Monografia - Roseanne Iamarino Marin

Transcrição

Roseanne Iamarino Marin
Produção em laboratório do agente de controle
biológico Cotesia flavipes (Cameron) (Hymenoptera:
Braconidae) criado em Diatraea saccharalis
(Fabricius) (Lepidoptera: Pyralidae)
Centro Universitário da Fundação de Ensino Octávio Bastos
São João da Boa Vista, SP, 2004
Roseanne Iamarino Marin
Produção em laboratório do agente de controle
biológico Cotesia flavipes (Cameron) (Hymenoptera:
Braconidae) criado em Diatraea saccharalis
(Fabricius) (Lepidoptera: Pyralidae)
Nome do orientador: Msc Giuliano Buzá
Jacobucci
Monografia apresentada como requisito
da disciplina Estágio Supervisionado, do
Curso de Ciências Biológicas
São João da Boa Vista, SP, 2004
Data da defesa: ___/___/_____
Membros da banca
Giuliano Buzá Jacobucci ________________________________
Maria Auxiliadora de Godoy Oriani ________________________________
Arthur Ziggiatti Güth ________________________________
Agradecimentos:
À minha família que sempre me apoiou durante todo o curso, me dando
forças para continuá-lo. Ao meu tio Paulo Roberto Iamarino e às pessoas que se
disporam a me ajudar no meu trabalho. A todos os alunos do curso de Ciências
Biológicas que, junto comigo, passaram por todos os obstáculos, superando-os e
vencendo mais uma etapa da vida que é concluir o curso. Em especial, as amigas:
Bárbara Angélica, Bárbara Letícia, Maraísa, Letícia e minha irmã Marianne que me
mostraram uma valiosa amizade. Aos funcionários da Usina em que fiz estágio, que
com toda a paciência solicitaram informações valiosas que contribuíram para a
conclusão desse trabalho. Aos profs. Msc. Arthur Ziggiatti Güth e Dr. Maria
Auxiliadora de Godoy Oriani que grande satisfação convide-os a fazerem parte da
banca examinadora. Em especial, ao prof. Msc Giuliano Buzá Jacobucci que muito
gentilmente dispôs de seu tempo e conhecimento para me orientar no trabalho.
RESUMO
O Controle Biológico é um método que utiliza inimigos naturais (predadores,
parasitóides ou microrganismos) na diminuição de infestação de pragas de uma
cultura. A espécie Cotesia flavipes, apresentada neste trabalho, é uma vespa
parasitóide que combate a broca-da-cana Diatraea saccharalis (Lepidoptera), uma
praga que causa grandes perdas na produção de cana-de-açúcar. A vespa e a
broca-da-cana são produzidas no Laboratório de Entomologia da Usina Nossa
Senhora Aparecida – Virgolino de Oliveira, localizada no município de Itapira, Estado
de São Paulo, Brasil. Os ovos de D. saccharalis são produzidos através do
acasalamento das mariposas sob condições controladas de temperatura e
luminosidade. A postura é mantida em condições adequadas de umidade e tratada
para evitar contaminação por microrganismos, e então transferida para recipientes,
nos quais as lagartas eclodidas (após cerca de vinte dias) se alimentarão de uma
dieta balanceada. Cerca de 5% das lagartas de D. saccharalis são mantidas para se
transformarem em crisálidas e posteriormente em mariposas, de modo que se
garanta a produção no laboratório. No restante é inoculado o parasitóide. A vespa
oviposita na lagarta e esta após 14 dias já está morta com pupas da vespa
formadas. Aproximadamente 5% das pupas que originam vespas servem de
matrizes para inoculação das lagartas da broca em laboratório. Os 95% das pupas
são liberados na plantação de cana-de-açúcar da usina para atuar como agente de
controle biológico.
ABSTRACT
Biological Control is a method of controlling pests (small insects, or microorganisms
that
harm
or
destroy
crops)
by
using
natural
predators
(parasitoids
or
microorganisms). Cotesia flavipes, presented in this study, is a parasitoid wasp that
attacks the sugar cane (Diatraea saccharalis) which infest sugar cane plantations.
This natural predator as well as sugar cane borer are kept and studied in an
entomological laboratory at Usina Nossa Senhora Aparecida – Virgolino de Oliveira,
Brazil. A special diet has been developed to D. saccharalis which is used to feed its
larvae after they have left the eggs. When the larvae grows, 5% of them will be set
apart from the others so they turn into cocoons, and later into moths (these moths will
couple, and will lay more eggs); and the other 95% will be inoculated by the wasp.
The wasp lays eggs on the larvae which will be dead within fourteen days, and this
way the wasp pupas are formed. Also, 5% of the pupas will become the matrices (left
for larva inoculation), and 95% will be released to sugar cane plantation so that the
wasps lay their eggs on the borer larvae found in the crops.
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO........................................................................................................11
2 CONTROLE BIOLÓGICO: DEFINIÇÃO.................................................................12
2.1 CONTROLE BIOLÓGICO NO PASSADO............................................................13
2.2 CONTROLE BIOLÓGICO NO PRESENTE..........................................................14
2.3 CONTROLE BIOLÓGICO NO BRASIL................................................................16
2.4 CONTROLE BIOLÓGICO NO FUTURO..............................................................18
3 PRODUÇÃO EM LABORATÓRIO DO AGENTE DE CONTROLE BIOLÓGICO C.
flavipes CRIADO EM D. saccharalis.......................................................................19
3.1 CARACTERÍSTICAS GERAIS DA BROCA DA CANA-DE-AÇÚCAR D.
saccharalis..................................................................................................................19
3.2 CARACTERÍSTICAS GERAIS DO PARASITÓIDE C. flavipes............................22
3.3
LABORATÓRIO
DE
ENTOMOLOGIA
DA
USINA
NOSSA
SENHORA
APARECIDA – VIRGOLINO DE OLIVEIRA...............................................................24
3.4 DESCRIÇÃO DAS TÉCNICAS DE PRODUÇÃO.................................................27
3.4.1 Higienização do Ambiente de Trabalho e dos Materiais Utilizados...................27
3.4.2 Preparação da Dieta da Broca-da-cana............................................................29
3.4.3 Acasalamento....................................................................................................31
3.4.4 Tratamento da Postura......................................................................................33
3.4.5 Preparação da Postura......................................................................................35
3.4.6 Inoculação dos Ovos para Produção de Matrizes de Mariposas......................37
3.4.7 Preparação de Crisálidas..................................................................................37
3.4.8 Revisão de Crisálidas........................................................................................37
3.4.9 Inoculação dos Ovos para Produção de Lagartas............................................38
3.4.10 Inoculação da Vespa na Broca........................................................................40
3.4.11 Revisão de C. flavipes.....................................................................................42
3.4.12 Liberação das Vespas em Campo..................................................................45
4 CONCLUSÃO.........................................................................................................47
REFERÊNCIAS..........................................................................................................49
APÊNDICE.................................................................................................................53
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Ovos de D. saccharalis (F.) em cana-de-açúcar.........................................19
Figura 2. Lagarta de D. saccharalis (F.) em cana-de-açúcar.....................................20
Figura 3. Pupa de D. saccharalis (F.) em cana-de-açúcar.........................................20
Figura 4. Adultos de D. saccharalis
(F.) em laboratório: a) fêmea, b)
macho.........................................................................................................................21
Figura 5. As galerias feitas pelas lagartas de D. saccharalis (F.) dentro dos colmos
da cana-de-açúcar (colmos broqueados)...................................................................22
Figura
6.
Vespa
C.
flavipes
(C.)
parasitando
a
lagarta
D.
saccharalis
(F.)..............................................................................................................................23
Figura 7. Tubos de PVC (câmaras) utilizados como gaiolas para o acasalamento de
D. saccharalis (F.)......................................................................................................33
Figura
8.
Ovos
de
D.
saccharalis
(F.)
em
papel
sulfite
(no
laboratório).................................................................................................................34
Figura
9.
Placas
de
Petri
montadas
com
ovos
da
D.
saccharalis
(F.)..............................................................................................................................35
Figura 10. Frasco de vidro transparente (500ml) com tampa de metal......................39
Figura 11. Frascos contendo ovos da D. saccharalis (F.) para posterior inoculação
das lagartas................................................................................................................39
Figura 12. Sala das lagartas “inoculadas”. Estas ficam em bandejas com
dieta............................................................................................................................41
Figura
13.
Funcionária
retirando
as
massas
localizadas
no
interior
da
dieta............................................................................................................................42
Figura 14. Massas de C. flavipes (C.) em um copo plástico......................................43
Figura 15. Fluxograma de produção de C. flavipes (C.) em D. saccharalis (F.) criada
sobre dieta artificial.....................................................................................................44
Figura 16. Vespas que eclodiram das pupas em recipiente plástico.........................45
Figura 17. Esquema da liberação de C. flavipes na cana-de-açúcar.........................46
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Ingredientes utilizados na dieta de HENSLEY & HAMMOND (1968) apud
MACEDO (2000), modificada, de criação e realimentação de lagartas Diatraea
saccharalis (F.)...........................................................................................................30
1
11
1 INTRODUÇÃO
A produção de alimentos teve grande aumento devido ao uso de defensivos
químicos para controlar insetos pragas. Isso, tempos atrás, foi uma revolução na
agricultura. Porém, se esses defensivos forem usados sem critério e continuamente,
causam sérios problemas ambientais, tais como a presença de resíduos em
alimentos e desequilíbrio ecológico. Pensando nos problemas ambientais,
entomologistas se preocuparam em utilizar outras formas de controle, avançando em
pesquisas com inimigos naturais e assim conseguindo utilizá-los, sendo esse
método chamado controle biológico de pragas (MACHADO, 1988). Assim, obteve-se
também um custo menor ao agricultor em vista de menor ou não utilização de
inseticidas e pesticidas.
