uso de uma formulação com fungos nematófagos para o controle

Cultura da batata x Meloidogyne spp.: uso de uma formulação com fungos
nematófagos para o controle biológico de nematóides
Adriana R. da Silva & Paulo R. P. Martinelli
[email protected] / [email protected]
No Brasil, o cultivo da batata está associado a um alto risco de produção e de
comercialização bem como a uma grande demanda de recursos. A oscilação mercantil é
fato conhecido pelos produtores, fazendo com que eles aperfeiçoem seu processo
produtivo constantemente (Machado, 2000). Por ser extremamente suscetível a pragas e
doenças é indispensável que área a ser cultivada seja cuidadosamente escolhida, assim
como o material de propagação, o tipo de manejo e a sua aplicação na época correta.
Atualmente, os danos causados pelos nematóides têm se destacado entre os
problemas fitossanitários da cultura, afetando 12,2% da produção mundial (Sasser &
Freckman, 1987). Além das perdas quantitativas (produtividade da lavoura) e
qualitativas (formação de galhas e/ou surgimento de lesões enegrecidas nos tubérculos),
por se tratar de cultura propagada vegetativamente, o ataque aos tubérculos ainda
constitui uma importante forma de disseminação para esses patógenos (Silva & Santos,
2007; Silva, 2009).
Por ser remunerado pela qualidade, o produtor é impelido a fazer uso de grande
quantidade de produtos fitossanitários, acentuada pela indisponibilidade de medidas
alternativas, ambientalmente seguras. Atualmente, apenas cinco princípios ativos estão
registrados para uso na cultura. Além de serem, em sua maioria, extremamente tóxicos,
alguns possuem princípio ativo que oferece risco de acúmulo residual nos tubérculos
sendo muito perigosos ao ambiente (AGROFIT, 2009; Charchar et al., 2003), esses
produtos não oferecem proteção irrestrita contra perdas causadas pelo ataque de
nematóides que seja econômica e ambientalmente viável (Charchar et al., 2007).
Entre as principais práticas para o manejo dos nematóides em culturas anuais
destacam-se a rotação de culturas, o uso de nematicidas, a adição de matéria orgânica e
o controle biológico, entre outros (Corbani, 2002; Martinelli, 2008). A combinação de
várias dessas medidas de controle é explorada pelo manejo integrado.
Fungos nematófagos tem sido alvo de 76 % das pesquisas (Carneiro, 1992) e
correspondem a 75 % dos agentes de controle biológico de nematóides encontrados nos
solos agricultáveis do mundo (Jatala, 1986). Os principais gêneros de fungos predadores
conhecidos são: Arthrobotrys, Dactylella e Monacrosporium, conforme menção de
Mankau (1980). Apesar do expressivo número de fungos parasitos de ovos serem
conhecidos, Paecilomyces lilacinus e Pochonia chlamydosporia têm sido os mais
estudados, devido a sua comprovada eficácia (Mankau, 1980; Jatala et al., 1980; Siddiqi
& Mahmood, 1995; Atkins et al., 2003).
O objetivo deste trabalho foi avaliar a eficácia do uso de diferentes doses de uma
formulação em bagaço de cana composta por cinco fungos nematófagos (Arthrobotrys
oligospora, Monacrosporium eudermatum, P. chlamydosporia, P. lilacinus e Dactylella
leptospora) comparadas ao controle químico de uma população mista contendo
Meloidogyne incognita e M. javanica em batata.
O experimento foi realizado no Município de Perdizes (MG), no período de
agosto de 2008 a março de 2009, em uma lavoura comercial de batata, sob pivô central.
As amostras coletadas durante o experimento foram processadas no Laboratório de
Nematologia do Departamento de Fitossanidade da FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP).
Avaliou-se a época de aplicação e métodos de controle, que estão descritos na
Tabela 1. A unidade experimental utilizada foi composta por três linhas de 70 x 0,8 m,
sendo a área útil a linha central, descartados 10 m nas extremidades (bordaduras).
Utilizou-se batata-semente cultivar Cupido, com 28 – 35 mm de diâmetro (± 25 g),
espaçadas entre si 0,2 m no sulco de plantio. A condução da lavoura foi feita de acordo
com as recomendações técnicas para a cultura e as práticas correntes do produtor
(Figura 1).
