Textos para prova - Atividades de Ensino

UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA
DPV49-NEMATOLOGIA
PROFESSORA MARIA AMELIA DOS SANTOS
SEGUNDO SEMESTRE LETIVO DE 2002
HISTÓRIA DA NEMATOLOGIA
Registros mais antigos:
1553 a.C., no antigo Egito, "Papyrus ebers" faz menção a Ascaris lumbricoides (vermes
intestinais - lombriga) e Dracunculus medinensis (parasito do homem, vive nos braços e pernas,
causando intensa dor e inflamação, conhecido como serpente de fogo)
1250 a.C., na Bíblia Sagrada, faz menção a Dracunculus medinensis.
350 a.C., na antiga Grécia, Aristóteles escreveu sobre nematóides parasitos de animais.
Fatos históricos:
BORELLUS (1656) descobriu vermes no vinagre, Turbatrix aceti (nematóide de vida
livre).
TYSON (1683) estudou a anatomia de nematóide e descreveu um ovo de nematóide.
NEEDHAM (1743) descobriu um nematóide parasitando as raízes de trigo, Anguina tritici.
Este foi o primeiro relato de um nematóide causando doença em planta.
LINNAEUS (1767), SCOPOLI (1777) e STEINBUCH (1799) também registraram Anguina
tritici e notaram que também atacava outros cereais, além do trigo.
LEIDY (1851) realizou o primeiro registro de nematóides de vida livre.
BERKELEY (1855) trabalhando na Inglaterra, constatou galhas em raízes de pepino,
causadas por nematóide.
KUHN (1857) descreveu o nematóide Ditylenchus dipsaci atacando bulbos de cardo
(Dipsacus fullonum). Na época denominou-o de Anguillula dipsaci.
SCHACHT (1858) foi o primeiro a observar nematóides formadores de cistos em beterrabaaçucareira e, mais tarde, SCHMIDT (1871) observou e descreveu a espécie Heterodera schachtii
em beterraba. Esta doença estimulou os cientistas europeus a estudar práticas de controle, incluindo
o uso de químicos como o bissulfito de carbono (CS2), que foi o primeiro nematicida (fumigação do
solo) eficiente relatado por KUHN (1871).
BASTIAN (1866) - Inglaterra - escreveu "Monograph of the Anguillulidae" que marcou o
início da ciência da Nematologia, apresentando possibilidades de coleta intensiva no solo e nos
tecidos vegetais bem como em água doce e salina.
BUTSCHLII (1873) descreveu detalhadamente a morfologia de nematóides de vida livre e
indicou muitas das características que são usadas atualmente na diferenciação de gêneros e espécies.
De MAN (1876) - Holanda - financeiramente independente realizou monografia
taxonômica.
JOBERT (1878) descreveu o nematóide do cafeeiro na província do Rio de Janeiro.
DE MAN (1880) descreveu o nematóide Pratylenchus pratensis.
GOELDI (1887) publicou a descrição da espécie Meloidogyne exigua atacando raízes de
cafeeiro na província do Rio de Janeiro.
STRUBELL (1888) e SCHMIDT (1871) publicaram descrições detalhadas (estudo
morfológico) e história da vida de Heterodera schachtii.
MAY (1888) - Meloidogyne spp - primeiro fitonematóide descrito
SCRIBNER (1889) descreveu uma doença nos tubérculos de batata por nematóide, espécie
hoje conhecida como Pratylenchus brachyurus.
RITZEMA-BOS (1891) relatou o nematóide foliar Aphelenchoides fragariae em
morangueiro.
ATKISON (1892) observou que em cultivo de algodoeiro com a presença de nematóides
causadores de galhas, apresentava aumento de incidência e severidade da murcha causada pelo
fungo Fusarium oxysporum f.sp. vasinfectum.
COBB (1893) encontrou nematóide parasitando raízes de bananeira, denominando-o como
Tylenchus similis.
ZIMMERMANN (1898) encontrou em Java, Tylenchus similis atacando cafeeiro.
COBB (1907) - propôs que fitonematóides e nematóides vida-livre fossem removidos da
Helmintologia (parasitos do homem e animais) e colocados em um novo ramo da ciência a ser
conhecido como Nematologia.
HELMINTHOLOGICAL SOCIETY OF WASHINGTON - fundada em 1910.
RAHM (1928 e 1929) - Pratylenchus coffeae no Brasil.
FUCHS (1914-1938) trabalhou com nematóides associados com insetos.
COBB (1918) - escreveu um manual de laboratório "Estimating the nema population of
soil" que formou a base para a maioria dos métodos e equipamentos utilizados na Nematologia
atualmente, para separar nematóides do solo e prepará-lo para estudo microscópico. A habilidade
microscópica de COBB associada à habilidade artística de CHAMBERS estabeleceram uma nova
era na Nematologia, fundamentando a nossa atual ciência em todo o mundo. COBB trabalhou de
1890 a 1932. Em 1932, STEINER continuou o trabalho de COBB com quem antes trabalhava junto.
COBB morreu aos 73 anos de idade. As investigações de Cobb valeram-lhe o título de Pai da
Nematologia nos Estados Unidos".
GOODEY (1933) - Inglaterra: livro Plant Parasitic Nematodes in the diseases they cause.
FILIPJEV (1934) - Rússia: livro Nematodes that are of importance for agriculture.
CARVALHO (1942) acusou Tylenchulus semipenetrans em citros cultivados em
municípios paulistas e em material proveniente do Rio de Janeiro.
CHITWOOD (1949) - separou o gênero Meloidogyne de Heterodera e desde então, o
gênero mais estudado é Meloidogyne por conter as espécies mais importantes.
GOFFART (1951) - Europa: resumo de estudos de fitonematóides.
GOODEY (1951) - 2o livro: Soil and fresh water nematodes.
GOODEY (1951) - FAO - Inglaterra: Promoção de curso e simpósio de nematologia
internacional.
STEINER (1951) - Beltsville, USA: chega ao Brasil em 02 de janeiro de 1951 à convite do
IAC passou a ensinar nematologia aos técnicos brasileiros. Um esforço do Dr. Olavo José Boock
pois não encontrou nematologistas no Brasil para ajudá-lo a resolver o problema dos danos
provocados pelos nematóides em seus campos de batata do programa de melhoramento na década
de 40. Entre os que receberam orientação do Dr. Steiner, no Primeiro Curso de Nematologia de
Plantas no Brasil, no IAC, estavam o Dr. Jair Corrêa de Carvalho, do Instituto Biológico de São
Paulo (IB), já falecido, e o Dr. Luiz Gonzaga E. Lordello, do Departamento de Zoologia da Escola
Superior de Agricultura "Luiz de Queiroz", da Universidade de São Paulo.
