Benutzerordnung für Life Imaging Center

Life Imaging Center (LIC), Albert-Ludwigs-Universität, Freiburg
Beschreibung der verfügbaren Geräte
Das Life Imaging Center (LIC) am Zentrum für Biosystemanalyse (ZBSA) ist eine
zentrale, im Jahr 2001 durch den SFB 592 (Signalmechanismen in Embryogenese
und Organogenese) und das Institut für Biologie I gegründete, nun im ZBSA lokalisierte, zentrale Einrichtung der Albert-Ludwigs-Universität Freiburg. Derzeit (1. 12.
2010) stehen folgende Mikroskop- und Computerarbeitsplätze zur Verfügung:
LSM-U
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 VIS, 3-Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, aufrechtes Mikroskop Axioplan2 Imaging mit Differential-Interferenzkontrast
(DIC), motorisierter xy-Tisch (Märzhäuser), Anregungswellenlängen 457, 488, 514,
543, 633 nm, 2-P Anregung mit durchstimmbarem fs-Laser von 700 – 1020 nm (Coherent Cameleon Ultra I), Software LSM 4.2 oder ZEN 2010 (Zeiss) zur Steuerung
der Experimente, Datenerfassung und Auswertung.
LSM-U-2
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 Meta, 2 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, 32-kanaliger Spektraldetektor, aufrechtes Mikroskop AxioImager mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), motorisierter xy-Tisch (Zeiss), Heiztisch, Inkubator,
verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Anregungswellenlängen:
UV-Laser 405 nm, VIS-Laser: 457, 477, 488, 561, 633 nm, Software LSM 4.2 oder
ZEN 2010 (Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung.
LSM-I-DUO-Live
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 Meta Duo Live, 2 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, 32-kanaliger Spektraldetektor, 2.ter Scanner LSM 5 Live, 2 Emissionskanäle (bis zu 100 f/s), inverses Mikroskop Axiovert 200M mit DifferentialInterferenzkontrast (DIC), motorisierter xy-Tisch (Märzhäuser), Heiztisch, Inkubator,
verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Anregungswellenlängen:
UV Laser: 405nm, VIS Laser: 457, 477, 488, 489, 532, 561, 633 nm, Software LSM
4.2 oder ZEN 2010 (Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und
Auswertung
LSM-I-UV
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 Meta UV, 2 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, 32-kanaliger Spektraldetektor, inverses Mikroskop Axiovert 200M mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), motorisierter xy-Tisch (PRIOR), schneller zScanningtisch, Heiztisch, Inkubator, verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Anregungswellenlängen: UV-Laser 351, 364nm (Coherent Enterprise II
653), VIS Laser: 457, 477, 488, 543, 633 nm, Software LSM 4.2 oder ZEN 2010
(Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
LSM-I-2
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 Meta UV, 3 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, inverses Mikroskop Axiovert 200M mit Differential-Interferenzkontrast
(DIC), motorisierter xy-Tisch (PRIOR), Heiztisch, Inkubator, Anregungswellenlängen:
VIS-Laser: 457, 477, 488, 543, 633 nm, Software LSM 4.2 oder ZEN 2010 (Zeiss) zur
Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
1
Life Imaging Center (LIC), Albert-Ludwigs-Universität, Freiburg
LSM-I NLO
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 Meta NLO, 2 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, 32-kanaliger Spektraldetektor, inverses Mikroskop Axiovert 200M mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), xy-Tisch, Heiztisch, Inkubator, verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Anregungswellenlängen 457, 477, 488,
543, 633 nm, 2-P Anregung mit einem fs-Laser durchstimmbar von 700 – 980 nm, .
