Análise comparativa da reprodução do mandi

Transcrição

RAMON LAMAR DE OLIVEIRA JUNIOR
ANÁLISE COMPARATIVA DA REPRODUÇÃO
DO MANDI-AMARELO,
Pimelodus maculatus Lacèpéde, 1803
(PISCES, PIMELODIDAE), EM DOIS TRECHOS
DO RIO SÃO FRANCISCO, MG.
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MINAS GERAIS
BELO HORIZONTE
2002
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RAMON LAMAR DE OLIVEIRA JUNIOR
ANÁLISE COMPARATIVA DA REPRODUÇÃO
DO MANDI-AMARELO,
Pimelodus maculatus Lacèpéde, 1803
(PISCES, PIMELODIDAE), EM DOIS TRECHOS
DO RIO SÃO FRANCISCO, MG.
Dissertação apresentada ao Curso de
Pós-Graduação em Biologia Celular
do Instituto de Ciências Biológicas da
Universidade Federal de Minas
Gerais como requisito parcial para a
obtenção do grau de Mestre em
Biologia Celular.
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MINAS GERAIS
BELO HORIZONTE
2002
c
Esta dissertação foi realizada no Laboratório de Ictiohistologia do
Departamento de Morfologia e Centro de Microscopia Eletrônica (CEMEL) do
Instituto de Ciências Biológicas da Universidade Federal de Minas Gerais, sob
orientação do Professor Dr. Nilo Bazzoli e colaboração da Professora Dra. Elizete
Rizzo e do Dr. Yoshimi Sato, com o apoio das seguintes instituições:
-
Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq):
PADCT/CIAMB III – processo 62.0088/98-2 e CNPq processo 479733/01;
-
Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Minas Gerais (FAPEMIG);
-
Companhia de Desenvolvimento dos Vales do São Francisco e do Parnaíba
(CODEVASF);
-
Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis
(IBAMA);
-
Centro de Microscopia Eletrônica (CEMEL) ICB/UFMG.
d
Dedico essa dissertação
a minha esposa Andréia,
a minha filha Marina
e a minha mãe Helena,
que me ensinam diariamente as
lições mais importantes da vida.
e
Ao meu querido pai,
que, do Oriente Eterno em que se encontra,
sempre iluminará os meus passos.
Pai, receba minha eterna gratidão.
f
Ao Dr. Nilo Bazzoli todo o meu
agradecimento pela acolhida e pelo exemplo firme de competência profissional.
À Dra. Elizete Rizzo e ao Dr. Yoshimi Sato
meu agradecimento pelos ensinamentos, sugestões e críticas.
g
AGRADECIMENTOS
Ao meu grande amigo Renato Ferreira de Andrade, que de aluno fez-se colega e, por
tantas vezes, meu mestre.
Aos meus irmãos, Francisco e Fada, pelo apoio constante e interesse no meu trabalho.
Aos amigos do laboratório de Ictiohistologia, Mônica, Bianca, Enemir, Fernanda,
Hélio, Ana Luiza, Emanuel e Kinulpe, pela amizade e consideração. Em especial a
minha estagiária Luciana Cristelli, pela seriedade e companheirismo.
Aos Professores e funcionários do Departamento de Morfologia, em especial ao
Robson Rossoni, Elizabeth Camargo, Ana Maria, Conceição Machado, Antônio
Carlos, Iraídes, Ivone, Ivete e Olga.
Aos colegas das disciplinas da pós-graduação: Lamara, Sonja, Daniela, Janaína,
Lorenza, Patrícia, Ronaldo, Marcos, Iêda e Lorenza. E ao Othon também, é claro.
A toda equipe do laboratório de Ictiologia e do Programa de Pós-Graduação em
Zoologia de Vertebrados da PUCMinas.
Aos meus funcionários, capitaneados pela Suzilane, aos colegas professores e alunos
do Núcleo de Aprendizagem pela compreensão, paciência e colaboração.
Ao Dr. Marcelo, Borato e Fabinho, bem como a todos da Fundação Educacional
Monsenhor Messias, pelo apoio.
Ao Eli e Toni, grandes companheiros.
Aos professores que tanto contribuíram na minha formação e que são sempre
lembrados: Valdemar, Edson Abreu (Gamela), Vila, Jamerson, Roberto, José Mauro,
Pedrão, Paulo Novaes, Mairy, Namir e Mário De Maria.
h
Como pode o peixe vivo
viver fora d'água fria?
Como poderei viver,
sem a tua, sem a tua, sem a tua companhia?
...
O rio de São Francisco corre de noite e de dia
Só o tempo é que não corre
sem a tua, sem a tua, sem a tua companhia.
Peixe vivo
(tradicional)
i
SUMÁRIO
RESUMO
ABSTRACT
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
I
II
III
Página
1. INTRODUÇÃO ..........................................................................................................
1.1 Impacto dos reservatórios sobre a reprodução de peixes............................................
1.2 Aspectos morfo-fisiológicos da reprodução dos teleósteos ........................................
1.3 Caracterização dos trechos de estudo .........................................................................
1.4 Caracterização da espécie Pimelodus maculatus Lacèpéde, 1803 .............................
2. OBJETIVOS ...............................................................................................................
3. MATERIAL E MÉTODOS .......................................................................................
3.1 Animais .......................................................................................................................
3.2 Biometria ....................................................................................................................
3.3 Estrutura populacional e proporção sexual .................................................................
3.4 Histologia e histoquímica ...........................................................................................
3.5 Ultra-estrutura .............................................................................................................
3.6 Histometria .................................................................................................................
3.7 Ovogênese e espermatogênese ...................................................................................
3.8 Ciclo reprodutivo ........................................................................................................
3.9 Análise estatística .......................................................................................................
4. RESULTADOS ...........................................................................................................
4.1 Estrutura populacional e proporção sexual ................................................................
4.2 Estrutura gonadal e ciclo reprodutivo dos machos .....................................................
4.2.1 Morfologia dos testículos ........................................................................................
4.2.2 Células da linhagem espermatogênica .....................................................................
4.2.3 Histoquímica da secreção intratubular dos testículos ..............................................
4.2.4 Estádios do ciclo reprodutivo de machos ................................................................
4.2.5 Ciclo reprodutivo nos machos .................................................................................
4.3 Estrutura gonadal e ciclo reprodutivo das fêmeas ......................................................
4.3.1 Morfologia dos ovários ............................................................................................
4.3.2 Células da linhagem oogênica .................................................................................
4.3.3 Envoltórios ovocitários ............................................................................................
4.3.4 Folículos pós-ovulatórios e folículos atrésicos ........................................................
4.3.5 Estádios do ciclo reprodutivo de fêmeas .................................................................
4.3.6 Ciclo reprodutivo nas fêmeas ..................................................................................
4.3.7 Freqüência de atresia ...............................................................................................
5. DISCUSSÃO ...............................................................................................................
5.1 Estrutura populacional e proporção sexual .................................................................
5.2 Organização morfo-funcional dos testículos ..............................................................
5.3 Organização morfo-funcional dos ovários .................................................................
5.4 Atresia folicular e folículos pós-ovulatórios ..............................................................
5.5 Estádios do ciclo reprodutivo .....................................................................................
5.6 Diferenças entre os trechos estudados ........................................................................
6. CONCLUSÕES ...........................................................................................................
7. BIBLIOGRAFIA ........................................................................................................
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I
RESUMO
Estudou-se a gametogênese e a reprodução do mandi-amarelo Pimelodus maculatus
em dois trechos do rio São Francisco, MG. Os peixes (185 fêmeas e 161 machos) foram
capturados no período de julho de 1995 a junho de 1996. A época de reprodução foi
estabelecida através da análise microscópica de gônadas e da freqüência relativa dos estádios
do ciclo reprodutivo. Os testículos de P. maculatus possuem projeções digitiformes com
região cranial espermatogênica e caudal secretora. A região cranial é constituída de túbulos
seminíferos com células espermatogênicas contidas em cistos. Os espermatozóides são do tipo
primitivo, com cabeça redonda (1,30 ± 0,13 µm), peça intermediária rudimentar e longo
flagelo com arranjo axonêmico do tipo 9+2. Na secreção da região caudal detectaram-se
glicoproteínas neutras, glicoconjugados ácidos carboxilados e sulfatados. Os ovócitos
vitelogênicos são envolvidos por zona pelúcida com três camadas distintas e uma cobertura de
material floculento (jelly coat). A zona pelúcida apresenta poros-canais onde microvilosidades
dos ovócitos e das células foliculares estabelecem contatos. Os peixes encontraram melhores
condições de reprodução no trecho a jusante do rio Abaeté, onde verificou-se maior
incidência de machos e fêmeas em atividade reprodutiva. No trecho a jusante da barragem de
Três Marias registrou-se elevada freqüência de fêmeas apresentando folículos ovarianos
atrésicos e de machos e fêmeas em repouso reprodutivo.
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II
ABSTRACT
The present study demonstrated the dynamic process of gametogenesis and the reproduction
of the brazilian yellow-mandi catfish, Pimelodus maculatus from two areas of the São
Francisco river, MG. Adult females (185) and males (161) were caught between July 1995
and June 1996. The reproductive season was established through the microscopic analysis of
gonads and from the relative frequency of the reproductive cycle stages. The testes of P.
maculatus posses finger-like protuberances with a spermatogenic cranial region and secretory
caudal region. The cranial region is made up of seminiferous tubules with spermatogenic cells
contained in cysts. The spermatozoa are of the primitive type, with a round head (1,30 ± 0,13
µm), rudimentary middle piece, and long flagellum with a 9+2 axonemal arrangement. In the
secretion from the caudal region we detected neutral glycoproteins, sulphated and
carboxylated acid glycoconjugates. The vitelogenic oocytes are composed of a zona pellucida
with three different layers and a covering of flaky material (jelly coat). The zona pellucida
presents pore canals in which microvilli of oocytes and follicle cells establish contacts.
Yellow-mandi catfish had better reproductive conditions in the area downstream from Abaeté
river, where we found a higher incidence of males and females in reproductive activity. In the
area downstream from Três Marias dam we registered a high frequency of females with
atretic ovarian follicles, and males and females in reproductive rest.
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III
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
FIGURA 1 -
Trecho do rio São Francisco a jusante da UHE de Três Marias.
FIGURA 2 -
Mapa de localização dos trechos de estudo.
FIGURA 3 -
O mandi-amarelo: Pimelodus maculatus Lacèpéde, 1803.
