epidemiologia da leptospirose em animais silvestres de vida

EPIDEMIOLOGIA DA LEPTOSPIROSE EM ANIMAIS SILVESTRES DE VIDA
LIVRE DA REGIÃO DE BOTUCATU, SP
Felipe Fornazari1*, Pâmela Merlo Marson2, Carlos Roberto Teixeira3, Valdinei Moraes
Campanucci da Silva4, Helio Langoni1
1
Departamento de Higiene Veterinária e Saúde Pública, Faculdade de Medicina
Veterinária e Zootecnia, Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho –
UNESP, Botucatu
2
Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho –
UNESP, Botucatu
3
Centro de Medicina e Pesquisa de Animais Silvestres – CEMPAS, Universidade
Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho – UNESP, Botucatu
4
Secretaria Municipal da Saúde de Botucatu, Vigilância Ambiental em Saúde de
Botucatu
*[email protected]
Palavras-chave: leptospira, saúde pública, saúde animal
Introdução: a leptospirose é uma zoonose de grande importância nos animais e no
homem. São escassos os estudos em animais silvestres e, devido ao papel dos
mesmos como reservatórios de diversas enfermidades, bem como à severidade das
lesões causadas pela leptospirose, o presente estudo teve como objetivo principal
pesquisar a infecção por Leptospira spp. em mamíferos silvestres de vida livre na
região de Botucatu, SP. Material e métodos: os animais foram amostrados de duas
formas: (1) captura, utilizando-se armadilhas em fragmentos florestais e (2)
acompanhamento da casuística do Centro de Medicina e Pesquisa de Animais
Silvestres, da FMVZ – UNESP - Botucatu. Foram colhidas amostras de sangue e urina
de 309 animais, representando 16 espécies. Para o diagnóstico sorológico foi
realizada a técnica de Soroaglutinação Microscópica (SAM) para 18 sorogrupos de
Leptospira spp.. As amostras de urina foram submetidas ao diagnóstico molecular pela
PCR em tempo real (qPCR), utilizando-se o equipamento StepOneTM Plus Real Time
PCR System, o sistema SYBR®Green, e os primers Lep1 e Lep2. A análise estatística
foi realizada para comparar a positividade com o local de origem de indivíduos
agrupados dentro de uma mesma espécie. Resultados: Na SAM foram positivos 50
animais (16,1%), reagentes para os sorogrupos Semaranga (n=18), Djasiman (n=9),
Australis (n=7), Sejroe (n=5), Icterohaemohrragiae (n=5), Grippotyphosa (n=3),
1
Canicola (n=3), Autumnalis (n=3), Shermani (n=2) e Panama (n=1). Na qPCR foram
positivos 17 animais (5,5%). No total, 64 animais foram positivos (20,7%) para pelo
menos uma das técnicas de diagnóstico (SAM e/ou qPCR), obtendo-se as maiores
prevalências para as espécies: furão (83,3%), cachorro do mato (75.0%), lobo guará
(66,6%) e quati (30,3%). A análise estatística revelou que gambás provenientes da
mata apresentaram maiores chances de se infectar em relação aos gambás residentes
da área urbana (Odds Ratio = 3,87). Não foi observada diferença significativa nas
prevalências de quatis positivos provenientes de duas regiões distintas, mas de
características ambientais semelhantes. Conclusões: uma grande diversidade de
sorogrupos foi responsável pela infecção nos animais estudados, com uma alta
positividade para o sorogrupo Semaranga; a presença de DNA de leptospiras na urina
indica o papel dos animais silvestres como reservatórios; existem diferenças
significativas na prevalência de infecção entre diferentes espécies, havendo maior
positividade em indivíduos das famílias Canidade e Mustelidae; fatores ambientais
estão envolvidos na maior prevalência de infecção em gambás provenientes da mata
em relação aos gambás localizados na área urbana.
