Neues aus der Welt der Kollagenmembranen

Transcrição

Neues aus der Welt der Kollagenmembranen
IMPLANTOLOGIE
Neues aus der Welt der Kollagenmembranen
Fisch-Technik und
Angioselektivität
Ein Beitrag von D. Rothamel1, R. Torök2, J. Neugebauer1,3, T. Fienitz1, M. Scheer1, M. Kreppel1,
R. Mischkowski1,4, J. Zöller1
Augmentative Eingriffe sind heute bei vielen Indikationen mit patienteneigenem Knochen, aber auch mit
Knochenersatzmaterialien vorhersagbar möglich [1]. Im Gegensatz zum Eigenknochen stehen Knochenersatzmaterialien ohne zusätzliche Entnahmemorbidität in unbegrenztem Maße zur Verfügung. Neben einer oftmals geringeren Resorptionsrate haben sie zudem vergleichbare Implantatüberlebensraten
wie rein autologe Augmentate gezeigt [13, 20]. Sie werden zur Vermeidung einer nur bindegewebigen Einscheidung in der Regel in Verbindung mit Barrieremembranen im Sinne der gesteuerten Geweberegeneration (Guided tissue regeneration: GTR) verwendet. Gerade bei den resorbierbaren Kollagenmembranen existieren jedoch große Unterschiede, welche die Handlingeigenschaften, den Abbau
und auch die Komplikationsdichte nach Anwendung der jeweiligen Materialien beeinflussen.
Indizes: Angiogenese, Augmentation, Barrierefunktion, Kollagenmembran, Regeneration, Perforationsdeckung
Die gesteuerte Knochen- (GBR) und Geweberegeneration (GTR) beruht auf der Isolation potenziell
regenerativer Zelltypen, wie zum Beispiel Desmodontalfibroblasten und Osteoblasten von schnell
proliferierenden Epithel- und Bindegewebszellen.
Ihr Ziel ist die vorhersagbare Regeneration verloren
gegangenen Gewebes. Der Einsatz von mechani-
schen Barrieren spielt bei diesen Prozessen eine
entscheidende Rolle [2, 5, 10-12, 22, 57]
Die erste Generation von Barriere-Membranen bestand aus nicht-resorbierbaren Materialien wie zum
Beispiel einem Zellulose-Ester (Milipore-Filter) sowie aus expandiertem Polytetrafluorethylen
(ePTFE). Das Ausmaß der Regeneration schien da-
Abb. 1 Kollagenstruktur einer BioGide-Membran 14 Tage nach subkutaner Implantation in der Ratte: Das native Kollagen ist gut in das
umliegende Gewebe integriert und zeigt bereits eine starke Invasion
von Blutgefäßen, Fibroblasten und resorptiven Zellen (Originalvergr.
100 x, Heilungsperiode 14 Tage)
Abb. 2 Eine glutaraldehyd-quervernetzte BioMend-Membran zeigt
ein völlig anderes Bild mit ausbleibender Gewebeintegration, peripherer Kapselbildung und ausbleibender Revitalisierung (Originalvergr. 100 x, Heilungsperiode 14 Tage)
2
Universitätsklinikum Köln, Klinik
für Mund-, Kiefer und Plasische
Gesichtschirurgie und Interdisziplinäre Polilinik für Orale Chirurgie und Implantologie
2
Privatpraxis, Nürnberg
3
Praxis für Zahnheilkunde Landsberg am Lech, Landsberg am
Lech
4
Klinikum der Stadt Ludwigshafen, Klinik für Mund-, Kiefer
und Plasische Gesichtschirurgie
1
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
IMPLANTOLOGIE
Abb. 3 Der Abbau einer experimentell chemisch quervernetzten BioGide-Membran wird durch die Invasion mehrkerniger Riesenzellen
und erheblicher Entzündungsreaktion dominiert (Originalvergr.
200 x, Heilungsperiode 14 Tage)
Abb. 4 Die aus Schweineperikard hergestellte Jason-Membran zeigt
auch nach 56 Tagen eine ausgeprägte Barrierefunktion. Es lässt sich
deutlich die dünne Multilayer-Struktur und eine gute Gewebsintegration identifizieren (Originalvergr. 100 x, Heilungsperiode 56 Tage)
Abb. 5 Bilayer-Struktur einer BioGide-Membran (Geistlich Biomaterials, Wolhusen, Schweiz) mit kompakter Ober- und weitmaschiger
Unterseite (REM, 50 x Vergr.)
Abb. 6 In höherer Vergrößerung (1000 x) wird die faserige Struktur
des Bio-Gide Kollagens ersichtlich
Abb. 7 Multilayerstruktur einer porkinen Perikardmembran (Jason
Perikardmembran, Botiss Biomaterials, Berlin) mit deutlich längerer
Barrierefunktion (REM, 50 x Vergr.)
Abb. 8 In höherer Vergrößerung (1000 x) zeigt sich beim Jason-Perikard ein verzweigtes System aus individuellen Kollagenlayern,
welche ein interkonnektierendes Porensystem ausbilden
bei von verschiedenen Faktoren wie zum Beispiel
der Restmenge von gesundem parodontalen Ligament sowie der Defektkonfiguration abhängig zu
sein [9, 25, 34, 35, 51].
Das Prinzip der GTR konnte auch erfolgreich für
die Regeneration rein knöcherner Defekte eingesetzt werden [11]. Da keine unterschiedlichen parodontalen Gewebe, sondern ausschließlich Knochen
regeneriert wird, wurde hierfür der Begriff gesteuerte Knochenregeneration (Guided bone regeneration: GBR) eingeführt. Durch den Einsatz einer
nicht-resorbierbaren ePTFE-Membran sollen sowohl standardisierte mandibuläre Defekte als auch
periimplantäre Dehiszenzdefekte im Vergleich zur
unbehandelten Kontrollgruppe knöchern regeneriert werden [11, 12].