FIGURA 4 -
Freqüência bimestral absoluta (Fa) de machos e fêmeas de P. maculatus
capturados nos dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE
de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a
junho/96.
FIGURA 5 -
Freqüência absoluta (Fa) de machos e fêmeas por classes de peso corporal em
gramas (PC) e comprimento padrão em centímetros (CP) de P. maculatus em
dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE de Três Marias;
trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a junho/96.
FIGURA 6 -
Testículos de Pimelodus maculatus. A = localização dos testículos (setas). e =
estômago, i = intestino, bg = bexiga gasosa. B = testículos mostrando franjas
nas regiões cranial e caudal.
FIGURA 7 -
Franja espermatogênica da região cranial dos testículos de Pimelodus
maculatus em estádio de maturação inicial. Setas = túnica albugínea,
asteriscos = tecido intersticial, Z = espermatozóides. HE - 50X
FIGURA 8 -
Tecido intersticial em uma franja espermatogênica da região cranial de P.
maculatus. V = vaso sangüíneo, L = células de Leydig. AT - 1100X
FIGURA 9 -
Organização testicular do mandi-amarelo em franja espermatogênica da
região cranial em estádio de maturação inicial. Asteriscos = cistos de células
da linhagem espermatogênica, Z = espermatozóides, S = célula de Sertoli. HE
- 800X
FIGURA 10 - Secção de franja secretora da região caudal dos testículos de P. maculatus.
Asteriscos = secreção globosa de aspecto coloidal, setas = epitélio. HE 750X
FIGURA 11 - Secção de franja espermatogênica da região cranial dos testículos de P.
maculatus em maturação inicial. G1 = espermatogônias primárias, G2 =
espermatogônias secundárias, C1 = espermatócitos primários, C2 =
espermatócitos secundários, T = espermátides, Z = espermatozóides, S =
célula de Sertoli. HE - 1200X
FIGURA 12 - Ultra-estrutura das células da linhagem espermatogênica de P. maculatus. A
= espermatogônias secundárias (7000X), B = espermatócito primário
(10000X), C = espermátides (8000X), D = espermatozóide (29000X), seta =
complexo sinaptonêmico.
FIGURA 13 - Reações histoquímicas positivas na secreção presente nos túbulos da região
caudal dos testículos de P. maculatus. A = PAS - 300X, B = AB pH 2,5 500X, C = ninhidrina-Schiff - 250X.
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IV
FIGURA 14 - Estádios de maturação gonadal de machos de P. maculatus. A = repouso (AT
- 300X); B = maturação inicial (HE - 350X); C = maturação
avançada/maduro (HE - 150X); D = ducto espermático repleto de
espermatozóides em testículo em maturação avançada/maduro (HE - 180X).
FIGURA 15 - Distribuição bimestral de freqüência relativa (%) dos estádios do ciclo
reprodutivo de machos de P. maculatus coletados em dois trechos do rio São
Francisco (trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do
rio Abaeté) de julho/95 a junho/96.
FIGURA 16 - Ovários de Pimelodus maculatus com ovócitos visíveis a olho nu e conspícua
vascularização.
FIGURA 17 - Secção do ovário de P. maculatus em repouso mostrando túnica albugínea
(seta) e lamelas ovulígeras com ovócitos (asteriscos) (AT -100X).
FIGURA 18 - Secções transversais de ovários de P. maculatus corados por AT (A) e HE (B,
C e D). O0 = ovogônias; O1 = ovócito jovem; O2 = ovócito pré-vitelogênico;
O3 = ovócito com alvéolos corticais; O4 = ovócito vitelogênico; M =
micrópila. A - 350X; B - 220X; C = 100X; D = 1100X.
FIGURA 19 - Ultra-estrutura dos envoltórios ovocitários de O2. CI = camada interna da
zona pelúcida; CE = camada externa da zona pelúcida; CF = célula folicular;
MIT = mitocôndrias; RER = retículo endoplasmático rugoso; seta =
membrana basal; TC = célula tecal; asterisco = fibrilas colágenas. 15000X
FIGURA 20 - Ultra-estrutura dos envoltórios ovocitários de O4. AC = alvéolo cortical; GV
= glóbulo de vitelo; MIT = mitocôndrias; CI = camada interna da zona
pelúcida; CM = camada média da zona pelúcida; CE = camada externa da
zona pelúcida; CF = célula folicular. 20000X
FIGURA 21 - A) Detalhe dos envoltórios ovocitários de O4. CI = camada interna da zona
pelúcida; CM = camada média da zona pelúcida; CE = camada externa da
zona pelúcida; seta = contato entre microvilosidades do ovócito e da célula
folicular; asteriscos = material floculento. 32000X
B) Detalhe do citoplasma das células foliculares de O3. N = núcleo; CG =
complexo de Golgi; RER = retículo endoplasmático rugoso; asteriscos =
ribossomos. 48000X
FIGURA 22 - Detalhe de O4. CMV = corpo multivesicular; MIT = mitocôndrias; GV =
glóbulo de vitelo; ZP = zona pelúcida; seta = microvilosidades do ovócito; CF
= células foliculares com grânulos elétron-lúcidos (asteriscos). 26000X
FIGURA 23 - Folículo pós-ovulatório de P. maculatus. CF = células foliculares (HE 800X). Encarte = célula folicular (seta) com perda de integridade celular (HE
- 1500X).
FIGURA 24 - Atresia em folículos pré-vitelogênicos. A = atresia inicial (HE – 500X); B =
atresia avançada (HE – 560 X). Encarte = célula folicular (seta) com perda de
integridade celular (Feulgen – 850X).
FIGURA 25 - Atresia em folículos vitelogênicos. A: a1 = atresia inicial, a2 = atresia
intermediária, a3 = atresia avançada (HE – 250X). B: detalhe de células
foliculares (setas) de ovócitos vitelogênicos atrésicos com perda de
integridade celular (HE – 750X).
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V
FIGURA 26 - Distribuição bimestral de freqüência relativa (%) dos estádios do ciclo
reprodutivo de fêmeas de P. maculatus coletadas em dois trechos do rio São
FIGURA 27 - Freqüência relativa (%) de atresia por estádio do ciclo reprodutivo (ECR) de
fêmeas de P. maculatus coletadas em dois trechos do rio São Francisco (trecho
I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de
julho/95 a junho/96.
TABELA 1 -
Freqüências bimestrais absoluta (Fa) e relativa (Fr) de machos e fêmeas de P.
maculatus capturados nos dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a
jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) no período
de julho/95 a junho/96.
TABELA 2 -
Freqüência absoluta do peso corporal (PC) de machos e fêmeas de P.
maculatus nos dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE
junho/96.
TABELA 3 -
Freqüência absoluta do comprimento padrão (CP) de machos e fêmeas de P.
maculatus nos dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE
junho/96.
TABELA 4 -
Média e amplitude do comprimento padrão (CP) e peso corporal (PC) para
machos e fêmeas de P. maculatus em dois trechos do rio São Francisco
(trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté)
TABELA 5 -
Características histológicas e ultra-estruturais das células da linhagem
espermatogênica de P. maculatus.
TABELA 6 -
Características histológicas dos estádios do ciclo reprodutivo de machos de P.
maculatus capturados no rio São Francisco no período de julho/95 a junho/96.
TABELA 7 -
Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios
do ciclo reprodutivo de machos de P. maculatus coletados no rio São
Francisco no trecho I (a jusante da barragem de Três Marias), no período de
julho/95 a junho/96.
TABELA 8 -
Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios
do ciclo reprodutivo de machos de P. maculatus coletadas no rio São
Francisco no trecho II (a jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a
junho/96.
TABELA 9 -
Características histológicas das células da linhagem ovogênica de P.
maculatus.
TABELA 10 - Características histológicas dos estádios do ciclo reprodutivo de fêmeas de P.
maculatus capturadas no rio São Francisco no período de julho/95 a junho/96.
TABELA 11 - Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios
do ciclo reprodutivo de fêmeas de P.maculatus coletadas no rio São Francisco
no trecho I (a jusante da barragem de Três Marias), no período de julho/95 a
junho/96.
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VI
TABELA 12 - Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios
do ciclo reprodutivo de fêmeas de P. maculatus coletadas no rio São
Francisco no trecho II (a jusante do rio Abaeté), no período de julho/95 a
junho/96.
TABELA 13 - Freqüências bimestrais absoluta (Fa) e relativa (Fr) de fêmeas de P.
maculatus com ovócitos atrésicos em dois trechos do rio São Francisco
(trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté)
TABELA 14 - Freqüências absoluta (Fa) e relativa (Fr) por estádio do ciclo reprodutivo de
fêmeas de P. maculatus com ovócitos atrésicos em dois trechos do rio São
1
1 - INTRODUÇÃO
1.1 Impacto dos reservatórios sobre a reprodução de peixes
Nos primeiros segmentos de um rio imediatamente abaixo das barragens, observam-se
modificações térmicas e hidrodinâmicas que afetam o comportamento dos peixes (BAXTER,
1977). Estudos sobre o comportamento reprodutivo de peixes nos primeiros quilômetros do
rio Paraná, a jusante do reservatório de Itaipu, indicaram que as espécies migradoras de
grande porte não conseguiram desovar nestas áreas e apresentaram amplo processo de atresia
ovariana (AGOSTINHO et al. 1993).
A adequada temperatura da água é um fator importante para maturação gonadal e
desova de peixes (De VLAMMING, 1975; PARKINSON et al. 1999; TVEITEN et al., 2000).
A liberação de água mais fria pelas barragens do rio Colorado (EUA) resultou em um declínio
na abundância das espécies de peixes nativos (HOLDEN & STALNAKER, 1975). Além da
temperatura, outros fatores atuam sobre a reprodução: idade, fotoperíodo, precipitação
pluviométrica, turbidez, nível da água, alimentação, estresse ambiental, densidade
populacional e poluentes (NAGAHAMA, 1983; SHIMIZU, 1999).
A baixa concentração de oxigênio dissolvido na água prejudica os peixes pela
diminuição das taxas de alimentação e crescimento, inibição da reprodução e morte (RUANE
et al., 1986). O baixo teor de oxigênio dissolvido a jusante de algumas barragens deve-se à
origem hipolimnética da água liberada (BRADKA & REHACKOVA, 1964). Os reservatórios
também ocasionam redução dos picos das vazões, prejudicando a entrada de água em lagoas
marginais que são importantes à ecologia de muitas espécies de peixes que desovam ou
desenvolvem-se dentro delas (LIGON et al., 1995).