A cultura foi implantada em área naturalmente infestada por M. incognita e M.
javanica, selecionada a partir de um levantamento realizado por Silva (2009). No
plantio, estimou-se a população inicial em 27 juvenis de segundo estádio (J2) / 100 cm3
de solo (média de 48 amostras de solo, compostas de seis subamostras cada).
Os fungos A. oligospora, M. eudermatum, P. chlamydosporia, P. lilacinus e D.
leptospora foram formulados em bagaço de cana e farelo de arroz (Martinelli, 2008).
Individualmente, os isolados foram inoculados no substrato e incubados à temperatura
ambiente no escuro. Após a completa colonização no substrato, partes iguais de
substrato colonizado pelos diferentes fungos foram misturadas para posterior aplicação.
Tabela 1 – Épocas de aplicação e métodos de controle avaliados no ensaio realizado no
período de agosto de 2008 a março de 2009 e respectivo código. FCAV - UNESP,
Jaboticabal (SP). 2009.
Código
Métodos de controle
Aplicação1 durante operação de plantio
T
testemunha (sem controle)
CB ½
½ l da formulação com fungos nematófagos / metro
CB 1
1 l da formulação com fungos nematófagos / metro
CB 2
2 l da formulação com fungos nematófagos / metro
Q1
carbofurano 50 G
Q2
aldicarbe 150 G
Aplicação durante operação de plantio e reaplicação durante amontoa
T
testemunha (sem controle)
CB ½
½ l da formulação com fungos nematófagos / metro
CB 1
1 l da formulação com fungos nematófagos / metro
CB 2
2 l da formulação com fungos nematófagos / metro
Q1
carbofurano 50 G + cadusafós 100 G
Q 2*
aldicarbe 150 G
Aplicação durante operação de amontoa
T
testemunha (sem controle)
CB ½
½ l da formulação com fungos nematófagos / metro
CB 1
1 l da formulação com fungos nematófagos / metro
CB 2
2 l da formulação com fungos nematófagos / metro
Q1
cadusafós 100 G
Q 2*
aldicarbe 150 G
1
Produtos fitossanitários utilizados como padrão de controle foram aplicados na dose (26 kg /
ha) recomenda pelo fabricante para a cultura.
*
Aplicação somente no plantio devido restrições relativas ao período de carência do produto.
Figura 1. Montagem do experimento. A) Demarcação da área e coleta de amostras de
solo para a determinar a espécie e estimar a população; B) Planta espontânea coletada
durante amostragem, confirmando que a área estava contaminada); C) Plantio e
instalação do experimento; D) Fechamento dos sulcos de plantio.
A dose correspondente a cada método de controle foi aplicada no sulco de
plantio após a semeadura (Figura 2). Em seguida, os sulcos foram fechados para evitar a
incidência direta dos raios solares sobre os produtos aplicados. Durante a amontoa, as
doses foram distribuídas na base das plantas e, em seguida, realizou-se o ajuntamento de
terra que recobriu completamente a área tratada, conforme pode ser visto na Figura 3.
Avaliações da população de fitonematóides no solo, nas raízes e tubérculos
foram realizadas no plantio, aos 30, 60 e 90 dias após o plantio. Coletaram-se,
aleatoriamente no interior da linha, três amostras (compostas por três subamostras
cada). Essas amostras foram acondicionadas em sacos plásticos, etiquetadas e
transportadas para o Laboratório, onde foram processadas. Na colheita avaliou-se o
número de hastes / planta, a produção e a produtividade (produção / haste) de tubérculos
e de tubérculos com galhas, utilizados para comparação da eficácia dos tratamentos.
Figura 2. Aplicação dos tratamentos no
plantio. A e B) aldicarbe e carbofurano,
respectivamente, aplicados manualmente
no sulco de plantio, simulando aplicação
mecânica; C) formulação com fungos
nematófagos (setas) aplicada manualmente
no sulco de plantio.