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
3
IMPLANTOLOGIE
Ein Nachteil nicht-resorbierbarer Materialien besteht in der Notwendigkeit eines zweiten chirurgischen Eingriffs, bei dem nach erfolgter Regeneration die Membran wieder entfernt wird. Hierbei
kann die Periostlösung zu einer krestalen Resorption des Alveolarknochens und somit zu einer
Beeinträchtigung des Behandlungsergebnisses
führen [32]. Weiterhin wurde im Zusammenhang
mit ePTFE-Membranen häufig von Spontanperforationen der bedeckenden Schleimhaut berichtet. Dies erforderte aufgrund einer bakteriellen
Kontamination der Membranen deren frühzeitige
Entfernung [21, 51, 55]. Die heute gebräuchlichen
Kollagenmembranen [7] umgehen diese Problematik, da sie aufgrund ihrer Resorbierbarkeit
einen Zweiteingriff vermeiden und bei hoher
Biokompatibilität in der Regel auch im Falle einer
Dehiszenz den Wundbereich stabilisieren, bis sich
eine sekundäre Granulation über dem Kollagen
einstellt.
Eigenschaften von Barrieremembranen
Membranen für die GBR/GTR-Therapie müssen
verschiedenartigen Anforderungen genügen. Neben
einer ausreichenden Barrierefunktion ist eine Stabilisierung des Blutkoagulums im Wundbereich eine
wichtige Aufgabe [19]. Die Biokompatibilität der
Membranen sowie deren Abbauprodukte stellt eine
Grundvoraussetzung für einen komplikationslosen
Heilungsverlauf dar. Auch sollte sich die Membran
gut ins umliegende Gewebe integrieren, um den rekonstruierten Bereich ausreichend zu stabilisieren
und im Falle einer Dehiszenz eine Invasion von
Bakterien zwischen Weichgewebe und Membrankörper zu erschweren. Eine gewisse Formstabilität
erscheint ebenfalls sinnvoll, um die Geometrie und
Lokalisation des Augmentates zu erhalten. So ergaben experimentelle und klinische Untersuchungen,
dass das Ausmaß der Regeneration von der Morphologie des Knochendefekts, aber auch der auch
Abb. 9
Bifunktionale Oberfläche
einer selektiv permeablen
Membran (Angiopore,
Bredent medical) mit langsam resorbierbaren Anteilen als Barriere und schnell
resorbierbaren Anteilen/
Perforationen zur selektiven
Durchwanderung von
Blutgefäßen
Stabilität des eingebrachten Augmentates beeinflusst wird [18, 25, 52].
Kollagenmembranen
Kollagenfasern sind stabile Fasern des extrazellulären Bindegewebes, die aus Kollagenfibrillen aufgebaut sind. Die unverzweigten Fasern sind sehr zugfest und nur zu zirka 5 % dehnbar. Je nach Primärstruktur der Peptidketten existieren mindestens 19
unterschiedliche Kollagen-Varianten. In kochendem
Wasser sind sie löslich und bilden Leim, woher sich
ihr lateinischer Name ableitet (kolla = Leim). Die
häufigsten Kollagentypen sind I, II und III, wobei
das gingivale Bindegewebe zu zirka 60 % aus Typ IKollagen aufgebaut ist. Derzeit verfügbare Kollagenmembranen für GBR/GTR-Verfahren werden überwiegend aus bovinem und porkinem Kollagen Typ I
und III gewonnen. Als Ursprungsgewebe dienen
Achilles-Sehne, Dermis, Peritoneum und Perikard.
Für einen möglichen Einsatz von Kollagen als Barrieremembran spricht die Tatsache, dass Kollagen
vom Tier auf den Menschen übertragbar ist und
eine aktive Rolle bei der Ausbildung eines Blutkoagulums spielt (hämostatische Eigenschaft). Hier-
Abb. 10 a und b Kompakte (links) und fibrilläre (rechts) Kollagenstrukturen gewährleisten eine gute Barrierefunktion beziehungsweise Blutgefäßinvasion (Höhere Vergrößerung aus Abb. 20)
4
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
IMPLANTOLOGIE
Abb. 11 Bereits wenige Tage nach subkutaner Implantation in der
Ratte zeigt sich eine erste Invasion von Zellen in den Membrankörper dieser Angiopore-Membran, ohne wesentliche Entzündungszellinvasion. Oben rechts findet sich eine (leere) Pore für das Einwachsen größerer Blutgefäße, unten links einige prall gefüllte Arteriolen/Venolen (Originalvergr. 200x, Heilungsperiode 7 Tage)
Abb. 13 Vier Wochen nach Implantation lassen regelhaft innerhalb
der Mikroporen unterschiedlich dimensionierte Blutgefäße identifizieren, die eine schnelle transmembranäre Vaskularisierung unterhalten. Zudem zeigen sich vitale Fibroblasten innerhalb des umgebenden Kollagens, welches im Sinne der Barrierefunktion das
Weichgewebe an dem Einsprießen in das Augmentat behindert
(Originalvergr. 400x, Heilungsperiode 28 Tage)
durch wird eine frühzeitige Stabilisation des Wundbereichs unterstützt. Weiterhin konnte beobachtet
werden, dass Kollagen chemotaktisch auf desmodontale Fibroblasten wirkt [23, 27, 36, 58]. Im
Falle einer Exposition zur Mundhöhle scheinen bestimmte parodontopathogene Bakterien an der Biodegradation kollagener Membranen beteiligt zu
sein. Zur Mundflora exponierte Membranen unterliegen dabei einer deutlich beschleunigten Resorption. Allerdings kann über der Schleimhautdehiszenz nach der Anwendung von Kollagenmembranen in der Regel eine vollständige sekundäre Granulation beobachtet werden [15]. Die Exposition einer enzymatisch quervernetzten Membran schien
histologisch keinen negativen Einfluss auf die Knochenregeneration zu unterhalten [16].
