Clique aqui para acessar o anexo em PORTUGUÊS

Transcrição

Clique aqui para acessar o anexo em PORTUGUÊS
HindawiPublishingCorporation
InternationalJournalofBiomaterials
Volume2015,ArticleID121286,7pages
http://dx.doi.org/10.1155/2015/121286
ResearchArticle
Elevação do Seio Maxilar Combinando Bio-Oss com o
Concentrado de Aspirado de Medula Óssea: Um
Estudo histomorfométrico em seres humanos
PauloJoséPasquali,1MarceloLucchesiTeixeira,2
ThiagoAltrodeOliveira,1LuisGuilhermeScavonedeMacedo,1
AntonioCarlosAloise,1andAndréAntonioPelegrine1
1
DepartmentofImplantDentistry,SãoLeopoldoMandicDentalSchool,13JoséRochaJunqueiraStreet,13045-755Campinas,Brazil
DepartmentofProsthodontics,SãoLeopoldoMandicDentalSchool,13JoséRochaJunqueiraStreet,13045-755Campinas,Brazil
2
CorrespondenceshouldbeaddressedtoAndréAntonioPelegrine;[email protected]
Received 14June2015;Revised3September2015;Accepted27 September2015
AcademicEditor:SeanPeel
Copyright©2015PauloJoséPasqualietal.ThisisanopenaccessarticledistributedundertheCreativeCommonsAttribution
License,whichpermitsunrestricteduse,distribution,andreproductioninanymedium,providedtheoriginalworkisproperly cited.
Finalidade. Investigar os resultados regenerativos obtidos com a associação de aspirado de medula óssea concentrado utilizando o método Aspirado
Concentrado de Medula Óssea (BMAC) a um enxerto ósseo xenogênico (Bio-Oss) na elevação do seio maxilar. Materiais e métodos. Usando um estudo
randomizado controlado em oito pacientes consecutivos (idade média de 55,4 ± 9,2 anos), 16 procedimentos na elevação do seio maxilar foram
realizadas com Bio-Oss (grupo controle, GC, ݊ = 8) ou combinado com aspirado de medula óssea concentrado obtido via o método BMAC (grupo de
teste, TG, ݊ = 8). Seis meses após os procedimentos de enxerto, biópsias ósseas foram colhidas durante a colocação do implante e foram analisadas por
histomorfometria. Resultados. Análise histomorfométrica revelou um quantidade significativamente maior (‫<݌‬0,05) de tecido mineralizado vital na TG
quando comparado ao GC (55,15 ± 20,91% e 27,30 ± 5,55%, respectivamente.). Para tecido mineralizado não vital, TG apresentou um nível
estatisticamente maior de reabsorção de Bio-Oss (‫<݌‬0,05) quando comparado com o GC (6,32 ± 12,03% e 22,79 ± 9,60%, resp.). Ambos os grupos (GT
e GC) não apresentaram níveis significativamente diferentes (‫ >݌‬0,05) de tecido não mineralizado (38,53 ± 13,08% e 49,90 ± 7,64%, resp.). Conclusão.
A utilização de concentrado de medula óssea obtida pelo método BMAC aumentou a formação óssea em procedimentos de elevação do seio.
1.Introdução
Quantidade óssea inadequada na maxila posterior secundária para
pneumatização do seio maxilar e/ou reabsorção do rebordo
alveolar pós-extração pode comprometer a colocação do implante
dentário, necessitando de enxerto local antes da colocação do
implante através de técnicas como a elevação do seio maxilar. Os
materiais ideais para enxertia óssea devem ser biocompatíveis,
não induzir nenhuma rejeição de acolhimento, não apresentar
qualquer risco de transmissão de doenças, promover o apoio para
a regeneração óssea, e ter estabilidade mecânica desde o início,
que deve ser mantida durante todo o período de cicatrização [1].
A técnica de elevação do seio maxilar descrito por Tatum
e publicado por Boyne e James em 1980 [2] descreveu osso
autólogo como material de enchimento paraa cavidade
sinusal, que ainda é considerado padrão ouro na reconstrução
óssea. Se, por um lado, os enxertos autólogos apresentam
potencial osteocondutor, osteoindutor e osteogénico [3], por
outro lado, eles apresentam alguns riscos [4]. Isso se traduziu
em uma busca constante para o desenvolvimento de
biomateriais para substituir enxertos ósseos autólogos, por
exemplo, xenotransplantes [5, 6], enxertos homólogos [7, 8], e
enxertos sintéticos [9, 10].
Que tem encorajado muita pesquisa no campo da
engenharia de tecidos para combinar células osteogênicas
autólogas
com
materiais
osteocondutores.