Figura 3. Aplicação dos tratamentos na amontoa. A e B) produtos químicos (seta)
aplicados manualmente em uma cova, ao lado da linha de plantio, simulando a
aplicação mecânica; C e D) formulação com fungos nematófagos (setas) aplicada
manualmente , ao lado da linha de plantio, após amontoa.
Resultados
Não houve diferença estatística entre as épocas de aplicação (P > 0,05) dos
métodos de controle avaliados neste ensaio. De acordo com esses resultados, o produtor
pode optar entre aplicar a formulação de fungos para o controle biológico de
Meloidogyne spp. tanto no plantio quanto durante a amontoa. Isto também minimizará
os custos com a produção em larga escala da formulação em laboratório, que envolve
etapas complexas de repicagem e crescimento em meio de cultura dos fungos isolados,
preparo e esterilização do substrato, inoculação dos isolados e acondicionamento para o
desenvolvimento do fungo no substrato (Martinelli, 2008). A possibilidade de
escalonamento da aplicação em duas épocas para os produtores com grandes áreas
aumenta ainda a segurança na eficácia da formulação, já que ela requer cuidados. Por
ser composta por organismos vivos, atualmente a formulação ainda tem a vida de
prateleira limitada, devendo ser aplicada imediatamente após o desenvolvimento dos
isolados no substrato.
Também não houve interação entre as épocas de aplicação e os métodos de
controle (P > 0,05). Este é um resultado importante se considerarmos a utilização de
produtos fitossanitários que apresentam período de carência superior àquele
compreendido entre a operação de amontoa e a de colheita e que são reaplicados durante
a operação de amontoamento na cultura, com expectativas de garantia extra na eficácia.
A cultura apresentou 45% de tubérculos com galhas quando conduzida sem
aplicação de medida para o controle de fitonematóides (Tabela 2). O método de controle
correspondente ao uso de ½ l / m da formulação com fungos nematófagos foi o mais
eficiente (P < 0,05) na redução da porcentagem de tubérculos com galha.
Reduzindo em média 27% a quantidade de tubérculos com galha, em relação à
encontrada na área usada como testemunha. Entretanto, não diferiu da aplicação de 2 l /
m e de aldicarbe, que apresentaram redução média de 24 e 16% da porcentagem de
tubérculos com galha, respectivamente. Martinelli (2008) encontrou resultados
semelhantes em aplicação de formulação de fungos nematófagos para controle de
Pratylenchus jaehni Inserra, Duncan, Troccoli, Dunn, Santos, Kaplan & Vovlas e
Tylenchulus semipenetrans Cobb em pomares de laranja, onde as menores doses da
formulação foram mais eficientes do que as maiores doses. Esse mesmo autor discute
que pode ter ocorrido competição entre os agentes devido ao excesso de inóculo, com
inibição da atividade predatória dos mesmos.
Tabela 2 – Produção de tubérculos com galha (g), porcentagem de dano e ganho de
produção, em relação à testemunha sem controle, de batata var. Cupido em área
naturalmente infestada por Meloidogyne incognita e M. javanica. FCAV - UNESP,
Jaboticabal (SP). 2009.
Métodos de Tubérculos com galhas
controle
(dez plantas / parcela)
Ganho de produção (%)
% dano
(redução da perda)
1.881,88* a**
45,06* a**
Q2
701,11 b
25,94 bc
16,84* ab***
CB 2
466,40 bc
18,56 bc
24,19 ab
CB 1
843,52 b
34,87 ab
CB ½
272,76
17,19
T
Q1
c
Zero
7,22 b
c
27,04 a
450,70 bc
33,52 ab
5,91 b
P>F
0,00001
0,00025
0,06
C.V. %
7,73
3,64
6,8
*Dados originais. Para análise estatística os dados foram transformados em log10 (x + 50).
**Médias seguidas por letras distintas, na linha, diferem entre si pelo teste de Duncan (P < 0,01)
e *** (P < 0,05).
Entretanto, Soares (2006) aplicando uma formulação contendo cinco fungos
nematófagos para o controle de Meloidogyne spp. nas culturas de alface (Lactuca sativa
L.), pimentão (Capsicum annum L.) e quiabo (Abelmoschus esculentus L. Moench),
concluiu que as maiores doses foram capazes de reduzir até 90% da população dos
nematóides, incrementando a produção em cerca de 200 %, em relação a testemunha
não tratada.
