Influência de ambientes e concentrações de sacarose na

Influência de ambientes e concentrações de sacarose na micropropagação
de violeta africana em diferentes tempos de cultivo
Pollyanna Freire Montenegro Agra¹, Michele da Silva Santos², Helder Morais Mendes Barros²,
Ciely Melo Guedes Rodrigues Costa¹, Núbia Pereira da Costa¹ e Américo Perazzo Neto¹
1
Centro de Ciências Agrárias da Universidade Federal da Paraíba, Areia, PB, Brasil ([email protected],
[email protected], [email protected], [email protected])
2
Universidade Federal de Campina Grande, UAEAG/CTRN/UFCG, Campina Grande, PB, Brasil ([email protected],
[email protected])
Resumo - O objetivo deste trabalho foi testar a influência de diferentes ambientes e concentrações de sacarose sobre o
número de brotações por explante da violeta africana. O experimento de multiplicação in vitro foi conduzido no Centro de
Ciências Agrárias da Universidade Federal da Paraíba. Foram testados quatro ambientes e duas concentrações de sacarose
(10 e 20 mg.L-1), aos 60 e 80 dias de cultivo. Aos 60 dias de cultivo, as concentrações de sacarose 10 e 20 mg.L-1
possibilitaram um bom desenvolvimento de brotações, em sala de crescimento e em sala com luz artificial e temperatura
ambiente. Aos 80 dias de cultivo, a maior porcentagem de brotações por explante ocorreu em sala de crescimento. A
concentração de 20 mg.L-1 de sacarose proporciona maior porcentagem de brotações por explante, aos 80 dias de cultivo,
em relação à concentração de 10 mg.L-1, nos ambientes avaliados, exceto em telado. Os ambientes sala de crescimento e sala
com iluminação artificial e temperatura ambiente proporcionam melhor formação de brotações e podem ser usados no
cultivo in vitro da violeta africana.
Palavras-Chave: Saintpaulia ionatha, micropropagação, cultivo in vitro, propagação, explantes
Influence of environments and sucrose concentrations on the micropropagation
of African violet in different cultivation times
Abstract – The objective of this work was to test the influence of different environments and sucrose concentrations on the
number of shoots per explant of African violet. The experiment of in vitro multiplication was carried out at the Center of
Agricultural Sciences of Federal University of Paraiba, Brazil. Four environments and two sucrose concentrations (10 and
20 mg.L-1), at 60 and 80 days of cultivation were tested. At 60 days of cultivation, the sucrose concentrations 10 and 20 mg.L1
allowed a good development of shoots, in growth room. The sucrose concentration of 20 mg.L-1 provides larger porcentage
of shoots per explants, at 80 days of cultivation, in relation to the concentration of 10 mg.L-1, in the environments studied,
except for in greenhouse. The environments growth room and room with natural lighting and temperature provide better
shoots formation and can be used in vitro cultivation of African violet.
Keywords: Saintpaulia ionatha, micropropagation, in vitro cultivation, spread, explants
Introdução
A propagação in vitro é uma técnica bem sucedida e tem
sido bastante utilizada, principalmente, com plantas
ornamentais com muitas vantagens sobre os métodos
convencionais de propagação, permitindo a obtenção em
curto espaço de tempo de um grande número de plantas de
boa qualidade fitossanitária com fidelidade varietal, como
também, a aquisição de mudas em qualquer época do ano
(Fráguas et al., 2002).
No processo de produção de mudas por
micropropagação utilizando técnicas de cultivo in vitro, o
que mais onera são os custos com infraestrutura e energia
elétrica, uma vez que, tradicionalmente nesse processo, os
cultivos permanecem em condições artificiais de
temperatura e fotoperíodo, podendo chegar a levar até alguns
meses nessa condição, havendo assim, elevado consumo de
energia e o emprego de equipamentos sofisticados no
controle das condições ambientais (Standaert de
Metsenaere, 1991; Kodim & Zapata-Arias, 1999).
No processo de cultivo in vitro tradicional, em salas de
crescimento, os cultivos se desenvolvem, geralmente, com o
fornecimento de luz diário de 16h e em temperatura em torno
de 25 ºC, mantidos por luz artificial e ar-condicionado.
