
80-82
532
00-02
540
80-82
543,21
00-02
550
80-82
552,9
00-02
560
80-82
562,6
00-02
570
80-82
572,2
80-82
575,2
00-02
580
80-82
591,4
80-82
594,4
80-82
601
00-02
608,7
80-82
610,5
80-82
613,5
00-02
618,7
80-82
620,1
00-02
626,8
80-82
629,8
80-82
637,3
00-02
638
80-82
639,5
80-82
642,5
00-02
644,7
80-82
649,1
00-02
658
80-82
660
80-82
664,9
80-82
668,4
310
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
28R
28R
29R
29R
30R
30R
30R
31R
31R
34R
34R
34R
35R
35R
35R
36R
36R
36R
37R
37R
37R
38R
38R
39R
39R
40R
40R
40R
41R
41R
42R
42R
42R
43R
43R
43R
44R
44R
5
80-82
CC
00-02
2
80-82
CC
00-02
1
80-82
5
80-82
6
00-02
2
80-82
CC
00-02
1
80-82
3
80-82
5
00-02
1
80-82
6
80-82
CC
00-02
1
80-82
3
80-82
CC
00-02
1
80-82
4
80-82
CC
00-02
1
80-82
CC
00-02
1
80-82
CC
00-02
1
80-82
3
80-82
6
80-82
1
80-82
CC
00-02
1
80-82
2
80-82
CC
00-02
1
80-82
5
80-82
CC
00-02
1
80-82
3
80-82
Leg 159, Site 959D, continuação.
674,4
677
679,5
685
686
693
694,4
698,8
705
726,3
729,3
732,3
736
743,5
744,9
745,7
748,7
754
755,3
761
762,5
766
768
774,6
782
783,5
785
790
793
800
802
805
809
811
816
819
820
822
311
Apêndices 3, 4 e 5
Fichas de Leitura
312
APÊNDICE 3 FICHA DE LEITURA – AMOSTRAS DE TESTEMUNHO
FICHA DE LEITURA NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
LEITOR: _____________________________________ DATA: ____________________________ LÂMINA:____________________
PROFUNDIDADE: _____________________ CAMPOS VISUAIS: _____________________ INDIVÍDUOS:________________________
ESPÉCIES
0011
OBS.:
2200
4400
6600
8800
110000
112200
114400
116600
118800
220000
222200
224400
226600
228800
330000
313
APÊNDICE 4: Ficha de leitura utilizada: 1- Área de preenchimento padrão. 2- Nome e iniciais de cada espécie encontrada (ex. Toweius eminens - TE.). 3Quantidade final da espécie visualizada na lâmina (capacidade para 30 espécies). 4- Local para inserção das siglas dos exemplares visualizados (de 01 a 300
indivíduos). A cada campo visual concluído e o número de exemplares contados e inseridos, recomenda-se destacar o local, para futuras análises quantitativas. 5Campo reservado para possíveis observações.
314
APÊNDICE 5 - FICHA DE LEITURA UTILIZADA - AMOSTRA DE CALHA
FICHA DE LEITURA NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
-AMOSTRAS DE CALHAPÁGINA___/___
0011
1100
2200
Data
Biozona
Amostra
Estéril
LEITOR:_______________________________DATA:______________LÂMINA:_____________________PROFUNDIDADE: _____________
315
Apêndices 6 a 14
Distribuição bioestratigráfica dos
nanofósseis calcários encontrados
0
0
1
0
0
6
0
0
15
11
9
46
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
BIOZONAS SEGUNDO Martini, 1971
18
Zyghablithus bijugatus
22
Trochastrites operosus
14
Trochastrites hohnensis
11
Tribrachiathus orthostylus
28
44
36
34
55
23
17
30
34
19
17
24
16
33
Toweius pertusus
19
13
10
15
9
14
16
4
7
20
79
63
17
15
Toweius ocultatus
32
30
7
6
7
10
16
9
23
11
4
14
10
14
Toweius rotundus
34
28
14
12
14
10
14
32
4
13
12
6
6
21
Toweius crassus
0
0
1
1
1
0
4
1
0
1
0
0
2
2
Thoracosphaera
123
68
9
Sphenolithus radians
13
4
12
Sphenolithus primus
49
19
0
Rhomboaster cuspis
Reticulofenestra dictyoda
9
6
10
Scyphosphaera expansa
Pseudotriquetrorhabdulus inversus
5
2
2
Rhomboaster bramlettei
Pontosphaera pulcher
73
Reticulofenestra minuta
Pontosphaera multipora
1
Pontosphaera ocellata
Pontosphaera exilis
0
0
44
32
Pontosphaera duocava
0
0
8
31
Pemma basquensis
5
5
Pedinocyclus larvalis
4
Micrantholithus pingus
0
8
2
1
3
0
4
2
0
1
Neococcolithes dubius
21
13
9
6
8
1
34
5
14
20
5
14
13
12
Micrantholithus mirabilis
0
0
0
0
1
0
2
0
0
0
0
0
5
5
Micrantholithus hebecuspis
0
1
5
Micrantholithus discula
20
5
8
Micrantholithus bulbosus
22
20
0
Micrantholithus attenuatus
3
Lophodolithus nascens
4
0
7
Lophodolithus mochlophorus
0
0
27
Helicosphaera seminulum
55
69
79
8
Helicosphaera lophota
7
9
Girgisia gammation
0
Ellipsolithus lajollaensis
201
Discoaster sublodoensis
9
9
1
1
1
1
14
1
19
10
3
7
3
3
Discoaster saipanensis
62
27
13
15
25
13
56
26
47
76
37
41
43
53
Discoaster salisburgensis
9
3
4
Discoaster nodifer
5
11
26
Discoaster lodoensis
25
Discoaster distinctus
Discoaster binodosus
40
Discoaster deflandrei
Discoaster barbadiensis
Cruciplacolithus staurion
Cruciplacolithus cruciformis
2
Chiasmolithus solitus
10
Coccolithus pelagicus
Coccolithus cachaoi
Blackites tenuis
Blackites spinosus
Blackites inflatus
Acanthosphaera mitra
Cocosfera
26
1
6
1
4
2
1
0
0
12
2
3
Estéril
1
2
2
5
0
3
2
1
0
9
1
2
1
13
1
1
4
2
3
3
Estéril
3
1
1
2
1
2
1
0
1
0
2
1
2
3
1
2
4
1
0
3
0
1
3
3
0
0
3
0
34
19
3
5
3
0
5
7
2
5
8
0
1
2
0
17
2
18
6
2
1
0
1
4
2
0
3
0
1
2
1
11
2
8
1
1
0
0
3
4
0
0
0
0
2
0
1
3
1
1
0
0
1
0
1
1
0
0
1
2
3
1
1
1
17
8
4
8
3
3
7
3
8
7
3
2
3
5
1
165
206
0
50
124
207
211
176
217
40
152
106
75
124
112
152
122
22
2
2
1
5
1
2
1
1
1
1
1
0
4
1
3
11
3
0
2
6
4
4
0
2
26
4
6
7
4
1
0
0
1
1
10
6
2
3
1
3
0
0
2
0
0
0
1
1
1
0
0
8
7
0
6
4
4
3
5
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
NP15
4
NP14
Amostras
7
4
2
1
1
0
0
0
0
0
0
0
2
3
4
18
4
3
5
1
1
2
16
2
14
0
0
0
0
0
17
0
1
4
0
49 128
199
42
7
5
11
62
NP13
Estéril
Estéril
Estéril
4
19
0
0
NP12
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
0
0
5
2
84
1
30
1
1
1
12
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
63 23
Estéril
IL3 12
IL 3 13
IL 3 14
IL 3 15
IL 3 16
IL 3 17
IL 3 18
IL 3 19
IL 3 20
IL 3 21
IL 3 22
IL 3 23
IL 3 24
IL 3 25
IL 3 26
IL 3 27
IL 3 28
IL 3 29
IL 3 30
IL 3 31
IL 3 32
IL 3 33
IL 3 34
IL 3 35
IL 3 36
IL 3 37
IL 3 38
IL 3 39
IL 3 40
IL 3 41
IL 3 45
IL 3 47
IL 3 48
IL 3 49
IL 3 50
IL 3 52
IL 3 66
IL 3 69
IL 3 71
IL 3 73
IL 3 74
IL 3 76
IL 3 77
IL 3 78
IL 3 79
IL 3 80
IL 3 81
IL 3 84
IL 3 85
IL 3 86
IL 3 89
APÊNDICE 6A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO ILARO-3
IL3 12
IL 3 13
IL 3 14
IL 3 15
IL 3 16
IL 3 17
IL 3 18
IL 3 19
IL 3 20
IL 3 21
IL 3 22
IL 3 23
IL 3 24
IL 3 25
IL 3 26
IL 3 27
IL 3 28
IL 3 29
IL 3 30
IL 3 31
IL 3 32
IL 3 33
IL 3 34
IL 3 35
IL 3 36