1.2 Aspectos morfo-fisiológicos da reprodução dos teleósteos
O estabelecimento de parâmetros reprodutivos de uma espécie é importante para
determinar a época de reprodução e o tipo de desova, bem como verificar as estratégias que a
mesma pode utilizar no ambiente em que vive (VAZZOLER, 1996). O conhecimento da
gametogênese de espécies nativas constitui etapa básica e primordial para compreender a
reprodução natural de peixes brasileiros (BAZZOLI, 1992).
Os testículos dos Siluriformes apresentam ampla variabilidade e em algumas famílias
mostram-se formados apenas por tecido espermatogênico, enquanto noutras a parte caudal
torna-se secretora e organiza-se em vesículas seminais que não possuem células germinativas
mas podem armazenar espermatozóides (LEGENDRE et al., 1996).
2
Em peixes, as células de Sertoli associam-se com uma espermatogônia primária e
originam um cisto no interior do qual ocorre a gametogênese (PUDNEY, 1995). As células de
Sertoli que delimitam o cisto unem-se através de desmosomas e junções do tipo tight
formando barreira celular que impede a comunicação entre as células germinativas haplóides
e o sistema vascular (LOIR et al. 1995). Além de sustentar o cisto, as células de Sertoli
fagocitam espermatozóides residuais e restos citoplasmáticos decorrentes da espermiogênese
(ANDRADE et al., 2001).
As células de Leydig, ou células intersticiais, produtoras de esteróides, são capazes de
produzir, secretar ou acumular produtos de secreção necessários para a gametogênese e
expressão de características sexuais secundárias (PAYNE et al., 1996). O número de células
de Leydig, bem como o estádio em que se encontram pode variar durante o ciclo reprodutivo
(ARBUZOVA, 1995; CAUTY & LOIR, 1995; ANDRADE et al., 2001).
A estrutura, organização celular e o tipo de fertilização determinam a classificação dos
espermatozóides. Assim, espermatozóides de cabeça esférica sem acrosoma, peça
intermediária contendo poucas mitocôndrias e cauda longa com flagelo de organização (9 + 2)
são do tipo primitivo, característicos de peixes de fecundação externa (GRIER, 1981;
BILLARD, 1983; MATTEI, 1988), enquanto espermatozóides com cabeça alongada são
característicos de espécies de fecundação interna (JAMIESON, 1991).
Os ovários de Siluriformes são órgãos geralmente pares e alongados e, como é comum
nos teleósteos, revestidos pela túnica albugínea que emite septos para o interior do órgão,
formando lamelas ovulígeras onde alojam-se os ovócitos (LEGENDRE et al., 1996; GRIER,
2000). Em torno dos ovócitos observam-se zona pelúcida, células foliculares e teca; e em seu
ooplasma, núcleo vitelínico, vesículas corticais e glóbulos de vitelo (GURAYA, 1986). A
análise destas estruturas mostra diferenças entre as espécies, o que permite utilizá-las com
propósitos sistemáticos (BAZZOLI, 1992).
O núcleo vitelínico é uma estrutura basófila encontrada no ovócito pré-vitelogênico
constituída de ribonucleoproteínas associadas a organelas como mitocôndrias, corpos
multivesiculares, retículo endoplasmático, complexo de Golgi e lamelas anulares (GURAYA,
1986; SELMAN & WALLACE, 1989) e que apresenta padrão de dispersão variável
dependendo da espécie (BAZZOLI & GODINHO, 1995).
As vesículas corticais ou alvéolos corticais são estruturas citoplasmáticas que surgem
no ooplasma periférico durante o desenvolvimento dos ovócitos e contêm glicoproteínas que
são liberadas no espaço perivitelínico no momento da fertilização, constituindo bloqueio a
polispermia (HART, 1990).
3
A vitelogenina, produzida no fígado em resposta a estrógenos ovarianos, é
transportada por via sangüínea ao ovário onde é endocitada e fragmentada em duas proteínas
vitelínicas: lipovitelina e fosvitina (WALLACE & SELMAN, 1981; MATSUBARA &
SAWANO, 1995). A formação de vesículas recobertas (coated vesicles) durante a endocitose
(SELMAN & WALLACE, 1989) e a incorporação seletiva da vitelogenina indicam a
presença de receptores para essa fosfolipoglicoproteína na membrana do ovócito
(CARNEVALI et al., 1999). Variações nas concentrações séricas de vitelogenina e outras
substâncias como 17β-estradiol, testosterona e hormônios da tireóide foram correlacionadas
com mudanças sazonais de temperatura e estádio da vitelogênese (PAVLIDIS et al., 2000).
A zona pelúcida de teleósteos, estrutura acidófila e acelular, é constituída por número
variável de camadas de acordo com a espécie, podendo se originar da atividade do ovócito,
das células foliculares ou de ambos (TYLER & SUMPTER, 1996). Estudos ultraestruturais mostram poros-canais na zona pelúcida, os quais são preenchidos por
microvilosidades do ovócito e prolongamentos das células foliculares (RIZZO & BAZZOLI,
1991). Utilizando métodos imunocitoquímicos HAMAZAKI et al. (1989) demonstraram que
o principal componente glicoprotéico da camada interna da zona pelúcida em Oryzias latipes
é produzido no fígado, sob influência de estrógenos. Teleósteos de fertilização externa
apresentam zona pelúcida complexa e seus espermatozóides penetram no ovócito por uma
abertura especializada, a micrópila (GURAYA, 1986; NAKASHIMA & IWAMATSU, 1994).
A morfologia da micrópila e da célula micropilar varia em diferentes espécies de teleósteos de
água doce, podendo apresentar morfologia similar em alguns grupos sistemáticos (RICARDO
et al., 1996; RIZZO, 2001).
Células foliculares envolvem os ovócitos, podendo participar dos processos de
vitelogênese e desenvolvimento ovocitário (NAGAHAMA, 1983; GURAYA, 1986).
Variações na natureza química das glicoproteínas produzidas pelas células foliculares podem
estar relacionadas à adesividade dos ovos no substrato (BUSSON-MABILLOT, 1977). A
camada folicular apóia-se na membrana basal.
A teca apresenta-se, na maioria dos teleósteos, como camada delgada de natureza
conjuntivo-fibrosa, com células semelhantes a fibroblastos dispostas em camada única
(LEHRI, 1968).
Após desova, estruturas remanescentes formam folículos pós-ovulatórios que não
apresentam função endócrina e são rapidamente reabsorvidos, envolvendo morte celular
programada ou apoptose das células foliculares (DRUMMOND et al., 2000).
4
Estudos recentes da atresia folicular mostraram os eventos degenerativos que ocorrem
durante a reabsorção dos ovócitos, culminando com a participação de granulócitos nos
estádios finais da reabsorção do folículo (MIRANDA et al, 1999).
1.3 Caracterização dos trechos de estudo
O rio São Francisco, descoberto em 4 de outubro de 1501 por Américo Vespúcio e
Gaspar de Lemos, percorre 2.700 km em uma bacia que drena área de 631.133km² e que
ocupa 7,4% do território nacional (PLANVASF, 1989). O regime do rio caracteriza-se por
cheias no verão e suas águas são utilizadas principalmente para geração de energia, irrigação,
navegação e abastecimento (CODEVASF, 1991).
Figura 1 -
Trecho do rio São Francisco a jusante da UHE de Três Marias.
Entre Três Marias e Pirapora, a temperatura da água superficial do rio São Francisco
varia de 18 a 29oC com médias de 23-25oC (CETEC, 1983). A represa de Três Marias
apresenta tendência à estratificação térmica no período de novembro a fevereiro, atingindo,
nesta época, diferença entre a superfície (hipolímnio) e o fundo (epilímnio) sempre superior a
3oC. Além disso, os teores de oxigênio aproximam-se da saturação na parte superior da coluna
d’água, mas são bem baixos (30% da saturação) a 30 metros de profundidade (ESTEVES et
al., 1985).
5
O rio São Francisco, nos primeiros 34 quilômetros a jusante da Usina Hidrelétrica de
Três Marias (trecho I), possui água mais fria que se origina do hipolímnio da barragem e
estudos recentes, associados a informações de pescadores, sugerem que os peixes,
provavelmente, não reproduzem nesta área (SATO et al. 1995, SATO et al, 2002). A jusante
do rio Abaeté (trecho II), numa extensão de 20 quilômetros até a barra do rio de Janeiro, a
água do rio São Francisco é mais quente e mais favorável a reprodução de peixes (SATO et
al, 2002) (Fig. 2).
466
474
482
490
496 km
8.020
Barra do Rio de Janeiro
8.014
Rio de Janeiro
LEGENDA
Rio São Francisco
Trecho de estudo I
Trecho de estudo II
8.006
Riacho do Sumidouro
Cursos d'água
Represa
Rio Abaeté
Estrada pavimentada
LT
Linha de transmissão
de energia elétrica
7.998
Área urbanizada
Povoado
p/ Brasília
N
BR 040
7.990
2 km
TRÊS MARIAS
0
2
4
6 km
ESCALA
BR 040
Represa de
Três Marias
7.982 km
Figura 2 -
MG 220
p/ Belo Horizonte
p/ Corinto
BASE CARTOGRÁFICA
Serviço Geográfico do Exército
Região Leste do Brasil - Escala 1:100.000
Folha Três Marias e Chapadão dos Gerais
Mapa de localização dos trechos de estudo.
1.4 Caracterização da espécie Pimelodus maculatus Lacèpéde, 1803
Pimelodus maculatus, conhecido como mandi-amarelo, é um Siluriforme amplamente
distribuído nas bacias de rios sul-americanos (FOWLER, 1951). O mandi-amarelo, espécie de
porte médio do rio São Francisco, é de interesse na pesca esportiva e profissional, sendo
6
também importante para alimentação da população ribeirinha (SATO, 1999). Ele vive e
alimenta-se principalmente no fundo dos rios, possuindo dieta variada constituída de larvas de
insetos, algas, moluscos, peixes e fragmentos de vegetais (BENNEMANN et al., 2000). O
mandi-amarelo apresenta ferrões cobertos por muco tóxico nas nadadeiras peitorais e na
nadadeira dorsal (CEMIG/CETEC, 2000). Ele pode alcançar de 40 a 50 cm de comprimento
total e 1,5 a 2 kg de peso corporal (IHERING & WRIGHT, 1935). Trata-se de uma espécie
migradora cujo tipo de desova é ponto de controvérsias na literatura, sendo admitida desova
parcelada (BAKER et al., 1972; GODINHO et al, 1974; BAZZOLI et al., 1997) e desova
total (SATO & GODINHO, 1988; CARVALHO et al., 1995).