Os inimigos naturais são predadores, parasitóides e microrganismos. Todos
esses inimigos podem ser utilizados e produzidos em laboratório levando em conta
sua biologia. Mas em termos de custo, manipulação e taxonomia (por serem mais
conhecidos) os parasitóides são os mais utilizados (PARRA, 2000).
Um dos exemplos da utilização do controle biológico é na cultura da cana-deaçúcar, por esta ter grande importância em diversos países, principalmente no
Brasil, que é um dos líderes mundiais na produção de açúcar e álcool de cana. No
Estado de São Paulo, a principal praga que infesta a cana-de-açúcar é a broca
(Diatraea saccharalis), cujos danos são responsáveis por grandes prejuízos na
produção de açúcar e álcool (BOTELHO, 1993). No intuito de controlá-la, sem
prejudicar o meio ambiente, inimigos naturais são produzidos em laboratório. Apesar
dessa praga possuir vários inimigos naturais, a vespa Cotesia flavipes (Cameron)
(Hymenoptera: Braconidae) é a mais utilizada. Em várias utilizações, esse
parasitóide foi o mais eficiente na diminuição da população da D. saccharalis
(Fabricius) (Lepidoptera: Pyralidae), quando comparado com outros parasitóides
(MACEDO, 2000).
O objetivo principal deste trabalho é descrever a técnica aplicada à produção
da vespa C. flavipes e do seu hospedeiro definitivo D. saccharalis em laboratório.
Pretende-se ainda abordar o histórico, a situação atual e as perspectivas de
utilização do controle biológico.
12
2 CONTROLE BIOLÓGICO: DEFINIÇÃO
O controle biológico é utilizado na agricultura para substituir substâncias
químicas (inseticidas e pesticidas) (ODUM,1988). Ele tem como finalidade manter as
espécies de pragas em níveis aceitáveis através da introdução de um predador
natural, parasitóide ou microrganismo que lhe cause doença ou morte, pois todas as
espécies de plantas e animais possuem inimigos naturais que atacam seus vários
estágios de vida (BRAGA et al., 2003; BUG Agentes Biológicos, 2004). Esse
controle, segundo BELLOTTI (1992), pode ser visto sob dois aspectos: o controle
biológico natural (ou clássico), que ocorre sem o auxílio do homem (ou seja, os
inimigos naturais não são criados em laboratório e nem liberados ao campo) e o
controle biológico aplicado que envolve a intervenção humana (a produção dos
inimigos naturais em laboratório para posterior liberação à cultura).
O controle biológico é um componente do Manejo Integrado de Pragas (MIP)
que visa controlar as pragas de modo a minimizar as perdas econômicas por meio
de sua redução populacional sem que seja preciso eliminá-las completamente,
juntando outros métodos de controle – físico, comportamental, de resistência de
plantas a insetos, genético, minimizar o aparecimento de pragas resistentes, reduzir
o surto de pragas secundárias, reduzir o risco para a saúde humana, reduzir
poluição, maximizar o potencial de controle natural, preservar a população de
inimigos naturais – visando critérios econômicos, ecológicos e sociais (BRAGA et al.,
2003; BUG Agentes Biológicos, 2004; SCOMPARIM, 2003). Esse método também
visa respeitar e incentivar a ação benéfica dos inimigos naturais nativos da broca,
que já controlam elevadas porcentagens das populações da broca, em ambientes
não perturbados (TÉRAN & NOVARETTI, 1980).
Os parasitóides são os mais utilizados no controle de pragas de insetos
produzidos em laboratório, pela sua taxonomia, baixo custo, fácil manipulação e por
se alimentarem da própria praga (em uma certa fase da vida), não sendo necessária
a criação de uma dieta para eles (PARRA, 2000). Os parasitóides são organismos
intermediários entre predadores e parasitas (ODUM, 1988). Eles possuem algumas
características de parasitas porque têm um hospedeiro específico e alto potencial
biótico (capacidade natural de crescimento da população), residindo no interior de
um hospedeiro vivo e comendo seus tecidos, que por conta disso fazem também o
13
papel de predador, pois inevitavelmente matam seus hospedeiros (ODUM, 1988;
RICKLEFS, 2003). Existem dois tipos de parasitóide: endoparasitóide que ataca
dentro de organismo do hospedeiro e ectoparasitóide atacando externamente ao
corpo do hospedeiro (INSTITUTO BIOLÓGICO, 2004).
O termo parasitóide se aplica a espécies de vespas (Hymenoptera) e moscas
(Diptera), que em sua fase larval se alimentam dos tecidos de hospedeiros vivos –
normalmente os ovos, larvas e pupas de outros insetos – levando estes
inevitavelmente à morte, mas somente quando a larva do parasitóide já tenha
empupado (RICKLEFS, 2003).
Segundo PARRA (1992), existem três tipos de criações de insetos em
laboratório: em pequena escala, comercial e massal.
O primeiro tipo é conduzido por uma única pessoa e tem por objetivo estudar os
aspectos básicos do inseto, sendo de vital importância para que possam ser
desencadeados os demais tipos de criações.
As criações comerciais (segundo tipo) são mantidas por companhias que
comercializam os insetos a empresas que necessitem desses insetos para controlar
suas culturas.
O terceiro tipo de criação, a massal, envolve operações semelhantes a uma
fábrica para servir de suporte a um programa de controle biológico, ou seja, uma
empresa cria os inimigos para utilizar em uso próprio (da empresa).
2.1 CONTROLE BIOLÓGICO NO PASSADO
No século III, os chineses utilizavam formigas predadoras (como Oecophylla
smaragdina) para controlar pragas de citros. No começo do século XVII (1602) há
uma citação de Aldrovandi, da emergência do parasitóide Apanteles (=Cotesia)
glomeratus Linnaeus (Hymenoptera: Braconidae) de lagartas de Pieris rapae
Linnaeus (Lepidoptera: Pieridae). Porém, através de uma confusão de casulos como
ovos feita pelo autor, esta sofre uma correção de Vallisnieri um tempo depois
(PARRA, 2000).
Vários casos de introdução de predadores seguiram-se nos séculos XVIII e
XIX. Neste último, houve estudos com patógenos que culminaram com os primeiros
estudos com vírus controlando insetos, no século XX. Entretanto, o controle
14
biológico clássico teve o seu início propriamente dito em 1889 onde, um ano antes,
havia sido introduzida a joaninha australiana, Rodolia cardinalis (Coleoptera:
Coccinellidae), para controlar o pulgão branco Icerya purchasi (Hemiptera:
Margarodidae), que era uma praga dos pomares cítricos da Califórnia, EUA. Como
durante um ano, a população da cochonilha citada estava controlada, iniciou-se o
controle biológico clássico no mundo nesta data (PARRA, 2000).
Da década de 1940 até metade dos anos 60, foi chamada a época dos
orgânicos sintéticos (pesticidas) onde a indústria de formulados expandiu-se em
vários países para equacionar os problemas envolvidos na preparação dos
defensivos orgânicos sintéticos, então comercializados pela primeira vez. Nessa
época, o Controle Biológico Clássico (sem intervenção do homem) deixou de ter a
devida importância pela agressividade que os inseticidas causavam nos inimigos
naturais, ou seja, os agricultores utilizavam além do Controle Biológico, os
inseticidas para matar as pragas mais rapidamente (já que com o Controle Biológico
a morte das pragas se dava a longo prazo) (PARRA, 2000).
Como o uso de inseticidas estava preocupando os agricultores, pois causavam
muitos danos ao seu próprio cultivo e a todo o meio ambiente, havia uma
necessidade de se fazer algo para proteger a biodiversidade. Houve, então, o
ressurgimento do controle biológico, porém com inovações dessa alternativa de
controle, ou seja, a conservação e multiplicação de inimigos naturais, agora
incorporados em programas de Manejo Integrado de Pragas (MIP) (PARRA, 2000).
2.2 CONTROLE BIOLÓGICO NO PRESENTE
Com o passar dos anos, a consciência de manutenção da qualidade ambiental
tomou conta da cabeça das pessoas, houve o aparecimento de novos produtos para
controlar pragas (reguladores de crescimento, aqueles que atuam em nível de
mitocôndria, de canais de Sódio e Potássio) e os produtos químicos se tornaram
cada vez mais seletivos fazendo com que o controle biológico clássico voltasse com
alta intensidade e sendo mais um importante componente de programas de MIP. O
MIP ou Manejo Ecológico de Pragas (MEP) – consiste em conhecer melhor as
pragas (biologia e comportamento), conhecer o nível de infestação que causa
prejuízos econômicos, só utilizar o produto químico quando realmente for
15
necessário, fazer aquisição de pesticida somente mediante receituário agronômico
(SOUSA, 2004) – é muito empregado nos dias de hoje, visando uma agricultura
sustentável (PARRA, 2000). Na agricultura sustentável o ciclo produtivo é fechado
dentro da propriedade, havendo um equilíbrio energético (entre produção e
consumo), conservando os recursos envolvidos e com mínimo, ou nenhum, ingresso
de energia externa derivada de combustíveis fosseis (adubos químicos, agrotóxicos,
combustível, etc) (SEIDEL, 2004).
Atualmente é dada uma importância cada vez maior ao Controle Biológico,
tanto Clássico quanto Aplicado, pois os inimigos naturais são os principais
causadores da mortalidade no agroecossistema, possuindo uma função relevante na
manutenção do equilíbrio de pragas. Os parasitóides apresentam métodos de
amostragem e níveis de controle que facilitam na utilização de qualquer programa de
Manejo de Pragas para poder controlá-los e manejá-los. Além disso, o controle
biológico mantém a população de pragas em níveis toleráveis, quando comparado a
outros métodos de controle, como os culturais, físicos, de resistência de plantas a
insetos e métodos comportamentais (feromônios), que podem até ser utilizados com
métodos químicos (especialmente reguladores de crescimento e produtos de última
geração, pouco agressivos ao ambiente) (PARRA, 2000).