IL 3 37
IL 3 38
IL 3 39
IL 3 40
IL 3 41
IL 3 45
IL 3 47
IL 3 48
IL 3 49
IL 3 50
IL 3 52
IL 3 66
IL 3 69
IL 3 71
IL 3 73
IL 3 74
IL 3 76
IL 3 77
IL 3 78
IL 3 79
IL 3 80
IL 3 81
IL 3 84
IL 3 85
IL 3 86
IL 3 89
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
NP12
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
C
R
R
R
R
R
R
R
Estéril
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
C
P
R
R
R
R
R
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Coccolithus cachaoi
Blackites tenuis
Blackites spinosus
Blackites inflatus
Acanthosphaera mitra
Coccosphere
Amostras
C
C
R
P
C
R
R
R
C
C
P
P
C
P
C
C
C
C
C
C
C
C
R
R
R
R
R
R
P
R
P
R
R
R
R
R
A
R
R
C
C
C
R
R
C
R
R
R
C
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
0
P
R
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
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R
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R
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R
R
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R
P
R
R
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R
R
R
R
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R
R
R
R
R
R
R
Girgisia gammation
Ellipsolithus lajollaensis
R
R
R
C
P
R
P
R
R
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P
P
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P
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C
C
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C
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R
R
R
C
P
R
P
R
P
A
C
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R
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R
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R
R
C
C
P
P
P
R
P
C
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R
R
C
C
C
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R
R
R
P
R
C
P
R
P
R
P
P
P
R
P
R
P
P
R
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C
C
C
P
P
C
C
C
C
C
C
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C
C
P
P
C
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C
P
P
C
P
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R
R
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P
C
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C
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R
A
A
R
C
A
A
A
A
A
C
A
A
C
A
A
A
A
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
P
APÊNDICE 6B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO ILARO-3 (SEMI-QUANTITATIVA)
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
R
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R
C
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R
R
R
R
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R
R
R
P
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R
R
R
R
R
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R
R
R
R
R
P
NP13
R
R
A
A
C
C
R
C
P
R
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R
R
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R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
NP15
R
NP14
R
Trochastrites operosus
Toweius ocultatus
Toweius pertusus
Toweius rotundus
Toweius crassus
Thoracosphaera
Sphenolithus primus
Scyphosphaera expansa
Rhomboaster cuspis
Pontosphaera ocellata
Pontosphaera duocava
Pemma basquensis
Pedinocyclus larvalis
Micrantholithus pingus
Micrantholithus mirabilis
Micrantholithus hebecuspis
Micrantholithus discula
Micrantholithus bulbosus
Micrantholithus attenuatus
Pseudotriquetrorhabdulus inversus
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
Pontosphaera exilis
R
R
R
R
R
R
R
R
R
Discoaster nodifer
Discoaster deflandrei
Cruciplacolithus staurion
Cruciplacolithus cruciformis
R
R
Estéril
Estéril
R
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
C
R
R
R
R
C
IL1 28
IL1 29
IL1 30
IL1 31
IL1 32
IL1 34
IL1 35
IL1 36
IL1 37
IL1 38
IL1 39
IL1 40
IL1 41
IL1 42
IL1 44
IL1 45
IL1 46
IL1 47
IL1 48
IL1 49
IL1 50
IL1 51
IL1 52
IL1 53
IL1 54
IL1 55
IL1 56
IL1 57
IL1 58
IL1 59
IL1 60
IL1 61
IL1 62
IL1 63
IL1 64
IL1 65
IL1 66
IL1 67
IL1 68
IL1 69
IL1 70
IL1 71
IL1 72
IL1 73
IL1 74
IL1 75
IL1 76
IL1 77
IL1 78
IL1 79
IL1 80
IL1 81
IL1 82
IL1 83
IL1 84
IL1 85
IL1 86
IL1 87
IL1 88
IL1 89
BIOZONAS SEGUNDO
Martini, 1971
Zygodiscus plectopons
Toweius rotundus
Toweius pertusus
Toweius ocultatus
Thoracosphaera
Sphenolithus primus
Rhomboaster cuspis
Neococcolithes protenus
Neochiastozygus junctus
Micrantholithus articulatus
Fasciculithus tympaniformis
Ericsonia robusta
Ellipsolithus distichus
Discoaster multiradiatus
Discoaster elegans
Discoaster mediosus
Discoaster drieveri
Discoaster diastypus
Cruciplacolithus tenuis
Cruciplacolithus primus
Cruciplacolithus intermedius
Coccolithus subpertusus
Braarudosphaera bigelowii
Coccosferas
Amostras
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
ESTÉRIL
219
185
10
1
6
216
6
51
08
3
19
10
16
7
1
5
68
77
NP10
P
C
2
58
68
64
10
5
16
4
1
1
11
3
4
5
6
10
10
2
6
8
22
3
18
9
6
7
17
52
6
58
115
8
NP9
R
R
112
111
2
1
2
9
3
35
37
3
8
2
2
7
4
13
12
51
92
61
31
4
3
ESTÉRIL
R
6
R
R
R
R
109
159
82
78
26
103
1
1
3
2
1
0
0
44
56
68
100
1
1
3
1
2
1
0
1
2
1
205
249
266
251
253
0
0
0
2
0
0
2
5
15
12
17
16
16
23
32
25
31
30
37
23
15
10
4
1
24
18
32
27
33
1
7
4
1
3
7
6
6
1
2
3
1
12
4
3
7
9
16
55
85
89
42
119
67
83
11
84
162
114
88
14
13
19
16
7
8
12
93
36
190
109
143
156
14
2
12
7
NP7-NP8
19
NP5-NP6
1
22
4
ESTÉRIL
295
290
283
280
285
5
10
7
10
4
10
6
11
0
0
0
0
0
NP2-NP4
4
NP1
ESTÉRIL
APÊNDICE 7A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO ILARO-1
BIOZONAS SEGUNDO
Martini, 1971
Toweius pertusus
Toweius rotundus
Toweius ocultatus
Thoracosphaera
Sphenolithus primus
Rhomboaster cuspis
Micrantholithus articulatus
Ericsonia robusta
Discoaster mediosus
Discoaster drieveri
Discoaster elegans
Coccolithus subpertusus
Cocosfera
Amostras
IL1 28
IL1 29
IL1 30
IL1 31
IL1 32
IL1 34
IL1 35
IL1 36
IL1 37
IL1 38
IL1 39
IL1 40
IL1 41
IL1 42
IL1 44
IL1 45
IL1 46
IL1 47
IL1 48
IL1 49
IL1 50
IL1 51
IL1 52
