- Sociedade Brasileira de Fruticultura

Transcrição

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS
Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade
Dissertação
Associação entre injúrias causadas por fêmeas de Anastrepha
fraterculus (Wied.) (Diptera: Tephritidae) e patógenos responsáveis
por podridões em cachos na cultura da videira em laboratório
Ruben Machota Junior
Pelotas, 2011
2
RUBEN MACHOTA JUNIOR
Associação entre injúrias causadas por fêmeas de Anastrepha
fraterculus (Wied.) (Diptera: Tephritidae) e patógenos
responsáveis por podridões em cachos na cultura da videira
em laboratório
Dissertação apresentada ao Programa de PósGraduação em Fitossanidade da Universidade
Federal de Pelotas, como requisito parcial à
obtenção do título de Mestre em Fitossanidade (área
do conhecimento: Entomologia).
Orientador: Dr. Marcos Botton
Co-Orientador: Dr. Anderson Dionei Grützmacher
Pelotas, 2011
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Banca examinadora:
Pesquisador Dr. Marcos Botton
(Orientador)
Pesquisador Dr. Fábio Rossi Cavalcanti
(Embrapa Uva e Vinho)
Professor Dr. Flávio Roberto Mello Garcia
(Universidade Federal de Pelotas)
Professor Dr. Marcus André Kurtz Almança
(lnstituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia do Rio Grande do Sul)
4
Ofereço e Dedico
Aos meus pais,
Ruben Machota e Lorena Chiudini Machota,
pelo amor, apoio e compreensão em todos os momentos.
À minha namorada Lígia Caroline Bortoli,
pelo carinho, apoio e paciência durante o curso de mestrado.
5
Agradecimentos
A Deus, por estar comigo e me fortalecer em todos os momentos.
Ao pesquisador Dr. Marcos Botton, pelas oportunidades concedidas, pela orientação
durante o mestrado e pelo apoio e ensinamentos desde o final do curso de
graduação.
Ao professor Dr. Anderson Dionei Grützmacher, pela co-orientação neste trabalho.
Ao Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade da Universidade Federal de
Pelotas – PPGFs/UFPEL, pela oportunidade de realização do mestrado.
Aos professores do Departamento, pelos ensinamentos transmitidos.
Ao Sr. Luis Antônio Suita de Castro (Embrapa Clima Temperado) pela orientação e
auxílio nos trabalhos de microscopia eletrônica.
Ao pesquisador Dr. Dori Edson Nava (Embrapa Clima Temperado) pelas conversas
amigáveis e pela oportunidade de estágio.
Ao pesquisador Dr. Lucas da Ressurreição Garrido (Embrapa Uva e Vinho) pelo
apoio ao projeto.
À analista de pesquisa Renata Gava e à assistente Vânia Maria Ambrosi Sganzerla
da Embrapa Uva e Vinho, pelo auxílio nos procedimentos laboratoriais.
6
Ao assistente de pesquisa Léo Carollo e aos motoristas da Embrapa Uva e Vinho,
pelo apoio logístico.
À estagiária Lígia Caroline Bortoli (Embrapa Uva e Vinho) pelo auxílio durante a
condução dos trabalhos.
Ao colega Mario Alvaro Aloisio Verissimo pelo auxílio nas análises estatísticas.
A todos os colegas dos Laboratórios de Entomologia da Embrapa Uva e Vinho e
Embrapa Clima Temperado, em especial aos colegas de mestrado, Odimar Zanuzo
Zanardi, Mario Alvaro Aloisio Verissimo, Maicon Bisognin e Rafael da Silva
Gonçalves, pelo convívio e companheirismo durante o mestrado.
À bibliotecária Kátia Midori Hiwatashi (Embrapa Uva e Vinho) pelo auxílio na revisão
de literatura e citações bibliográficas.
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pela
concessão da bolsa de pós-graduação.
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Resumo
MACHOTA Jr., RUBEN. Associação entre injúrias causadas por fêmeas de
Anastrepha fraterculus (Wied.) (Diptera: Tephritidae) e patógenos responsáveis
por podridões em cachos na cultura da videira em laboratório. 2011. 68f.
Dissertação (Mestrado) - Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade.
Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, RS.
A mosca-das-frutas sul-americana Anastrepha fraterculus é a principal espécie de inseto
frugívora que danifica bagas de uva de mesa (Vitis vinifera L.) na Região Sul do Brasil.
Este trabalho teve como objetivo estudar o efeito da punctura e do desenvolvimento
larval de A. fraterculus sobre a ocorrência de podridões em cachos e, paralelamente,
identificar os fungos causadores de podridões presentes no corpo de adultos de A.
fraterculus coletados no campo. No período de janeiro a fevereiro de 2011, adultos de
A. fraterculus foram coletados em parreiral comercial de uva ‘Itália’ no município de
Caxias do Sul, RS, utilizando armadilhas McPhail adaptadas. Em laboratório, o
corpo das moscas foi seccionado em quatro porções (cabeça, pernas, asas e
ovipositor) em placas de Petri com meio BDA para avaliar microrganismos
presentes. O efeito das injúrias causadas pela oviposição de A. fraterculus na infecção
por patógenos causadores de podridões em cachos da cultivar ‘Itália’ foi avaliado em
laboratório. Os tratamentos avaliados foram: bagas com ferimentos oriundos de
puncturas de oviposição de fêmeas de A. fraterculus, esterilizadas em laboratório com
novaluron (40ppm) e posterior pulverização com Botrytis cinerea (1x106 conídios/mL),
6
Glomerella cingulata (1x10 conídios/mL) e bactérias e leveduras causadoras da
podridão-ácida (1x105 células/mL); bagas com ferimentos oriundos de puncturas de
oviposição de fêmeas não esterilizadas e posterior pulverização dos patógenos;
bagas com puncturas de fêmeas adultas não esterilizadas e posterior pulverização
dos patógenos; bagas com puncturas de fêmeas adultas não esterilizadas; bagas
sem lesões e com a pulverização dos patógenos; bagas com ferimentos artificiais e
pulverização dos patógenos; bagas com ferimento artificial; e bagas sem qualquer
lesão aparente e sem pulverização dos patógenos (testemunha). Foram
identificados fungos causadores de podridões em cachos de uva em todas as partes
do corpo de adultos de A. fraterculus destacando-se Cladosporium spp., Botrytis cinerea,
Colletotrichum spp., Penicillium spp., Fusarium spp., Rhizopus spp., Trichoderma spp. e
Aspergillus spp. Em laboratório, ferimentos artificiais aumentaram a porcentagem de
bagas infectadas por B. cinerea, G. cingulata e microrganismos causadores da
podridão-ácida. A incidência de G. cingulata é maior quando associada às lesões
promovidas por A. fraterculus em comparação às lesões por ferimento artificial. As
lesões provocadas pela punctura de A. fraterculus, com ou sem desenvolvimento larval
8
se equivalem ao ferimento artificial na incidência de bagas infectadas por B. cinerea,
G. cingulata e microrganismos causadores da podridão-ácida. Conclui-se que A.
fraterculus pode facilitar a penetração de fitopatógenos causadores de podridões de
cachos em uva de mesa da cultivar ‘Itália’. A punctura de A. fraterculus facilita a
penetração de B. cinerea e de microrganismos causadores da podridão-ácida de
forma equivalente a um ferimento artificial, porém potencializa a infecção por G.
cingulata.
Palavras-chave: mosca-das-frutas sul-americana, podridões de cachos, Vitis vinifera,
Botrytis cinerea; Glomerella cingulata.
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Abstract
MACHOTA, Jr., RUBEN. Laboratory tests of the relationship between damage
by the South American fruit fly Anastrepha fraterculus (Wied.) (Diptera:
Tephritidae) and the pathogens that cause bunch rot in cultivated grapes. 2011.
68f. Dissertação (Mestrado) - Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade.
Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, RS.
The South American fruit fly (Anastrepha fraterculus) is the main frugivorous insect pest
of grapes (Vitis vinifera L.) in southern Brazil. This study had two aims: 1) to examine
the effect of A. fraterculus ovipositing punctures and larval development on the
incidence of bunch rot in the laboratory, and 2) to identify the pathogenic fungi that
occur on the bodies of field-collected adult A. fraterculus. In January–February 2011
adult A. fraterculus were collected with adapted McPhail traps in a commercial vineyard
in the city of Caxias do Sul, in the Brazilian state of Rio Grande do Sul. In the
laboratory, flies were dissected and four body parts (heads, legs, wings and
ovipositors) placed in separate Petri dishes with PDA medium to determine which
microorganisms they hosted. We carried out a parallel laboratory experiment, using
‘Italia’ cultivar grapes, to evaluate how damage resulting from A. fraterculus oviposition
affected infection by the pathogens that cause bunch rot. The experimental
treatments were: berries damaged by punctures of ovipositing A. fraterculus females
that were sterilized in the laboratory with novaluron (40 ppm), and subsequently
sprayed with Botrytis cinerea (1x106 conidia / ml), Glomerella cingulata (1x106 conidia / ml),
and yeasts and bacteria that cause sour rot (1x105 cells / ml); berries damaged by
punctures of unsterilized ovipositing females and subsequently sprayed with the
above pathogens; berries damaged by punctures of unsterilized adult females and
subsequent sprayed with the above pathogens; berries damaged by punctures of
unsterilized adult females; undamaged berries sprayed with the above pathogens;
artificially damaged berries sprayed with the above pathogens; artificially damaged
berries; and berries without any apparent damage and no spraying with pathogens
(control). All A. fraterculus body parts were found to host fungi that cause bunch rot in
grapes, especially Cladosporium spp., Botrytis cinerea, Colletotrichum spp., Penicillium spp.,
Fusarium spp., Rhizopus spp., Trichoderma spp., and Aspergillus spp. In the laboratory
experiment, artificial damage increased the percentage of berries infected by B.
cinerea, G. cingulata and microorganisms that cause sour rot. The incidence of G.
cingulata infection was higher in berries damaged by A. fraterculus than in artificially
damaged berries. The incidence of infection by B. cinerea, G. cingulata and
microorganisms causing sour-rot was the same following artificial damage and
damage by ovipositing A. fraterculus, regardless of whether larvae developed. We
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conclude that A. fraterculus can facilitate the penetration of pathogens that cause
bunch rot in 'Italia' cultivar grapes. Puncture damage by A. fraterculus facilitates the
penetration of B. cinerea and microorganisms of sour rot to the same degree as
artificial wounds, but enhances infection by G. cingulata.
Keywords: Anastrepha fraterculus, South American fruit fly, bunch rot, Vitis vinifera, Botrytis
cinerea, Glomerella cingulata
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Lista de figuras
Figura 1
Vista aérea do parreiral comercial de uva fina de mesa da cultivar
‘Itália’ localizado na comunidade de São Martinho, bairro Forqueta,
no município de Caxias do Sul, RS (29º14’18”S; 51º14’57”O; altitude
630m). .................................................................................................. 21
Figura 2
Armadilha do tipo McPhail iscada com proteína hidrolisada
(BioAnastrepha®, 5%) utilizada na captura de adultos de Anastrepha
fraterculus. (A) Disposição da armadilha no interior do parreiral e (B)
interior da armadilha contendo a tela de sombreamento, recortada
em formato circular. .............................................................................. 22
Figura 3
Aspirador bucal utilizado para a coleta dos adultos de Anastrepha
fraterculus no interior das armadilhas do tipo McPhail. (A) Tecido tipo
voile utilizado como tela no interior do aspirador bucal; (B) aspirador
bucal pronto para uso e (C) porções descartáveis do equipamento.
............................................................................................................... 23
Figura 4
Procedimentos de laboratório: (A) separação das porções do corpo
de Anastrepha fraterculus, (B1) cabeça, (B2) asas, (B3) ovipositor e (B4)
pernas e (C) semeadura das porções em meio BDA para posterior
avaliação quanto à presença de patógenos. ........................................ 24
Figura 5
Número de fêmeas de Anastrepha fraterculus capturadas com auxílio de
armadilhas McPhail adaptadas em parreiral comercial de uva de
mesa da cultivar ‘Itália’ conduzido sob cobertura plástica, por data e
intervalos de coleta durante o dia. ....................................................... 26
Figura 6
Aranha da família Salticidae na porção transparente da armadilha
tipo McPhail em parreiral comercial de uva de mesa da cultivar ‘Itália’
conduzido sob cobertura plástica. ........................................................ 27
Figura 7
Esporos fúngicos aderidos ao corpo de Anastrepha fraterculus
fotografados em microscópio eletrônico de varredura. (A) Vista
frontal de um pelo abdominal; (B) lateral do abdome; (C) porção final
do tarso e (D) vista lateral do fêmur direito. Barra = escala. ................ 30
Figura 8
Método de fornecimento da solução de novaluron (40ppm) + atrativo
alimentar em tiras plásticas de 15 x 2,5cm (em destaque) no interior
das gaiolas de criação para esterilização de adultos de Anastrepha
fraterculus. ............................................................................................... 39
12
Figura 9
Procedimento realizado para a aplicação das suspensões contendo
os patógenos em bagas de uva ‘Itália’. (A) Disposição do piso
emborrachado (4 x 4cm) no interior do copo plástico descartável
(100mL); (B) pulverizador manual; (C) câmara úmida formada ao
final da aplicação; (D) aplicação em laboratório (T 24±2 ºC e fotofase
12h). .................................................................................................... 42
Figura 10
Avaliação da presença de galerias devido à alimentação das larvas
em bagas de uva da cultivar ‘Itália’ (n=20) ovipositadas por Anastrepha
fraterculus após alimentação com novaluron (40ppm) durante quatro
dias, aos 12 dias após a oviposição em laboratório. ............................ 44
Figura 11
Galerias devido à alimentação das larvas em bagas de uva da
cultivar ‘Itália’ ovipositadas por Anastrepha fraterculus, aos 12 dias após
a oviposição em laboratório: bagas ovipositadas por espécimes
alimentados (A) com e (B) sem novaluron (40ppm). ............................ 45
Figura 12
Porcentagem (%) de bagas da cultivar ‘Itália’ (Vitis vinifera L.)
infectadas pelo patógeno Botrytis cinerea após lesão causada por
Anastrepha fraterculus e ferimento artificial em laboratório (T 24±2 ºC e
fotofase 12h). .................................,..................................................... 46
Figura 13
infectadas pelo patógeno Glomerella cingulata após lesão causada por
Anastrepha fraterculus e ferimento artificial em laboratório (T 24±2 ºC e
fotofase 12h). ....................................................................................... 48
Figura 14
infectadas por microrganismos causadores da podridão-ácida após
lesão causada por Anastrepha fraterculus e ferimento artificial em
laboratório (T 24±2 ºC e fotofase 12h). ................................................ 49
13
Lista de tabelas
Tabela 1
Microrganismos aderidos em porções do corpo de fêmeas adultas
de Anastrepha fraterculus, coletadas em parreiral de uva de mesa da
cultivar ‘Itália’ em armadilhas tipo McPhail adaptadas. ...................... 28
Tabela 2
Descrição dos tratamentos avaliados. ................................................ 38
Tabela 3
Súmula da análise de variância do efeito da cultivar e do tipo de
lesão sobre a incidência de doenças (%) em bagas de uva da
cultivar ‘Itália’. ..................................................................................... 43
Tabela 4
Porcentagem de bagas infectadas com patógenos na presença e
ausência de danos causados pela oviposição de Anastrepha fraterculus
e ferimentos artificiais na incidência de Botrytis cinerea, Glomerella
cingulata e bactérias e leveduras da podridão-ácida. ........................... 51
Tabela 5
Efeito da punctura realizada por moscas esterilizadas (ME + P) e
não esterilizadas (M + P) sobre a incidência (%) de Botrytis cinerea,
Glomerella cingulata e bactérias e leveduras da podridão-ácida em
bagas de uva da cultivar ‘Itália’ com aplicação dos patógenos. ......... 52
Tabela 6
Porcentagem de bagas de uva ‘Itália’ infectadas com Botrytis cinerea,
Glomerella cingulata e bactérias e leveduras da podridão-ácida nos
tratamentos que receberam pulverização com patógenos. ................ 53
14
Sumário
1
Introdução Geral ....................................................................................... 15
2
Capítulo I – Fungos causadores de podridões de cachos na cultura
da videira associados a adultos de Anastrepha fraterculus
(Wied., 1830) (Diptera: Tephritidae) em cultivo de uva
‘Itália’ sob cobertura plástica ............................................. 19
2.1
2.2
2.3
2.4
Introdução ...................................................................................................
Material e Métodos .....................................................................................
Resultados e Discussão .............................................................................
Conclusão ...................................................................................................
3
Capítulo II - Avaliação das injúrias causadas por Anastrepha fraterculus
(Wied., 1830) (Diptera: Tephritidae) na incidência de
podridões de cachos em videira da cultivar
‘Itália’...................................................................................... 35
3.1
3.2
3.2.1
3.2.2
3.2.3
3.2.4
3.2.5
3.2.6
3.3
3.3.1
3.3.2
3.3.3
3.3.4
3.4
Introdução ...................................................................................................
Material e Métodos .....................................................................................
Tratamentos ................................................................................................
Insetos utilizados nos experimentos ...........................................................
Obtenção das bagas com puncturas e ferimento artificial ..........................
Obtenção dos patógenos ............................................................................
Avaliação da infecção .................................................................................
Análise estatística .......................................................................................
Resultados e Discussão .............................................................................
Avaliação da infecção por Botrytis cinerea .....................................................
