CELY MARINI MELO INDUÇÃO DE OVULAÇÃO EM ÉGUAS

CELY MARINI MELO
INDUÇÃO DE OVULAÇÃO EM ÉGUAS
Monografia
apresentada
à
disciplina
“Seminário em Reprodução Animal II” do
Programa
de
Medicina
Veterinária,
Reprodução
Pós-graduação
Animal,
em
Área
de
Curso
de
Doutorado, Campus de Botucatu da
Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia da UNESP –
Docentes responsáveis: Prof. Adj. Sony Dimas Bicudo
Profª. Adj. Maria Denise Lopes
BOTUCATU – SP
2006
Resumo
Com o desenvolvimento da indústria eqüina têm-se difundido cada vez mais as
biotecnologias aplicadas à reprodução. A utilização de agentes indutores da
ovulação no manejo reprodutivo de éguas apresenta um papel fundamental na
otimização dos resultados das biotecnologias, dentre elas a inseminação artificial,
seja pelo uso de sêmen refrigerado ou congelado, bem como na transferência de
embriões. Algumas raças, como é o caso do Puro Sangue Inglês, apresentam uma
estação reprodutiva restrita, sendo importante o controle ovulatório para maximizar o
uso do garanhão, reduzindo o número de coberturas e otimizar o ciclo das éguas,
especialmente as recém-paridas, com o objetivo de concentrar os nascimentos no
inicio da próxima estação reprodutiva em função do ano hípico nesta espécie. A
utilização da gonadotrofina coriônica humana (hCG) vem sendo empregado durante
muitos anos, entretanto, devido ao fato de ser uma grande molécula glicoprotéica,
induz a uma ação antigênica por parte do sistema imunológico quando utilizado mais
do que três vezes na mesma estação reprodutiva. Sendo assim, o uso de análogos
do GnRH (deslorelina) e do extrato de pituitária eqüina tem sido uma alternativa ao
uso do hCG na sincronização e indução da ovulação em éguas. O presente estudo
objetivou abordar o uso dos agentes indutores da ovulação na espécie eqüina, com
base na fisiologia reprodutiva desta espécie.
Palavras chaves: éguas, ovulação, hCG, deslorelina, extrato de pituitária eqüina
Sumário
Resumo
Introdução
1
Revisão de Literatura
3
1.0 Fisiologia do ciclo estral
3
1.1 Definições e termos
3
1.2 Duração das Fases do Ciclo Estral
3
1.3 Controle Endócrino da Função Ovariana
4
1.3.1) Hormônio Liberador de Gonadotrofina (GnRH)
4
1.3.2) Hormônio Folículo Estimulante (FSH)
4
1.3.3) Hormônio Luteinizante (LH)
5
1.3.4) Estrógeno
5
1.3.5) Inibina
6
1.4) Progestrerona
6
1.5) Prostraglandina
7
1.6) Dinâmica Ovariana
8
1.7) Ovulação
10
2.0) Indução da ovulação
12
2.1) Agentes indutores da Ovulação
12
2.1.1) Gonadotrofina coriônica humana (hCG)
12
2.1.2) Hormônio Liberador de Gonadotrofina (GnRH)
14
2.1.2.1) Down Regulation
15
2.1.3) Extrato de Pituitária Eqüina (EPE)
16
3.0) Considerações Finais
17
4.0) Referências
17
1
Introdução
Nos últimos cinco anos houve um aumento significativo na prestação de
serviços, na comercialização e no número de criadores envolvidos no setor de
eqüideocultura. Esse incremento na indústria eqüina está ocorrendo devido a
recuperação da economia brasileira e principalmente devido ao desenvolvimento e
utilização de novas biotécnicas de reprodução assistida, como sêmen refrigerado e
transportado, sêmen congelado e transferência de embriões.
Outro aspecto responsável por esse aumento se deve a aquisição de animais
de diferentes raças por criadores brasileiros nas ultimas três décadas, aumentando o
potencial genético do nosso plantel e colocando o Brasil num patamar elevado em
termos de criação de eqüinos e uso de diferentes biotécnicas da reprodução.
Considerando cada égua individualmente, a mesma pode apresentar uma
variabilidade quanto à duração do período de estro, momento da ovulação, bem
como do diâmetro folicular e ovulação. A aplicação das modernas biotecnologias na
reprodução eqüina, dentre elas a transferência de embrião e a inseminação artificial,
requerem um rigoroso controle do ciclo estral.
A alta variabilidade na duração do período do estro e a dificuldade em
predizer o momento exato da ovulação fizeram com que fossem desenvolvidos
métodos para o controle do ciclo estral e da ovulação, especialmente para aumentar
a performance reprodutiva tanto de garanhões como de éguas durante a estação de
monta (Veronesi et. al., 2003).