IL1 53
IL1 54
IL1 55
IL1 56
IL1 57
IL1 58
IL1 59
IL1 60
IL1 61
IL1 62
IL1 63
IL1 64
IL1 65
IL1 66
IL1 67
IL1 68
IL1 69
IL1 70
IL1 71
IL1 72
IL1 73
IL1 74
IL1 75
IL1 76
IL1 77
IL1 78
IL1 79
IL1 80
IL1 81
IL1 82
IL1 83
IL1 84
IL1 85
IL1 86
IL1 87
IL1 88
IL1 89
ESTÉRIL
A
A
R
R
R
A
R
C
R
R
P
R
P
R
R
R
C
C
NP10
P
C
R
C
C
C
R
R
P
R
R
R
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
C
R
P
R
R
R
P
C
R
C
A
R
NP9
R
R
A
A
R
R
R
R
R
C
C
R
R
R
R
R
R
P
P
C
C
C
C
R
R
ESTÉRIL
R
R
R
R
R
R
A
A
C
C
C
A
R
R
R
R
R
R
R
C
C
C
A
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
A
A
A
A
A
R
R
R
R
R
R
R
R
P
P
P
P
P
C
C
C
C
C
C
C
P
R
R
R
C
P
C
C
C
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
R
R
P
C
C
C
C
A
C
C
P
C
A
A
C
P
R
R
P
C
C
A
A
A
A
P
P
P
R
NP7-NP8
P
R
P
P
NP5-NP6
R
C
R
ESTÉRIL
A
A
A
A
A
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
R
R
R
NP2-NP4
R
NP1
ESTÉRIL
APÊNDICE 7B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO ILARO-1 (SEMI-QUANTITATIVA)
2
1
Coronocyclus nitescens
1
76
75
1
1
69
34
48
71
7
8
36
48
Estéril
Estéril
45
64
99
86
93
138
9
75
1
3
1
6
22
1
5
6
4
8
8
17
2
1
2
2
1
2
7
2
3
1
21
5
2
2
31
48
4
0
3
2
14
5
21
2
3
1
12
15
19
24
25
2
31
54
59
31
18
27
45
6
7
3
2
1
1
69
3
52
3
45
8
22
41
17
33
4
2
6
1
28
1
17
4
2
1
18
3
11
2
5
98
24
1
1
11
112
94
51
APÊNDICE 8A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO ARAROMI (PALEOGENO)
9
2
8
Estéril
16
10
3
6
1
1
10
17
2
9
21
162
Toweius eminens
75
36
36
57
5
87
79
30
19
21
78
49
51
149
138
95
16
75
9
16
59
71
62
62
26
18
21
16
57
3
60
42
64
3
8
15
Tribrachiathus spinosus
19
5
1
3
1
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
14
95
66
53
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
10
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
16
41
27
28
9
19
27
Zeugrhabdotus sigmoides
Tribrachiathus digitalis
Toweius tovae
Toweius serotinus
Tribrachiathus contortus
161
NP07-NP08
9
Toweius selandianus
Toweius rotundus
27
7
12
Toweius pertusus
1
11
3
Thoracosphaera
Sphenolithus primus
Sphenolithus anarrhopus
3
Prinsius martini
Praeprinsius dimorphosus
Pontosphaera versa
Neochiastozygus saepes
Neochiastozygus imbriei
Neochiastozygus distentus
Neochiastozygus chiasthus
Neochiastozygus perfectus
Neochiastozygus concinnus
Markalius inversus
Lanternithus duocavus
Heliolithus kleinpellii
Girgisia gammation
Fasciculithus ullii
Fasciculithus janii
Fasciculithus involutus
Fasciculithus billii
Ericsonia robusta
Ellipsolithus macellus
Ellipsolithus bollii
Estéril
Discoaster delicatus
1
Discoaster lenticularis
6
7
6
3
9
15
Chiasmolithus danicus
Chiasmolithus bidens
Amostras
AR 41
AR 46
AR 47
AR 50
AR 51
AR 53
AR 55
AR 56
AR 58
AR 59
AR 60
AR 63
AR 64
AR 67
AR 70
AR 72
AR 73
AR 74
AR 77
AR 79
AR 81
AR 82
AR 85
AR 87
AR 88
AR 90
AR 91
AR 92
AR 94
AR 96
AR 97
AR 98
AR 99
AR 100
AR 103
AR 104
NP10
NP09
Estéril
NP6
Estéril
NP5
Estéril
NP4
Estéril
NP01
R
R
R
C R
C
C
C
C
C
C
A
C
R
C
C
C
C
R
R
C
C
R
R
R
R
R
C
R
Estéril
R
R
R
R
R
P R
R
R
R
R
R
R
C
R
R
R
R
R
R
R
C
R
R
R
P
P
P
C
C
C
C
C
C
C
C
R
P
R
R
R
R
C
P
C
C
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
C
C
C
P
C
C
R
R
P
R
P
R
C
C
R
R
C
R
P
R
Estéril
Estéril
R
C
R R
R
P
R
C
R
C
P
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
R
P
R
C
C
P
C
P
C
R
C
C
C
C
C
A
APÊNDICE 8B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO ARAROMI (PALEOGENO) (CONTAGEM SEMI-QUANTITATIVA)
R
P
A
P R
Estéril
R
C
C
C
C
R
C
C
C
P
C
C
C
C
C
A
C
P
C
R
P
C
C
C
R R
R
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
P
C
C
C
Estéril
Estéril
Estéril
R
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
P
C
R
C
C
R
P
C
BIOZONAS SEGUNDO Martini,
1971
Tribrachiathus spinosus
Tribrachiathus digitalis
Tribrachiathus contortus
Toweius tovae
Toweius serotinus
Toweius selandianus
Toweius rotundus
Toweius pertusus
Toweius eminens
Thoracosphaera
Sphenolithus primus
Prinsius martini
Pontosphaera versa
Neochiastozygus saepes
Neochiastozygus imbriei
Neochiastozygus distentus
Neochiastozygus chiasthus
Neochiastozygus perfectus
Neochiastozygus concinnus
Markalius inversus
Lanternithus duocavus
Girgisia gammation
Fasciculithus ullii
Fasciculithus janii
Fasciculithus billii
Ericsonia robusta
Ellipsolithus bollii
R
NP07-NP08
R
R R
R
R
R
R
R
P
Coronocyclus nitescens
Chiasmolithus danicus
Amostras
AR 41
AR 46
AR 47
AR 50
AR 51
AR 53
AR 55
AR 56
AR 58
AR 59
AR 60
AR 63
AR 64
AR 67
AR 70
AR 72
AR 73
AR 74
AR 77
AR 79
AR 81
AR 82
AR 85
AR 87
AR 88
AR 90
AR 91
AR 92
AR 94
AR 96
AR 97
AR 98
AR 99
AR 100
AR 103
AR 104
NP10
NP09
Estéril
NP6
Estéril
NP5
Estéril
NP4
Estéril
NP01
BIOZONAS SEGUNDO
Sissingh (1977)
e Perch-Nielsen (1985)
Watznaueria barnesae
4
Tranolithus phacelosus
6
Tranolithus orionatus
3
Thoracosphaera
16
Staurolithites laffittei
44
Staurolithites flavus
2
Retecapsa surirella
12
Retecapsa crenulata
41
124
Prediscosphaera cretacea
13
13
Placozygus fibuliformis
48
Micula decussata
12
Microrhabdulus undosus
19
Loxolithus armilla
67
Eiffellithus turriseifelii
7
Eiffellithus parallelus
Cribosphaerella ehrenbergii
11
Eiffellithus gorkae
Arkhangelskiella cymbiformis
Ahmuellerella octoradiata
Amostras
Estéril
1
38
6
6
5
100
Estéril
Estéril
1
7
114
3
46
19
14
8
106
10
10
15
2
120
11
9
19
3
0
5
3
30
11
37
12
38
Estéril
Estéril
2
26
10
11
3
7
4
1
4
22
1
85
Estéril
Estéril
Estéril
2
Estéril
Estéril
190
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
6
6
5
10
19
6
3
Estéril
Estéril
APÊNDICE 9A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
NO POÇO ARAROMI (CRETÁCEO)
231
211
CC26 -Maastrichtiano
AR 107
AR 108
AR 109
AR 112
AR 114
AR 115
AR 117
AR 118
AR 119
AR 122
AR 123
AR 124
AR 128
AR 129
AR 130
AR133
AR 135
AR 136
AR 138
AR139
AR 141
AR 142
AR 143
AR 145
AR 148
AR 150
AR 151
BIOZONAS SEGUNDO
Sissingh (1977)
R
R
Tranolithus phacelosus
R
Thoracosphaera
P
C
R
Retecapsa surirella
P
Retecapsa crenulata
C
A
P
P
C
Micula staurophora
P
P
Loxolithus armilla
C
R
Eiffellithus parallelus
P
Eiffellithus gorkae