Avaliação da infecção por Glomerella cingulata ..............................................
Avaliação da infecção por podridão-ácida .................................................
Análise conjunta .........................................................................................
Conclusões .................................................................................................
35
37
38
38
40
40
42
43
43
45
47
49
50
54
4
Conclusões Gerais ...................................................................................
55
5
Referências ...............................................................................................
56
19
20
25
34
15
1 Introdução Geral
No Brasil, o cultivo de Vitis vinifera L. para mesa concentra-se na Região do
Semiárido Nordestino, Paraná e São Paulo e para processamento nas regiões de
elevada altitude em Santa Catarina, na Serra Gaúcha e na Campanha do Rio
Grande do Sul (SOUSA, 1996; LEÃO, 2001; ROSIER, 2005; MELLO, 2011).
No Rio Grande do Sul, considerado o principal polo produtor de uva para
processamento do país, 90% da produção é destinada a elaboração de vinhos e
sucos (MELLO, 2010). A produção de uvas finas de mesa no Estado é recente,
sendo desenvolvida principalmente sob cobertura plástica empregada para
minimizar os efeitos da precipitação pluvial na incidência de doenças (MOTA et al.,
2008; CHAVARRIA; SANTOS, 2009). Neste sistema de produção, a cultivar ‘Itália’ é
a principal uva fina de mesa cultivada no Estado (FORMOLO et al., 2011).
Apesar da resistência da cultivar ‘Itália’ ao transporte e armazenamento, um
dos principais problemas tecnológicos enfrentados pelos viticultores diz respeito à
suscetibilidade da cultivar às doenças principalmente as podridões de cachos, que
quando não controlados, podem causar perdas de 100% da produção (SOUZA;
MARTINS, 2002; NACHTIGAL; CAMARGO, 2005; ZART; FERNANDES; BOTTON,
2009).
Dentre os patógenos que causam podridões nos cachos, destacam-se os
agentes causais da podridão-cinzenta, podridão-da-uva-madura e podridão-ácida
(GARRIDO; SÔNEGO, 2004), Botrytis cinerea Pers.: Fr., Glomerella cingulata (Ston.)
Spaulding & Schrenk, e um complexo de microrganismos incluindo Aspergillus,
Penicillium, Cladosporium, Alternaria, Diplodia, Rhizopus, leveduras e bactérias Gluconobacter
e Acetobacter, respectivamente (LOUREIRO; MALFEITO-FERREIRA, 2003). Para o
controle destes patógenos, de maneira geral os produtores utilizam como estratégia
a aplicação de fungicidas sintéticos (CHAVARRIA; SANTOS, 2009).
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O patógeno responsável pelo mofo-cinzento apresenta comportamento
parasita e saprófita, podendo colonizar tecidos vegetais em decomposição e
contaminar órgãos sadios (DUBOS, 1985), ocorrendo com maior frequência em
cultivares de V. vinifera com cachos compactos e bagas de epiderme fina (GARRIDO;
SÔNEGO, 2005). Cachos compactos propiciam um microclima favorável ao
desenvolvimento das podridões (GUBLER, 1987), prolongando o período em que as
bagas permanecem úmidas, impondo uma barreira física à ação dos fungicidas com
ação de contato (VAIL; MAROIS, 1991). Para este patógeno, ferimentos causados
na epiderme das bagas devido às práticas culturais comuns ao manejo das plantas
de videira como o raleio de cachos e bagas utilizando tesoura de poda (SANHUEZA;
SÔNEGO; MARCANTONI, 1996), além de rachaduras devido ao excesso de
umidade ou aplicação de adjuvantes que promovem a ruptura da camada de cera
epicuticular presente nas bagas (MAROIS et al., 1987; COMMÉNIL; BRUNET;
AUDRIAN, 1997) auxiliam no aumento da incidência da doença.
O patógeno causador da podridão-da-uva-madura sobrevive em restos de
cultura e plantas infectadas, com seus conídios sendo dispersos pelo vento e
respingos de chuva (SINGH, 2000). Apesar de frutos com ferimentos serem mais
suscetíveis à infecção, Miholand (1994) menciona que ocorre penetração direta, com
a formação de apressórios. O conídio adere e germina na superfície da planta
hospedeira, emitindo um tubo germinativo e formando, em sua extremidade, o
apressório. Após a germinação ocorre a formação de um peg, penetrando
diretamente na superfície da planta hospedeira, crescendo abaixo da epiderme. Em
seguida, o patógeno penetra nas células epidérmicas com desenvolvimento de hifas
intra e/ou intercelulares, resultando nas lesões (JEFFRIES et al., 1990; PERFECT et
al., 1999).
Os
microrganismos
causadores
da
podridão-ácida
raramente
são
considerados agentes primários, de tal modo que não existe um agente etiológico
específico (GRAVOT et al., 2001). A doença é causada por um complexo de
microrganismos, envolvendo bactérias e leveduras que, quando não controlados,
podem causar perdas na produção de até 100% (GARRIDO et al., 2008). O ataque
do patógenos inicia-se próximo da zona de inserção peduncular ou em ferimentos
existentes nas bagas (GRAVOT et al., 2001).
No Brasil, artrópodes-pragas que danificam a parte aérea da cultura da videira
têm sido relatados como de importância secundária quando comparados à
17
incidência de doenças fúngicas (BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003). Este fato pode
ser facilmente verificado pela frequência de aplicações de fungicidas, praticamente
semanal, e a de inseticidas, onde são realizados de duas a três aplicações por safra.
Outro fato é a quantidade de fungicidas disponíveis para uso na cultura, 119
produtos comerciais, divididos em 20 grupos químicos, em relação aos inseticidas,
25 produtos comerciais, divididos em nove grupos químicos (AGROFIT, 2011).
Entretanto, nos últimos anos, devido à pressão pelo aumento da qualidade da fruta
no momento da colheita, insetos anteriormente considerados secundários têm
merecido maior atenção, principalmente os que danificam as bagas no estágio final
de maturação (ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009).
Os insetos podem causar danos nas plantas através da alimentação e/ou
oviposição (CARTER, 1973; GRAY; BANERJEE, 1999). Além disso, podem
transportar uma ampla gama de fitopatógenos em seus apêndices corporais
(CARTER, 1973). Dentre os insetos que danificam as bagas da videira
principalmente as uvas finas de mesa, a mosca-das-frutas sul-americana Anastrepha
fraterculus (Wiedemann, 1830) (Diptera: Tephritidae) tem sido a espécie de maior
incidência na Região Sul do Brasil (BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003; NONDILLO et
al., 2007; ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009). O dano direto causado pela
mosca-das-frutas é atribuído às fêmeas que perfuram o fruto para realizar a
oviposição, resultando na queda de bagas ou devido à destruição dos frutos pela
alimentação das larvas (SORIA, 1985; BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003; ZART;
FERNANDES; BOTTON, 2009). Além disso, a injúria causada pelo inseto pode ser
uma forma de penetração de patógenos, reduzindo a qualidade do produto final
(ENGELBRECHT; HOLZ; PRINGLE, 2004; SELA et al., 2005).
Em hipótese, os ferimentos causados pela oviposição realizada por A.
fraterculus favorecem a penetração de fungos causadores de podridões nos cachos.
Em algumas cultivares, principalmente as de polpa branca, nas quais as injúrias são
de mais fácil observação, com o rompimento das bagas e extravasamento do mosto,
o ataque do inseto também pode facilitar a proliferação de microrganismos
fitopatogênicos que causam a podridão-ácida reduzindo a qualidade dos vinhos ou
depreciando os cachos para o comércio in natura (BOTTON; HICKEL; SORIA,
2003).
Devido à generalizada incidência de A. fraterculus nos parreirais localizados na
Região Sul do Brasil (BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003; ZART; FERNANDES;
18
BOTTON, 2009) e a inexistência de informações sobre os danos indiretos causados
pela espécie em relação à ocorrência de podridões de cachos, este trabalho teve
como objetivo identificar os fungos causadores de podridões presentes no corpo de
adultos de A. fraterculus coletados no campo, evidenciando o papel potencial deste
inseto como vetor das podridões de cachos e estudar o efeito da punctura e do
desenvolvimento larval de A. fraterculus sobre a ocorrência de podridões em cachos.
19
2 Capítulo I – Fungos causadores de podridões de cachos na cultura da videira
em adultos de Anastrepha fraterculus (Wied., 1830) (Diptera:
Tephritidae) em cultivo de uva ‘Itália’ sob cobertura plástica
2.1 Introdução
Na Região Sul do Brasil, a mosca-das-frutas sul-americana Anastrepha
fraterculus (Wiedemann, 1830) (Diptera: Tephritidae) tem sido a principal espécie
associada ao cultivo de uvas finas de mesa Vitis vinifera L. (CHAVARRIA et al., 2009;
FORMOLO et al., 2011; ZART; BOTTON; FERNANDES, 2011). O dano é causado
tanto pelas fêmeas, que perfuram as bagas durante a oviposição, como pelas larvas
que, ao se alimentarem do fruto, danificam a polpa (SORIA, 1985; BOTTON;
HICKEL; SORIA, 2003; ZART; FERNANDES; BOTTON, 2010). Os ferimentos de
oviposição, além de promover a queda prematura das bagas (ZART; BOTTON;
FERNANDES, 2011) podem servir como porta de entrada para patógenos
(ENGELBRECHT; HOLZ; PRINGLE, 2004; SELA et al., 2005).
A dispersão de esporos e o auxilío da penetração de fitopatógenos por
insetos têm sido pouco consideradas no
manejo
das doenças fúngicas
(PIROZYNSKI; MALLOCH, 1988). Na cultura da macieira, foi demonstrado que há
um aumento na incidência da podridão-amarga causada pelo fungo Glomerella
cingulata (Ston.) Spaulding & Schrenk em frutos quando associada aos ferimentos
causados por A. fraterculus durante a oviposição (BERTON; SANTOS; DENARDI,
2005). Corroborando estes resultados, Santos et al. (2008) apontam que a podridãobranca, causada pelo fungo Botryosphaeria dothidea (Moug.) Ces. & De Not. também
apresentou maior incidência em frutos de maçã devido à oviposição de A. fraterculus
quando comparada com ferimentos artificiais.
A principal estratégia de manejo das podridões de cachos e demais doenças
fúngicas na cultura da videira ainda é o uso de fungicidas sintéticos, a exemplo das
anilopirimidinas e benzimidazóis (FREIRE; FREIRE; CALDART, 1992; CHAVARRIA;
20
SANTOS, 2009; COLOMBO et al., 2011). Embora exista a hipótese de que insetos
como a A. fraterculus possam atuar como dispersores de fitopatógenos nos parreirais
(ENGELBRECHT; HOLZ; PRINGLE, 2004), na Região da Serra Gaúcha, RS, pouca
atenção tem sido dada a este fator. Em hipótese, a melhoria do manejo de insetos
nos parreirais auxiliaria na redução do emprego de fungicidas, visto que muitas
vezes, os insetos podem atuar como dispersores ou causar lesões que facilitam a
penetração dos patógenos (NAIR; EMMETT; PARKER, 1988).
Informações sobre as interações existentes entre insetos e patógenos,
principalmente em uvas de mesa, permitiriam melhorar o manejo fitossanitário nos
vinhedos, racionalizando a aplicação de agrotóxicos (FORMOLO et al., 2011). Neste
trabalho foram identificados fungos fitopatogênicos causadores de podridões de
cachos na cultura da videira presentes no corpo de adultos de A. fraterculus.
2.2 Material e Métodos
Um parreiral comercial de uva fina de mesa da cv. ‘Itália’ localizado no
município de Caxias do Sul, RS (29º14’18”S; 51º14’57”O; altitude 630m) foi
selecionado para condução do experimento (Fig. 1). O parreiral foi plantado em
2006, no espaçamento de 3,0 x 1,5m, com porta-enxerto ‘Paulsen 1103’, numa área
de 0,42ha (60 x 70m), conduzido em sistema ‘Y’ sob cobertura plástica de polietileno
transparente e impermeabilizado (160µm de espessura e largura de 2,70m). Nas
bordas do parreiral encontram-se outras frutíferas, como caquizeiro Diospyros kaki L.,
pessegueiro Prunus persica L. Bastsch, pitangueira Eugenia uniflora L., ameixeira Prunus
domestica L., araçazeiro Psidium cattleyanum Sabine e laranjeira Citrus sinensis (L.)
Osbeck. O parreiral foi escolhido para o trabalho devido ao histórico de infestação
com A. fraterculus.
21
Figura 1. Vista aérea do parreiral comercial de uva fina de mesa da cultivar ‘Itália’
localizado na comunidade de São Martinho, bairro Forqueta, no município
de Caxias do Sul, RS (29º14’18”S; 51º14’57”O; altitude 630m). Fonte:
Google Earth, 2011.
Nos dias 28 de janeiro, 2, 10 e 23 de fevereiro de 2011 (período de maturação
da cultivar para a região) foram instaladas seis armadilhas do tipo McPhail iscadas
com proteína hidrolisada (BioAnastrepha® a 5%) no interior do parreiral distribuídas
de maneira equidistante, a cada quinze metros. Em cada data de avaliação, as
armadilhas foram rotacionadas com o objetivo de cobrir toda a área.
Cada armadilha foi adaptada para a coleta de adultos de A. fraterculus
colocando-se no interior uma tela de sombreamento (Sombrite® 1006), recortada em
formato circular (15cm de diâmetro), com furo de 5cm ao centro, acoplada de modo
a impedir o contato dos insetos capturados com o atrativo e assim, evitar a
contaminação das moscas com a solução atrativa (Fig. 2). As armadilhas foram
confeccionadas com base no trabalho de Ware (2002).
22
Figura
2.
Armadilha do tipo McPhail iscada com proteína hidrolisada
(BioAnastrepha®, 5%) utilizada na captura de adultos de Anastrepha
fraterculus. (A) Disposição da armadilha no interior do parreiral, e (B)
interior da armadilha contendo a tela de sombreamento, recortada em
formato circular.
A instalação das armadilhas em cada data de amostragem ocorreu às nove
horas, sendo avaliada a captura de A. fraterculus a cada 30 minutos, finalizando as
coletas às 16 horas. Os insetos capturados foram retirados individualmente do
interior das armadilhas com o auxílio de um aspirador bucal, constituído de uma
mangueira de PVC transparente (50cm de comprimento e diâmetro interno de
0,7cm), contendo internamente, na porção mediana, uma peneira de tecido tipo voile
(Fig. 3).
23
C
A
B
Figura 3. Aspirador bucal utilizado para a coleta dos adultos de Anastrepha fraterculus
no interior das armadilhas do tipo McPhail. (A) Tecido tipo voile utilizado
como tela no interior do aspirador bucal; (B) aspirador bucal pronto para
uso e (C) porções descartáveis do equipamento.
Imediatamente depois de individualmente aspirados, os insetos foram
colocados no interior de placas de Petri esterilizadas (6cm de diâmetro), utilizando
uma pinça histológica de ponta fina (12cm). Todo o equipamento utilizado, incluindo
as armadilhas McPhail, foi trocado a cada mosca capturada. O material utilizado no
campo foi limpo e higienizado em laboratório (imersão em solução de álcool 70%,
hipoclorito de sódio 1,5% posterior enxágue em água destilada e esterilizada, todos
por um minuto). Os insetos coletados foram trazidos ao laboratório e, em no máximo
24h foram individualmente anestesiados com CO2 (por 30 segundos) e separados
em quatro porções: (1) cabeça; (2) pernas; (3) asas e (4) ovipositor (Fig. 4). Apenas
as fêmeas foram utilizadas no experimento, eliminando-se os machos.
24
Figura 4. Procedimentos de laboratório: (A) separação das porções do inseto; (B1)
cabeça, (B2) asas, (B3) ovipositor e (B4) pernas e (C) acondicionamento
das porções do corpo de Anastrepha fraterculus em meio BDA para posterior
avaliação quanto à presença de patógenos.
A cada nova porção destacada do corpo dos insetos, as pinças utilizadas
foram desinfestadas com álcool 70% com posterior flambagem. Cada uma das
porções do inseto foi disposta em placas de Petri plásticas contendo 25mL de meio
25
BDA (batata-dextrose-ágar) não-seletivo (200g de batata, 20g de dextrose, 17g de
ágar e 1000mL de água destilada), sendo este meio de cultivo esterilizado por
autoclavagem (FERNANDEZ, 1993). Como testemunha utilizou-se apenas placas
contendo o meio de cultivo, sendo todas incubadas em câmaras de crescimento tipo
BOD, na temperatura de 23ºC e fotofase de 12h.
As colônias de microrganismos isoladas foram pré-caracterizadas através da
observação de sua morfologia utilizando microscópio (400x) após oito dias, com o
auxílio de chaves de identificação (BARNETT; HUNTER, 1999). Seis fêmeas adultas
de A. fraterculus coletados no campo foram visualizados em microscópio eletrônico de
varredura Zeiss, modelo DMS 940 (Laboratório de Imunologia e Microscopia
Eletrônica da Embrapa Clima Temperado, Pelotas, RS), sendo preparados conforme
metodologia descrita por Castro (2002) e Azevedo Filho et al. (2008).
Os insetos coletados na área experimental em armadilhas de monitoramento
durante a safra 2010/2011 foram identificados conforme a chave dicotômica de
Zucchi (2000).