Por
conseguinte, a medula óssea é atualmente a fonte mais
explorada de células autólogas, [11], uma vez que contém
um grande número de células ósseas, tais como a
regeneração de células indiferenciadas
2
InternationalJournalofBiomaterials
Figura1:Tomografias computadorizadas de feixe cônico.da região maxilar posterior
mesenquimais que podem diferenciar-se em osteoblastos [12,
13]. Elas também apresentam uma potencial angiogênico
devido à produção e liberação de fatores de crescimento do
endotélio vascular [14], o que é altamente desejável para a
integração dos enxertos [15].
Enriquecimento osteocondutivo do enxerto em cirurgia
reconstrutiva para elevação do seio maxilar pode ser realizada
utilizando células a partir de aspirado de medula óssea
concentrado obtido por centrifugação [16-19]. Este método é
considerado o mais simples e seguro, pois é executado usando
material autólogo imediatamente antes da cirurgia [20].
Portanto, o objetivo deste estudo foi avaliar
histomorfometricamente o uso de um xenotransplante de osso
enriquecido com ósseo autólogo aspirado de medula
concentrado (BMAC) para levantamento do assoalho do seio
maxilar.
2.MateriaiseMétodos
Este estudo foi realizado no ambulatório do Departamento de
Implantodontia da Faculdade de Odontologia São Leopoldo
Mandic (Campinas, SP, Brasil), após aprovação pelo comitê de
ética em pesquisa (694,065/2014) e formulários de
consentimento livre e esclarecido para todo o pacientes.
Os critérios de inclusão envolveram pacientes
completamente desdentados na região maxilar posterior com
não mais do que 4 mm de rebordo alveolar remanescente, com
necessidade de aumento do assoalho do seio maxilar, que
necessitam de implantes. Os pacientes também se
comprometeram a retornar para consultas de acompanhamento
e para manter a higiene oral adequada. Foram excluídos os
pacientes que tivessem uma história de doença neoplásica
tratados com radioterapia ou quimioterapia, se estavam
grávidas ou a amamentar, se eles estavam recebendo
tratamento ou foram afetados por uma doença que poderia ter
efeitos sobre a homeostase óssea, alergia a qualquer um dos
materiais usados, e patologias do seio, ou se eram fumantes.
Tomografias Computadorizadas de Feixe Cônico da
região maxilar posterior foram obtidas para medir a altura do
osso maxilar posterior e o tamanho do seio maxilar. As
tomografias foram também usadas para avaliar as possíveis
patologias do seio (Figura 1).
Oito pacientes com idade média de 55,4 ± 9,2 anos, foram
incluídos neste estudo. Eles compunham dezesseis seios
maxilares atróficos a serem enxertado antes da colocação do
implante. Os pacientes foram divididos aleatoriamente usando
o
software
online,
disponível
em
http://www.randomization.com/, em dois grupos de acordo
com o material utilizado, grupo controle (GC) (݊ = 8) com BioOss somente e grupo de teste (TG) (݊ = 8) com Bio-Oss
combinado com concentrado de medula óssea obtida pelo
método BMAC, e cada paciente teve o mesmo material de
enxerto colocado em cada seio. Seguindo os princípios da
técnica de regeneração óssea guiada, membranas de colágeno
foram colocadas sobre a janela óssea para todos os
procedimentos de aumento de soalho do seio em ambos os
grupos.
Todos os pacientes foram dentalmente reabilitados usando
implantes osteointegrados e próteses fixas no final do estudo.
2.1.Método BMAC.De acordo com as instruções do fabricante, a
medula óssea foi colhida e processada diretamente na sala de
operações utilizando o sistema BMAC(Bone Marrow Procedure
InternationalJournalofBiomaterials
Figura2:Medula óssea foi coletada de todos os pacientes por
aspiração por punção de 2cm laterocaudamente a partir da
crista ilíaca posterior superior.
Figura3:Após centrifugação por 14 minutos, foram obtidas duas
faces dentro do contêiner: (1) o plasma sobrenadante acima e (2)
células de medula óssea concentrada abaixo.
Pack, Harvest Technologies, Plymouth, MA, USA).
Resumidamente, em regime de ambulatório e com anestesia local
(xilocaína 2% sem vasoconstritor), 30 ml de medula óssea foi
coletada de todos os pacientes por aspiração através de uma
punção 2 cm laterocaudalmente a partir da crista ilíaca posterior
superior, utilizando uma agulha de medula óssea (incluído na
embalagem), com seringas de 30 ml previamente heparinizadas (1
mL de 5.000 U / mL de heparina) (Figura 2).