SOCIETY OF EUROPEAN NEMATOLOGISTS - fundada em 1953. Responsável pela
edição do periódico Nematologica.
LORDELLO (1954-1955) - estudos nematológicos nos Estados Unidos após ter estudado
com o Dr. Steiner em sua visita ao Brasil.
MOUNTAIN (1955) - desenvolveu um método de cultivo de nematóides sob condições
estéreis e provou que Pratylenchus minyus induzia lesão e morte de raízes de fumo, quando fungo e
bactéria estavam ausentes no solo.
HEWITT, RASK e GOHEEN (1958) - demonstraram que os nematóides podem ser vetores
de fitoviroses.
CHRISTIE (1959) - escreveu o livro "Plant Nematodes, their bionomics and control".
CARVALHO (1959) - identificou o nematóide Radopholus similis em bananeiras no estado
de São Paulo.
SOCIETY OF NEMATOLOGISTS - uma ramificação da American Phytopathological
Society, foi fundada em 1962. Responsável pela publicação do periódico Journal of Nematology.
LORDELLO (início dos anos sessentas) - começou a ministrar a disciplina Nematologia de
escolha optativa do Curso de Engenharia Agrônomica da ESALQ/USP.
LORDELLO (1964) - implantação dos cursos de pós-graduação na ESALQ/USP e iniciou a
disciplina Nematologia de Plantas, cursada principalmente pelos estudantes de mestrado e
doutorado em Fitopatologia e em Entomologia.
FRANCO (1964) - Brasil - publicou sua monografia "Estudo sobre o Anel Vermelho do
Coqueiro".
ORGANIZATION OF TROPICAL AMERICAN NEMATOLOGISTS (OTAN) - fundada
em 1967. Responsável pela publicação do periódico Nematropica.
LORDELLO (1968) - publicou o primeiro livro de nematologia em língua latina
"Nematóides das Plantas Cultivadas".
HARRISON et. a l. (1971) - denominaram de nepovirus, as partículas de vírus veiculadas
por espécies de Xiphinema.
MARTINELLI (1974) - relata que há 15 nepovirus, afetando videira, morangueiro,
tomateiro, fumo e alcachofra.
LEHMAN (1974) - USA: sugere ao Dr. Lordello promover a primeira reunião com os
nematologistas brasileiros em Piracicaba, São Paulo, no Departamento de Zoologia da ESALQ/USP
(6 e 7 de fevereiro de 1974) e foram apresentados 12 trabalhos sobre problemas brasileiros. Essa
reunião contou com a presença do Dr. Kenneth R. Barker, da Universidade da Carolina do Norte,
EUA, que proferiu três palestras. Na tarde de 7 de fevereiro de 1974, é fundada a Sociedade
Brasileira de Nematologia, aprovando os estatutos e elegendo a primeira Diretoria, assim
constituída: presidente Dr. Luiz Gonzaga E. Lordello; vice-presidente Dr. Mário Vieira de
Moraes; conselheiros Dr. Olavo José Boock, Dr. Silamar Ferraz, Dr. Luiz Carlos Fazuoli, Dr.
Wilson R. T. Novaretti e Dr. Sérgio M. Curi; secretário-tesoureiro Dr. Ailton Rocha Monteiro.
Com o surgimento da Sociedade, nasceu a "Publicação da SBN", que a partir de 1984 (volume 8) se
converteu na "Nematologia Brasileira".
LORDELLO et al. (1975) - encontraram Heterodera fici, parasitando figueira em Valinhos,
São Paulo. Esta foi a primeira espécie do gênero a ser identificada no país.
PONTE (1978) - publicou o livro "Nematóides das galhas - espécies ocorrentes no Brasil e
seus hospedeiros".
SOCIEDADE BRASILEIRA DE NEMATOLOGIA (1981) - V Reunião Brasileira de
Nematologia no Instituto Agronômico do Paraná, Londrina, PR - foi outorgado o título de Pai da
Nematologia no Brasil à Luiz Gonzaga E. Lordello.
TENENTE et. al. (1981) - publicaram "Bibliografia Brasileira de Nematóides".
XVI CONGRESSO BRASILEIRO DE NEMATOLOGIA (1992) - 24 a 28 de fevereiro de
1992, na UFLA (antiga ESAL) em Lavras, MG - foi registrada pela primeira vez a ocorrência de
Heterodera glycines atacando soja no Brasil.
TIHOHOD (1993) - publicou o livro "Nematologia Agrícola Aplicada".
COSTA MANSO e outros (1994) - publicaram "Catálogo de nematóides fitoparasitos
encontrados associados a diferentes tipos de plantas no Brasil.
Sociedade Brasileira de Nematologia publica "O Nematóide de Cisto da Soja: a
experiência brasileira. Jaboticabal: SBN, 1999. 132p" que reúne os esforços dos pesquisadores
brasileiros concretizando o manejo de áreas contaminadas por Heterodera glycines.
Morre em fevereiro de 2002 Luiz Gonzaga E. Lordello, o Pai da Nematologia Brasileira
TAXONOMIA E SISTEMÁTICA DE NEMATÓIDES
A taxonomia é uma ciência básica que trata do conhecimento do taxa (do grego taxis =
ordem, arranjo) e a sistemática é o método de classificação ou ordenamento do taxa num sistema
hierárquico, através de grupos definidos e determinando sua posição. Devido à sobreposição dos
objetivos cobertos pelos dois termos, eles, usualmente, representam a mesma coisa.
Os nematóides pertencem ao Reino Animalia dentro do Filo Nemata (= Nematoda). O Filo
Nemata apresenta duas classes: Adenophorea e Secernentea. Dentro de cada classe temos: subclasse, ordem, subordem, superfamília, família, subfamília, tribo, gênero, espécie, subespécie.
Existem em torno de 30.000 espécies descritas no Filo Nemata: 50% são nematóides marinhos;
25% são nematóides de vida livre (solo e água doce); 15% são parasitos de animais vertebrados e
invertebrados; 10% são parasitos de plantas.