Ein Nachteil nativen Kollagens ist dessen geringe
Stabilität aufgrund einer raschen Biodegradation
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
Abb. 12 Zwei Wochen nach Implantation wird eine hohe Anzahl
an Blutgefäßen innerhalb der äußeren Anteile der Membran erkennbar. Ansonsten zeigt sich eine gute Gewebsintegration ohne Fremdkörperreaktion (Originalvergr. 200x, Heilungsperiode 14 Tage)
durch gewebespezifische Proteasen, Kollagenasen
und Makrophagen [54]. Dies kann durch die Auswahl spezieller Ursprungsgewebe ausgeglichen
werden: So zeigten Membranen aus dem Herzbeutel (Perikard) aufgrund ihres unterschiedlichen
morphologischen Aufbaus signifikant längere Biodegradationszeiten als Membranen aus der Archillessehne oder dem Peritoneum [41, 43]. Alternativ
wurden verschiedene Techniken beschrieben, welche auf physikalischer, chemischer oder auch enzymatischer Ebene eine zusätzliche Quervernetzung
der Kollagenfibrillen induzieren [6, 7, 26, 29, 37,
59]. Die Ergebnisse tierexperimenteller Untersuchungen konnten zeigen, dass die Resorption dieser
artifiziell quervernetzten Membranen signifikant
langsamer verläuft als die nicht-quervernetzter
Membranen [31, 33, 43, 48, 56]. Weiterhin ließ sich
die Resorptionsdauer mit zunehmendem Vernetzungsgrad proportional steigern [6, 43]. Auf der anderen Seite führte eine artifizielle Quervernetzung
jedoch auch zu einer Verringerung der Biokompatibilität [44], erhöhte die Invasion von Entzündungszellen und verstärkte den inflammatorischen Abbau
des ansonsten eher enzymatisch biodegradierbaren
Kollagens. Gerade chemisch quervernetzte Kollagene schienen sterile Entzündungsreaktionen zu unterhalten [43], was das Auftreten von Wundheilungskomplikationen und eine nur bindegewebige
Einscheidung des Knochenersatzmaterials begünstigte [3, 42].
Angiogenese
Im Zusammenhang mit augmentativen Eingriffen,
aber auch für allgemeine Wundheilungsvorgänge
wird in den vergangenen Jahren zunehmend auf die
Wichtigkeit einer frühzeitigen Angiogenese des Defektraumes hingewiesen. In einer tierexperimentellen Untersuchung konnte gezeigt werden, dass die
5
IMPLANTOLOGIE
Abb. 14 Ausgedehntes anteriores Mundbodenkarzinom mit Durchbruch durch das Kinn bei einem zum Zeitpunkt der Erstdiagnose
68jährigen Patienten
Abb. 15 Zustand ein Jahr nach Neck dissection, Unterkieferkontinuitätsresektion, Defektüberbrückung mittels Skapula-Transplantat und
postoperativer Radiochemotherapie. Zur Bestimmung der Augmentatrichtung wurde eine röntgenopaque Prothese eingegliedert. Im
Oberkiefer soll zudem eine beidseitige Sinusbodenelevation durchgeführt werden
Abb. 16 Zustand nach Metallentfernung von extraoral. Das Skapula-Transplantat erscheint gut konsolidiert, ist aber nicht ausreichend dimensioniert für die Aufnahme von anterioren Implantaten
Abb. 17 Osteosynthetische Fixierung von zwei Beckenkamm-Splinten mit Distanz zum Alvolarkamm zur Festlegung der Augmentationshöhe (Vertikale Augmentationshöhe: 7 mm). Dabei erfolgt die
Augmentationsrichtung tendenziell nach lingual, wie in der 3D-Planung zuvor determiniert
Ausbildung von Blutkapillaren in einer unmittelbaren räumlichen sowie zeitlichen Korrelation zu
einer extraskelettalen Knochenneubildung standen
[47]. Diese Beobachtung kann mit Hilfe des
Prinzips der Knochenbildung erklärt werden:
Osteogene
Zellen
entwickeln
sich
aus
undifferenzierten mesenchymalen Progenitorzellen,
die sich entweder im Bindegewebe des Knochenmarks befinden, oder sich aus Perizyten des angrenzenden Bindegewebes kleiner Blutkapillaren entwickeln [28, 38, 39]. Kommt es also zu einer frühen
Erschließung des Defektraumes durch Blutgefäße,
so wird hierdurch auch die Knochenregeneration
begünstigt.
Aus klinischer Sicht wird diese Hypothese auch
durch die Tatsache unterstützt, dass einige Autoren
eine Perforation des angrenzenden kortikalen Knochens während GBR/GTR-Verfahren empfehlen,
um die Knochenneubildung über eine Eröffnung
angrenzender Knochenmarksräume zu verbessern
[8, 46]. Eine solche Perforation scheint gerade im
kompakten Kiefer das Aussprießen von Gefäßen zu
erleichtern und die Regeneration zu verbessern [24,
53]. So zeigten im Tierversuch perforierte, blutgefüllte Defekte nach GBR eine signifikant bessere
Knochenregeneration als nicht perforierte Kontrolldefekte [40]. Bisher besteht jedoch keine wissenschaftliche Evidenz, ob eine Perforation der Kompakta auch klinisch die knöcherne Regeneration
signifikant verbessern kann.