A seringa contendo 30 mL de medula óssea foi conectada a
um saco de filtro, ao qual foi adicionado 8 ml de ACD-A
anticoagulante. Após homogeneização adequada, nova seringa
e agulha foram conectadas e os 30 mL filtrados foram
removidos. O aspirado de medula óssea foi, em seguida,
transferido para processos específicos descartáveis, os quais
foram colocados numa centrífuga SmartPReP2. Após
centrifugação durante 14 minutos, foram obtidas duas fases no
interior do recipiente, isto é, o plasma sobrenadante e as células
de medula óssea concentradas (Figura 3). O plasma foi
removido utilizando seringas específicas fornecidas no kit e o
concentrado celular foi ressuspenso e aspirado cerca de 4 ml.
3
Figura4:A membrana Schneiderian vista através da janela lateral
no seio maxilar.
Figura5:Seio maxilar foi enxertado bom osso xenogenico de
hidroxiapatita bovina.
2.2.Procedimento Cirúrgico.Uma janela lateral foi preparada
usando broca esférica de diamante número 3 PM (Medical Burs
Ind. E Com. De Pontas e Brocas Cirúrgicas Ltda. Cotia, SP,
Brasil) na face bucal do seio maxilar. A membrana
Schneiderian foi cuidadosamente liberada (Figura 4), utilizando
curetas específicas (Neodent, Curitiba, PR, Brasil) e os seios
maxilares foram enxertados com osso xenogênico de
hidroxiapatita bovina, (1-2 mm Bio-Oss, Geistlich
Biomaterials, Wolhusen, Suíça ) (Figura 5), sozinho ou
combinado com o concentrado de medula óssea (Figura 6).
Uma membrana de colágeno de origem suína (Bio-Gide,
Geistlich Biomaterials, Wolhusen, Suíça) foi utilizada para
cobrir o enxerto e a osteotomia da parede lateral do seio
maxilar, impedindo assim a migração de tecido mole para a
região do enxerto. Após 6 meses, 16 biópsias ósseas (uma por
cavidade) foram feitas usando uma broca trefina (2,0 mm de
diâmetro e 18 mm de comprimento) (Figura 7). Imediatamente
depois disso, os implantes (Blackfix, AS Technology, São José
dos Campos, Brasil) foram colocados (Figura 8). As biópsias
ósseas foram fixadas em solução de formaldeído a 4% (Merck,
Darmstadt, Alemanha). A sutura
foi feita com
4
InternationalJournalofBiomaterials
Figura6:Xenoenxertos combinados com medula óssea concentrada,
imediatamente ates de ser usada.
Figura7:Espécies de osso removidas com broca trefina.
Ethilon-Nylon 4-0 (Ethicon, MA, EUA). Após a cirurgia, a cada
paciente foi prescrito Amoxicilina 500 mg (12/12 horas durante 5
dias). Todos os pacientes foram reabilitados com prótese de metal e
cerâmica sobre os implantes seis meses após a sua instalação.
2.3.Análise Histológica e Mensurações Histomorfométricas. A análise
histológica foi realizada no laboratório de histopatologia da
Faculdade de Odontologia São Leopoldo Mandic (Campinas, SP,
Brasil). As biópsias foram submetidas a descalcificação em 10%
de EDTA durante 36 horas e, em seguida, processadas seguindo
um método histológico convencional para tecido duro.
Subsequentemente, as amostras foram embebidas em parafina e
foram cortadas em seções de 7 micrômetros. Toda a área da
biópsia trefina acima do osso nativo do seio foi definida como
região de interesse e avaliada histomorfometricamente.
Os fragmentos foram tingidos pelo Método Tricromio de Masson
e quatro diferentes áreas de cada fragmento foram avaliadas nas
lâminas histológicas (superior esquerdo, inferior esquerdo, superior
direito, inferior direito), e foram então estabelecidas as médias.
As imagens digitais foram captadas com uma câmara digital
CCD (RT Cor., diagnostic instruments, Sterling Heights, MI,
EUA), juntamente com um microscópio óptico (ampliação de
1,25x). As imagens digitais foram associadas para criar uma
única imagem para cada corte histológico, usando o software
Figura8:Implantes dentais (Blackfix, AS Technology, São José
dos Campos, Brasil) imediatamente após serem colocados.
Adobe Photoshop Elements 2.0 (Adobe Systems, San Jose,
CA, USA) (Figuras 9(a) e 9(b)).
Dois examinadores previamente treinados (AAP e ACA)
examinaram as imagens às cegas. Sempre que ocorria
discordância, o espécime era reavaliado até se chegar a um
consenso. Os examinadores traçaram nova formação óssea em
todas as imagens usando ImageJ Pro Plus 4.5 para o software
Windows (Instituto Nacional de Saúde, NIH, EUA). Os
seguintes
parâmetros
foram
considerados
para
histomorfometria: (1) tecido mineralizado não vital (NVMT),
(2) tecido mineralizado vital (VMT), e (3) tecido não
mineralizado (NMT). Todos os resultados foram anotados
micrómetros quadrados e, subsequentemente, indicados como
percentagem da área total.