Quando observamos somente a produção de tubérculos com galhas, e que não
servem para a comercialização, vemos que ela foi significativamente maior (P < 0,01)
quando a cultura foi conduzida sem aplicação de medidas de controle. Essa produção foi
reduzida com a aplicação, tanto dos produtos fitossanitários quanto das diferentes doses
da formulação de fungos usados no controle biológico.
Charchar et al. (2003), avaliaram produtos granulados sistêmicos (aldicarbe,
carbofurano, fenamifós e thimet) e de contato (etoprofós) em área com infestação mista
de M. incognita e M. javanica. Segundo eles, mesmo a melhor combinação entre
cultivar x produto químico ainda apresentou infecção em 8,3% dos tubérculos. Ainda
segundo eles, essa infecção podia chegar a 22,3% na época seca. Já na época chuvosa, a
infecção foi de 8,6% na melhor combinação, sendo observadas perdas de 37 até 71,5%.
Machado (2000) avaliando a aplicação de aldicarbe, carbofurano, cadusafós e a
mistura de carbofurano e cadusafós no controle de M. incognita em batata concluiu que,
apesar da redução das perdas, todos esses princípios ativos foram pouco eficazes na
redução significativa da população do fitonematóide.
A média do número de hastes / planta observada nesse ensaio (três hastes) está
acima da esperada para a cultura na densidade de plantio utilizada (60.000 plantas / ha),
que é de 2,5 hastes / planta (NIVAP, 2009). Apesar disso, estatisticamente, o método de
controle utilizando 1 l / m da formulação com fungos apresentou o menor número de
hastes (P < 0,01), não diferindo daqueles sem tratamento e com 2 l / m da formulação
(Tabela 3). Contudo, durante a condução do experimento a linha central desse
tratamento sofreu compactação e posterior acumulo de água de irrigação na superfície,
devido ao trânsito do trator durante a aplicação dos demais tratos culturais, como pode
ser visto na Figura 4.
Figura 4. Vista geral do experimento após
dessecação. A) parcelas normais antes da
colheita; B) água não infiltrada em
entrelinhas compactadas devido ao tráfego
de máquinas; C) deslocamento do trator na
cultura durante aplicação de tratamento
fitossanitário e problema já aparente.
A produção (g) foi estatisticamente (P < 0,01) inferior nos tratamentos
utilizando ½ l / m da formulação e o uso combinado de carbofurano + cadusafós. Como
o número de hastes não teve uma variação expressiva que pudesse ser atribuída aos
diferentes métodos de controle avaliados nesse ensaio, a produtividade (produção /
haste) apresentou resultados semelhantes ao da produção.
A população de Meloidogyne spp. presente na área no momento da implantação
da cultura aumentou significativamente (P < 0,05) a partir do 30o dia, até o 90o dia
(Figura 5). O acréscimo na população na área em função do plantio da cultura da batata
se ajustou (P < 0,00001) ao modelo Y = 27,0 - 5,294 x + 0, 131 x2 + 0,00076 x3,
apresentando coeficiente de determinação superior a 0,99. Portanto, 99,99% da variação
total na população de Meloidogyne spp. na área foi devida a implantação da cultura.
Como pode ser visto na Tabela 4, as médias estimadas para a população de
fitonematóides em todos os diferentes métodos de controle avaliados começam a
apresentar aumento significativo a partir dos 30 dias de instalação da cultura.
Tabela 3 – Produção de batata var. Cupido (g), número de hastes / planta e
produtividade (produção / haste) em área naturalmente infestada por Meloidogyne
incognita e M. javanica, em resposta ao controle biológico. FCAV - UNESP,
Jaboticabal (SP). 2009.
Métodos de
Produção
Número de hastes /
Produtividade
controle
(dez plantas / parcela)
planta
(produção / haste)
T
4.211,0* a**
3,00* ab**
1.415,05* a**
Q2
2.896,3 a
3,32 a
885,11 a
CB 2
2.771,0 a
2,93 ab
946,85 a
CB 11
2.683,1 a
2,62 b
1.037,57 a
CB ½
1.650,4 b
3,48 a
482,94 b
Q1
1.480,7 b
3,52 a
428,00 b
P>F
0,00002
0,001
0,00001
C.V. %
4,7
0,2
5,0
1
Compactação e água de irrigação não infiltrada, devido a trânsito de máquina.