Além da égua ser classificada como poliéstrica estacional, ou seja, período
reprodutivo restrito a 6 meses, a raça de cavalos de corrida (Puro Sangue Inglês –
PSI) impõem algumas restrições adicionais quanto ao período de cobertura (Pycock,
2000), restringindo esse tempo. Tais restrições impostas exigem do Médico
Veterinário a preparação do garanhão tanto para as potras e éguas vazias, como
para as que iniciam a parição em meados de julho e devem ser cobertas no primeiro
cio pós-parto ou cio do potro, com o objetivo de otimizar o uso do garanhão e
antecipar e agrupar os partos do próximo ano.
Com relação às demais raças eqüinas criadas no Brasil, o emprego de
agentes indutores da ovulação contribui na melhoria da eficiência reprodutiva, uma
vez que viabiliza a redução do período de estro e sincroniza o momento das
2
inseminações, as quais ocorrem num período de até 48 horas após a indução. A
predição do momento da ovulação reduz o número de inseminações ou cobertura
por estro, reduzindo os gastos com o transporte de sêmen refrigerado e otimizando
tanto as doses de sêmen congelado, bem como o garanhão.
O objetivo do presente estudo é abordar protocolos de indução de ovulação
nas fêmeas eqüinas, tendo como embasamento a fisiologia do ciclo estral nesta
espécie.
3
REVISÃO DE LITERATURA
1.0)
Fisiologia do Ciclo Estral
1.1)
Definições e termos
A égua é classificada como poliéstrica sazonal uma vez que apresenta ciclos
repetitivos durante a estação do ano (Neely et al., 1985; McKinnon & Voss, 1993;
Blanchard et al., 1998). O ciclo estral é definido como o período de uma ovulação
até a outra subseqüente, o qual é acompanhado de sinais de estro e concentração
plasmática de progesterona inferior a 1ng/mL e composto de duas fases: folicular e
luteal (McKinnon & Voss, 1993; Blanchard et al., 1998). A fase folicular (estro)
envolve o processo ovulatório, sendo o período de receptividade sexual ao
garanhão, bem como a preparação do trato genital da fêmea para receber e
transportar os espermatozóides até o oviduto para a fertilização. A fase folicular nas
éguas se caracteriza pela fase final do crescimento folicular culminando com a
ovulação (Ginther, 1992) no ovário, onde são produzidos altos níveis de estrógeno
pelas células da granulosa. Entretanto, a fase luteal (diestro) compreende o
momento em que a fêmea não aceita o macho e o trato genital encontra-se
preparado para nutrir e receber o concepto (Blanchard et al., 1998). Após a
ovulação, a ruptura do folículo desenvolve um corpo lúteo, o qual secreta
progesterona e faz com que a fêmea rejeite o garanhão; o fim desta fase se dá no
momento em que ocorre a lise desta estrutura, aproximadamente 14 a 15 dias da
ovulação, dando início ao estro 1 a 2 dias após (McKinnon & Voss, 1993).
1.2)
Duração das Fases do Ciclo Estral
A maioria dos autores acredita que os ciclos estrais nas éguas são muito
irregulares. Esta irregularidade se deve a falta de padronização na detecção do
estro, a individualidade, ao fator racial, além de estudos em diferentes condições
ambientais por diferentes técnicos. Uma análise de diferentes estudos que
determinaram a duração das diferentes fases do ciclo estral na égua concluiu que o
período de estro, diestro e ciclo estral são em média: 6.5, 14.9 e 21.7,
respectivamente (Ginther, 1992; McKinnon & Voss, 1993).
4
1.3)
Controle Endócrino da Função Ovariana
As alterações no trato genital feminino, bem como o comportamento sexual
são controlados através de interações complexas dos hormônios hipotalâmicos,
hipofisários, ovarianos e uterinos. Os hormônios envolvidos neste controle são o
hormônio liberador de gonadotrofina (GnRH) pelo hipotálamo, as gonadotrofinas
(hormônio folículo estimulante – FSH e hormônio luteinizante – LH) pela hipófise
anterior, esteróides (progesterona e estradiol) bem como os hormônios peptídicos
(inibina) por parte do ovário e a prostraglandina (PGF2α) através do endométrio
(McKinnon & Voss, 1993).
1.3.1) Hormônio Liberador de Gonadotrofina (GnRH)
O GnRH é um decapeptídeo (10 aminoácidos) com peso molecular de 1183
daltons, sintetizado e armazenado na base do hipotálamo.