Betrachtet man die unterschiedlichen Membranmaterialien, so lässt sich gerade hinsichtlich der Blutgefäßeinprossung von Seiten des Periosts ein deutlicher Unterschied zwischen nicht resorbierbaren
ePTFE- und dPTPE- (expandiertes/dichtes Polytetraflourethylen) Membranen und den heute üblicherweise verwendeten Kollagenmembranen feststellen.
Ein von den Gegnern der Membrantechnik gerne
angeführtes Argument ist die Beobachtung, dass das
Periost eine hohe regenerative Potenz aufweist, was
6
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
IMPLANTOLOGIE
Abb. 18 Als Augmentationsmaterial findet eine 1:1-Mischung aus
Beckenkammspongiosa, biphasischem HA/ß-TCP (Ossceram nano,
Bredent medical, Senden) und Defektblut Verwendung
Abb. 19 Auffüllung des Knochendefektes mit Eigenknochen und
Knochenersatzmaterial
Abb. 20 Nach Applikation des Knochenersatzmaterials ist der Kieferkamm hinsichtlich des Volumens vollständig rekonstruiert
Abb. 21 Die bukkale Lamelle wird im Sinne einer 3D-Rekonstruktion
mit einer weiteren Schicht dünner Beckenkammkortikalis abgedeckt
und die Kanten geglättet
gerade die initiale Knochenregeneration unterstützt.
Kommen nicht resorbierbare Membranen oder resorbierbare Membranen mit einer sehr dichten
Struktur und langen Barrierefunktion zum Einsatz,
so wird dieses regenerative Potential von dem augmentierten Bereich abgeschirmt und das Periost (zunächst) in ein straffes Bindegewebe umgewandelt.
Gerade im Zusammenhang mit Kollagenmembranen wurde in diesem Zusammenhang der Begriff
der „selektiven Permeabiliät“ geprägt. Es konnte beobachtet werden, dass bei manchen nativen Membranen eine selektive Permeabilität zu einer Durchwanderung des Membrankörpers durch Blutgefäße
bereits wenige Wochen nach Implantation erfolgt
[49]. In Verbindung mit einer lateralen Augmentation im Hundemodell wurde dies von einer multifokalen Knochenneubildung innerhalb des augmentierten Bereiches begleitet, während eine nicht permeable ePTFE-Membran eine knöcherne Regeneration nur von Seiten des Defektbodens zuließ [50].
Diese Beobachtung unterstützt die Hypothese, dass
eine selektive Permeabiliät für Blutgefäße gerade
die initiale Knochenneubildung unterstützt.
Klinische Anwendung, Fisch-Technik und
Neuentwicklungen
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
Neben der klassischen Verwendung von Kollagenmembranen zur Abdeckung von Knochenersatzmaterialien existiert heute eine Vielzahl von weiteren
Indikationen, in denen Kollagenmembranen neben
der eigentlichen GTR/GBR-Technik erfolgreich zum
Einsatz kommen. So ist die Verwendung von Kollagenmembranen zum Verschluss, aber auch zur Stabilisierung der Schneider´schen Membran bei Sinusbodenelevationen etabliert. Gerade für kleinere Perforationen bis 5 mm Durchmesser wurde nach Abdeckung mit einer Kollagenmembran keine negative
Beeinflussung des augmentativen Ergebnisses oder
Implantatüberlebensrate nach Sinusbodenelevation
im Vergleich zur nicht-perforierten Kontrollgruppe
beschrieben [4]. In diesem Zusammenhang bietet
sich eine spezielle Technik an, bei der die einzubringende Membran wie ein Fisch zugeschnitten wird,
was die Lagestabilität der Kollagenmatrix innerhalb
und ausserhalb des Sinus erheblich erleichtert. Der
Körper des „Fisches“ wird zur Abdeckung oder Sta-
7
IMPLANTOLOGIE
Abb. 22 Zur Abdeckung der lingualen Seite im Sinne der GBR-Technik
und zur Absicherung des Gesamtaugmentates gegen Perforationen
der Schleimhaut (bei deutlicher Beeinträchtigung der Wundheilung
durch die Radiochemotherapie) erfolgt die Auflage einer selektiv permeablen Kollagenmembran (Angiopore, Bredent medical, Senden).
Abb. 23 Wechsel nach intraoral und beidseitige Sinusbodenelevation über einen lateralen Zugang
Abb. 24 Die mikroperforierte Membran (Angiopore) wird in der
Kontur eines Fisches zugeschnitten und wahlweise vor oder nach
Einbringen unter die Schneider´sche Membran rehydriert
Abb. 25 Einbringen des anterioren Anteils des Fisches in den Sinus.
Dabei verkeilt sich der schmale Anteil der Membran zwischen die
Knochenlamellen und sorgt für eine sichere Fixierung. Bereits bestehende Perforationen können so lagestabil abgedeckt werden, oder
sie dient als Schutz der Schneiderschen Membran zur Vermeidung
von Wundheilungskomplikationen
bilisierung der Schneider´schen Membran in den Sinus eingebracht, während der Schwanz ausserhalb
des Defektes verbleibt und erst nach Einbringung des
Augmentationsmaterials über dem fazialen Kieferhöhlenfenster adaptiert wird. Einen wesentlichen Aspekt bei der Anwendung dieser Technik stellt dabei
die Einklemmung der schmalsten Stelle des Fisches
am Übergang zwischen Körper und Schwanz zwischen die verbleibenen Knochenwände des fazialen
Fensters der Kieferhöhle dar. Beide Dimensionen
sollten sich ungefähr entsprechen, damit sich die
Membran innnerhalb der Knochenwände verkeilen
kann. Hierdurch werden die beiden Anteile sowohl
innerhalb, als auch außerhalb des Knochenfensters
stabilisiert, was das Handling der Kollagenmatrix
vereinfacht.