*Dados originais. Para análise estatística os dados foram transformados em log10 (x + 50).
**Médias seguidas por letras distintas, na linha, diferem entre si pelo teste de Duncan (P <
0,01).
Tabela 4 – População de Meloidogyne spp. em área infestada naturalmente, sob cultivo
com batata var. Cupido, amostrada a cada 30 dias, até o 90 o dia, em resposta aos
diferentes métodos de controle avaliados. FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009.
Período entre amostragens (dia)
Métodos de
controle
0 (plantio)
Q1
27,01 A*
6,2 A
653,3 AB
4100,0 A
Q2
27,0 A
14,7 A
40,0 B
60,0
CB ½
27,0 A
11,1 A
511,1 AB
1153,3 AB
CB 1
27,0 A
4,9 A
682,2 A
1093,3 AB
CB 2
27,0 A
4,4 A
175,6 AB
T
27,0 A
0,0 A
100,0 B
Média
27,0
30
6,9
60
360,4
90
C
533,3 BC
60,0
C
1166,7
* médias seguidas por letras distintas, na coluna, diferem entre si pelo teste de Duncan (P <
0,01). 1Dados originais. Para análise estatística os dados foram transformados em log10 (x + 1).
População média de Meloidogyne spp.
População
Polinômio de ordem 3
Y = 27,0 - 5,294 x + 0, 131 x2 + 0,00076 x3
R2 = 0,999
Dias após o plantio
Figura 1 – Incremento na população de Meloidogyne spp., em área infestada
naturalmente, em função do cultivo com batata var. Cupido (Y = 27,0 - 5,294 x + 0, 131
x2 + 0,00076 x3; R2 = 0,999; P < 0,01). FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009.
O uso de agentes para o controle biológico dos fitonematóides é somente uma
das etapas do manejo integrado das doenças na cultura da batata. Porém, os resultados
são animadores uma vez que, a formulação com fungos nematófagos se mostrou tão
eficaz quanto o melhor produto fitossanitário (que atualmente só é comercializado para
a cultura no Estado da Bahia). Ainda, esses resultados estão de acordo com trabalhos
prévios sobre o uso do controle químico (Machado, 2000; Charchar et al., 2003). Então,
do ponto de vista da saúde, segurança ambiental e de sustentabilidade da atividade, as
perdas advindas do uso do controle biológico são aceitáveis.
Agradecimentos
Os autores agradecem à ABBA, ao Grupo Rocheto, pela cessão da área onde foi
implantado o experimento, pelos insumos e mão-de-obra, e, ao Eng. Agr. Marcelo
Kurane, que conduziu a lavoura. Muito obrigado.
Literatura Consultada
AGROFIT. 2009. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Agrofit: sistema
disponível em <http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/!ap_produto_form_lis
ta_cons/>. Acesso: 28 ago 2009.
ATKINS, S. D., L. HIDALGO-DIAZ, H. KALISZ, T.H. MAUCHLINE, P.R. HIRSCH
& B.R. KERRY. 2003. Development of a new management strategy for the control of
root-knot nematode (Meloidogyne spp.) in organic vegetable production. Pest
Management Science, 59: 183-189.
CARNEIRO, R.M.D.G. 1992. Princípios e tendências do controle biológico de
nematóides com fungos nematófagos. Pesq. Agropec. Bras. Brasília, 27: 113-121.
CORBANI, R.Z. 2002. Potencial do controle biológico de Tylenchulus semipenetrans
com fungos nematófagos. 2002. 44 f. Dissertação de Mestrado (Mestrado em
Agronomia, área de concentração em Entomologia Agrícola) – Departamento de
Fitossanidade, UNESP/FCAV, Jaboticabal.
CHARCHAR, J.M., J. PACCINI NETO & F.A.S. ARAGÃO. 2003. Controle Químico
de Meloidogyne spp. em Batata. Nematologia Brasileira, 27 (1): 35-40.