Em MIP devem ser adotados os procedimentos básicos de Controle Biológico,
que são: introdução, conservação e multiplicação. Na parte de conservação, devem
ser utilizados produtos seletivos somente a alguns tipos de insetos (Controle
Biológico Natural), principalmente quando se trata de culturas com grande número
de pragas, onde poderia ser difícil a utilização de agentes biológicos, dada a sua
especificidade. Em culturas com pequeno número de pragas, sejam exóticas, para
as quais a introdução de inimigos naturais pode ser de grande valia, ou para pragas
nativas, para as quais devem ser utilizados inimigos naturais locais, o Controle
Biológico Aplicado (CBA), envolvendo produções massais de inimigos naturais e
posterior liberação inundativa, assume grande importância (PARRA, 2000).
É importante frisar que o MIP requer um planejamento anterior ao plantio das
safras agrícolas, principalmente se forem utilizados métodos como rotação de
culturas, plantio em faixas, variedades resistentes e outros. Tais métodos devem
envolver também os grupos de agricultores de uma região, já que as pragas não
respeitam divisas entre propriedades (BRAGA et al., 2003).
16
Por todos esses motivos, dá para se imaginar um manejo integrado da
agricultura, que combina todos os processos de produção agrícola dentro do
contexto de um único ecossistema ou agroecossistema (BRAGA et al., 2003).
Segundo BRAGA et al. (2003), as razões apresentadas anteriormente justificam
as duas grandes linhas em que se apóiam os esforços de controle dos efeitos dos
inseticidas. A primeira delas, de longo prazo, mais radical e de viabilidade que
depende de verificação, sugere alcançar soluções alternativas de combate às
pragas agrícolas como, por exemplo, as de base biológica ou física, que se baseiam
na criação e disseminação de obstáculos e restrições à sobrevivência do organismo
por meio de predadores e de armadilhas. A segunda tem como fundamento o
estabelecimento de uma estrutura legal e institucional que impeça a produção e
comercialização dos defensivos químicos que possuem efeitos negativos maiores e
o controle da intensidade e do modo de sua aplicação pelo agricultor.
O controle biológico natural que consiste na conservação de inimigos naturais
terá cada vez mais espaço, especialmente para culturas que possuam um enorme
número de pragas, podendo ser utilizado juntamente com novos defensivos
químicos cada vez menos agressivos ao ambiente (que afetem as pragas, sem
afetar os inimigos naturais) (BRAGA et al., 2003).
Por outro lado, pela suas características, o método que mais se utiliza em
programas de Manejo de Pragas é o Controle Biológico Aplicado (CBA),
especialmente pelo avanço das criações massais de insetos, empregando-se dietas
artificiais, e atendendo à chamada multiplicação (que é o procedimento básico de
Controle Biológico) (PARRA, 2000).
2.3 CONTROLE BIOLÓGICO NO BRASIL
Em nosso país, a introdução de inimigos naturais aconteceu em 1921, com a
importação de Prospaltella berlesi (Hymenoptera: Aphelinidae), originário dos EUA,
para controlar a conchonilha-branca-do-pessegueiro, Pseudaulacaspis pentagona
(Hemiptera: Diaspididae). Outros inimigos naturais foram importados com resultados
animadores, como foi caso de Neodusmetia sangwani (Hymenoptera: Encyrtydae)
para controle de Antonina graminis (Hemiptera: Pseudococcidae) em pastagens, na
década de 60. Dez anos depois, introduções com grande sucesso se deram a
17
Cotesia flavipes (Cameron), de Trinidad-Tobago, para manejar a população de
Diatraea saccharalis (Fabricius); e com parasitóides de pulgões do trigo realizada
pela EMBRAPA, para controlar os principais afídeos da cultura. Na década de 90,
obteve-se sucesso com a introdução da Trichogramma pretiosum (Hymenoptera:
Trichogrammatidae, natural da Colômbia, para controle da traça Tuta absoluta em
tomateiro industrial. Por causa desses e outros excelentes resultados gerados e pelo
Sistema de Quarentena “Costa Lima” (Centro Nacional de Pesquisas em
Monitoramento e Avaliação de Impacto Ambiental) que foi criado recentemente pela
EMBRAPA- CNPMA, Jaguariúna, SP, facilitando as importações, grandes áreas têm
sido tratadas com os inimigos naturais dando maior credibilidade aos programas de
Controle Biológico no Brasil (PARRA, 2000).
Sem dúvida, a pressão mundial existente relacionada a problemas ambientais e
o potencial de utilização de agentes de Controle Biológico em países tropicais, são
as características que aumentaram cada vez mais a utilização desta tática de
controle (PARRA, 2000).
No Brasil, ainda existem problemas relacionados à falta de estudos básicos
(incluindo análises de impacto ambiental); descontinuidade de programas e/ou
projetos mal planejados e, muitas vezes, isolados (sem características inter ou
multidisciplinares); falta de credibilidade no Controle Biológico dificultando o
aparecimento de firmas idôneas que comercializem inimigos naturais (prática comum
em países desenvolvidos); inexistência de uma política nacional com definição de
prioridades, principalmente voltada para estudos de Controle Biológico em culturas
de subsistência; poucos investimentos na área e dificuldade de transferência da
tecnologia gerada ao usuário. Este último talvez seja o mais importante deles, pois
muitas vezes existe a tecnologia, mas esta não chega ao agricultor (PARRA, 2000).
Apesar de todos esses problemas, o Brasil tem a vantagem de ser um país tropical.
Não há invernos tão rigorosos, o que facilita a criação de inimigos naturais. O Brasil
tem uma rica biodiversidade de ecossistemas que facilitam a busca de inimigos
naturais capazes de solucionarem problemas críticos na agropecuária e saúde
pública. Por outro lado, fatores de ordem ambiental, econômica e social, como o
aumento da consciência da importância da preservação ambiental, o grande número
de pessoas com intoxicações crônicas ou agudas causadas por inseticidas, o
aumento da resistência dos insetos aos produtos químicos e os elevados custos de
produção, tem estimulado o interesse das empresas a utilizarem o controle biológico
18
de insetos (PARRA, 1980a; DOSSI &CONTE, 2002; BESSERA & PARRA, 2004
apud DOSSI et al. 2004).
Atualmente, o Brasil possui programas semelhantes aos melhores do mundo
em qualidade e em áreas tratadas com insetos. Um ótimo exemplo da utilização
desse programa é para o controle de D. saccharalis (praga da cana) através da
liberação de C. flavipes em 300.000 ha por ano (no Brasil, em geral).
Esse programa obteve uma relação custo/benefício excelente. Na década de
80 os ataques da broca-da-cana, foram responsáveis, em São Paulo, por perdas de
100 milhões de dólares anuais. Atualmente, após a implantação do braconídeo
citado, estas perdas caíram para 20 milhões/ano (PARRA, 2000).
2.4 CONTROLE BIOLÓGICO NO FUTURO
Para que o Brasil possa ter condições em competir com países desenvolvidos é
essencial que se corrijam os problemas acima citados e que haja uma ponderação
entre a pesquisa básica e a aplicada para o desenvolvimento de novas tecnologias.
Fatores indispensáveis para que o Brasil possa acompanhar, nas mesmas
condições que os países desenvolvidos, as mudanças envolvendo o Controle
Biológico (aplicações de biologia molecular, plantas transgênicas e produção de
parasitóides “in vitro”) são o treinamento de pesquisadores no Brasil ou exterior e o
relacionamento entre o país e outras nações. Uma das tecnologias já existentes no
Brasil é a produção de parasitóides “in vitro” (CÔNSOLI & PARRA, 1997; CÔNSOLI
& PARRA, 1999 apud PARRA, 2000).
Modificações continuarão a ocorrer no Controle Biológico, pois, no futuro,
haverá uma exploração maior dos estudos de relações tróficas, serão aperfeiçoadas
as linhagens de inimigos naturais (adaptáveis às drásticas variações de temperatura)
juntamente com o aprimoramento de técnicas de criação (manejo da criação) com o
controle de qualidade do parasitóide ou predador produzido, avanço nos produtos
(tornando-os cada vez mais seletivos) e técnicas inovadoras de liberação e
armazenamento, tornando este insumo biológico cada vez mais eficiente e acessível
ao usuário. É importante ressaltar que o Controle Biológico não pode ser visto
somente como uma atividade isolada dentro de um MIP, deve ser analisado sob um
ponto de vista global para ampliar o seu espectro de utilização (PARRA, 2000).
19
3 PRODUÇÃO EM LABORATÓRIO DO AGENTE DE
CONTROLE BIOLÓGICO C. flavipes CRIADO EM D.
saccharalis
3.1
CARACTERÍSTICAS GERAIS DA BROCA DA CANA-DE-
AÇÚCAR D. saccharalis
D. saccharalis (Fabricius, 1794), (Lepidoptera, Pyralidae) é um inseto de
metamorfose completa (DOSSI et al., 2004), e ocorrência nas Américas sendo
popularmente conhecida como broca-da-cana por ser a principal praga da cana-deaçúcar, onde causa diversos prejuízos (BOTELHO, 1992).
Suas posturas correspondem a massas de ovos imbricadas com coloração
amarela no início do desenvolvimento, escurecendo perto da eclosão das lagartas
(Figura 1) (BUG Agentes Biológicos, 2004).
FIGURA 1. Ovos de D. saccharalis (F.) em cana-de-açúcar.
Fonte: BUG Agentes Biológicos, 2004.
As lagartas eclodem após 4 a 9 dias, têm coloração amarelada, com manchas
ou pontuações pretas pelo corpo e a cápsula cefálica de cor preta (Figura 2).