Atualmente, vêm se buscando alternativas a essas condições
com a substituição das salas totalmente climatizadas por
Tecnol. & Ciên. Agropec., João Pessoa, v.3, n.3, p.73-76, set. 2009
73
condições ambientais, tais como: uso de luz natural e
temperatura ambiente no cultivo in vitro. Estas alternativas
já foram testadas com sucesso para algumas ornamentais,
como crisântemos e orquídeas (Dignart et al., 2005).
Segundo Grattapaglia & Machado (1998), as culturas in
vitro apresentam uma baixa taxa fotossintética e devido a
isso devem dispor de uma fonte de energia, geralmente,
sacarose. No entanto, elas continuam a depender de luz para
realizar a morfogênese. Essa disponibilidade de luz varia de
acordo com a espécie a ser propagada e com o órgão da
planta utilizado.
A violeta africana (Saintpaulia ionatha) é uma espécie
florífera perene, da família Gesneriaceae, com 125 gêneros e
mais de 2.000 espécies conhecidas (Tombolato et al., 1998).
É uma espécie originária das montanhas de Usambra, na
África, considerada herbácea, com folhas ovais, de
coloração verde-escura e textura aveludada com flores de
diversas cores. É considerada uma das mais populares flores
envasadas para interior (Fráguas et al., 2002). Sua
propagação pode ser realizada por métodos convencionais
ou por cultivo in vitro.
Diante do importante papel da violeta africana no
mercado de comercialização de flores no Brasil, este
trabalho teve como objetivo testar a influência das condições
de cultivo (diferentes ambientes e concentrações de
sacarose) sobre o número de brotações por explantes dessa
ornamental, aos 60 e 80 dias de cultivo.
Material e Métodos
Os experimentos de multiplicação in vitro de violeta
africana foram conduzidos em telado, no Centro de Ciências
Agrárias da Universidade Federal da Paraíba. Foram
utilizadas 10 plantas matrizes adultas de violeta produzidas
por meio da micropropagação. Dessas plantas foram
retiradas 30 folhas utilizadas como fonte de explantes. Após
descontaminação e excisão foram inoculadas no meio de
cultura para o desenvolvimento in vitro.
Visando evitar possíveis variações, todos os tratamentos
receberam folhas das mesmas plantas. As folhas foram
lavadas em água corrente e descontaminadas em álcool 70%
(v/v) por 1 minuto e hipoclorito de sódio 20% (v/v),
submetidas à agitação mecânica por 20 minutos. Após a
descontaminação, as folhas foram enxaguadas na capela de
fluxo laminar, para retirar o excesso de hipoclorito, cortadas
em segmentos de aproximadamente 1 cm2 e inoculadas em
tubo de ensaio contendo meio de cultura.
O meio utilizado para multiplicação foi o MS de
Murashige & Skoog (1962) + 0,5 mg.L-1 de BAP
(Benzilaminopurina), 7 g.L-1 de Agar, pH ajustado para 5,8 e
sacarose na concentração prevista para cada tratamento.
Após inoculação os tubos contendo os explantes foram
postos em prateleiras, nos diferentes ambientes compondo
os tratamentos.
74
Tecnol. & Ciên. Agropec., João Pessoa, v.3, n.3, p.73-76, set. 2009
Os tratamentos foram formados por diferentes
ambientes e duas concentrações de sacarose. Os ambientes
foram:
1 - Sala iluminada com luz artificial 35 µmol.(m-2.s) com
fotoperíodo de 16 horas de luz controlada com timer
programador manual e temperatura média de 25 °C mantida
por ar-condicionado.
2 - Sala iluminada com luz artificial 35 µmol.(m-2.s) com
fotoperíodo de 16 horas de luz controlada com timer
programador manual e temperatura ambiente.
3 - Sala iluminada com luz natural, incidente através de
janelas de vidro e temperatura ambiente.
4 - Telado com cobertura plástica de 100 micra e sombrite
50% com temperatura ambiente.
Foram feitas avaliações diárias de temperatura em cada
ambiente por meio de termômetros de máximo e mínimo. O
resumo das temperaturas de cada ambiente (mínimas,
máximas e médias), no período de julho a outubro de 2006,
encontra-se na Tabela 1.
Tabela 1. Temperaturas dos quatro ambientes estudados.