2.4.Análise Estatística.Para a análise dos parâmetros do tecido
mineralizado não vital (NVMT), tecido mineralizado vital (VMT),
e tecido não mineralizado (NMT), os valores foram apresentados
como uma percentagem da área avaliada. O teste de MannWhitney não paramétrico foi aplicado com correção pelo teste de
Sidak-Bonferroni para a análise estatística. Um valor de ‫<݌‬0,05 foi
considerado significativo.
3.Resultados
Nenhuma perfuração da membrana foi vista durante os
procedimentos de elevação do seio. Pelo menos dois implantes
foram colocados em cada cavidade previamente enxertada e todos
eles foram osseointegrados. A carga foi aplicada depois de um
período de 6 meses de cura.
CG e TG apresentaram percentuais da área do tecido
mineralizado vital (VMT) de 27,30 ± 5,55% e 55,15 ±
20,91%, respectivamente. Os mesmos grupos apresentaram
percentuais de tecido mineralizado área não vital (NVMT)
(representados pelas partículas de Bio-Oss restantes) de 22,79
± 9,60% e 6,32 ± 12,03%, respectivamente. Finalmente, as
percentagens de área de tecido não mineralizado (NMT) foram
49,90 ± 7,64 e 38,53% ± 13,08%, respectivamente (Tabela 1).
InternationalJournalofBiomaterials
5
(a)
(b)
Figura9:(a) Imagem histológica do grupo controle, tingido pelo Método Tricromio de Masson. Aumento em 20x. (b) imagem histológica
do grupo experimental, tingido pelo Método Tricromio de Masson. Aumento em 20x.
Tabela 1: Comparação estatística de valores médio (em porcentagem)
entre CG e TG.
Tissues
NVMT
VMT
NMT
Análise intergrupo histomorfométrico
Groups
CG
TG
22.79±9.60
6.32±12.03
27.30±5.55
55.15±20.91
38.53±13.08
49.90±7.64
value
0.006
0.002
0.09
NVMT:nonvitalmineralizedtissue,VMT:vitalmineralizedtissue,NMT:
nonmineralizedtissue,CG: controlgroup, andTG:testgroup.
Statisticallysignificant ≤0.05(Mann-WhitneywithcorrectionbySidakBonferronitest).
4.Discussão
A cirurgia para aumentar o seio maxilar é um método bem
documentado que gera uma quantidade adequada de osso para
instalação do implante na maxila posterior [21-25], os quais
vários tipos de enxertos ósseos foram testados.
A técnica de enxerto ósseo autólogo é considerado o padrão
ouro por causa de suas características osteoindutor, osteocondutor
e osteogênicas. No entanto, apresenta algumas desvantagens,
especialmente em relação à morbimortalidade operatória, ou seja,
a necessidade de dois ou mais locais cirúrgicos em casos de maior
quantidade de tecido do doador, incluindo fontes extra-orais. Isso
aumenta o risco operatório e custos cirúrgicos e gera desconforto
pós-operatório, fazendo com que menos pacientes optem por esta
abordagem [4]. Consequentemente, tem ocorrido a procura por
biomateriais ósseos que poderiam substituir o osso autólogo. No
entanto, estes não são sempre agraciados com as vantagens de
osteogênese e osteoindução inerente dos enxertos autólogos [3].
Biomateriais que apresentam as características físicas,
químicas e mecânicas do osso autólogo tornaram-se cada vez
mais desejadas, dada a necessidade de continuar
a utilizar a área enxertada para a instalação de implantes
dentários. A literatura registra um substituto xenogenico de
osso bovino, Bio-Oss, como um biomaterial com
características muito semelhantes às do osso humano,
incluindo osteocondução [26-29]. Tecido ósseo xenogenico
liofilizado, ou outros materiais de enxerto de osso substituto,
carece de fatores que promovem a osteogénese e osteoindução.
Por sua vez, isso aumenta o tempo de cicatrização em
comparação com o osso autógeno, chegando a um período de
espera para a colocação do implante que varia de seis a oito
meses. Isto é maior do que o tempo necessário para enxertos
autólogos, que apresentam células vivas e fatores de
crescimento, por conseguinte, cumprindo o seu potencial
osteogénico e osteoindutor [3]. Tais propriedades refletem
positivamente sobre o tempo necessário para a cura do osso, o
que pode variar a partir de quatro a seis meses [30].