Possuem as fases de primeiro a quinto instares. As fêmeas podem chegar a medir
até 25 mm de comprimento, sendo o macho, um pouco menor. Alimentam-se do
parênquima das folhas e depois da primeira ecdise entram pela parte mais mole do
colmo, a gema, onde permanecerão por cerca de 35 a 40 dias (contando a fase
larval com a fase de pupa) (Figura 3). Antes da pupação, as lagartas abrem um
20
orifício no colmo para posterior saída do adulto. A fase de pupação dura entre 9 e 14
dias (BUG Agentes Biológicos, 2004).
FIGURA 2. Lagarta de D. saccharalis (F.) em cana-de-açúcar.
FIGURA 3. Pupa de D. saccharalis (F.) em cana-de-açúcar.
As mariposas adultas possuem coloração amarelo palha (fêmeas) e amarelo
mais escuro (machos) e suas asas anteriores contêm linhas diagonais em forma de
V invertido podendo atingir também o mesmo tamanho que as lagartas (Figura 4)
(NARDIN, 2004; BUG Agentes Biológicos, 2004). O adultos vivem até 7 dias (em
média) e uma só fêmea chega a colocar 600 ovos ao longo de sua vida (BUG
Agentes Biológicos, 2004).
21
(a)
(b)
FIGURA 4. Adultos de D. saccharalis (F.) em laboratório: a) fêmea, b) macho.
Fonte: NARDIN, 2004.
A fase larval é a que gera prejuízos à cultura da cana-de-açúcar. Sua
ocorrência pode ser extremamente destrutiva, chegando a inviabilizar a atividade
dependendo da intensidade de ataque (Figura 5) (MACEDO, 2004). Os danos que
ela causa, podem ser divididos em danos diretos e indiretos. O dano direto
corresponde à abertura de galerias que a lagarta faz, causando perda de peso da
cana, diminuição da germinação pela morte das gemas, e se o caminhamento da
broca for circular, tombamento da cana (BUG Agentes Biológicos, 2004). Se a cana
for jovem, a broca pode causar a morte do ponteiro (seca das folhas e morte do
broto) e conseqüentemente a morte da cana (NARDIN, 2002). Os danos indiretos,
que são os mais importantes, antecedem o dano direto, pois havendo uma abertura
na cana, ocorre facilitação da entrada de microrganismos (fungos e bactérias)
prejudicando o processo de produção de açúcar e álcool. A produção de açúcar é
comprometida, pois os fungos ocasionam a inversão da sacarose em outros
açúcares que não cristalizam, e na produção de álcool, as bactérias competem com
as leveduras que fazem a fermentação alcoólica, diminuindo o volume de álcool
produzido. As perdas podem chegar a 35Kg de açúcar/ha, e a 30 litros de álcool/ha
com apenas 1% de colmos broqueados (BUG Agentes Biológicos, 2004). Cada 1%
de Intensidade de infestação. (I.I.) corresponde a 0,77% de queda na produção da
cana. Estudos feitos por PRECETTI et al. (1988), mostraram que para cada 1% de
I.I., os índices médios de perdas de açúcar foram de 0,370 kg/t cana e de álcool
0,165 l/ton cana. Para uma produção de 1.250.000 t, perde-se 9.650 t ou 112 ha
(NARDIN, 2002).
22
FIGURA 5. As galerias feitas pelas lagartas de D. saccharalis (F.) dentro dos
colmos da cana-de-açúcar (colmos broqueados).
Os principais inimigos naturais que podem fazer com que a população de D.
saccharalis reduza são os seguintes: Formigas (predadoras) que predam posturas e
lagartas de primeiro ínstar; parasitóides Trichogramma galloi (Hymenoptera:
Trichogrammatidae) e C. flavipes que parasitam postura e lagartas, respectivamente.
Outros inimigos naturais que também podem ajudar na diminuição da praga são dois
parasitóides de mesma ordem e família: Paratheresia claripalpis Wulf e
Metagonistylum minense Towns (Diptera: Tachinidae) (BOTELHO, 1993).
3.2 CARACTERÍSTICAS GERAIS DO PARASITÓIDE C.
flavipes
C. flavipes (Cameron, 1891) (= Apanteles flavipes) se encontra dentro da
ordem Hymenoptera e da família Braconidae. Ela é uma vespa parasitóide
microhimenóptero gregário, haplodiplóide, onde as fêmeas do parasitóide originamse de ovos fertilizados, enquanto que os machos são produzidos por partenogênese
arrenótica, ou seja, de ovos não fertilizados (VETORELLI et al., 1999).
23
É uma vespa endoparasitóide originária da Índia e do Paquistão que foi
introduzida no Brasil em 1974, para ser utilizada no controle de lagartas da broca-dacana. Obtém maior sucesso em áreas em que a lagartas já se encontram dentro dos
colmos da cana (BUG Agentes Biológicos, 2004). Segundo RICKLEFS (2003),
vespas parasitóides desenvolvem-se dentro das larvas ou das pupas de outros
insetos. No caso da C. flavipes, esta tem seu desenvolvimento dentro das lagartas
da D. saccharalis. A fêmea possui antenas menores que as do macho e se colocada
perto da lagarta, irá ovopositar (sentará em cima da broca e curvará as antenas,
Figura 6), já o macho somente ficará andando sobre ela.
FIGURA 6. Vespa C. flavipes (C.) parasitando a lagarta D. saccharalis (F.).
Conforme ARRIGONI (1996) apud PERTICARRI (2002), no ano de 1995, no
estado de São Paulo, houve o emprego do controle biológico em 424 mil hectares de
canaviais, enquanto o controle químico (inseticidas) foi utilizado em apenas cinco mil
hectares em áreas de alta infestação com variedades suscetíveis. Dos parasitóides
liberados, C. flavipes tem se mostrado mais eficiente, sendo atualmente, o produzido
em maior número, em 38 laboratórios do Estado de São Paulo. Essa eficiência é
demonstrada em trabalhos como os de BOTELHO (1992) e MACEDO (2000).
BOTELHO (1992) realizou um trabalho no período de 1978 e 1989 na região
de abrangência da COSUL – IAA/PLANALSUCAR comparando a eficiência de vários
parasitóides de D. saccharalis: Metagonistylum minense Towns., Apanteles flavipes
(= C. flavipes) Cameron, Paratheresia claripalpis Wulp. e outros. Foi constatado que
24
A. flavipes surgiu como principal inimigo natural da broca, com uma participação de
76,64% no parasitismo total obtido no ano de 1989.
Outro trabalho envolvendo a porcentagem de parasitismo da C. flavipes
(Cameron) e outros parasitóides (principalmente Metagonistylum minense Towns. e
Paratheresia claripalpis Wulp.) foi desenvolvido por MACEDO (2000) durante 22
anos (entre 1975 e 1997) nos canaviais da Usina da Barra, Barra Bonita, SP. Esse
trabalho também abordou a Intensidade de Infestação (I. I. %) pela D. saccharalis
(Fabricius). MACEDO (2000) obteve os seguintes resultados: a C. flavipes
apresentou maior porcentagem de parasitismo e a Intensidade de Infestação pela
broca da cana se tornou cada vez menor.
Mesmo a C. flavipes sendo muito eficiente na redução da Intensidade de
Infestação (I. I.) da broca acima descrita, a eficiência só é observada em locais onde
são feitas liberações constantes do parasitóide (BUG Agentes Biológicos, 2004).
3.3 LABORATÓRIO DE ENTOMOLOGIA DA USINA NOSSA
SENHORA APARECIDA – VIRGOLINO DE OLIVEIRA
Segundo Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A (2004), a primeira
plantação de cana-de-açúcar se deu com o Comendador Virgolino de Oliveira na
década de vinte no Sítio Palmeiras (propriedade de seu pai). Ele construiu, com isso,
uma pequena indústria de aguardente. Quando iniciou a erradicação do café e
aumentou a plantação de cana de açúcar, conseguiu adquirir o primeiro trator de
esteira.
Em 1933, com a adição de aparelhos mais modernos e produtivos, surgiu
juntamente com fábrica de aguardente uma pequena usina de açúcar, com uma
produção, na safra de 4.200 sacos. Com o passar dos anos foi-se aumentando a
moagem e produção de açúcar e álcool (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A,
2004).
Em 1949, esta produzia cerca de 250.000 sacos de açúcar e 2.000.000 de
litros de álcool (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A, 2004).
Em 1954 foi considerada pela revista “SUGAR”, a usina mais moderna do
mundo. Depois de 5 anos, um grupo de usineiros, liderados pelo Comendador
25
Virgolino de Oliveira, fundou a Copersucar, com intenção de prover melhores
condições de comercialização e assistência tecnológica as integrantes da
cooperativa, nas áreas agrícola e industrial (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool
S/A, 2004).
No dia 14 de dezembro de 1962, o Comendador Virgolino de Oliveira sofreu
um acidente aeronáutico falecendo no local. Assim, sua esposa Sra. Carmen Ruete
de Oliveira assumiu a presidência da empresa permanecendo neste cargo até a
presente data (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A, 2004).
Em 1971, a usina conseguiu expandir a sua produção com a construção de
uma unidade industrial localizada no município de Ariranha (SP), na região de
Catanduva. Esta produzia, na época, 700.000 sacos de açúcar e 6.800.000 litros de
álcool (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A, 2004).
Com a implantação do Pró-Alcool, aumentou a produção e produtividade da
cultura de cana-de-açúcar (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A, 2004).
A empresa, hoje, contém um laboratório de Entomologia que cria vespas (C.
flavipes) para controlar a praga da cana-de-açúcar (D. saccharalis) isso significa que
ela faz uma criação para uso próprio (criação massal). Esse laboratório possui uma
gerente geral de laboratório que tem como encarregado um engenheiro agrônomo,
contando ainda com seis funcionárias participando da produção. No laboratório são
inoculadas 6.000 brocas/dia totalizando 120mil brocas/mês. Diariamente há
liberação de C. flavipes (Virgolino de Oliveira Açúcar e Álcool S/A, 2004).