2.3 Resultados e Discussão
Nas quatro avaliações foram coletadas 52 fêmeas de A. fraterculus nas
armadilhas (Fig. 5). A maior captura de adultos foi registrada no início da tarde, das
13 às 15h, período compreendido entre as 10 e 15h, mencionado como o pico de
atividade de oviposição da espécie (MALAVASI; MORGANTE; PROKOPY, 1983).
No entanto, foram capturados indivíduos durante todo o período de coleta,
concordando com Salles (1993) que observou atividade de voo de A. fraterculus entre
as 10 e 19h. Embora o experimento tenha sido realizado sob cultivo protegido,
segundo Chavarria et al. (2009) as condições microclimáticas propiciadas por esta
cobertura não afetam as capturas de adultos de A. fraterculus em armadilhas tipo
McPhail.
26
28/01/2011
02/02/2011
10/02/2011
23/02/2011
Nº de total fêmeas de A. fraterculus capturadas
5
4
3
2
1
0
09:00 - 10:00
10:00 - 11:00
11:00 - 12:00
12:00 - 13:00
13:00 - 14:00
14:00 - 15:00
15:00 - 16:00
Intervalo de captura durante o dia (horas)
Figura 5. Número de fêmeas de Anastrepha fraterculus capturadas com auxílio de armadilhas McPhail adaptadas em parreiral
comercial de uva de mesa da cv. ‘Itália’ conduzido sob cobertura plástica, por data e intervalos de coleta durante o dia.
27
O emprego da tela plástica (sombrite) no interior da armadilha impediu o
contato dos insetos capturados com a solução atrativa (proteína hidrolisada),
possível fonte de contaminação por microrganismos (RODRIGUES, 2009). No
entanto, a captura nas armadilhas foi afetada pela presença de aranhas da família
Salticidae (Blackwall) caçadoras de dípteros (FORSTER, 1982; WISE, 1993;
JIMÉNEZ; TEJAS, 1996). Estes aracnídeos permaneceram sobre a porção externa
transparente da armadilha, promovendo, em alguns casos, a fuga das moscas
recém-capturadas, fazendo com que estas escapassem do interior da armadilha
(Fig. 6). Embora não tenha sido objetivo deste trabalho, a constatação deste fato
resulta em uma informação importante para o monitoramento da espécie nos
parreirais.
Figura 6. Aranha da família Salticidae na porção transparente da
armadilha do tipo McPhail em parreiral comercial de uva
de mesa da cultivar ‘Itália’ conduzido sob cobertura
plástica.
Foram obtidas 208 colônias de microrganismos associados à A. fraterculus
capturadas nas armadilhas (Tab. 1). Cladosporium spp. Link: Fr. (20,2% das colônias
28
obtidas), Botrytis cinerea Pers.: Fr. (12,9%), Colletotrichum spp. (10,1%), Penicillium spp.
(10,1%), Fusarium spp. (7,7%), Rhizopus spp. Ehrnb. ex Corda (6,7%), Trichoderma spp.
(3,4%) e Aspergillus spp. Mich (2,4%) foram registrados no corpo de fêmeas de A.
fraterculus, sendo que os três primeiros, com maior ocorrência, são associados a
podridões dos cachos (Tab. 1).
Tabela 1. Microrganismos aderidos em porções do corpo de fêmeas adultas de
Anastrepha fraterculus, coletadas em parreiral de uva de mesa da cultivar
‘Itália’ em armadilhas tipo McPhail adaptadas.
Porção do corpo
Microrganismo
Aspergillus spp.
Botrytis cinerea
Cladosporium spp.
Colletotrichum spp.
Fusarium spp.
Penicillium spp.
Rhizopus spp.
Trichoderma spp.
Bactérias
Leveduras
Total
Cabeça
n¹
.
.
15
4
2
5
3
.
16
4
49
%²
.
.
7,2
1,9
1,0
2,4
1,4
.
7,7
1,9
23,6
Pernas
N
2
14
4
10
1
12
2
2
6
3
56
%
1,0
6,7
1,9
4,8
0,5
5,8
1,0
1,0
2,9
1,4
26,9
Asas
N
.
9
12
7
8
4
4
2
11
2
59
%
.
4,3
5,8
3,4
3,8
1,9
1,9
1,0
5,3
1,0
28,4
Ovipositor
N
3
4
11
.
5
.
5
3
8
5
44
%
1,4
1,9
5,3
.
2,4
.
2,4
1,4
3,8
2,4
21,1
¹ n = número de colônias desenvolvidas.
² % = porcentagem do total das 208 colônias registradas.
Em 50 moscas (94% do total capturado) foi encontrado pelo menos um
microrganismo fitopatogênico, indicando a presença de contaminantes no corpo do
inseto. As partes do corpo de A. fraterculus (cabeça, pernas, asas e ovipositor)
apresentaram, em pelo menos uma placa, o desenvolvimento de mais de uma
colônia fúngica. Cladosporium spp. e Penicillium spp. ocorreram simultaneamente em
7,2% das placas. Os fungos Cladosporium spp., Botrytis cinerea, Fusarium spp., Rhizopus
spp. e Aspergillus spp. são os principais contaminantes presentes em bagas de uvas
causando perdas desde a pré-colheita até o processamento (ABRUNHOSA et al.,
2001; MAGNOLI et al., 2003; BELLÍ et al., 2004).
A podridão-ácida cuja etiologia envolve uma série de microrganismos que,
além de leveduras e bactérias como Gluconobacter spp. e Acetobacter spp., inclui fungos
dos gêneros Aspergillus spp., Penicillium spp., Cladosporium spp. e Rhizopus spp.
29
(GIOVANNINI, 1999; LOUREIRO; MALFEITO-FERREIRA, 2003; CALDAS et al.,
2008) também foram encontrados no corpo dos insetos capturados.
Cladosporium spp. compreendeu as espécies de maior ocorrência, sendo
encontrado principalmente na cabeça e no ovipositor de A. fraterculus (Tab. 1). A
podridão
de
cachos
causada
por
Cladosporium
spp.
caracteriza-se
pelo
desenvolvimento de um micélio de coloração verde-oliva (BRICEÑO; LATORRE,
2007), sendo frequente em uvas viníferas (V. vinifera L.) como ‘Cabernet Sauvignon’ e
‘Carménère’
colhidas
tardiamente
causando
desidratação
das
bagas
(PSZCZÓLKOWSKI; LATORRE; CEPPI DI LECCO, 2001; BRICEÑO; LATORRE,
2007). Além da redução no rendimento, a proliferação deste fungo altera a cor,
aroma e sabor do vinho, afetando também o desempenho das leveduras
responsáveis pelos processos de fermentação (BRICEÑO; LATORRE; BORDEU,
2009).
O segundo patógeno de maior ocorrência foi B. cinerea, principalmente nas
pernas e asas. Este patógeno é um dos principais responsáveis por perdas no
rendimento e na qualidade dos frutos, tanto em uvas de mesa como para
processamento (ELAD, 1994; SANHUEZA; SÔNEGO; MARCANTONI, 1996;
TAVARES; LIMA; MELO, 2000; GARRIDO; SÔNEGO, 2005). Em relação a
dispersão deste patógeno nos parreirais, a mosca-do-vinagre Drosophila melanogaster
Meigen, 1830 (Diptera: Drosophilidae) tem sido considerada a principal dispersora
(LOUIS et al., 1996) devido à aderência a superfície corporal do inseto. Neste
trabalho, esporos fúngicos foram registrados pela primeira vez em A. fraterculus
utilizando microscopia eletrônica de varredura, possibilitando a observação de
estruturas arredondadas, com dimensões médias de 10µm aderidas ao corpo das
moscas (Fig. 7).
30
Figura 7. Esporos fúngicos aderidos ao corpo de Anastrepha fraterculus fotografados em
microscópio eletrônico de varredura. (A) Vista frontal de um pelo
abdominal; (B) lateral do abdome (C) porção final do tarso e (D) vista
lateral do fêmur direito. Barra = escala.
Colônias fúngicas de Colletotrichum spp. e Penicillium spp. desenvolveram-se em
todas as porções plaqueadas, com destaque para as pernas em 4,8 e 5,8% das
colônias, respectivamente. Nenhuma colônia destes patógenos foi encontrada no
ovipositor.
Colletotrichum spp. é um patógeno encontrado na maioria das regiões vitícolas
(PEARSON; GOHEEN, 1990) sendo responsável pelo apodrecimento dos cachos
infectados (GARRIDO; SÔNEGO, 2004) resultando na elaboração de vinhos com
qualidade inferior (MEUNIER; STEEL, 2009). Embora as injúrias causados por
31
adultos de A. fraterculus em bagas de videira ocorram através da oviposição (SORIA,
1985; BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003; ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009;
ZART; BOTTON; FERNANDES, 2011), é conhecido que o gênero Colletotrichum não
necessita de ferimentos para penetrar no tecido da planta hospedeira (ALFENAS;
MAFIA, 2007). A presença do patógeno na cabeça, pernas e asas de A. fraterculus
indica que o inseto pode auxiliar na disseminação do patógeno entre bagas e
cachos, mesmo na ausência de danos.
D. melanogaster também é considerado um importante vetor de Penicillium spp.
entre bagas infectadas (FROBISHER Jr., 1927). A importância deste patógeno nas
bagas deve-se principalmente à produção da micotoxina patulina, promotora de
efeitos mutagênicos, carcinogênicos e teratogênicos em animais (MEYER, 1978;
KORTE; RUCKET, 1980; BECCI et al., 1981; ALTMAYER; EICHORN; PLAPP, 1982;
SMITH; DUFFUS; SMALL, 1993; KUBRAK et al., 1995; SYLOS; RODRIGUEZAMAYA, 1999; CALDAS et al., 2008). A constatação de Penicillium spp. no corpo de A.
fraterculus indica que a mesma também pode auxiliar na dispersão deste patógeno.
Fusarium spp. é um dos gêneros de maior importância econômica e ampla
distribuição geográfica (SAREMI; BURGESS; BACKHOUSE, 1999). Neste trabalho,
observou-se o desenvolvimento de colônias de Fusarium spp. em todas as porções
isoladas do corpo de A. fraterculus. Trabalhos de Mikušová et al. (2010) também
verificaram a presença de Fusarium spp. em bagas de uva, relatando sua relação com
a produção da micotoxina fumonisina.
Rhizopus spp. é responsável pela podridão de frutos em pós-colheita,
principalmente em morangos, maçã e pêssego (TRESCOTT; TAMPION, 1974;
BOMPEIX; GOEFFIC; GREFFIER, 1979; NGUYEN-THE, 1985; LOUIS et al., 1989).
Trabalhos de Willison e Dustan (1956) demonstraram um significativo aumento das
podridões causadas por Rhizopus nigricans Ehr. e Monilinia fructicola (Wint.) Rehm após
infestação de Drosophila spp. em pêssego. Cayol et al. (1994) utilizaram Rhizopus
stolonifer (Ehr.: Fr.) Vuill. como modelo para descrever, em laboratório, o potencial de
transmissão deste patógeno por Ceratitis capitata (Wied., 1824) (Diptera: Tephritidae).
Outro gênero associado a A. fraterculus foi Trichoderma spp. (Tab. 1). Embora a
crescente utilização de espécies deste gênero como agente de controle biológico
devido ao antagonismo sobre fungos fitopatogênicos de solo (SIVAN; CHET, 1989;
PAPAVIZAS; LEWIS; ABD-EL MOITY, 1992; PUNJA; UTKHEDE, 2003) há relatos
de efeitos nocivos em mamíferos com baixa imunidade (KREDICS et al., 2003).
32
Dentre os patógenos fúngicos observados, Aspergillus spp. foi o que
apresentou a menor ocorrência, não sendo encontrado na cabeça nem nas asas.
Este gênero é caracterizado como um invasor secundário em videira, sendo
necessários danos prévios nas bagas para que ocorra a infecção (LEONG et al.,
2006). Diversos trabalhos têm sugerido a influência de fungos pertencentes ao
gênero Aspergillus associados à podridão-ácida em vinhedos, demonstrando a
predominância de Aspergillus carbonarius (Bainier) Thom, 1916 e Aspergillus niger Tiegh.,
1867 (BATTILANI et al., 2003; TJAMOS; ANTONIOU; TJAMOS, 2006; KAZI et al.,
2007). A relação destes patógenos com dípteros é enfatizada por Barata et al.
(2009) afirmando que o desenvolvimento da podridão-ácida na videira é dependente
da presença de Drosophila spp. na superfície das uvas, sendo responsáveis pelo
aumento da população destes microrganismos em cachos já danificados. A
presença de Aspergillus no corpo de A. fraterculus também inclui esta espécie como
possível dispersora do patógeno nos vinhedos.
Embora neste estudo, bactérias e leveduras não tenham sido identificadas,
ressalta-se a elevada ocorrência destes microrganismos (26,4% do total de colônias
obtidas), principalmente de bactérias em placas onde foram depositadas as cabeças
das moscas. Na cultura da videira, as leveduras estão presentes no solo, ar, plantas
ou animais (DAVENPORT, 1974), sendo os insetos os principais agentes de
disseminação (MORTIMER; POLSINELLI, 1999). A população de leveduras na
superfície das bagas é muito variável (WESTHUIZEN et al., 2000), podendo ser
alteradas em número e diversidade em função do estado fitossanitário da planta.
Trabalhos de Allen (1931) sugeriram um transporte da bactéria Pseudomonas
melophthora Allen & Riker por adultos de Rhagoletis pommonella Walsh. (Diptera:
Tephritidae).
O comportamento de oviposição de moscas-das-frutas compreende alguns
estágios, marcados pelo período de latência (intervalo entre a chegada ao fruto e o
início da oviposição), reconhecimento do hospedeiro, tentativas de oviposição
(“picadas de prova”), oviposição (inserção do acúleo), arrasto e a limpeza do
ovipositor (ALUJA et al., 2000; SUGAYAMA; MALAVASI, 2000).
Considerando o fato de que nem toda a visita ao fruto resulta em punctura e
que nem toda punctura representa oviposição (SUGAYAMA et al., 1997; ZART;
BOTTON; FERNANDES, 2011), o contato do corpo do inseto com as bagas e a
picada de oviposição de A. fraterculus associada a presença de estruturas
33
reprodutivas de fitopatógenos aderidas ao ovipositor (acúleo ou bainha) e pernas,
poderá contribuir para o aumento na incidência de doenças nas bagas.
Os estágios de procura ou reconhecimento do hospedeiro, além de arraste e
limpeza do ovipositor, são caracterizados pelo repetido toque do labelo e bainha do
ovipositor durante o percurso sobre a superfície do fruto, deslocamento da fêmea
sobre o fruto arrastando o acúleo após a oviposição e atrito das pernas seguidas
vezes sobre o ovipositor, respectivamente (ALUJA et al., 2000; SUGAYAMA;
MALAVASI, 2000). Devido ao fato de que alguns patógenos não necessitam de
ferimentos no tecido do hospedeiro para que haja penetração (BULIT; DUBOS,
1990; COERTZE; HOLZ; SADIE, 2001; ALFENAS; MAFIA, 2007) o comportamento
de oviposição de A. fraterculus pode contribuir para que as estruturas fúngicas tenham
sido encontradas em diferentes porções do corpo do inseto. Outra provável causa de
contaminação seria o comportamento de cópula. Segundo Burk (1973), a cópula de
mosca-das-frutas pode ocorrer sobre o hospedeiro, havendo ao término deste
evento, as pernas são utilizadas para a limpeza da porção final do abdome e do
ovipositor.
Cladosporium spp. (5,3%) e bactérias (3,8%) foram os microrganismos mais
encontrados no ovipositor, enquanto que B. cinerea foi mais incidente nas pernas
(6,7%). Na cabeça, os microrganismos mais encontrados foram Cladosporium spp.
(7,2%) e bactérias (7,7%).
Em busca de fontes protéicas para o desenvolvimento do ovário, alcançando
a maturidade sexual e fisiológica (CHRISTENSON; FOOTE, 1960; BATEMAN, 1972;
ROBACKER; GARCIA, 1990; MORGANTE, 1991; HEATH et al., 1994; PROKOPY;
RESILVA; VARGAS, 1996; CORNELIUS; DUAN; MESSING, 2000), secreções e
exsudatos das plantas, néctar, grãos de pólen, fezes de pássaros, bactérias e
leveduras tornam-se as principais fontes de alimentos utilizadas por moscas-dasfrutas na natureza (BATEMAN, 1972; PROKOPY, 1976; HENDRICHS; PROKOPY,
1994). Tefritídeos apresentam quatro formas definidas de comportamento alimentar:
pastejo
(HENDRICHS;
COOLEY;
PROKOPY,
1992),
sucção,
borbulhar
e
regurgitação (ALUJA et al., 2000). Esta última, predominante em Anastrepha spp., se
caracteriza pela alimentação e posterior deposição do exsudato regurgitado ao longo
do tecido hospedeiro. Dessa forma, o contato das peças bucais das moscas
coletadas com microrganismos fitopatogênicos através da alimentação no campo em
bagas já contaminadas poderia ser mais uma das formas de aquisição, transporte e
34
disseminação destes microrganismos, explicando o fato de que 7,7% do total de
colônias de bactérias foram registradas na cabeça.