Figura 3 - O mandi-amarelo: Pimelodus maculatus Lacèpéde, 1803.
2 - OBJETIVOS
•
Analisar comparativamente, através de análise histológica e histométrica, a dinâmica da
reprodução de P. maculatus em dois trechos do rio São Francisco, a jusante da barragem
de Três Marias (trecho I) e a jusante do rio Abaeté (trecho II);
•
Quantificar e comparar a ocorrência de folículos atrésicos através de microscopia de luz
nos dois trechos de estudo.
Considerando-se a ocorrência de variações nos condicionantes ambientais das duas
regiões de coleta do material, com especial atenção para a temperatura da água, trabalhamos
com a seguinte hipótese:
•
Os peixes não estão se reproduzindo no trecho do rio São Francisco a jusante da
barragem de Três Marias, em decorrência de condições ambientais desfavoráveis. Em
contraposição, os peixes reproduzem-se no rio São Francisco a jusante do rio Abaeté.
7
3 - MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Animais
Capturaram-se 346 exemplares de mandi-amarelo, P. maculatus, em dois trechos do
rio São Francisco, sendo 66 machos e 88 fêmeas a jusante da UHE de Três Marias (45o15’W,
18o12’S) até a confluência com o rio Abaeté (45o12’W, 18o02’S) e 95 machos e 97 fêmeas a
jusante do rio Abaeté até a barra do rio de Janeiro (45o07’W, 17o55’S). Os peixes foram
coletados utilizando-se tarrafas e redes de emalhar, de diferentes tamanhos de malha, no
período de julho/95 a junho/96.
3.2 Biometria
De cada exemplar capturado determinaram-se o comprimento total (CT), o
comprimento padrão (CP), o peso corporal (PC) e o sexo.
3.3 Estrutura populacional e proporção sexual
O sexo e os dados biométricos obtidos foram tabulados e analisados para determinar
as freqüências absolutas e relativas e a proporção sexual entre machos e fêmeas capturados
nos dois trechos do rio São Francisco.
3.4 Histologia e histoquímica
Fragmentos de gônadas de todos exemplares capturados foram fixados em líquido de
Bouin por 8-12 horas e submetidos às técnicas histológicas de rotina: inclusão em parafina e
glicol-metacrilato, cortes de 3 a 5 µm de espessura, coloração com hematoxilina-eosina (HE),
tricrômico de Gomori (TG) e azul de toluidina (AT). Para detecção de carboidratos e
proteínas nos testículos utilizaram-se técnicas histoquímicas clássicas: periodic acid Schiff
(PAS) para glicogênio, glicoproteínas neutras e sialomucinas, alcian blue (AB) para
glicoconjugados ácidos e neutros, ninhidrina-Schiff para a identificação de radicais -NH2 de
proteínas e a técnica de Feulgen para a detecção de DNA no núcleo das células foliculares
(PEARSE, 1985).
Os estádios de desenvolvimento ovocitário foram estabelecidos baseando-se nas
modificações que ocorrem no núcleo, no ooplasma e nos envoltórios ovocitários BAZZOLI &
RIZZO (1990) e RIZZO & BAZZOLI (1993). Os estádios da atresia folicular foram
estabelecidos baseando-se em alterações que ocorrem no ooplasma e nos envoltórios
ovocitários de acordo com critérios estabelecidos por RIZZO & BAZZOLI (1995) e
MIRANDA et al. (1999).
8
3.5 Ultra-estrutura
Fragmentos de gônadas de 10 machos e 10 fêmeas em maturação foram fixados em
glutaraldeído 2,5% em tampão fosfato 0,1M pH 7,4, pós-fixados em tetróxido de ósmio e
incluídos em resina Epon. Os espécimes foram seccionados com navalha de diamante,
contrastados com acetato de uranila e citrato de chumbo e examinados ao microscópio
eletrônico de transmissão ZEISS, modelo EM-10.
3.6 Histometria
O diâmetro de ovócitos nas diferentes fases de desenvolvimento, o diâmetro nuclear
das células da linhagem espermatogênica, assim como a espessura da zona pelúcida e a altura
das células foliculares, foram obtidos utilizando-se o software de análise de imagens KS400ZEISS.
3.7 Ovogênese e espermatogênese
A classificação e caracterização das fases de desenvolvimento das células da linhagem
ovogênica foram feitas baseando-se no diâmetro e nas características histológicas e ultraestruturais do núcleo, do ooplasma e da parede folicular (zona pelúcida, células foliculares e
teca).
As células da linhagem espermatogênica foram classificadas de acordo com as
características histológicas e ultra-estruturais do núcleo e do citoplasma, além do diâmetro
nuclear.
3.8 Ciclo reprodutivo
A determinação microscópica dos estádios do ciclo reprodutivo de P. maculatus
baseou-se na distribuição de ovócitos e células da linhagem espermatogênica de acordo com
BAZZOLI et al (1997) e BAZZOLI (2002). Após a determinação dos estádios do ciclo
reprodutivo, foram calculadas suas freqüências absoluta e relativa por sexo e por bimestre.
3.9 Análise estatística
Os dados obtidos foram comparados utilizando-se o Teste t de Student e Análise de Variância
(ANOVA). Posteriormente um teste de Duncan foi realizado para comparar os dados obtidos,
quando registraram-se diferenças estatisticamente significativas (p<0,05).
9
4 - RESULTADOS
Machos e fêmeas de P. maculatus foram coletados praticamente em todos os bimestres
nos dois pontos de amostragem, exceto em maio-junho/96 a jusante da barragem (trecho I) e
março-abril/96 a jusante do rio Abaeté (trecho II). A proporção sexual nos dois trechos de
estudo foi de aproximadamente 1:1, com pequeno predomínio de fêmeas, 54,2% no trecho I e
50,5% no trecho II. O total de exemplares capturados foi maior no trecho II (Tabela 1 e Fig.
4).
Tabela 1 -
Freqüências bimestrais absoluta (Fa) e relativa (Fr) de machos e fêmeas de P.
maculatus capturados nos dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da
UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a
junho/96.
BIMESTRES
jul/ago 1995
set/out 1995
nov/dez 1995
jan/fev 1996
mar/abr 1996
mai/jun 1996
Totais
machos
Fa
Fr
3
33,3%
16 40,0%
24 43,6%
19 45,2%
4
50,0%
0
0
66 45,8%
trecho I
fêmeas
total
Fa
Fr
6
66,7%
9
24 60,0% 40
31 56,4% 55
23 54,8% 42
4
50,0%
8
0
0
0
88 54,2% 154
trecho II
machos
fêmeas
total
Fa
Fr
Fa
Fr
21
40,4% 31 59,6% 52
42
58,3% 30 41,7% 72
14
50,0% 14 50,0% 28
8
40,0% 12 60,0% 20
0
0
0
0
0
10 50,0% 10 50,0% 20
95
49,5% 97 50,5% 192
trecho II
40
MACHOS
40
MACHOS
35
FÊMEAS
35
FÊMEAS
30
30
25
25
Fa
Fa
trecho I
20
20
15
15
10
10
5
5
0
0
J/A 95
Figura 4 -
S/O 95
N/D 95
J/F 96
M/A 96
M/J 96
J/A 95
S/O 95
N/D 95
J/F 96
M/A 96
M/J 96
Freqüência bimestral absoluta (Fa) de machos e fêmeas de P. maculatus capturados nos
dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a
jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a junho/96.
10
As curvas de distribuição das freqüências de peso corporal (PC) e comprimento padrão
(CP) por ponto de amostragem mostraram-se com simetria aproximadamente normal apenas
no trecho II (Tabelas 2 e 3, Fig. 5).
Tabela 2 -
Freqüência absoluta do peso corporal (PC) de machos e fêmeas de P. maculatus nos
dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II:
a jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a junho/96.
Classes de Peso Corporal
(PC) em gramas
10,0 – 51,5
51,6 – 93,1
93,2 – 134,7
134,8 – 176,3
176,4 – 217,9
218,0 – 259,5
259,6 – 301,1
Tabela 3 -
trecho I
MACHOS
FÊMEAS
26
19
15
18
13
11
9
18
2
10
1
10
0
2
trecho II
MACHOS
FÊMEAS
3
2
41
11
30
30
11
30
2
12
1
1
2
1
Freqüência absoluta do comprimento padrão (CP) de machos e fêmeas de P. maculatus
nos dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho
II: a jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a junho/96.
Classes de Comprimento
Padrão (CP) em cm
9,5 – 12,1
12,2 – 14,8
14,9 – 17,5
17,6 – 20,2
20,3 – 22,9
23,0 – 25,6
25,7 – 27,9
trecho I
MACHOS
FÊMEAS
8
2
15
14
11
12
18
20
10
15
4
22
0
3
trecho II
MACHOS
FÊMEAS
0
0
2
2
9
6
39
17
34
48
5
13
1
1
11
trecho II
40
40
35
35
Fa de machos
Fa de machos
trecho I
30
25
20
15
10
5
30
25
20
15
10
5
0
0
10,5 51,5
51,6 93,1
93,2 134,7
134,8 176,3
176,4 217,9
218 259,5
10,5 51,5
259,6 301,1
51,6 93,1
40
40
35
35
30
25
20
15
10
5
14,9 17,5
17,6 20,2
20,3 22,9
259,6 301,1
20
15
10
5
0
9,5 - 12,1 12,2- 14,8
23 - 25,6 25,7- 27,9
14,9 17,5
17,6 20,2
20,3 22,9
23 - 25,6
25,7 27,9
Classes de CP
40
40
35
35
Fa de fêmeas
Fa de fêmeas
218 259,5
25
Classes de CP
30
25
20
15
10
5
0
30
25
20
15
10
5
0
10,5 51,5
51,6 93,1
93,2 134,7
134,8 176,3
176,4 217,9
218 259,5
259,6 301,1
10,5 51,5
51,6 93,1
Classes de PC
Fa de fêmeas
35
30
25
20
15
10
5
0
9,5 - 12,1 12,2- 14,8
14,9 17,5
17,6 20,2
20,3 22,9
23 - 25,6
25,7 27,9
Classes de CP
Figura 5 -
93,2 134,7
134,8 176,3
176,4 217,9
218 259,5
259,6 301,1
Classes de PC
40
Fa de fêmeas
176,4 217,9
30
0
9,5 - 12,1 12,2- 14,8
134,8 176,3
Classes de PC
Fa de machos
Fa de machos
Classes de PC
93,2 134,7
50
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
9,5 - 12,1 12,2- 14,8
14,9 17,5
17,6 20,2
20,3 22,9
23 - 25,6
25,7 27,9
Classes de CP
Freqüência absoluta (Fa) de machos e fêmeas por classes de peso corporal em gramas
(PC) e comprimento padrão em centímetros (CP) de P. maculatus em dois trechos do rio
São Francisco (trecho I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio
Abaeté) de julho/95 a junho/96.