Aufgrund der Beobachtung, dass native Kollagenmembranen auch im Dehiszenzfall in der Regel
eine komplikationslose sekundäre Granulation über
der Membran ermöglichen, wird derzeit zuneh-
mend über die Möglichkeit einer bereits initial offenen Einheilung diskutiert. Dabei ist zu beachten,
dass keine der derzeit erhältlichen GBR-Membranen für eine offene Anwendung ohne Abdeckung mit Weichgewebe zugelassen ist. Das Risiko
eines Misserfolgs trägt somit der Behandler, der die
Vor- und Nachteile einer offenen Einheilung stets
individuell beurteilen sollte.
Einen Sonderfall stellt die Abdeckung einer (von der
Dimension her wesentlich kleineren) Extraktionsalveole mit Membranen im Falle einer MundAntrum-Verbindung (MAV) dar. Hier verzichten
bereits viele Anwender auf eine plastische Deckung
der Extraktionswunde und gewährleisten einen
Verschluss der MAV durch Einnähen einer in der
Regel nicht resorbierbaren Barrieremembran. Diese
Technik vermag das spätere Weichgewebsmanagement in Hinblick auf die Breite und Ästhetik
der keratinisierten Gingiva im Vergleich zur klassischen Deckung nach Rehrmann wesentlich zu
8
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
IMPLANTOLOGIE
Abb. 26 Auffüllung des Defektes mit einem Gemisch aus Knochenersatzmaterial (Ossceram nano) und Beckenkammspongiosa im Verhältnis 3:1. Aufgrund der guten Voraussetzungen im Vergleich zur
vertikalen Augmentation des Unterkiefers kann der Beckenkamm-Anteil im Sinus reduziert werden.
Abb. 27 Adaptation der cranial fixierten Membran über das faziale
Kieferhöhlenfenster. Das hydrophile Kollagen adaptiert sich gut an
den umliegenden Knochen.
Abb. 28 Spannungsfreier Nahtverschluss mittels Vicryl 4-0 Nähten
(PGA Resorba, Nürnberg).
Abb. 29 Postoperatives digitales Volumentomogramm nach Augmentation im anterioren Unterkiefer und Sinus maxillaris beidseits.
verbessern,
und
reduziert
zudem
die
Patientenmorbidität durch den Verzicht auf eine spätere Vestibulumplastik. Zudem kann die hydrophobe
Membran in der Regel später ohne die Notwendigkeit eines zweiten Eingriffs durch einfachen Zug
nach krestal entfernt werden.
Ebenfalls auf die Extraktionswundheilung bezogen
ist die Anwendung der sogenanten Tarnow'schen
Ice-Cream-Cone Technik. Als Variante der Socket
preservation wird bei dieser Applikation die
Kollagenmembran wie eine Eistüte getrimmt und
der basale, spitz zulaufende Anteil innerhalb der
Extraktionsalveole an die bukkale Alveolenwand
adaptiert [14, 17]. Nach Einbringen des Knochenersatzmaterials erfolgt das „Overlapping“ des krestalen Anteils über das Augmentat und die Fixierung
der Situation mittels Naht. Obwohl die Kollagenmembran durch die Exposition zur Mundhöhle
wesentlich schneller abgebaut wird als im Falle
einer geschlossenen Einheilung, reicht die
Biodegradationszeit in der Regel aus, dass der Körper den zumeist gering dimensionierten knöchernen
Defekt angiogenetisch erschlossen hat und sich eine
sekundäre Granulation des Weichgewebes oberhalb
des Defektes einstellt.
Gerade in den letzten beiden Jahren zunehmend in
das wissenschaftliche Interesse gerückt ist die Verwendung von Kollagenmatrizes und -membranen
zur Weichgewebsaugmentation. Ziel dieser Materialen ist die vorhersagbare und langzeitstabile Regeneration von Weichgewebe, ohne die Patienten
durch die Entnahme von Bindegewebstransplantaten aus dem Gaumen zusätzlich zu belasten. Neben
den eigentlichen Kollagenembranen wurden von
Seiten der Dentalindustrie spezielle, neue Matrizes
(Geistlich Biomaterials: Mukograft, Botiss Biomaterials: Mukoderm, BioHorizons: Alloderm) entwickelt, deren Eigenschaften speziell auf die Weichgewebsaugmentation abgestimmt sind. Erste Ergebnisse sind vielversprechend [30, 45], bedürfen jedoch der Durchführung weiterer klinischer Studien.
Auf die Bedeutung einer schnellen transmembranären Angiogenese zur Unterstützung der Knochenregeneration hat die Dentalindustrie mit der Entwicklung „angioselektiver“ Membranen reagiert. So
sind als neueste Generation der Kollagenmembra-
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
9
IMPLANTOLOGIE
Abb. 30 a und b Die koronare Schichtung des DVT erlaubt eine dimensionsgetreue Beurteilung der prä- und postoperativen Sinusmorphologie.
Abb. 30c Die Sinusbodenaugmentation zeigt sich 4 Monate postoperativ und mit Beimengung des biphasischen Knochenersatzmaterials Ossceram nano volumenstabil bei noch bestehender Restschwellung der Kieferhöhlenschleimhaut
nen Barrieren mit Mikroporen verfügbar (Bredent
medical: Angiopore, Angiopore DL; Botiss Biomaterials: Collprotect), die eine schnelle Durchwanderung der Kollagenmatrix durch Blutgefäße mittels
vieler, in kompakteres Kollagen eingestreute Perforationen begünstigen sollen. Wenngleich sich in eigenen histologischen Studien tatsächlich ein Einsprießen von Blutgefäßen selektiv in den Poren und
somit eine Unterstützung der Angiogenese gezeigt
hat, ist auch in diesem Fall ein klinischer Vorteil
noch durch weitere präklinische und klinische Studien zu belegen.