Software LSM 4.2 oder ZEN 2010 (Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
LSM-I NLO2
Konfokales Mikroskop ZEISS LSM 510 Meta NLO, 2 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal, 32-kanaliger Spektraldetektor, inverses Mikroskop Axiovert 200M mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), motorisierter xy-Tisch (PRIOR), Heiztisch, Inkubator, schneller z-Scanningtisch, verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Anregungswellenlängen VIS-Laser: 457, 477, 488, 543, 633 nm, 2-P Anregung mit einem durchstimmbaren fs-Laser von 700 – 1020 nm (Coherent Vision I),
Software LSM 4.2 oder ZEN 2010 (Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
A1 CLEM
Konfokales Mikroskop NIKON A1 CLEM, 2 Emissionskanäle, 1 Transmissionskanal,
32-kanaliger Spektraldetektor, inverses Mikroskop Eclipse TI, motorisierter xy-Tisch
(Nikon), Heiztisch, Inkubator, Anregungswellenlängen: UV-Laser: 405 nm, VIS-Laser:
458, 488, 514, 561, 635 nm, CLEM Technologie und PFS (perfect focus system),
motorisierter XY-Tisch (NIKON)
SD-I-ABL
Spinning-Disk-Konfokal Arbeitsplatz (für Time-Lapse und andere Messungen) mit
ZEISS Cellobserver, Definite Focus System, vollmotorisiert mit DifferentialInterferenzkontrast (DIC), motorisierter xy-Tisch, Heiztisch, Anregungswellenlängen
und Intensitäten über Laser 489 und 561 nm (ZEISS Yokogawa CSU-22), Laser Ablation und Photoaktivierungssystem mit 355 und 405 nm Laser (Rapp Optoelectronic), 2 Stück cooled CCD-Kameras (Zeiss Axiocam Rev.3, 20 MHz, 1392 x 1030
Pixel) auch zur simultanen Bildaufnahme, verschiedene Kammern für Lebendmikroskopie, Inkubatoreinsatz zur Temperierung mit CO2-Begasung (PECON), Software
Axiovision 4.8.1 (Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
Imaging1
Weitfeld-Fluoreszenz Imaging-Arbeitsplatz (für Ca2+, pH, GFP etc. Time-Lapse Messungen) mit ZEISS Axiovert 100M mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), xy-Tisch,
Heiztisch, Möglichkeit zur Mikro-Manipulation, Anregungswellenlängen über Monochromator (TILL Photonics) im Bereich 330 - 700 nm frei wählbar, Wechselzeit circa
3-5ms, cooled CCD-Kamera Coolsnap FX (Photometrics, 20 MHz, 1300 x 1030 Pixel, ) zur Bildaufnahme, verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie,
Software Metamorph/Metafluor 7.0 (Visitron) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
2
Life Imaging Center (LIC), Albert-Ludwigs-Universität, Freiburg
Imaging2
Weitfeld-Fluoreszenz Imaging-Arbeitsplatz (für Ca2+, pH, GFP etc. Time-Lapse Messungen und Farbstoff-Uncaging oder FRAP mit Xenon-Blitzlampe) mit ZEISS Axiovert 200M vollmotorisiert mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), motorisierter PRIOR xy-Tisch, Heiztisch, Mikro-Manipulationsmöglichkeiten, Anregungswellenlängen
und Intensitäten über Monochromator CAIRN-Instruments im Bereich 330 - 700 nm
frei wählbar, Wechselzeit circa 3-5ms, oder konventionelle Fluoreszenzlampe, cooled
CCD-Kamera Photometrics Coolsnap HQ (20 MHz, 1392 x 1030 Pixel) zur Bildaufnahme, verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Software Metamorph/Metafluor 7.0 (Visitron) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und
Auswertung
Imaging3
Weitfeld-Fluoreszenz Imaging-Arbeitsplatz (für Ca2+, pH, GFP etc. Time-Lapse Messungen und Farbstoff-Uncaging oder FRAP mit Xenon-Blitzlampe) mit ZEISS Cellobserver, Definite Focus System, vollmotorisiert mit Differential-Interferenzkontrast
(DIC), ASI motorisierter xy-Tisch, Heiztisch, Eppendorf-Injektor, MikroManipulationsmöglichkeiten, Anregungswellenlängen und Intensitäten über Monochromator (Till Photonics) im Bereich 330 - 700 nm frei wählbar, Wechselzeit circa