O CP de machos e fêmeas e o PC de machos mostraram-se significativamente maiores
no trecho II (a jusante do rio Abaeté). O PC de fêmeas não apresentou diferença significativa
entre os dois trechos estudados (Tab. 4).
12
Tabela 4 -
Média e amplitude do comprimento padrão (CP) e peso corporal (PC) para machos e
fêmeas de P. maculatus em dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da
UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a junho/96.
trecho I
trecho II
Amplitude
Amplitude
Média ± DP
Média ± DP
Machos CP (cm)
9,5 – 24,6
14,0 – 27,0
16,90 ± 3,83
19,98 ± 2,12
PC (g)
10,0 – 226,0 106,21 ± 44,21
40,0 – 330,0
79,73 ± 50,91
Fêmeas CP (cm)
10,2 – 27,0
14,0 – 26,5
19,51 ± 4,05
20,9 ± 2,26
PC (g)
35,0 – 300,0 138,5 ± 45,61
18,0 – 325,0
123,8 ± 71,3
* = diferenças significativas com p < 0,01; ns = diferenças não-significativas com p > 0,05
Teste t
*
*
*
ns
4.2 Estrutura gonadal e ciclo reprodutivo dos machos
4.2.1 Morfologia dos testículos
Macroscopicamente, os testículos do mandi-amarelo são órgãos pares que se unem na
extremidade caudal para formar o ducto espermático comum que se comunica com a papila
urogenital. Eles têm volume e coloração variados conforme a fase do ciclo reprodutivo em
que se encontram. Apresentam projeções digitiformes ou franjas em toda extensão (Fig. 6).
e
i
bg
A
REGIÃO CRANIAL
REGIÃO CAUDAL
B
Figura 6 -
Testículos de Pimelodus maculatus. A = localização dos testículos (setas). e = estômago, i
= intestino, bg = bexiga gasosa. B = testículos mostrando franjas nas regiões cranial e
caudal.
13
Os testículos são envoltos por túnica albugínea de natureza conjuntiva, que emite
septos para o interior das franjas formando tecido intersticial (Fig. 7) constituído de fibras colágenas, vasos sangüíneos e células de Leydig (Figs. 7 e 8), além de células mióides e fibras
nervosas. O tecido intersticial envolve os túbulos seminíferos. A parede dos túbulos seminíferos das franjas da região cranial dos testículos possui células de Sertoli e cistos de células da
linhagem espermatogênica (Figs. 9 e 11). Nas franjas da região caudal não se observam
células de Sertoli nem cistos de células espermatogênicas, sendo os túbulos revestidos por
células cúbicas de núcleos claros e ovais. Estes túbulos, nos peixes em atividade reprodutiva,
apresentam secreção acidófila de aspecto globoso e coloidal no lume (Fig. 10).
Z
*
Z
*
*
Figura 7 -
Franja espermatogênica da região cranial dos testículos de Pimelodus maculatus em
estádio de maturação inicial. Setas = túnica albugínea, asteriscos = tecido intersticial, Z =
espermatozóides. HE - 50X
V
L
L
Figura 8 -
Tecido intersticial em uma franja espermatogênica da região cranial de P. maculatus. V =
vaso sangüíneo, L = células de Leydig. AT - 1100X
14
Z
S
*
*
Z
*
*
Figura 9 -
Organização testicular do mandi-amarelo em franja espermatogênica da região cranial em
estádio de maturação inicial. Asteriscos = cistos de células da linhagem espermatogênica,
Z = espermatozóides, S = célula de Sertoli. HE - 800X
*
*
Figura 10 -
*
Secção de franja secretora da região caudal dos testículos de P. maculatus. Asteriscos =
secreção globosa de aspecto coloidal, setas = epitélio. HE - 750X
15
4.2.2 Células da linhagem espermatogênica
Com base em características histológicas e ultra-estruturais, identificaram-se as
seguintes
células
da
linhagem
espermatogênica:
espermatogônias,
espermatócitos,
espermátides e espermatozóides (Tabela 5 e Figs. 11 e 12).
Tabela 5 -
Características histológicas e ultra-estruturais das células da linhagem espermatogênica
de P. maculatus.
Célula
Espermatogônias
(Figs. 11 e 12A)
Características morfológicas
Primárias (G1): diâmetro nuclear = 5,78 ± 0,58 µm;
maiores células da linhagem espermatogênica;
citoplasma claro e abundante;
núcleo grande, vesiculoso, esférico e central; nucléolo evidente;
Secundárias (G2): diâmetro nuclear = 4,08 ± 0,60 µm;
em cistos de duas ou mais células;
citoplasma claro e reduzido;
núcleo central e esferoidal com cromatina condensada em
algumas regiões; nucléolo evidente.
Espermatócitos
(Figs. 11 e 12B)
Primários (C1): diâmetro nuclear = 3,20 ± 0,42 µm;
citoplasma claro e escasso;
núcleo volumoso em relação ao citoplasma;
ocorrência de complexos sinaptonêmicos.
Secundários (C2): diâmetro nuclear = 2,98 ± 0,21 µm;
citoplasma claro e escasso;
núcleo grande com cromatina condensada num dos pólos;
Espermátides (T)
(Figs. 11 e 12C)
diâmetro nuclear = 1,83 ± 0,23 µm;
núcleo com cromatina condensada.
Espermatozóides (Z)
(Figs. 11 e 12D)
diâmetro nuclear = 1,30 ± 0,13 µm;
menores células da linhagem espermatogênica;
cabeça esférica, peça intermediária curta com poucas
mitocôndrias, ausência de acrosoma;
núcleo arredondado, cromatina fortemente condensada.
16
T
G2
C1
C2
G1
S
Z
G1
Figura 11 - Secção de franja espermatogênica da região cranial dos testículos de P. maculatus em
maturação inicial. G1 = espermatogônias primárias, G2 = espermatogônias secundárias,
C1 = espermatócitos primários, C2 = espermatócitos secundários, T = espermátides, Z =
espermatozóides, S = célula de Sertoli. HE - 1200X
AA
B
CC
D
Figura 12 - Ultra-estrutura das células da linhagem espermatogênica de P. maculatus. A =
espermatogônias secundárias (7000X), B = espermatócito primário (10000X), C =
espermátides (8000X), D = espermatozóide (29000X), seta = complexo sinaptonêmico.
17
4.2.3 Histoquímica da secreção intratubular dos testículos
A análise histoquímica da secreção presente nos túbulos da região caudal dos
testículos do mandi-amarelo mostrou reação positiva às técnicas de PAS, alcian blue (pH 0,5
e 2,5) e ninhidrina-Schiff. Estes resultados não se alteraram após hidrólise ácida e tratamento
com amilase salivar indicando, deste modo, presença de glicoproteínas neutras,
glicoconjugados ácidos carboxilados (incluindo sialomucinas) e glicoconjugados ácidos
sulfatados (Fig. 13). Nos peixes em repouso reprodutivo não se observou secreção no lume
dos túbulos da região caudal dos testículos.
Figura 13 - Reações histoquímicas positivas na secreção presente nos túbulos da região caudal dos
testículos de P. maculatus. A = PAS - 300X, B = AB pH 2,5 - 500X, C = ninhidrinaSchiff - 250X.
18
4.2.4 Estádios do ciclo reprodutivo de machos
Observações ao microscópio de luz de secções dos testículos do mandi-amarelo
permitiram estabelecer escala de maturação gonadal constituída de quatro estádios do ciclo
reprodutivo (Tabela 6 e Fig. 14).
Tabela 6 -
Características histológicas dos estádios do ciclo reprodutivo de machos de P. maculatus
capturados no rio São Francisco no período de julho/95 a junho/96.
Estádio
1 (repouso)
(Fig. 14A)
Características histológicas
túbulos seminíferos com lume fechado;
ausência de secreção na região caudal.
2 (maturação inicial)
(Fig. 14B)
lume dos túbulos seminíferos com pequena quantidade de
espermatozóides;
franjas da região caudal com lume aberto e secreção escassa.
3 (maturação avançada / maduro)
(Figs. 14C e 14D)
grande quantidade de espermatozóides no lume dos túbulos
seminíferos ou no ducto espermático;
franjas da região caudal com secreção abundante de aspecto
globoso e coloidal.
4 (esgotado ou espermiado)
não observado no presente estudo
A
B
C
D
Figura 14 - Estádios de maturação gonadal de machos de P. maculatus. A = repouso (AT - 300X); B
= maturação inicial (HE - 350X); C = maturação avançada/maduro (HE - 150X); D =
ducto espermático repleto de espermatozóides em testículo em maturação
avançada/maduro (HE - 180X).
19
4.2.5 Ciclo reprodutivo nos machos
A distribuição bimestral das freqüências absoluta e relativa dos estádios do ciclo
reprodutivo de machos capturados nos dois trechos encontra-se nas tabelas 7 e 8 e na figura
15. No trecho I observou-se durante o período de coleta 30,30% dos machos em maturação
avançada/maduro enquanto no trecho II registraram-se 47,37% de machos neste estádio.
Observou-se maior freqüência de machos em maturação avançada/maduro no trecho II
no bimestre nov-dez/95 (57,14%) em relação ao mesmo bimestre no trecho I (8,33%). No
bimestre jan-fev/96, em ambos os trechos estudados, os percentuais de machos em maturação
avançada/maduro foram altos: 89,47% no trecho I e 100% no trecho II.
O menor macho capturado em maturação avançada/maduro apresentou, no trecho I,
CT de 21,5 cm e CP de 17,5 cm e no trecho II CT de 17,3 cm e CP de 14,0 cm.
Tabela 7 -
Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios do ciclo
reprodutivo de machos de P. maculatus coletados no rio São Francisco no trecho I (a
jusante da barragem de Três Marias), no período de julho/95 a junho/96.
