- Mestrado em Horticultura Irrigada

18
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Vigna ungüiculata
De acordo com a literatura, cita-se a região oeste da África, mais
precisamente a Nigéria, como centro primário de diversidade da espécie Vigna
unguiculata (STEELE & MEHRA, 1980; NG & MARÉCHAL, 1985), entretanto,
PADULOSI & NG (1997) afirmam que provavelmente Transvaal, na República
da África do Sul, é a região de origem desta espécie.
Acredita-se que o feijão caupi foi introduzido na América Latina, no
século XVI, pelos colonizadores espanhóis e portugueses, primeiramente nas
colônias espanholas e em seguida no Brasil, provavelmente no Estado da
Bahia (WATT, 1987; FREIRE FILHO et al., 1981; FREIRE FILHO, 1988). A
partir da Bahia o caupi foi levado pelos colonizadores para outras áreas da
região Nordeste e outras regiões do país.
2.2- Classificação e Informações Botânicas
O caupi (V. unguiculata (L.) Walp.) é uma planta Dicotiledônea, que
pertence à ordem Fabales, família Fabaceae, subfamília Faboideae, tribo
Phaseoleae,
subtribo
Phaseolinea,
gênero
Vigna,
secção
Catiang
(VERDCOURT, 1970; MARECHAL et al., 1978; PADULOSI & NG, 1997).
As folhas são, em geral, alternas e compostas, podem ser pinadas,
bipinadas, trifoliolares e digitadas. Há presença de estípulas que podem ser de
tamanho variado, e que muitas vezes essa estípula é transformada em
espinho. São de hábito variado podendo ser herbáceas, trepadeiras, arbustivas
e arbóreas. Suas flores são andróginas, zigomórfa ou actinomorfas,
heteroclamídeas. O cálice gamossépalo ou raramente dialissépalo, com
prefloração aberta, valvar ou imbricada. Androceu tipicamente com 10
estames, sendo que em alguns gêneros podem ter em maior ou menor
número. Gineceu de ovário súpero, unicarpelar, unilocular, às vezes divididos
19
por falsos séptos, em geral multiovulado. O fruto é mais comumente do tipo
legume, monocarpelar, seco e deiscente, sendo que às vezes pode ser
indeiscente (WATSON DALLWITZ , 1992).
2.3. Relações hídricas
Segundo SINGH (1995), mais de 60% do cultivo de feijão em países da
América Latina, África e Ásia sofrem redução na produção devido à falta
d’água, pois o requerimento hídrico da planta, durante o seu ciclo, não é
satisfeito.
A disponibilidade hídrica é considerada o fator climático de maior efeito
sobre a produtividade agrícola, sendo o fator que rege a distribuição das
espécies, nas diferentes zonas climáticas do globo. Na zona tropical (América
do Sul, África, Ásia), a incidência de baixos índices de precipitação é muito
maior que nas outras zonas, apesar de existirem regiões secas. (TURNER &
JONES, 1980; KRAMER & BOYER, 1995).
Por outro lado, em condições irrigadas, se a umidade relativa do ar for
baixa, sobretudo nas horas mais quentes do dia, pode ser necessário diminuir
a abertura dos estômatos, reduzindo a condutividade estomática e, por
conseqüência, o fluxo de água da planta para a atmosfera, isso para não haver
desidratação do vegetal, pois o fluxo de água do solo para a planta seria menor
que o da planta para a atmosfera (TARDIEU & SIMONNEAU, 1998).
O teor de água no solo é um dos componentes do ciclo hidrológico que
influência diretamente na quantidade de água disponível para as culturas
agrícolas, que por sua vez afeta o desenvolvimento, crescimento, rendimento e
a necessidade de irrigação (SILVA et al., 2006).
O conhecimento da demanda hídrica de uma cultura, baseando-se nas
disponibilidades de água de diferentes regiões agroclimáticas, bem como “in
loco”, é de grande importância para um correto planejamento agrícola,
tornando possível a regionalização do seu cultivo e a diminuição dos riscos, de
modo a propiciar condições para a obtenção de elevados rendimentos
(MOUSINHO, 2005).
20
A interação entre a demanda evaporativa da atmosfera, o potencial de
água no solo, a distribuição do sistema radicular e os processos fisiológicos
revelam o estado energético da água na planta (CLARK & HILER, 1973),
podendo ocorrer combinação de processos comportamentais, morfológicos,
anatômicos, fisiológicos e bioquímicos e que dependem, primordialmente, de
processos moleculares (NOGUEIRA et al., 2001).
Por meio da utilização de dados de registros históricos de precipitação
pluviométrica e evapotranspiração da cultura, podem-se ter, previamente, pela
realização de um balanço de água no solo, as demandas totais e diárias de
irrigação, em função da época e local de cultivo, bem como os retornos
esperados. Mediante a especialização destes parâmetros, pode-se planejar
como estudos futuros, as datas de semeadura e regiões geográficas mais
adequadas, possibilitando minimizar os riscos e garantir a sustentabilidade
alimentar e econômica dessa atividade agrícola. Entretanto, a água sendo um
fator ambiental que influencia na produtividade, é imprescindível conhecer a
sensibilidade da cultura quando sofre influência de diferentes potenciais
hídricos (matriciais) do solo (MOUSINHO, 2005).
2.4- Estresse hídrico
Estresse hídrico é, em geral, definido como um fator externo, que exerce
uma influência negativa sobre a planta. O conceito de estresse hídrico está
relacionado ao de tolerância ao estresse, que é a aptidão da planta para
enfrentar um ambiente desfavorável. Um ambiente estressante para uma
planta pode não o ser para outra, ou seja, a tolerância à seca varia de espécie
para espécie e mesmo dentro de uma espécie, entre variedades (LUDLOW,
1976).
Os estádios de desenvolvimento mais sensíveis ao estresse hídrico nas
plantas, em geral são: a emergência, a floração e a fase inicial de frutificação, e
menos sensíveis, na fase vegetativa ou de maturação do órgão colhido
(BASCUR et al., 1985; GUIMARÃES, 1996; PIMENTEL et al., 1999b,c).
21
Estudos de estresse hídrico durante o desenvolvimento do milho indicam
que o período de florescimento é o estágio mais sensível para a determinação
da produção e que reduções na produção de grãos e no número de grãos por
planta podem ser superiores a 50% quando a seca coincide com este período
(DURÃES et al., 2002a,b). SHOUSE et al. (1981) analisando o efeito do
estresse hídrico na produção de feijão-caupi, verificaram que o estresse
durante os estádios de florescimento e enchimento das vagens exerceu
influência negativa reduzindo a produção de grãos, entre 35 e 69%.
O efeito do estresse hídrico nos diferentes estádios de crescimento e
produção de grãos, principalmente, durante as fases de floração e formação
das vagens na cultura do caupi, reduz a produção em 44 e 29%,
respectivamente, quando comparado com plantas que não sofreram estresse
hídrico (LABANAUSKAS et al.,1981).
Segundo GOMES-FILHO & TAHIM (2002), apesar de ser considerado
uma cultura tolerante à seca, pesquisas têm mostrado que a ocorrência de
estresse hídrico no feijão-caupi, principalmente o período crítico da cultura,
restringe a uma fase relativamente curta entre a época de floração e o início da
maturação (enchimento dos grãos).
A gradual imposição do estresse hídrico é importante para que os
mecanismos de tolerância à seca sejam ativados na planta (HANSON & HITZ,
1982), permitindo discriminar melhor uma variação genotípica.
A resposta da planta à seca é caracterizada por mudanças fundamentais
na relação da célula com a água, nos seus processos fisiológicos, na estrutura
de membranas e de organelas celulares, além das mudanças morfológicas e
fenológicas da planta, alterando a relação do seu dossel com o ambiente.
Em nível da planta, uma resposta usual ao estresse, antes mesmo de
haver variação no conteúdo em água dos tecidos, é a diminuição do
crescimento, associado com alterações no metabolismo de carbono e de
nitrogênio (YORDANOV et al., 2000; LAWLOR, 2002).
A diminuição da produtividade de muitas espécies sujeita a diferentes
tipos de estresse, como o salino, osmótico, hídrico, é muitas vezes associada
com a redução da capacidade fotosssintética. Porém, muitos estudos mostram
22
que a diminuição da atividade fotossintética sob estresse hídrico pode ser
atribuída a limitações relacionadas ou não com os estômatos (ZLATEV &
YORDANOV, 2004).
Sabe-se que o estômato fecha para limitar a transpiração, mas também
limita a absorção de CO2, o qual causa uma diminuição na atividade
fotossintética (YANG et al., 2006). A limitação à absorção de CO2 imposta pelo
fechamento do estômato pode promover um desequilíbrio na atividade
fotoquímica do fotossistema II e o elétron requerido pelo ciclo de Calvin-Benson
é direcionado para um nível de excitação energética e subseqüente danos
(fotoinibição) do fotossistema II (BAKER & ROSENQVIST, 2004).
A concentração de açúcares no citoplasma (controlada pela demanda
em outros tecidos) vai regular a taxa de assimilação de CO2 e/ou a síntese ou
hidrólise do amido, ambos no cloroplasto (LEEGOOD, 1996).
Provavelmente, sob desidratação, os níveis de carboidratos no
citoplasma, que são alterados (PIMENTEL, 1998), vão ativar as respostas da
planta ao estresse hídrico e/ou participar delas, como no ajuste osmótico, que é
feito somente por algumas plantas (MORGAN, 1984). Com a desidratação, há
uma diminuição do conteúdo de amido na célula, sobretudo no estádio II de
desidratação, com a redução na fotossíntese e aumento de açúcares solúveis
(ROSSIELLO et al., 1981b; PIMENTEL, 1999). Segundo SINCLAIR & LUDLOW
(1986), no estádio II, a transpiração começa a ser menor que o seu potencial,
começando a haver fechamento estomático.
Com a imposição do estresse e redução da assimilação de CO 2, o amido
de reserva começa a ser hidrolisado, para suprir a respiração de manutenção
(KRAMER & BOYER, 1995) e, com isto, haverá maior acúmulo de carboidratos
solúveis, aminoácidos [devido ao aumento da proteólise (ROY-MACAULEY et
al., 1992)] e ácidos orgânicos (HANSON & HITZ, 1982). Quanto ao
metabolismo de proteínas, no estádio I, já ocorre paralisação da biossíntese
protéica (KRAMER & BOYER, 1995) e, no estádio II, começa a haver proteólise
(ROY-MACAULEY et al., 1992), o que causa aumento do conteúdo de
aminoácidos livres nos tecidos e redução no conteúdo protéico (PIMENTEL,
1999).
23
Dessa forma, em condições de estresse hídrico, vários processos
fisiológicos são alterados, tais como fotossíntese, abertura estomática,
produção de ácido abscísico, abscisão foliar e ajuste osmótico (TAIZ &
ZEIGER, 2004).
A capacidade de expressar o ajuste osmótico, bem como a natureza do
principal soluto responsável pelo aumento do potencial osmótico, difere
substancialmente entre espécies e cultivares (MARTIM, 2003).
MCCREE & RICHARDSON (1987) trabalhando com beterraba (Beta
vulgaris) uma espécie com ajuste osmótico e feijão de corda (Vigna
ungüiculata), uma espécie considerada sem ajuste osmótico, que economiza
água durante o estresse pelo fechamento estomático, observaram que o ajuste
osmótico promoveu a tolerância à desidratação, mas não teve um efeito maior
sobre a produtividade nas duas espécies.