Este hormônio é
responsável pela conexão entre o sistema nervoso e endócrino. A liberação de
pulsos de GnRH através do sistema porta hipofisário estimula a síntese e liberação
de LH e FSH pela hipófise anterior (Hafez, 2000), os quais vão atingir os ovários
através do sistema circulatório (McKinnon & Voss, 1993). A frequência dos pulsos de
GnRH é mediada através da liberação da melatonina. Uma baixa freqüência ocorre
durante o anestro devido a alta concentração de melatonina devido a menor
luminosidade dos períodos de outono e inverno. A freqüência da liberação de GnRH
também se encontra diminuída durante o diestro como resultado do feedback
negativo exercido pelas elevadas concentrações de progesterona. A liberação de
gonadotrofinas pela hipófise anterior é mediada pela freqüência dos pulsos de GnRH
(Knottenbelt et al., 2003).
1.3.2) Hormônio Folículo Estimulante (FSH)
O FSH é o hormônio responsável pelo crescimento dos folículos ovarianos ou
de Graaf. Este hormônio na presença do LH estimula a produção de estrógeno
(Hafez, 2000) através de sua ligação às células da granulosa, inclusive dos folículos
pré-antrais e o estradiol por sua vez estimula a produção de mais células da
granulosa e aumenta a sensibilidade às gonadotrofinas. Sendo assim, o FSH
através do estrógeno é um potente estimulante folicular (Ginther, 1992).
5
A secreção de FSH é estimulada pelo comprimento do dia e suprimido pelo
estrógeno e a inibina, hormônio liberado pelos folículos em desenvolvimento
(Knottenbelt et al., 2003).
Durante a estação de monta as concentrações de FSH atinge dois picos em
intervalos de 10 a 11 dias. O primeiro pico de FSH ocorre próximo do final do estro e
coincide com o pico de LH próximo ou após a ovulação. O segundo pico se dá na
metade do diestro, quando a atividade folicular encontra-se baixa, em teoria este
pico é responsável pelo desenvolvimento de uma nova onda folicular a qual originará
o folículo ovulatório durante o próximo estro (Knottenbelt et al., 2003).
1.3.3) Hormônio Luteinizante (LH)
O LH é um hormônio glicoproteico composto de uma sub-unidade alfa e uma
beta com peso molecular de 30.000 daltons e uma meia vida biológica de 30
minutos. Os níveis tônicos e basais atuam em conjunto com o FSH na secreção
ovariana de estrógeno. O limiar pré-ovulatório é responsável pela ruptura da parede
do folículo e ovulação (Hafez, 2000).
As concentrações plasmáticas de LH são baixas nos dias 6 a 15 após a
ovulação devido a ação do feedback negativo da progesterona no hipotálamo,
causando a supressão do GnRH. As concentrações começam a aumentar próximo
ao início do estro (dia 17), quando não existe efeito da progesteronae provavelmente
ao estímulo positivo do estrógeno na freqüência do pulso de GnRH. O pico de LH
ocorre 2 dias após a ovulação e então declina lentamente. Devido a prolongada
meia-vida, o LH atinge concentrações basais em torno de 5 a 6 dias pós-ovulação
(Knottenbelt et al., 2003).
1.3.4) Estrógeno
As concentrações de estrógeno folicular atingem o pico 1 a 2 dias da
ovulação, decrescendo a concentrações basais 2 dias após a ovulação. Na ausência
de progesterona (concentrações <1ng/mL), o estrógeno secretado pelo folículo préovulatório induz a receptividade sexual, relaxamento da cervix e vulva, estimula
produção de secreções do trato genital, permite a passagem e o transporte
6
espermático, alem de ter um papel importante na maturação folicular e ovulação
(McKinnon & Voss, 1993).
1.3.5) Inibina
Inibina é um hormônio gonadal não esteróide hidrófilo que regula o FSH
através de feedback negativo (Squires & Seidel, 1995). Este hormônio glicoproteico
é composto de subunidades α e β (designada βA ou βB) (Hafez , 2000; Senger,
2003) produzidas pelas células da granulosa de mamíferos durante a fase folicular
(Nambo et al, 2002). Atuam na pituitária como um sinalizador químico inibindo a
liberação de FSH sem alterar a concentração de LH, conseqüentemente controlando
o desenvolvimento folicular (Hafez, 2000).
A manutenção do FSH em altas concentrações durante a fase folicular pode
evitar a atresia dos folículos menores, e com isso resultar em múltiplas ovulações
(Squires & Seidel, 1995). Algumas tentativas supressoras de inibina para indução de
múltiplas ovulações em éguas têm sido estudadas, com o intuito de impedir o seu
efeito (Mckinnon, et al., 1992), através da imunoneutralização de inibina, que
consiste na utilização de fragmentos sintéticos ou recombinantes da subunidade - α,
o que promove o bloqueio do mecanismo de feedback negativo da liberação de
FSH, permitindo a elevação dos níveis de FSH endógeno durante a fase folicular.