Com base nas propriedades acima mencionadas, foram
investigados métodos para melhorar substitutos ósseos
combinados com células de medula óssea. Estudos têm
descrito técnicas para colheita e aplicação de medula óssea
fresca [31-33] e isolamento e expansão de células-tronco
mesenquimais da medula óssea [33-35], bem como a
concentração das células da medula óssea [18, 33, 36, 37] em
combinação com um veículo mineralizado. Apesar desses
vários métodos, no entanto, não há consenso sobre a melhor
alternativa para a remodelação óssea em humanos. Quanto ao
uso de cultura de células, as células-tronco mesenquimais
devem ser cuidadosamente consideradas, porque eles
geralmente exigem um período de espera de várias semanas
entre a colheita, cultura e transplante, correndo o rsico de uma
contaminação [38]. Portanto, no presente estudo, foi dada
preferência para testar um método de concentração de células
clinicamente plausível a partir de um aspirado de medula
óssea concentrada por centrifugação dentro de um sistema
completamente fechado. A principal razão para esta escolha
foi a versatilidade da técnica e a improbabilidade de
contaminação devido ao fato de que o sistema está fechado.
Como referido por Sakai et ai. [36] ", para padronizar o
transplante de medula óssea para a regeneração óssea, é
necessário um sistema simples, seguro, limpo e de baixo
custo."
6
No presente estudo, foi adotado o período de espera de seis
meses entre o enxerto e a reabertura para a colocação do implante,
assim como está dentro do período de espera de enxertos autólogo
(4-6 meses) e xenogénico (6-8 meses). No entanto, com o
fundamento de que os níveis de neoformação óssea (tecido
mineralizado vital) no grupo de teste foram significativamente
maiores (‫ = ݌‬0,002) do que no grupo controle, 55,15 ± 20,91% e
27,30 ± 5,55%, respectivamente, pode-se especular a
possibilidade de reabertura precoce quando se utiliza o método
BMAC. Sauerbier et al. (2010) atingiram 19,9% de novo osso
depois de levantar seios maxilares com Bio-Oss associados com o
método BMAC. A discrepância entre os resultados dos dois
estudos provavelmente poderia ser justificada com o tempo de
atraso entre o enxerto e cirurgia de reabertura. No estudo
realizado por Sauerbier et al. [37], foi escolhido um período de
cura de aproximadamente 4.1 meses, mas, em alguns casos, a
reabertura ocorreu após apenas 3 meses. A falta de padronização
de tempo de reabertura combinada com uma segunda intervenção
precoce pode ter resultado em níveis mais baixos de tecido ósseo
como indicado por Sauerbier et al. [37], quando comparados com
o presente estudo, que padronizou os procedimentos de reabertura
em 6 meses. Rickert et al. [18] compararam a combinação do
método Bio-Oss/BMAC com Bio-Oss (70%) associada com o
osso autólogo (30%) e não detectaram nenhuma diferença
significativa entre os grupos, sugerindo ainda que o método
BMAC melhorou o padrão reconstrutivo. No entanto, os autores
também optaram por um período de três meses para reabertura
após o enxerto, o que também dificultou ainda mais a comparação
entre os seus dados e os do presente estudo.
Em relação aos níveis de partículas residuais de Bio-Oss
(NVMT), uma percentagem significativamente inferior (‫= ݌‬
0,006) foi observada no grupo de teste em comparação com o
grupo controle, 6,32 ± 12,03% e 22,79 ± 9,60%,
respectivamente. Isto pode hipotetizado como uma aceleração
do processo de cicatrização no grupo de teste, o que corrobora
com os resultados VMT, uma vez que uma maior taxa de
formação óssea deve se traduzir em uma reabsorção
biomaterial superior. Em relação aos níveis de NMT, apesar da
ausência de diferença significativa entre os grupos (‫ = ݌‬0,09),
foi observada uma tendência para a diminuição da quantidade
de tecido não mineralizado no grupo de teste, o qual foi, em
média, 10% mais baixa do que no controle grupo
Houveram poucos relatos sobre o uso de biomateriais e
técnicas investigadas no presente estudo preliminar. Portanto,
mais estudos são necessários para comprovar estes resultados.
5.Conclusão
Este estudo indica que a utilização clínica de aspirado de
medula óssea concentrado obtido pelo método BMAC
associado com um xenoenxerto de elevação do seio maxilar
resultou na reparação óssea mais adequada do que o
xenoenxerto sozinho.
Conflitos de Interesses
Os autores declaram que não houve conflito de interesses no
que diz respeito à publicação deste artigo.
InternationalJournalofBiomaterials
Contribuição dos Autores
Paulo José Pasquali realizou a análise/interpretação e
conceito/design dos dados. Marcelo Lucchesi Teixeira redigiu
o artigo. Thiago Altro de Oliveira ajudou na coleta de dados.