Para manter a absorção de água em condições de estresse osmótico,
muitas plantas acumulam solutos orgânicos no citosol e/ou íons inorgânicos no
vacúolo, os quais alteram o potencial osmótico, num mecanismo conhecido
como ajuste osmótico (HOPKINS, 1999).
O acúmulo de solutos durante episódios de estresse hídrico resulta
numa parcial ou total manutenção do turgor celular (BARLOW, 1986). Estes
solutos orgânicos de baixo peso molecular ficam alojados no citossol, lúmen,
matriz ou estroma de organelas (RHODES & SAMARAS, 1994; YEO, 1998).
Neste agrupamento de moléculas, estão incluídos açúcares (trealose,
sacarose), proteínas solúveis (LEA, osmotina, deidrinas), aminoácidos e
aminas, compostos quaternários de amônia (glicina-betaína, prolina-betaína) e
polióis (manitol, sorbitol) (VOLKMAR, 1998; YEO, 1998; ASHARAF & HARRIS,
2004).
Tipicamente, as vias de síntese destes compostos são conectadas ao
metabolismo básico e as moléculas que necessitam de via biossintética
adicionais, têm estas vias acionadas pela condição de estresse. Contudo, o
custo metabólico para produção destas moléculas é alto, pois consome uma
quantidade de carbono significativa, que poderia ser utilizada para o
crescimento (GREENWAY & MUNNS, 1980).
24
Estes solutos orgânicos, na maioria, são álcoois, carboidratos solúveis,
N-aminossolúveis, sais de amônio quaternário e sais sulfônicos terciários
(RODHES & HANSON 1993, TROSSAT et al., 1998), que diminuem o potencial
osmótico e, consequentemente, mantém o potencial hídrico e o turgor de suas
células próximo do nível ótimo (BRAY, 1993; 1997). Acredita-se também que
possam contribuir para a estabilidade das proteínas e das membranas
celulares, além de exercerem efeitos protetores contra radicais livres de
oxigênio (GREENWAY & MUNNS 1980; BOHNERT & SHEN 1999). Os íons
inorgânicos (K+, NO3-, Cl-, etc.) são acumulados ativamente, promovendo, junto
com os compostos orgânicos, o ajuste osmótico, em plantas que apresentam
esta resposta (MORGAN, 1984).
Entre os N-aminossolúveis que se acumulam em resposta ao estresse
osmótico, a prolina é indiscutivelmente o mais relatado. No entanto, há autores
que sugerem que o acúmulo de prolina é apenas uma conseqüência do
estresse e não uma resposta adaptativa. LIU & ZHU (1997) utilizando mutantes
de Arabidopsis thaliana sensíveis ao estresse salino, observaram que ocorria
maior acúmulo de prolina em relação aos tipos selvagens (tolerantes).
O acúmulo desse composto sob estresse hídrico tem sido associado
com a tolerância das plantas a essa condição desfavorável, podendo
representar um mecanismo regulador da perda de água, mediante aumento da
osmolaridade celular (FUMIS & PEDRAS, 2002).
A síntese de osmólitos, incluindo prolina, em plantas submetidas a
estresse hídrico, é usada pelas plantas para estabilizar as membranas e
manter a conformação de proteínas em baixo potencial hídrico. A síntese e o
acúmulo de outros osmólitos variam entre as espécies, assim como entre os
cultivares de uma mesma espécie. Prolina é também conhecida por estar
envolvida em reduzir danos nos tilacóides das membranas, por eliminar ou
reduzir a produção de O2 (REDDY et al., 2004). Aumento no teor de prolina foi
observado em milho de diferentes cultivares quando submetidos a estresse
hídrico (CHANDRASEKAR et al., 2000; EFEOGLU et al., 2008).
Outros autores relatam que o acúmulo de prolina pode, também, ser
interpretado como sintoma de danos causados na planta pelo estresse
25
(HASEGAWA et al., 1986; DAS et al., 1990) ou tal acúmulo teria, também, a
função de proteger as células dos processos de desnaturação sob estresse
hídrico (SHEVYAKOWA, 1984), proteção da integridade celular (STEWART &
LEE, 1974; SHEVYAKOWA, 1984) ou ainda, participar na constituição de um
estoque de N e C que poderia ser utilizado depois do período de estresse
(TAYLOR, 1996).
A exposição de feijão-caupi à seca induz diminuição no crescimento
foliar (SILVEIRA et al., 2001) e alteração no metabolismo de nitrogênio, com
acúmulo de amônia livre, seguido de um aumento na proteólise (CARDOSO,
2000), aumento no pool de aminoácidos livres associados e substancial
acúmulo de prolina. A rota metabólica responsável pela síntese de prolina mais
expressiva em plantas tem início no aminoácido glutamato, o qual pode ser
produzido por hidrólise de proteínas, por reações de transaminação ou pelas
reações catalisadas pelo ciclo GS/GOGAT (VALPUESTA et al., 1992).
Outras substâncias podem ser alteradas em resposta ao estresse
hídrico, como as enzimas da classe oxidoredutase, entre elas a peroxidase
(GASPAR et al., 1982), as quais estão ligadas ao estresse oxidativo, como
conseqüência da formação de espécies reativas de oxigênio (ERO), tais como
íon superóxido, peróxido de hidrogênio e radicais hidroxilas, que são
detrimentais para a sobrevivência das plantas. Os vegetais, muitas vezes,
possuem um sistema de defesa, envolvendo enzimas como a catalase (CAT
EC 1.11.1.6) e peroxidase (EC 1.11.1.7), relacionadas com a eliminação de
peróxido de hidrogênio gerado em resposta ao estresse hídrico, salino, entre
outros (KOHLER et al., 2009).
O excesso de ERO pode causar problemas fitotóxicos nas plantas,
enquanto baixos níveis podem ser usados como sinais de adaptação. Assim,
ERO não são simplesmente produtos tóxicos do metabolismo, mas também
funcionam como moléculas sinalizadoras do estresse biótico ou abiótico
(FOYER et al., 1997; DAT et al., 2000).
A seca pode inibir a fotossíntese pela produção de ERO no cloroplasto.
Numerosos estudos relatam aumento do estresse oxidativo durante o estresse
hídrico (BOO & JUNG, 1999). O acúmulo de ERO durante tais condições,
26
originário principalmente da diminuição da fixação de CO2, permite maior
afinidade dos elétrons ao O2 (SGHERRI et al., 1996), promovendo danos
irreversíveis à célula, dependendo da concentração.
O peróxido de hidrogênio é um constituinte do metabolismo oxidativo e
pode reagir com radicais superóxidos, formando radicais oxigênio e radicais
hidroxilas, na presença de traços de ferro ou cobre (SMITH et al.
1989;
BOWLER, et al. 1992). Os radicais hidroxilas produzidos iniciam reações
próprias, conduzindo a peroxidação dos lipídeos das membranas e a
destruição de proteínas (HALLIWELL, 1987; BOWLER et al., 1992). As
peroxidases controlariam o nível de peróxidos, diminuindo danos provocados
por ERO.
A peroxidase é uma importante enzima das plantas e está envolvida em
diversas reações, ligações de polissacarídeos, oxidação do ácido indol-3acético, ligações de monômeros, lignificação, cicatrização de ferimentos,
oxidação de fenóis, defesa de patógenos, regulação da elongação de células e
outras (GASPAR et al., 1982; KAO, 2003).
O aumento da atividade desta enzima em plantas submetidas a
condições adversas do meio, pode ser fator determinante da capacidade de
adaptação dessas plantas, podendo essa atividade ser identificada como um
marcador bioquímico de estresse, como relatado por PIZA et al. (2003) em
abacaxi e por LIMA et al. (1999) em feijão.
A real função do ajuste osmótico pode estar potencialmente ligada à
eliminação de radicais livres, gerando, como função adicional, a retenção de
água (HARE e CRESS, 1997).
27
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1- Localização do experimento
O experimento foi conduzido na Estação Experimental de Bebedouro, da
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – Embrapa Semi-Árido, em
Petrolina, Estado de Pernambuco, cujas coordenadas geográficas são 09°09’
de latitude sul e 40°22’ de longitude oeste, com altitude de aproximadamente
365,5m, no período de julho a outubro de 2007.
3.2- Parâmetros climáticos
De acordo com a figura 01, nos meses de setembro e outubro as
precipitações
médias
foram
de
0,6mm
e
0,4
mm,
apresentando
evapotranspiração de referência mensal de 6,0mm e 6,4mm e temperaturas,
com mínimas de 19,6 e 21,1ºC e máximas de 32,3ºC e 34,2ºC,
respectivamente. Inversamente proporcional à evapotranspiração, a umidade
relativa média do ar, decresceu de 53,8% para 49,2%. A radiação solar global
foi crescente, sendo em julho de 15,4 ly/dia e, em outubro de 21,9 ly/dia.
100
90
80
Precipitação (mm)
70
Eto de referência (mm)
60
Temperatura (ºC) Min.
Temperatura (ºC) Máx.
50
U.R. do ar (%)
40
Radiação solar (Ly/dia)
30
Insolação (horas)
20
Velocidade Vento (m/s)
10
0
Julho
Agosto
Setembro
Outubro
Figura 1. Médias mensais dos parâmetros climáticos. Fonte: Embrapa Semi-Árido, Estação
Experimental de Bebedouro. Petrolina – PE, 2009.
28
Estes parâmetros ambientais influenciam a transpiração na medida em
que alteram o gradiente de vapor d’água entre a superfície da folha e o ar que
a envolve, sendo os principais parâmetros o balanço de energia entre o sol e a
folha, a umidade e a temperatura do ar, o vento e a disponibilidade hídrica do
solo (ANGELOCCI, 2002).
3.2.1- Precipitação pluvial
As precipitações pluviais médias, ocorridas nos meses de Julho a
Outubro de 2007, estão discriminadas na figura 02. No mês de setembro, não
houve precipitação nos dias da coleta das folhas (21/09/08 e 24/09/2007), com
temperaturas mínimas e máximas de 22,50ºC a 33,44ºC e de 19,55ºC a
35,59ºC, com média mensal de 26,50ºC, respectivamente.
1,6
1,4
1,2
1
Semana 01
Semana 02
0,8
Semana 03
Precipitação (mm)
0,6
Semana 04
0,4
0,2
0
Julho
Agosto
Setembro
Outubro
Meses (2007)
Figura 2. Precipitação pluvial. Fonte: Embrapa Semi-Árido, Estação Experimental de
Bebedouro. Petrolina – PE, 2009.
3.3- Solo – características físicas e químicas
As análises físicas e químicas do solo foram realizadas nos laboratórios
de solos e água da Embrapa Semi-Árido e os resultados são apresentados nos
quadros 01 e 02.