Ahmuellerella octoradiata
Amostras
Estéril
R
C
R
R
R
C
Estéril
Estéril
R
R
A
R
C
P
P
R
A
R
R
P
R
A
P
R
P
R
R
R
R
R
R
R
P
C
C
P
P
C
Estéril
Estéril
R
C
R
P
R
R
R
R
C
R
C
Estéril
Estéril
Estéril
R
Estéril
Estéril
A
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
R
R
R
Estéril
Estéril
APÊNDICE 9B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
NO POÇO ARAROMI (CRETÁCEO) (CONTAGEM SEMI-QUANTITATIVA)
A
A
CC26 -Maastrichtiano
AR 107
AR 108
AR 109
AR 112
AR 114
AR 115
AR 117
AR 118
AR 119
AR 122
AR 123
AR 124
AR 128
AR 129
AR 130
AR133
AR 135
AR 136
AR 138
AR139
AR 141
AR 142
AR 143
AR 145
AR 148
AR 150
AR 151
W 17
W 18
W 19
W 20
W 26
W 27
W 32
W 34
W 35
W 36
W 37
W 38
W 39
W 51
W 52
W 53
W 54
W 55
W 56
W 58
W 59
W 60
W 61
W 62
W 63
W 64
W 65
Thoracosphaera
11
2
3
3
4
8
12
11
11
16
19
18
17
21
17
31
28
22
20
16
14
35
38
34
4
1
1
1
1
3
2
43
41
46
40
62
66
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
3
10
18
22
25
34
12
19
3
1
4
40
54
APÊNDICE 10A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO WASIMI
BIOZONAS SEGUNDO
Sissingh (1977)
Staurolithites imbricatus
5
4
1
CC26
Maastrichtiano
Retecapsa crenulata
17
Prediscosphaera majungae
19
11
8
Micula decussata
15
16
17
17
18
20
Microrhabdulus belgicus
23
15
10
Loxolithus armilla
6
0
11
Chiastozygus litterarius
Amostras
Estéril
Estéril
Estéril
Ahmuellerella regularis
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
W 17
W 18
W 19
W 20
W 26
W 27
W 32
W 34
W 35
W 36
W 37
W 38
W 39
W 51
W 52
W 53
W 54
W 55
W 56
W 58
W 59
W 60
W 61
W 62
W 63
W 64
W 65
Thoracosphaera
P
R
R
R
R
R
P
P
P
P
P
P
P
C
P
C
C
C
P
P
P
C
C
C
R
R
R
R
R
R
R
C
C
C
C
C
C
R
R
P
C
C
C
P
P
R
R
R
C
C
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
APÊNDICE 10B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
NO POÇO WASIMI (CONTAGEM SEMI-QUANTITATIVA)
BIOZONAS SEGUNDO Sissingh
(1977)
R
R
R
CC26
Maastrichtiano
Retecapsa crenulata
P
P
P
R
Micula decussata
P
P
P
P
P
P
C
P
R
Loxolithus armilla
R
R
P
Chiastozygus litterarius
Amostra
Estéril
Estéril
Estéril
Ahmuellerella regularis
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
BIOZONAS SEGUNDO
Martini, 1971
Toweius rotundus
Toweius pertusus
Toweius eminens
Thorascosphaera
Sphenolithus primus
Neochiastozygus chiastus
Discoaster mohleri
Discoaster mediosus
Cruciplacolithus asymmetricus
Calciosolenia aperta
Amostras
SH - 32
SH - 31
SH - 30
SH - 29
SH - 28 2
SH - 27
SH - 26
SH - 25
SH - 24
SH - 23
SH - 22
SH - 21
SH - 20
SH - 19
SH - 18
SH - 17
SH - 16
Estéril
59
2
8
3
6
14
30
7
4 27 141 8
4
73
8
8
3
2
2 23
25
0
3 24 112 9 14
64
1 12
1
3
13
22 1
8
4 25 127 10 14
79
13
3
0
16
3 16
9
1 31 130 3
2
66
6
0
2
9
10 17 2
2
7 47 120 10 7
39
10
1
2
2
1
26
2 22
1
5 24 150 4 14
47
7
6
7 10
9
5 34
4
9 26 114 4 26
NP9
68
10
1
0
4
3
12
14 6 33 138 10 6
77
13
2
0
0
6
2
3 18
17 9
0 143 9
8
68
8
3
1
2
9
17
12 13 2 27 123 11 5
183
5
6
2
4
14
17
2 23 15 0
0
14 15
38
6
4
8
5
18
2 14 9 73 99 12 13
61
9
9
7
17
6
8
2
7
158 8
8
218
9
2
8
8
24
6
8
5
7
9
APÊNDICE 11A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO AFLORAMENTO SHAGAMU
SH - 32
SH - 31
SH - 30
SH - 29
SH - 28
SH - 27
SH - 26
SH - 25
SH - 24
SH - 23
SH - 22
SH - 21
SH - 20
SH - 19
SH - 18
SH - 17
SH - 16
Estéril
R
C
C
C
C
C
C
C
C
C
C
A
C
C
A
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R
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R R C
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R
R
R
R
P
R P R C
R
R
R
P
R R
R R
R R
R
R
C
R
R R
APÊNDICE 11B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS
CALCÁRIOS NO AFLORAMENTO SHAGAMU (CONTAGEM SEMI-QUANTITATIVA)
A
A
A
A
A
A
A
A
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P
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P
C
R
R
R
P
P
R
R
NP9
BIOZONAS SEGUNDO
Martini, 1971
Toweius rotundus
Toweius pertusus
Toweius eminens
Thorascosphaera
Sphenolithus primus
Discoaster mohleri
Discoaster mediosus
Cruciplacolithus asymmetricus
Calciosolenia aperta
Amostras
BA 2
BA 3
BA 4
BA 5
BA 6
BA 7
BA 8
BA 9
BA 11
BA 12
BA 13
BA 14
BA 15
BA 16 - 23
BA 24
BA 25
BA 26
BA 27
BA 29
BA 30
BA 31
BA 32
BA 33
BA 34
BA 36
BA 37 - 40
BA 41
BA 42-55
BA 57
BA 58-60
BA 61
BA 62
BA 64
BA 66
BA 67-90
BA 92
BA 93-95
BA 96
BA 97
BA 99
BA 100
BA 113
BA 115
BA 116
BA 117
BA 118
BA 120
BA127-130
BA 131
Sem
recuperação
C
C
C
P
P
R
R
R
R
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C
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Sem recuperação
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N-430
R
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N-420
R
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R
Sem recuperação
R
R
R
R
R
R
N-405
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
N-350/N-340
Sem recuperação
R
R
R
R
R
R
R
N-310
BA101-111
R
R
R
R
R
P
R
R
R
R
R
P
R
R
P
R
R
R
R
R
R
R
R
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R
R
R
R
R
BA121-124
BA 125
P
R
R
P
R
P
R
R
R
R
R
BA132-160
APÊNDICE 12 - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO POÇO BODE ASHE
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
R
R
R
R
N-290
R
R
R
Sem recuperação
BIOZONAS SEGUNDO Antunes (1997)
Microrhabdulus decoratus
Zeugrhabdotus embergeri
Arkhangelskiella irregularis
Retecapsa crenulata
Micula decussata
Coccolithus pelagicus small
Ellipsolithus sp.
Fasciculithus ulii
Micrantholithus irregularis
Sphenolithus primus
Ellipsolithus lojollaensis
Discoaster browerii
Braarudosphaera
Blackites inflatus
Discoaster mediosus
Toweius rotundus
Sphenolithus
Amostras
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
19
4
12
25
14
6
2
2
2
1
2
12
4
10
31
7
14
37
49
99
46
251
19
9
1
1
2
1
1
1
1
186
220
172
224
Estéril
236
79
1
5
3
158
1
4
19 8 103
6
5
151
4
7 127
127
1 22 23 135
1
2
204 1
1
1
4 19 72
1
1 24
54
1
1 11
13 4 189 1
1
9
54
3
20
31 3 183
4
2
1
13
38 14 1
7
1
3 10 213
7
69
6
9 31 185 1
17 1
1
45
1
1 15 20 203
10 N-265
APÊNDICE 13A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO SITE 661A, LEG 108.