2
ABSTRACT
Leptospirosis is zoonosis of great importance in animals and humans. Studies
in wild animals are scarce and, due to the role of them as reservoirs of other
diseases, as well as the severity of injuries caused by leptospirosis, the present
study aimed to investigate the infection by Leptospira spp. in free-ranging wild
mammals in the region of Botucatu, SP. Animals were sampled by two
methods: (1) capture, using traps in forest fragments and (2) following the
routine of the Center of Medicine and Research in Wildlife, FMVZ – UNESP –
Botucatu. Blood and urine samples were collected from 309 animals,
representing 16 species. Serological diagnosis was performed by Microscopic
Agglutination Test (MAT) for 18 Leptospira spp. serogroups, using 29 antigens.
Urine samples were submitted to molecular diagnosis by Real Time PCR (RTPCR),
using
StepOneTM
Plus
Real
Time
PCR
System
equipment,
SYBR®Green system, and primers Lep1 and Lep2. To investigate clinical
symptoms compatible with leptospirosis, blood cell count, hepatic/renal
enzymes dosage and physical exam were performed. Statistical analysis was
used to compare positivity with place of origin of animals grouped in the same
species. In MAT 50 animals were positive (16.1%), reagents to serogroups
Semaranga
(n=18),
Djasiman
(n=9),
Australis
(n=7),
Sejroe
(n=5),
Icterohaemohrragiae (n=5), Grippotyphosa (n=3), Canicola (n=3), Autumnalis
(n=3), Shermani (n=2) and Panama (n=1). In RT-PCR 17 animals were positive
(5.5%). In total, 64 animals were positive (20.7%) for at least one of the
diagnosis test (MAT and/or RT-PCR), yielding the highest prevalence for
species: lesser grison (83.3%), crab-eating fox (75.0%), maned wolf (66.6%),
and coati (30.3%). No significant clinical abnormalities that could be associated
with leptospirosis were observed. Statistical analysis revealed that opossums
from the forest had higher chances of infection than opossums from urban
areas (Odds Ratio = 3.87). No significant difference was observed between
prevalence of coatis from two distinct areas, but with similar environmental
features. In conclusion: (1) a great diversity of serogroups was responsable for
the infection in the studied animals, with a high positivity for Semaranga
serogroup; (2) leptospiral DNA in urine samples indicates the role of wild
animals as reservoirs; (3) leptospirosis presented low morbidity; (4) there is a
3
great diversity of species infected by Leptospira spp. in Botucatu, SP; (5) there
are significant diferences in prevalence among species; (6) opossums
presented a high prevalence of infection by saprophyte leptospires; (7)
environmental features are associated in the higher prevalence of infection in
opossums from the forest than those from urban areas.
Key-words: leptospirosis, wildlife, microscopic agglutination test, real time
PCR, zoonosis.
4
INTRODUÇÃO
5
INTRODUÇÃO
A leptospirose é uma enfermidade infecto-contagiosa, de caráter
zoonótico, de ampla distribuição mundial. Possui grande importância em saúde
pública e saúde animal devido à severidade das lesões, bem como aos
prejuízos econômicos, decorrentes principalmente do tratamento dos doentes e
das perdas na produção animal (Adler e de la Peña Moctezuma, 2010; Guerra,
2013; Picardeau, 2013).
Diversas espécies de bactérias patogênicas do gênero Leptospira spp.,
agrupadas em mais de 250 sorovares, são responsáveis pela etiologia da
leptospirose. A infecção ocorre principalmente pela penetração ativa da
bactéria pelas mucosas ou soluções de continuidade, tanto de forma direta
(contato com animais infectados) como indireta (contato com água ou solo
úmido contaminado). Uma vez infectados, os animais e humanos eliminam as
leptospiras pela urina, completando assim o ciclo epidemiológico da doença
(Levett, 2001).
Leptospiras são pouco resistentes no ambiente, necessitando de
condições adequadas de temperatura, pH e umidade para sobreviver. Portanto,
os reservatórios são essenciais na manutenção da enfermidade, atuando como
portadores renais e eliminando as leptospiras de forma intermitente durante
longos períodos. Os roedores sinantrópicos são considerados os reservatórios
mais importantes da leptospirose (Levett, 2001; Picardeau, 2013), destacandose a espécie Rattus norvegicus (popularmente chamado de ratazana), a qual
possui grande adaptação às leptospiras do sorogrupo Icterohaemorrhagiae.