Luis Guilherme Scavone de Macedo ajudou na coleta de dados.
Antonio Carlos Aloise aprovou o artigo e realizou o projeto
conceitual. André Antonio Pelegrine ajudou na revisão crítica
do artigo e e projeto conceitual.
Agradecimentos
Os autores gostariam de agradecer à Ms Adriana Zardo Joao,
hematologista, pela coleta de medula óssea usada para o
estudo.
Referencias
[1]G.Chaushu, O. Mardinger,M. Peleg,O. Ghelfan,andJ.
Nissan,“Analysisofcomplicationsfollowingaugmentationwith
cancellousblockallografts,”JournalofPeriodontology,vol.81, no.
12,pp.1759–1764,2010.
[2]P.J.BoyneandR.A.James,“Graftingofthemaxillarysinusfloor
withautogenousmarrowandbone,”JournalofOralSurgery,vol.
38,no. 8,pp.613–616,1980.
[3]D.J.ProloandJ.J.Rodrigo,“Contemporarybonegraftphysi- ology
andsurgery,”ClinicalOrthopaedics
and
RelatedResearch,
vol.200,pp.322–342,1985.
[4]S.S.JensenandH.Terheyden,“Boneaugmentationprocedures
inlocalizeddefectsinthealveolarridge:clinicalresultswith
differentbonegraftsandbone-substitutematerials,”TheInternationalJournalofOral&MaxillofacialImplants,vol. 24, pp.
218–236,2009.
[5]C.E.A.Ferreira,A.B.NovaesJr.,V.I.Haraszthy,M.Bittencourt,
C.B.Martinelli, andS.M. Luczyszyn,“Aclinicalstudyof 406
sinusaugmentationswith100%anorganicbovinebone,”Journal
ofPeriodontology, vol.80,no. 12,pp.1920–1927,2009.
[6]T.Jensen,S.Schou,A.Stavropoulos,H.Terheyden,andP.
Holmstrup,“MaxillarysinusflooraugmentationwithBio-Oss
orBio-Ossmixedwithautogenousboneas
graftinanimals:a
systematicreview,”InternationalJournalofOraland
MaxillofacialSurgery,vol.41,no. 1,pp.114–120,2012.
[7]C.Stacchi,G.Orsini,D.DiIorio,L.Breschi,
andR.Di
Lenarda,“Clinical,histologic,andhistomorphometricanalyses
ofregeneratedboneinmaxillarysinusaugmentationusing
freshfrozenhumanboneallografts,”JournalofPeriodontology,
vol.79, no. 9,pp.1789–1796,2008.
[8]C.M.M.Contar,J.R.Sarot,M.B.daCostaetal.,“Fresh-frozen
boneallografts
inmaxillary
ridgeaugmentation:histologic
analysis,”TheJournalofOralImplantology,vol.37,no.2,pp.
223–231,2011.
[9]L.Cordaro,D.D.Bosshardt,P.Palattella,W.Rao,G.Serino,
andM.Chiapasco,“MaxillarysinusgraftingwithBio-Ossor
StraumannBone
Ceramic:histomorphometricresultsfroma
randomizedcontrolledmulticenterclinicaltrial,”ClinicalOral
ImplantsResearch,vol.19,no. 8,pp.796–803,2008.
[10]J.W.F.H.Frenken,W.F.Bouwman,N.Bravenboer,S.A.
Zijderveld,E.A.J.M.Schulten,andC.M.TenBruggenkate,
“TheuseofStraumannBoneCeramicinamaxillarysinusfloor
elevationprocedure:aclinical,radiological,histologicaland
histomorphometricevaluationwitha6-monthhealingperiod,”
ClinicalOralImplantsResearch, vol.21,no.2,pp.201–208,2010.
InternationalJournalofBiomaterials
[11]O.Gurevitch,B.G.S.Kurkalli,T.Prigozhina,J.Kasir,A.
Gaft,andS.Slavin,“Reconstructionofcartilage,bone,and
hematopoieticmicroenvironmentwith
demineralizedbone
matrixandbonemarrowcells,”StemCells,vol.21,no.5,pp.588–
597,2003.
[12]S.KaleandM.W.Long,“Osteopoiesis:
theearlydevelopmentof
bonecells,”CriticalReviewsinEukaryoticGeneExpression,vol.
10,no. 3-4,pp.259–271,2000.
[13]N.Yamamoto,K.Furuya,andK.Hanada,“Progressivedevelopmentoftheosteoblastphenotypeduringdifferentiationof
osteoprogenitor cellsderivedfromfetalrat calvaria:model for
invitro
boneformation,”BiologicalandPharmaceutical
Bulletin,vol. 25,no. 4,pp.509–515,2002.