N-270/N-280
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
2
N-290
Estéril
49
Zygodiscus bicrescenticus
Watznaueria biporta
Uniplanarius trifidus
Uniplanarius sissinghii
Uniplanarius gothicus
Retecapsa crenulata
Prediscosphaera spinosa
Prediscosphaera grandis
Micula decussata
Micula murus
Manivitella pemmatoidea
Lithraphidites carniolensis
Eiffellithus gorkae
Eiffellithus eximius
Cylindralithus sculptus
Calculites percenis
Arkhangelskiella specillata
Arkhangelskiella maastrichtiana
Amostras
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
P
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P
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P R A R
R
R
C R
P
C R A
R
R R
P
C P R
R R R R A
C
R R C A R
P R
R
C R
R P P A
APÊNDICE 13B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO SITE 661A, LEG 108 (CONTAGEM SEMI-QUANTITATIVA)
N-270/N-280
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
A
A
A
A
Estéril
N-290
Estéril
C
R
R
N-265
Zygodiscus bicrescenticus
Watznaueria biporta
Uniplanarius trifidus
Uniplanarius sissinghii
Uniplanarius gothicus
Retecapsa crenulata
Prediscosphaera spinosa
Prediscosphaera grandis
Micula decussata
Micula murus
Manivitella pemmatoidea
Lithraphidites carniolensis
Eiffellithus gorkae
Eiffellithus eximius
Cylindralithus sculptus
Calculites percenis
Arkhangelskiella specillata
Arkhangelskiella maastrichtiana
Amostras
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
3
5
4
1
1
9
59
8
2
4
18
6
2
7
13
6
3
7
5
17
8
9
3
2
13
8
17
13
1
19
3
2
1
6
1
1
2
1
23
11
1
1
48
22
5
43
5
30
11
16
11
15
16
20
4
3
6
7
17
78
33
39
14
29
9
7
27
30
2
19
1
1
23
20
13
2
1
17
17
6
2
21
10
4
5
20
4
23
2
21
32
31
28
30
20
61
35
43
49
193
71
12
29
38
43
38
6
7
5
4
18
15
19
5
2
3
23
2
45
53
49
52
75
65
57
62
77
97
75
117
102
124
49
61
79
88
92
82
106
63
47
72
28
81
67
69
70
79
131
116
102
118
92
127
138
121
64
26
151
122
118
97
190
5
2
1
2
1
1
1
116
137
132
188
137
159
114
1
38
5
4
7
101
47
9
9
10
1
19
1
1
3
1
1
1
6
9
34
128
103
73
80
79
93
78
21
43
42
3
23
32
13
47
1
1
74
9
61
47
21
109
11
36
23
18
14
13
25
31
37
34
31
42
32
31
40
37
1
1
1
43
2
1
2
10
2
3
6
2
1
1
1
62
1
1
1
4
1
3
4
9
13
1
1
1
1
2
1
5
10
1
32
61
56
69
13
1
7
11
18
31
2
23
38
3
2
1
34
1
7
1
1
1
36
15
22
58
2
31 1 17
61
4 11
21
APÊNDICE 14A - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO SITE 959D, LEG 159
106
117
22
87
24
16
174
104
57
84
37
58
23
2
31
2
17
1
4
5
5
3
13
3
12
10
2
7
7
42
61
25
1
40
1
1
47
109
3
2
8
1
1
16
2
10
1
43
43
54
33
1
1
1
21
23
1
2
26
16
1
1
1
9
9
26
1
1
13
2
3
2
1
7
16
1
7
6
1
7
7
2
1
6
10
51
25
7
1
7
27
29
9
37
46
43
31
29
27
19
21
3
22
36
1
5
6
1
2
2
1
1
1
1
1
1
9
9
9
7
8
37
4
17
27
30
33
10
24
34
26
8
18
7
1
1
1
1
1
28
14
2
1
9
36
18
3
25
11
5
3
21
30
54
10
3
12
4
1
8
2
14
3
1
3
4
2
1
6
1
1
1
1
1
3
2
3
1
1
1
10
6
4
14
9
17
17
1
4
5
10
3
2
1
1
3
Reticulofenestra bisecta
Nannotetrina pappii
Nannotetrina fulgens
Nannotetrina cristata
Markalius inversus
Helicosphaera neolophota
Girgisia gammation
Fasciculithus thomasii
Fasciculithus richardii
Fasciculithus lilianae
Fasciculithus alanii
Discoaster tanii
Discoaster strictus
Discoaster mohleri
Discoaster megastypus
Discoaster mediosus
Discoaster mahmoudii
Discoaster kuepperi
Discoaster elegans
Discoaster bifax
Discoaster acutus
Cyclicargolithus luminis
Cyclargolithus floridanus
Cruciplacolithus frequens
Coccolithus staurion
Coccolithus mutatus
Coccolithus formosus
Coccolithus eopelagicus
Chiasmolithus grandis
Chiasmolithus gigas
Chiasmolithus eograndis
Chiasmolithus consuetus
Bomolithus conicus
Blackite stilus
Coccosfera
Amostras
5
2
37
23
11
44
46
79
82
13
47
16
9
143
38
7
111
8
59
1 57
61
65
9
37
33
71
83
104
92
107
162
88
116
102
110
157
95
160
204
131
116
79
102
172
84
32
35
103
117
31
49
43
29
27
37
57
46
38
20
23
1
1
1
12
19
3
18
6
11
39
4
12
15
1
22
7
Estéril
18
126
117
128
19
11
22
57
8
18
31
37
2
63
68
33
47
6
1
26
10
1
4
5
27
9
30
10 6
9
14
13
26
21
41
52
37
14
138
52
61
19
1
13
2
22
3
Tribrachiatus orthostylus
Tribrachiatus contortus
Toweius pertusus
Toweius magnicrassus
Toweius eminens
Sphenolithus moriformis
Sphenolithus furcatolithoides
Rhomboaster cuspis
Rhomboaster bitrifida
Reticulofenestra umbilicus
92
143
Reticulofenestra stavensis
Estéril
Estéril
Estéril
NP17
11
3
NP16
1
11
1
1
16
14
8
8
11
NP15
NP14
NP13
Estéril
NP11
NP12
NP10
NP09
NP08
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
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26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
R
R
R
R
R
R
C
R
R
R
P
R
R
R
P
R
R
R
R
P
R
R
R
R
P
R
P
P
R
P
R
R
R
R
R
R
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C
P
R
R
C
C
R
C
R
C
P
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P
R
R
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R
P
C
C
C
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C
C
R
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R
R
C
P
P
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R
P
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C
A
C
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C
C
C
R
R
R
R
P
P
A
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C
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C
C
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R
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R
A
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C
R
R
R
A
C
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R
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P
R
R
R
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R
R
R
R
C
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R
C
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C
C
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C
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C
C
C
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R
R
C
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R
R
R
R
R
R
R
R
C
R
R
R
R
R
R
R
R
P
R
R
R
R
R
R
R
R
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C
C
C
C
P
R
R
R
P
P
C
A
A
C
C
C
P
A
A
C
C
C
C
C
R
C
R
P
R
R
R
R
R
P
R
P
R
R
R
R
C
C
C
R
C
R
R
C
A
R
R
R
R
R
P
R
R
R
C
C
C
C
R
R
R
R
R
C
C
R
R
R
R
C
R
R
R
R R C
P
C
C
R
C R P
C
R
R P
C
C
APÊNDICE 14B - DISTRIBUIÇÃO BIOESTRATIGRÁFICA DOS NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS NO SITE 959D, LEG 159 (CONTAGEM SEMI-QUANTITATIVA)
R
R
C
C
R
R
C
P
R
R
R
R
R
C
R
R
P
R
R
R
R
R
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
C
C
R
R
R
R
R
R
C
R
P
C
C
C
C
C
C
C
R
R
C
C
R
C
C
C
C
C
C
P
C
R
C
C
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
P
P
R
R
R
C
C
R
C
P
R
R
C
C
C
R
R
P
R
R
R
R
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
C
R
P
P
R
R
R
R
R
R
R
R
R
Reticulofenestra bisecta
Nannotetrina pappii
Nannotetrina fulgens
Nannotetrina cristata
Markalius inversus
Helicosphaera neolophota
Girgisia gammation
Fasciculithus thomasii
Fasciculithus richardii
Fasciculithus lilianae
Fasciculithus alanii
Discoaster tanii
Discoaster strictus
Discoaster mohleri
Discoaster megastypus
Discoaster mediosus
Discoaster mahmoudii
Discoaster kuepperi
Discoaster elegans
Discoaster bifax
Discoaster acutus
Cyclicargolithus luminis