A morfologia é a base da taxonomia e da sistemática dos fitonematóides. Para tanto, o
espécime (é o organismo nematóide em estudo) deve ter sido bem preparado para que as lâminas
contendo os espécimes possam ser visualizadas no microscópio e forneçam as informações
morfométricas e morfológicas necessárias. A fêmea do nematóide é a fase de maior importância
taxonômica, seguida do macho e por último dos juvenis. O exame direto do material fresco em
lâminas temporárias (montagens em água) nem sempre é possível pois o estudo de identificação
requer longos períodos de observação, o que limita o sucesso desta técnica que exige uma
observação mais rápida. Portanto, lâminas permanentes devem ser preparadas para estudos
taxonômicos. Existem vários métodos de preparo dessas lâminas e a escolha de um deles deve
considerar os aspectos favoráveis e desfavoráveis de cada método. A montagem de uma lâmina
permanente apresenta quatro fases distintas: morte do nematóide, fixação do nematóide,
infiltração em glicerina (troca de água do corpo do nematóide pela glicerina) e preparo da
lâmina (incluindo lutagem e etiquetagem).
MORFOLOGIA E ANATOMIA DOS FITONEMATÓIDES
O comprimento do corpo de nematóides parasitos de plantas está em torno de 250 µm a 12
mm, sendo que a maioria está na faixa de 500 a 1000 µm.
Parede do corpo: é constituída por cutícula, hipoderme e células musculares.
A cutícula é a camada externa e é secretada pela hipoderme. Ela é transparente o que
permite a visualização dos sistemas internos, principalmente digestivo e reprodutor. Apresenta
permeabilidade à água e a certos íons. Formada por três camadas: córtex, matriz e camada basal.
Além de recobrir todo o corpo, a cutícula penetra (invagina) pelas aberturas naturais, revestindo a
cavidade bucal, esôfago, reto, vagina, vulva, etc. O crescimento dos nematóides está associado com
as ecdises ou troca de cutícula, as quais normalmente ocorrem quatro vezes antes de alcançar a fase
adulta.
A hipoderme é uma densa camada de tecido abaixo da cutícula, podendo ser de dois tipos:
formada de células distintas (natureza celular) ou na forma de sincito (massa de protoplasma com
alguns núcleos espalhados). Na hipoderme, encontramos quatro engrossamentos longitudinais
chmados de cordas ou linhas. As cordas laterais (2) contêm os canais coletores e algumas das
ramificações nervosas principais.
A musculatura está localizada internamente à hipoderme. Pode ser de dois tipos: somática e
especializada.
PSEUDOCELOMA: é a cavidade geral do corpo dos nematóides. Diferencia-se do verdadeiro
(celoma) por não ser revestido por um mesentério. Esse buraco é preenchido de um fluído, de
constituição química complexa e tecido fibroso, no qual observam-se grandes células chamadas
pseudocelomócitos, membranas e tecido fibroso. O fluído é chamado de FLUÍDO
PSEUDOCELÔMICO, ficando nessa cavidade sob pressão e mantendo o corpo do nematóide
firme, rígido. Dessa maneira, refere-se ao fluído a função de formar o ESQUELETO
HIDROSTÁTICO. Internamente ao pseudoceloma estariam os órgãos do nematóide imersos no
fluído.
SISTEMA DIGESTIVO: é essencialmente um tubo que se estende da abertura oral ao ânus (fêmea
e juvenis) ou cloaca (macho).
a) boca ou abertura oral
b) cavidade bucal (estilete)
c) esôfago ou faringe
d) válvula esôfago-intestinal (cárdia)
e) intestino ou mesêntero
f) reto ou proctodeo
g) ânus (fêmea ou juvenis) e cloaca (macho)
a) Boca ou abertura oral: localiza-se na extremidade anterior do corpo do nematóide, sendo
rodeada por lábios, frequentemente em número de 6, sendo 2 subdorsais, 2 laterais e 2
subventrais. Há gêneros em que os lábios foram reduzidos a 3, por fusão 2 a 2. Em outros, o
número de lábios tornou-se 2. Por fusão completa dos lábios, a região labial apresenta-se
individa que é a situação dos fitonematóides.
b) Estilete: é uma transformação da cavidade bucal. O estilete pode ser de dois tipos:
estomatostílio e odontostílio. O primeiro tipo é o mais comum entre os fitonematóides,
ocorrendo naqueles com esôfagos tilencóide e afelencóide. O estomatostílio é formado por um
cone anterior, haste cilíndrica mediana e dilatações arredondadas ou bulbos (normalmente uma
dorsal e duas subventrais). O estilete apresenta um canal interno por onde passam os líquidos e
o seu diâmetro é de 1 micrômetro (atua como filtro de bactérias). Esse canal tem continuidade
no esôfago. O estilete do tipo odontostílio resulta da transformação de apenas um dente,
também sendo uma estrutura canaliculada. Esse estilete é típico da Ordem Dorilaimida.
c) Esôfago: órgão musculoso e glandular. A luz ou lúmen do esôfago é trirradiada. Pode ocorrer
nos fitonematóides, dois tipos de esôfago: de 3 ou de 2 partes. O esôfago de três partes é o mais
comum entre os fitonematóides.
O esôfago de 3 partes é dividido em: primeira parte (corpo); segunda parte (istmo) e a terceira
parte (bulbo basal ou terminal). O corpo é subdividido em pró-corpo e bulbo mediano (ou
metacorpo).O bulbo mediano é uma estrutura esferoidal, muscular e que funciona à semelhança
de uma bomba de sucção e compressão. Por meio de uma pulsação muito rápida, permite a
injeção na planta de substâncias produzidas pelo nematóide e a retirada dos alimentos para o
seu sustento. O istmo é a porção do esôfago de menor diâmetro e é circundado pelo anel
nervoso e gânglios nervosos. O bulbo basal apresenta três glândulas: uma dorsal e duas
subventrais. Na taxonomia, é importante saber o local onde essas glândulas se abrem. Com
relação a essa saída, temos os seguintes esôfagos: tipo tilencóide (o conduto ou canal da
glândula dorsal esofagiana abre-se próximo ao estilete) e tipo afelencóide (a saída ocorre no
bulbo mediano e este apresenta-se bem dilatado). O esôfago de 2 partes é dividido em: uma
parte anterior (de menor diâmetro) e outra basal (mais dilatada e contém as glândulas
esofagianas). Nesse tipo de esôfago, a abertura do canal da glândula dorsal se dá na parte basal
do esôfago.
d) Válvula esôfago-intestinal: na conexão do esôfago e do intestino, existe um aparelho valvular, a
válvula esôfago-intestinal, que impede a volta dos alimentos (evita o regurgitamento). Quando
essa válvula se projeta para o interior da luz do intestino, como um corpo cônico, recebe o nome
de cárdia.
e) Intestino: é um tubo cuja parede é formada de uma única camada de células epiteliais, contendo
no lado interno microvilosidades para aumentar a superfície de absorção e secreção de
alimentos.
f) Reto: parte posterior do intestino a partir de uma constrição existente nessa região, e vai até
abrir no ânus ou na cloaca.
g) Ânus e cloaca: abertura final do intestino (ânus). No caso do macho, as saídas dos sistemas
digestivo e reprodutor se fundem e tornam-se única, recebendo o nome de cloaca.