29
Quadro 01- Análise física do solo
Profundidade
(cm)
Areia
(%)
Silte
(%)
Argila
(%)
Densidade aparente
(g/cm3)
Densidade real
(g/cm3)
0 – 15
82
12
7
1,28
2,55
15 – 30
79
12
9
1,28
2,56
30 – 45
74
9
18
1,27
2,55
45 – 60
68
10
21
1,28
2,56
Fonte. Embrapa Semi-árido, Lab. de solo e água (www.embrapa.cpatsa.br). Petrolina,
2007
Quadro 02- Análise química do solo
Prof. (cm)
M.O.
g/Kg
pH
H2 O
C.E.
dS/m-1
P
mg/dm3
K
cmolc/dm3
Ca
cmolc/dm3
Mg cmolc/
dm3
Al
cmolc/dm3
S
cmolc/dm3
CTC cmolc/
dm3
V%
0 – 15
3,21
6,2
0,44
29
0,35
2,65
0,8
0,05
3,32
4,14
79
15 – 0
2,58
6,1
0,33
11
0,32
2,05
0,75
0,05
3,14
4,05
78
30 – 45
1,86
6
0,38
4
0,3
2,3
0,8
0,05
3,42
4,41
77
45- 60 1,39 6
0,29
3
0,26
2,6
0,75
0,05
3,63
4,62
Fonte. Embrapa Semi-árido, Lab. de solo e água (www.embrapa.cpatsa.br). Petrolina, 2007
78
3.4- Delineamento experimental e análise estatística dos dados
O delineamento experimental adotado foi blocos ao acaso, com quatro
repetições, arranjados em parcelas subdivididas, em que as parcelas principais
consistiram de dois regimes de irrigação (com e sem estresse hídrico) e as
subparcelas de oito genótipos, totalizando 64 unidades experimentais. Para a
análise estatística dos dados do experimento, empregou-se o software SASLEARNING EDITION 4.1 (2006).
3.5- Controle da irrigação dos experimentos
A aplicação de água foi realizada através de sistema de irrigação
localizados com gotejadores espaçados de 0,5m, com vazão nominal de 2,2 L/
h, trabalhando a uma pressão de serviço de 1,5 Kgf/cm2.
30
Foram realizados testes de vazão para cada bloco, e através das vazões
médias efetuaram-se os cálculos do tempo de irrigação por experimento
(genótipos intermediários e tardios).
Adotou-se o critério de manejo da irrigação via dados agro-climáticos,
com a lâmina total de irrigação não ultrapassando os 350 mm (valor da
precipitação mínima média ocorrida nos últimos 20 anos na Estação
Climatológica de Bebedouro, Petrolina-Pernambuco).
Para os cálculos das lâminas de irrigação, foram utilizados coeficientes
de cultura (Kc) (ANDRADE JUNIOR et. al., 2000) para as condições do semiárido, reajustadas para as condições dos ciclos de produção de cada genótipo.
Os dois grupos de genótipos de feijão-caupi (intermediário e tardio)
foram regularmente irrigados até o período de pré-floração, quando foi
suspensa a irrigação por oito dias. Após a aplicação do estresse hídrico, as
plantas voltaram a ser irrigadas, com as mesmas lâminas de 271mm e 284mm
para os genótipos intermediários e tardios, respectivamente. Parcelas de todos
os genótipos, tanto para os intermediários como para os tardios, com irrigação
normal durante todo o ciclo da cultura, foram incluídas para aferir o efeito do
estresse hídrico nos parâmetros estudados.
As lâminas totais de irrigação aplicadas foram:
1) Genótipos de ciclo intermediário (TE 90-169-4F, TE 90-180-5F, BR-12
Canindé e Balinha).
- Irrigação sem estresse hídrico – 306 mm
- Irrigação com estresse hídrico na pré-floração - 271 mm
2) Genótipos de ciclo tardio (Marataoã, BR-14 Mulato, Vita e T-28)
- Irrigação sem estresse hídrico – 325 mm
- Irrigação com estresse hídrico na prefloração - 284 mm
31
3.6- Instalação e condução do experimento
As linhas de irrigação, com gotejadores a cada 0,50m, foram instaladas
no campo espaçadas de 1,40m, sendo plantada uma fileira de plantas em cada
lado da linha com espaçamento de 0,50m x 0,50m e uma planta por cova.
As irrigações foram iniciadas no dia 24/07/2007 para todos os
tratamentos. O plantio foi no dia 25 de julho de 2007 e a colheita nos dias 15 de
outubro (ciclo intermediário) e 18 de outubro de 2007 (ciclo tardio). Os tratos
culturais se deram de acordo o manejo convencional da cultura.
3.7- Metodologias e parâmetros avaliados
Coletas de Amostras: foram realizadas, durante a pré-floração
(21/09/08 e 24/09/2007), coletas com 04 amostras, contendo 2 folhas
completas trifoliadas (3º entrenó do ápice para baixo), de cada genótipo nas
quatro repetições, sendo todas destinadas às análises com matéria fresca.
Foram identificadas, acondicionadas e levadas para laboratório em sacos
plásticos e sob gelo em caixa de isopor fechada. No laboratório da Embrapa
Semi-Árido foram congeladas em nitrogênio líquido e mantidas em freezer a –
80ºC.
As análises bioquímicas de carboidratos, peroxidases, proteínas totais
solúveis
e
prolina, foram
realizadas
no
Laboratório de
Genética
e
Melhoramento de Plantas, da Embrapa Semi-Árido, em Petrolina-PE, no
segundo semestre de 2008.
3.7.1- Produção de grãos de Feijão Caupi
A colheita de grãos foi realizada na área útil do experimento que
correspondeu a 7m2, sendo o peso de grãos dividido pelo número de plantas
da área útil para se obter a produção por planta (g/planta).
32
3.7.2- Prolina
Utilizou-se o método de BATES et. al. (1973), adaptado por TORELLO e
RICE, (1986), modificado. O homogeneizado em ácido sulfossalicílico 3% foi
agitado por 01 hora e centrifugado a 5.000 rpm por 10 minutos. O
sobrenadante foi usado para análise de prolina. A reação se deu em tubo de
ensaio contendo 2mL do filtrado (fonte de prolina), adicionando-se 2mL de
ninhidrina ácida (BATES et al., 1973) e 2mL de ácido acético glacial. Em
seguida, a amostra foi mantida por 1 hora em banho Maria 100ºC. Após o
resfriamento, a intensidade da cor foi medida a 520nm. As absorbâncias
obtidas foram comparadas com a curva padrão de prolina (Merck) e, os
resultados obtidos expressos em micromoles de prolina por microgramas de
material fresco (µmol/µg MF). As concentrações, em µg, usadas na reta padrão
foram de 0,152; 0,243; 0,523; 0,757; 0,99 e 1,19.
3.7.3- Proteínas Solúveis Totais
As proteínas totais solúveis foram quantificadas de acordo com o
método de BRADFORD (1976), com pequenas modificações, utilizando-se o
reagente Coomassie Brilhante Blue G-250. Como referência padrão foi utilizada
a proteína Albumina Sérica Bovina - BSA. Amostras de folhas foram
homogeneizadas em tampão fosfato de potássio 0,2 M, pH 7,0 e centrígufado
por 10 minutos a 10.000 rpm. Do sobrenadante foi retirada uma alíquota para
análise de proteínas solúveis e a leitura foi realizada em espectrofotômetro a
595nm. Os resultados foram comparados com uma curva padrão e expresso
em miligramas de proteína por grama de massa fresca (mg/g-1MF).
As
concentrações, em μg, usadas na reta padrão foram de 20, 40, 60 e 100μg.
3.7.4- Açúcares solúveis Totais
Foram determinados pelo método proposto por YEMN & WILLS (1954),
usando Antrona. Como padrão foi utilizado a glicose e os resultados foram
33
expressos em porcentagem de açúcares solúveis totais. A leitura foi realizada a
620 nm e o resultado expresso em miligramas de carboidratos totais solúveis
por grama de massa fresca (mg.açúcar/g. MF). As concentrações usadas, em
μg, na reta padrão foram de 0,102; 0,256; 0,384; 0,792; 1,101; 1,378 e 1,82.
3.7.5- Peroxidases (EC 1.11.1.7)
Extração da enzima: Foi determinada pelo método de WISSEMANN &
LEE (1980), com pequenas modificações: aproximadamente, 0,2g de tecido
vegetal (folhas) foi triturado em gral de porcelana, contendo 5 mL de tampão
fosfato pH 7,0, 0,1M, sendo o homogenado resultante, centrifugado 10 minutos
a 10.000 rpm. O sobrenadante obtido foi utilizado como fonte de enzima. Todas
essas operações foram realizadas entre 0 - 4°C.
Sistema de reação: Foi utilizado o método descrito por MATSUNO &
URITANI (1972) com pequenas modificações: 0,025mL do extrato foram
adicionados a 0,250mL de H2O2 3% (v/V), 4,25mL de Guaiacol 1% (v/V) e
agitados. Após a permanência por 05 minutos em banho-maria a 30°C, a
reação foi interrompida com 0,5mL de Bissulfito de sódio 30% (preparado na
hora) e, a absorbância medida a 470nm. A velocidade da reação foi expressa
em UAE/mg de amostra fresca/minuto. Para o cálculo da atividade de
peroxidase foi utilizado, aproximadamente, 0,200g da amostra em 4,25mL de
tampão fosfato e 0,025mL do extrato enzimático, sendo que o valor resultante
de 1,17 mg em 1g, representou a Unidade de Atividade Enzimática – UAE por
min.
34
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1- Produção
A ocorrência do estresse hídrico na pré-floração foi capaz de induzir
reduções em termos de produção de grãos (g/planta) em alguns genótipos.
Esta constatação reforça que os genótipos apresentaram excelentes
mecanismos de adaptação à seca.
Nos genótipos de ciclo intermediário, houve uma redução da produção
média em 23,81%, 22,73%, 19,05% e 7,70% para os genótipos Balinha, TE-90180-5F, TE-90-169-4F e BR-12 Canindé, sob irrigação com e sem estresse
hídrico na pré-floração, respectivamente.
Nos genótipos de ciclo tardio, o T-28 sobressaiu em produção de grãos,
não sendo afetado pelo estresse de umidade em relação aos demais
genótipos. A produção (g/planta) foi de 27,78%, 21,05% e 12,5%, para os
genótipos Vita-3, BR-14 Mulato e T-28, sob irrigação com e sem estresse
hídrico na pré-floração.
Resultados obtidos por TURK et al. (1980) mostraram reduções em
grãos de feijão-caupi, quando o estresse hídrico foi aplicado na época da préfloração e no enchimento dos grãos. Por outro lado, RONDE & SPREETH
(2007) observaram que mutante de caupi IT96D-602, não sofreu baixa no
rendimento sob estresse hídrico, o que seria tecnicamente correto classificá-lo
como extremamente tolerante à seca e que devido ao seu pobre rendimento,
não pode ser recomendado para agricultores com base na sua tolerância à
seca, diferente do que se verifica no genótipo T-28, que não sofreu redução na
produção de grãos sob estresse hídrico, mantendo a produção alta.
35
4.2- Parâmetros Bioquímicos: Açúcares Solúveis Totais, Peroxidases,
Proteínas Solúveis Totais e Prolina.
As características bioquímicas estudadas em genótipos de plantas
expressam o potencial de tolerância à seca, quando submetidos ao estresse
hídrico, através da osmoregulação de compostos orgânicos.
A análise de variância para as características bioquímicas: açúcares
solúveis totais, atividades de enzimas peroxidase, proteínas solúveis totais e
prolina (quadro 03), revelou efeito significativo, pelo teste F, para atividade de
peroxidases, proteínas solúveis totais e prolina, em genótipos e, para a variável
prolina, em irrigação.