■
10
Abb. 30d 4 Monate nach Augmentation zeigt sich eine gute, aufgrund des diagnostischen Wax-ups eher nach lingual-krestal orientierte knöcherne Regeneration ohne Auftreten von Wundheilungskomplikationen trotz Bestrahlungssituation
KONTAKTADRESSE:
Priv.-Doz. Dr. Dr. Daniel Rothamel
Klinik und Poliklinik für Mund-, Kieferund Plastische Gesichtschirurgie
Interdisziplinäre Poliklinik für Orale Chirurgie und
Implantologie
Direktor: Univ.-Professor Dr. Dr. J. E. Zöller
Universitätsklinikum Köln
Kerpener Str. 62 · 50931 Köln
[email protected]
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
IMPLANTOLOGIE
PRODUKTLISTE
INDIKATION
Kollagenmembran (GBR/GTR)
Kollagenmembran (GBR/GTR)
Kollagenmembran (GBR/GTR)
NAME
Angiopore, Angiopore DL
BioGide
Jason Perikardmembran
Kollagenmembran (GBR/GTR)
Kollagenmembran (GBR/GTR)
Weichgewebeaugmentat
Weichgewebeaugmentat
Collprotect
BioMend
Mucograft
Mucoderm
Weichgewebeaugmentat
Knochenersatzmaterial
Nahtmaterial
Alloderm
Ossceram nano
PGA Resorba
HERSTELLER/VERTRIEB
Bredent medical
Geistlich Biomaterials
Botiss Biomaterials/Bego Implant Systems,
Thommen medical, Dentegris Deutschland GmbH
Botiss Biomaterials/Dentegris Deutschland GmbH
Zimmer Dental
Geistlich Biomaterials
Botiss Biomaterials/Bego Implant Systems,
Thommen medical, Dentegris Deutschland GmbH
BioHorizons
Bredent medical
Resorba
VITA
Priv.-Doz. Dr. Dr. Rothamel
Unmittelbar nach dem zahnmedizinischen Staatsexamen im Jahre 2001 begann Priv.Doz. Dr. Dr. Daniel Rothamel mit dem Medizinstudium und der oralchirurgischen Ausbildung in der Abteilung für Zahnärztliche Chirurgie und Aufnahme (Leiter: Prof. Dr. J.
Becker) am Universitätsklinikum Düsseldorf. Er promovierte zum Dr. med. dent. im Jahre
2003. Noch während des Medizinstudiums beschäftigte er sich ausgiebig mit wissenschaftlichen Themen aus dem Gebiet der Knochenregeneration und Implantologie. Die
Prüfung zum Fachzahnarzt für Oralchirurgie folgte im Jahre 2007, unmittelbar darauf
die ärztliche Approbation. Nach einem Promotionsstipendium an der USYD in Sydney
promovierte er zum Dr. med. im Jahre 2008. Seit seiner Rückkehr ist er an der Klinik und Poliklinik für Mund, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie und Interdisziplinären Poliklinik für Orale Chirurgie und Implantologie (Leiter: Prof. Dr. Dr. Zöller) der Universität zu Köln tätig. Dort wurde ihm im Jahre 2009 die venia legendi verliehen. Priv.-Doz. Dr. Dr. Rothamel verfügt über eine Vielzahl an hochrangigen internationalen Publikationen, ist Gutachter für verschiedene Journale und regelmäßig als Referent auf Kongressen und Fortbildungen im In- und Ausland tätig.
ABSTRACT
In order to improve the regeneration outcome of the augmented area, bone substitute materials can be separated from the surrounding connective tissue by inserting a barrier. Keeping the graft separated prevents
fibrous organisation of the augmentation material and supports stabilisation of the reconstructed site. In addition to non-resorbable barriers, collagen types I and III is most notably suited as a membrane material for
GTR and GBR procedures. In contrast to non-resorbable materials, second surgical procedure for membrane
removal is not required. Nevertheless, various collagen matrices differ significantly regarding biocompatibility, inflammatory aspect of biodegradation and tissue integration. Moreover, it was found that vascularization of the graft is a prerequisite for successful grafting procedures. Membranes allowing for selective permeation of blood vessels (transmembraneous angiogenesis) might be a useful tool for supporting early stages of bone formation. Moreover, collagen matrices can also be used to cover perforations of the Schneiderian membrane and – in a thicker version – for soft tissue thickening and augmentation.
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
11
IMPLANTOLOGIE
LITERATURVERZEICHNIS
[1] Aghaloo TL, Moy PK. Which hard tissue augmentation techniques are the most successful in furnishing
bony support for implant placement? Int J Oral Maxillofac Implants 2007; 22 Suppl: 49-70.
[2] Alpar B, Leyhausen G, Gunay H et al. Compatibility of resorbable and nonresorbable guided tissue regeneration membranes in cultures of primary human periodontal ligament fibroblasts and human osteoblastlike cells. Clin Oral Investig 2000; 4: 219-225.
[3] Becker J, Al-Nawas B, Klein MO et al. Use of a new cross-linked collagen membrane for the treatment of
dehiscence-type defects at titanium implants: a prospective, randomized-controlled double-blinded clinical
multicenter study. Clin Oral Implants Res 2009; 20: 742-749.
[4] Becker ST, Terheyden H, Steinriede A et al. Prospective observation of 41 perforations of the Schneiderian membrane during sinus floor elevation. Clin Oral Implants Res 2008; 19: 1285-1289.
[5] Black BS, Gher ME, Sandifer JB et al. Comparative study of collagen and expanded polytetrafluoroethylene membranes in the treatment of human class II furcation defects. J Periodontol 1994; 65: 598-604.