SISTEMAS RESPIRATÓRIO E CIRCULATÓRIO: não existem em nematóides. A troca de
gases é feita por difusão diretamente através da cutícula. O oxigênio é essencial para o nematóide, a
falta dele pode levar à dormência e dependendo do nível de falta pode levar à morte. Parte das
funções de um sistema circulatório é executada, nos nematóides, pelo fluído pseudocelômico.
SISTEMA EXCRETOR: há dois tipos básicos: glandular e tubular. O sistema excretor tubular é o
mais comum em fitonematóides, consistindo de dois longos tubos, cegos nas extremidades,
embutidos nas cordas hipodermais laterais, anteriormente interligados por meio de um tubo
transversal, do qual parte um conduto excretor mediano que se vai abrir no poro excretor,
geralmente localizado na região do istmo do esôfago.
SISTEMA NERVOSO: o sistema nervoso central dos nematóides consiste de: uma região central,
o anel nervoso (anel de fibras nervosas), que fica ao redor do istmo quando este existe. Do anel
nervoso partem nervos longitudinais para as extremidades anterior e posterior do corpo do
nematóide. Vários órgãos sensoriais estão ligados ao sistema nervoso dos nematóides destacandose: papilas labiais, anfídeos, fasmídeos, deirídeos, papilas caudais, hemizonídeos, cefalídeos,
hemizôneos.
SISTEMA REPRODUTOR: os nematóides normalmente apresentam os sexos separados. Tanto
os órgãos reprodutores da fêmea como do macho são sempre tubulares.
Sistema reprodutor feminino: é formado de um ou dois tubos de origem mesodérmica,
com ovário, oviduto e útero, e de uma vagina, de origem ectodérmica que se abre para o exterior
por uma vulva em forma de fenda na linha mediana ventral. Entre o oviduto e o útero pode existir
uma espermateca (local onde os espermatozóides são armazenados e os oócitos são fertilizados
quando passam antes de ir para o útero, isso ocorre na reprodução do tipo anfimixia). O ovário é um
tubo cego, de uma só camada de células epiteliais baixas, em cujo interior se dá a ovogênese.
Apresenta uma zona germinativa (ou de multiplicação), de rápida divisão celular, e uma zona de
crescimento das células reprodutoras femininas (oócitos). A classificação das fêmeas quanto ao
número de ovários e posição do ovário em relação à vulva: monodelfa é aquela que apresenta um
ovário podendo ser também prodelfa quando o ovário se estende anteriormente à vulva ou
opistodelfa quando o ovário se estende posteriormente à vulva; e didelfa é aquela fêmea que
apresenta dois ovários e nesse caso a posição deles em relação à vulva é uma disposição oposta, ou
seja, um ovário anterior e outro posterior à vulva, recebendo o nome de anfidelfa. O oviduto é um
tubo estreito de epitélio colunar que une o ovário ao útero. O útero é uma complexa região do trato
reprodutor e nele ocorre a formação da camada protéica uterina da casca do ovo. Os ovos dos
fitonematóides permanecem no útero até serem lançados para o exterior do corpo (ovíparos). Os
ovos são geralmente de tamanho semelhante nos diferentes nematóides, independemente das
dimensões dos adultos, medindo de 50 a 100 micrômetros de comprimento por 20 a 50 micrômetros
de largura. No entanto, entre os fitonematóides, há uma considerável variação: podem ser ovais,
subglobulares, elípticos ou forma de rim e, em geral, a superfície do ovo é lisa. Do útero, uma
vagina curta e muscular leva à vulva.
Sistema reprodutor masculino: consiste de testículo, vaso deferente canal ejaculador e
cloaca. Entre o testículo e o vaso deferente pode estar presente a vesícula seminal. Como órgãos de
cópula, têm-se frequentemente os espículos, as asas caudais (bursa) e gubernáculo. Pode haver um
ou dois testículos, nomeando-se aos machos monórquios e diórquios, respectivamente. Os testículos
são semelhantes aos ovários, apresentando-se como tubos cegos de parede epitelial plana com as
zonas germinativa e de crescimento. Os espermatozóides formados nos testículos podem ser
armazenados na vesícula seminal. Os espermatozóides dos nematóides não apresentam flagelo e
mostram movimento amebóide e na forma podem ser alongados, conóides, esferoidais ou
discoidais. Segue-se o vaso ou canal deferente é um tubo de parede epitelial glandular que ao
estreitar-se forma o canal ejaculador que se abre no reto. Da união dos sistemas digestivo e
reprodutor forma-se a cloaca. Nela estão localizados os órgãos de cópula, espículos e gubernáculo.
Os espículos são dois órgãos pares esclerotizados, móveis, curvos, que juntos formam uma
passagem para o esperma no ato da cópula. O gubernáculo é uma pequena peça móvel,
esclerotizada, localizada atrás dos espículos e que serve como guia (direcionamento) para eles.
Extensões (expansões) da cutícula localizadas na região caudal e dispostas nos dois lados do corpo
podem estar presentes e servem para manter os parceiros em posição adequada durante o ato sexual.
Essas extensões da cutícula são chamadas de asas caudais ou bursa.
BIOLOGIA DOS FITONEMATÓIDES
Nematóides apresentam tipicamente quatro estádios juvenis entre o ovo e o adulto com
quatro trocas (ecdises) do revestimento do corpo permitindo com isso o aumento em seu tamanho.
Na literatura nematológica mais antiga, o termo larva é usado. Esse termo é inadequado porque do
ovo do nematóide forma-se um indivíduo com todas as características do adulto, faltando-lhe
apenas os órgãos reprodutores. O mais correto seria ninfa. No entanto, muitos autores vem
utilizando o termo juvenil. Nos tilenchidas (Classe Secernentea), o primeiro estádio juvenil, J1,
passa para J2 dentro do ovo. Enquanto que nos longidoridos e trichodoridos (Classe Adenophorea)
é o J1 que eclode do ovo.
Pensando nos tilenchidas, o ciclo de vida acontece da seguinte maneira: o ovo ao ser
formado é uma célula única, que após uma série de divisões celulares (desenvolvimento
embrionário), possibilitará a formação de um juvenil, chamado de juvenil de primeiro estádio (J1).