Quadro 03. Resumo da análise de variância para os parâmetros: açúcares,
peroxidases, proteínas e prolina. Petrolina-PE, 2009.
Fontes de variação
G. L.
Blocos
Irrigação
Blocos*Irrigação
Genótipos
Irrigação*Genótipos
Erro Experimental
Total
C.V. (%)
3
1
3
7
7
42
63
Probabilidade > F*
Açúcares Peroxidases Proteínas
0,0623
0,8004
0,0276
0,9295
0,3270
0,2849
0,4229
0,2387
0,3095
0,2482
0,0010
0,0198
0,5071
0,7465
0,8543
23,32
21,52
23,64
Prolina
0,0586
0,0066
0,5768
0,0306
0,0512
30,76
* Nível descritivo pelo teste F; C.V = Coeficiente de Variação em percentagem
Tabela
01.
Médias
dos
açúcares
(mg.açúcar/g.MF),
proteínas
(mg.proteína/g.MF), peroxidases (UAE/g/min), e prolina (μmol.prolina/μg.MF)
em função dos grupos de genótipos. Juazeiro-BA, 2009.
Irrigação
Irrigado (testemunha)
Estresse hídrico
Variáveis (Médias*)
Açúcares
22,884
22,759
Peroxidases
Proteínas
Prolina
177,54
166,17
32,856
35,028
1,165 b
1,452 a
* Médias na mesma coluna, seguidas de mesma letra, não diferem entre si, pelo teste t de
Student ao nível de 0,05 de probabilidade.
36
Os genótipos
de feijão-caupi
avaliados
apresentaram
eficientes
mecanismos de tolerância à seca. Verifica-se, pelo teste de comparação de
médias, apresentados na tabela 2, para a variável açúcares totais, onde os
genótipos
de
ciclo
intermediário
BR-12
Canindé,
e
TE-90-180-5F,
apresentaram maior incremento nos teores, apesar de não ocorrer diferença
significativa.
Para atividade da peroxidase, ocorreu maior atividade significativa nos
genótipos TE-90-169 e Balinha, porém não diferiram dos genótipos TE 90-1805F, BR-12 Canindé e Marataoã. O maior teor de Proteínas ocorreu no BR 14
Mulato, diferenciando-se dos demais genótipos (tabela 02).
Para a variável prolina, o genótipo TE 90-169-4F, demonstrou diferença
significativa dos demais genótipos estudados. Os genótipos Balinha, seguidos
do BR-12 Canindé e TE-90-180-5F, apresentaram maiores teores de prolina,
quando comparados aos demais genótipos (tabela 02).
Tabela
02.
Médias
dos
açúcares
(mg.açúcar/g.MF),
proteínas
(mg.proteína/g.MF), peroxidases (UAE/g/min), e prolina (μmol.prolina/μg.MF)
em função dos grupos de genótipos. Juazeiro-BA, 2009.
Gen. Intermediários
Variáveis (Médias*)
Açúcares
Peroxidases
Proteínas
Prolina
TE 90 – 169 – 4F
TE 90 – 180 – 5F
BR 12 Canindé
Balinha
22,786 a
24,795 a
26,241 a
20,849 a
186,600 a
162,800 ab
166,250 ab
191,540 a
28,767 b
33,395 b
30,270 b
31,125 b
1,677 a
1,305 abc
1,391 abc
1,569 ab
Genótipos Tardios
Marataoã
BR 14 Mulato
Vita 3
T – 28
19,079 a
23,000 a
23,153 a
22,666 a
169,01ab
149,440 b
111,260 c
143,660 c
34,242 b
44,109 a
35,196 b
34,435 b
1,084 c
1,115 c
1,080 c
1,247 bc
* Médias na mesma coluna, seguidas de mesma letra, não diferem entre si, pelo teste de t de
Student ao nível de 0,05 de probabilidade.
37
4.2.1- Açúcares Solúveis Totais
Embora não se tenha verificado diferença pelo teste F e, confrontando
os resultados dos tratamentos com e sem estresse hídrico na pré-floração, a
Figura 03 revelou, nos genótipos de ciclo intermediário (TE-90-180-5F e TE-90169-4F) maiores variações no conteúdo. Nos genótipos BR-12 Canindé e
Balinha houve pouca variação, apresentando freqüências próximas.
Nos genótipos de ciclo tardio, com exceção do T-28, ocorreu o inverso
com decréscimos nos teores deste soluto, sob tratamento de estresse hídrico.
35,00
30,00
25,00
mg.
Açú
car/
g.M
F
20,00
15,00
10,00
5,00
0,00
TE-90169-4F
TE-90180-5F
BR-12 Balinha Marataoã BR-14
Canindé
Mulato
Vita - 3
T - 28
Genótipos
Figura 03. Teores de açúcares solúveis totais em função dos genótipos e da irrigação. Irrigado
durante todo o ciclo ( ); Estresse hídrico na pré-floração ( ).
A acumulação de açúcares solúveis totais em plantas, como resposta ao
estresse hídrico, é bem documentada e tem sido considerado por ter um
importante papel no ajustamento osmótico (KAMELI & LOSEL, 1995; HARE et
al., 1998; BAJJI et al., 2001).
Durante estresse hídrico, o potencial hídrico pode ser mantido pelo
ajuste osmótico e os açúcares podem servir, também, como solutos
compatíveis baixando o potencial. Exemplo disso está em plantas sensíveis à
seca, como espinafre (Spinacea oleracea), que aumenta a síntese de sacarose
Duran/te o estresse hídrico (INGRAM & BARTELS, 1996).
38
Nota-se que para os genótipos TE 90-180-5F, TE 90-169-4F, T-28, BR12 Canindé e Balinha, houve aumento nos teores de carboidratos, sob estresse
hídrico, em 33,82%, 13,81%, 13,50%, 6,48% e 3,82%, respectivamente,
podendo ser uma resposta bioquímica ao estresse hídrico e que essas
moléculas, as quais poderiam estar sendo usadas para o ajuste osmótico
induzido por esta condição desfavorável. CASTRO et al., (2007), trabalhando
com folhas de Teca (Tectona grandis L. f.), submetida ao estresse hídrico de
09 dias, encontraram 3,07 mmol.açúcar/g.MS, demonstrando um acréscimo de
323,15%, deste soluto em relação ao controle.
Neste trabalho, o aumento de açúcares observado nos genótipos
submetidos ao estresse hídrico (figura 03) poderia ser uma adaptação
bioquímica e fisiológica das plantas em acumular solutos para evitar perda de
água, isto é promover um ajuste osmótico como relatado em diversos
trabalhos.
A elevação nos teores de sólidos solúveis totais em folhas de feijão Vita7 está ligada à finalidade de se manter o nível de água da folha (SILVEIRA,
2003) e induzir a um ajustamento osmótico causado, provavelmente, por um
declínio na atividade hidrolítica da sacarose sintetase, associada com a
degradação do amido (GONZÁLEZ et al., 1998; GORDON et al., 1999;) e/ou
aumento de atividades de enzimas hidrolíticas, como a amilase invertase ácida,
que hidrolisa amido em açúcares solúveis, sacarose e ácidos orgânicos
(KELLER, et al., 1993).
Os açúcares solúveis poderiam compensar a falta de síntese de
carboidratos, devido à inibição fotossintética causada pelo estresse hídrico e/ou
agir como osmólitos e diminuir o potencial hídrico (PELLESHI et al., 1997,
SANCHEZ, et al., 1998).
Plantas de alfafa noduladas, quando submetidas a um período de
estresse
hídrico,
também
apresentaram
comportamentos
semelhantes
(IRIGOYEN et al., 1992) aos encontrados nesta pesquisa, particularmente em
relação ao aumento da concentração destes açúcares.
39
4.2.2- Peroxidases (EC 1.11.1.7)
Verifica-se que o estresse hídrico promoveu maior variação na atividade
de peroxidase, no genótipo TE 90-180-5F (ciclo intermediário), seguido do
Balinha e que neste, observa-se uma maior concentração, quando induzidos
pelo estresse hídrico; porém com menor variação na atividade enzimática. Os
genótipos de ciclo tardio; Marataoã, BR-14 Mulato, T-28 e Vita 3, também,
obteviram menores variações na atividade desta enzima, sendo entre estes,
com maior variação, o genótipo Marataoã.
A atividade de peroxidase foi
reduzida, sob condições de estresse hídrico, nos genótipos TE 90-169 4F e
BR-12 Canindé (figura 04).
Assim, nota-se que com exceção dos genótipos TE 90-169-4F e BR-12
Canindé (ciclo intermediário), todos os demais apresentaram aumento da
atividade da enzima com a imposição do estresse hídrico.
250
200
POD (UAE/g/min)
150
100
510
0
TE-90169-4F
TE-90180-5F
BR-12
Canindé
Balinha Marataoã
BR-14
Mulato
Vita- 3
T- 28
Genótipos
Figura 04. Atividade de peroxidases em função dos genótipos e da irrigação. Irrigado durante
todo o ciclo ( ); Estresse hídrico na pré-floração ( ).
Sob condições de estresse, as plantas tendem a aumentar a atividade
de peroxidases e às vezes, é a primeira enzima a ter a atividade alterada,
independente do substrato utilizado ou do estresse aplicado (SIEGEL, 1993). A
peroxidase pode ser tomada como um marcador bioquímico de estresse,
40
resultante tanto de fatores bióticos como abióticos (LIMA et al., 1999) e, parece
ser a molécula chave de adaptação das plantas, ou de algum de seus órgãos
separadamente, às mudanças do meio (GASPAR, 1986).
A variação na atividade de peroxidase pode ser uma adaptação do
tecido vegetal a esta condição proposta (GASPAR et al., 1985). É conhecido
que ocorre aumento da oxidação dos lipídeos da membrana, sob condições de
estresse hídrico e a peroxidase agiria como uma barreira contra o efeito
detrimental do estresse, pela quebra de substâncias tóxicas geradas como
peróxidos, fenólicos, etc. (DHINDSA & MATAWE, 1981; GANGOPADHYAY et
al., 1996).
Os resultados obtidos evidenciam, pelas atividades observadas, que os
genótipos de ciclo intermediário (TE 90-180-5F e Balinha) proporcionaram
variações superiores (22,52% e 5,82%), quando comparados à atividade da
peroxidase e o estresse hídrico, e por serem mais adaptado às condições de
estresse hídrico (seca). Entretanto, o genótipo Balinha apresentou maiores
atividades quando submetidos aos tratamentos (com e sem estresse hídrico).
Nos genótipos mais adaptados, pode haver um menor efeito do estresse
na integridade membranar em função de sua composição de lipídeos e
proteínas; podendo haver, também, somente inativação destes sistemas
enzimáticos, nas principais vias metabólicas; enquanto, nos genótipos mais
sensíveis, pode haver degradação enzimática, pela proteólise, sendo
necessária à síntese de novo destas enzimas, o que torna a recuperação mais
lenta (YORDANOV et al., 2000; HOEKSTRA et al., 2001).
Os genótipos de ciclo intermediário TE-90-169-4F e BR-12 Canindé,
apresentaram sensibilidade catabólica (proteólise) na atividade de peroxidase
estudada. Todavia, nos genótipos de ciclo tardio, as variações na atividade de
peroxidase sob estresse hídrico, foram superiores aos genótipos sem estresse
hídrico; com variações de 15,04% (Marataoã), 15,02% (BR-14 Mulato) e
11,14% (T-28).