Os tefritídeos possuem um elevado potencial biótico, facilidade de dispersão
no ambiente e habilidade de adaptação a diferentes hospedeiros (SALLES, 1995). A
presença de uma grande diversidade de hospedeiros na área estudada, com
maturação de frutos em diferentes épocas do ano, favorece o estabelecimento e
manutenção de uma alta densidade de A. fraterculus (RIBEIRO, 1999; MALAVASI;
ZUCCHI, 2000). Neste caso, existe também a possibilidade de que populações
incursoras de adultos de A. fraterculus adquiriram fitopatógenos nos hospedeiros
alternativos localizados próximos ao parreiral, transportando e dispersando-os na
videira. Por estas razões, devido às perdas elevadas por podridões dos cachos
causadas por estes organismos em uvas de mesa (SÔNEGO; GARRIDO;
GRIGOLETTI Jr., 2005), a presença de elevadas populações de A. fraterculus na
cultura (CHAVARRIA et al., 2009; ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009; FORMOLO
et al., 2011), a lesão causada pela oviposição e o desenvolvimento das larvas nos
frutos (ZART; BOTTON; FERNANDES, 2011), além do comportamento de
forrageamento e alimentação associado à presença microrganismos fitopatogênicos
no corpo do inseto, estratégias para o manejo da espécie devem ser consideradas
visando reduzir a incidência de podridões dos cachos na cultura da videira.
2.4 Conclusão
Adultos de A. fraterculus transportam esporos de Cladosporium spp., Botrytis cinerea
Pers.: Fr., Colletotrichum spp. e Penicillium spp. causadores de podridões dos cachos
na cultura videira.
35
3 Capítulo II – Avaliação das injúrias causadas por Anastrepha fraterculus (Wied.,
1830) (Diptera: Tephritidae) na incidência de podridões de
cachos em videira da cultivar ‘Itália’
3.1 Introdução
Um dos fatores limitantes a produção de uvas de mesa na Região Sul do
Brasil está relacionado à incidência de fitopatógenos que causam podridões nos
cachos (GARRIDO; SÔNEGO, 2004). Neste caso, merece destaque o mofocinzento, causado por Botrytis cinerea Pers.: Fr., a podridão-da-uva-madura causada
por Glomerella cingulata (Ston.) Spauld. & Schrenk e um complexo de bactérias e
leveduras responsáveis pela podridão-ácida que, quando não controladas, podem
causar perdas na produção de até 100% (GARRIDO et al., 2008). Para o controle
destas doenças, especialmente em Vitis vinifera L. cultivadas como uva de mesa, os
produtores realizam de 14 a 45 tratamentos com fungicidas químicos por safra
(FREIRE; FREIRE; CALDART, 1992; GENTA et al., 2010).
A incidência de podridões é influenciada por diversos fatores com destaque
para a compactação dos cachos, resistência varietal, aumento do vigor das plantas
resultante do excesso de adubações (MAROIS et al., 1986; GALLOTTI;
GRIGOLETTI JÚNIOR, 1990; GARRIDO; SÔNEGO, 2005), deficiência na tecnologia
de aplicação dos fungicidas, presença de danos mecânicos nas bagas, além da
ocorrência de isolados resistentes a fungicidas (CHARDONNET et al., 2000;
LATORRE; SPADARO; RIOJA, 2002; KIM; XIAO, 2010). No entanto, um fator
negligenciado na maioria dos parreirais diz respeito à incidência de insetos, que
além do dano direto nas bagas, podem auxiliar na infecção e dispersão dos
patógenos (BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003). Em outros países, é conhecido que a
traça-dos-cachos Lobesia botrana Denis & Schiffermüller, 1775 (Lepidoptera:
Tortricidae), praga quarentenária para o Brasil, é a principal responsável pela
36
dispersão de B. cinerea e Aspergillus spp., ampliando significativamente as perdas nos
parreirais (FERMAUD; LE MENN, 1992; MONDY et al., 1998; COZZI et al., 2006).
No Brasil, entretanto, poucas informações estão disponíveis sobre as espécies de
insetos que poderiam atuar como facilitadores da penetração por patógenos na
cultura.
O gorgulho-do-milho Sitophilus zeamais Mots., 1855 (Coleoptera: Curculionidae)
praga associada a grãos armazenados, foi relatado como responsável pelo aumento
na incidência de doenças nos cachos de uva (BOTTON; LORINI; AFONSO, 2005;
HICKEL; SCHUCK, 2005), assim como a lagarta-das-fruteiras Argyrotaenia spharelopa
(Meyrick, 1909) (Lepidoptera: Tortricidae) (MORANDI FILHO et al., 2007) e a traçados-cachos
Cryptoblabes
gnidiella
(Millière,
1867)
(Lepidoptera:
Pyralidae)
(RINGENBERG et al., 2006; BISOTTO-DE-OLIVEIRA et al., 2007). No entanto, a
incidência destas espécies nos parreirais é restrita e o dano causado nas bagas é
mais facilmente reconhecido pelos produtores.
A mosca-das-frutas sul-americana Anastrepha fraterculus (Wiedemann, 1830)
(Diptera: Tephritidae), não tem sido considerada uma praga importante na cultura da
videira (ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009). No entanto, nos últimos anos, a
incidência da espécie nos parreirais tem aumentado principalmente em uvas finas de
mesa, merecendo destaque a cultivar ‘Itália’ (CHAVARRIA et al., 2009; FORMOLO
et al., 2011). O dano ocasionado por A. fraterculus em videira é de difícil percepção e
pode ocorrer tanto pelo ferimento de oviposição (punctura) como pelas larvas que,
ao se alimentarem do fruto, danificam a polpa (SORIA, 1985; BOTTON; HICKEL;
SORIA, 2003; ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009; 2010). Os ferimentos de
oviposição, além de promoverem a queda prematura das bagas verdes, em
hipótese, podem servir como formas de penetração (“porta de entrada”) para
patógenos ampliando as perdas de produção.
Em macieira, foi demonstrando que há um aumento significativo no ataque da
podridão-amarga causada pelo fungo G. cingulata em frutos devido aos ferimentos
causados pela oviposição de A. fraterculus (BERTON; SANTOS; DENARDI, 2005).
Corroborando estes resultados, Santos et al. (2008) demonstraram que também a
podridão-branca, causada pelo fungo Botryosphaeria dothidea (Moug.) Ces. & De Not.
apresentou maior estabelecimento e desenvolvimento em maçãs com ferimentos de
oviposição de A. fraterculus quando comparado com ferimentos artificiais.
37
É conhecido que, durante o procedimento de oviposição de A. fraterculus,
muitas vezes as fêmeas introduzem o acúleo, porém, não depositam ovos,
resultando somente na “picada de prova” (SUGAYAMA et al., 1997; ZART;
BOTTON; FERNANDES, 2011). Este fato, associado à elevada mobilidade da praga
(ALUJA, 1994; HUMERES; CRUZ; OLIVEIRA, 1999), a baixa viabilidade do fruto de
videira
como
substrato
para
o
desenvolvimento
larval
(ZART;
BOTTON;
FERNANDES, 2011), a alta incidência de A. fraterculus e de doenças fúngicas
causadoras de podridões nos cachos na região Sul do Brasil (NACHTIGAL et al.,
2010; FORMOLO et al., 2011) e a presença de hospedeiros alternativos de
patógenos e de A. fraterculus próximo aos parreirais (ZART; FERNANDES; BOTTON,
2009), ampliam a necessidade de estudos sobre o efeito secundário do ataque da
espécie na incidência de doenças.
Assim, neste trabalho, foi avaliado em laboratório o efeito de injúrias
causadas pela oviposição de A. fraterculus em bagas de uva da cultivar ‘Itália’ (V.
vinifera L.) comparado ao dano mecânico na penetração de B. cinerea, G. cingulata e
bactérias e leveduras causadoras da podridão-ácida.
3.2 Material e Métodos
Cachos de uva da cv. ‘Itália’ (V. vinifera L.) foram coletados em parreiral
comercial (29º07’13”S; 51º14’16”O; altitude 682m) cultivado sob cobertura plástica
de polietileno transparente e impermeabilizado quando estavam no estágio
fenológico 38 da escala de Eichhorn e Lorenz (1984), correspondendo à maturação
plena (16,1 ºBrix). O parreiral foi manejado no sistema convencional (NACHTIGAL et
al., 2010), sem a aplicação de inseticidas e fungicidas com pelo menos 21 e 10 dias
de antecedência da coleta do material. Os cachos foram colhidos em 24 de fevereiro
de 2010, sendo trazidos ao laboratório, lavados com água corrente (pH 5,5) e em
seguida, submetidos à desinfestação conforme metodologia proposta por Menezes e
Assis (2004). Para tal, os cachos foram imersos em solução de álcool 70%, por um
minuto, hipoclorito de sódio 1,5%, por um minuto, e posteriormente enxaguadas em
água destilada e esterilizada por três vezes, por 30 segundos cada, sendo secos à
temperatura de 24±2 ºC. Em seguida, as bagas foram individualizadas com auxílio
de uma tesoura esterilizada, permanecendo o pedicelo aderido ao fruto.
38
3.2.1 Tratamentos
Os tratamentos avaliados encontram-se na Tab. 2.
Tabela 2. Descrição dos tratamentos avaliados no experimento: Avaliação das
injúrias causadas por Anastrepha fraterculus (Wied., 1830) (Diptera:
Tephritidae) na incidência de podridões de cachos em videira da cultivar
‘Itália’.
ME + P
Bagas com ferimentos causados pela punctura de A. fraterculus
esterilizadas quimicamente em laboratório com novaluron (40ppm) e
posterior pulverização com Botrytis cinerea (1x106 conídios/mL), Glomerella
6
cingulata (1x10 conídios/mL) e bactérias e leveduras causadoras da
podridão-ácida (1x105 células/mL);
M+P
Bagas com ferimentos causados pela punctura de A. fraterculus não
esterilizadas quimicamente em laboratório com novaluron e posterior
pulverização com Botrytis cinerea, Glomerella cingulata e bactérias e leveduras
causadoras da podridão-ácida;
FA + P
Bagas com ferimento artificial e pulverização dos patógenos;
P
Bagas sem lesões e com pulverização dos patógenos;
ME
Bagas com ferimentos causados pela punctura de A. fraterculus
esterilizadas quimicamente em laboratório com novaluron;
M
Bagas com ferimentos causados pela punctura de A. fraterculus não
esterilizadas quimicamente em laboratório com novaluron;
FA
Bagas com ferimento artificial;
T
Bagas sem lesões e sem a pulverização dos patógenos (testemunha).
O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado no
esquema fatorial 3 x 8 (patógenos x tipo de lesão) com 10 repetições de 20 bagas
por tratamento.
3.2.2 Insetos utilizados nos experimentos
Os insetos utilizados nos experimentos foram provenientes da criação de
manutenção de A. fraterculus mantida no Laboratório de Entomologia da Embrapa Uva
e Vinho em Bento Gonçalves, RS (MACHOTA et al., 2010). Adultos de A. fraterculus
39
com 10 a 15 dias após a emergência foram utilizados nos experimentos. As moscas
estéreis foram obtidas fornecendo uma solução do inseticida novaluron (Rimon 100
EC®, 0,4mL p.c./L, equivalente a 40ppm de i.a. (Milenia Agrociências S. A.) + atrativo
alimentar (BioAnastrepha®, 50mL p.c./L, BioControle Métodos de Controle de Pragas
Ltda.).
Novaluron (1-[cloro-4-1,1,2(-trifluoro-metoxi-etóxi) fenil] -3-(2,6-difluorobenzoil)
uréia) é um inseticida regulador de crescimento pertencente ao grupo das
benzoiluréias. O inseticida induz a esterilidade quando fornecido via ingestão para
insetos adultos, interferindo no sistema endócrino (KLASSEN, 2005), inibindo a
síntese de quitina (MASCARI et al., 2007).
A solução contendo inseticida + atrativo alimentar foi disponibilizada ad
libitum, durante 96h antes do fornecimento das bagas para oviposição. Para tal,
gotas com quatro milímetros de diâmetro foram depositadas sobre tiras plásticas (15
x 2,5cm) dispostas no fundo das gaiolas de criação, sendo mantido o fornecimento
normal de alimento, dieta sólida composta por extrato de soja, gérmen de trigo e
açúcar mascavo (proporção 3:1:1) e água. Após este período, a calda inseticida foi
retirada ofertando-se as bagas para oviposição (Fig. 8).
Figura 8. Método de fornecimento da solução de novaluron (40ppm) +
atrativo alimentar em tiras plásticas de 15 x 2,5cm (em
destaque), no interior das gaiolas de criação para
esterilização de adultos de Anastrepha fraterculus.
40
3.2.3 Obtenção das bagas com puncturas e ferimento artificial
As puncturas foram obtidas colocando-se 100 bagas no interior de gaiolas de
criação (41x29,5x30cm) contendo aproximadamente 150 casais de A. fraterculus,
durante um período de quatro horas. Em seguida, as bagas foram retiradas, sendo
mantidas em recipientes plásticos (300mL), identificados e cobertos com tecido voile
(ZART; FERNANDES; BOTTON, 2010). Para cada patógeno, foram oferecidas 1200
bagas para oviposição utilizando 12 gaiolas de criação.
Após 48 h da oviposição, período necessário para ocorrência da oxidação do
local de oviposição (ZART; BOTTON; FERNANDES, 2011) foram selecionadas
apenas as bagas que possuíam de 3 a 10 puncturas. O mesmo procedimento foi
realizado para moscas esterilizadas e não esterilizadas. Foram separadas 20 bagas
de cada gaiola com e sem aplicação de novaluron (testemunha) para a avaliação da
presença de galerias nas bagas após 12 dias e posterior confirmação da inibição da
eclosão das larvas decorrente do fornecimento do inseticida.
O ferimento artificial nas bagas foi realizado com alfinete entomológico ‘micro’
(15mm de comprimento e diâmetro de 0,20mm). Em cada baga foi realizado apenas
um ferimento artificial na porção central da epiderme do fruto (profundidade entre 1 a
2mm), similar ao tamanho médio do ovipositor de Anastrepha spp. (ZUCCHI, 1979).
3.2.4 Obtenção dos patógenos
Os patógenos Botrytis cinerea (CNPUV145), Glomerella cingulata (CNPUV380) e
bactérias e leveduras (CNPUV220), foram obtidos a partir da Coleção de Fungos
Fitopatogênicos da Cultura da Videira da Embrapa Uva e Vinho de Bento Gonçalves,
RS. As três cepas de microrganismos, provenientes de cachos de uva coletados em
propriedades localizadas no Vale dos Vinhedos, Bento Gonçalves, RS, foram
isoladas a partir de cachos das cultivares ‘Itália’ (CNPUV145), ‘Cabernet Sauvignon’
(CNPUV380) e ‘Moscato Embrapa’ (CNPUV220), cultivados em meio batatadextrose-ágar (BDA) e identificados através de análise visual das características
morfológicas
e
observações
microscópicas
(BARNETT;
HUNTER,
1999).
Repicagens a partir de colônias com sete dias foram realizadas em placas de Petri
contendo meio BDA a fim de obter quantidade de inóculo suficiente para a condução
do experimento, depositando discos de micélio (7mm de diâmetro) no meio BDA.
41
Para a produção de inóculo, os isolados foram cultivados em meio BDA e
incubados a 23±1 ºC, com fotoperíodo de 12 h, por 10 dias. As colônias foram
raspadas com alça de Drigalski, e a suspensão filtrada em uma camada dupla de
gaze esterilizada. Foram utilizadas as concentrações de 1x105 células/mL para
bactérias e leveduras (MACHADO; BETTIOL, 2010) e de 1x106 conídios/mL para B.
cinerea (GABLER et al., 2003; VIRET et al., 2004) e G. cingulata (TAVARES; SOUZA,
2005). A contagem dos esporos foi realizada utilizando Câmara de Neubauer,
realizando ajustes nas suspensões com diluições.
Para cada tratamento, foram utilizados copos plásticos descartáveis de 100
mL de coloração branca para o acondicionamento individual das bagas. O fundo
destes recipientes foi revestido por um piso emborrachado (4 x 4cm) com
quadrículas de 0,5mm higienizado e desinfestado em imersão em solução de álcool
70% por um minuto, hipoclorito de sódio 1,5% por um minuto e enxágue em água
destilada e esterilizada por três vezes com 30 segundos cada (MENEZES; ASSIS,
2004). Após foram secos à temperatura de 24±2 ºC e mantidos em câmara de fluxo
laminar sob radiação UV (lâmpada de 50W) por 15 minutos (ALEXANDRE; FARIA;
CARDOSO, 2008). O piso foi utilizado com a finalidade de manter uma câmara
úmida no entorno das bagas, evitando o contato direto destas com as superfícies
úmidas (fundo e lateral interna) do recipiente plástico (Fig. 9).
A aplicação das suspensões de esporos foi realizada via pulverização nas
bagas (ROMANAZZI et al., 2002; VIRET et al., 2004; CAMILI et al., 2010)
imediatamente após o preparo com auxílio de um pulverizador manual Ultrajet
(Guarany® Indústria e Comércio Ltda., 500mL) equipado com bico cone vazio. Cada
tratamento foi aplicado com um volume de 1,5mL de suspensão direcionada à baga
no interior de cada recipiente mantido a uma distância de 20cm. A calibração do
equipamento para este volume foi obtido a partir de uma média de 50 pulverizações
(pressionando por completo o gatilho) medido através de proveta graduada. O
material inoculado foi mantido no recipiente fechado com tampa plástica,
permanecendo em câmara úmida durante sete dias, favorecendo a germinação e
penetração dos patógenos no tecido hospedeiro (Fig. 9).