O J1 fica dentro do ovo e sofre a primeira ecdise (troca do revestimento do corpo do nematóide),
passando para juvenil de segundo estádio (J2). O J2 formado, ainda dentro do ovo, inicia o processo
de eclosão (saída). O J2 já fora do ovo, pode estar no solo ou no tecido da planta hospedeira. O J2
sofrerá a segunda ecdise, passando para J3. O J3 sofrerá a terceira ecdise, passando para J4. O J4
sofrerá a quarta ecdise (última ecdise), entrando na fase adulta, sendo então normalmente, fêmea ou
macho. Após essa última ecdise, os órgãos sexuais aparecem pela primeira vez, ou seja, a fase
juvenil não apresenta sistema reprodutor desenvolvido. Os nematóides costumam apresentar os
sexos separados. Indivíduos hermafroditos são raros e muitos dos casos relatados precisam ser
confirmados. Há muitos casos de indivíduos anormais que, como intersexos, exibem características
tanto de machos como de fêmeas. Geralmente, são fêmeas anormais que, além de sistema
reprodutor feminino completo e funcional, têm órgãos de macho como, por exemplo, espículos.
Raramente, o intersexo é um macho com órgãos femininos, tais como vulva e vagina. As espécies
de nematóides, com algumas exceções, têm fêmeas e machos e se reproduzem por anfimixia
(reprodução cruzada). Em algumas espécies só a fêmea ocorre normalmente, sendo os machos
inexistentes ou muito raros, e então a reprodução é geralmente por partenogênese (reprodução a
partir de um único indivíduo - fêmea - sem a participação do macho, formando ovos não
fertilizados) que pode ser meiótica ou mitótica. O número de ovos produzidos varia com a espécie
do nematóide e a planta hospedeira. Os ovos após serem liberados pela fêmea podem ficar
individuais ou agregados. Essa agregação (agrupamento) acontece pela formação e secreção de uma
matriz gelatinosa para envolver os ovos. Tais massas de ovos estão associadas com espécies de
fêmeas com corpo avolumado e sedentárias. Os ovos podem, também, ficar retidos e protegidos
dentro do corpo de fêmeas mortas dos gêneros Heterodera e Globodera. Esse corpo restando
apenas a parede do corpo rígida e escurecida contendo ovos é chamado de cisto.
A duração do ciclo de vida (ovo a ovo) varia em função do gênero, espécie ou raça do
nematóide, da planta hospedeira e do ambiente (principalmente temperatura e umidade).
Os fitonematóides podem ser classificados em dois grandes grupos conforme o tecido
vegetal parasitado: parasitos de órgãos subterrâneos ou de parte aérea. A maioria dos fitonematóides
são parasitos de órgãos subterrâneos (raízes, rizomas, tubérculos, etc).
Conforme o hábito de alimentação, os fitonematóides podem ser classificados em
ectoparasitos ou endoparasitos. Dentro de cada um desse grupo ocorre uma sub-classificação,
conforme a perda ou não da mobilidade de seus juvenis ou fêmea durante o parasitismo no tecido
vegetal: sedentários ou migradores.
VERIFICAÇÃO DA PATOGENICIDADE DE FITONEMATÓIDES
Um organismo é apontado como patógeno de uma determinada doença quando é possível
aplicar os postulados de Koch (1882):
1 - o patógeno deve estar associado à doença (associação constante)
2 - obter o organismo em cultura pura (isolamento em cultura pura)
3 - inocular o organismo, isolado em cultura pura, em hospedeiro sadio da mesma espécie ou
variedade da planta doente e conseguir a reprodução da doença (reprodução da doença pela
inoculação do isolado)
4 - reisolamento do organismo em meio de cultura e identificação, comparando com o primeiro
patógeno isolado (reisolamento)
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O que pode complicar a aplicação dos postulados de Koch ?
conseguir cultura pura de nematóides: culturas gnobióticas (gnotobiologia é o estudo de um
organismo qualquer na ausência de outras espécies demonstráveis ou na presença de espécies
conhecidas) podem permitir o estudo de patogenicidade além de estudos de parasitismo, de
alterações fisiológicas e bioquímicas verificadas em plantas atacadas, de eclosão de juvenis e
movimentação de nematóides, entre outros. Pesquisar câmaras de isolamento, raízes
excisadas, calos de tecidos vegetais, discos de cenoura como técnicas de criação e
manutenção de fitonematóides. Para aplicação dessas técnicas a axenização dos nematóides é
muito importante. A axenização é a eliminação de contaminantes presentes na superfície
externa do corpo dos nematóides. E internamente? Para a Ordem Tylenchida quando ocorre a
eliminação dos contaminantes externos não se preocupa com contaminação interna porque o
estilete apresenta um orifício muito pequeno que não permite a entrada de bactérias, o que dá
segurança nos estudos gnobióticos. Para Ordem Dorylaimida temos os fitonematóides
transmissores de vírus e como esses estão internos não são eliminados. Por isso que estudos
gnobióticos com esses fitonematóides normalmente não dão certos. Pesquisar como pode ser
feita a axenização de fitonematóides.
conseguir nematóides em número suficiente e em menor tempo
lembrar que o solo é biologicamente complexo: solo tratado, água de irrigação, ...
MOUNTAIN estabeleceu que para verificar a patogenicidade de um fitonematóide deveriam ser
observados quatro aspectos: associação; capacidade parasítica; envolvimento da doença e o
papel do nematóide na doença.
ASSOCIAÇÃO: para estabelecer uma associação do nematóide com a doença teríamos que:
- fazer um levantamento, percorrendo todas as áreas onde está ocorrendo a doença, coletando
amostras e realizando a extração
- complementação com a realização de alguns testes: aplicação de nematicidas e inoculação
do nematóide em doses crescentes em plantas sadias (normalmente essas doses seguem uma
escala logarítmica)
CAPACIDADE PARASÍTICA: verificar penetração e alimentação nos tecidos da plantas.
ENVOLVIMENTO DA DOENÇA: aqui ocorre o controle do envolvimento de outros
microrganismos encontrados na suspensão original de fitonematóides (produto final da extração). O
controle de microrganismos associados (CMA) é um tratamento que vai ser inoculado nas plantas
sadias. Para separar os nematóides dos outros microrganismos é utilizada a peneira,
preferencialmente a de 325 mesh.