Ambientes avaliados
1
2
3
4
Temperatura (ºC)
Mínima
24,0
23,9
22,3
20,8
Máxima
26,3
29,2
26,5
34,0
Média
25,2
26,5
24,4
27,4
As avaliações dos explantes que brotaram foram
realizadas aos 60 e 80 dias após a instalação do experimento;
os explantes que não brotaram e os que morreram foram
descartados. Os explantes que brotaram foram identificados
e transferidos para o meio MS sem regulador de crescimento
e mantidos nas concentrações de 10 e 20 mg.L-1 de sacarose e
nos mesmos ambientes que constituíram os tratamentos por
mais 20 dias, para avaliar o número de brotações.
Em cada ambiente testou-se, ainda, o efeito de duas
concentrações de sacarose (10 e 20 mg.L-1). O delineamento
experimental utilizado foi o inteiramente casualizado,
obedecendo ao esquema fatorial (4 x 2) representado por
quatro ambientes de cultivo e duas concentrações de
sacarose, anteriormente discriminados, com cinco
repetições provenientes da média de 10 tubos.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de
variância, utilizando-se o teste F para comparação dos
quadrados médios dos fatores avaliados, aos níveis de 5% e
1% de probabilidade. As médias foram comparadas pelo
teste de Tukey a 5% de probabilidade. Para o teste de
explantes que brotaram, os dados foram previamente
transformados em arcsen( X/100 ).
Resultados e Discussão
As porcentagens de explantes que emitiram brotações de
violeta africana (Saintpaulia ionatha), aos 60 e 80 dias de
cultivo em diferentes ambientes e concentrações de sacarose
estão apresentadas na Tabela 2. Observa-se que ocorreu
formação de brotações em todos os ambientes estudados,
variando de 10 a 40 aos 60 dias de cultivo e de 7,6 a 41,2 aos
80 dias de cultivo, independentemente da concentração de
sacarose.
Na concentração de 10 mg.L-1 de sacarose, o ambiente
sala com luz artificial e temperatura controlada apresentou a
maior porcentagem de brotação de explantes, não diferindo
estatisticamente da média de explantes obtida em sala com
luz artificial e temperatura ambiente. As menores
porcentagens de explantes que emitiram brotações foram
obtidas em sala com luz natural e temperatura ambiente e em
telado. Já, na concentração de 20 mg.L-1, a maior
porcentagem de explantes com brotação ocorreu nos
ambientes com luz artificial e temperatura ambiente,
seguidos dos ambientes sala com luz natural e temperatura
ambiente e sala com luz artificial e temperatura controlada,
nos quais as médias porcentuais de explantes que brotaram
foram estatisticamente iguais. A menor porcentagem de
brotação por explante foi observada em telado.
Quanto aos números de brotações em explantes de
violeta africana (S. ionatha) aos 80 dias de cultivo, observase que na concentração de 10 mg.L-1 de sacarose a maior
porcentagem de número de brotações ocorreu na sala de
crescimento (com luz artificial e temperatura controlada) e
em telado. Contrário ao que aconteceu aos 60 dias de cultivo,
as menores porcentagens de brotações em explantes foram
obtidas em sala com luz artificial e temperatura ambiente e
em sala com luz natural e temperatura ambiente. A
concentração de 20 mg.L-1 de sacarose proporcionou maior
número de brotações por explantes em relação à
concentração de 10 mg.L-1 em todos os ambientes, não
diferindo apenas no ambiente telado. Provavelmente a
condição de luz nesse ambiente possibilitou que os tecidos
desenvolvidos no meio com uma menor concentração de
sacarose, fotossintetizassem compensando a redução de
sacarose do meio fazendo com que o número de brotações
fosse equivalente às desenvolvidas na concentração de 20
mg.L-1. Dignart et al. (2005) que trabalhando com orquídeas
obtiveram resultados semelhantes, onde o número de
brotações foi maior em sala de crescimento e em casa de
vegetação e, em relação às concentrações de sacarose, os
melhores resultados foram obtidos com 15 e 30 mg.L-1.
Pelos resultados da análise de variância houve efeito
significativo das concentrações de sacarose sobre o número
de brotações por explante. Nos ambientes sala com luz
artificial e temperatura ambiente e sala com luz natural e
temperatura ambiente, a concentração de 20 mg.L-1 de
sacarose proporcionou significativamente maior número de
brotações por explante em relação a concentração de 10
mg.L-1 de sacarose. Por outro lado, nos ambientes sala com
luz artificial e temperatura controlada e telado, as
porcentagens de explantes que emitiram brotações foram
estatisticamente iguais, embora na sala de crscimento tenha
se verificado uma tendência de aumento da porcentagem de
explantes que brotaram quando se utilizou a menor
concentração de sacarose (10 mg.L-1).