1.4)
Progestrerona
Progesterona (P4) é um hormônio esteróide secretado pelo corpo lúteo (CL),
placenta e glândula adrenal. Este hormônio é transportado para a corrente
sanguínea ligada a globulina, do mesmo modo que os andrógenos e os estrógenos.
Tem como função preparar o endométrio para implantação e manutenção da
gestação aumentando a atividade secretora das glândulas endometriais e inibindo a
motilidade do endométrio; inibe o estro e a liberação de LH a níveis elevados. Com
isso, a progesterona é um importante regulador do ciclo estral (Hafez, 2000).
A concentração de progesterona durante o estro encontra-se abaixo de
1ng/mL. Durante a fase de estro encontra-se inferior à 1ng/mL (normalmente
<0,5ng/Ml). Após 24 a 48 horas da ovulação esta concentração eleva-se
progressivamente, atingindo valores máximos de diestro (4 a 22ng/mL) entre os dias
7
5 a 7 pós ovulação. A concentração de P4 se mantém elevada até os dias 13 e 14
do diestro (aproximadamente 3 dias próximo do início do estro) e então regridem
rapidamente até atingirem os valores baixos, correspondente ao período de estro
(Ginther, 1992).
1.5)
Prostraglandina
As prostraglandinas são secretadas por quase todos os tecidos do organismo.
São classificadas como ácido graxo insaturado com um anel de ciclopentano. O
ácido aracdônico, um ácido graxo essencial, é precursor das prostraglandinas
PGF2α e PGE2 (Hafez, 2000). Este por sua vez é liberado na forma livre como
resultado da hidrólise da membrana fosfolipídica pela enzima fosfolipase A (PLA). O
ácido
aracdônico
é então
convertido
em
prostraglandina e
componentes
relacionados à via cilo-oxigenase, utilizando uma enzima do complexo microssomal
denominada
de
prostraglandina
sintetase.
A
PGF2α
e
PGE2
são
duas
prostraglandinas intimamente relacionadas à reprodução, sendo liberadas no trato
reprodutivo em função de estímulos endócrinos, neurais e físicos (Allen & Cooper,
1993).
A PGF2α atua como hormônio luteolítico, modulando a fase luteal, a função e
a duração do ciclo estral em éguas. O aumento da liberação uterina de PGF2α está
relacionado com a luteólise durante o ciclo estral. Na égua a liberação de PGF2α
ocorre entre 14 e 17 dias pós-ovulação e o primeiro pulso de PGF2α precede de em
torno de 3 a 4 horas do declíneo mensurável de P4. As concentrações de P4
regridem a valores basais (i.e., <1ng/mL) dentro de 24 e 48 horas, mas a liberação
substancial pulsátil de PGF2α se mantém por 1 a 2 dias após a luteólise completa
(Allen & Cooper, 1993).
A PGE2 tem papel importante no transporte de gametas e do embrião pelo
controle da função da musculatura lisa do oviduto (Woods et al., 2000). O embrião
eqüino secreta quantidades detectáveis de PGE2 quando atinge o estágio de
desenvolvimento de mórula compacta no dia 5 após a ovulação. Esse hormônio age
localmente relaxando as fibras da musculatura circular lisa na parede do oviduto,
permitindo um movimento progressivo rápido e entrada do embrião no útero 24
horas depois (Allen, 2001). A atividade eletromiográfica do oviduto da égua é
8
estimulada pela administração intramuscular de PGE2 (Troedsson et al., 1995) e a
administração local de PGE2 induz o relaxamento da musculatura circular do istmo
do oviduto (Weber et al., 1995).
1.6)
Dinâmica Ovariana
O desenvolvimento folicular nas espécies monovulares é subscrito em três
fases: primeiramente pela ativação do folículo primordial, em seguida ocorre o
recrutamento folicular, posteriormente a seleção de um ou dois folículos dominantes
em associação com a atresia dos folículos subordinados (Ginther & Bergfelt, 1993).
A ativação dos folículos primordiais é necessária para que ocorra a passagem
dos folículos quiescentes em uma reserva, para o pool de folículos em crescimento
(Russe, 1983). O primeiro sinal desta ativação é o retorno da proliferação das
células da granulosa, aumento do tamanho do oócito, ocorrendo a passagem do
estágio de folículo primordial para o de folículo primário (Hisfield, 1985).
O desenvolvimento folicular é caracterizado pela diferenciação e proliferação
das células da granulosa. A formação de múltiplas camadas de células foliculares
cúbicas indica a transformação de folículo primário em secundário. Acompanhando
este processo está a formação da zona pelúcida ao redor do oócito. Folículos
primários e secundários também são denominados como folículos pré-antrais
(Hafez, 2000).