41
4.2.3- Proteínas Solúveis Totais
A análise gráfica, apresentada na figura 5, revelou que a irrigação
durante todo o ciclo da cultura (plantas sem estresse hídrico), comparado de
plantas com estresse hídrico na pré-floração, induziu maiores variações nos
teores de proteínas solúveis nos genótipos Balinha, Marataoã, BR-14 Mulato e
BR-12 Canindé. Nos genótipos TE 90-180-5F e Vita-3 ocorreu o contrário, com
menores teores de proteínas, sob tratamento de estresse hídrico. No genótipo
TE 90-169-4F, a variação foi praticamente igual, para ambos os tratamentos.
Pode-se observar que com exceção do genótipo TE 90-180-5F e Vita 3,
houve uma tendência de maiores teores de proteínas solúveis nas plantas
submetidas à estresse hídrico.
50,00
45,00
40,00
35,00
30,00
mg.Prtoteína/g.MF
25,00
20,00
15,00
10,00
5,00
0,00
TE-90169-4F
TE-90180-5F
BR-12 Balinha Marataoã BR-14
Canindé
Mulato
Vita- 3
T- 28
Genótipos
Figura 05. Teores de proteínas totais solúveis em função dos genótipos e da irrigação. Irrigado
durante todo o ciclo ( ); Estresse hídrico na pré-floração ( ).
Assim, apenas TE 90-180-5F e Vita 3 apresentaram acúmulo de
proteína sob irrigação constante (sem estresse hídrico). MELANDER &
HORVATH (1977), afirmaram que a diminuição no nível de proteínas sob
estresse hídrico, podem ser resultante da hidrólise protéica e/ou inibição da sua
síntese, contribuindo para o ajuste osmótico, uma vez que um maior teor de
aminoácidos livres pode ter importante mecanismo de tolerância à seca
(NAVARI-IZZO et al. 1990).
42
Os resultados apresentaram uma queda no teor de proteínas nos
genótipos submetidos ao estresse hídrico, com 23,52% no genótipo TE-90-1805F, de 5,38% no genótipo Vita-3 e 1,22% para o TE 90-169-4F. Estes
resultados estão consistente com PIERRE & SAVOURÉ (1990) e ROYMACAULEY et al. (1992), os quais demonstraram que o estresse hídrico induz
a uma diminuição no índice de proteína da folha.
Os acréscimos nos níveis da atividade proteolítica em resposta à seca,
são consistentes com a idéia de que a diminuição da proteína é um resultado
da degradação proteolítica (HIENG, et al., 2004).
Observa-se (tabela 01), que o conteúdo de proteínas totais foi afetado
levemente. Isto pode significar, de modo geral, que as proteínas sofreram
pouca degradação e sua síntese foi inibida durante o estresse hídrico, ou que a
sua degradação e síntese de novo foram semelhantes, o que respalda, na
figura 06, onde o genótipo TE-90-169-4F, praticamente, não sofreu acréscimo
ou decréscimos nos seus respectivos conteúdos.
Inversamente, no genótipo Balinha, observa-se uma maior variação dos
teores de proteínas com 20,51%, seguidos do Marataoã (14,67%), BR-14
Mulato (11,07%) e BR-12 Canindé (10,61%), quando submetidos aos
tratamentos com e sem estresse hídrico, caracterizando síntese protéica de
novo, mesmo sob condições de seca.
4.2.4- Prolina
Os
genótipos
intermediários
quando
submetidos
ao
estresse
hídrico
apresentaram concentração de prolina superior às concentrações dos
genótipos tardios (figura 6), sobretudo no grupo TE 90-169-4F, seguido do
Balinha, BR-12 Canindé e TE 90-180-5F. Observa-se, ainda, decréscimos,
pouco relevantes nos genótipos de ciclo tardio, sob irrigação durante todo o
ciclo e com estresse hídrico na pré-floração, com exceção do Marataoã.
43
2,5
2
1,5
μmol.prolina/μg.MF
1
0,5
0
TE-90169-4F
TE-90180-5F
BR-12
Canindé
Balinha Marataoã
BR-14
Mulato
Vita- 3
T- 28
Genótipos
Figura 06. Teores de prolina em função dos genótipos e da irrigação. Irrigado durante todo o
ciclo ( ); Estresse hídrico na pré-floração ( ).
Os genótipos de ciclo intermediário TE-90-169-4F, Balinha, BR-12
Canindé e TE-90-180-5F revelaram maiores variações no conteúdo de prolina,
quando submetidos ao estresse hídrico, variando de 1,214μmol/gMF,
1,188μmol/gMF, 1,088μmol/gMF e 1,20μmol/gMF sob irrigação (sem estresse
hídrico),
para
1,924μmol/gMF,
2,167μmol/gMF,
1,693μmol/gMF
e
1,42μmol/gMF (com estresse hídrico), resultando em aumentos de 45,18%,
36,90%, 35,73% e 15,50%, respectivamente.
Estes resultados estão de acordo com CASTRO et al., (2007), os quais
encontraram aumento de 220,53%, sob estresse hídrico (9 dias), em folhas de
Teca (Tectona grandis L.f).
Resultados semelhantes de aumento nos teores deste soluto foram
obtidos em feijão (Phaseolus) (LAZCANO-FERRAT & LOVATT, 1999), algodão
(MCMICHAEL & ELMORE, 1977); trigo (STRAUSS & AGENBAG, 1998; FUMIS
e PEDRAS, 2002); milho (CARCELLER et al., 1999) e batata (PUTZ, 2007).
Esta característica marcante de mudança nas proporções dos
aminoácidos e freqüente aumento na concentração de prolina, se dá por
distúrbios no metabolismo das proteínas (LARCHER, 2000) e pela diminuição
provável no potencial hídrico da folha, que em contrapartida aumenta o teor
deste aminoácido, no sentido de se ajustar osmoticamente e defender as
plantas da desidratação (COSTA, 1999).
44
Assim, o aumento dos teores de prolina, nas plantas de feijão Vigna sob
estresse hídrico, pode ser atribuído à degradação de proteínas (RHODES et
al., 1986), podendo ser um indicador de estresse hídrico como relatado por
FUMIS & PEDRAS, 2002 em cultivares de trigo e em milheto e sorgo (PINHO &
ANSEL, 1995). Porém, como existe variabilidade na adaptação à seca entre
espécies e até dentro da mesma espécie, torna-se importante avaliar o
comportamento de diferentes materiais genéticos em condições de estresse
hídrico, visando recomendação de cultivo (PIMENTEL, 1990).
A prolina, de acordo com LIMA et al. (1997), pode ser definida como
uma substância osmorreguladora, mantendo a turgescência celular. Contudo, a
manutenção do potencial hídrico em condições de seca pode permitir a
continuação de atividades fisiológicas (JONGDEE et al., 2002), bem como pela
acumulação de osmólitos (SERRAJ et al., 2002).
Há relatos que a acumulação de prolina fornece um eficiente mecanismo
de adaptação celular sob estresse osmótico (MARTINEZ et al., 1995).
Entretanto, MARJORIE et al. (2002) demonstraram que a acumulação de
prolina durante o estresse hídrico, possui menor contribuição no acúmulo total
de osmólitos, em condições secas, mas empenha importante papel nestes,
após a re-irrigação.
45
5- CONCLUSÕES
- O genótipo de ciclo tardio T-28 foi o mais promissor, considerando a produção
e as características bioquímicas estudadas, podendo ser recomendado para
estudos de melhoramento genético frente à tolerância ao estresse hídrico.
- Os genótipos de ciclo intermediário mais tolerantes ao estresse hídrico foram
o balinha e o TE-90-169-4F.
- O aminoácido prolina pode ser considerado um marcador bioquímico de
estresse hídrico para os genótipos de ciclo intermediário, diferenciando dos
genótipos de ciclo tardio.
46
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALONI, B., ROSENSHTEIN, G. Proline accumulation: A parameter for
evaluation of tomato varieties to drought stress Physiol Plant. Copenhagen, v.
61, p. 231-235, 1984.
ANDRADE JÚNIOR, A.S.; RODRIGUES, B. H. N.; BASTOS, E. A. Irrigação. In:
Cardoso, M. J. (Org.). A cultura do feijão-caupi no Meio-Norte, 2000. p. 127154. Circular técnica, 28.
ANGELOCCI, L. R. 2002. Água na planta e trocas gasosas/energéticas com a
atmosfera. Introdução ao tratamento biofísico. Editado pelo autor, Piracicaba.
ASHRAF, M. & HARRIS, P.J.C., 2004. Potential biochemical indicators of
salinity tolerance in plants. Plant Sci. 166: 3-16.
AYELE, M.; BLUM, A.; NGUYEN, HT. Diversity for osmotic adjustement and
root depth in teff [Eragrostis tef (Zucc) Trotter]. Euphytica, v.121, n.3, p.237249, 2001.
BAJJI, M.; KINET, J.M.; LUTTS, S. Salt stress effects on roots and leaves of
Atriplex halinus L. and their corresponding callus cultures. Plant Science, v.137,
p. 131-142, 1998.
BAKER, N.R., ROSENQVIST, E., 2004. Application of chlorophyll fluorescence
can improve crop production strategies: an examination of future possibilities.
Journal of Experimental Botany 55, 1607–1621.
BARLOW, E.W.R., 1986. Water relations of expanding leaves. Aust. J. Plant
Physiol. 13: 45-58.
47
BASCUR, G.; OLIVA, M.A. & LAING, D. 1985. Termometria infraroja em
selection de genótipos de Frijol (Phaseolus vulgaris L.), resistentes a sequia. I
Bases fisiológicas; II. Crecimento y productividade. Turrialba, 35: 3-33.
BATES, L. S.; WALDREN, R. P.; TEARE, I. D. Rapid determination of free
proline for water-stress studies. Plant and Soil, Dordrecht, v. 39, p. 205-207,
1973.
BLUM, A.; ZHANG, JX; NGUYEN, HT. Consistent differences among wheat
cultivars in osmotic adjustment and their relationship to plant production. Field
Crops Research, v.64, n.3, p.287-291, 1999.
BOHNERT, H.J. & SHEN, B. 1999. Transformation and compatible solutes.
Scientia Horticulturae 78:237-260.
BOO Y. C. AND JUNG J. Water deficit-induced oxidative stress and
antioxidative defenses in rice plants. J. Plant Physiol. 155: 255–261, 1999.
BOWLER, C. VAN MONTAGUE, M. INZE, D. Superoxidase dismutase and
stress tolerance. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., v. 43, p. 83-116,
1992.
BRADFORD, M.M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of
microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.
Analitic Biochemistry. 722: 248-254.
BRAY, E. A. 1993. Molecular responses to water stress. Plant Physiol. 103:
1035-1040.
BRAY, E. A. 1997. Plant responses to water stress. Trends in Plant Science. 2:
48-54.
48
CARCELLER, M.; PRYSTUPA, P.; LEMCOFF, J. H. Remobilization of proline
and other nitrogen compounds from senescing leaves of maize under water
stress. Journal of Agronomy and Crop Science, Berlim, v. 183, p. 61-66, 1999.