3-5ms, cooled CCD-Kamera (Zeiss Axiocam Rev.3, 20 MHz, 1392 x 1030 Pixel) zur
Bildaufnahme, verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Inkubatorbox zur Temperierung mit CO2-Begasung (PECON), Software Axiovision 4.8 (Zeiss)
zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
Imaging4
Weitfeld-Fluoreszenz Imaging-Arbeitsplatz (für Ca2+, pH, GFP etc. Time-Lapse Messungen) mit ZEISS Cellobserver, Definite Focus System, vollmotorisiert mit Differential-Interferenzkontrast (DIC), motorisierter xy-Tisch, Heiztisch, Anregungswellenlängen und Intensitäten über schnellen Filterwechsler (Sutter DG4) im Bereich 330 700 nm über Filter wählbar, Wechselzeit circa 3-5ms, TIRF-Laserbeleuchtung 488
und 561 nm alternativ (ZEISS TIRF System), 2 Stück cooled CCD-Kameras (Zeiss
Axiocam MRm Rev.3, 20 MHz, 1392 x 1030 Pixel) auch zur simultanen Bildaufnahme, zusätzliche EM-CCD Kamera (Roper Scientific, Evolve 512 x 512 Pixel, pixel
size 16 µm), verschiedene Perfusionskammern für Lebendmikroskopie, Inkubatoreinsatz (INCT 1), zur Temperierung mit CO2-Begasung (TOKAI Hit), Software Axiovision 4.8.1 (Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
Biostation I und II
Nikon Biostation IM zur Langzeitaufnahme von kultivierten Zellen bei 37° und 5%
CO2, bis zu 14 Tage Messungen möglich, bis zu 4 Ansätze simultan messbar, maximal 2 Fluoreszenzkanäle und Phasenkontrast, Möglichkeit zur Perfusion bzw. Wechsel von Experimentallösungen
InCuCyte
InCuCyte (Essen Instruments) Fluoreszenzmikroskop in einem Inkubator (37°, 5%
CO2). Langzeitbeobachtung von Zellen in der Kultur, Aufnahme von Phasenkontrast
und 1 Kanal Fluoreszenz mit 480 nm Anregung, Multipositions-Messungen in Petrischalen, Zellkulturflaschen, diversen Ibidi-Slides, automatische Messung der Zelldichte, Wachstumsdaten (Konfluenz, Zellzahl, Transfektionsraten)
3
Life Imaging Center (LIC), Albert-Ludwigs-Universität, Freiburg
Stereo 1
Stereomikroskop mit Fluoreszenzeinrichtung (Zeiss, Discovery V20) mit B/W Kamera
(Zeiss Axiocam MRm Rev.3, 20 MHz, 1392 x 1030 Pixel), Software Axiovision 4.8.1
(Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
Stereo 2
Stereomikroskop mit Fluoreszenzeinrichtung (LEICA, Leica MZ FL III) mit FarbKamera (Zeiss Axiocam MRc, 20 MHz, 1392 x 1030 Pixel), Software Axiovision 4.8.1
(Zeiss) zur Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
Stereo 3
Stereomikroskop mit Fluoreszenzeinrichtung (LEICA, Leica MZ FL III) mit FarbKamera (Spot Idea, 20 MHz, 1392 x 1030 Pixel), Software VisiView (Visitron) zur
Steuerung der Experimente, Datenerfassung und Auswertung
Computer classroom (Raum 00.041)
12 high-end PCs (DELL) mit Software zur Offline Analyse
• Server-basierte Workstation mit dual- oder quad Prozessor, 32 GB RAM, 768
MB NVidia Quadro 4600 Graphik Karte, Speicherkapazität jeweils 4 TB , 30
inch Monitor (2560 x 1600)
Verfügbare Software zur offline Bildanalyse und Visualisierung:
IMARIS 7.1 (Bitplane), 3D-4D Visualisierung, Tracking, Messung, Animation,
MatLab plug-in (3), Volocity (Perkin Elmer) 3D-4D Visualisierung, Tracking,
Messung, Animation (2), ImageAccess Bilddatenbank (6), Metamorph/MetaFluor 6.2.6 2D und 3D Analyse, Visualisierung und Messung (6),
SVI 3.6 Huygens Bilddekonvolution (3), Zeiss LSM 4.2 oder ZEN 2010 (6), Videomach 5.7.4 Moviemaker (Campus Lizenz), Zeiss Axiovision 4.8.2 (6).
Server zur Remote Deconvolution von Bilddaten (128 GB RAM, 16 Prozessoren) mit Huygens Core Software (SVI)
•
Spezieller Datenspeicher hoher Kapazität (60 TB) (SAN) im ZBS
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