Cyclargolithus floridanus
Cruciplacolithus frequens
Coccolithus staurion
Coccolithus mutatus
Coccolithus formosus
Coccolithus eopelagicus
Chiasmolithus grandis
Chiasmolithus gigas
Chiasmolithus eograndis
Chiasmolithus consuetus
Bomolithus conicus
Blackite stilus
Coccosphere
Amostras
R
R
C
C
P
C
C
C
C
P
C
P
R
A
C
R
A
R
C
C
C
C
R
C
C
C
C
A
C
A
A
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A
A
A
A
C
A
A
A
A
C
A
A
C
C
C
A
A
C
C
C
C
C
C
C
C
C
P
C
R
R
R
C
19
R
P
R
R
P
C
R
P
P
R
C
R
Estéril
P
A
A
A
P
P
C
C
R
P
C
C
R
C
C
C
C
R
R
C
R
R
R
R
C
R
C
R
R
P
P
C
C
C
C
C
P
A
C
C
P
R
P
R
C
R
Tribrachiatus orthostylus
Tribrachiatus contortus
Toweius pertusus
Toweius magnicrassus
Toweius eminens
Sphenolithus moriformis
Sphenolithus furcatolithoides
Rhomboaster cuspis
Rhomboaster bitrifida
Reticulofenestra umbilicus
C
A
Reticulofenestra stavensis
Estéril
Estéril
Estéril
NP17
P
R
NP16
R
P
R
R
P
P
R
R
P
NP15
NP14
NP13
Estéril
NP12
NP11
NP10
NP09
NP08
333
Apêndice 15
Índice de Diversidade de Shannon
334
APÊNDICE 15 - ÍNDICE DE DIVERSIDADE - SHANNON (H’)
ILARO-3
Amostra Abundância Total Índice de
Shannon
IL3 12
IL 3 13
IL 3 14
IL 3 15
IL 3 16
IL 3 17
IL 3 18
IL 3 19
IL 3 20
IL 3 21
IL 3 22
IL 3 23
IL 3 24
IL 3 25
IL 3 26
IL 3 27
IL 3 28
IL 3 29
IL 3 30
IL 3 31
IL 3 32
IL 3 33
IL 3 34
IL 3 35
IL 3 36
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
301
2,369475
0
Estéril
0
Estéril
317
2,266175
323
1,7191516
300
1,3594294
0
Estéril
306
2,378532
336
2,2348394
310
1,3312134
320
1,3838913
320
1,6393529
302
1,1730657
308
2,6304686
300
1,7982237
300
2,1078985
300
2,2283022
303
1,7802953
300
1,9146516
300
1,8552197
IL 3 37
IL 3 38
IL 3 39
IL 3 40
IL 3 41
IL 3 45
IL 3 47
IL 3 48
IL 3 49
IL 3 50
IL 3 52
IL 3 66
IL 3 69
IL 3 71
IL 3 73
IL 3 74
IL 3 76
IL 3 77
IL 3 78
IL 3 79
IL 3 80
IL 3 81
IL 3 84
IL 3 85
IL 3 86
IL 3 89
307
2,0299966
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
1,3070382
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
305
1,7791911
309
1,11302
307
2,2102485
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
2
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
335
ILARO-1
Índice de
Shannon
IL1 68
0
Estéril
0
Estéril
300
1,0449178
0
Estéril
301
0,65390533
0
Estéril
300
0,37878293
0
Estéril
302
0,5936538
0
Estéril
300
0,58888304
303
0,8853637
0
Estéril
305
1,2407595
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
0,67326736
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
301
2,2550693
300
0,6365142
314
1,9583017
300
0,14614475
0
Estéril
300
0,25608683
0
Estéril
300
0,31357357
0
Estéril
300
0,227511
0
Estéril
IL1 69
IL1 70
IL1 71
IL1 72
IL1 73
IL1 74
IL1 75
IL1 76
IL1 77
IL1 78
IL1 79
IL1 80
IL1 81
IL1 82
IL1 83
IL1 84
IL1 85
IL1 86
IL1 87
IL1 88
IL1 89
0
Estéril
300
1,7619498
305
1,6541353
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
1,6276903
302
1,3773692
300
1,5331705
306
1,2171184
300
1,4262909
300
1,4608799
0
Estéril
300
1,1803259
301
1,521541
303
1,483291
300
1,1032846
Amostra Abundância Total
IL1 28
IL1 29
IL1 30
IL1 31
IL1 32
IL1 34
IL1 35
IL1 36
IL1 37
IL1 38
IL1 39
IL1 40
IL1 41
IL1 42
IL1 44
IL1 45
IL1 46
IL1 47
IL1 48
IL1 49
IL1 50
IL1 51
IL1 52
IL1 53
IL1 54
IL1 55
IL1 56
IL1 57
IL1 58
IL1 59
IL1 60
IL1 61
IL1 62
IL1 63
IL1 64
IL1 65
IL1 66
IL1 67
336
ARAROMI
Shannon
AR 41
AR 46
AR 47
AR 50
AR 51
AR 53
AR 55
AR 56
AR 58
AR 59
AR 60
AR 63
AR 64
AR 67
AR 70
AR 72
AR 73
AR 74
AR 77
AR 79
AR 81
AR 82
AR 85
AR 87
AR 88
AR 90
AR 91
AR 92
AR 94
AR 96
AR 97
AR 98
AR 99
AR 100
AR 103
AR 104
318
1,6204606
306
1,9461261
0
Estéril
326
2,0478415
315
2,0234742
300
1,7333108
300
1,4004576
301
1,4410709
300
1,1749
0
Estéril
0
Estéril
300
2,0130348
0
Estéril
300
1,4655826
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
308
2,0511756
300
2
311
1,9674473
300
2,094236
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
336
2,2380571
0
Estéril
0
Estéril
302
2,2388482
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
302
1,1978846
Shannon
AR 107
AR 108
AR 109
AR 112
AR 114
AR 115
AR 117
AR 118
AR 119
AR 122
AR 123
AR 124
AR 128
AR 129
AR 130
AR133
AR 135
AR 136
AR 138
AR139
AR 141
AR 142
AR 143
AR 145
AR 148
AR 150
AR 151
0
Estéril
305
1,4953921
0
Estéril
0
Estéril
301
1,6552867
0
Estéril
0
Estéril
309
2,2241435
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
1,6203457
0
Estéril
0
Estéril
300
1,2886645
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
0,9371166
300
1,0690063
0
Estéril
0
Estéril
337
WASIMI
Amostra Abundância Total Índice de Shannon
W 17
W 18
W 19
W 20
W 26
W 27
W 32
W 34
W 35
W 36
W 37
W 38
W 39
W 51
W 52
W 53
W 54
W 55
W 56
W 58
W 59
W 60
W 61
W 62
W 63
W 64
W 65
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
2,5792675
300
2,4268901
300
2,4276206
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
300
2,5324314
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
338
SHAGAMU
SH - 32
SH - 31
SH - 30
SH - 29
SH - 28
SH - 27
SH - 26
SH - 25
SH - 24
SH - 23
SH - 22
SH - 21
SH - 20
SH - 19
SH - 18
SH - 17
SH - 16
Índice de Shannon
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
313
1,7853864
308
1,9272413
305
1,8564838
306
1,6793516
305
1,8248472
303
1,7494264
308
2,0615687
305
1,7025026
307
1,6529063
301
1,8664336
300
1,5175571
301
1,9841031
300
1,6116018
304
1,1994117
339
LEG 108
Amostra Abundância Total Índice de Shannon
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
0
Estéril
0
Estéril
0
Estéril
306
1,326503
309
1,006073
320
1,243359
300
0,798547
0
Estéril
300
0,445156
0
Estéril
315
0,563205
302
1,184814
300
1,001165
308
1,127687
305
0,94755
300
1,211666
304
1,238488
314
1,255856
301
1,072897
314
1,221984
340
LEG 159
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
0
0
0
301
310
318
0
305
300
302
303
303
0
0
0
0
304
318
303
311
311
301
301
302
316
326
315
310
309
310
316
302
315
303
301
311
307
318
304
Índice de
Shannon
Estéril
Estéril
Estéril
0,7527586
1,8407018
1,5801573
Estéril
1,3704001
1,9207169
2,0814638
1,8929645
1,4355116
Estéril
Estéril
Estéril
Estéril
1,7911605
1,5043373
1,8180848
1,7439971
1,6379323
1,9125531
1,8609666
1,6968479
1,881534
1,9381275
2,054858
1,7643218
1,8123541
1,5919161
1,9873468
1,8558778
1,3990537
1,8415022
1,6224957
1,6931914
1,500913
1,6617119
1,5852215
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
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56
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58
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60
61
62
63
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65
66
67
68
69
70
71
303
309
301
312
313
314
310
302
307
307
308
308
307
311
303
321
0
304
307
321
312
306
315
304
0
308
304
309
312
301
304
301
1,4215689
1,1993278
1,5664237
1,757315
1,893425
1,8638495
1,328533
1,8362483
1,7995365
1,9503036
1,969467
1,9319504
1,9135919
1,7613678
1,5694196
1,8697395
Estéril
1,1431934
1,5011244
1,5514394
1,2598844
1,2187022
1,1055099
1,3009335
Estéril
1,8538853
1,8154156
1,5349436
1,6082234
1,7950485
1,900112
1,321015
341
Apêndice 16
Lista de espécies encontradas
342
APÊNDICE 16 - LISTA TAXONÔMICA DAS ESPÉCIES ENCONTRADAS
Cretáceo
Ahmuellerella octoradiata – (Gorka, 1957) Reinhardt, 1964.