42
Figura 9. Procedimento realizado para a aplicação das suspensões contendo os
patógenos em bagas de uva ‘Itália’. (A) Disposição do piso emborrachado
(4 x 4cm) no interior do copo plástico descartável (100mL); (B)
pulverizador manual; (C) câmara úmida formada ao final da aplicação;
(D) aplicação em laboratório (T 24±2 ºC e fotofase 12h).
3.2.5 Avaliação da infecção
Ao final do sétimo dia após a aplicação, os recipientes plásticos foram abertos
e as bagas avaliadas a cada 48 horas observando-se incidência de doença (critério
de ‘presença ou ausência’ de massa micelial), registrando a evolução do número de
bagas infectadas até 12 dias após a primeira avaliação.
43
3.2.6 Análise estatística
Para análise estatística, os dados foram testados quanto à normalidade
utilizando o teste de Shapiro-Wilk (SHAPIRO; WILK, 1965) e de homocedasticidade
por Bartlett (BARTLETT, 1937). Em todos os experimentos, os dados que não
apresentaram
distribuição
normal
ou
homogeneidade
da
variância
foram
transformados em arco seno √(x/100). As médias foram comparadas pelo teste de
Tukey a 5% de probabilidade utilizando o programa SAS (SAS INSTITUTE, 2003).
3.3 Resultados e Discussão
Foi registrada uma interação significativa (p<0,01) entre todos os fatores
analisados indicando que a porcentagem de bagas com sintomas das doenças foi
dependente do patógeno e do tipo de lesão realizada nas bagas da cultivar ‘Itália’
(Tab. 3).
Tabela 3. Súmula da análise de variância do efeito da cultivar e do tipo de lesão
sobre a incidência de doenças (%) em bagas de uva da cultivar ‘Itália’.
Fontes de Variação
GL
SQ
QM
F
F (1%)
Patógeno
2
32259,0
16129,5
785,9
4,709 S**
Lesões¹
7
110694,9
15813,6
770,5
2,727 S
Patógeno X Lesões
14
72326,0
5166,1
251,7
2,169 S
Tratamentos
23
215279,9
9360,0
456,0
1,902 S
Resíduo
207
4248,2
20,5
Total
230
219527,2
CV (%)
16,41
** S = significativo pelo teste F de Snedecor a 1% (p≤0,01);
¹ refere-se aos 8 tratamentos (formas de lesão) utilizados para cada patógeno.
Onde: GL = graus de liberdade; SQ = soma de quadrados; QM = quadrado médio.
Nos tratamentos onde foi fornecido o inseticida novaluron (40ppm) por quatro
dias antes da oferta das bagas para oviposição, não foram registradas galerias
devido ao desenvolvimento das larvas da mosca-das-frutas (Fig. 10).
100
20
80
16
60
12
40
8
20
4
0
0
Novaluron 40 ppm
Número (n) de bagas com
presença de galerias
Porcentagem (%) de bagas com
presença de galerias
44
Testemunha
Figura 10. Avaliação da presença de galerias devido à alimentação das larvas em
bagas de uva da cultivar ‘Itália’ (n=20) ovipositadas por A. fraterculus
alimentados com novaluron (40ppm) durante quatro dias, aos 12 dias após
a oviposição em laboratório.
O resultado demonstra o efeito de inibição do desenvolvimento larval devido o
fornecimento do novaluron para os adultos (Fig. 11), fato já constatado também com
outros inseticidas inibidores da síntese de quitina para as espécies Anastrepha ludens
(Loew, 1873) (MARTINEZ; MORENO, 1991; MORENO; MARTINEZ; RIVIELLO,
1994) e Ceratitis capitata (Wied., 1824) (Diptera: Tephritidae) (SARASUA; SANTIAGOALVAREZ, 1983; BUDIA; VIÑUELA, 1996; CASAÑA-GINER et al., 1999; NAVARROLLOPIS et al., 2004).
45
Figura 11. Galerias devido à alimentação das larvas em bagas de uva da cultivar
‘Itália’ ovipositadas por Anastrepha fraterculus, aos 12 dias após a oviposição
em laboratório: bagas ovipositadas por espécimes alimentados (A) com e
(B) sem novaluron (40ppm).
3.3.1 Avaliação da infecção por Botrytis cinerea
A maior porcentagem de bagas infectadas por Botrytis cinerea (93,0%) foi
registrada onde foi realizado ferimento artificial (‘FA + P’). As lesões causadas pela
punctura de A. fraterculus esterilizada ou não com posterior inoculação do patógeno
(‘ME + P’ e ‘M + P’) também registraram uma alta porcentagem de bagas infectadas,
com 51,5 e 32,5%, respectivamente (Fig. 12). Não foi observada diferença
significativa na porcentagem de bagas infectadas nos tratamentos entre as moscas
esterilizadas (‘ME’) ou não (‘M’), indicando que para B. cinerea, o ferimento de
oviposição isoladamente atua como facilitador de infecção do patógeno. A
quantidade de bagas infectadas pelo patógeno foi maior quando foi realizado
ferimento artificial (‘FA + P’) em comparação com as lesões causadas por A.
fraterculus (Fig. 12).
Quando B. cinerea foi pulverizado na superfície de bagas intactas (‘P’) 16,0%
de bagas foram infectadas quando comparado com 2,5% da testemunha (‘T’), sem
aplicação
do
patógeno.
Este
fato
confirma
resultados de
trabalhos que
demonstraram que na presença de inóculo, além das infecções em flores, B. cinerea
possui a capacidade de penetrar bagas mesmo na ausência de lesões (MAROIS;
BLEDSOE; BETTIGA, 1992; COMMÉNIL et al.,1999; COERTZE; HOLZ; SADIE,
2001). No entanto, a presença de lesões ampliou de forma significativa o nível de
infecção do patógeno. A incidência de B. cinerea nas bagas da testemunha (sem a
aplicação do patógeno) foi atribuída à presença do fungo em estágio latente
46
(PEARSON; GOHEEN, 1990). Nestes casos, a picada de oviposição da MFSA em
bagas com a doença em estágio latente poderia ser um fator adicional na aquisição
e dispersão do patógeno na cultura.
a
Incidência de B. cinerea em bagas (%)
100
80
b
60
c
40
d
20
ed
e
e
e
0
ME + P
M+P
FA + P
P
ME
M
FA
T
Tratamentos
Figura 12. Porcentagem (%) de bagas da cultivar ‘Itália’ (Vitis vinifera L.) infectadas
pelo patógeno Botrytis cinerea após lesão causada por Anastrepha fraterculus e
ferimento artificial em laboratório (T 24±2 ºC; fotofase 12 horas). Onde:
ME + P (moscas esterilizadas + patógeno); M + P (moscas + patógeno);
FA + P (ferimento artificial + patógeno); P (patógeno); ME (moscas
esterilizadas); M (moscas); FA (ferimento artificial); T (testemunha).
* Médias seguidas pela mesma letra maiúscula entre os patógenos e minúsculas entre
os tratamentos não diferem entre si pelo Teste de Tukey a 5% de significância.
No caso de B. cinerea, é conhecido que a presença de lesões na epiderme das
bagas favorece os processos de infecção (BULIT; DUBOS, 1990; COERTZE; HOLZ;
SADIE, 2001). Na videira, a suscetibilidade dos cachos à infecção por B. cinerea
aumenta conforme o avanço da maturação e concentração de açúcares nas bagas,
contribuindo para o desenvolvimento do fungo (PEREZ, 1998). Neste caso, deve ser
levado em consideração que, também a presença de A. fraterculus nos parreirais é
maior próximo à colheita dos frutos (NONDILLO et al., 2007; CHAVARRIA et al.,
2009).
Neste trabalho, foi demonstrado que para a cultivar ‘Itália’, o ferimento artificial
foi mais importante do que as lesões causadas pela picada de oviposição ou pela
associação
da
picada
de
oviposição
com
as
galerias
causadas
pelo
47
desenvolvimento larval. No entanto, ressalta-se que a presença das lesões
causadas pelo inseto ampliou a ocorrência da doença demonstrando que A. fraterculus
pode contribuir de forma significativa para o aumento na incidência do patógeno na
cultura a exemplo do observado com Lobesia botrana e Botrytis cinerea na Europa
(FERMAUD; LE MENN, 1992; MONDY et al., 1998; COZZI et al., 2006).
3.3.2 Avaliação da infecção por Glomerella cingulata
A maior porcentagem de bagas infectadas por Glomerella cingulata foi observada
em ‘M + P’ (97,0%) e ‘ME + P’ (94,0%), não havendo diferença estatística entre os
ferimentos causados pela punctura de A. fraterculus esterilizadas ou não (Fig. 13). A
aplicação somente do patógeno ‘P’ (59,5%) não diferiu de ‘FA + P’, demonstrando
que no caso de G. cingulata, mesmo na ausência de ferimentos prévios (naturais ou
artificiais) o nível de infecção é elevado. Esta afirmação corrobora os resultados de
Alfenas e Mafia (2007) que relatam que, embora alguns fungos exijam “portas de
entrada” para penetrar nos tecidos de seus hospedeiros, através de ferimentos ou
de aberturas naturais, como estômatos, hidatódios e lenticelas, os esporos de
Colletotrichum gloesporioides (fase imperfeita de G. cingulata) penetram diretamente nos
tecidos da planta, independente da existência de ferimentos ou aberturas naturais.
Os tratamentos ‘ME’, ‘M’ e ‘FA’ não diferiram da ‘T’, apresentando 10,0, 8,5, 6,0 e
5,5% de bagas infectadas, respectivamente, demonstrando que o ferimento causado
por A. fraterculus ou a lesão artificial sem a inoculação do patógeno não ampliaram o
nível de infecção de G. cingulata causando somente a perda direta pelo ataque do
inseto.
Incidência de G. cingulata em bagas (%)
48
a
100
a
80
b
b
60
40
20
c
c
c
c
FA
T
0
ME + P
M+P
FA + P
P
ME
M
Tratamentos
Figura 13. Porcentagem (%) de bagas da cultivar ‘Itália’ (Vitis vinifera L.) infectadas
pelo patógeno Glomerella cingulata após lesão causada por Anastrepha
fraterculus e ferimento artificial em laboratório (T 24±2 ºC; fotofase 12
horas). Onde: ME + P (moscas esterilizadas + patógeno); M + P (moscas
+ patógeno); FA + P (ferimento artificial + patógeno); P (patógeno); ME
(moscas esterilizadas); M (moscas); FA (ferimento artificial); T
(testemunha).
Denardi, Berton e Spengler (2003) e Berton, Santos e Denardi (2005)
estudaram a incidência de G. cingulata em frutos de diferentes genótipos de macieira,
com e sem ferimentos, verificando que o patógeno se estabeleceu mais rapidamente
em frutos com ferimentos. Na videira, não houve diferença na incidência em frutos
submetidos aos ferimentos causados por A. fraterculus esterilizadas ou não. Isso
poderia ser explicado parcialmente por aspectos morfológicos do fungo. Os conídios
produzidos nos acérvulos estão envolvidos por uma matriz gelatinosa constituída de
polissacarídeos e proteínas solúveis em água, de tal forma que essa matriz, ao
proteger os conídios da dissecação, desempenha um papel fundamental na sua
sobrevivência (BLAKEMAN; HORNBY, 1966), aumentando a eficiência de
germinação
e
penetração
do
patógeno
no
tecido
hospedeiro
(MISHRA;
SIRADHANA, 1979). Em hipótese, as condições de meio acético resultantes do
desenvolvimento de larvas de A. fraterculus no interior das bagas em associação com
49
microrganismos (ALUJA, 1994) parece não influenciar a germinação de conídios de
G. cingulata.
3.3.3 Avaliação da infecção por podridão-ácida
As maiores porcentagens de bagas infectadas após a inoculação das
bactérias e leveduras causadoras da podridão-ácida foram registradas nos
tratamentos ‘M + P’ e ‘FA + P’, com 25,0 e 24,0% de bagas infectadas,
respectivamente (Fig. 14). Este resultado demonstra que também houve maior
incidência desta doença em bagas com ferimentos, sejam eles oriundos da
oviposição ou de lesões mecânicas (Tab. 4). Não foram observadas diferenças na
lesão causada pela punctura com o desenvolvimento das larvas quando comparada
às provocadas com o ferimento artificial.
Incidência de microrganismos da
podridão-ácida em bagas (%)
100
80
60
40
a
20
a
bc
c
b
c
c
c
M
FA
T
0
ME + P
M+P
FA + P
P
ME
Tratamentos
Figura 14. Porcentagem (%) de bagas da cultivar ‘Itália’ (Vitis vinifera L.) infectadas por
microrganismos da podridão-ácida após lesão causada por Anastrepha
fraterculus e ferimento artificial em laboratório (T 24±2 ºC; fotofase 12
horas). Onde: ME + P (moscas esterilizadas + patógeno); M + P (moscas
+ patógeno); FA + P (ferimento artificial + patógeno); P (patógeno); ME
(moscas esterilizadas); M (moscas); FA (ferimento artificial); T
(testemunha).
50
O tratamento ‘P’ apresentou incidência inferior a 10,0%, não diferindo da
testemunha (Fig. 14). Este resultado demonstra que as bactérias e leveduras
causadoras da podridão-ácida necessitam de ferimentos para iniciar processos de
infecção (ALFENAS; MAFIA, 2007). Segundo Hespanhol-Viana et al. (2007), a
cultivar ‘Itália’ apresenta uma certa fragilidade na região da baga onde ocorre a
inserção do pedicelo. Esta fragilidade pode ter condicionado a ocorrência de lesões
neste local no momento de individualização das bagas pelo pedicelo via tesoura, o
que explicaria a incidência (9,0%) de podridão-ácida na testemunha ‘T’.
3.3.4 Análise conjunta
Nos tratamentos onde foi realizada a aplicação dos patógenos B. cinerea, G.
cingulata e bactérias e leveduras da podridão-ácida, a resposta aos ferimentos
causados pela punctura de A. fraterculus esterilizadas diferiu das não esterilizadas, de
modo que ‘ME + P’ apresentou um acréscimo significativo na incidência de bagas
com B. cinerea, o mesmo não ocorrendo para a podridão-ácida.
A associação de tefritídeos com simbiontes, principalmente bactérias, ocorre
em todas as fases de desenvolvimento do inseto, apresentando regiões do trato
digestivo
anatomicamente
adaptadas
para
hospedar
estes
microrganismos
(CHRISTENSON; FOOTE, 1960; BATEMAN, 1972; ALUJA, 1994). Durante a
oviposição, as bactérias presentes no final do trato digestivo entram em contato com
a superfície dos ovos das moscas-das-frutas, penetrando nestes através da
micrópila e alojando-se nos cecos gástricos do embrião (CHRISTENSON; FOOTE,
1960; BATEMAN, 1972). Dessa forma, estes microrganismos degradam os tecidos
da fruta ovipositada, sintetizando aminoácidos e proteínas (MURILLO et al., 1990;
ALUJA, 1994). O acréscimo na incidência de B. cinerea pode ser explicado em razão
da diminuição da competição por substrato para o desenvolvimento do fungo em
razão da esterilização de A. fraterculus em ‘ME + P’, diminuindo a atividade de
microrganismos que mantinham relações mutualísticas com as larvas (PEREZ,
1983).
Em condições de campo, o desenvolvimento de infecções causadas por
outros microrganismos, como por exemplo, B. cinerea, pode ocorrer de modo
simultâneo com a podridão-ácida sobre os mesmos cachos, mas não sobre as
mesmas bagas, pois o ácido acético produzido nas bagas infectadas pela podridão-
51
ácida inibe a germinação dos esporos e o crescimento do fungo (GRAVOT et al.,
2001).
Do mesmo modo, o aumento da incidência da podridão-ácida em ‘M + P’ em
relação à ‘ME + P’ provavelmente é devido à população de microrganismos já
existentes no trato digestivo de A. fraterculus, incluindo leveduras e bactérias
(BATEMAN, 1972; DREW; COURTICE; TEAKLE, 1983; MURILLO et al., 1990;
MARTINEZ et al., 1994; KUZINA et al., 2001) que contribuiriam com a degradação
dos tecidos e, por consequência, no aumento das infecções das bagas pela
podridão-ácida.
Ao se comparar as lesões decorrentes da punctura de oviposição de A.
fraterculus com ferimentos artificiais, observa-se que ‘FA + P’ apresentou maior
incidência de bagas com o mofo-cinzento e podridão-ácida, sendo superior na
primeira (mofo-cinzento) e igualando-se as lesões de puncturas de oviposição para a
segunda (podridão-ácida). Já para G. cingulata, ‘ME + P’ e ‘M + P’ apresentou
porcentagem de penetração superior à ‘FA + P’. Isso demonstra que, para
penetração em bagas de uva ‘Itália’ por G. cingulata, a ocorrência de ferimentos
artificiais é inferior aos ferimentos causados pela punctura de oviposição de A.
fraterculus, esterilizadas ou não. A cultivar ‘Itália’ apresentou maior suscetibilidade aos
patógenos na presença de ferimento artificial e de lesões oriundas dos ferimentos de
oviposição de A. fraterculus esterilizadas ou não, quando comparados às bagas que
sofreram apenas a pulverização de patógenos (‘P’) ou ausência de ferimentos (Tab.
4).
Tabela 4. Porcentagem de bagas infectadas com patógenos na presença e ausência
de danos causados pela oviposição de Anastrepha fraterculus e ferimentos
artificiais na incidência de Botrytis cinerea, Glomerella cingulata e bactérias e
leveduras da podridão-ácida.