CARDOSO, BB (2000) Efeitos comparativos da salinidade sobre o metabolismo
do nitrogênio em folhas e nódulos de feijão-de-corda [Vigna unguiculata (L.)
Walp] inoculado com Bradyrhizobium sp. Tese de Doutorado. Departamento de
Bioquímica e Biologia Molecular. UFC.
CARVALHO, C. J. R. Respostas de plantas de schizolobium amazonicum [s.
parahyba
var.
amazonicum]
e
schizolobium
parahyba
[schizolobium
parahybum] à deficiência hídrica. R. Árvore, Viçosa-MG, v.29, n.6, p.907-914,
2005.
CASTRO, D. da S.; SANTOS, A, O. dos SANTOS, LOBATO, A. K. da S.;
GOUVEA, D. S.; NETO, C. F.O; CUNHA, R. L. M.; COSTA, R. C. L.
Concentrações de Prolina e Carboidratos Solúveis Totais em Folhas de Teca
(Tectona grandis) Submetida ao Estresse Hídrico. Revista brasileira de
Biociências, Porto Alegre, v. 5, supl. 2, p. 921-923, jul. 2007.
CHANDRASEKAR, V., SAIRAM, R.K., SRIVASTAVA, G.C., 2000. Physiological
and biochemical responses of hexaploid and tetraploid wheat to drought stress.
Journal of Agronomy and Crop Science 185, 219–227.
CLARK, R. N.; HILER, E. A. Plant measuements as indicators of crop water
deficits. Crop Science, Madison, v. 13, n. 4, p. 466-9, July/Aug. 1973.
COSTA, R.C.L. 1999. Assimilação de Nitrogênio e Ajustamento Osmótico em
Plantas
Noduladas
de
Feijão-de-corda
[Vigna
unguiculata
(L.)
Walp]
Submetidas ao Estresse Hídrico. Tese de doutorado. UFC/DBBM, março. 1999.
49
DAS, N.; MISRA, M. and MISRA, A. Sodium chloride salt stress induced
metabolic changes in callus cultures of Pear millet: free solute accumulation.
Journal of Plant Phisiology, 137: 244-246, 1990.
DAT J, S. VANDENABEELE, E. VRANOVA´, M. VAN MONTAGU, D. INZE
AND F. VAN BREUSEGEM. Dual action of the active oxygen species during
plant stress responses. Cell. Mol. Life Sci. 57 (2000) 779–795.
DEBOUBA, M., GOUIA, H., SUZUKI, A., GHORBEL, M.H., 2006. NaCl stress
effects on enzymes involved in nitrogen assimilation pathway in tomato
“Lycopersicon esculentum” seedlings. J. Plant Physiol. 163, 1247–1258.
DHINDSA, R.S.; MATAWE, W. Drought tolerance in two mosses correlated with
defense against lipid peroxidation. Journal of Experimental Botany, v.32, p.7991, 1981.
DURÃES, F.O.M.; CORRÊA, L.A.; CRUZ, J.C.; OLIVEIRA, A.C.; MAGALHÃES,
C.; SHANAHAN, J.F. Estabilidade do rendimento e tolerância a estresses em
genótipos de milho cultivados nas regiões Centro e Sul do Brasil. In:
CONGRESSO NACIONAL DE MILHO E SORGO, 24., 2002, Florianópolis, SC.
Meio ambiente e a nova agenda para o agronegócio de milho e sorgo...
Resumos expandidos. Sete Lagoas: ABMS/Embrapa Milho e Sorgo/EPAGRI,
2002a. CD-ROM. Seção Trabalhos.
DURÃES, F.O.M.; MAGALHÃES, P.C.; OLIVEIRA, A.C. Índice de colheita
genético e as possibilidades da genética fisiológica para melhoramento do
rendimento de milho. Rev. Bras. de Milho e Sorgo, v.1, n.1, p.33-40, 2002b.
EFEOGLU B.A; Y. EKMEKÇI B; N. ÇIÇEK b Physiological responses of three
maize cultivars to drought stress and recovery. Received 20 April 2007;
received in revised form 3 April 2008; accepted 26 June 2008.
50
FAO. Base de dados FAOSTAT. Disponível em: <http://apps.fao.org>. Acesso
em: 16 fev. 2006.
FERREIRA, VILMA MARQUES; MAGALHAES, PAULO CÉSAR; DURAES,
FREDERICO OZANAN MACHADO et al. Metabolismo do nitrogênio associado
à deficiência hídrica e sua recuperação em genótipos de milho. Cienc. Rural,
fev. 2002, vol.32, no.1, p.13-17. ISSN 0103-8478.
FOYER C. H., LOPEZ-DELGADO H., DAT J. F. AND SCOTT I. M. Hydrogen
peroxide and glutathione associated mechanisms of acclimatory stress
tolerance and signalling. Physiol. Plant. 100: 241–254, 1997.
FREIRE FILHO, F. R. Origem, evolução e domesticação do caupi (Vigna
ungüiculata (L.) Walp.) In: ARAÚJO, J. P. P. de; WATT, E.E. Org. O Caupi no
Brasil. Goiânia: EMBRAPA-CNPAF/ Ibadan: IITA, 1988. P.25-46.
FREIRE FILHO, F. R.; CARDOSO, M. J.; ARAÚJO, A. G. de. Caupi:
nomenclatura científica e nomes vulgares. Pesquisa Agropecuária Brasileira,
v.18, n.12, p.136-137, 1983.
FREIRE FILHO, F. R.; CARDOSO, M. J.; ARAÚJO, A. G. de; SANTOS, A.A.
dos; SILVA, P. H. S. da. Características botânicas e agronômicas de cultivares
de feijão macassar (Vigna unguiculata (L.) Walp.). Teresina: EMBRAPAUEPAE de Teresina, 1981. 40p. (EMBRAPA- Teresina. Boletim de Pesquisa,
4).
FREIRE FILHO, F. R.; RIBEIRO, V. Q.; SANTOS, A. A. dos. Cultivares de
caupi para a região Meio-Norte do Brasil. In: CARDOSO, M. J. (Org.). A cultura
do feijão caupi no Meio-Norte do Brasil. Teresina: Embrapa Meio-Norte, 2000.
264p. (Embrapa Meio-Norte. Circular Técnica, 28).
51
FUKUTOKU, Y. YAMADA, Y. Sources of proline-nitrogen in water-stressed
soybean (Glycine max). V. Fate of 15N-labelled protein. Physiol. Plant., v. 61, p.
622-628, 1984.
FUMIS, T, F. & PEDRAS J. F. Variação nos níveis de prolina, diamina e
poliaminas em cultivares de trigo submetidas a estresses hídricos. Pesq.
agropec. bras., abr. 2002, vol.37, no.4, p.449-453. ISSN 0100-204X.
GANGOPADHYAY, G.; SANGITA, B.; MUKHERJEE, B.B.; GUPTA, S. Salinityinduced changes on peroxidases in Nicotiana tabacum (var. Jayasri) callus
cultures. Indian Journal Plant Physiology, v.1, p.247-250, 1996.
GARCIA, A.B.; ENGLER, J.A.; IYER, S.; GERAT, S.T.; MONTAGU, M.V. and
CAPLAN, A.B. Effects of osmoprotectants upon NaCl stress in rice. Plant
Physiology, 115:159-169, 1997.
GASPAR, T.; PENEL, C. THORPE, T.; GREPPIN, H. Peroxidases 1970-1980:
a survey of their biochemical and physiological roles in higher plants. Genève:
University of Genève, 1982. 324p.
GASPAR, T.; PENEL, C.; CASTILLO, F.J.; GREPPIN, H. A two-step control of
basic and acidic peroxidases and its significance for growth and development.
Physiologia Plantarum, v.64, p.418-423, 1986.
GASPAR, T.; PENEL, C.; CASTILLO, F.J.; GREPPIN, H.A. A two step control
of basic and acid peroxidase and its significance for growth and development.
Physiologia Plantarum, v.64, p.418-423, 1985.
GIROUSSE, C., BOURNITRATEVILLE, R., BONNEMAIN, J.L., 1996. Water
déficit-induced changes in concentration in proline and some other amino acids
in the phloem sap of alfalfa. Plant Physiol. 111, 109–113.
52
GOMES-FILHO, R. R.; TAHIM, J. F. Respostas fisiológicas de cultivares de
caupi (Vigna unguiculata, L.) eretos e decumbentes a diferentes níveis de
irrigação. Engenharia na agricultura, Viçosa, n-1-4, 2002.
GONZÁLEZ E.M., APARICIO-TEJO PM, GORDON P., MICHIN FR, ROYUELA
M., ARRESE-IGOR C., 1998. Water-deficit effects on carbon and nitrogen
metabolism of pea nodules. J. Exp Bot 49, 1705-1714.
GORDON A.J., MICHIN F.R., SKOT L., JAMES C.L., KOMINA O., 1999.
Sucrose synthase in legume nodules is essential for nitrogen fixation. Plant
Physiology 120, 867-877.
GREENWAY, H. & MUNNS, R. 1980. Mechanisms of salt tolerance in
nonhalophytes. Annual Review of Plant Physiology 31:149-190.
GUIMARÃES, C. M. 1996. Relações Hídricas. In: Cultura do Feijoeiro Comum
no Brasil. ARAUJO, R. S.; RAVA, C. A.; STONE, L. F.; ZIMMERMANN, M. J.
de O. (Ed.), Piracicaba, p. 139-167.
HALLIWELL, B. Oxidase damage, lipid peroxidation and antioxidant protection
in chorosplasts. Chem. Phys. Lipids., v. 44, p. 327-4, 1987.
HANSON, A. D. & HITZ, W. D. 1982. Metabolic responses of mesophytes to
plant water deficits. Ann. Rev. Plant Phys. 33: 163-203.
HARE PD, CRESS WA 1997 Metabolic implications of stress-induced proline
accumulation in plants. Plant Growth Regulation 21: 79-102.
HARE, P.D.; CRESS, W.A.; VAN STADEN, J. Dissecting the roles of
compatible osmolyte accumulation during stress. Plant Cell Environ, v.21,
p.535–553, 1998.
53
HASEGAWA, P.M.; BRESSAN, R.D. and HANDA, A.K. Cellular mechanism of
salinity tolerance. HortScience, 21:1317-1324, 1986.
HEERDEN, P.D. R.; VILLIERS, O. T. Evaluation of proline accumulation as an
indicator of drought tolerance in spring wheat cultivars. South African Journal of
Plant and Soil, Pretoria, v. 13, p. 17-21, 1996.
HIENG BARA, KRISTINA UGRINOVI, JELKA ŠUŠTAR-VOZLI, MARJETKA
KIDRIC. Different classes of proteases are involved in the response to drought
of Phaseolus vulgaris L. cultivars differing in sensitivity. J. Plant Physiol. 161.
519–530 (2004).
HOEKSTRA, F. A.; GOLOVINA, E. A. & BUITINK, J. 2001. Mechanisms of plant
desiccation. Trends Plant Science, 6: 431- 438.
HOPPKINS, W.G. 1999. Introduction to plant physiology. JONH WILEY &
SONS, Inc., New York, 512p.
INGRAN,
J.,
BARTELS,
D.
1996.
THE
MOLECULAR
BASIS
OF
DEHYDRATION TOLERANCE IN PLANTS. ANNU. REV. PLANT PHYSIOL.