Ahmuellerella regularis – (Gorka, 1957) Reinhardt & Gorka 1967.
Arkhangelskiella cymbiformis - Vekshina, 1959.
Arkhangelskiella maastrichtiana - Burnett, 1997.
Arkhangelskiella specillata - Vekshina 1959.
Calculites percenis - Jeremiah, 1996.
Chiastozygus litterarius - (Gorka, 1957) Manivit, 1971
(Estampa 1, Figuras 4 e 5)
Cribosphaerella ehrenbergii - (Arkhangelsky, 1912) Deflandre in Piveteau, 1952.
Cylindralithus sculptus - Bukry, 1969.
Eiffellithus eximius – (Stover, 1966) Perch-Nielsen, 1968.
Eiffellithus gorkae - Reinhardt 1965.
Eiffellithus parallelus - Perch-Nielsen 1973.
Eiffellithus turriseifelii – (Deflandre in Deflandre & Fert, 1954) Reinhardt, 1965.
Lithraphidites carniolensis - Deflandre 1963.
Loxolithus armilla – (Black in Black & Barnes, 1959) Noël 1965.
Manivitella pemmatoidea –(Deflandre in Manivit, 1965) Thierstein 1971.
Microrhabdulus atenuatus – (Deflandre, 1959) Deflandre, 1963)
Microrhabdulus belgicus - Hay & Towe 1963.
Microrhabdulus decoratus - Deflandre, 1959. Deflandre 1963
(Estampa 3, Figuras 16).
Microrhabdulus undosus - Perch-Nielsen 1973.
(Estampa 3, Figura 17)
Micula decussata - Vekshina, 1959 (Gardet, 1955) Stradner, 1963.
Micula murus – (Martini, 1961) Bukry 1973.
Placozygus fibuliformis – (Reinhardt, 1964) Hoffmann 1970.
Prediscosphaera cretacea – (Arkhangelsky, 1912) Gartner 1968.
Prediscosphaera grandis - Perch-Nielsen 1979.
Prediscosphaera majungae - Perch-Nielsen 1973.
Prediscosphaera spinosa – (Bramlette & Martini, 1964) Gartner 1968.
Retecapsa crenulata – (Bramlette & Martini, 1964) Grün in Grün & Allemann, 1975.
(=Stradneria crenulata Bramlette & Martini (1964) Nöel, 1970).
Retecapsa surirella - (Deflandre & Fert, 1954) Grün in Grün & Allemann, 1975.
343
Staurolithites flavus - Burnett, 1997.
Staurolithites laffittei - Caratini, 1963.
Staurolithites imbricatus – (Gartner, 1968) Burnett, 1997.
Tranolithus minimus
Tranolithus phacelosus - Stover, 1966.
(Estampa 1, Figura 14 e 15).
Uniplanarius gothicus (=Quadrum gothicum) - (Deflandre, 1959) Manivit et al.1977.
Uniplanarius sissinghii (=Quadrum sissinghii) - (Deflandre, 1959) Perch-Nielsen, 1986.
(Estampa 4, Figura 4 e 5)
Uniplanarius trifidus - (Stradner, in Stradner & Papp, 1961) Hattner & Wise, 1980. (=Quadrum
trifidum Prins & Perch-Nielsen in Manivit et al., 1977).
Zeugrhabdotus bicrescenticus - (Stover, 1966) Burnett in Gale et al., 1996. (=Glaukolithus
compactus Bukry (1969) Perch-Nielsen, 1984).
Zeugrhabdotus embergeri – (Noël, 1959) Perch-Nielsen, 1984.
Watznaueria barnesae - (Black in Black & Barnes, 1959) Perch-Nielsen 1968.
Watznaueria biporta - Bukry 1969.
Thoracosphaera - Kamptner, 1927
Cretáceo: (Estampa 13, Figura 16). Paleógeno: (Estampa 13, Figuras 13 a 15).
Paleógeno
Acanthosphaera mitra – Varol (1989) Bown (2005). (=Zygrhablithus sagittus Varol, 1989)
Blackites inflatus – (Bramlette & Sullivan, 1961) Aubry, 1999.
Blackites spinosus – (Deflandre & Fert, 1954) Hay & Towe, 1962.
Blackites stilus - Bown, 2005.
Blackites tenuis – (Bramlette & Sullivan, 1961) Sherwood 1974.
Bomolithus conicus – (Perch-Nielsen, 1971) Perch-Nielsen 1984.
Braarudosphaera bigelowii – (Braarud & Gran, 1935) Deflandre, 1947.
Calciosolenia aperta – (Hay & Mohler, 1967) Bown, 2005.
Chiasmolithus bidens – (Bramlette & Sullivan, 1961) Hay & Mohler, 1967.
Chiasmolithus consuetus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Hay & Mohler, 1967.
Chiasmolithus danicus – (Brotzen, 1959) Hay & Mohler, 1967.
Chiasmolithus eograndis - Perch-Nielsen, 1971.
Chiasmolithus gigas - (Bramlette & Sullivan, 1961) Radomski 1968.
Chiasmolithus grandis – (Bramlette & Riedel, 1954) Radomski, 1968.
(Estampa 10, Figuras 5 a 7)
Chiasmolithus solitus – (Bramlette & Sullivan, 1961) Locker, 1968.
Coccolithus cachaoi - Bown, 2005.
344
Coccolithus eopelagicus – (Bramlette & Riedel, 1954) Bramlette & Sullivan (1961).
Coccolithus formosus - (Kamptner, 1963) Wise, 1973.(=Ericsonia formosa Kamptner, 1963;
Haq 1971).
Coccolithus mutatus – (Perch-Nielsen, 1971) Bown, 2005.
Coccolithus pelagicus – (Wallich, 1871) Schiller, 1930.
Coronocyclus nitescens – (Kamptner, 1963) Bramlette & Wilcoxon, 1967.
Cruciplacolithus asymmetricus - van Heck & Prins, 1987.
Cruciplacolithus cruciformis – (Hay & Towe, 1962) Roth, 1970.
Cruciplacolithus frequens – (Perch-Nielsen, 1977) Romein, 1979.
Cruciplacolithus intermedius - van Heck & Prins, 1987.
Cruciplacolithus primus - Perch-Nielsen 1977.
Cruciplacolithus staurion - (Bramlette & Sullivan, 1961) Gartner, 1971.
Cruciplacolithus tenuis – (Stradner, 1961) Hay & Mohler, 1967.
Cyclicargolithus floridanus – (Roth & Hay in Hay et al., 1967) Bukry, 1971.
Cyclicargolithus luminis – (Sullivan, 1965) Bukry, 1971.
Discoaster acutus - Bown, 2005.
Discoaster barbadiensis – (Tan, 1927) Bramlette & Riedel, 1954.
Discoaster bifax - Bukry, 1971.
Discoaster binodosus - Martini, 1958.
Discoaster deflandrei - Bramlette & Riedel, 1954.
Discoaster delicatus - Bramlette & Sullivan, 1961.