Diversas
espécies
domésticas
também
são
consideradas
importantes
reservatórios, como suínos, ovinos, caprinos e bovinos (Miraglia et al., 2008;
6
Fornazari et al., 2012; Gamage et al., 2014; ). Devido à proximidade com
humanos, importância econômica e facilidade de amostragem, as espécies
domésticas são muito mais estudadas do que espécies silvestres, não somente
no campo da leptospirose, mas de diversas enfermidades de caráter infeccioso.
A pesquisa de leptospiras em animais silvestres pode fornecer
informações a respeito da condição de portador renal e, consequentemente,
indicar seu potencial como fontes de infecção. Este aspecto adquire especial
importância em áreas rurais, onde existe uma maior proximidade entre as
espécies silvestres, humanos e animais domésticos. Além disso, o mesmo
impacto que a leptospirose apresenta nos animais domésticos e em humanos
já foi documentado em algumas espécies selvagens em outros países, como
macacos e leões marinhos (Norman et al., 2008; Szonyi et al., 2011; Delaney et
al., 2014). Portanto, a pesquisa de leptospiras em animais silvestres possui
importância tanto no contexto de saúde pública como de saúde animal.
O Brasil é considerado um dos países com a maior biodiversidade do
planeta (Begossi et al., 2003). A grande quantidade de espécies animais e
vegetais, aliadas à extensão de nosso território, ao clima tropical e à
diversidade de biomas, constitui uma rede complexa de relações na cadeia de
transmissão de enfermidades infecciosas e parasitárias. Assim, há uma
necessidade constante em nosso país de estudos que abordem o conceito de
OneHealth – promoção da saúde animal, humana e ambiental de forma
integrada (Atlas, 2013).
Em nosso país, a leptospirose é considerada endêmica, ocorrendo com
frequência surtos epidêmicos em períodos de alta pluviosidade e/ou em regiões
com condições inadequadas de saneamento básico (Ko et al., 1999; Romero et
7
al., 2003). Os estudos direcionados para a leptospirose em animais silvestres
são escassos, e geralmente consistem de inquéritos sorológicos realizados em
um pequeno grupo de animais mantidos em cativeiro (Côrrea et al., 2004;
Esteves et al., 2005; Pimentel et al., 2009; Silva et al., 2010; Jorge et al., 2011;
Pinna et al., 2012; Ullmann et al., 2012a; Ullmann et al., 2012b; Proença et al.,
2013). Dessa forma, o presente trabalho teve como objetivo pesquisar a
infecção por Leptospira spp. em uma amostragem significativa de animais,
utilizando técnicas sorológicas e moleculares, contribuindo assim para um
maior conhecimento da epidemiologia da leptospirose.
8
OBJETIVOS
9
OBJETIVOS

Determinar a prevalência de anticorpos anti-Leptospira spp. em
amostras de sangue de mamíferos silvestres de vida livre, seus títulos e
sorogrupos mais frequentes;

Pesquisar a presença de DNA genômico específico para o gênero
Leptospira spp. em amostras de urina de animais silvestres pela PCR em
tempo real (PCR-TR);

Avaliar o impacto da leptospirose nos animais silvestres, pela correlação
entre os resultados da sorologia/PCR-TR e as alterações observadas na
avaliação do estado de saúde dos animais;

Comparar os resultados da sorologia e da PCR-TR entre as diferentes
espécies, determinando-se quais são as mais acometidas e/ou mais frequentes
fontes de infecção;

Investigar a influência de fatores ambientais na infecção por Leptospira
spp., por meio da associação entre a positividade dos animais com seus
respectivos habitats de origem.
10
MATERIAL E MÉTODOS
11
MATERIAL E MÉTODOS
Delineamento experimental
O estudo foi realizado no município de Botucatu, SP (22° 53’ 09” S 48° 26’
42” O). Para a amostragem dos animais foram utilizadas duas técnicas: (1)
captura
utilizando-se
armadilhas
em
fragmentos
florestais
e
(2)
acompanhamento da casuística do Centro de Medicina e Pesquisa de Animais
Silvestres (CEMPAS), da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia
(FMVZ) - UNESP - Botucatu.