Segundo MACEDO (2000) e NARDIN (2004), o laboratório possui as
seguintes salas, seguindo de suas utilizações:
1. Escritório: local onde são arquivados documentos e informações sobre o
trabalho desenvolvido no laboratório e no campo. A organização dessas informações
serve de consulta rápida e fácil para saber o andamento das produções de C.
flavipes e se a eficiência da mesma está sendo condizente com o esperado, além de
refletir a capacidade organizacional do responsável pelo setor.
2. Sala da revisão: esta é uma sala onde são revisados os lotes de lagartas
“inoculadas” no alcance de “massas” do parasitóide ou de pupas da praga. Este
local tem boa luminosidade, sem incidência de raios solares.
3. Sala da inoculação de parasitóides: neste local se realizam as
“inoculações” das lagartas D. saccharalis pelo parasitóide C. flavipes. Possui
excelente luminosidade, sem incidência de raios solares.
26
4. Sala das lagartas “inoculadas”: destinada às lagartas que estão sendo
parasitadas. A temperatura precisa ser mantida entre 28 + 2º C, com o auxílio de ar
condicionado quente/frio, com luminosidade natural, sem incidência de raios solares.
No inverno, quando as vespas ficam menos ativas, inocula-se nesta sala onde a
temperatura é controlada pelo ar condicionado (28 + 2º C).
5. Sala de dieta: um dos locais mais importantes do laboratório; ali são
preparadas as dietas artificiais utilizadas na criação das lagartas de D. saccharalis,
servindo também como local para armazenamento de parte dos componentes de
dieta. Este local também serve para montar as placas com os ovos do lepidoptero e
“inocular” os mesmos nos frascos e tubos de ensaio. A assepsia deve ser rigorosa,
evitando-se a entrada de pessoas estranhas ao serviço. Por ser sala fechada, deve
dispor de ar condicionado com temperatura mantida próximo a 20º C.
6. Banheiro: Dependência reservada para uso exclusivo de funcionários que
trabalham no laboratório.
7. Sala da postura: onde são mantidas as câmaras com adultos da D.
saccharalis para obtenção de ovos. Ela também serve para manter as pupas já
formadas da C. flavipes. A temperatura deve permanecer entre 20 a 22º C, por meio
de ar condicionado e com fotofase de 12 a 14 horas.
8. Sala das lagartas em desenvolvimento: local onde são acondicionados
os recipientes utilizados para manter as lagartas em desenvolvimento. A temperatura
deve ser mantida entre 28 + 2º C através de ar condicionado, com luminosidade
elétrica.
9. Almoxarifado: Armazenagem dos componentes do material de limpeza e
do material empregado na criação que, momentaneamente, não esteja em uso.
10. Área de limpeza. Destinado ao abrigo das máquinas para lavar caixas
plásticas, tubos ou frascos; tanques com água mais desinfetante e depósito de
material a ser lavado ou já limpo, empregado no dia a dia da produção.
O laboratório é limpo, bem iluminado e ventilado nos locais onde não há
controle de temperatura ou luz. O trânsito de funcionários é disciplinado e a
presença de pessoas estranhas, evitada, para prevenir a disseminação de
microrganismos indesejáveis às criações.
27
3.4 DESCRIÇÃO DAS TÉCNICAS DE PRODUÇÃO
O Controle Biológico Natural que será abordado neste trabalho utiliza vespa da
espécie C. flavipes que é parasitóide da praga da cana-de-açúcar D. saccharalis.
Essas duas espécies são criadas em um laboratório da Usina Nossa Senhora
Aparecida – Virgolino de Oliveira, localizada em Itapira, para controlar populações da
broca da cana-de-açúcar nas plantações da empresa.
A seguir são descritas detalhadamente as etapas da produção de D.
saccharalis e C. flavipes.
3.4.1
Higienização do Ambiente de Trabalho e dos Materiais
Utilizados
Todos os materiais antes de serem utilizados no laboratório são lavados (para
retirar a sujeira visível), depois sanitizados ou esterilizados. Essa é a parte mais
importante do laboratório, pois evita que os materiais utilizados sejam contaminados
e com isso não transmitam doenças tanto para o hospedeiro (D. saccharalis) quanto
para o parasitóide (C. flavipes) criados no laboratório (NARDIN, 2004).
As bandejas e suas respectivas tampas são lavadas com água e detergente e
depois colocadas em um galão com 40L de água e 500ml de Cloro (em um galão se
colocam as bandejas em outro as tampas). No dia seguinte, elas são retiradas do
galão e as bandejas são colocadas uma em cima da outra jogando a 1cm de cada
bandeja uma solução com 300ml de Cloro e 2L de água. Deixa-se a solução nas
bandejas por no mínimo 30 minutos. Passado esse tempo, retira-se a água e esta
pode ser utilizada para colocar em mais galões com bandejas e tampas. As
bandejas juntamente com as tampas são colocadas para secar na sala das brocas,
pois esta é uma sala quente (NARDIN, 2004).
Os frascos são lavados com água corrente e inseridos em galões com 20L de
água, 500ml de Cloro e um pouco de detergente (+ ou -10ml). Coloca-se em outro
galão as tampas dos frascos com a mesma solução. Deixa-se de molho por um dia.
No dia seguinte, enxágua-se em água corrente deixando as tampas por alguns
minutos em uma solução de 50ml de Cloro e 1L de água. Então, retiram-se as
28
telinhas de arame que estão encaixadas nas tampas e colocam-se as telinhas junto
com os frascos na estufa por 4 horas (NARDIN, 2004).
Os tubos de ensaio são colocados em um galão com 5L de água e 300ml de
Cloro deixando de um dia para o outro. Logo após, enxaguam-se em água corrente
e tampam-se os tubos com algodão. O algodão deve ficar apertado para que as
brocas não fujam, mas não deve ficar muito apertado se não quebra o tubo de
ensaio e também não deve ficar frouxo demais se não o algodão cai na dieta, além
de deixar as brocas fugirem. Depois disso, os tubos são esterilizados em estufa por
3 horas (NARDIN, 2004).
Os recipientes plásticos onde são colocadas as brocas para virarem crisálidas
são separados das suas respectivas tampas para que no momento em que estarão
de molho eles possam ser sanitizados por dentro. São, então, colocadas em galões
com 20L de água e 500ml de Cloro, retiradas no dia seguinte e enxaguadas em
água corrente. Em seguida, prepara-se outra solução de 20L de água com 500ml de
Cloro e deixam-se as tampas e recipientes nessa solução por no mínimo 2 horas.
São secadas, então, na sala das brocas (NARDIN, 2004).
As tampas e seus copos de plástico são deixados de molho por um dia em
água com detergente (NARDIN, 2004).
As caixas, bandejas e câmaras utilizadas na sala da postura são lavadas com
água detergente e Cloro com o auxílio de uma esponja (NARDIN, 2004).
As pinças, colheres, placas de Petri, espátula e facas são esterilizadas em
estufa. Antes de se utilizarem as placas de Petri, espátula e facas, estas são
sanitizadas com álcool 70% passando um pano para retirar o excesso de álcool
(para não matar as lagartas quando for utilizá-los). E quando se for guardar todos os
materiais sanitizados é jogado Cloro neles (exceto nos materiais que já
permaneceram no Cloro) (NARDIN, 2004).
Antes de utilizar uma bancada para efetuar qualquer técnica, deve-se sanitizar
toda a bancada com um pouco de álcool. Em algumas salas (da postura, inoculação,
revisão e dieta) são passadas um pouco de água antes do álcool para deixar o local
mais úmido e retirar as maiores sujeiras. Depois que se termina o trabalho todos as
salas bancadas e materiais são limpos. A sala e as bancadas são sanitizadas às
vezes com água antes para se retirar a sujeira e com álcool. Uma vez por semana
se limpam todas as salas, ou a maioria delas, com água e sabão (NARDIN, 2004).
29
A vestimenta utilizada nessa prática é o jaleco, juntamente com sapatos
fechados e cabelo preso (NARDIN, 2004).
3.4.2 Preparação da Dieta da Broca-da-cana
São feitas dietas para a alimentação das lagartas da broca da cana-de-açúcar,
D. saccharalis, que são utilizadas em laboratórios de controle biológico nas
Unidades Cooperadas (usinas que se relacionam). Existem dois tipos de dieta que
são feitas: de criação (que é colocada em frascos e tubos servindo para alimentar as
lagartas da broca) (Tabela 1) e de realimentação (que é inserida em bandejas sendo
o alimento de lagartas da broca inoculadas pelas vespas) (NARDIN, 2004).
30
TABELA 1 – Ingredientes utilizados na dieta de HENSLEY & HAMMOND (1968)
apud MACEDO (2000), modificada, de criação e realimentação de lagartas D.
saccharalis (F.).
Ingredientes
Dieta de criação
Dieta de realimentação
(concentração)
(concentração)
Utilização e finalidades
4L (2L de água quente e
4L (2L de água quente e
Água destilada
2L de água fria)
2L de água fria)
Solvente
Açúcar cristal
560g
540g
Carboidrato
Farelo de soja
600g
800g
Proteína
Germe de trigo
400g
180g
Proteína
44g
46g
Anticontaminante
(Vitamina C)
20g
8g
Vitamina
Sais de Wesson
40g
40g
Cloreto de Colina
4g
4g
60ml
60ml
Complexo vitamínico
Vita Gold
4ml
4ml
Complexo vitamínico
Formol
10ml
10ml
dieta
Binotal
1 comprimido
1 comprimido
Antibiótico
Naxilídico)
10ml
10ml
Anticontaminante
Caragenato (Caragenina)
140g
140g
Espessante
Ácido Acético
-
60ml
Anticontaminante
Nipagin (Metilparahidroxibenzoato)
Ácido Ascórbico
Solução Vitamínica
(composta de 500ml de
água destilada, 1 vidro de
via seca e 1 de via
úmida)
Tratamento de ovos em
Wintomylon (Ácido
Fonte: COPERSUCAR, 1987; NARDIN, 2004.