PAPEL DO NEMATÓIDE NA DOENÇA: agravador, excitante, vetor e patógeno. Agravador
seria qualquer nematóide que, enquanto presente em uma área necrótica, formada por um incitante
ou patógeno, libera substâncias tóxicas capazes de matar células do hospedeiro, diretamente e/ou
predispõe células não afetadas à invasão por microrganismos e/ou estimula crescimento de
microrganismos prejudiciais. Incitante seria o nematóide parasito que ataca tecidos sadios da
planta, formando campo de infecção para outros microrganismos, o nematóide por si só não causa a
doença. Vetor é o nematóide que leva o patógeno para o interior da planta e não está envolvido na
etiologia da doença. Patógeno é o nematóide parasito que pode causar a doença na ausência de
qualquer outro microrganismo.
RELAÇÕES ECOLÓGICAS
Os fatores bióticos que afetam populações de fitonematóides podem ser:
a) hospedeiro: hospedabilidade e disponibilidade de local de alimentação.
b) parasito: ciclo de vida, taxa de reprodução, mecanismos de sobrevivência, infectividade.
Os nematóides ectoparasitos migradores e endoparasitos migradores geralmente ovipositam
seus ovos individualmente conforme são produzidos e assim liberados exclusivamente no solo no
caso dos primeiros e no caso dos endoparasitos migradores, essa deposição individual poderá
ocorrer tanto no solo como no tecido vegetal, pois dependerá de onde estiver a fêmea no momento
dessa liberação. Os nematóides endoparasitos sedentários e ectoparasitos sedentários liberam seus
ovos em massas (matriz gelatinosa). No caso dos gêneros Heterodera e Globodera, boa parte dos
ovos produzidos pela fêmea fica retida no corpo da fêmea, que quando morre torna-se o cisto
contendo e protegendo os ovos, que sobrevive por vários anos. O tempo de duração para ocorrer um
ciclo de vida é diferente para os diferentes gêneros e espécies de fitonematóides e é grandemente
influenciado pela temperatura. O gênero Xiphinema pode exigir um ano para completar o seu ciclo
de vida. Já Aphelenchoides exige 10 dias. Os gêneros Meloidogyne gasta 4 semanas e Tylenchulus,
8 semanas. As taxas de reprodução também são importantes. Por exemplos: Aphelenchoides – 20 a
30 ovos por fêmea; Meloidogyne – média de 500 ovos podendo chegar a mais de 2.000 ovos;
Ditylenchus – 200 a 500 ovos; Rotylenchulus – 50 a 100 ovos.
c) homem: práticas culturais (rotação de culturas, cultivares resistentes, controle químico,
alqueive, etc.), práticas conservacionistas do solo (curvas de nível, plantio direto, adubação
verde)
d) biota: fungos, bactérias, nematóides, vírus, insetos, ácaros e outros.
Os fatores abióticos que afetam populações de fitonematóides podem ser:
a) topografia: elevação, declividade, exposição
b) ambiente do solo: umidade (chuva, geada, ...), temperatura (média, extremos, duração de
extremos, acumuladas térmicas, ...), aeração, textura, estrutura, pH e fertilidade, matéria
orgânica, trocas gasosas.
Os nematóides são organismos muito adaptados para viverem no solo e apresentam algumas
características que possibilitam essa adaptação: tamanho, formato e diâmetro do corpo; cutícula
hidrofílica (qualquer gotícula de água que cai sobre o corpo do nematóide se espalha rapidamente
por toda a superfície e a água é essencial para a sua movimentação) e movimento ondulatório que
facilita a locomoção entre as partículas de solo. A capacidade de campo na faixa de 40 a 60% é a
mais propícia. A temperatura ótima para a maioria dos nematóides está na faixa de 15-30 o C,
pensando em nematóides de clima tropical ou subtropical. Nas faixas de 5-15 o C e de 30-40 o C, os
nematóides podem ficar inativos ou com atividades reduzidas. Temperaturas fora desses limites são
letais, sendo que a 52 o C ocorre a morte instantânea em questão de segundos. O oxigênio é
essencial para os nematóides. O tamanho das partículas do solo e o espaço dos poros são
importantes: o movimento do nematóide pode ser inibido quando os espaços dos poros são muito
estreitos. Por isso que problemas de nematóides são maiores em solos arenosos. Contudo é bom
salientar a baixa capacidade de retenção de água por solos arenosos. A adição de certos materiais
orgânicos pode estimular a diminuição de populações de fitonematóides por liberar substâncias
tóxicas quando de sua decomposição e por estimular a formação de uma microbiota contendo
possíveis organismos de controle natural biológico. Cabe salientar que a matéria orgânica estaria
disponibilizando mais nutrientes, melhoraria as condições físicas para o crescimento e ocupação do
sistema radicular das plantas o que resultaria em um melhor desenvolvimento da planta.
As populações de nematóides estão distribuídas em termos de espaço e tempo em:
a) distribuição horizontal no solo
b) distribuição vertical no solo
c) distribuição temporal (ao longo dos meses do ano)
A distribuição horizontal de nematóides no campo é muito irregular. Apresentam-se em
manchas ou em focos ao acaso. Essas manchas são constituídas de plantas com sintomas reflexos
de parte aérea e são denominadas de reboleiras.
Os nematóides apresentam movimentação própria muito pequena, mas que é importante
para realização de suas funções vitais como eclosão, orientação para exsudatos, atração sexual, e
outras. Os estádios infectivos migradores de endoparasitos sedentários; juvenis e fêmeas récemformadas de ectoparasitos sedentários;
juvenis e adultos de ectoparasitos migradores e
endoparasitos migradores podem movimentar no solo em torno de 1m por ano. Os nematóides
concentram-se na camada de 0 a 30 cm de profundidade no perfil do solo. Por que ? Nesta camada
concentram-se a maioria das raízes da planta e condições ótimas de oxigenação, de umidade e de
temperatura. Os nematóides podem ser carregados a grandes distâncias pela água, pelos animais e
pelo próprio homem, por meio de materiais vegetais e no solo.
As populações de nematóides são menores na época de plantio e aumentam atingindo
maiores níveis na época da colheita da cultura. Ovos e juvenis de Meloidogyne apresentam uma
redução de 70 a 90% durante o período de entressafra (“inverno”). Nas culturas perenes, a flutuação
populacional acontece também, pois as plantas apresentam desenvolvimento radicular diferencial
conforme a época do ano. É importante considerar a época amostrada para que se possa realizar
comparações de resultados de análises nematológicas.