[6] Brunel G, Piantoni P, Elharar F et al. Regeneration of rat calvarial defects using a bioabsorbable membrane technique: influence of collagen cross-linking. Journal of Periodontology 1996; 67: 1342-1348.
[7] Bunyaratavej P, Wang HL. Collagen membranes: a review. Journal of Periodontology 2001; 72: 215229.
[8] Buser D, Bragger U, Lang NP et al. Regeneration and enlargement of jaw bone using guided tissue regeneration. Clin Oral Implants Res 1990; 1: 22-32.
[9] Cortellini P, Clauser C, Prato GP. Histologic assessment of new attachment following the treatment of a human buccal recession by means of a guided tissue regeneration procedure. J Periodontol 1993; 64: 387-391.
[10] Dahlin C, Lekholm U, Becker W et al. Treatment of fenestration and dehiscence bone defects around
oral implants using the guided tissue regeneration technique: a prospective multicenter study. Int J Oral Maxillofac Implants 1995; 10: 312-318.
[11] Dahlin C, Linde A, Gottlow J et al. Healing of bone defects by guided tissue regeneration. Plast Reconstr Surg 1988; 81: 672-676.
[12] Dahlin C, Sennerby L, Lekholm U et al. Generation of new bone around titanium implants using a membrane technique: an experimental study in rabbits. Int J Oral Maxillofac Implants 1989; 4: 19-25.
[13] Del Fabbro M, Testori T, Francetti L et al. Systematic review of survival rates for implants placed in the
grafted maxillary sinus. Int J Periodontics Restorative Dent 2004; 24: 565-577.
[14] Elian N, Cho SC, Froum S et al. A simplified socket classification and repair technique. Pract Proced
Aesthet Dent 2007; 19: 99-104; quiz 106.
[15] Friedmann A, Strietzel FP, Maretzki B et al. Observations on a new collagen barrier membrane in 16
consecutively treated patients. Clinical and histological findings. J Periodontol 2001; 72: 1616-1623.
[16] Friedmann A, Strietzel FP, Maretzki B et al. Histological assessment of augmented jaw bone utilizing a
new collagen barrier membrane compared to a standard barrier membrane to protect a granular bone substitute material. Clin Oral Implants Res 2002; 13: 587-594.
[17] Froum S, Cho SC, Elian N et al. Extraction sockets and implantation of hydroxyapatites with membrane barriers: a histologic study. Implant Dent 2004; 13: 153-164.
[18] Gottlow J, Nyman S, Karring T et al. New attachment formation as the result of controlled tissue regeneration. J Clin Periodontol 1984; 11: 494-503.
[19] Haney JM, Nilveus RE, McMillan PJ et al. Periodontal repair in dogs: expanded polytetrafluoroethylene
barrier membranes support wound stabilization and enhance bone regeneration. J Periodontol 1993; 64:
883-890.
[20] Hanft JR, Sprinkle RW, Surprenant MS et al. Implantable bone substitute materials. Clin Podiatr Med
Surg 1995; 12: 437-455.
[21] Hardwick R, Scantlebury TV, Sanchez R et al. Guided bone regeneration in implant dentistry. Quintessenz Pub. 1994.
[22] Hutmacher D, Hurzeler MB, Schliephake H. A review of material properties of biodegradable and bioresorbable polymers and devices for GTR and GBR applications. Int J Oral Maxillofac Implants 1996; 11:
667-678.
[23] Hutmacher D, Hurzeler MB, Schliephake H. A review of material properties of biodegradable and bioresorbable polymers and devices for GTR and GBR applications. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants 1996; 11: 667-678.
[24] Jovanovic SA, Schenk RK, Orsini M et al. Supracrestal bone formation around dental implants: an ex-
12
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
IMPLANTOLOGIE
LITERATURVERZEICHNIS
perimental dog study. Int J Oral Maxillofac Implants 1995; 10: 23-31.
[25] Karring T, Nyman S, Gottlow J et al. Development of the biological concept of guided tissue regeneration--animal and human studies. Periodontol 2000 1993; 1: 26-35.
[26] Kodama T, Minabe M, Hori T et al. The effect of various concentrations of collagen barrier on periodontal wound healing. Journal of Periodontology 1989; 60: 205-210.
[27] Locci P, Calvitti M, Belcastro S et al. Phenotype expression of gingival fibroblasts cultured on membranes used in guided tissue regeneration. Journal of Periodontology 1997; 68: 857-863.
[28] Long MW, Robinson JA, Ashcraft EA et al. Regulation of human bone marrow-derived osteoprogenitor
cells by osteogenic growth factors. J Clin Invest 1995; 95: 881-887.
[29] Minabe M, Kodama T, Kogou T et al. Different cross-linked types of collagen implanted in rat palatal
gingiva. Journal of Periodontology 1989; 60: 35-43.
[30] Nevins M, Nevins ML, Kim SW et al. The use of mucograft collagen matrix to augment the zone of keratinized tissue around teeth: a pilot study. Int J Periodontics Restorative Dent 31: 367-373.
[31] Paul BF, Mellonig JT, Towle HJ, 3rd et al. Use of a collagen barrier to enhance healing in human periodontal furcation defects. International Journal of Periodontics and Restorative Dentistry 1992; 12: 123-131.
[32] Pihlstrom BL, McHugh RB, Oliphant TH et al. Comparison of surgical and nonsurgical treatment of periodontal disease. A review of current studies and additional results after 61/2 years. Journal of Clinical Periodontology 1983; 10: 524-541.
[33] Pitaru S, Tal H, Soldinger M et al. Partial regeneration of periodontal tissues using collagen barriers.
Initial observations in the canine. Journal of Periodontology 1988; 59: 380-386.
[34] Pontoriero R, Lindhe J, Nyman S et al. Guided tissue regeneration in degree II furcation-involved mandibular molars. A clinical study. J Clin Periodontol 1988; 15: 247-254.