Utiliza-se o açúcar cristal, pois este possui menos aditivos químicos no
momento do seu preparo do que o açúcar refinado (NARDIN, 2004).
O modo de preparo das duas dietas é semelhante. Todos os ingredientes secos
são pesados em uma balança eletrônica de precisão e os ingredientes líquidos
pipetados com o auxílio de uma pipeta. Estes líquidos são misturados em um
Enlemeyer juntamente com o comprimido de Binotal (NARDIN, 2004).
Em uma panela são fervidos 2L de água destilada mais o Caragenato. Essa
mistura fervida, todos os outros ingredientes e os 2L de água fria restantes são
31
colocados no liquidificador para bater. Depois de batida, essa mistura é colocada
nos frascos, tubos ou bandejas e tem de ser colocada rapidamente se não endurece
no liquidificador (NARDIN, 2004).
São colocados dois gradientes de temperaturas de água (fria e quente) para a
dieta sair do liquidificador e da bandeja (ou frasco ou tubo). Se for colocada só água
fria, a dieta não sai do liquidificador (endurece lá dentro) e se colocar água somente
quente, não sai da bandeja (frasco ou tubo) depois (NARDIN, 2004).
A dieta é colocada na bandeja até aproximadamente 1 cm. No tubo ela é
colocada faltando mais ou menos 2 cm para encher. E para se colocar a dieta no
frasco, este é inclinado e coloca-se a dieta até a metade do frasco. Um pouco de
dieta também é introduzida em uma bandeja para o alimento das lagartas que
virarão crisálidas para serem as matrizes do laboratório (NARDIN, 2004).
A sala possui temperatura de 20o C, para que a dieta endureça mais
rapidamente e esfrie (NARDIN, 2004).
3.4.3 Acasalamento
Quando se começa um estudo biológico em laboratório os maiores problemas
vivenciados são ligados ao acasalamento (cópula), ovoposição e alimentação de
adultos (PARRA, 2000).
Para ocorrer o acasalamento das mariposas, segundo PARRA (2000), é
necessário haver no laboratório adaptação de recipientes de criação e técnicas que
se assemelhem o máximo possível às condições apresentadas na natureza. As
necessidades básicas que devem ser respeitadas são temperatura, umidade relativa
do ar (UR), luz e aeração (ventilação) (NARDIN, 2004; PARRA, 2000).
O laboratório tenta imitar as condições ambientais, começando pela
temperatura da sala que se mantém a 21o C, o que é correto, pois o aconselhável é
obter uma temperatura semelhante à ambiental noturna (porque essa é a
temperatura favorável ao acasalamento das mariposas). Para o desenvolvimento de
crisálidas que estão nas caixas ou bandejas, é necessário que se tenha um
fotoperíodo de 14 (fotofase): 10 (escotofase), por isso a luz da sala fica ligada
durante 14 horas e depois é desligada. A umidade varia de fase para fase de D.
saccharalis, precisando de muita umidade e escuridão na fase adulta para ocorrer a
32
cópula, pois as mariposas têm sua vida ativa à noite (diferente das borboletas) e é
preciso que o laboratório possua estratégias para “enganá-las” (NARDIN, 2004;
PARRA, 2000). Uma dessas estratégias, segundo NADIR (2004), é utilizada no
laboratório sendo descrita abaixo:
Primeiramente, é colocado em cima de uma bancada um filtro esponjoso que
serve para reter a umidade e um filtro mais fino sobre ele, ambos bem úmidos (antes
de colocá-los, a bancada deve estar sanitizada). São cortados papéis filtro em
quadrados pequenos pouco maiores que um tubo de PVC e colocados em cima do
filtro úmido. O tubo de PVC (de 10 cm de diâmetro x 22 cm de altura), chamado de
câmara, é inserido em cima de um filtro cortado na forma quadrada, sendo revestido
com papel sulfite internamente e é jogado um pouquinho de água destilada nas
pontas da folha para que elas fiquem coladas e assim nenhuma mariposa ovoposite
fora da folha (ou seja, na câmara).
As mariposas são, então, introduzidas dentro dessa câmara. Algumas dessas
mariposas se situam em bandejas furadas na tampa enquanto outras estão em
caixas com redes na tampa. Esses furos contidos nas tampas são feitos
propositalmente para que as mariposas possam ter ventilação, pois, para que se
obtenha postura, adultos não devem ficar em caixas hermeticamente fechadas.
As mariposas são capturadas com o auxílio de um pequeno tubo de ensaio e
levadas à câmara. São colocados números equivalentes de fêmeas e machos (N=20
de cada sexo) em cada câmara. A fêmea é reconhecida por ser maior, possuir um
abdômen também maior e as asas são de cor clara (bege). O macho possui corpo e
abdômen menores com cor escura (marrom) nas asas. O macho emerge mais
rápido que a fêmea, por isso, pode ser feita a separação dos sexos já na fase pupal.
É possível se notar que as pupas das fêmeas são maiores que as dos machos. No
laboratório isso não é feito, pois demora muito tempo. Então, são separadas pupas
velhas de pupas novas: pupas de uma semana ficam em caixas enquanto que
pupas de um ou dois dias são colocadas em bandejas. Ocorre, assim, uma
emergência maior de machos nas bandejas enquanto que nas caixas, onde as
pupas já estão a mais tempo, ocorrem grandes surgimentos de fêmeas.
Em seguida, as câmaras contendo as mariposas são fechadas na parte
superior por um papel filtro e um elástico sendo molhado o filtro para umidecê-lo
(Figura 8). Essa umidade juntamente com a escuridão da câmara (pois foi fechada
por papel filtro) e a temperatura favorável aumentam as chances de cópula, pois
33
imitam o sereno e a noite. As mariposas permanecem dentro das câmaras por 1 ou
até 2 dias. Passados esses dois dias, as mariposas já vão se tornando velhas e,
com isso, não colocam muitos ovos ou colocam ovos inviáveis.
FIGURA 7. Tubos de PVC (câmaras) utilizados como gaiolas para o
acasalamento de D. saccharalis (F.).
Para alguns lepidópteros utiliza-se solução de sacarose (ou mel) a 10% como
dieta (PARRA, 2000). Porém, nesse laboratório, não se coloca nenhum tipo de dieta
para as mariposas, pois estas consomem sua reserva da fase larval, não sendo
necessária a adição de uma dieta (PARRA, 2000; NARDIN, 2004).
3.4.4 Tratamento da Postura
Depois de deixadas para acasalar durante um dia, retira-se o papel de dentro
das câmaras com as posturas (Figura 9) e as mariposas são colocadas em uma
nova câmara com um novo papel sulfite para acasalarem mais um dia. Após dois
dias dentro da câmara, a folha de postura é retirada e as mariposas são sacrificadas
em um lixo com álcool para evitar riscos de infestação de culturas de cana próximas
(NARDIN, 2004).
34
FIGURA 8. Ovos de D. saccharalis (F.) em papel sulfite (no laboratório).
Para cada folha retirada com postura, é marcada a data. Se as folhas não
forem utilizadas no mesmo dia, elas são guardadas em uma bandeja com tampa
sem furos e joga-se um pouco de água destilada nas folhas para que se conserve a
umidade. As posturas devem estar sempre umedecidas para que não haja
dessecação. Caso as folhas sejam utilizadas no mesmo dia para montar as placas, é
necessário que elas recebam um tratamento para que os ovos não sejam
contaminados por microrganismos. Um pouco de algodão é passado na folha de
sulfite para remover resíduos aderidos. Posteriormente, é realizado um processo de
tratamento para minimizar os riscos de contaminação das folhas de postura. Três
bandejas são utilizadas nesse tratamento: uma bandeja com 2L de água destilada e
2ml de Cloro; outra contendo somente água destilada (o quanto for necessário para
somente retirar o cloro das folhas, mais ou menos 1,7L para essas medidas aqui
citadas); e a última com 1,5L de água destilada e 15g de sulfato cúprico (fungicidabactericida utilizado para desinfecção de ovos e pupários) (COPERSUCAR, 1987).
Dependendo de quantas folhas forem tratadas, coloca-se maior ou menor
quantidade destes componentes. Utilizando luvas de procedimento cirúrgico, as
folhas de postura são colocadas individualmente na bandeja com água e cloro
35
mexendo a mesma por 2 a 3 minutos para que os ovos recebam bem o produto.
Esse procedimento é repetido para a bandeja com água destilada e a seguir para a
bandeja com sulfato cúprico e água. Folhas com posturas de diferentes dias não são
misturadas, pois cada uma eclodirá em um tempo (NARDIN, 2004).
Terminado esse processo, as folhas são escorridas para tirar o excesso de
água e penduradas em varais para secar (NARDIN, 2004).
3.4.5 Preparação da Postura
Depois de secas, as folhas são cortadas e montadas em placas de Petri (Figura
10). No momento em que está se cortando o papel são escolhidos os ovos que não
contém imperfeições (aparentando que eclodirão e não eclodirão de forma irregular).
Os ovos viáveis são de coloração amarela, já os inviáveis são amarronzados. Depois
de algum tempo, os ovos aparentemente viáveis ficam com um amarelo mais intenso
e em seu interior é possível visualizar um ponto preto indicativo dos olhos das
lagartas (NARDIN, 2004).
FIGURA 9. Placas de Petri montadas com ovos da D. saccharalis (F.).
36
São escolhidos os melhores ovos para se preparar as posturas que virarão
crisálidas e posteriormente mariposas, que servirão de matrizes. Geralmente, são
montadas duas placas de Petri pequenas, mas este número pode variar em função
da necessidade de mariposas, assegurando-se uma margem de segurança de
acasalamento. Em seguida, são preparadas as posturas utilizadas para a produção
de lagartas que serão inoculadas pela vespa, escolhendo-se sempre as melhores
que sobraram. A preparação de placas para a produção é feita em placas de Petri
maiores em número de três placas de cada dia (NARDIN, 2004).