Ambos os métodos de amostragem selecionados permitiram o estudo de
populações representativas da região de Botucatu, diminuindo assim a
possibilidade de vieses na análise epidemiológica. Tanto a captura como a
amostragem dos animais encaminhados ao CEMPAS foram distribuídas de
forma homogênea, tanto de forma temporal como espacial ao longo de 22
meses. Embora não tenha sido possível capturar animais na maioria dos
fragmentos florestais da região, foram selecionadas as áreas de maiores
dimensões territoriais, conforme descrito posteriormente.
Devido à falta de dados presentes na literatura, não foi possível calcular o
número mínimo de animais a serem amostrados no presente estudo para que
se obtivessem resultados expressivos. De forma empírica, foi estabelecido um
número de 300 a 400 animais, considerando-se o tempo do estudo e a
experiência prévia da equipe em trabalhos anteriores.
A colheita das amostras biológicas foi realizada a campo, no mesmo local
da captura dos animais, bem como no CEMPAS, durante os procedimentos
ambulatoriais. Em seguida as amostras foram encaminhadas ao Núcleo de
12
Pesquisa em Zoonoses (NUPEZO) da FMVZ - UNESP - Botucatu, para serem
processadas, armazenadas e analisadas.
O estudo foi realizado segundo a aprovação do Instituto Chico Mendes de
Conservação da Biodiversidade (ICMBio), mediante autorização emitida pelo
Sistema de Autorização e Informação da Biodiversidade (SISBIO), no 33162-2.
O estudo também foi aprovado pelo Comitê de Ética no Uso de Animais da
FMVZ - UNESP – Botucatu (protocolo no 10/2012).
Captura dos animais
Para a captura dos animais foram selecionados fragmentos florestais
localizados na Fazenda Lageado, na Fazenda Edgardia e no Jardim Botânico
do Instituto de Biociências, todos pertencentes à UNESP – Botucatu. O
principal critério adotado para a seleção destes locais foi a extensão territorial –
capaz de suportar grandes populações de animais silvestres –, além da
facilidade de acesso e conhecimento prévio da fauna existente.
As capturas foram realizadas mensalmente, entre abril de 2012 e janeiro
de 2014, com duração variável de 4 a 10 dias/mês, dependendo das condições
climáticas e disponibilidade da equipe. Foram empregadas armadilhas do tipo
tomahawk (Gabrisa®), de metal galvanizado, dobráveis, medindo 40 x 40 x 70
cm. De 5 a 20 armadilhas eram utilizadas em cada local de captura,
dependendo do tamanho do fragmento florestal e inclinação do terreno. As
armadilhas eram instaladas pela manhã, sob a sombra, iscadas com banana
e/ou carne crua (cabeça de frango) e verificadas na manhã do dia seguinte.
13
Animais encaminhados ao CEMPAS
A casuística do CEMPAS foi acompanhada diariamente. Somente foram
amostrados exemplares com o perfil do estudo: mamíferos, de vida livre,
encaminhados de Botucatu ou de municípios próximos. As amostras biológicas
foram colhidas durante os procedimentos ambulatoriais de rotina, no momento
em que os animais se encontravam anestesiados. Nos casos em que não era
possível a colheita no momento da admissão do animal, este procedimento foi
realizado em um período de até quatro dias após sua chegada ao CEMPAS.
Se a amostragem do animal só fosse possível em um período superior a quatro
dias, o mesmo era descartado do estudo.
Contenção e anestesia dos animais capturados
Os animais capturados em seu ambiente natural foram anestesiados para
a colheita de material biológico. A contenção física foi realizada utilizando-se
luvas de raspa de couro e/ou puçás, seguida da aplicação do anestésico. Em
alguns casos a anestesia foi aplicada por meio de dardos artesanais e
zarabatana, para garantir uma maior segurança da equipe e do animal.