[35] Pontoriero R, Nyman S, Ericsson I et al. Guided tissue regeneration in surgically-produced furcation defects. An experimental study in the beagle dog. J Clin Periodontol 1992; 19: 159-163.
[36] Postlethwaite AE, Seyer JM, Kang AH. Chemotactic attraction of human fibroblasts to type I, II, and III
collagens and collagen-derived peptides. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America 1978; 75: 871-875.
[37] Quteish D, Dolby AE. The use of irradiated-crosslinked human collagen membrane in guided tissue regeneration. Journal of Clinical Periodontology 1992; 19: 476-484.
[38] Reilly TM, Seldes R, Luchetti W et al. Similarities in the phenotypic expression of pericytes and bone
cells. Clin Orthop 1998; 95-103.
[39] Rickard DJ, Kassem M, Hefferan TE et al. Isolation and characterization of osteoblast precursor cells
from human bone marrow. J Bone Miner Res 1996; 11: 312-324.
[40] Rompen EH, Biewer R, Vanheusden A et al. The influence of cortical perforations and of space filling
with peripheral blood on the kinetics of guided bone generation. A comparative histometric study in the rat.
Clin Oral Implants Res 1999; 10: 85-94.
[41] Rothamel D, Schwarz F, Fienitz T et al. Biocompatibility and Biodegradation of a Native, Porcine Pericardium Membrane. Results from in vitro/in vivo Examination
Int J Oral Maxillofac Implants 2011 (in press).
[42] Rothamel D, Schwarz F, Herten M et al. Vertical ridge augmentation using xenogenous bone blocks: a
histomorphometric study in dogs. Int J Oral Maxillofac Implants 2009; 24: 243-250.
[43] Rothamel D, Schwarz F, Sager M et al. Biodegradation of differently cross-linked collagen membranes:
an experimental study in the rat. Clin Oral Implants Res 2005; 16: 369-378.
[44] Rothamel D, Schwarz F, Sculean A et al. Biocompatibility of various collagen membranes in cultures of
human PDL fibroblasts and human osteoblast-like cells. Clin Oral Implants Res 2004; 15: 443-449.
[45] Sanz M, Lorenzo R, Aranda JJ et al. Clinical evaluation of a new collagen matrix (Mucograft prototype) to enhance the width of keratinized tissue in patients with fixed prosthetic restorations: a randomized
prospective clinical trial. J Clin Periodontol 2009; 36: 868-876.
[46] Schmid J, Hammerle CH, Olah AJ et al. Membrane permeability is unnecessary for guided generation
of new bone. An experimental study in the rabbit. Clin Oral Implants Res 1994; 5: 125-130.
[47] Schmid J, Wallkamm B, Hammerle CH et al. The significance of angiogenesis in guided bone regeneration. A case report of a rabbit experiment. Clin Oral Implants Res 1997; 8: 244-248.
[48] Schwarz F, Rothamel D, Herten M et al. Lateral ridge augmentation using particulated or block bone
substitutes biocoated with rhGDF-5 and rhBMP-2: an immunohistochemical study in dogs. Clin Oral Implants
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11
13
IMPLANTOLOGIE
LITERATURVERZEICHNIS
Res 2008; 19: 642-652.
[49] Schwarz F, Rothamel D, Herten M et al. Angiogenesis pattern of native and cross-linked collagen membranes: an immunohistochemical study in the rat. Clin Oral Implants Res 2006; 17: 403-409.
[50] Schwarz F, Rothamel D, Herten M et al. Immunohistochemical characterization of guided bone regeneration at a dehiscence-type defect using different barrier membranes: an experimental study in dogs. Clin
Oral Implants Res 2008; 19: 402-415.
[51] Selvig KA, Kersten BG, Chamberlain AD et al. Regenerative surgery of intrabony periodontal defects
using ePTFE barrier membranes: scanning electron microscopic evaluation of retrieved membranes versus
clinical healing. Journal of Periodontology 1992; 63: 974-978.
[52] Selvig KA, Kersten BG, Wikesjo UM. Surgical treatment of intrabony periodontal defects using expanded polytetrafluoroethylene barrier membranes: influence of defect configuration on healing response. J Periodontol 1993; 64: 730-733.
[53] Simion M, Trisi P, Piattelli A. Vertical ridge augmentation using a membrane technique associated with
osseointegrated implants. Int J Periodontics Restorative Dent 1994; 14: 496-511.
[54] Tatakis DN, Promsudthi A, Wikesjo UM. Devices for periodontal regeneration. Periodontology 2000
1999; 19: 59-73.
[55] Tempro PJ, Nalbandian J. Colonization of retrieved polytetrafluoroethylene membranes: morphological
and microbiological observations. Journal of Periodontology 1993; 64: 162-168.
[56] von Arx T, Broggini N, Jensen SS et al. Membrane durability and tissue response of different bioresorbable barrier membranes: a histologic study in the rabbit calvarium. Int J Oral Maxillofac Implants 2005;
20: 843-853.
[57] Wang HL, Carroll WJ. Using absorbable collagen membranes for guided tissue regeneration, guided
bone regeneration, and to treat gingival recession. Compend Contin Educ Dent 2000; 21: 399-402, 404,
406 passim; quiz 414.
[58] Yaffe A, Ehrlich J, Shoshan S. Restoration of periodontal attachment employing enriched collagen solution in the dog. Journal of Periodontology 1984; 55: 623-628.
[59] Zahedi S, Legrand R, Brunel G et al. Evaluation of a diphenylphosphorylazide-crosslinked collagen
membrane for guided bone regeneration in mandibular defects in rats. Journal of Periodontology 1998;
69: 1238-1246.
14
Z Oral Implant, © 7. Jahrgang 4/11