A preparação das placas é realizada com máscara, pois se trabalha com o
sulfato cúprico que é tóxico se inalado. Também é necessário que se lave as mãos
com água e sabão e passe-se álcool para minimizar a possibilidade de
contaminação dos ovos por microrganismos. Todos os materiais (placas de Petri,
tesouras e pinças) utilizados para esta prática são previamente esterilizados
(NARDIN, 2004).
Um papel filtro do tamanho da placa é colocado sobre a mesma, onde adicionase uma solução de 0,01 g/ml de sulfato cúprico. Em outra placa sem filtro que fica
inclinada também é aplicado um pouco de sulfato para molhar os ovos e estes serão
colocados nas placas com filtro. É necessário montar as placas de forma que os
ovos fiquem expostos. Não se pode colocar um ovo em cima do outro, se não eles
não eclodem. Se as placas estiverem com pouco Sulfato, joga-se mais um pouco,
para não ressecar os ovos, senão os córios dos ovos ficarão duros e as largartas
não conseguem rompê-los. Porém, não se deve jogar muito sulfato para não
proporcionar o desenvolvimento de patógenos (NARDIN, 2004; PARRA, 2000).
As placas já montadas são colocadas em bandejas e permanecem na sala da
dieta. É necessário observar quando os ovos ficarão com um ponto preto (este é a
cabeça da broca). Caso os ovos fiquem com pontos pretos e não se possa usá-los
naquele momento, eles são colocados em uma geladeira para atrasar o processo de
eclosão. Os ovos, só podem permanecer na geladeira por até dois dias. Depois
disso, as placas devem ser retiradas da geladeira e deixadas ainda na sala da dieta
mesmo que ainda não sejam usadas. Se por algum motivo os ovos demorarem a
ficar com um ponto preto, as placas são translocadas para uma sala quente (a sala
da broca) a fim de acelerar o processo de eclosão (NARDIN, 2004).
37
3.4.6 Inoculação dos Ovos para Produção de Matrizes de Mariposas
Os ovos que estão nas placas são retirados com uma pinça e transferidos
para tubos de ensaio contendo dieta. É feito um corte com uma faca na dieta para se
colocar a postura em pé. Colocando-se a postura desse jeito, depois de as lagartas
eclodirem, estas comerão a dieta até o fundo. Os tubos são tampados com algodão.
É inserido um número de aproximadamente 20 ovos por tubo de ensaio para não
sobrecarregá-lo com muitas lagartas (NARDIN, 2004).
Esses ovos permanecem nos tubos de 19 a 20 dias que é o tempo de eclosão
das lagartas para seu posterior crescimento (NARDIN, 2004).
3.4.7 Preparação de Crisálidas
A dieta é cortada com o auxílio de uma faca em pequenos quadrados e
colocada juntamente com as lagartas que cresceram nos tubos em recipientes
plásticos pequenos. As lagartas são colocadas com o auxílio de uma pinça. Os
recipientes são tampados com tampas de plástico. A tampa é colocada de acordo
com que ela fique folgada no recipiente, pois se ela ficar apertada as lagartas
ressecam e morrem (NARDIN, 2004).
Deve ser incorporada pouca dieta (de 3 a 4 quadrados) e 3 a 4 lagartas por
recipiente, pois a dieta deve ser a porção que as lagartas irão comer. Não se pode
colocar mais do que 4 lagartas por recipiente pois o espaço já fica pequeno para
elas (NARDIN, 2004).
Em seguida, os recipientes são levados para a sala da postura (que possui uma
temperatura semelhante a do ambiente natural) permanecendo nesta por uma
semana para as lagartas se tornarem crisálidas (NARDIN, 2004).
3.4.8 Revisão de Crisálidas
Após uma semana, as lagartas que se tornaram crisálidas são pegas com uma
pinça e inseridas em uma placa de Petri grande. As lagartas que ainda não se
transformaram em crisálidas são mantidas nos recipientes por mais uma semana. As
38
placas que já estão cheias de crisálidas são pesadas para se avaliar a produção de
crisálidas naquele dia (NARDIN, 2004).
Passada mais uma semana, as lagartas que não viraram crisálidas são jogadas
no lixo (pois estão muito velhas e não virarão crisálidas ou virarão crisálidas
deformadas) e são queimadas para que não haja risco de infestação de lavouras de
canas-de-açúcar. As crisálidas que se formaram são colocadas em placas de Petri
grandes e pesadas colocando-as em bandejas que ficam na sala da postura para
virarem mariposas. Passando uma semana, as crisálidas que ainda não viraram
mariposas irão para as caixas. Nas caixas permanecem as crisálidas mais “velhas” e
nas bandejas as mais “novas”. Os machos são crisálidas que possuem tamanho
menor e se transformam em crisálidas mais rapidamente por isso sempre se observa
que há maior desenvolvimento de machos nas bandejas e fêmeas nas caixas. As
mariposas formadas são colocadas para acasalarem (NARDIN, 2004).
As crisálidas que ainda não formaram mariposas permanecem em suas
respectivas caixas e bandejas. Depois de uma semana, as caixas e bandejas são
lavadas e os pupários das crisálidas que já viraram mariposas são removidas
através de um sopro. Assim só sobram as crisálidas que ainda não se
metamorfosearam. Estas voltam às caixas e bandejas lavadas e com um papel
sulfite na parte de baixo (NARDIN, 2004).
3.4.9 Inoculação dos Ovos para Produção de Lagartas
São feitos de 3 a 4 cortes no frasco (Figura 11), do final até o começo do
mesmo. Nesses cortes são introduzidas as posturas que estão dentro de placas de
Petri. Antes de inocular as posturas no frasco, deve-se tomar o cuidado de escolher
as “melhores” posturas, aquelas que possuem coloração preta, aparentam ser
viáveis. As posturas consideradas “ruins” são jogadas no lixo com álcool (NARDIN,
2004).
39
FIGURA 10. Frasco de vidro transparente (500ml) com tampa de metal.
Fonte: MACEDO, 2000.
Cada frasco deve conter um número aproximado de ovos (entre 300 a 400).
Não pode ultrapassar esse número, pois ele é o limite de suporte de lagartas em um
frasco. Os ovos que são inseridos no frasco permanecem de 20 a 21 dias na sala de
lagartas em desenvolvimento (Figura 12) para que as lagartas eclodam e cresçam
(NARDIN, 2004).
FIGURA 11. Frascos contendo ovos da D. saccharalis (F.) para posterior
inoculação das lagartas.
40
3.4.10 Inoculação da Vespa na Broca
Logo após os 20 ou 21 dias em que as lagartas ficaram dentro do frasco, as
lagartas que chegaram ao quarto ínstar podem ser inoculadas (BIANCHINI, 2004).
Se as lagartas de um frasco não estiverem muito grandes (não chegaram no quarto
ínstar), elas podem permanecer durante mais alguns dias para continuar o seu
crescimento (NARDIN, 2004).
A inoculação começa com o preparo dos materiais que serão usados: três lixos,
luva de procedimento cirúrgica, contador, tampas com um furo no centro, pavios
feitos de fita crepe, copos tampados contendo vespas, papéis toalha, frascos
contendo lagartas da broca-da-cana e bandejas com dieta (NARDIN, 2004).
São colocados papéis toalha na bancada e é jogado em cima destes um pouco
de lagartas que estão dentro do frasco. Cada larva individualmente é pega com uma
mão utilizando luva de procedimento cirúrgico enquanto a outra mão segura o
contador.
As lagartas que estiverem muito pequenas, esbranquiçadas (estão
anêmicas ou virarão crisálidas) ou amarronzadas (virarão crisálidas) não devem ser
inoculadas, porque as que virarão crisálidas, a vespa até ovoposita sobre delas, mas
seus ovos não nascerão, pois o corpo das pupas já não igual ao da fase larval. E se
as vespas ovopositarem em lagartas pequenas e anêmicas, como estas não
possuem uma grande fonte de alimento, os ovos que nasceram não se
desenvolverão muito bem. Então, as lagartas que não serão inoculadas, são jogadas
em um lixo juntamente com a dieta que se encontra nos frascos. Essas lagartas
serão queimadas para que não vão ao campo. Em outro lixo são colocados os
papéis toalha utilizados ou qualquer outro tipo de lixo, sendo então levados pelo
lixeiro. E em um terceiro lixo são colocadas as tampas dos frascos que
posteriormente serão levadas para higienização e serem sanitizadas (NARDIN,
2004).
Pegando a lagarta com cuidado para não feri-la ou matá-la, esta é colocada
perto de uma vespa fêmea e com isso, a vespa sobe na lagarta ovopositando sobre
a mesma. As vespas se encontram dentro de copos de plástico tampados e para
que elas saiam de pouco a pouco são trocadas as tampas dos copos por tampas
com um furo no centro e coloca-se um pavio para tampar o furo. Então, quando
precisar que as vespas saiam para ovopositar na lagarta tira-se o pavio e quando já
41
estiverem muitas vespas para fora é só inserir o pavio de novo (NARDIN, 2004). Só
deve se inocular uma vespa por lagarta, pois foi realizada uma pesquisa no
INSTITUTO BIOLÓGICO (2004) para saber se o número de ovos, prole e razão
sexual da C. flavipes é interferido pelo tamanho da broca. Observou-se que a
viabilidade dos parasitóides que se desenvolveram em lagartas superparasitadas foi
menor, ao contrário das que foram parasitadas só uma vez.