Bimestre/Ano
jul-ago / 95
set-out / 95
nov-dez / 95
jan-fev / 96
mar-abr / 96
mai-jun / 96
TOTAL
1
Fa
3
10
13
0
4
0
30
ESTÁDIOS DO CICLO REPRODUTIVO
2
3
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
100
0
0
0
0
0
62,50
5
31,25
1
6,25
0
54,17
9
37,50
2
8,33
0
0
2
10,53
17
89,47
0
100
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
45,46
16
24,24
20
30,30
0
4
TOTAL
Fr(%)
0
0
0
0
0
0
0
3
16
24
19
4
0
66
1 = Repouso; 2 = Maturação Inicial; 3 = Maturação Avançada/Maduro; 4 = Totalmente Espermiado
Tabela 8 -
Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios do ciclo
reprodutivo de machos de P. maculatus coletados no rio São Francisco no trecho II (a
jusante do rio Abaeté) no período de julho/95 a junho/96.
Bimestre/Ano
jul-ago / 95
set-out / 95
nov-dez / 95
jan-fev / 96
mar-abr / 96
mai-jun / 96
TOTAL
1
Fa
3
6
0
0
0
8
17
Fr(%)
14,28
14,28
0
0
0
80,00
17,89
2
3
Fa
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
8
38,10
10
47,62
0
18
42,86
18
42,86
0
6
42,86
8
57,14
0
0
0
8
100
0
0
0
0
0
0
1
10,00
1
10,00
0
33
34,74
45
47,37
0
4
TOTAL
Fr(%)
0
0
0
0
0
0
0
1 = Repouso; 2 = Maturação Inicial; 3 = Maturação Avançada/Maduro; 4 = Totalmente Espermiado
21
42
14
8
0
10
95
20
trecho I
ESTÁDIO 3
%
trecho II
ESTÁDIO 3
100
%
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
M/J
J/A
ESTÁDIO 2
%
N/D
J/F
M/A
M/J
M/A
M/J
M/A
M/J
ESTÁDIO 2
100
%
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
M/J
J/A
ESTÁDIO 1
%
S/O
S/O
N/D
J/F
ESTÁDIO 1
100
%
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
M/J
J/A
S/O
N/D
J/F
Figura 15 - Distribuição bimestral de freqüência relativa (%) dos estádios do ciclo reprodutivo de
machos de P. maculatus coletados em dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a
jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a
junho/96.
21
4.3 Estrutura gonadal e ciclo reprodutivo das fêmeas
4.3.1 Morfologia dos ovários
Os ovários de P. maculatus são órgãos pares, alongados e fusiformes (Fig. 16). As
extremidades caudais afilam-se gradativamente para constituir os ductos ovarianos que se
unem para formar o ducto ovariano comum que se abre no exterior através da papila
urogenital.
Figura 16 - Ovários de Pimelodus maculatus com ovócitos visíveis a olho nu e conspícua
vascularização.
Microscopicamente, os ovários são revestidos pela túnica albugínea, constituída de
tecido conjuntivo denso contendo fibras musculares lisas e vasos sangüíneos. A túnica
albugínea emite septos para o interior do órgão formando lamelas ovulígeras, nas quais
encontram-se as células da linhagem ovogênica (Fig. 17).
*
*
*
Figura 17 - Secção do ovário de P. maculatus em repouso mostrando túnica albugínea (seta) e
lamelas ovulígeras com ovócitos (asteriscos) (AT -100X).
22
4.3.2 Células da linhagem ovogênica
Baseando-se em características histológicas, identificaram-se as seguintes fases de
desenvolvimento das células da linhagem ovogênica: ovogônias (O0), ovócitos jovens (O1),
ovócitos pré-vitelogênicos (O2), ovócitos com alvéolos corticais (O3) e ovócitos
vitelogênicos (O4) (Tabela 9).
Tabela 9 -
Características histológicas das células da linhagem ovogênica de P. maculatus.
Célula
Ovogônias
(O0)
(Fig. 18A)
Características
diâmetro celular = 12,7 ± 2,1 µm;
formam ninhos nas lamelas ovulígeras;
núcleo esférico e vesiculoso;
citoplasma ligeiramente acidófilo.
Ovócitos jovens
(O1)
(Fig. 18A)
citoplasma basófilo, homogêneo e de aspecto vítreo;
núcleo vesiculoso com nucléolos periféricos;
zona pelúcida não visualizada;
células foliculares pavimentosas.
Ovócitos pré-vitelogênicos
(O2)
(Fig. 18A)
citoplasma basófilo e finamente granular com núcleo vitelínico;
núcleo vesiculoso;
zona pelúcida delgada (1,3 ± 0,2 µm);
células foliculares pavimentosas (1,8 ± 0,2 µm).
Ovócitos com alvéolos corticais
(O3)
(Fig. 18B)
citoplasma com alvéolos corticais;
núcleo vesiculoso de contorno irregular;
zona pelúcida evidente (1,7 ± 0,2 µm), apresentando estriações
transversais;
células foliculares cúbicas ( 5,9 ± 0,8 µm).
Ovócitos vitelogênicos
(O4)
(Figs. 18C e 18D)
citoplasma com glóbulos de vitelo acidófilos;
núcleo vesiculoso às vezes excêntrico;
zona pelúcida espessa (2,2 ± 0,2 µm) com aparelho micropilar
evidente;
células foliculares prismáticas ( 21,0 ± 4,2 µm).
23
O1
O2
O0
O3
A
B
O4
O4
M
C
D
Figura 18 - Secções transversais de ovários de P. maculatus corados por AT (A) e HE (B, C e D). O0
= ovogônias; O1 = ovócito jovem; O2 = ovócito pré-vitelogênico; O3 = ovócito com
alvéolos corticais; O4 = ovócito vitelogênico; M = micrópila. A - 350X; B - 220X; C =
100X; D = 1100X.
4.3.3 Envoltórios ovocitários
Os ovócitos do mandi-amarelo são envolvidos por zona pelúcida, células foliculares e
teca. Ao microscópio eletrônico de transmissão a zona pelúcida é visualizada a partir dos O2,
sendo constituída de duas camadas (Fig. 19). Gradativamente, ela aumenta de espessura
apresentando 3 camadas nos O4 (Fig. 20). Microvilosidades dos ovócitos atravessam poroscanais da zona pelúcida e estabelecem contato com prolongamentos das células foliculares
(Fig. 21A). Nos O4 observa-se camada de material floculento sobre a zona pelúcida (Fig.
21A).
As células foliculares apoiam-se sobre membrana basal acelular e aumentam de altura
à medida que os ovócitos se desenvolvem. Organelas envolvidas com síntese protéica
(ribossomos, retículo endoplasmático rugoso, complexo de Golgi e mitocôndrias) são
abundantes nas células foliculares de O2 e O3 (Figs. 19 e 21B), enquanto o citoplasma das
células foliculares dos O4 apresenta-se repleto de grânulos elétron-lúcidos (Fig. 22).
A teca é constituída de células semelhantes a fibroblastos, capilares sangüíneos e
fibrilas colágenas (Fig. 19).
24
CI
RER
MIT
CE
TC
O2
*
CF
Figura 19 - Ultra-estrutura dos envoltórios ovocitários de O2. CI = camada interna da zona pelúcida;
CE = camada externa da zona pelúcida; CF = célula folicular; MIT = mitocôndrias; RER
= retículo endoplasmático rugoso; seta = membrana basal; TC = célula tecal; asterisco =
fibrilas colágenas. 15000X
CI
CM
CE
MIT
GV
AC
CF
Figura 20 - Ultra-estrutura dos envoltórios ovocitários de O4. AC = alvéolo cortical; GV = glóbulo de
vitelo; MIT = mitocôndrias; CI = camada interna da zona pelúcida; CM = camada média
da zona pelúcida; CE = camada externa da zona pelúcida; CF = célula folicular.
20000X
25
CE
CM
*
*
CI
CG
*
N
B
A
*
RER
*
Figura 21 - A) Detalhe dos envoltórios ovocitários de O4. CI = camada interna da zona pelúcida; CM
= camada média da zona pelúcida; CE = camada externa da zona pelúcida; seta = contato
entre microvilosidades do ovócito e da célula folicular; asteriscos = material floculento.
32000X
B) Detalhe do citoplasma das células foliculares de O3. N = núcleo; CG = complexo de
Golgi; RER = retículo endoplasmático rugoso; asteriscos = ribossomos. 48000X
*
*
CF
*
ZP
CMV
MIT
GV
Figura 22 -
Detalhe de O4. CMV = corpo multivesicular; MIT = mitocôndrias; GV = glóbulo de
vitelo; ZP = zona pelúcida; seta = microvilosidades do ovócito; CF = células foliculares
com grânulos elétron-lúcidos (asteriscos). 26000X
26
4.3.4 Folículos pós-ovulatórios e folículos atrésicos
Folículos pós-ovulatórios apresentam lume irregular e parede constituída de células
foliculares hipertrofiadas e teca conjuntiva. Nas fases mais avançadas observam-se algumas
células foliculares com perda da integridade celular caracterizada por condensação nuclear e
segregação da cromatina (Fig. 23).
CF
CF
Figura 23 - Folículo pós-ovulatório de P. maculatus. CF = células foliculares (HE - 800X). Encarte =
célula folicular (seta) com perda de integridade celular (HE - 1500X).
No presente estudo observaram-se ovócitos pré-vitelogênicos em processo de atresia,
especialmente nos peixes em repouso capturados no trecho I. Nesses ovócitos observaram-se
perda da basofilia citoplasmática e desaparecimento do núcleo (atresia inicial – Fig. 24A) e
células foliculares com núcleo oval ou esférico, às vezes com as características de perda da
integridade celular observadas nos folículos pós-ovulatórios (atresia avançada - Fig. 24B).
A
B
Figura 24 - Atresia em folículos pré-vitelogênicos. A = atresia inicial (HE – 500X); B = atresia
avançada (HE – 560 X). Encarte = célula folicular (seta) com perda de integridade celular
(Feulgen – 850X).
27
Em ovócitos vitelogênicos atrésicos observou-se fragmentação e desaparecimento da
zona pelúcida, bem como redução gradual do conteúdo do ovócito. Células foliculares com
características de perda de integridade celular também foram observadas, as quais tornaram-se
gradativamente mais freqüentes (Fig. 25).
a2
a1
a3
B
A
Figura 25 - Atresia em folículos vitelogênicos. A: a1 = atresia inicial, a2 = atresia intermediária, a3 =
atresia avançada (HE – 250X). B: detalhe de células foliculares (setas) de ovócitos
vitelogênicos atrésicos com perda de integridade celular (HE – 750X).