Patógeno
Ferimento
Botrytis cinerea
Glomerella cingulata
Podridão-ácida
Presença
59,0±3,54 Ab *
82,5±2,34
Aa
19,9±1,94 Ac
Ausência
16,0±1,55 Bb
59,5±3,27
Ba
10,0±2,10 Bc
* Letras maiúsculas iguais nas colunas e minúsculas iguais nas linhas não diferem entre si pelo teste
de Tukey a 5% de significância.
Esta resposta foi observada para os três patógenos reforçando que a
presença de bagas íntegras reduz de forma significativa a incidência de doenças,
52
indicando a importância da adoção de práticas de manejo que mantenham a
integridade das bagas visando à redução na incidência de podridões nos cachos.
Analisando os danos de A. fraterculus esterilizadas com posterior pulverização
dos patógenos ‘ME + P’, verifica-se que estas lesões não apresentaram diferença
estatística (p>0,05) na incidência de G. cingulata quando comparado a ‘M + P’. No
entanto, ‘ME + P’ resultou em aumento na incidência de bagas infectadas com
bactérias e leveduras da podridão-ácida e B. cinerea (Tab. 5).
Tabela 5. Efeito da punctura realizada por moscas esterilizadas (ME + P) e não
esterilizadas (M + P) sobre a incidência (%) de Botrytis cinerea, Glomerella.
cingulata e bactérias e leveduras da podridão-ácida em bagas de uva da
cultivar ‘Itália’ com aplicação dos patógenos.
Tratamento
Patógeno
Botrytis cinerea
Podridão ácida
ME + P
51,5±3,90
Ab *
97,0±1,09
Aa
24,0±0,92
Ac
M+P
32,5±4,61
Bb
94,0±1,12
Aa
11,0±2,68
Bc
A constatação de que somente as lesões causadas pelas puncturas (‘ME’)
ampliam a incidência destas doenças é importante, pois muitas vezes A. fraterculus
realiza somente a punctura nas bagas, sem depositar ovos devido à “picada de
prova” (ZART; BOTTON; FERNANDES, 2011). Dessa forma, a punctura de A.
fraterculus aliada à presença de microrganismos fitopatogênicos contribui de forma
significativa para as infecções nos parreirais. Além disso, este fato limitaria o
emprego de inseticidas reguladores de crescimento como agentes letais em iscas
tóxicas visando à inibição do desenvolvimento das larvas como estratégia de
controle na cultura, uma vez que os mesmos não inibem a oviposição (NAVARROLLOPIS et al., 2007; ALEMANY et al., 2008; NAVARRO-LLOPIS et al., 2010).
Na comparação dos danos causados por A. fraterculus esterilizadas ou não com
os ferimentos artificiais, observou-se que as lesões se equivaleram na incidência de
doenças não havendo diferença significativa entre ‘M’, ‘ME’ e ‘FA’ para os patógenos
B. cinerea e G. cingulata. Embora estes tratamentos não tenham diferido de ‘T’ é
importante salientar que em cultivares de uva de mesa próximas à maturação,
principalmente as de polpa branca e epiderme clara, destinadas ao consumo in
natura ou ao processamento, os ferimentos causados por A. fraterculus são visíveis e
53
depreciam comercialmente os frutos (SORIA, 1985; HAJI; ALENCAR; BARBOSA,
2001; BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003, HABIBE et al., 2006; CHAVARRIA et al.,
2009; ZART; FERNANDES; BOTTON, 2009). No caso de uvas para processamento,
considera-se de maneira geral que as cultivares pertencentes a este grupo são
pouco danificadas por A. fraterculus (BOTTON; HICKEL; SORIA, 2003).
Neste
experimento,
características
como
compacidade
dos
cachos,
proximidade das bagas, comprimento do pedicelo e do “pincel”, tamanho e peso das
bagas não foram avaliadas, entretanto, estas características também influenciam
nos processos de infecção e desenvolvimento das doenças de cachos em parreirais
(COLAPIETRA; TARRICONE; TAGLIENTE, 1995; GARRIDO; SÔNEGO, 2005;
HESPANHOL-VIANA et al., 2007). Experimentos de campo utilizando métodos
similares aos empregados neste experimento são sugeridos a fim de considerar
também estes fatores.
Características próprias dos patógenos resultaram em perdas (% de bagas
com infecção) diferenciadas, de modo que a média de bagas infectadas nos
tratamentos onde foram utilizadas bactérias e leveduras da podridão-ácida (17,5%)
foi menor em relação à B. cinerea (48,2%) e G. cingulata (76,7%) (Tab. 6).
Tabela 6. Porcentagem de bagas de uva da cultivar ‘Itália’ infectadas com Botrytis
cinerea, Glomerella cingulata e bactérias e leveduras da podridão-ácida nos
tratamentos que receberam pulverização com os patógenos.
Pulverização
Patógeno
Botrytis cinerea
Podridão-ácida
Presença
48,2±3,04 Ab *
76,7±2,57
Aa
17,5±1,97 Ac
Ausência
5,6±0,81
7,5±1,14
Bbc
10,0±0,79 Ba
Bc
Em condições de campo, onde o objetivo é reduzir as perdas causadas por A.
fraterculus, os danos nas bagas seriam limitados às lesões de puncturas, podendo
evoluir para galerias dependendo do estágio de maturação (ZART; BOTTON;
FERNANDES, 2011). No entanto, com os resultados deste trabalho, deve ser
considerado que, além do dano direto, existe a possibilidade da dispersão de
patógenos aderidos ao ovipositor ou outras porções do corpo de A. fraterculus. Devido
à elevada incidência de A. fraterculus nas regiões produtoras do Sul do Brasil (SCOZ
54
et al., 2006; NONDILLO et al., 2007; CHAVARRIA et al., 2009; ZART; FERNANDES;
BOTTON, 2009) coincidindo com a época de colheita da cultivar ‘Itália’, considera-se
fundamental o manejo da espécie e das doenças de forma integrada (ZART;
BOTTON; FERNANDES, 2011). Embora, no caso de B. cinerea e G. cingulata exista a
disponibilidade de fungicidas para o controle dos patógenos permitindo reduzir os
prejuízos (LATORRE; SPADARO; RIOJA, 2002; KIM; XIAO, 2010), para a podridãoácida, esta ferramenta não está disponível, sendo importante o manejo dos agentes
causadores de lesões para reduzir os prejuízos causados nos parreirais.
3.4 Conclusões
Injúrias causadas pela oviposição de A. fraterculus em bagas de uva da cultivar
‘Itália’ (V. vinifera L.) e ferimentos mecânicos favorecem a penetração de B. cinerea, G.
cingulata e bactérias e leveduras causadoras da podridão-ácida.
A punctura de A. fraterculus facilita a penetração de B. cinerea e de
microrganismos causadores da podridão-ácida da mesma forma que um ferimento
artificial, porém potencializa a infecção de G. cingulata.
55
4 Conclusões Gerais
Adultos de A. fraterculus transportam esporos de Cladosporium spp., Botrytis cinerea
Pers.: Fr., Colletotrichum spp. e Penicillium spp causadores de podridões dos cachos na
cultura videira.
Injúrias causadas pela oviposição de A. fraterculus em bagas de uva da cultivar
‘Itália’ (V. vinifera L.) e ferimentos mecânicos favorecem a penetração de B. cinerea,
Glomerella cingulata e bactérias e leveduras causadoras da podridão-ácida.
A punctura de A. fraterculus facilita a penetração de B. cinerea e de
microrganismos causadores da podridão-ácida da mesma forma que um ferimento
artificial, porém potencializa a infecção de G. cingulata.
56
5 Referências
ABRUNHOSA, L.; PATERSON, R. R. M.; KOZAKIEWICZ, Z.; LIMA, N.; VENANCIO,
A. Mycotoxin production from fungi isolated from grapes. Letters in Applied
Microbiology, v.32, p.240-242, 2001.
AGROFIT: Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento. 2011. Disponível
em: <www.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons>. Acesso em: 16 jul.
2011.
ALEMANY, A.; GONZÁLEZ, A.; JUAN, A.; TUR, C. Evaluation of a chemosterilization
strategy against Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) in Mallorca island (Spain).
Journal of Applied Entomology, v.132, n.9, p.746-752, 2008.
ALEXANDRE, F. A.; FARIA, J. de A. F.; CARDOSO, C. F. Avaliação da eficiência da
radiação ultravioleta na esterilização de embalagens plásticas. Ciência e
Agrotecnologia, Lavras, v.32, n.5, p.1525-1530, 2008.
ALFENAS, A. C.; MAFIA, R. G. Métodos em Fitopatologia. Editora UFV, 2007,
123p.
ALLEN, T. C. Bacteria producing rot of apple in association with the apple maggot,
Rhagoletis pommonella. Phytopathology, Saint Paul, v.21, p.338, 1931.
ALTMAYER, B.; EICHORN, K. W.; PLAPP, R. Analysis of patulin in grape juices and
wine. Zeitschrift fur Lebensmittel-Untersuchung und Forschung, Berlin, v.175,
n.3, p.175-178, 1982.
ALUJA, M. Bionomics and management of Anastrepha. Annual Review of
Entomology, v.39, p.155-78, 1994.
ALUJA, M.; PINERO, J.; JÁCOME, I.; DIAZ-FLEISCHER, F.; SIVINSK, J. Behavior of
flies in the Genus Anastrepha (Trypetinae: Toxotrypanini). In: ALUJA, M.; NORBOM, A.
(Eds.) Fruit flies (Tephritidae): Phylogeny and Evolution of Behavior. p.375-406,
Boca Raton: CRC Press, 2000.
AZEVEDO FILHO, W. S. de; CASTRO, L. A. S. de; BOTTON, M.; NAVA, D. E.
Técnicas de preparação de amostras para estudos de insetos com
microscópio eletrônico de varredura. Pelotas: Embrapa Clima Temperado, 2008.
34p. (Documentos, 230).
BARATA, A.; SANTOS, S.; MALFEITO-FERREIRA, M.; LOUREIRO, V. Fruit flies
(Drosophila sp.) are essential to the development of sour rot in grapes. In: 2º
International Symposium “Micro Safety Wine”- Martina França, Itália. 2009.
57
BARNETT, H. L.; HUNTER, B. B. Ilustrated genera of imperfect fungi. 4 ed. Saint
Paul: APS Press, 1999. 218p.
BARTLETT, M. S. Properties of sufficiency and statistical tests. Proceedings of the
Royal Statistical Society Series, v.160, p.268-282, 1937.
BATEMAN, M. A. The ecology of fruit flies. Annual Review of Entomology, v.17,
p.493-518, 1972.
BATTILANI, P.; PIETRI, A.; BERTUZZI, T.; LANGUASCO, L.; GIORNI, P.;
KOZAKIEWICZ, Z. Occurence of ochratoxin a producing fungi in grape grow in Italy.
Journal of Food Protection, v.66, p.633-636, 2003.
BECCI, P. J.; HESS, F. G.; JOHNSON, W. D.; GALLO, M. A.; BABISH, J. G.;
DAILEY, R. E.; PARENT, R. A. Long-term carcinogenicity and toxicity studies of
patulin in the rat. Journal of Applied Toxicology, Chichester, v.1, p.256-261,1981.
BELLÍ, N.; MARÍN, S.; DUAIGÜES, A.; RAMOS, A. J.; SANCHIS, V. Ochratoxin a in
wines, musts and grape juices from Spain. Journal of the Science of Food and
Agriculture, London, v.84, p.591-594, 2004.
BERTON, O.; SANTOS, J. P. dos; DENARDI, F. Relação entre danos de mosca-dasfrutas e a incidência de podridão-amarga em frutos de macieira. In: ENCONTRO
NACIONAL SOBRE FRUTICULTURA DE CLIMA TEMPERADO, Fraiburgo, 8.
Anais..., Caçador: Epagri, v.2, 2005. 81p.
BISOTTO-DE-OLIVEIRA, R.; REDAELLI, L. R.; SANT’ANA, J.; COVER, C.;
BOTTON, M. Ocorrência de Cryptoblabes gnidiella (Millière) (Lepidoptera: Pyralidae)
relacionada à fenologia da videira em Bento Gonçalves, RS. Neotropical
Entomology, v.36, n.4, p.555-559, 2007.
BLAKEMAN, J. P.; HORNBY, D. The persistence of Colletotrichum coccodes and
Mycosphaerella ligulicola in soil, with special reference to sclerotia and conidia.
Transactions of the British Mycological Society, v.49, p.227-240, 1966.
BOMPEIX, G.; GOEFFIC, M.; GREFFIER, P. Lute contre les pourritures dês pêches
à Monilia spp., Botrytis sp. et Rhizopus sp. Fruits, v.34, p.423-430, 1979.
BOTTON, M.; HICKEL, E. R.; SORIA, S. de J. Pragas. In: FAJARDO, T. V. M. (Ed.).
Uvas para processamento: fitossanidade. Brasília: Embrapa Informação
Tecnológica, 2003, p.82-107. (Frutas do Brasil, 35).
BOTTON, M.; LORINI, I.; AFONSO, A. P. S. Ocorrência de Sitophilus zeamais Mots.
(Coleoptera: Curculionidae) danificando a cultura da videira no Rio Grande do Sul.
Neotropical Entomology, v.34, n.2, p.355-356, 2005.
BRICEÑO, E. X.; LATORRE, B. A. Outbreaks of Cladosporium rot associated with
delayed harvest wine grapes in Chile. Plant Disease, v.91, p.1060-1060, 2007.
BRICEÑO, E. X.; LATORRE, B. A.; BORDEU, E. Effect of Cladosporium rot on the
composition and aromatic compounds of red wine. Spanish Journal of Agricultural
Research, v.7, n.1, p.119-128, 2009.
BUDIA, F.; VINUELA, E. Effects of cyromazine on adult Ceratitis capitata (Diptera:
Tephritidae) on mortality and reproduction. Journal of Economic Entomology, v.89,
n.4, p.826-831, 1996.
58
BULIT, J.; DUBOS, B. Botrytis bunch rot and blight. In: PEARSON, R. C.; GOHEEN,
A. C. (Eds.). Compendium of grape diseases. Saint Paul: APS Press, 1990. p.1315.
BURK, T. Behavior ecology of mating in the Caribbean fruit flies, Anastrepha suspensa
(Loew) (Diptera: Tephritidae). Florida Entomologist, v.66, p.330-344, 1973.
CALDAS, G. M. M.; OLIVEIRA, R. C. de; TESSMANN, D. J.; MACHINSKI JUNIOR,
M. Ocorrência de patulina em uva fina (Vitis vinifera L. cv. “Rubi”) com sinais de
podridão ácida. Ciência Rural, Santa Maria, v.38, n.1, 2008.
CAMILI, E. C.; BENATO, E. A.; PASCHOLATI, S. F.; CIA, P. Vaporização de ácido
acético para o controle pós-colheita de Botrytis cinerea em uva ‘Itália’. Revista
Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v.32, n.2, p.436-443, 2010.
CARTER, W. Insects in relation to plant disease. Wiley-Interscience. 1973. 759p.
CASAÑA-GINER, V.; GANDIA-BALAGUER, A.; MENGOD-PUERTA, C.; PRIMOMILLO, J.; PRIMO-YUFERA, E. Insect growth regulators as chemosterilants for
Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae). Journal of Economic Entomology, v.92, n.2,
p.303-308, 1999.
CASTRO, L. A. S. de. Processamento de amostras para microscopia eletrônica
de varredura. Pelotas: Embrapa Clima Temperado, 2002. 37p. (Documentos, 93).
CAYOL, J. P.; CAUSSE, R.; LOUIS, C.; BARTHES, J. Medfly Ceratitis capitata
Wiedemann (Dipt., Trypetidae) as a rot vector in a laboratory conditions. Journal
Applied Entomology, v.117, p.338-343,1994.
CHARDONNET, C. O.; SAMS, C. E.; TRIGIANO, R. N.; CONWAY, W. S. Variability
of three isolates of Botrytis cinerea affects the inhibitory effects of calcium on this
fungus. Phytopathology, Sanit Paul, v.90, n.7, p.769-774, 2000.
CHAVARRIA, G.; SANTOS, H. P. dos. Manejo de videiras sob cultivo protegido.
Ciência Rural, Santa Maria, v.39, n.6, p.1917-1924, 2009.
CHAVARRIA, G.; SANTOS, H. P.; SÔNEGO, O. R.; MARODIN, G. A. B.;
BERGAMASCHI, H.; CARDOSO, L. S. Incidência de doenças e necessidade de
controle em cultivo protegido de videira. Revista Brasileira de Fruticultura,
Jaboticabal, v.29, n.3, p.477-482, 2007.
CHAVARRIA, G.; ZART, M.; BOTTON, M.; SANTOS, H. P. dos; MARODIN, G. A. B.
Flutuação populacional de adultos de Anastrepha fraterculus (Wied.) em cultivo
protegido e convencional de videira. Revista Brasileira de Fruticultura,
Jaboticabal, v.31, n.3, p.725-731, 2009.
CHRISTENSON, L. D.; FOOTE, R. H. Biology of fruit flies. Annual Review of
Entomology, v.5, p.171-192, 1960.
COERTZE, S.; HOLZ, G.; SADIE, A. Germination and establishment of infection on
grape berries by single airborne conidia of Botrytis cinerea. Plant Disease, v.85, p.668677, 2001.