Ginther (2000) definiu as ondas foliculares como as ondas maiores e ondas
menores. As ondas maiores são caracterizadas pelo desenvolvimento inicial de um
grupo de folículos que cresce rapidamente até que apenas um folículo , ou
ocasionalmente dois, torna-se dominante sobre os outros. Estas são divididas em
ondas primárias e secundárias, de acordo com o momento de sua emergência.
Quando a emergência ocorre durante o cio ou no início do diestro é classificada
como onda folicular secundária, a qual origina a um folículo dominante no diestro, o
qual pode regredir ou , mais raramente, ovular. A emergência da onda na metade do
diestro é denominada de onda folicular primária e produz um folículo dominante que
irá ovular durante a fase de estro. As ondas que não apresentam folículos
dominantes são classificadas como ondas menores.
Para que ocorra o recrutamento folicular, é necessário que haja uma elevação
das concentrações de FSH (Fortune, 1994). Em contrapartida, a redução dos níveis
9
de FSH coincide com o desvio nas taxas de crescimento entre o futuro folículo
dominante e os folículos subordinados da onda maior. O desvio também é precedido
pelo aumento nas concentrações de LH (Bergfelt, 1998; Gastal et al., 2000).
Com a diferenciação entre o folículo dominante e os subordinados, o folículo
dominante adquire a capacidade de refratariedade aos níveis decrescentes de FSH,
desencadeados pelo mesmo e por supressores do desenvolvimento dos folículos
subordinados (Fortune, 1994).
Sendo assim, o futuro folículo dominante encontra-se apto a suprimir os níveis
de FSH a concentrações inferiores as necessárias ao crescimento dos folículos
subordinados e adquire a habilidade de utilizar baixas concentrações de FSH para
prosseguir o seu desenvolvimento (Ginther, 2000). Frente à diminuição dos níveis de
FSH circulantes, a aquisição de receptores para LH pelas células da granulosa e as
mudanças na vascularização folicular e no sistema IGF parecem ser fundamentais
para a continuação do crescimento e diferenciação celular resultando em ovulação
(Fortune, 2001). As alterações hormonais inerentes ao ciclo estral da égua estão
dispostas em forma de gráfico na figura 2.
Fig 1: Controle hormonal do ciclo estral na égua. AP, hipófise anterior; LH, hormônio
luteinizante; GnRH, hormônio liberador de gonadotrofina (adaptado de Knottenbelt , D.C.,
Equine Stud Farm Medicine and Surgery, 1 ed, Saunders, 2003.
10
Fig 2: Alterações hormonais ocorridas durante do ciclo estral normal de 21 dias na espécie
eqüina, as setas demonstram o dia da ovulação (adaptado de Knottenbelt, D.C., Equine
Stud Farm Medicine and Surgery, 1 ed, Saunders, 2003).
1.7)
Ovulação
Durante o processo ovulatório, os folículos sofrem três alterações: a)
maturação citoplasmática e nuclear, b) ruptura da coesão entre as células do
cumulus e as células da granulosa e c) adelgaçamento e ruptura da parede folicular
externa (Hafez, 2000).
A maioria das éguas ovulam com folículo medindo 40 a 45mm, no período
correspondente a 24 a 48 horas do final do estro, o qual dura em média 6,5 dias.
Entretando, apesar destes parâmetros estarem bem estabelecidos para a maioria
das éguas, tanto o diâmetro folicular pré-ovulatório, bem como a duração do ciclo
estral são amplamente variáveis. Algumas éguas podem ovular com um folículo de
35mm de diâmetro
e com a consistência firme, considerando que outras não
ovularão até que o folículo atinja 50mm (Samper, 1997).
A utilização da consistência folicular tem sido defendida por alguns
pesquisadores e questionada por outros, por não ser uma avaliação suficientemente
segura em predizer o momento da ovulação.
Com relação a sensibilidade à
palpação, esta é variável de acordo com a égua, a qual pode demonstrar vários
graus de sensibilidade. A égua pode elevar o membro próximo ao abdômen, mover
as patas ou virar a cabeça para o examinador. Eventualmente sinais temporários de
cólica severa podem estar associadas a ovulação (Ginther, 1992).
A ovulação é resultado de alterações citológicas e bioquímicas na parede do
folículo para que a ovulação seja bem sucedida, o fluido folicular contendo o oócito
11
tem que passar através do epitélio folicular, da lâmina basal, teca interna, teca
externa, estroma ovariano, túnica albugínea e epitélio germinativo. Tipicamente
próximo ao momento que o folículo é estimulado pelo LH, este cresce o suficiente
para fazer uma protuberância na superfície do ovário, tanto que o estroma oferece
pouca ou nenhuma resistência à ovulação (McKinnon & Voss, 1993).