4.3.5 Estádios do ciclo reprodutivo de fêmeas
Observações ao microscópio de luz de secções dos ovários de P. maculatus
permitiram estabelecer escala de maturação gonadal constituída de quatro estádios (Tabela
10).
Tabela 10 - Características histológicas dos estádios do ciclo reprodutivo de fêmeas de P. maculatus
capturadas no rio São Francisco no período de julho/95 a junho/96.
Estádio
1 (repouso)
Características histológicas
ovários contendo apenas ninhos de ovogônias, O1 e O2.
2 (maturação inicial)
presença de O1, O2 e O3.
3 (maturação avançada / maduro)
presença de O1, O2, O3 e O4.
4 (desovado)
presença de folículos pós-ovulatórios, O1 e O2;
atresia de O3 e O4.
28
4.3.6 Ciclo reprodutivo nas fêmeas
A distribuição bimestral das freqüências dos estádios do ciclo reprodutivo de fêmeas
capturadas nos dois trechos encontra-se nas tabelas 11 e 12 e na figura 26. No trecho I
observou-se durante o período de coleta apenas 3,41% das fêmeas em maturação
avançada/maduro e no trecho II registraram-se 24,14% de fêmeas neste estádio.
Observaram-se maiores freqüências de fêmeas em maturação avançada/maduro no
trecho II nos bimestres nov-dez/95 (92,86%) e jan-fev/96 (100%). No trecho I estes valores
foram menores: nov-dez/95 (3,23%) e jan-fev/96 (4,36%).
A menor fêmea capturada em maturação avançada/maduro apresentou, no trecho I, CT
de 26,1 cm e CP de 21,6 cm e no trecho II, CT de 20,7 cm e CP de 17,0 cm.
Tabela 11 - Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios do ciclo
reprodutivo de fêmeas de P.maculatus coletadas no rio São Francisco no trecho I (a
jusante da barragem de Três Marias), no período de julho/95 a junho/96.
Bimestre/Ano
jul-ago / 95
set-out / 95
nov-dez / 95
jan-fev / 96
mar-abr / 96
mai-jun / 96
TOTAL
1
Fa
6
23
29
18
4
0
80
2
3
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
100
0
0
0
0
0
95,83
0
0
1
4,17
0
93,54
0
0
1
3,23
1
78,26
0
0
1
4,36
4
100
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
90,91
0
0
3
3,41
5
4
TOTAL
Fr(%)
0
0
3,23
17,39
0
0
5,68
6
24
31
23
4
0
88
1 = repouso; 2 = maturação inicial; 3 = maturação avançada/maduro; 4 = desovado
Tabela 12 - Distribuição bimestral de freqüência absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios do ciclo
reprodutivo de fêmeas de P. maculatus coletadas no rio São Francisco no trecho II (a
jusante do rio Abaeté), no período de julho/95 a junho/96.
Bimestre/Ano
jul-ago / 95
set-out / 95
nov-dez / 95
jan-fev / 96
mar-abr / 96
mai-jun / 96
TOTAL
1
Fa
31
23
1
0
0
9
64
2
3
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
Fr(%)
Fa
100
0
0
0
0
0
76,67
1
3,33
6
20,00
0
7,14
0
0
13
92,86
0
0
0
0
2
100
0
0
0
0
0
0
0
90,00
0
0
0
0
1
73,56
1
1,15
21
24,14
1
4
TOTAL
Fr(%)
0
0
0
0
0
10,00
1,15
31
30
14
2
0
10
87
29
trecho I
ESTÁDIO 4
%
trecho II
ESTÁDIO 4
100
%
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
M/J
J/A
ESTÁDIO 3
%
100
%
J/F
M/A
M/J
M/A
M/J
M/A
M/J
M/A
M/J
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
J/A
M/J
ESTÁDIO 2
S/O
N/D
J/F
ESTÁDIO 2
100
%
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
J/A
M/J
ESTÁDIO 1
%
N/D
ESTÁDIO 3
0
%
S/O
S/O
N/D
J/F
ESTÁDIO 1
100
%
100
80
80
60
60
40
40
20
20
0
0
J/A
S/O
N/D
J/F
M/A
M/J
J/A
S/O
N/D
J/F
Figura 26 - Distribuição bimestral de freqüência relativa (%) dos estádios do ciclo reprodutivo de
fêmeas de P. maculatus coletadas em dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a
jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a
junho/96.
30
4.3.7 Freqüência de atresia
No trecho I verificou-se ocorrência de atresia em ovócitos pré-vitelogênicos e
vitelogênicos em 44,32% das fêmeas enquanto no trecho II a atresia ocorreu em apenas 5,74%
das fêmeas (Tabela 13). No trecho I também registrou-se maior freqüência de atresia nos
ovários em repouso reprodutivo (38,75%) quando comparado com o trecho II (6,35%)
(Tabela 14 e Fig. 27).
Tabela 13 - Freqüências bimestrais absoluta (Fa) e relativa (Fr) de fêmeas de P. maculatus com
ovócitos atrésicos em dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE
de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a junho/96.
Bimestre/Ano
trecho I
Fa
5
11
8
15
0
0
39
n
6
24
31
23
4
0
88
jul/ago 1995
set/out 1995
nov/dez 1995
jan/fev 1996
mar/abr 1996
mai/jun 1996
TOTAL
Fr(%)
83,33
45,83
25,81
65,22
0
0
44,32
trecho II
Fa
0
3
0
0
0
2
5
n
31
30
14
2
0
10
87
Fr(%)
0
10,00
0
0
0
20,00
5,74
Tabela 14 - Freqüências absoluta (Fa) e relativa (Fr) por estádio do ciclo reprodutivo de fêmeas
de P. maculatus com ovócitos atrésicos em dois trechos do rio São Francisco (trecho
I: a jusante da UHE de Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a
junho/96.
Estádios
trecho I
Fa
31
0
3
5
39
n
80
0
3
5
88
1
2
3
4
TOTAL
Fr(%)
38,75
0
100
100
44,32
trecho II
Fa
4
0
0
1
5
n
64
1
21
1
87
trecho II
trecho I
%
Fr(%)
6,25
0
0
100
5,74
100
%
80
100
80
60
sem atresia
60
sem atresia
40
com atresia
40
com atresia
20
20
0
0
1
2
3
4
1
2
ECR
3
4
ECR
Figura 27 -
Freqüência relativa (%) de atresia por estádio do ciclo reprodutivo (ECR) de fêmeas de P.
maculatus coletadas em dois trechos do rio São Francisco (trecho I: a jusante da UHE de
Três Marias; trecho II: a jusante do rio Abaeté) de julho/95 a junho/96.
31
5 - DISCUSSÃO
O número de machos e fêmeas pode variar entre as espécies, mas na maioria das vezes
ele é próximo da proporção de 1:1 (NIKOLSKI, 1963), conforme também observado no
presente estudo. As variações nas proporções sexuais podem estar relacionadas com
diferentes taxas de crescimento entre os sexos, seletividade dos petrechos de pesca e
estratificação da população (BARBIERI, 1992).
Devido à existência de legislação de pesca, no presente estudo não foram capturados
exemplares imaturos, impossibilitando a determinação do tamanho de primeira maturação
sexual pelo método do L50, tamanho no qual 50% da população é imatura e 50% da
população é adulta (VAZZOLER, 1996). Por isso, determinaram-se os tamanhos mínimos de
machos e fêmeas em maturação avançada/maduro como indicativo do provável tamanho de
primeira maturação sexual de P. maculatus, conforme procedimentos utilizados por
BAZZOLI (2002).
5.2 Organização morfo-funcional dos testículos
Testículos com projeções digitiformes ou franjas, observados em P. maculatus do
presente estudo, são relatados em outros pimelodídeos (LOIR et al, 1989), como também em
outros Siluriformes das famílias Auchenipteridae (MEISNER et al., 2000), Clariidae
(SIRCAR, 1970), Doradidae (GIESE et al., 1999) e Ictaluridae (SNEED & CLEMENS,
1963). Apesar do aspecto franjado, os testículos do mandi-amarelo contêm túbulos
seminíferos com células espermatogênicas organizadas em cistos, similar ao observado na
maioria dos teleósteos (GRIER, 1981). No presente estudo observou-se que células
espermatogênicas têm desenvolvimento sincrônico, de modo que em cada cisto todas as
células encontravam-se na mesma fase. Entretanto, a composição de células espermatogênicas
é variável entre as franjas, como também observado em P. maculatus e Iheringichthys
labrosus por BAZZOLI et al. (1997).
A distribuição e organização das células da linhagem espermatogênica, das células de
Sertoli e das células de Leydig do mandi-amarelo são semelhantes aos relatos para a maioria
dos teleósteos (PUDNEY, 1995). As características histológicas e ultra-estruturais das células
espermatogênicas do mandi-amarelo são similares às do pimelodídeo I.labrosus (SANTOS,
2001).
No presente estudo observaram-se condensação nuclear, redução citoplasmática e
formação de flagelo durante a espermiogênese, semelhante aos relatos de NAGAHAMA
32
(1983). Os espermatozóides de P. maculatus apresentam cabeça esférica, peça intermediária
curta com poucas mitocôndrias e ausência de acrosoma, características de espermatozóides do
tipo primitivo de acordo com a classificação proposta por BILLARD (1983).
Espermatozóides primitivos são comuns em Siluriformes de fertilização externa, como os
Pimelodidae, enquanto espermatozóides de cabeça alongada são comuns em Ageneiosidae e
Auchenipteridae, Siluriformes de fecundação interna (LOIR et al., 1989). P. maculatus
apresentou flagelo único, entretanto entre os pimelodídeos ocorrem espécies biflageladas
como Rhamdia sapo (MAGGESE et al., 1984).
Atividade secretora nos testículos de algumas famílias de Siluriformes tem sido
atribuída à estruturas ou regiões especializadas. Em alguns representantes das famílias
Pimelodidae, Loricaridae e Callichthyidae a porção caudal dos testículos tem atividade
secretora (LOIR et al., 1989). O aspecto globoso e coloidal da secreção dos testículos de P.
maculatus assemelha-se ao observado em Pimelodus blochii (LOIR et al., 1989). A presença
de glicoproteínas neutras, glicoconjugados ácidos carboxilados e sulfatados na secreção das
franjas caudais dos testículos do mandi-amarelo em maturação difere daquela detectada no
pimelodídeo I.labrosus que contém apenas glicoproteínas neutras (SANTOS et al., 2001).