INTERAÇÕES ENTRE FITONEMATÓIDES E DE FITONEMATÓIDES COM OUTROS
ORGANISMOS (FUNGOS, BACTÉRIAS, VÍRUS, INSETOS, ÁCAROS)
Fitonematóide x fitonematóide: a presença de um fitonematóide pode influenciar a dinâmica
populacional de um outro fitonematóide. Exemplos: Pratylenchus brachyurus aumenta sua
população em algodoeiro quando na presença de Meloidogyne incognita e M. arenaria. Heterodera
glycines diminui sua população na presença de Meloidogyne incognita.
Fitonematóide x fungo: temos interações favoráveis ao desenvolvimento de doenças causadas por
fungos fitopatogênicos quando na presença de fitonematóide. Exemplo: murcha de Fusarium e o
gênero Meloidogyne. Também existem interações entre fitonematóides e fungos micorrízicos em
que o desenvolvimento dos fitonematóides é comprometido. O controle biológico com fungos
também merece destaque, ocorrendo fungos predadores, parasitos de ovos, juvenis, fêmeas e cistos,
produtores de metabólitos tóxicos.
Fitonematóide x bactéria: temos interações favoráveis ao desenvolvimento de doenças causadas
por fitobactérias quando na presença de fitonematóide, mas os exemplos são poucos quando
comparados aos de fungos. Exemplo: Aphelenchoides fragariae e Xanthomonas begoniae em folhas
de begônia. Temos também o comprometimento da fixação biológica por Bradirhyzobium quando
na presença de Heterodera glycines na cultura da soja. O controle biológico de fitonematóides com
a bactéria do gênero Pasteuria também é muito importante.
Fitonematóide x vírus: mais de 25 espécies dos gêneros Xiphinema, Longidorus, Trichodorus e
Paratrichodorus são vetores de vírus de plantas. A primeira evidência experimental comprovando
a transmissão de um vírus por nematóide foi realizada por Hewiit et al. (1958) que demonstraram
que Xiphinema index era capaz de transmitir o vírus causador da doença folha em leque de videira
em vinhedos americanos. Nematóides de duas famílias, Longidoridae e Trichodoridae, transmitem
vírus de dois diferentes gêneros de vírus. Os primeiros dos gêneros Longidorus e Xiphinema,
transmitem os nepovírus, e os últimos dos gêneros Trichodorus e Paratrichodorus, os tobravírus.
De cerca de 375 espécies de Longidorus e Xiphinema e de 80 espécies de Trichodorus e
Paratrichodorus, apenas 8 espécies de Longidorus, 7 espécies de Xiphinema, 4 espécies de
Trichodorus e 7 espécies de Paratrichodorus foram identificadas como vetores de vírus. As
partículas de vírus precisam ser ingeridas de uma planta infestada, associarem-se e
subsequentemente dissociarem-se do sítio específico de retenção dentro do vetor e serem
introduzidas numa célula da planta receptora. Todos os juvenis e adultos podem transmitir os vírus
associados, mas estes não são retidos durante as ecdises, nem passam através do ovo para a
progênie do vetor.
AMOSTRAGEM
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Finalidade da amostragem: determinar as espécies de nematóides bem como distribuições e
densidades populacionais.
Fatores que influenciam a distribuição e a densidade de nematóides: época do ano, cultivos
anteriores, textura do solo e práticas de manejo de nematóides. Se o nematóide está presente, a
distribuição no campo normalmente ocorre em focos (visualizados pelas reboleiras).
Melhor época para coletar amostras: normalmente, as populações de nematóides são baixas
na primavera (início do cultivo) e vão aumentando conforme vai avançando a estação de
crescimento e desenvolvimento da planta cultivada e alcança o pico de população na colheita.
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Lembrar que o nematóide pode estar presente o ano todo, o que diferencia de uma época para
outra, seria se o nematóide está na fase de sobrevivência ou de multiplicação na planta
hospedeira cultivada.
Número de amostras a ser coletadas: esse número é baseado no valor da informação que você
ganhará com o custo de coleta e envio de amostras para o Laboratório de Análise bem como do
preço da análise nematológica. Quanto maior o número de amostras coletadas, mais precisa e
confiável será a estimativa. O custo de uma determinação acurada da população de nematóides
não deverá exceder o custo de manejo do nematóide e os benefícios do controle.
Planejamento antes de proceder a coleta: rever os padrões de cultivos anteriores; determinar
textura de solo e outras alterações no campo; identificar manchas no campo e observar os
sintomas nas plantas; dividir a área baseado em histórico de cultivo e tipo de solo.
Coleta de amostras e cuidados com as amostras coletadas: as propriedades devem ser
divididas em talhões, glebas, quadras, pivôs ou quadrantes de pivô para realização da
amostragem de solo e de raízes. O importante é que a divisão represente homogeneidade no
tocante ao aspecto observado na lavoura. Caso ocorra, dentro de uma divisão, plantas com
aspectos diferentes, proceder uma subdivisão ou subdivisões. Em cada unidade será realizado o
caminhamento em zigue-zague coletando-se, por meio de trados, enxadas ou enxadões, de 10 a
20 amostras simples (500 g de solo e 10 g de raízes). É interessante remover a camada
superficial do solo antes da retirada das amostras. As amostras simples serão coletadas ao longo
do perfil dos primeiros 20 a 30 cm de profundidade. Essas amostras simples serão
homogeneizadas e resultarão em uma amostra composta contendo 500 a 1000 g de solo e 10 a
50 g de raízes. Essa amostra composta deve ser acondicionada em saco plástico (por que não
deve ser usado saco de papel ?) que deverá ser identificado, fechado e ser acompanhado de uma
ficha de identificação da amostra (local, data de coleta, proprietário, cultura e outros dados que
julgar necessários). Muitas vezes, é bastante útil fazer o croqui da área amostrada. As amostras
compostas deverão chegar no laboratório, no prazo máximo de, 72 horas após a coleta para o
início dos procedimentos de técnicas de extração de nematóides. As amostras devem ser
protegidas da exposição ao sol para evitar aquecimento excessivo. No caso de viveiro de mudas
(café, citros, seringueira, essências florestais, ...) coletar aleatoriamente, no mínimo 10 mudas
para cada lote de 1000 mudas, tomando parte do solo e radicelas de cada muda (sem precisar
destruí-las) e ir colocando em um balde para constituir a amostra composta do lote.
EXTRAÇÃO DE NEMATÓIDES A PARTIR DE AMOSTRAS DE SOLO E DE PARTES
VEGETAIS
Amostras de solo:
Flutuação centrífuga em solução de sacarose:
• a amostra composta entregue ao laboratório deve ser homogeneizada antes de retirar a alíquota
(qual o motivo desse procedimento ?)