A detecção da ovulação pode ser realizada com o auxílio de ultra-sonografia
trans-retal conforme pode ser observado na figura 3.
Fig 3: seqüência de eventos da evacuação folicular. A) Folículo pré-ovulatório
aproximadamente 5 minutos antes da ovulação; B) Início do extravasamento do fluido
folicular; C-F) Imagens 37, 60, 60 minutos mais 15 segundos e 65 minutos após a imagem B.
De acordo com Fritz & Speroff (1982), o mecanismo da ovulação pode ser
resumido em:
a. Aumento do LH plasmático estimulando o aumento do AMPc intracelular;
b. O AMPc é o mediador da luteinização e da retomada da meiose, superando a
ação local do inibidor da luteinização e da maturação do oócito;
c. A síntese de progesterona aumenta e a parede folicular tem aumentada sua
capacidade de distenção;
d. Aumentam os níveis de prostaglandina que associado à plasmina e a
colagenase, digerem a parede do folículo ovariano;
e. O aumento dos níveis de LH completa a divisão reducional e formação do
primeiro corpúsculo polar;
f. A continuidade da digestão enzimática resulta na ruptura da parede folicular;
12
g. Ocorre a expulsão do oócito;
h. Invasão da granulosa luteinizada pelos vasos sanguíneos.
2.0)
Indução da Ovulação
Em éguas cíclicas o propósito de se induzir a ovulação é melhorar o manejo
reprodutivo e sincronizar a ovulação o mais próximo possível da cobertura,
inseminação ou conveniência. Quando a monta natural ou sêmen fresco são
utilizados, o intervalo entre a inseminação e a ovulação pode variar entre 0 a 48
horas. Quando do uso de sêmen congelado, uma maior acurácia é necessária, e o
intervalo deve ser menor que 24 horas (Palmer, 1993).
A maneira mais apropriada para selecionar o momento de induzir a ovulação
consiste na utilização de agentes indutores quando um folículo de 33mm é
detectado em éguas pôneis e um de 35mm em éguas, momento em que o folículo
encontra-se responsivo ao LH (Palmer, 1993). Deste modo, após a indução da
ovulação, a maioria das éguas irão ovular no período correspondente a 36 e 48
horas da indução, demonstrando uma variação individual acentuada, a qual pode
estar relacionada ao diâmetro ovulatório de cada animal (Samper, 1997).
A ultra-sonografia é uma ferramenta bastante eficiente na indução da
ovulação, não somente pela acurácia proporcionada pela mensuração do diâmetro
folicular, como também pela classificação do escore do edema endometrial
(variando de 0 a 5, sendo 0 a ausência de edema e 5 o edema máximo). De acordo
com Samper (1997) a indução da ovulação com hCG quando o escore de edema
encontra-se entre 4 e 5, associado a um folículo entre 35 a 40 mm de diâmetro
apresenta 95% de eficácia nos dois primeiros ciclos.
2.1)
Agentes indutores da Ovulação
2.1.1) Gonadotrofina coriônica humana (hCG)
O hCG tem sido utilizado por muitos anos para diminuir o período de estro e
acelerar a ovulação, sua eficiência é amplamente demonstrada na indução da
ovulação quando um folículo pré-ovulatório é detectado de fato, a administração do
hCG em éguas com um folículo pré-ovulatório de pelo menos 35mm é capaz de
induzir a ovulação em até 48 horas em 80% dos casos (Bergfelt, 2000).
13
Portanto, a utilização de hCG aumenta a probabilidade de um ciclo ovulatório
estar associado a uma única cobertura, viabilizando o planejamento do
acasalamento. Objetivando inseminar cada vez mais éguas uma única vez o mais
próximo possível da ovulação (Veronesi et al., 2003). A administração do hCG em
éguas em cio contendo mais de um folículo pré-ovulatório tem ampliado a
possibilidade de ocorrer dupla ovulação (Woods & Ginther, 1983).
Uma única dose de hCG é utilizada para induzir a ovulação. Aparentemente
não existe um padrão ou nível de dose, variando entre 1000UI a 6000UI ou mais,
sendo que a maioria das doses utilizadas é entre 2000 a 3000 UI. O momento da
administração do hCG normalmente é ditado pela associação de alguns fatores,
dentre eles: a) período do ano, b) comportamento de estro, c) ecotextura uterina,
tônus uterino e cervical, d) ecotextura da parede do folículo pré-ovulatório e f)
diâmetro e formato do maior folículo. De todos os fatores citados, a administração do
hCG é realizada quando um folículo atinge 35mm de diâmetro durante a fase
folicular (Bergfelt, 2000).