Tabela 2. Porcentagem de explantes que emitiram brotações
de violeta africana (S. ionatha), aos 60 e 80 dias de cultivo,
em duas concentrações de sacarose e diferentes ambientes (1
- Sala com luz artificial e temperatura controlada; 2 - Sala
com luz artificial e temperatura ambiente; 3 - Sala com luz
natural e temperatura ambiente e 4 - Telado).
Ambientes
Concentrações de sacarose
10 mg.L-1
Ambiente 1
Ambiente 2
Ambiente 3
Ambiente 4
Ambiente 1
Ambiente 2
Ambiente 3
Ambiente 4
Aos 60 dias de cultivo
34,0 a A
28,0 ab B
14,0 b B
14,0 b A
Aos 80 dias de cultivo
22,6
8,0
7,6
15,4
a B
b B
b B
ab A
20 mg.L-1
24,0 ab A
40,0 a A
26,0 ab A
10,0 b A
41,2 a A
21,4 b A
24,0 b A
16,0 b A
Médias seguidas de mesma letra minúscula, na coluna, e
maiúscula, na linha, não diferem significativamente, pelo teste de
Tukey a 5% de probabilidade.
Conclusões
1. Aos 60 dias de cultivo, as concentrações de 10 e 20 mg.L-1
de sacarose possibilitaram um bom desenvolvimento de
brotações, em sala de crescimento e em sala com luz artificial
e temperatura ambiente.
2. Aos 80 dias de cultivo, a maior porcentagem de brotações
por explante ocorreu em sala de crescimento.
3. A concentração de 20 mg.L-1 de sacarose proporciona
maior porcentagem de brotações por explante, aos 80 dias
de cultivo, em relação à concentração de 10 mg.L-1, nos
ambientes avaliados, exceto em telado.
4. Os ambientes sala de crescimento e sala com iluminação
artificial e temperatura ambiente proporcionam melhor
formação de brotações e podem ser usados no cultivo in vitro
da violeta africana.
Tecnol. & Ciên. Agropec., João Pessoa, v.3, n.3, p.73-76, set. 2009
75
Referências
DIGNART, S.L.; CASTRO, E.M.; BRAGA, F.T.;
PASQUAL, M. Cultivo in vitro de cattleia walkeriana Gardn
(Orcchidaceae) em casa de vegetação. Horticultura
Brasileira, v.23, n.2, p.616, ago. 2005. (Suplemento).
FRÁGUAS, C.B.; PASQUAL, M.; DUTRA, L.F.;
CHAGAS, E.A. Desenvolvimento in vitro de plântulas de
bromélias: sacarose e concentrações do meio MS. Revista
Científica Rural, Bagé, v.7, n.2, p.55-63, 2002.
G R AT TA PA G L I A , D . ; M A C H A D O M . A .
Micropropagação. In: TORRES et al. (Org.). Cultura de
tecidos e transformação genética de plantas. Brasília, DF:
Embrapa-SPI / Embrapa-CNPH, 1998. parte II, p.183-260.
76
Tecnol. & Ciên. Agropec., João Pessoa, v.3, n.3, p.73-76, set. 2009
KODIM, A.; ZAPATA-ARIAS, F.J. Natural light as an
alternative light source for the in vitro culture of banana
(Musa acuminate cv. Grand Naine). Plant Cell, Tissue and
Organ Culture, The Hangue, v.55, p.141-145, 1999.
MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revised medium for rapid
grow and biossays with te bacco tissue cultures. Physiologia
Plantarum, Copenhagem, v.15, p.473-97, 1962.
STANDAERT DE METSENAERE, R.E.A. Economic
considerations. In: DEBERGH, P.C.; ZIMMERMAN, R.H.
(eds). Micropropagation. Dordrecht: Kluwer Academic,
1991, p.131-140.
T O M B O L AT O , A . F . C . ; C O S T A , A . M . M .
Micropropagação de plantas ornamentais. Campinas:
IAC, 1998. (IAC. Boletim Técnico, 174).