[14]D.Kaigler,P.H.Krebsbach,P.J.Polverini,andD.J.Mooney,
“Roleofvascularendothelialgrowthfactorinbonemarrow
stromalcellmodulationofendothelialcells,”TissueEngineering,
vol.9,no. 1,pp.95–103,2003.
Beccheronietal.,
“Stromalstemcells
[15]E.Lucarelli,M.Fini,A.
andplatelet-richplasmaimproveboneallograftintegration,”
ClinicalOrthopaedicsandRelatedResearch,no.435,pp.62–68,
2005.
[16]S.Sauerbier,A.Stricker,J.Kuschnierzetal.,“Invivocomparison
ofhardtissueregenerationwithhumanmesenchymalstemcells
processedwitheither
theficollmethodortheBMACmethod,”
TissueEngineering—PartC:Methods,vol.16,no.2,pp.215–223,
2010.
[17]S.
Sauerbier,D.Rickert,R.Gutwaldetal.,“Bone
marrow
concentrateandbovinebonemineralforsinusfloor
augmentation:acontrolled,randomized,single-blindedclinicaland
histologicaltrial-per-protocol analysis,” TissueEngineering—
Part:A, vol.17,no. 17-18,pp.2187–2197,2011.
[18]D.Rickert,S.
Sauerbier,H.Nagursky,D.Menne,A.Vissink,
andG.M.Raghoebar,“Maxillarysinusfloorelevationwith
bovinebonemineralcombinedwitheitherautogenousboneor
autogenousstemcells:aprospectiverandomizedclinicaltrial,”
Clinical OralImplantsResearch, vol.22,no.3,pp.251–258,2011.
[19]D.Z.Lee,S.T.Chen,andI.B.Darby,“Maxillarysinusfloor
elevationandgraftingwithdeproteinizedbovinebonemineral:
aclinical andhistomorphometricstudy,”Clinical OralImplants
Research,vol.23,no. 8,pp.918–924,2012.
[20]S.Sampson,A.Botto-vanBemden,andD.Aufiero,“Autologous
bonemarrowconcentrate:reviewandapplicationofanovel intraarticularorthobiologicforcartilagedisease,”ThePhysicianandSportsmedicine,vol.41,no. 3,pp.7–18,2013.
[21]S.S.WallaceandS.J.Froum,“Effect
of
maxillarysinus
augmentationonthe survivalofendosseousdental implants.A
systematicreview,”AnnalsofPeriodontology,vol.8,no.1,pp.
328–343,2003.
[22]
M.DelFabbro,T.Testori,L.Francetti,andR.Weinstein,
“Systematicreviewofsurvivalratesforimplantsplacedinthe
graftedmaxillarysinus,”InternationalJournalofPeriodontics and
RestorativeDentistry,vol.24,no. 6,pp.565–577, 2004.
[23]E.NkenkeandF.Stelzle,“Clinicaloutcomesofsinusfloor
augmentationforimplantplacementusingautogenousbone
orbonesubstitutes:asystematicreview,”ClinicalOralImplants
Research,vol.20,no. 4,pp.124–133,2009.
[24]R.J.Klijn,G. J.Meijer,E.M.Bronkhorst,andJ.A.Jansen,“A metaanalysisofhistomorphometricresultsandgrafthealing
time
ofvariousbiomaterialscompared
to
autologousbone
usedassinusflooraugmentationmaterialinhumans,”Tissue
EngineeringPartB:Reviews, vol.16,no. 5,pp.493–507,2010.
[25]R.J.Klijn,G.J.Meijer,E.M.Bronkhorst,andJ.A.
Jansen,“Sinus
flooraugmentationsurgeryusingautologous bonegraftsfrom
7
variousdonorsites:ameta-analysisofthetotalbonevolume,”
TissueEngineeringPartB:Reviews,vol.16,no.3,pp.295–303,
2010.
aroundimplantsplacedin
[26]T.BerglundhandJ.Lindhe,“Healing
bonedefectstreated
withBio-Oss:anexperimentalstudyinthe
dog,”ClinicalOralImplantsResearch,vol.8,no.2,pp.117–124,
1997.
A.Piattelli,
[27]M.Piattelli,G.A.Favero,A.Scarano,G.Orsini,and
“Bonereactionstoanorganicbovinebone(Bio-Oss)usedin
sinusaugmentationprocedures:ahistologiclong-termreport
of20cases
inhumans,”InternationalJournalofOraland
Maxillofacial Implants,vol.14,no. 6,pp.835–840,1999.