Apesar de ser um agente indutor de ovulação largamente utilizado, o hCG
apresenta a inconveniência de induzir a formação de anticorpo após algumas
injeções sucessivas (Duchamp et al., 1987). Roser et al. (1979) demonstraram que
a formação de anticorpos se inicia após 2 a 5 injeções de hCG, mas falhou em
demonstrar refratariedade, a despeito das altas taxas de anticorpos, discordando de
Sullivan et al., (1973), os quais observaram a refratariedade após a terceira
administração do hCG.
A utilização de uma dose de dexametasona (20mg de fofato de sódio de
dexametasona + 40mg fenilpropionato de dexametasona) simultaneamente ao hCG,
objetivando a inibição da formação de anticorpos não foi eficiente de acordo com
Duchamp et al. (1987), entretanto estes mesmos autores admitem a possibilidade de
uma única dose não ser eficiente na inibição do sistema imunológico.
McCue et al. (2004) também observaram que repetidas doses de hCG
durante a estação de monta está relacionada com a menor eficácia na indução da
ovulação, sugerindo a utilização deste agente no máximo duas vezes por estação de
monta. Os mesmos autores também observaram uma redução no percentual
ovulação entre 24 e 48 horas após a indução nas
(acima de 15 anos).
éguas com idade avançada
14
2.1.2) Hormônio Liberador de Gonadotrofina (GnRH)
Muitos estudos tem avaliado o uso do GnRH e seus análogos no controle do
ciclo estral de éguas. A administração do GnRH sintético durante o estro estimula a
liberação de LH e reduz a duração do estro (Irvine et al., 1975). O desenvolvimento
de agonistas e análogos de GnRH aumentou a meia vida deste hormônio através de
modificações estruturais no GnRH natural, o que permitiu o aumento nos níveis de
LH por 12 a 24 horas após a administração dos mesmos (Bergfelt, 2000).
A maioria dos análogos são produzidos pela substituição e/ou remoção dos
aminoácidos da molécula natural de GnRH. A substituição da glicina na posição 6
por D-alanina, triptofano ou serina confere uma maior estabilidade estrutural e
metabólica, aumentando a meia-vida e a açãodo análogo (Monahan et al., 1973).
Um dos agonistas do GnRH utilizados na espécie eqüina é a burserelina, a
qual foi bem sucedida quando administrada duas vezes ao dia após a detecçao de
um folículo de 35mm (Squires et al., 1981).
A deslorelina é um análogo do GnRH produzido pela substituição da glicina
na posição 6 pelo triptofano, retirando a glicina da posição 10 e adicinando uma
amida
na
prolina
da
posição
9
(6-D-triptofano-9-(N-etil-L-prolinamida)-10-
Desglicinamida LH-RH). Encontra-se disponível na forma comercial de Ovuplant ,
um implante de curta duração que libera 2,2mg a cada 2 a 3 dias. Este implante de
deslorelina tem-se demonstrado eficiente em aumentar as concentrações de LH e
induzir a ovulação em éguas cíclicas (McKinnon et al., 1993; Squires et al., 1994;
Mumford et al., 1995)
Três estudos compararam o Ovuplant com o hCG e obtiveram um intervalo
entre tratamento e ovulação, respectivamente, de 1.98 a 1.88 dias (McKinnon et al.,
1993), 46,9 a 43 horas (Meinert el al., 1993) e 2, 2 a 2,2 dias (Vanderwall et al.,
2001).
Melo et al. (2005) compararam o uso de deslorelina (1 mg/IM) com o extrato
de pituitária eqüina (EPE) (10mg/IV) e constataram que ambos os agentes foram
eficientes na indução da ovulação, sendo que o período ovulatório após a
administração da deslorelina e do EPE, foram respectivamente: 38, 9 e 34, 7 horas.
Mumford et al. (1995) compararam o efeito do número de implantes
subcutâneos (1, 3 ou 5 implantes de 2,2mg de deslorelina) injetados após a
detecção de um folículo de 35mm, repetindo o mesmo protocolo por três vezes com
15
a mesma éguas. Estes autores não observaram diferenças entre as doses utilizadas,
bem como não foi observado nenhum efeito deletério na administração da
deslorelina durante três ciclos consecutivos. Com relação às taxas de ovulação,
quando da injeção de um implante de deslorelina, 83,3% das éguas ovularam num
intervalo de até 48 horas da injeção e para 3 ou 5 implantes, foram de 73,3 e 85,7 ,
respectivamente.