COLAPIETRA, M.; TARRICONE, L.; TAGLIENTE, G. Determinazione delle
caratteristiche morfo-produttive dei vitigni di uva da tavola. L’Informatore Agrario,
Verona, v.51, n.49, p.5-34. 1995.
59
COLOMBO, L. A.; ASSIS, A. M. de; SATO, A. J.; TESSMANN, D. J.; GENTA, W.;
ROBERTO, S. R. Produção fora de época da videira ‘BRS Clara’ sob cultivo
protegido. Ciência Rural, Santa Maria, v.41, n.2, p.212-218, 2011.
COMMÉNIL, P.; BELINGHERI, L.; BAUW, G.; DEHORTHER, B. Molecular
characterization of a lipase induced in Botrytis cinerea by components of grape berry
cuticle. Physiological and Molecular Plant Pathology, London, v.55, n.1, p.37-43,
1999.
COMMÉNIL, P.; BRUNET, L.; AUDRAN, J. The development of the grape berry
cuticle in relation to susceptibility to bunch rot disease. Journal of Experimental
Botany, Oxford, v.48, n.313, p.1599-1607, 1997.
CORNELIUS, M. L.; DUAN, J. J.; MESSING, R. H. Volatile host fruit odors as
attractants for the Oriental fruit fly (Diptera: Tephritidae). Journal of Economic
Entomology, v.93, n.1, p.93-100, 2000.
COZZI, G.; PASCALE, M.; PERRONE, G.; VISCONTI, A.; LOGRIECO A. Effect of
Lobesia botrana damages on black aspergilli rot and ochratoxin a content in grapes.
International Journal of Food Microbiology, v.111, p.S88-S92, 2006.
DAVENPORT, R. R. Microecology of yeasts and yeast like organisms associated
with an English vineyard. Vitis, v.13, p.123-130, 1974.
DENARDI, F.; BERTON, O.; SPENGLER, M. M. Resistência genética à podridão
amarga em maçãs, determinadas pela taxa de desenvolvimento da doença em
frutos com e sem ferimentos. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v.25,
n.3, p.494-497, 2003.
DREW, R. A. I.; COURTICE, A. C.; TEAKLE, D. S. Bacteria as a natural source of
food for adult fruit flies (Diptera: Tephritidae). Oecologia, Berlim, v.60, p.279-284,
1983.
DUBOS, B. L’utilisation des Trichoderma comme agent de lutte biologique a l’egard
de deux parasites aeriens : Chondrostereum purpureum (Pers. ex Fr.) pouzar (plomb des
arbres fruitiers) et Botrytis cinerea Pers. (pourriture grise de la vigne). L’emploi
dénnemis naturels dans la protection des cultures, Journée d’information INRA –
SPV, Versailles, p.35-49, 1985.
EICHHORN, K. W.; LORENZ, D. H. Phaenologische Entwicklungsstadien der Rebe.
European and Mediterranean Plant Protection Organization, Paris, v.14, n.2,
p.295-298, 1984.
ELAD, Y. Biological control grape grey mould by Trichoderma harzianum. Crop
Protection, v.13, p.35-38, 1994.
ENGELBRECHT, R.; HOLZ, G.; PRINGLE, K. L. Occurrence of fruit-decaying fungi
on adult male Mediterranean fruit flies (Ceratitis capitata) captured in orchards and
adjacent vineyards. South African Journal of Enolology and Viticulture, v.25,
p.48-53, 2004.
FERMAUD, M.; LE MENN, R. Transmission of Botrytis cinerea to grapes by grape berry
moth larvae. Phytopathology, v.82, p.1393-1398, 1992.
FERNANDEZ, M. R. Manual para laboratório de fitopatologia. Passo Fundo:
Embrapa-CNPT, 1993. (Documentos, 6).
60
FORMOLO, R.; RUFATO, L.; BOTTON, M.; MACHOTA Jr., R. Diagnóstico da área
cultivada com uva fina de mesa (Vitis vinifera L.) sob cobertura plástica e do manejo de
pragas. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v.33, n.1, p.103-110, 2011.
FORSTER, L. M. Vision and prey-catching strategies in jumping spiders. American
Scientist, v.70, p.165-175, 1982.
FREIRE, L. M. M.; FREIRE, J. M.; CALDART, V. Z. Transformação na estrutura
produtiva dos viticultores da Serra Gaúcha: 1985- 1991. Bento Gonçalves:
EMBRAPA-CNPUV, 1992. 44p. (Documentos, 7).
FROBISHER Jr., M. Studies upon the relationship between surface tension and the
action of desinfectants, with special reference to hexylresorcinol. Journal of
Bacteriology, v.13, n.3, p.163-182, 1927.
GABLER, M.; SMILANICK, F.; MANSOUR, J. L.; RAMMING, D. W.; MACKY, D. E.
Correlations of morphological, anatomical, and chemical features of grape berries
with resistance to Botrytis cinerea. Phytopathology, v.93, p.1263-1273, 2003.
GALLOTTI, G. J. M.; GRIGOLETTI JÚNIOR, A. Doenças fúngicas da videira e seu
controle no estado de Santa Catarina. Empresa Catarinense de Pesquisa
Agropecuária, Florianópolis, n.51, p.1-46, 1990. (Boletim Técnico)
GARRIDO, L. da R.; SÔNEGO, O. R. Podridão da uva madura ou podridão de
Glomerella – biologia, epidemiologia e controle. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e
Vinho, 2004. 10p. (Circular Técnica, 52).
GARRIDO, L. da R.; SÔNEGO, O. R. Podridão cinzenta da uva: epidemiologia,
sintomatologia e controle. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e Vinho, 2005. 7p.
(Circular Técnica, 59).
GARRIDO, L. R.; BOTTON, M.; MELLO, G. W.; FAJARDO, T. V. M.; NAVES, R. de
L. Guia de identificação de doenças, pragas e deficiências nutricionais na
cultura da videira. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e Vinho, 2008. 78p.
GENTA, W.; TESSMANN, J. D.; ROBERTO, R. S.; VIDA, J. B.; COLOMBO, L. A.;
SCAPIN, C. R.; RICCE, W. da S.; CLOVIS, L. R. Manejo de míldio no cultivo
protegido de videira de mesa 'BRS Clara'. Pesquisa Agropecuária Brasileira,
Brasília, v.45, n.12, p.1388-1395, 2010.
GIOVANNINI, E. Produção de uvas para vinho, suco e mesa. Porto Alegre:
Renascença, 1999. p.302-303.
GRAVOT, E.; BLANCARD, D.; FERMAUD, M.; LONVAUD, A.; JOYEUX, A. La
pourriture acide. I. Étiologie: recherché de causes de cette pourriture dans le
vignoble bordelaise. Phytoma, v.543, p.36-39, 2001.
GRAY, S. M.; BANERJEE, N. Mechanisms of arthropod transmission of plant and
animal viruses. Microbiology and Molecular Biology Reviews, v.63, n.1, p.128148, 1999.
GUBLER, W. D. Control of Botrytis bunch rot of grape with canopy management.
Plant Disease, v.71, n.7, p.599-601, 1987.
HABIBE, T. C.; VIANA, R. E.; NASCIMENTO, A. S.; PARANHOS, B. A. J.; HAJI, F.
N. P.; CARVALHO, R. S.; DAMASCENO, I. C.; MALAVASI, A. Infestation of grape
Vitis vinifera by Ceratitis capitata in sub-medium Sao Francisco, Bahia, Brazil. In:
INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON FRUIT FLIES OF ECONOMIC IMPORTANCE,
61
7., 2006, Salvador. Annals… Biofábrica Moscamed, Fruit Flies of Economic
Importance: From basic to applied knowledge, 2006. p.183-185.
HAJI, F. N. P.; ALENCAR, J. A.; BARBOSA, F. R. Pragas In: LEÃO, P. C. S. M.
(Ed.). Uva de Mesa: produção. Brasília: Embrapa Informação Tecnológica, 2001,
p.82-89.
HEATH, R. R.; EPSKY, N. D.; BLOEM, S.; BLOEM, K.; ACAJABON, F.; GUZMAN,
A.; CHAMBERS, D. pH effect on the attractiveness of a corn hydrolisate to the
Mediterranean fruit fly and several Anastrepha species (Diptera: Tephritidae). Journal
of Economic Entomology, v.87, n.4, 1994.
HENDRICHS, J.; COOLEY, S.; PROKOPY, R. J. Post-feeding bubbling behavior in
fluid feeding Diptera: concentration of crop contents by oral evaporation of excess
water. Physiological Entomology, v.17, p.153-161, 1992.
HENDRICHS, J.; PROKOPY, R. J. Food foraging behavior of frugivorous fruit flies.
In: CALKINS, C. O.; KLASSEN, W.; LIEDO, P. (Eds.) Fruit flies and the Sterile
Insect Technique. p.37-55. CRC Press, Boca Raton, 1994.
HESPANHOL-VIANA, L.; POMMER, C. V.; VIANA, A. P.; CAMPOSTRINI, E.
Avaliação da aderência ao pedicelo das bagas de algumas variedades de uva de
mesa. Jornal da Fruta, Lages, v.15, n.192, p.2-3. 2007.
HICKEL, E. R.; SCHUCK, E. Infestação e danos do gorgulho-do-milho em videira.
Revista Agropecuária Catarinense, Florianópolis, v.18, n.1, p.49-52, 2005.
HUMERES, E.; CRUZ, I. B. M. da; OLIVEIRA, A. K. de. Age and time exposurerelated toxicity of fenthion to male and female Anastrepha fraterculus (Wied.) (Diptera:
Tephritidae). Anais Sociedade Entomológica do Brasil, v.28, n.2, p.285-292,
1999.
JIMÉNEZ, M. L.; TEJAS, A. Variación temporal de la araneofauna en frutales de la
Región del Cabo, Baja California Sur, México. The Southwestern Entomologist,
v.21, n.3, p.331-335, 1996.
JEFFRIES, P.; DODD, J. C.; JEGER, M. J.; PLUMBLEY, R. A. The biology and
control of Colletotrichum species on tropical fruit crops. Plant Pathology, London, v.39,
p.343-366, 1990.
KAZI, B. A.; EMMET, R. W.; NANCARROW, N.; PARTINGTON, D. L. Berry infection
and the development if bunch rot in grapes caused by Aspergillus carbonarius. Plant
Pathology, v.57, n.2, p.301-307, 2007.
KIM, Y. K.; XIAO, C. L. Resistance to pyraclostrobin and boscalid in populations of
Botrytis cinerea from stored apples in Washington state. American Phytopathological
Society, v.94, n.5, p.604-612, 2010.
KLASSEN, W. Area-wide integrated pest management and SIT. In: DYCK, V. A.;
HENDRICHS, J.; ROBINSON, A. S. (Eds.). Sterile Insect Technique: Principles
and Practice in Area-Wide Integrated Pest Management 2005. Springer:
Dordrecht, p.39-68, 2005.
KORTE, A.; RUCKET, G. Chromosomal analysis in bone-marrow cells of chinese
hamsters after treatament with mycotoxins. Mutation Research, Amsterdam, v.78,
p.41-50, 1980.
62
KREDICS, L.; ZSUZSANNA, A.; ILONA, D.; MANCZINGER, L.; KEVEI, F.;
ELISABETH, N. Clinical importance of the genus Trichoderma - a review. Acta
Microbiologica et Immunologica Hungarica, v.50, p.105-117, 2003.
KUBRAK, E. M. ; NOVIKOVA, N. V.; ZHANYBAYEVA, D. O.; VARGINA, S. G.
Contamination of food products by mycotoxins in Kyrgyzstan. Eurotox' 95,
Toxicology Letters, Amsterdam, v.1/78, n.51, p.1-81, 1995.
KUZINA, L. V.; PELOQUIM, J. J.; VACEK, D. C.; MILLER, T. A. Isolation and
identification of bacteria associated with adult laboratory mexican fruit flies, Anastrepha
ludens (Dipetra: Tephritidae). Current Microbiology, v.42, p.290-294, 2001.
LATORRE, B. A.; SPADARO, I.; RIOJA, M. E. Occurrence of resistant strains of
Botrytis cinerea to anilinopyrimidine fungicides in table grapes in Chile. Crop
Protection, v.21, p.957-961, 2002.
LEÃO, P. C. D. Principais cultivares de uvas finas de mesa. In: LEÃO, P. C. de S.
(Ed.). Uva de mesa: produção: aspectos técnicos. Brasília: Embrapa Informação
Tecnológica, 2001. 128p. (Frutas do Brasil, 13).
LEONG, S. L.; HOCKING, A. D.; PITT, J. I.; KAZI, B. A.; EMMETT, R. W.; SCOTT, E.
S. Australian research on ochratoxigenic fungi and ochratoxin A. International
Journal of Food Microbiology, v.111, p.S10-S17, 2006.
LOUIS, C.; GIRARD, M.; KUHL, G.; LOPEZ-FERBER, M. Persistence of Botrytis
cinerea in Its Vector Drosophila melanogaster. Phytopathology, v.86, p.934-939, 1996.
LOUIS, C.; LOPEZ-FERBER, M.; KUHL, G.; ARNOUX, M. Importance des
drosophiles comme “mouches des fruits” (Drosophila as a fruit fly of economic
importance). In: CAVALLORA, R. (Ed). Fruit flies of economic importance.
Balkema, Rotterdam. p.595-602, 1989.
LOUREIRO, V.; MALFEITO-FERREIRA, M. Spoilage yeast in the wine industry.
International Journal of Food Microbiology, Amsterdan, v.86, p.23-50, 2003.
MACHADO, M. A. de C. F.; BETTIOL, W. Potencial para o controle de Botrytis cinerea
por leveduras. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v.45, n.6, p.539-545,
2010.
MACHOTA Jr., R.; BORTOLI, L. C.; TOLOTTI, A.; BOTTON, M. Técnica de criação
de Anastrepha fraterculus (Wied., 1830) (Diptera: Tephritidae) em laboratório
utilizando hospedeiro natural. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e Vinho, 2010. 23p.
(Boletim de Pesquisa e Desenvolvimento, 15).
MAGNOLI, C.; VIOLANTE, M.; COMBINA, M.; PALACIO, G.; DALCERO, A.
Mycoflora and ochratoxin-producing strains of Aspergillus section Nigri in wine grapes
in Argentina. Letters in Applied Microbiology, Oxford, v.37, p.179-184, 2003.
MALAVASI, A.; MORGANTE, J. S.; PROKOPY, R. J. Distribution and activities of
Anastrepha fraterculus (Diptera: Tephritidae) flies on host and nonhost trees. Annals of
the Entomological Society of America, v.76, p.286-292, 1983.
MALAVASI, A.; ZUCCHI, R. A. Moscas-das-frutas de importância econômica no
Brasil: conhecimento básico e aplicado. Ribeirão Preto: Holos, 2000. 327p.
MAROIS, J. J.; BLEDSOE, A. M.; BETTIGA, L. J. Bunch rots. In: CHAIRMAN, D. L.
F. Grape pest management. Oakland: Division of Agricultural and Natural
Resources, 1992. p.63-69.
63
MAROIS, J. J.; BLEDSOE, A. M.; BOSTOCK, R. M.; GUBLER, W. D. Effects of spray
adjuvants on development of Botrytis cinerea on Vitis vinifera berries. Phytopathology,
v.77, n.8, p.1148-1152, 1987.
MAROIS, J. J.; NELSON, J. K.; MORRISON, J. C.; LILE, L. S.; BLEDSOE, A. E. The
influence of berry contact within grape clusters on the development of Botrytis cinerea
and epicuticular wax. American Journal of Enology and Viticulture, v.37. n.4,
p.293-296, 1986.
MARTINEZ, A. J.; ROBACKER, D. C.; GARCIA, J. A.; ESAU, K. L. Laboratory and
field attraction of the mexican fruit fly (Diptera : Tephritidae) to metabolites of
bacterial species. Florida Entomologist, v.77, n.1, p.117-126, 1994.
MARTINEZ, J.; MORENO, D. S. Effect of cyromazine on the oviposition of mexican
fruit fly (Diptera - Tephritidae), in the laboratory. Journal of Economic Entomology,
v.84, n.5, p.1540-1543, 1991.
MASCARI, T. M.; MITCHELL, M. A.; ROWTON, E. D.; FOIL, L. D. Evaluation of
novaluron as a feed-through insecticide for control of immature sand-flies (Diptera:
Psychodidae). Journal of Medical Entomology, v.44, p.714-717, 2007.
MELLO, L. M. R. de. Vitivinicultura Brasileira: Panorama 2010. Artigos Técnicos.
EMBRAPA/CNPUV, Bento Gonçalves, 2011. Disponível em: <http://
www.cnpuv.embrapa.br/publica/artigos/prodvit2010[1].pdf>. Acesso em: 11 mai.
2011.
MELLO, L. M. R. de. Atuação do Brasil no mercado vitivinícola mundial Panorama 2010. Artigos Técnicos. EMBRAPA/CNPUV, Bento Gonçalves, 2010.
Disponível em: <http://www.cnpuv.embrapa.br/publica/artigos/meccextvit2010.pdf>.
Acesso em: 11 mai. 2011.
MENEZES, M.; ASSIS, S. M. P. Guia prático para fungos fitopatogênicos. 2 ed.
Recife: UFRPE, Imprensa Universitária, 2004. 183p.
MEUNIER, M.; STEEL, C. C. Effect of Colletotrichum acutatum ripe rot on the
composition and sensory attributes of ‘Cabernet Sauvignon’ grapes and wine.