PLANT MOL. BIOL. 47:377-403.
IRIGOYEN JJ, EMERICH DW, SANCHEZ-DÍAZ M., 1992. 1992. Water stress
induced changes in concentrations of Estresse hídrico induzido mudanças nas
concentrações de proline and total soluble sugars in nodulated alfalfa (Meprolina e açúcares solúveis totais no nodulated alfafa (Medicago sativa) plants.
dicago sativa), as plantas. Physiol Plant 84, 55-60. Plant Physiol 84, 55-60.
JAMAUX, I. STEINMETZ, A., BELHASSEN, E. 1997. Looking for molecular and
physiological markers of osmotic adjustement in sunflower, New Phytol. 137:
117-127.
54
JONGDEE B., FUKAI S., COOPER M. (2002). Leaf water potential and osmotic
adjustment as physiological traits to improve drought tolerance in rice. Field
Crops Res. 76, p. 153–163.
KAMELI, A.; LOSEL, D.M. contribution of carbohydrates and solutes to osmotic
adjustment in wheat leaves under water stress. Journal Plant Physiology, v.145,
p.363-366, 1995.
KANDPAL, R. P.; RAO, N. A. Water stress induced alterations in the proprieties
of
ornithine
aminotransferase
from
ragi
(Eleusine
coracana)
leaves.
Biochemistry International, Marvickville, v. 5, p. 297-302, 1982.
KAO, C.H. Differential effect of sorbitol and polyethylene glycol on antioxidant
enzymes in rice leaves. Plant Growth Regulation, v.39, p.83-89, 2003.
KELLER F., LUDLOW MM. (1993). Carbohydrates metabolism in droughtstressed leaves of pigeonpea (Cajanus cajan L.). J. Exp. Bot. 44, p. 1351–1359.
KOHLER J. HERNANDEZ J. A., CARAVACA F. ROLDAN A. Induction of
antioxidant enzymes is involved in the greater effectiveness of a PGPR versus
AM fungi with respect to increasing the tolerance of lettuce to severe salt stress.
Environmental and Experimental Botany, Volume 65, tolerance Issues 2-3,
March 2009, Pages 245-252.
KRAMER, P. J. & BOYER, J. S. 1995. Water relations of plants and soils.
Academic Press, New York.
LABANAUSKAS, C.K.; SHOUSE, P.; STOLZY, L.H. Effects of water stress at
various
growth
stages
on
seed
yield
on
nutrient
concentrations
fieldgrowncowpeas. Soil Science, Baltimore, v.131, n.4, p.249-256, 1981.
LARCHER, W. Ecofisiologia vegetal. São Carlos: RiMa, 2000. 531 p
of
55
LAWLOR, D.W. Limitation to photosynthesis in water-stressed leaves: stomata
vs. metabolism and the role of ATP. Annals of Botany, Oxford, v.89, n.2-3,
p.871-885, 2002.
LAZCANO-FERRAT, I.; LOVATT, C. J. Relationship between relative water
content, nitrogen pools, and growth of Phaseolus vulgaris L. and P. acutifolius
A. Gray during water deficit. Crop Science, Madison, v. 39, p. 467-475, 1999.
LEEGOOD, R. C. 1996. Primary photosynthate production: physiology and
metabolism. In: Photo assimilate distribution in plants and crops. Source -sink
relationships. ZAMSKI, E. & SCHAFFER, A. A. (ED.), MARCEL DEKKER, New
York, p. 21-42.
LIMA, G. P. P.; ROSSI, C.; HAKVOORT, D. M. R. Atividade de peroxidases
(EC1.11.1.7) e teor de prolina no embrião e cotilédones de feijoeiro Phaseolus
vulgaris L. cultivado em condições de salinidade. Science Agriculture, v. 54, n.
3, p. 217-220, 1997.
LIMA, G.P.P. Poliaminas e atividade da peroxidase em feijão (phaseolus
vulgaris l.) cultivado sob estresse salino. Sci. agric. vol.56 n.1 Piracicaba 1999.
LIU, J. & ZHU, J.-K. 1997. Proline accumulation and saltstress-induced gene
expression in a salt-hypersensitive mutant of Arabidopsis. Plant Physiology
114:591-596.
LUDLOW, M. M. 1976. Ecophysiology of C4 grasses. In: Ecological studies.
Water and plant life. Problems and modern aproach. Lange, O. L., Kappen, L. &
Schulze, E. D. (Ed.) Springer-Verlag. Berlin. v. 19, p. 364-386.
MARÉCHAL, R.; MASCHERPA, J. M; STAINIER, F. Étude taxonomique d’um
groupe complexe d’espèces de genres Phaseolus et Vigna (Papilionaceae) sur
56
la base de donneés morplhologiques et polliniques, traitées par l’analyse
informatique. Boissiera, n. 28, p.1-273, 1978.
MARJORIE JR., SMIRNOFF N. (2002). Proline metabolism and transport in
maize seedlings at low water potential. Ann. Bot. 89, p. 813–823.
MARTIM, S. A. Pulverização do cafeeiro com Açúcar: potencial de uso em
mudas submetidas à deficiência hídrica e na recuperação de plantas atingidas
por Glyphosate. 2003. 67 p. Dissertação (Mestrado em Fisiologia vegetal) –
Universidade Federal de Lavras, Lavras, MG.
MARTINEZ CA., GUERRERO C., MORENO U. (1995). Diurnal fluctuations of
carbon exchange rate, proline content and osmotic potential in two waterstressed potato hybrids. Rev. Bras. Fisiol. Veg. 7 (1), p. 27–33.
MATALLO JÚNIOR, H. A desertificação no Brasil. In: OLIVEIRA, T. S. de et al.
eds. Agricultura, sustentabilidade e o semi-árido. Fortaleza: UFC, 2000. p. 89113.
MATSUNO, H. URITANI, I. Physiological behavior of peroxidase isozymes in
sweet potato root tissue injured by cutting or with black rot. Plant and Cel
Physiology, Tokio, v. 13, p. 1091-1101, 1972.
MCCREE, K. J. AND RICHARDSON, S. G. (1987) Stomatal clousure vs.
osmotic adjustment: A comparison of stress responses. Crop Sci. 27:539-543.
MCMICHAEL, B. L.; ELMORE, C. D. Proline accumulation in water stressed
cotton leaves. Crop Science, Madison, v. 17, p. 905-908, 1997
MELANDER, W.; HORVATH, C. Salt effects on hidrofobic interactions in
preciptation and chromatography of proteins: an interpretation of lytropic series.
Archives Biochemestry Biophysical, v.183, p.200-215, 1977.
57
MORGAN, J. M. 1984. Osmoregulation and water stress in higher plants. Annu.
Rev. Plant Physiol., 35: 299- 319.
MOUSINHO, F.E. P. Viabilidade econômica da irrigação do feijão-caupi no
Estado do Piauí. Tese de Doutorado - ESALQ. Piracicaba, 2005.
MULLER J. E. and WHITSITT M. S. Plant cellular responses to water deficit. In:
Belhassen E. (Ed.). Drought Tolerance in Higher Plants.
NAVARIZZO, F.; QUARTACCI, M.F.; IZZO, R. Water stress-induced changes in
protein and free aminoacids in field-grown maize and sunflower. Plant
Physiology Biochemistry, v.28, p.531-537, 1990.
NG, N. Q.; MARÉCHAL, R. Cowpea taxonomy, origin germ plasm. In: SINCH,
S. R; RACHIE, K. O., eds. Cowpea research, production end utilization.
Cheichecter, Johm Wiley, 1985. p.11-21.
NOGUEIRA, REJANE J. MANSUR C.; MORAES, JOSÉ ANTÔNIO P. V. DE;
BURITY, HÉLIO ALMEIDA et al. Modifications in vapor diffusion resistence of
leaves and water relations in barbados cherry plants under water stress. Rev.
Bras. Fisiol. Veg., 2001, vol.13, no.1, p.75-87. ISSN 0103-3131.
OSBERT, J.S., GEOFFREY, B., WHITEHEAD, D.S., BUCHAN, D., 1995.
Physiological response towater stress andwater logging in Nothofagus species.
Tree Physiol. 15, 629–638.
PADULOSI, S.; NG N. Q. Origin taxonomy, and morphology of Vigna
ungüiculata (L.) Walp. In: SINGH, B .B.; MOHAN, R.; DASHIELL, K. E; JACKAI,
L. E. N., eds. Advances in Cowpea Research. Tsukuba; IITA JIRCAS, 1997.
p.1-12.
58
PELLESCHI S., ROCHER JP., PRIOUL JL. (1997). Effect of water restriction on
carbohydrate metabolism and photosynthesis in mature maize leaves. Plant
Cell Env. 20, p. 493–503.
PIERRE M, SAVOURE A (1990) Effects of water-stress and S02 pollution on
spruce endoproteases. Plant Physiol Biochem 28: 95-104.
PIMENTEL, C. 1998. Metabolismo de carbono na agricultura tropical. Editora
da UFRRJ, Seropédica.
PIMENTEL, C. Relações hídricas em dois híbridos de milho sob dois ciclos de
deficiência hídrica. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v. 34, n. 11, p. 20212027, 1999.
PIMENTEL, C.; LAFFRAY, D. & LOUGUET, P.1999b. Intrinsic water use
efficiency at the pollination stage as a parameter for drought tolerance selection
in Phaseolus vulgaris. Physiol. Plant., 106: 184-198.
PIMENTEL, C.; SARR, B.; DIOUF, O.; ABBOUD, A. C. DE S. & MACAULEY, H.
R. 1999c. Effects of irrigation regimes on the water status of cowpea cultivated
in the field. Physiol. Mol. Biol. Plants, 5:153-159.
PINHO, J.L. N & ANSEL, D. Evolução do teor de prolina em cultivares de
milheto (Pennisetum americanum L.) e sorgo [Sorghum bicolor (L.) Moench] em
resposta ao estresse hídrico. Ciência agronômica, volume 26, n. 1/2, 1995.
PIZA I. M. T.; LIMA, G. P. P.; BRASIL, O. G. Peroxidase activity and proteins
levels on pineapple plants micropropagated on salinity medium. R. bras.
Agrociência, v. 9, n. 4, p. 361-366, out-dez, 2003.
59
PIZARRO, J. C. A. Caracteres fisiológicos e bioquímicos da tolerância à
salinidade em clones de cajueiro anão-precoce. Fortaleza-CE, 2006 137p.
(Dissertação de mestrado).
PUTZ, A. L. Estresse hídrico e adubação silicatada em batata (Solanum
tuberosum L.) cv. Bintje – Dissertação de mestrado – UNES / FCA, Botucatu:
[s. n.], 2007.
QUIN, F. M. Introduction. In: SING, B. B.; MOHAN RAJ, D. R.; DASHIEL, K. E.;
JACKAI L.E.N. (Ed.) Advances in cowpea research. Ibadan: IITA – JIRCAS p. ix
– xv, 1997
REDDY, A., CHAITANYA, K.V., VIVEKANANDAN, M., 2004. Drought-induced
responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plant.
Journal of Plant Physiology 161, 1189–1202.
REICHARDT, K; TIMM, L.C. Solo-planta-atmosfera: conceitos, processos e
aplicações. Barueri, SP: Editora Manole, 2004, 478p.