Discoaster diastypus - Bramlette & Sullivan, 1961.
Discoaster distinctus - Martini, 1958.
Discoaster elegans - Bramlette & Sullivan, 1961.
Discoaster kuepperi - Stradner, 1959.
(Estampa 14, Figura 14 a 16).
Discoaster lenticularis - Bramlette & Sullivan, 1961.
(Estampa 14, Figuras 17 a 20 e Estampa 15, Figura 1).
Discoaster lodoensis - Bramlette & Riedel, 1954.
Discoaster mahmoudii - Perch-Nielsen, 1981.
Discoaster mediosus - Bramlette & Sullivan, 1961.
Discoaster megastypus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen 1985.
Discoaster mohleri - Bukry & Percival, 1971.
Discoaster multiradiatus - Bramlette & Riedel, 1954.
345
Discoaster tanii nodifer - Bramlette & Riedel, 1954.
Discoaster saipanensis - Bramlette & Riedel, 1954.
(Estampa 15, Figuras 19 e 20 e Estampa 16, Figura 1).
Discoaster salisburgensis - Stradner, 1961.
Discoaster strictus - Stradner, 1961.
Discoaster sublodoensis - Bramlette & Sullivan, 1961.
Discoaster tanii - Bramlette & Riedel, 1954.
Ellipsolithus bollii - Perch-Nielsen 1977.
Ellipsolithus distichus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sullivan, 1964.
Ellipsolithus lajollaensis - Bukry & Percival, 1971.
Ellipsolithus macellus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sullivan, 1964.
Ericsonia robusta - (Bramlette & Sullivan, 1961) Edwards & Perch-Nielsen, 1975.
Fasciculithus alanii - Perch-Nielsen, 1971.
Fasciculithus billii - Perch-Nielsen, 1971.
Fasciculithus involutus - Bramlette & Sullivan, 1961.
Fasciculithus janii - Perch-Nielsen, 1971.
Fasciculithus lilianae - Perch-Nielsen, 1971.
Fasciculithus richardii - Perch-Nielsen, 1971.
Fasciculithus thomasii - Perch-Nielsen, 1971.
Fasciculithus tympaniformis - Hay & Mohler, 1967.
Fasciculithus ullii - Perch-Nielsen, 1971.
Girgisia gammation - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein (1979) Varol, 1989.
Helicosphaera lophota - (Bramlette & Sullivan, 1961) Jafar & Martini, 1975.
Helicosphaera neolophota - Bukry, 1984.
Helicosphaera seminulum - (Bramlette & Sullivan, 1961) Jafar & Martini, 1975.
Heliolithus kleinpellii - Sullivan, 1964.
Holodiscolithus sp. - Roth, 1970.
Lanternithus duocavus - Locker, 1967.
Lophodolithus mochlophorus - Deflandre, 1954.
Lophodolithus nascens - Bramlette & Sullivan, 1961.
Markalius inversus – (Deflandre, 1954) Bramlette & Martini, 1964.
Micrantholithus attenuatus - Bramlette & Sullivan, 1961. (=Micrantholithus inaequalis Martini,
1961).
346
Micrantholithus bulbosus - Bouché, 1962.
Micrantholithus discula – (Bramlettei & Riedel, 1954) Bown, 2005.
Micrantholithus hebecuspis - Bown, 2005.
Micrantholithus mirabilis - Locker, 1965.
Micrantholithus pingus - Bramlette & Sullivan, 1961.
Nannotetrina cristata – (Martini, 1958) Perch-Nielsen, 1971.
(Estampa 6, Figuras 19 e 20 e Estampa 7, Figuras 1 e 2).
Nannotetrina fulgens – (Stradner, 1960) Achutan & Stradner, 1969.
Nannotetrina pappii – (Stradner, 1959) Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus chiastus – (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus concinnus – (Martini, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus distentus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus imbriei - Haq & Lohmann, 1976.
Neochiastozygus junctus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus perfectus - Perch-Nielsen, 1971.
Neochiastozygus saepes - Perch-Nielsen, 1971.
Neococcolithes dubius – (Deflandre, 1954) Black, 1967.
Neococcolithes protenus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Black (1967).
Pedinocyclus larvalis – (Bukry & Bramlette, 1969) Loeblich & Tappan, 1973.
Pemma basquensis – (Bouché, 1962) Bybell & Gartner, 1972.
Pontosphaera duocava - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein, 1979.
Pontosphaera exilis - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein, 1979.
(Estampa 4, Figura 20 e Estampa 5, Figuras 1 a 3).
Pontosphaera multipora – (Kamptner, 1948) Roth 1970.
Pontosphaera ocellata - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1984.
Pontosphaera pulchra – (Deflandre, 1954) Romein, 1979.
Pontosphaera rimosa - Bramlette & Sullivan (1961) Roth & Thierstein, 1972.
Pontosphaera versa - (Bramlette & Sullivan, 1961) Sherwood, 1974.
Praeprinsius dimorphosus – (Perch-Nielsen, 1969), Varol & Jakubowsk, 1989.
Prinsius martini – (Perch-Nielsen, 1969) Haq, 1971.
Pseudotriquetrorhabdulus inversus - (Bramlette & Sullivan, 1961) Wise in Wise & Constans,
1976.
Reticulofenestra bisecta – (Hay et al., 1966) Roth, 1970 Bown, 2005.
Reticulofenestra dictyoda – (Deflandre in Deflandre & Fert, 1954) Stradner in Stradner &
Edwards, 1968.
347
Reticulofenestra minuta - Roth, 1970.
Reticulofenestra stavensis – (Levin & Joerger, 1967) Varol, 1989 Bown, 2005.
Reticulofenestra umbilica - (Levin, 1965) Martini & Ritzkowsky, 1968.
Rhomboaster bitrifida - Romein, 1979.
Rhomboaster bramlettei – (Bronnimann & Stradnerm, 1960) Proto Decima et al. (1975). Bybell
& Self-Trail, 1995.
Rhomboaster cuspis - Bramlette & Sullivan, 1961.
Scyphosphaera expansa - Bukry & Percival, 1971.
Sphenolithus anarrhopus - Bukry & Bramlette, 1969.
Sphenolithus editus – Perch-Nielsen in Perch-Nielsen et al.(1978).
Sphenolithus furcatolithoides - Locker, 1967.
Sphenolithus moriformis – (Brönnimann & Stradner, 1960) Bramlette & Wilcoxon, 1967.
Sphenolithus radians - Deflandre, 1952.
Sphenolithus primus - Perch-Nielsen, 1971.
Toweius crassus – (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1984.
Toweius eminens - (Bramlette & Sullivan, 1961) Perch-Nielsen, 1971.
Toweius magnicrassus – (Bukry, 1971) Romein, 1979.
Toweius ocultatus – (Locker, 1967) Perch-Nielsen, 1971.
Toweius pertusus – (Sullivan, 1965) Romein, 1979.
Toweius rotundus Perch-Nielsen in Perch-Nielsen et al., 1978.
Toweius selandianus - Perch-Nielsen, 1979.
Toweius serotinus - Bybell & Self-Trail, 1995.
Toweius tovae - Perch-Nielsen, 1971.
Tribrachiatus contortus – (Stradner, 1958) Bukry (1972). Bybell & Self-Trail, 1995.
Tribrachiatus digitalis – (Aubry, 1996) Bybell & Self-Trail 1997.
Tribrachiatus orthostylus - Shamrai, 1963 (=Rhomboaster orthostylus, Shamrai 1963; Bybell
& Self-Trail 1995).
Tribrachiatus spineus - (=Rhomboaster spineus, Shafik & Stradner, 1971) Romein, 1979.
Trochastrites hohnensis – (Martini, 1958) Bouché, 1962.
Trochastrites operosus – (Deflandrei, 1954) Martini & Stradner, 1960.
Zeugrhabdotus sigmoides - (Bramlette & Sullivan, 1961) Romein (1979) Bown & Young,
1997.
348
Zygrhablithus bijugatus – (Deflandre in Deflandre & Fert, 1954) Deflandre, 1959.
Zygodiscus plectopons - Bramlette & Sullivan, 1961 (=Z. herlynii, Sullivan, 1964; =Z.
bramlettei, Perch-Nielsen, 1981).

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