Samper et al. (2002) compararam o uso de hCG (Chorulon, Intervet) com a
deslorelina (Ovuplant – Pharmacia and UpJohn Co), nas doses de 2500 UI e 2,2mg
respectivamente. As éguas foram distribuídas aleatoriamente nos dois grupos e a
ovulação foi induzida quando as éguas apresentaram edema uterino com escore
entre 2 a 4. O intervalo entre a indução e a ovulação foi maior para as éguas que
receberam hCG (28 a 96 horas) em relação às que receberam a deslorelina (36 a 42
horas). Com isso pode-se concluir a eficiência da deslorelina em reduzir o número
de coberturas, bem como o número de visitas do veterinário para realizar o controle
folicular, sendo de grande auxílio para os programas de transferência de embrião e
inseminação artificial, especialmente para sêmen refrigerado e congelado.
2.1.2.1) Down Regulation
Os receptores de GnRH quando estimulados continuadamente e uma
eventual redução no número de receptores são fatores que levam a refratariedade
deste hormônio, acarretando na supressão das gonadotrofinas endógenas. A falta
de gonadotrofinas inibe a função reprodutiva, incluindo o desenvolvimento folicular, a
ovulação e a fase luteal (Fraser, 1981). A redução do número de gonadotrofos tem
sido denominada de “down regulation”, o que tem sido um eficiente método
contraceptivo (Irvine, 1983). Dentre as possíveis causas para a redução nas
concentrações de LH e FSH encontra-se a redução na secreção endógena de GnRH
pelo hipotálamo (Crowder et al., 1986), desensibilização da pituitária ao estímulo do
GnRH e/ou a depleção de LH e FSH pela pituitária.
A prolongada supressão das gonadotrofinas pelo down regulation seguido do
estímulo elevado e constante pelo GnRH geralmente é ocasionado pela redução da
sensibilidade dos gonadotrofos (Heber and Swerdloff, 1981; Nett et al., 1981;
Sandow, 1983), mais que pela estimulação do GnRH (Belchetz et al., 1978;
Zilberstein et al., 1983).
16
De um modo geral, acredita-se que as éguas sejam relativamente refratárias
ao down regulation ocasionado pelos análogos do GnRH (Fitzgerald et al., 1993;
Irvine and Alexander, 1993). Em equinos, o tratamento com análogos de GnRH por
período prolongado (28 dias) e altas doses (1,3mg/kg/dia) reduziu a concentração de
LH semelhante as outras espécies (Fitzgerald et al.,1990). O tratamento de éguas
com altas doses de análogo de GnRH (10mg/dia) resultou em uma supressão
reversiva da atividade ovariana causando uma redução na duração do ciclo estral
(Palmer and Quellier, 1988).
2.1.3) Extrato de Pituitária Eqüina (EPE)
O extrato de pituitária eqüina tem sido usado em diversos protocolos de
superovulação em éguas (Douglas, 1974 e 1979; Lapin & Ginther, 1977; Woods &
Ginther, 1983; Alvarenga et al, 1999 e 2001).
Duchamp et al. (1987) demonstraram que uma única administração de 25mg
de EPE, na presença de um folículo de 35mm de diâmetro, induziu a ovulação em
75% das éguas no período entre 24 e 48 horas.
Medeiros et al. (2005) compararam o uso do EPE na concetração de 10 e 5
mg intravenoso e constataram que ambas as doses foram eficientes em induzir a
ovulação em um período de 48 horas do momento da ovulação, sendo para 10 e
5mg, respectivamente, 34,4±6,72 e 37,54±3,05horas.
O extrato de pituitária eqüina ao contrário do hCG não induz a formação de
anticorpos. Entretanto deve-se levar em consideração a heterogeneidade das
amostras de EPE (Palmer, 1993).
Além da eficiência do EPE na indução de ovulação em éguas,
outra
vantagem é o estreito do intervalo entre a indução e a ovulação , o que favorece o
uso de sêmen congelado nesta espécie, por reduzir o número de inseminações sem
o comprometimento da fertilidade (Melo, 2005).
17
3.0)
Considerações Finais
A indústria eqüina vem se desenvolvendo a cada dia, sendo o Brasil o
segundo maior rebanho de eqüinos do mundo, contando com um plantel de
qualidade de nível internacional, crescendo com isso, o interesse no aprimoramento
das biotecnologias da reprodução.
A utilização de agentes indutores de ovulação é uma importante ferramenta
na aplicação das biotecnologias reprodutivas, dentre elas, o uso de sêmen
refrigerado e/ou congelado e na transferência de embriões; atuam reduzindo o
intervalo pré-ovulatório, facilitando a sincronização da ovulação e com isso
otimizando o uso do garanhão, bem como das doses de sêmen e sincronizando as
doadoras e receptoras nos programas de inseminação artificial.
Entretanto, para que possa ser eficiente, a utilização das drogas indutoras de
ovulação deve ser realizada com o acompanhamento diário do estro, através de
palpação retal e ultra-som, monitorando o crescimento folicular e o edema uterino,
para que a administração seja realizada no momento adequado e não haja falha na
indução.
4.0)
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