Depois da lagarta ser parasitada, ela é colocada em bandejas com dieta,
apertando o contador para cada lagarta parasitada. Colocam-se 250 lagartas em
cada bandeja (para a bandeja não sobrecarregar de lagartas) fechando-a com uma
tampa perfurada, para garantir aeração. Para maximizar a produção de vespas, as
bandejas são colocadas em uma sala com temperatura de 29o a 30o C (sala das
lagartas “inoculadas”, Figura 13). Permanecem nessa sala por 14 dias, que é o
tempo de pupamento das lagartas de vespa (NARDIN, 2004).
FIGURA 12. Sala das lagartas “inoculadas”. Estas ficam em bandejas com
dieta.
42
3.4.11 Revisão de C. flavipes
Depois de passados os 14 dias, as bandejas são levadas para a revisão que
é a retirada e a conta das massas (pupas) que se formaram (Figura 14) (NARDIN,
2004).
FIGURA 13. Funcionária retirando as massas localizadas no interior da dieta.
As crisálidas de mariposa que se formaram são separadas, levadas à sala de
postura para se juntarem as outras virando mariposas e acasalando. Posteriormente
será feita uma conta expondo a eficiência de cada inoculação do funcionário. O fato
de nessas bandejas ocorrer a formação de crisálidas, provavelmente se dá porque a
lagartas não foi inoculada ou talvez pelo fato de alguns ovos que a vespa colocou
não serem viáveis (já que são todos aparentados). Às vezes, a vespa pára na
lagarta parecendo que está ovopositando, mas na verdade não é o que está
ocorrendo e como ela é muito pequena, não dá para ver com precisão se ela
realmente está fazendo isso. Podem ocorrer também lagartas que não foram
inoculadas e ainda assim não formaram crisálidas. Estas possuem um tamanho
43
maior do que o tamanho considerado normal para que elas possam se transformar
em crisálidas (NARDIN, 2004).
As pupas de C. flavipes que se formaram são removidas com ajuda de uma
pinça, quebrando-se a dieta e retirando-as. Cada massa é colocada em uma placa
onde há 30 separações marcadas à tinta. Essas separações servem somente para a
funcionária não ter o trabalho de ficar contando as massas para colocar nos copos.
São separadas as massas de coloração azul e branca (cada cor coloca-se em uma
placa). As massas de cor branca são mais novas, ou seja, ainda não estão prontas
para emergir. Já as massas azuis estão prontas para emergir. Quando encher a
placa de massas, estas são colocadas em copos plásticos (Figura 15). Cada vespa
oviposita uma massa (que possui de 50 a 60 pupas), e são colocadas 15 e 30
massas em cada copo de plástico que continuarão no laboratório e irão à liberação,
respectivamente. São inseridas somente 15 massas no laboratório, pois se houver
muitas massas em um copo elas ficam estressadas por não terem muito espaço e a
maioria não acasala. Depois de colocadas as 30 massas em cada copo é que serão
escolhidas as massas que estiverem “melhores” e colocadas em copos para o
laboratório (NARDIN, 2004).
FIGURA 14. Massas de C. flavipes (C.) em um copo plástico.
Como mostra a Figura 16, 5% (dependendo até 10%, se o laboratório estiver
com poucas C. flavipes, se elas não estiverem ovopositando muito por não terem
acasalado muito ou demorando a emergir) da produção de massas permanece no
44
laboratório para colônia de manutenção da inoculação das vespas nas lagartas de
D. saccharalis, enquanto que os 95% (ou 90%) vão ao campo (NARDIN, 2004).
HOSPEDEIRO
PARASITÓIDE
adultos do campo
ou
do laboratório
96%
adultos*
postura*
pupas
4%
lagartas*
submetidas ao
parasitismo
ovos desinfetados
externamente
lagartas
alimentadas
lagartas* em dieta
artificial
desenvolvimento
dos parasitóides
5%
95%
manutenção do
parasitóide
liberação
* É feito o Controle de Qualidade.
FIGURA 15. Fluxograma de produção de C. flavipes (C.) em D. saccharalis (F.)
criada sobre dieta artificial.
Fonte: NARDIN, 2004; MACEDO, 2000.
O controle de qualidade é fundamental, pois os insetos produzidos devem ser
competitivos e/ou comparáveis àqueles da natureza. Características biológicas,
morfológicas e bioquímicas da população de laboratório devem ser comparadas a
um padrão de um inseto selvagem (de campo). As características de qualidade
(mobilidade, atividade sexual, adaptabilidade, reprodução e colonização) devem ser
analisadas em função do objetivo da criação (PARRA, 2000).
45
3.4.12 Liberação das Vespas em Campo
A liberação ocorre com base na densidade populacional da broca (para saber
onde, quando e quanto liberar de parasitóides). Então, faz-se um levantamento da
densidade populacional da broca (coleta). Isso é feito a cada 3-4 meses após o
plantio da cana (cana planta) e 3-4 meses depois de cortada e socada (cana soca).
A coleta é feita em ruas (local como é chamada a passagem para os funcionários) a
cada 30 metros (NARDIN, 2002). Pegam-se os copos com vespas já eclodidas (as
vespas demoram menos de um dia para surgirem, Figura 17), e levam ao campo. Os
copos são distribuídos em uma rua – deixando-os destampados enquanto os
funcionários vão andando – com um distanciamento de 25 m entre um copo e outro,
visto que é a distância máxima em que a vespa consegue se deslocar (Figura 18).
(NARDIN, 2002; NARDIN, 2004).
FIGURA 16. Vespas que eclodiram das pupas em recipiente plástico.
46
25 m
25 m
50 m
50 m
50 m
50 m
50 m
25 m
- local onde se deixa os copos com vespas.
FIGURA 17. Esquema da liberação de C. flavipes na cana-de-açúcar.
47
4 CONCLUSÃO
As vantagens de se utilizar o controle biológico são o baixo custo, menor risco
ao meio ambiente, ao aplicador e à saúde da população em geral, não causa
desequilíbrio, fácil aplicação e geração de empregos (NARDIN, 2002).
Dificilmente a adoção desse único método soluciona os diversos problemas
envolvidos na redução populacional da praga. São utilizadas juntamente com o
controle biológico mudanças no padrão de plantio, plantas geneticamente
modificadas para que se tornem mais resistentes e o uso cuidadoso e seletivo de
agrotóxicos para manter o nível de produção agrícola e a saúde humana (THE
GLOBAL TOMORROW COALITION, 1990 apud BRAGA et al., 2003).
Conforme PARRA (2000), é importante ressaltar que o Controle Biológico
sofreu modificações com os avanços tecnológicos apesar de ser um fenômeno
natural que consiste na regulação de plantas e animais por inimigos naturais
(agentes de mortalidade biótica). Assim, enquanto no passado, ele era considerado
uma medida de controle cujos resultados seriam obtidos a longo prazo e somente
em culturas perenes, pois as liberações eram "inoculativas" e dependiam da
permanência e adaptação do parasitóide ou predador na área, hoje já pode ser
considerado uma medida emergencial, em alguns casos, semelhante a inseticidas.
Houve essas mudanças porque no passado, só se falava em Controle Biológico
Clássico, e, pela falta de domínio de técnicas de criação de insetos, eram produzidas
pequenas quantidades de inimigos naturais. Hoje, com o domínio destas técnicas
(especialmente com dietas artificiais), aumentaram as possibilidades de criações
massais de inimigos naturais para posteriores liberações em grandes quantidades.
Tais liberações reduzirão os danos às culturas, pela diminuição da evolução
populacional da praga, de uma forma rápida e sem prejuízos ao ambiente. E porque
a comparação anteriormente feita com inseticida? Porque o agricultor se acostumou
a usar produtos químicos que matam rapidamente as pragas, e somente irá
substituí-los por algo equivalente. Com tais liberações inundativas, a mudança de
estratégia é mais facilmente visualizada pelo agricultor e, rapidamente aceita.
Segundo ODUM (1988), aplicações de inseticidas e pesticidas na agricultura
causam contaminações no solo e na água. A utilização desses venenos químicos
produz um controle a curto prazo, mas tende à produção de safras ótimas e safras
48
péssimas. A principal desvantagem do uso de inseticidas que geralmente são de
largo espectro – para assim poder aniquilar várias pragas de uma só vez – é que
alguns seres vivos (plantas e animais) desenvolvem uma elasticidade e
adaptabilidade à esses compostos. Com isso, algumas pragas se tornam imunes ou
até mesmo mais abundantes depois do pesticida ser dissipado ou detoxificado,
porque além de se destruir as pragas, o pesticida também destrói os seus inimigos
naturais. Pode ocorrer, também que uma espécie de praga seja eliminada, mas às
vezes esta pode ser substituída por outras espécies que são mais resistentes e mais
difíceis de serem tratadas, pois são bem menos conhecidas.
Houve vários casos de insucesso registrados com o uso de inseticidas. Por
isso, em alguns casos, as produções foram restauradas pela adoção de um Manejo
Integrado de Pragas. “A estratégia envolve o uso de variedades precoces (que
amadurecem antes que grandes quantidades de pragas possam acumular) e
práticas de cultivo (lavoura, irrigação, fertilização) que desencorajam as pragas e
encorajam os seus inimigos naturais, combinando com o uso criterioso de vários
tipos de inseticidas, inclusive alguns mais antigos, como pó de enxofre.” (ODUM,
1988).
Mesmo com esse MIP, as outras medidas de controle de pragas que surgirão
não poderão acabar com as pragas para sempre, pois à medida que as condições
mudam e a natureza reage, também deve-se avançar na tecnologia para conseguir
controlar as pragas (ODUM, 1988).
Entretanto, para se alcançar à produção massal é preciso que se desenvolva
uma tecnologia indo desde o conhecimento básico de biologia, fisiologia, nutrição,
genética, relação hospedeiro/inimigo natural, até outros aspectos que envolvam
custos, automatização da criação, controle de microrganismos da dieta, controle de
qualidade, etc., à medida que se aumenta o número de insetos criados (PARRA,
1992).
49
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