RHODES D, Y SAMARAS (1994). Genetic control of osmoregulation in plants.
In cellular and molecular physiology of cell volume regulation. Strange K. Boca
Raton: CRC Press. pp: 347-361.
RHODES, D., HANDA, S., BRESSAN, R.A. Metabolic changes associated with
adaptation of plant cells to water stress. Plant Physiology, Maryland, v.82,
p.890-903, 1986.
ROCKSTRÖM, J. & FALKENMARK, M. 2000. Semiarid crop production from a
hydrologycal perspective: gap between potential and actual yield. Crit. Rev.
Plant Scie., 19: 319- 346.
60
RODHES, D. & HANSON, A.D. 1993. Quaternary ammonium and tertiary
sulfonium compounds in higher plants. Annual Review of Plant Physiology and
Plant Molecular Biology 44:357-384.
RONDE & SPREETH. Development and evaluation of drought resistant mutant
germ-plasm of Vigna unguiculata. Agricultural Research Council (ARC) –
Vegetable and Ornamental Plant Institute (VOPI), Private Bag X293, Pretoria,
South Africa. ISSN 0378-4738 = Water SA Vol. 33 No. 3 (Special Edition) 2007.
ROSSIELLO, R. O. P.; FERNANDES, M. S. & FLORES, J. P. O. 1981b. Efeitos
da deficiência hídrica sobre o crescimento e a acumulação de carbohidratos
solúveis de milho. Pesq. Agropec. Bras., 16: 561- 566.
ROY-MACAULEY, H.; ZUILY-FODIL, Y.; KIDRIC, M.; PHAM THI, A. T. &
VIEIRA DA SILVA, J. 1992. Effects of drought stress on proteolytic activities in
Phaseolus and Vigna leaves from sensitive and resistant plants. Physiol. Plant.,
85: 90- 96.
SANCHEZ FJ., MANZANARES M., EUSEBIO F. de A., TENORIO JL.,
AYERBE L. (1998). Turgor maintenantce, osmotic adjustment and soluble
sugar and proline accumulation in 49 pea cultivars in response to water stress.
Field Crops Res. 59, p. 225–235.
SAS – STATITICAL ANALYSIS SYSTEM INSTITUTE. Procedure guide
personal compute edition 4.1, Inst. Cary, NC., USA-LEARNING, 2006.
SERRAJ R., SINCLAIR TR. (2002). Osmolyte accumulation: can it really help
increase crop yield under drought conditions. Plant Cell Env. 25, p. 333–341.
SGHERRI C. L. M., PINZINO C. AND NAVARI-IZZO F. (1996) Sunflower
seedlings subjected to increasing stress by water deficit: changes in O2.
61
production related to the composition of thylakoid membranes. Physiol. Plant.
96: 446–452.
SHEVYAKOVA, N.I. Metabolism and the physiological role of proline in plants
under conditions of water and salt stress. Soviet Plant Physiology, New York,
v.30, p. 597- 608, 1984
SHOUSE, P.; DASBERG, S.; JURY, W.A.; STOLZY, L.H. Water deficit effects
on water potential, yield, and water use cowpeas. Agronomy Journal, Madison,
v.73, p.333-336, 1981.
SIEGEL, B.Z. Plant peroxidases: an organism perspective. Plant Growth
Regulation, v.12, p. 303-312, 1993.
SILVA, C.R.; ANDRADE JÚNIOR, A. S.; MELO, F.B.; SOUSA, A.B.; SOUZA,
C.F. Calibração da sonda de capacitância Diviner 2000® em um Argissolo.
XXXV CONGRESSO BRASILEIRO DE ENGENHARIA AGRÍCOLA, 2006 João
Pessoa – PB, Resumos Expandidos.
SILVEIRA JAG, COSTA, R C L, OIVEIRA JTA (2001) Drought-induced effects
and recovery of nitrate assimilation and nodule activity in cowpea plants. Braz.
J. Microbiology, 32, 187-194
SILVEIRA, J. A. G.; COSTA, R. C. L.; VIEGAS, R. A.; OLIVEIRA, J. T. A .;
FIGUEIREDO, M. V. B. N- compound accumulation and carbohydrate shortage
on N2 fixation in drought stressed and rewatered cowpea plants. Spanish
Journal of Agricultural Research, v. 3. n. 1, p 65-75, 2003.
SINCLAIR, T. R. & LUDLOW, M. M. 1986. Influence of soil water supply on the
plant water balance of four tropical grain legumes. Austr. J. Plant Physiol., 13:
329- 341.
62
SINGH, S. P. 1995. Selection for water-stress tolerance in interracial
populations of common bean. Crop. Scie., 35:118-124.
SMITH, T. A. VIERHELLER, T. L. THOENE, C. properties and functions of
gluthathione reductase in plants. Physiol. Pl., v. 77, p. 449-56, 1989.
SOUZA, J.G. de; BELTRÃO, N.E. de M. Fisiologia. In: BELTRÃO, N.E. de M.
Org. O agronegócio do algodão no Brasil. Brasília: EMBRAPA Comunicações
para Transferência de Tecnologia, 1999. v.1, p.89-116.
STEELE, W. M, MEHRA, K. L. Structure, evolution and adaptation to farming
system and inveronment in Vigna. In: SUMMERFIELD, D.R; BUNTING, A.H.,
eds. Advances in legume science. England, Royol Botanic Gardens, 1980.
p.459-468.
STEWART, G. R.; LEE, J. A. The role of proline accumulation in halophytes.
Planta, Berlin, v. 120, p. 279-289, 1974.
STRAUSS, J. A.; AGENBAG, G. A. A comparison of two methods of inducing
water stress in wheat (Triticum aestivum L.). South African Journal of Plant and
Soil, Pretoria, v. 15, p. 121-122, 1998.
SUBBARAO, G.V. et al. Osmotic adjustment, water relations and carbohydrate
remobilization in pigeonpea under water stress. Journal of Plant Physiology,
v.157, n.6, p.651-659, 2000.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3. ed. Porto Alegre: Artmed, 2004, 719
p.
TARDIEU, F. & SIMONNEAU, T., 1998. Variability among species of stomatal
control under fluctuating soil water status and evaporative demand: modelling
isohydric and anisohydric behaviours. J. Exp. Bot., 49:419-432.
63
TAYLOR, C. B. Proline and water deficit: ups, downs, ins, and outs. Plant Cell,
Rockville, v. 8, p. 1221-1224, 1996.
TORELLO, W. A.; RICE, L. A. Effects of NaCl stress on proline and cation
accumulation in salt sensitive tolerance turfgrass. Plant and soil, Dordrecht, v.
93, p. 241-247, 1986.
TROSSATT, C., RATHINASABAPATHI, B., WERETILNYK, A., SHEN, T.,
HUANG, Z., GAGE, D.A. & HANSON, A.D. 1998. Salinity promotes
accumulation
of
3-dimethylsulfoniopropionate
and
its
precursor
S-
Methylmethionine in chloroplasts. Plant Phisiology 116:165-171
TURK, K. J.; Hall, A. E.; ASBELL, C. W. Drought adaptation of cowpea. I.
influence of drought on seed yield. Agronomy journal, v. 72, p. 413-420, 1980
TURNER, N. C. & JONES, M. M. 1980. Turgor maintenance by osmotic
adjustment: a review and evaluation. In: Adaptation of plants to water and high
temperature stress.
VALPUESTA, V. BERTELI, F., PÉREZ-PRAT, E. Câmbios metabólicos y de
expression gênica en plantas superiores en resposta al estrés salino.
Agriscientia, v. 9, p. 55, 1992.
VEERANAGAMALLAIAH,
G.,
CHANDRAOBULREDDY,
P.,
JYOTHSNAKUMARI, G., SUDHAKAR, C., 2007. Glutamine synthetase
expression and pyrroline-5-carboxylate reductase activity influence proline
accumulation in two cultivars of foxtail millet (Setaria italica L.) with differential
salt sensitivity. Environ. Exp. Bot. 60, 239–244.
VERDCOURT, B. Studies in the Leguminosae - Papilionoidea for the flora of
tropical East África. IV. Kew Bulletin, v.24, p.597-569, 1970.
64
VOLKMAR, K.M.; HU Y. & STEPPUHN, H., 1998. Physiological responses of
plants to salinity: a review. Can. J. Plant Sci., 78: 19-27.
WANG, W., VINOCUR, B., ALTMAN, A., 2003. Plant responses to drought,
salinity and extreme temperatures: towards genetic engineering for stress
tolerance. Planta 218, 1–14.
WATSON, L., AND DALLWITZ, M.J. 1992 onwards. The families of flowering
plants: descriptions, illustrations, identification and information retrieval. Deltaintkey.com.
WATT, E. E.; ARAÚJO, J. P. P. de; GUAZZELLI, R. J. Desenvolvimento de
germoplasma de caupi. In: REUNIÃO NACIONAL DE PESQUISA DE CAUPI,
2., 1987. Goiânia, Resumos. Goiânia: EMBRAPA-CNPAF, 1987. p. 44.
WISSEMANN, K. W., LEE, C. Y. Polyphenoloxidase activity during grape
maturation and wine production. American Journal of Enology and Viticulture,
Davis. V. 31. n. 31, n. 3, p. 206-211, 1980.
YANG, Y. L.; GUO, J. K.; ZHANG, L. Q.; ZHANG, L. X. NaCl induced changes
of the H+ - ATPase in root plasma membrane of two wheat cultivars. Plant
Science, v. 166, 913 – 918, 2004.
YEMN, E. W. & WILLS. A. J. The estimation of carbohydrate in plant extracts by
anthrone. The Biochemical Journal, London, 57:508-14, 1954.
YEO A (1998) Molecular biology of salt tolerance in the context of whole-plant
physiology. J Exp Bot 49: 915-929.
YORDANOV, I.; VELIKOVA, V.; TSONEV, T. 2000. Plant response to drought,
acclimation, and stress tolerance. Photosynthetica, 38: 171-186.
65
ZLATEV
Z.S.,
YORDANOV,
I.T.,
2004.
Effects
of
soil
drought
on
photosynthesis and chlorophyll fluorescence in bean plants. Bulg. J. Plant
Physiol. 30(3-4), 3-18.
66
ANEXOS
67
Figura 07: Plataforma Embrapa de Fenotipagem e Genotipagem Vegetal para Tolerância à
seca. Petrolina-PE. 2009. (Fonte: Morgado, 2007)
Figura 08. Genótipos de V. Ungüiculata L. Walf. Cpatsa (Bebedouro). Petrolina-PE. 2009.
(Fonte: Morgado, 2007)
68
Figura 09. Genótipos de V. Ungüiculata L. Walf. Cpatsa. Bebedouro. Petrolina-PE. 2009.
(Fonte: Morgado, 2007)
69
Figura 10. Uso do equipamento “sonda de nêutrons”. Monitoramento do estresse hídrico de 08
dias na pré-floração. Petrolina-PE, 2009. (Fonte: Morgado, 2007)
70
Figura 11. Aquisição de dados do potencial hídrico do solo, através de sonda de nêutrons, na
fase de pré-floração, com 08 dias de estresse hídrico. Petrolina-PE, 2009. (Fonte: Morgado,
2007).
Figura 12. Monitoramento do potencial hídrico do solo. Petrolina-PE, 2009. (Fonte: Morgado,
2007).