[28]M.Hallman,S.Lundgren,and L.Sennerby,“Histologicanalysis of
clinicalbiopsiestaken6monthsand3yearsafter
maxillary
sinusflooraugmentationwith80%bovinehydroxyapatiteand
20%autogenousbonemixedwithfibringlue,”ClinicalImplant
Dentistryand RelatedResearch,vol.3,no. 2,pp.87–96,2001.
[29]V.Sollazzo,A.Palmieri,L.Scapolietal.,“Bio-OssactsonStem
cellsderivedfromPeripheralBlood,”OmanMedicalJournal,
vol.25,no. 1,pp.26–31,2010.
[30]N.Esfahanizadeh,A.R.Rokn,M.Paknejad,P.Motahari,H.
Daneshparvar,andA.R.Shamshiri,“Comparisonoflateral
window
andosteotometechniquesinsinusaugmentation:
histological
andhistomorphometricevaluation,”Journalof
Dentistry,vol.9,no. 3,pp.237–246,2012.
[31]A.A.Pelegrine,C.E.S. daCosta,M.E.P.Correa,andJ.F.
C.Marques,“Clinicalandhistomorphometricevaluationof
extractionsocketstreatedwithanautologousbonemarrow
graft,”ClinicalOralImplantsResearch,vol.21,no.5, pp.535–
542,2010.
[32]C.E.S.daCosta,
A.A.Pelegrine,D.J.Fagundes,M.deJesus
Simoes,andM.O.Taha,“Useofcorticocancellousallogeneic
boneblocksimpregnatedwithbonemarrow
aspirate:aclinical,
tomographic,andhistomorphometricstudy,”GeneralDentistry,
vol.59,no. 5,pp.e200–e205,2011.
[33]A.A.Pelegrine,A.C.Aloise,A.Zimmermann,R.deMelloe
Oliveira,andL.M.Ferreira,“Repairofcritical-sizebonedefects
usingbonemarrowstromalcells:ahistomorphometricstudyin
rabbitcalvaria.PartI:useoffresh
bonemarroworbonemarrow
mononuclearfraction,”Clinical OralImplantsResearch,vol.25, no.
5,pp.567–572,2014.
[34]M.Nagata,H.
Hoshina,
M.Lietal.,“Aclinicalstudyofalveolar
bonetissueengineeringwithculturedautogenousperiosteal
cells:coordinatedactivationofboneformationandresorption,”
Bone,vol.50,no. 5,pp.1123–1129,2012.
[35]F.Chen,
X.Feng,W.
Wu
etal.,“Segmentalbone
tissue
engineeringbyseedingosteoblastprecursorcellsintotitanium
mesh-coralcompositescaffolds,”InternationalJournalof Oral and
MaxillofacialSurgery,vol.36,no. 9,pp.822–827,2007.
[36]S.Sakai,H.Mishima,T.Ishiietal.,“Concentrationofbone
marrowaspirateforosteogenicrepairusingsimplecentrifugal
methods,”ActaOrthopaedica,vol.79,no.3, pp.445–448,2008.
of
[37]S.Sauerbier,A.Stricker,J.Kuschnierzetal.,“Invivocomparison
hardtissue
regenerationwithhumanmesenchymalstem
cellsprocessedwitheithertheFICOLLmethodortheBMAC
method,”TissueEngineeringPartC:Methods,vol.16,no.2,pp.
215–223,2010.
[38]E.Lucarelli,D.Donati,A.Cenacchi,andP.M.Fornasari,“Bone
reconstructionoflargedefects
usingbonemarrowderived
autologousstemcells,”Transfusion andApheresisScience,vol.
30, no. 2,pp.169–174,2004.
Journalof
Nanotechnology
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
InternationalJournalof
InternationalJournalof
Corrosion
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
PolymerScience
Volume2014
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
SmartMaterials
Research
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Journalof
Composites
Volume2014
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
Journalof
Metallurgy
BioMed
ResearchInternational
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
Volume2014
Submityourmanuscriptsat
http://www.hindawi.com
Journalof
Journalof
Materials
HindawiPublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
an ma
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Nanoparticles
Volume2014
Nanomaterials
Journal of
Advancesin
MaterialsScienceandEngineering
Hindawi Publishing Corporation
http://www.hindawi.com
Volume 2014
Journalof
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
Journalof
Nanoscience
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
o
Scientifica
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume 2014
Journalof
Coatings
Volume2014
Hindawi Publishing Corporation
http://www.hindawi.com
Crystallography
Volume2014
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
TheScientific
WorldJournal
HindawiPublishing Corporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
Volume2014
Journalof
Journalof
Textiles
Ceramics
Hindawi PublishingCorporation
http://www.hindawi.com
InternationalJournalof
Biomaterials
HindawiPublishingCorporation
Volume2014
http://www.hindawi.com
Volume2014

Documentos relacionados