Admite-se que glicoproteínas e glicoconjugados produzidos nos testículos tenham funções
similares àquelas das vesículas seminais que ocorrem em outros grupos de teleósteos,
participando do aumento de volume do sêmen, da fertilização e da atração de fêmeas (VAN
DEN HURK et al., 1987; LAHNSTEINEER et al., 1992), facilitando o contato entre
espermatozóide e ovócito (SUNDARARAJ & NAYYER, 1969) ou atuando como barreira
química entre sexos (SCHOONEN et al, 1987; SINGH & JOY, 1998). No presente estudo
não foram observadas diferenças na secreção dos peixes capturados nos dois trechos do rio
São Francisco.
5.3 Organização morfo-funcional dos ovários
As características morfológicas e as variações sazonais dos ovários de P. maculatus são
similares àquelas de outros siluriformes como Pseudoplatystoma coruscans (GODINHO et
al., 1997) e Iheringichthyes labrosus (SANTOS, 2001).
Nas lamelas ovulígeras dos ovários de P. maculatus, ovogônias dividem-se por mitose
para manter o estoque de ovogônias ou entram em meiose diferenciando-se em ovócitos
(GRIER, 2000).
No ooplasma dos ovócitos pré-vitelogênicos de P. maculatus observou-se núcleo
vitelínico íntegro ou fragmentado semelhante aos relatos de BAZZOLI & GODINHO (1995).
33
O núcleo vitelínico pode estar envolvido na formação, multiplicação e acúmulo de organelas
durante a vitelogênese (GURAYA, 1986).
No presente estudo, ovócitos com alvéolos corticais foram observados raramente,
sugerindo tratar-se de um estádio de curta duração (ANDRADE et al., 1985). Os alvéolos
corticais, em P. maculatus, dispõe-se formando camadas descontínuas e contêm
glicoproteínas neutras (BAZZOLI, 1992).
O aumento de volume dos ovócitos vitelogênicos deve-se à
constituído
principalmente
de
vitelogenina,
classificada
deposição de vitelo,
bioquimicamente
como
fosfolipoglicoproteína (SELMAN & WALLACE, 1989). De fato, ovócitos vitelogênicos de
P. maculatus são as maiores células da linhagem ovogênica e apresentaram ooplasma repleto
de glóbulos de vitelo acidófilos contendo glicoproteínas neutras e lípides (BAZZOLI, 1992).
Nos ovócitos vitelogênicos de P. maculatus, observou-se zona pelúcida constituída de
três camadas distintas atravessadas por poros-canais preenchidos por microvilosidades do
ovócito e das células foliculares, semelhante aos relatos de GURAYA (1986). Através de
técnicas histoquímicas evidenciaram-se glicoproteínas neutras e glicoconjugados ácidos
carboxilados na zona pelúcida de P. maculatus (BAZZOLI, 1992). No presente estudo,
observou-se sobre a camada mais externa da zona pelúcida do mandi-amarelo, material
floculento formando capa ou camada gelatinosa delgada (jelly coat) como também observado
por SATO et al. (1999) e RIZZO (2001) nessa mesma espécie. Ainda em nosso estudo,
observou-se nos ovócitos pré-vitelogênicos e vitelogênicos, micrópila com vestíbulo amplo e
curto canal micropilar correspondendo à micrópila do tipo 1 da classificação de RICARDO et
al. (1996).
Células foliculares de P. maculatus circundam o ovócito, formando camada única
apoiada sobre membrana basal, padrão comum aos teleósteos (SELMAN & WALLACE,
1989). As células foliculares podem apresentar forma variada conforme a fase do
desenvolvimento ovocitário (GURAYA, 1986), sendo em P. maculatus pavimentosas nos
ovócitos jovens e nos ovócitos pré-vitelogênicos, cúbicas nos ovócitos com alvéolos corticais
e prismáticas nos ovócitos vitelogênicos. No presente estudo foram observados
prolongamentos das células foliculares que penetram na zona pelúcida e estabelecem contatos
com microvilosidades do ovócito como também relatado em Zosterisessor ophiocephalus
(GIULIANINI & FERRERO, 2000).
A teca dos ovócitos vitelogênicos de P. maculatus apresenta-se constituída de fibrilas
colágenas, células semelhantes a fibroblastos e capilares sangüíneos, seguindo o padrão típico
da maioria dos teleósteos (TYLER & SUMPTER, 1996).
34
Nenhuma diferença foi observada nos envoltórios ovocitários dos peixes dos dois
trechos estudados.
5.4 Atresia folicular e folículos pós-ovulatórios
No presente estudo, observou-se, no trecho I, alta freqüência de atresia folicular em
ovócitos vitelogênicos e pré-vitelogênicos em ovários de fêmeas não desovadas. No
reservatório de Itaipu também registrou-se alta freqüência de atresia folicular nos primeiros
quilômetros a jusante da barragem (AGOSTINHO et al., 1993). A atresia folicular pode ser
causada por vários fatores como: níveis hormonais, fotoperíodo e temperatura inadequados;
presença de agentes biocidas; jejum; condições de confinamento e estresse (NAGAHAMA,
1983, GURAYA, 1986). Apesar de ocorrer em qualquer fase do desenvolvimento ovocitário,
é rara a ocorrência de atresia folicular no período pré-desova (GURAYA, 1986).
Durante a involução dos folículos atrésicos de P. maculatus, as células foliculares
apresentaram perda de integridade celular, sugerindo apoptose. Estudos ultra-estruturais não
evidenciaram apoptose em folículos atrésicos de teleósteos (LANG, 1981; MIRANDA et al.,
1999). Por outro lado, estudos bioquímicos com marcação da extremidade 3’ do DNA
folicular com [32P]dideoxi-ATP evidenciaram apoptose em folículos atrésicos de teleósteos
(JANZ et al., 1997).
Em folículos pós-ovulatórios de P. maculatus foram também observadas, ao
microscópio de luz, algumas células foliculares remanescentes com características de perda de
integridade celular, sugerindo apoptose. Análises ultra-estruturais confirmaram apoptose em
células foliculares de folículos pós-ovulatórios de Astyanax bimaculatus lacustris
(DRUMMOND et al., 2000).
Não se observaram diferenças morfológicas nos folículos atrésicos ou nos pósovulatórios dos trechos estudados.
5.5 Estádios do ciclo reprodutivo
A análise do comportamento reprodutivo de machos e fêmeas mostrou predomínio de
P. maculatus em repouso reprodutivo no trecho I em quase todos os bimestres analisados.
Ocorrência semelhante também foi registrada em fêmeas de Prochilodus marggravii no
mesmo trecho do rio São Francisco (SATO et al., 2002). Por outro lado, no trecho II, a
maioria dos machos e fêmeas de P. maculatus encontrava-se no estádio de maturação
avançada/maduro no período de novembro/95 a fevereiro/96 coincidindo com a época de
reprodução dessa espécie (SATO, 1999).
35
A captura de apenas uma fêmea em maturação inicial sugere ser este um estádio muito
rápido, semelhante aos resultados obtidos para Astyanax bimaculatus por ANDRADE et al.
(1985) e para o próprio P. maculatus nos reservatórios de Furnas, Itumbiara e Marimbondo
por BAZZOLI et al. (1997).
No presente trabalho, machos espermiados não foram capturados nos trechos
estudados. BAZZOLI et al. (1997), estudando P. maculatus, registraram machos espermiados
nos reservatórios de Itumbiara e Marimbondo, mas não em Furnas.
Em nosso estudo, o pequeno número de fêmeas desovadas não permitiu que se
determinasse o tipo de desova da espécie neste ambiente. As divergências quanto ao tipo de
desova de P. maculatus podem estar relacionadas com diferentes metodologias e condições
ambientais (NIKOLSKI, 1963; ROMAGOSA et al., 1985; BAZZOLI et al., 1997).
5.6 Diferenças entre os trechos estudados
A análise das variações de comprimento e peso corporal permite avaliar como a
espécie obtém recursos do ambiente, condição fisiológica, desenvolvimento gonadal e
adequação ao meio (LE CREN, 1951). No presente estudo verificou-se que machos de P.
maculatus alcançaram valores significativamente maiores de peso corporal (PC) e
comprimento padrão (CP) no trecho II. O comprimento padrão (CP) de fêmeas também
mostrou-se significativamente maior no trecho II.
Os maiores valores de PC e CP, a maior freqüência de peixes em atividade reprodutiva
e a menor freqüência de atresia folicular indicam que o trecho do rio São Francisco a jusante
do rio Abaeté (trecho II) apresenta condições mais apropriadas para a reprodução de P.
maculatus do que aquelas do trecho I. Fato similar foi observado por SATO et al. (2002) em
P. marggravi nos mesmos trechos, atribuindo as melhores condições no trecho II à
temperatura da água, vazão, teor de oxigênio e turbidez elevadas. Estes mesmos autores
também concluíram que a jusante da UHE de Três Marias (trecho I) as condições do rio São
Francisco são menos favoráveis a reprodução, principalmente pela origem hipolimnética da
água liberada pela barragem.
Não se observaram diferenças nas características morfológicas reprodutivas dos peixes
nos dois trechos no que diz respeito a aspecto e natureza da secreção da região caudal dos
testículos, morfologia das células gametogênicas e estádios do ciclo reprodutivo, estrutura dos
envoltórios ovocitários e morfologia dos folículos atrésicos e pós-ovulatórios.
36
6 - CONCLUSÕES
•
O mandi-amarelo, P. maculatus, nos primeiros 34 quilômetros a jusante da barragem de
Três Marias, apresenta alta incidência de repouso reprodutivo em machos e fêmeas e
grande freqüência de atresia folicular devido, provavelmente, a condições inadequadas
para a reprodução. A jusante do rio Abaeté ocorre alta freqüência de P. maculatus em
atividade reprodutiva e baixa freqüência de atresia folicular, indicando condições
favoráveis à reprodução.
•
A secreção produzida pela região caudal dos testículos de P. maculatus apresenta, nos
dois trechos do rio São Francisco estudados, aspecto globoso e coloidal, contendo
glicoproteínas neutras e glicoconjugados ácidos carboxilados e sulfatados.
•
A zona pelúcida dos ovócitos vitelogênicos de P. maculatus, em ambos os trechos do rio
São Francisco, é constituída de três camadas e é coberta por uma capa gelatinosa delgada
de material floculento (jelly-coat).
•
O período de reprodução dos peixes, especialmente no trecho a jusante do rio Abaeté,
concentra-se no período de novembro a fevereiro.
37
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Análise comparativa da reprodução do mandi

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