CHARCHAR, J.M., J.V. VIEIRA, V.R. OLIVEIRA & A.W. MOITA. 2007. Efeito de
nematicidas fumigantes e não fumigantes no controle de Meloidogyne spp. em batata
e cenoura. Nematologia Brasileira, 31 (2): 59-66.
ESBENSHADE, P.R. & A.C. TRIANTAPHYLLOU. 1985. Use of enzyme phenotypes
for identification of Meloidogyne species. Journal of Nematology, 17: 6-10.
HIRSCHMANN, H.H. 1985. The genus Meloidogyne and morphological characters
differentiating its species. In: SASSER, J.N. & CC. CARTER. An advanced treatise
on Meloidogyne. Volume l. Biology and control. Raleigh, North Carolina State
University Graphics, p.79-93.
HUSSEY, R.S. & K.R. BARKER. 1973. A comparison of methods of collecting inocula
of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant Disease Reporter, 57: 1.0251.028.
JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes
from soil. Plant Disease Reporter, 48: 692.
JATALA, P. 1986. Biological control of plant-parasitic nematodes. Annual Review of
Phytopathology, New York, 24: 453-489.
JATALA, P., M. KAELTENBACH & D.A.J. BOCANGEL. 1980. Field application of
Paecilomyces lilacinus for controling Meloidogyne incognita on potatoes. Journal of
Nematology, 12: 226-227. Abstract.
MACHADO, F.L. 2000. Eficácia de nematicidas no controle de Meloidogyne incognita
na cultura da batata. 2000. 61 f. Monografia (Graduação em Agronomia) – Instituto
de Ciências agrárias, ICIAG/UFU, Uberlândia.
MANKAU, R. 1980. Biocontrol: fungi as nematode control agents. Journal of
Nematology, Laurence, 12 (4): 244-252.
MARTINELLI, P.R.P. 2008. Estudo do controle biológico dos nematóides dos citros no
estado de São Paulo. 2008. 131 f. Dissertação de Mestrado (Mestrado em Agronomia,
área de concentração em Produção Vegetal) – Departamento de Fitossanidade,
UNESP/FCAV, Jaboticabal.
NIVAP. 2009. Densidade de plantação. Disponível em: <http://www.nivaa.nl/pt/a_bata
ta/agronomia/planta%e7%e3o/densidade_de_planta%e7%e3o>.
Acesso:
28
ago
2009.
SASSER, J.N. & D.W. FRECKMAN. 1987. A world perspective on nematology: the
role of the society. In: VEECH, J.A. & D.W. DICKSON. Vistas on Nematology: a
commemoration of the twenty-fifth anniversary of the society of nematologist.
DeLeon Springs, Society of Nematologist, p. 158-165.
SIDDIQI, Z. A. & I. MAHMOOD. 1995. Some observations on the management of the
wilt disease complexo f pigeonpea by treatment with vesicular arbuscular fungus and
biocontrol agents for nematodes. Bioresource Technology. College Station, 54:
1.204-1.206.
SILVA, A.R. 2009. Fitonematóides na cultura da batata: reação de genótipos a
Meloidogyne spp., distribuição de espécies e caracterização dos sintomas. 2009. 96 f.
Tese de Doutorado (Doutorado em Agronomia, área de concentração em Produção
Vegetal) – Departamento de Fitossanidade, UNESP/FCAV, Jaboticabal.
SILVA, A.R. & J.M. SANTOS. 2007. Nematóides na cultura da batata no Brasil.
ABBA, Itapetininga SP, 55 p.
TAYLOR, D.P & C. NETSCHER. 1974. An improved technique for preparing perineal
patterns of Meloidogyne spp. Nematropica, 20: 268.
SOARES. P.L.M. 2006. Estudos do controle biológico de fitonematóides com fungos
nematófagos. 2006. 217f. (Tese de Doutorado). (Doutorado em Agronomia, área de
concentração em Entomologia Agrícola) – Departamento de Fitossanidade,
UNESP/FCAV, Jaboticabal.
SOUTHEY, J.F. 1970. Laboratory methods for work with plant and soil nematodes, 5
ed. London, Ministry of Agriculture Fisheries and Food. 148 p. (Bulletin, 2).