Australian Journal of Grape and Wine Research, v.15, n.3, p.223–227, 2009.
MEYER, R. A. Occurrence of mycotoxin patulin in fruit and fruit products.
Lebensmittel Industrie, Munchem, v.25, n.5, p. 224-225, 1978.
MIHOLAND, R. D. Ripe rot. In: PEARSON, R. C.; GOHEEN, A. (Eds.) Compendium
of grape diseases. APS Press, Saint Paul, p.23-24, 1994.
MIKUŠOVÁ, P.; RITIENI, A.; JUHASOVÁ, G.; SROBÁROVÁ, A. Contamination by
moulds of grape berries in Slovakia. Food Additivies & Contaminants: Part A,
v.27, n.5, p.738-747, 2010.
MISHRA, A.; SIRADHANA, B. S. Studies on the survival of sorghum anthracnose
(Colletotrichum graminicola) pathogen. Phillippine Agriculture, v.62, p.149-152, 1979.
MONDY, N.; CHARRIER, B.; FERMAUD, M.; PRACROS, P.; CORIO-COSTET, M F.
A mutualism between a phytopathogenic fungus (Botrytis cinerea) and a vineyard pest
(Lobesia botrana): Positive effects on insect development and oviposition behaviour.
Compte Rendu del’Académie des Sciences de Paris, Life Sciences, v.321,
p.665-671, 1998.
64
MORANDI FILHO, W. J.; BOTTON, M.; GRÜTZMACHER, A. D.; ZANARDI, O. Z.
Efeito de Bacillus thuringiensis e inseticidas químicos no controle de Argyrotaenia
sphaleropa (Meyrick, 1909) (Lepidoptera: Tortricidae) em videira. Arquivos do
Instituto Biológico, São Paulo, v.74, n.2, p.129-134, 2007.
MORENO, D. S.; MARTINEZ, A. J.; RIVIELLO, M. S. Cyromazine effects on the
reproduction of Anastrepha ludens (Diptera - Tephritidae), in the laboratory and in the
field. Journal of Economic Entomology, v.87, n.1, p.202-211, 1994.
MORGANTE, J. S. Moscas-das-frutas (Tephritidae): Características Biológicas,
Detecção e Controle. Boletim técnico de recomendações para os perímetros
irrigados do Vale do São Franscisco. Brasília: Ministério da Agricultura e Reforma
Agrária, 1991, n.2, 19p.
MORTIMER, R.; POLSINELLI, M. On the origins of wine yeast. Research in
Microbiology, v.150, p.199-204, 1999.
MOTA, C. S.; AMARANTE, C. V. T; SANTOS, H. P.; ZANARDI, O. Z.
Comportamento vegetativo e produtivo de videiras ‘Cabernet Sauvignon’ cultivadas
sob cobertura plástica. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v.30, p.148153, 2008.
MURILLO, T.; RIVERA, P.; HERNANDEZ, F.; JIRON, L. F. Indogenous microflora of
the west indies fruit fly, Anastrepha obliqua (Diptera: Tephritidae). Fruits, v.45, n.6,
p.629-631, 1990.
NACHTIGAL, J. C.; BOTTON, M.; SANTOS, H. P. dos.; GARRIDO, L. da R.;
HILLEBRAND, F.; ONSI, G.; BELLÉ, V. Recomendações para produção de uvas
de mesa em cultivo protegido na região da Serra Gaúcha. Bento Gonçalves:
Embrapa Uva e Vinho, 2010. 32p. (Documentos, 70; 281).
NACHTIGAL, J. C.; CAMARGO, U. A. Sistema de Produção de Uva de Mesa no
Norte do Paraná: Cultivares, 2005. Disponível em <http://
sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Uva/MesaNorteParana/
cultivares.htm>. Acesso em 21 jul. 2010.
NAIR, N. G.; EMMETT, R. W.; PARKER, F. E. Some factors predisposing grape
berries to infection by Botrytis cinerea. New Zealand Journal of Experimental
Agriculture, v.16, p.257-263, 1988.
NAVARRO-LLOPIS, V.; DOMÍNGUEZ-RUIZ, J.; ZARZO, M.; ALFARO, C.; PRIMO,
J. Mediterranean fruit fly suppression using chemosterilants for area-wide integrated
pest management. Pest Management Science, v.66, n.5, p.511-519, 2010.
NAVARRO-LLOPIS, V.; SANCHIS, J.; PRIMO-MILLO, J.; PRIMO-YUFERA, E.
Chemosterilants as control agents of Ceratitis capitata (Diptera:Tephritidae) in field
trials. Bulletin of Entomology Research, v.97, p.359-368, 2007.
NAVARRO-LLOPIS, V.; SANCHIS-CABANES, J.; AYALA, I.; CASANA-GINER, V.;
PRIMO-YUFERA, E. Efficacy of lufenuron as chemosterilant against Ceratitis capitata in
field trials. Pest Managent Science, v.60, p.914-920, 2004.
NGUYEN-THE, C. Pourritures dês pêches en conservation par Rhizopus stolonifer.
Etude de l’implication des enzymes de dégradation des parois cellulaires dans
le pouvoir pathogène. Thèse Doctorat. Institut National Agronomique de ParisGrignon. INAPG, Paris. 1985.
65
NONDILLO, A.; ZANARDI, O.; AFONSO, A. P.; BENEDETTI, A. J.; BOTTON, M.
Efeito de inseticidas neonicotinóides sobre a mosca-das-frutas sul-americana
Anastrepha fraterculus (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) na cultura da videira.
BioAssay, v.2, n.9, p.1-9, 2007.
PAPAVIZAS, G. C.; LEWIS, J. A.; ABD-EL MOITY, T. H. Evaluation of new biotypes
of Trichoderma harzianum for tolerance to benomyl and enhanced biocontrol capabilities.
Phytopathology, v.72, p.126-132, 1992.
PEARSON, R. C.; GOHEEN, A. C. Compendium of grape diseases. Saint Paul:
APS, 1990. 93p.
PEREZ, C. A. Efeito de produtos químicos esterilizantes sobre Ceratitis capitata
(Wiedemann, 1824) (Diptera: Tephritidae), seus simbiontes e o predador
Chrysoperla externa (Hagen, 1861) (Neuroptera: Chrysopidae). Piracicaba, 1983.
149p. Dissertação (Mestrado) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”,
Universidade de São Paulo.
PEREZ, M. J. L. Podredumbre gris (Botrytis cinerea Pers.). In: MAPA. Los parasitos de
la vid. Estrategias de protección razonada. p.183-188, 1998.
PERFECT, S. E.; HUGUES, H. B.; O’CONNEL, R. J.; GREEN, J. R. Colletotrichum – A
model genus for studies on pathology and fungal-plant interactions. Fungal
Genetics and Biology, Orlando, v.27, p.186-198, 1999.
PIROZYNSKI, K. A.; MALLOCH, D. W. Seeds, spores and stomachs: coevolution in
seed dispersal mutualisms. In: PIROZYNSKI, K. A.; HAWKSWORTH, D. L. (Eds.).
Coevolution of fungi with plants and animals. Academic Press: New York. p.227246, 1998.
PROKOPY, R. J. Feeding, mating and oviposition activities of Rhagoletis fausta in
nature. Annals of the Entomological Society of America, v.69, p.889-904, 1976.
PROKOPY, R. J.; RESILVA, S. S.; VARGAS, R. I. Post-alighting behavior of Ceratitis
capitata on odor-baited traps. Florida Entomologist, v.79, p.422-428, 1996.
PSZCZÓLKOWSKI, P.; LATORRE, B. A.; CEPPI DI LECCO, C. Efecto de los mohos
presentes en uvas cosechadas tardíamente sobre la calidad de los mostos y vinos
‘Cabernet Sauvignon’. Ciencia e Investigación Agraria, Santiago, v.28, p.157-163,
2001.
PUNJA, Z. K.; UTKHEDE, R. S. Using fungi and yeasts to manage vegetable crop
diseases. Trends Biotechnology, v.21, p.400-407, 2003.
RIBEIRO, L. G. Principais pragas da macieira: mosca-das-frutas (Anastrepha
fraterculus). In: BONETI, J. I. da S.; RIBEIRO, L. G.; KATSURAYAMA, Y. Manual de
identificação de doenças e pragas da macieira. Florianópolis: Epagri, 1999. p.97102.
RINGENBERG, R.; BOTTON, M.; GARCIA, M. S.; AMORIM, F. M.; HAJI, F. N. A
traça-dos-cachos da videira. Cultivar HF, v.35, p.31-33, 2006.
ROBACKER, D. C.; GARCIA, J. A. Responses of laboratory-strain Mexican fruit flies,
Anastrepha ludens to combinations of fermenting fruit odor and male-produced
pheromone in laboratory bioassays. Journal of Chemical Ecology, v.16, p.20272038, 1990.
66
RODRIGUES, M. D. A. Avaliação de atrativos alimentares protéicos para
monitoramento de moscas-das-frutas (Diptera: Tephritidae e Lonchaeidae) nos
sistemas de produção orgânico e convencional de citros. Dissertação Mestrado,
Instituto Biológico, São Paulo, 77p., 2009.
ROMANAZZI, G.; NIGRO, F.; IPPOLITO, A.; VENERE, D. I.; SALERNO, M. Effects
of pre and postharvest chitosan treatments to control storage grey mold of table
grapes. Journal of Food Science, Chicago, v.67, n.5, p.1862-1867, 2002.
ROSIER, J. P. Qualidade dos vinhos da Serra Catarinense: características e
tendências. In: SEMINÁRIO NACIONAL SOBRE FRUTICULTURA DE CLIMA
TEMPERADO, 6˚. 2005, Resumo de Palestras. São Joaquim: Epagri, 2005. p.7275.
SALLES, L. A. B. Bioecologia e controle da mosca-das-frutas sul-americana.
EMBRAPA: CPACT, Pelotas, 1995. 58p.
SALLES, L. A. B. Horário de captura de Anastrepha fraterculus (Wied., 1830) (Diptera:
Tephritidae) em pomar de pessegueiro. Anais da Sociedade Entomológica do
Brasil, v.22, p.105-108, 1993.
SANHUEZA, R. M. V.; SÔNEGO, O. R.; MARCANTONI, G. E. S. Botrytis cinerea,
mofo cinzento da videira. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e Vinho, 1996. 4p.
(Comunicado Técnico, 20).
SANTOS, J. P. dos; CORRENT, A. R.; BERTON, O.; SCHWARZ, L. L.; DENARDI, F.
Incidência de podridão-branca em frutos de macieira com e sem ferimentos. Revista
Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v.30, n.1, p.118-121, 2008.
SARASUA, M. J.; SANTIAGO-ALVAREZ, C. Effect of diflubenzuron on the fecundity
of Ceratitis capitata. Entomologia Experimentalis et Applicata, v.33, n.2, p.223–225,
1983.
SAREMI, H.; BURGESS, L. W.; BACKHOUSE, D. Temperature effects on the
relative abundance of Fusarium species in a model plant-soil ecosystem. Soil Biology
and Biochemistry, v.31, p.941-947, 1999.
SAS INSTITUTE. SAS/STAT User’s guide. Version 9.1. Cary: SAS Institute, 2003.
SCOZ, P. L.; BOTTON, M.; GARCIA, M. S.; PASTORI, P. L. Avaliação de atrativos
alimentares e armadilhas para o monitoramento de Anastrepha fraterculus Wiedemann,
1830) (Diptera: Tephritidae) na cultura do pessegueiro (Prunus persica (L) Batsh).
Idesia, v.24, n.2, p.7-13, 2006.
SELA, S.; NESTEL, D.; PINTO, R.; NEMNY-LAVY, E.; BAR-JOSEPH, M.
Mediterranean fruit fly as a potential vector of bacterial pathogens. Applied and
Environmental Microbiology, Washington, v.71, p.4052-4056, 2005.
SHAPIRO, S. S.; WILK, M. B. An analysis of variance test for normality (complete
samples). Biometrika, v.52, n.3-4, p.591-611, 1965.
SINGH, R. S. Diseases of fruit crops. Enfield: Science Publishers, 2000. 310p.
SIVAN, A.; CHET, I. The possible role of competition between Trichoderma harzianum
and Fusarium oxysporum on rhizosphere colonization. Phytopathology, v.79, p.198203, 1989.
67
SMITH, E.; DUFFUS, E. A.; SMALL, M. H. Effects of patulin on postimplantation rat
embryos. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, New York,
v.25, p.267-270, 1993.
SÔNEGO, O. R.; GARRIDO, L. da R.; GRIGOLETTI Jr., A. Principais doenças
fúngicas da videira no Sul do Brasil. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e Vinho,
2005. 32p. (Circular Técnica, 56).
SORIA, S. de J. A mosca-da-fruta e seu controle. Bento Gonçalves: EMBRAPACNPUV, 1985. 3p. (Comunicado Técnico, 3).
SOUSA, J. S. I. de. Uvas para o Brasil. 2 ed. Piracicaba: FEALQ, 1996. 791p.
SOUZA, J. S. I.; MARTINS, F. P. Viticultura brasileira: principais variedades e suas
características. Piracicaba: FEALQ, 2002. 368p.
SUGAYAMA, R. L.; BRANCO, E. S.; MALAVASI, A.; KOVALESKI, A.; NORA, I.
Oviposition behavior of Anastrepha fraterculus in apple and diel pattern of activities in
apple orchard in Brazil. Entomologia Experimentalis et Applicata, v.83, p.239-245,
1997.
SUGAYAMA, R. L.; MALAVASI, A. Ecologia comportamental. In: MALAVASI, A.;
ZUCCHI, R. A. (Eds.) Moscas-das-frutas de importância econômica no Brasil:
conhecimento básico e aplicado. p.103-108, Ribeirão Preto: HOLOS, 2000.
SYLOS, C. M.; RODRIGUEZ-AMAYA, D. Incidence of patulin in fruits and fruit juices
marketed in Campinas, Brazil. Food Additives and Contaminants, London, v.16,
n.2, p.71-74, 1999.
TAVARES, G. M.; SOUZA, P. E. de. Efeito de fungicidas no controle in vitro de
Colletotrichum gloeosporioides, agente etiológico da antracnose do mamoeiro (Carica
papaya L.). Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v.29, n.1, p.52-59, 2005.
TAVARES, S. C. C. H.; LIMA, M. F.; MELO, N. F. Principais doenças da videira e
alternativas de controle. In: LEÃO, P. C. S.; SOARES, J. M. A viticultura no SemiÁrido brasileiro. Petrolina: Embrapa-CPATSA, 2000. p.293-346. 2000.
TJAMOS, S. E.; ANTONIOU, P. P.; TJAMOS, E. C. Aspergillus spp. distribution,
population composition and ochratoxin a production in wine-producing vineyards in
Greece. International Journal Microbiology, v.111, p.S61-S66, 2006.
TRESCOTT, A. S.; TAMPION, J. Properties of the endopolygalacturonase secreted
by Rhizopus stolonifer. Microbiology, v.80, n.2, p.401-409, 1974.
VAIL, M. E.; MAROIS, J. J. Grape cluster architecture and the susceptibility of berries
to Botrytis cinerea. Phytopathology, v.81, n.2, p.188-191, 1991.
VIRET, O.; KELLER, M.; JAUDZEMS, V. G.; COLE, F. M. Botrytis cinerea infection of
grape flowers: light and electron microscopical studies of infection sites.
Phytopathology, v.94, n.8, p.850-857, 2004.
WARE, A. B. A comparison of fruit fly attractants used in Southern Africa. Sa Vrugte
Joernaal, v.1, n.2, p.45-51, 2002.
WESTHUIZEN, T. V. D.; AUGUSTYN, O.; KHAN, W.; PRETORIUS, I. S.
Geographical distribution of indigenous Saccharomyces cerevisiae strains isolated from
vineyard in the coastel regional of the Western Cape in South Africa. South Africa
Journal for Enology & Viticulture, v.21, p.3-9, 2000.
68
WILLISON, R. S.; DUSTAN, G. G. Fruit flies and fungal wastage in peaches.
Canadian Journal of Agricultural Science, v.36, p.233-240, 1956.
WISE, D. H. Spiders in ecological webs. Cambridge University Press, Cambridge,
1993. 328p.
ZART, M.; BOTTON, M.; FERNANDES, O. A. Injúrias causadas por Anastrepha
fraterculus (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) em cultivares de videira. Bragantia,
Campinas, v.70, n.1, 2011.
ZART, M.; FERNANDES, O. A.; BOTTON, M. Bioecologia e controle da moscadas-frutas sul-americana Anastrepha fraterculus (Diptera: Tephritidae) na cultura
da videira. Bento Gonçalves: Embrapa Uva e Vinho, 2009. 8p. (Circular Técnica,
81).
ZART, M.; FERNANDES, O. A.; BOTTON, M. Biology and fertility life table of the
South American fruit fly Anastrepha fraterculus on grape. Bulletin of Insectology, v.63,
n.2, p.237-242, 2010.
ZUCCHI, R. A. Taxonomia. In: MALAVASI, A; ZUCCHI, R. A. (Eds.). Moscas-dasfrutas de importância econômica no Brasil: conhecimento básico e aplicado.
Ribeirão Preto: Holos, 2000. p.13-24.
ZUCCHI, R. Novas espécies de Anastrepha Schiner, 1868 (Diptera: Tephritidae).
Revista Brasileira de Entomologia, v.23, p.35-41, 1979.

- Sociedade Brasileira de Fruticultura

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