• coloca-se uma alíquota de 150 cm3 de solo (alguns laboratórios trabalham com alíquotas de 100
cm3 de solo) em um balde (ou outro recipiente), adicionando-se em torno de 2 litros de água de
torneira;
• mistura-se bem, desmanchando os torrões (para que serve esse procedimento?);
• deixa-se em repouso durante 15 segundos (o que acontece nesse tempo?);
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passa-se a suspensão pela peneira de 20 mesh (no lugar de 20 mesh podem ser usadas a de 40
ou 60 mesh) que está sobreposta a de 325 mesh (no lugar de 325 mesh podem ser usadas a de
400 ou a de 500 mesh) (o que significa mesh ?)
recolhe-se o resíduo da peneira de maior mesh (325, 400 ou 500 mesh), com auxílio de jatos de
água de uma piseta (frasco lavador) para um copo de béquer (o que fica na peneira de mesh
menor ? qual a importância da utilização da peneira de mesh menor ?)
a suspensão homogeneizada do copo de béquer é distribuída para tubos de centrífuga, cuidando
para que os mesmos fiquem balanceados. O balanceamento é feito pela altura da suspensão em
cada tubo;
centrifuga-se por 5 min a uma velocidade de 650 gravidades (o que significa gravidades ?) que
na Centrífuga Excelsa Baby II Modelo 206-R corrsponde a 5.000 rpm (o que é rpm ?);
elimina-se cuidadosamente o líquido sobrenadante e limpa-se a parede interna do tubo de
centrífuga (qual o motivo dessa limpeza ?);
adiciona-se ao resíduo de cada tubo, solução de sacarose (454 g de açúcar cristal ou refinado em
1 L de água) e misture bem os sedimentos (qual o cuidado que se deve ter nessa fase com a
solução de sacarose em contato com o resíduo e por que ?);
centrifuga-se à mesma velocidade anterior durante 1 min;
verte-se o sobrenadante em uma peneira de 500 mesh e adiciona-se um pouco de água para
retirar o excesso de solução de sacarose que está no resíduo da peneira;
recolhe-se o resíduo da peneira de 500 mesh, com auxílio de jatos de água de uma piseta para
um copo de béquer;
a suspensão recolhida não deve ultrapassar 40 mL (por que desse limite de volume?).
Funil de Baermann:
• a amostra composta entregue ao laboratório deve ser homogeneizada antes de retirar a alíquota
(qual o motivo desse procedimento ?);
• coloca-se uma alíquota de 50 cm3 de solo sobre uma camada de papel facial (ou papel higiênico
muito macio) disposta sobre uma peneira de chá;
• coloca-se a peneira de chá acoplada ao funil plástico (poderia ser de vidro) contendo água de
torneira e que deve possuir em sua extremidade inferior uma mangueira de borracha fechada
por uma presilha ou por um tubo de anestesia para obstruir o fluxo de água;
• ajusta-se o volume de água com uma piseta, de modo que a água fique em contato com o solo e
tendo o cuidado para que não ocorra encharcamento do solo (por que deve ter esse cuidado ?);
• após 24 horas (em alguns casos 48 h), coleta-se uma parte do líquido (no máximo 40 mL) do
funil em que a mangueira foi apertada com a presilha ou recolhe-se o tubo de anestesia de
dentista. No caso do tubo de anestesia, o conteúdo é despejado em um copo de béquer e o tubo
lavado várias vezes, recolhendo a água dessas lavagens para esse copo. Lembrar que o volume
final não deverá ultrapassar os 40 mL.
Extração de cistos de Heterodera glycines:
• homogeneizar a amostra composta de solo em uma bandeja;
• retirar uma alíquota de 150 cm3 de solo;
• colocar essa alíquota em um recipiente contendo de 1 a 2 L de água;
• misturar bem o solo à água, desmanchando os torrões de solo;
• interromper a agitação e deixar em repouso por 15 s;
• verter a suspensão de solo em duas peneiras sobrepostas, 20 e 100 mesh, respectivamente;
• descartar o resíduo da peneira de 20 mesh;
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recolher o resíduo da peneira de 100 mesh com auxílio de jatos de água de uma piseta para um
copo;
verter a suspensão recolhida no copo em um funil plástico contendo papel de filtro dobrado em
cone;
deixar passar toda a água e esperar por um tempo;
retirar o papel de filtro e abrí-lo;
colocar o papel para visualização em lupa;
procurar os cistos no meio das partículas de solo e outros componentes, contá-los e classificálos como cistos viáveis e não viáveis (o que é um cisto viável ?).
Amostras de partes vegetais (raízes, folhas, sementes, caules, ...):
Funil de Baermann:
• pesa-se o material vegetal que será processado (qual a importância desse peso ?);
• corta-se o material vegetal em fragmentos, podendo até desfiá-lo se possível (qual a razão desse
procedimento ?);
• o material cortado ou desfiado é colocado sobre o lenço facial disposto sobre a peneira de chá;
• todos os demais passos seguem o mesmo procedimento descrito anteriormente para amostra de
solo.
Borbulhamento de ar:
• pesa-se o material vegetal que será processado;
• corta-se o material vegetal em fragmentos, podendo até desfiá-lo se possível;
• coloca-se o material em um copo de béquer contendo 1 L de água e dentro do recipiente deverá
estar a mangueira de ar acoplada ao aparelho de borbulhamento de ar de aquário (qual a
importância desse borbulhamento ?);
• após 24 horas (em alguns casos 48 ou mais horas), passa-se a suspensão por uma peneira de 200
mesh sobreposta a de 500 mesh (ou de 325 ou de 400 mesh);
• recolhe-se o resíduo da peneira de 500 mesh, com auxílio de uma piseta de água, para um copo
de béquer. Lembrar que o volume final da suspensão não deve ultrapassar 40 mL.
Técnica do liquidificador doméstico:
• pesa-se o material vegetal que será processado;
• corta-se o material vegetal em fragmentos, podendo até desfiá-lo se possível;
• coloca-se o material no copo do liquidificador, preenchendo com água ou solução de
hipoclorito de sódio a 0,5 % de cloro ativo até que encubra o material (por que usar hipoclorito
de sódio ?);
• liga-se o liquidificador em sua menor rotação por um período de 20 a 60 s no máximo;
• passa-se a suspensão obtida pela peneira de 200 mesh sobreposta a de 500 mesh (ou de 325 ou
de 400 mesh);
• recolhe-se o resíduo da peneira de 500 mês, com auxílio de uma piseta de água, para um copo
de béquer. Lembrar que o volume final da suspensão não deve ultrapassar 40 mL.