A anestesia foi realizada pela associação dos anestésicos cloridrato de
quetamina
(Dopalen®)
e
midazolan
(Dormire®),
utilizando-se
doses
apropriadas para cada espécie, conforme a literatura consultada (Cubas et al.,
2006) e a experiência dos profissionais envolvidos. Esta combinação foi
escolhida devido
à sua
eficiência
e segurança,
considerando-se
os
procedimentos que foram realizados, além de rápido retorno anestésico.
14
Os animais foram devidamente identificados com brincos metálicos
(Zootech®) modelo ZT 900 7 mm, para evitar a amostragem repetida de um
mesmo indivíduo caso ele fosse recapturado.
Após a colheita das amostras, os animais foram colocados novamente no
interior das armadilhas, a qual foi coberta por um pano para diminuir o estresse
do animal durante sua recuperação, bem como proteger de insetos parasitas.
Os animais foram soltos somente após total ausência dos efeitos da medicação
anestésica.
Avaliação da saúde dos animais
Foi realizada uma avaliação do estado de saúde dos animais com o
objetivo de investigar a presença de sinais clínicos compatíveis com a infecção
por Leptospira spp.. Para tanto, foram realizados exames laboratoriais
específicos (os quais são descritos em detalhe nos tópicos seguintes); e exame
físico, o qual foi realizado imediatamente após a anestesia. O exame físico foi
direcionado aos principais sinais clínicos observados na leptospirose em
animais domésticos, como icterícia, febre e hemorragias em mucosa (Greene
et al., 2006).
Colheita e preparo das amostras
Amostras de sangue e urina foram colhidas de cada animal. Para a
colheita de sangue, foi realizada a punção de vasos periféricos, enquanto que a
urina foi colhida ou por cistocentese, ou por sondagem uretral ou por micção
natural. As amostras de sangue de cada animal foram divididas em duas
15
alíquotas, uma para hemograma e outra para a obtenção de soro. As amostras
de urina foram armazenadas na própria seringa utilizada para a colheita.
Após o transporte do material para a FMVZ – UNESP – Botucatu, uma
das amostras de sangue foi imediatamente encaminhada ao Serviço de
Laboratório Clínico Veterinário, do Departamento de Clínica Veterinária, para a
realização do hemograma. O restante do material foi encaminhado ao Núcleo
de Pesquisa em Zoonoses (NUPEZO), do Departamento de Higiene Veterinária
e Saúde Pública. A segunda amostra de sangue foi centrifugada e o soro
obtido armazenado em freezer -80°C para posterior análise. As amostras de
urina foram lavadas em solução salina tamponada (SST) estéril,
pH 7,6,
previamente ao congelamento, com o objetivo de remover proteínas e íons que
pudessem interferir na reação de PCR-TR. Para tanto, cada amostra de urina
foi centrifugada a 11.000 rpm, o sobrenadante descartado, e o pellet lavado em
SST utilizando-se um agitador automático do tipo vortex (IKA®) por
aproximadamente 10 s. O procedimento foi repetido mais uma vez e o pellet
ressuspendido em uma solução final de 1 mL de SST, obtendo-se assim uma
alta concentração celular na urina, a qual foi armazenada a -80°C para
posterior análise.
Exames complementares
Os exames complementares ao exame físico dos animais foram
hemograma e dosagem de enzimas hepáticas/renais. O hemograma foi
realizado utilizando o equipamento pocH-100ivTM Diff (Roche®), conforme as
instruções do fabricante, no qual foram mensurados: hemácias, hemoglobina e
leucócitos totais. O diferencial leucocitário foi feito por esfregaço sanguíneo
16
utilizando o corante Wright. A leitura de hematócrito foi realizada em capilar
pelo método do microhematócrito, enquanto que a determinação das proteínas
plasmáticas totais foi realizada por refratometria.
A avaliação do perfil hepático e renal foi realizada pela dosagem sérica
dos seguintes componentes do sangue: alanina aminotransferase (ALT),
aspartato aminotransferase (AST), gama-glutamil-transferase (GGT), fosfatase
alcalina (FA), bilirrubinas, proteínas totais séricas, albumina, uréia e creatinina.
Foi realizada a dosagem de CK (creatino quinase) para a validação da AST.
Todas as mensurações foram realizadas no espectofotômetro COBAS Mira
Plus (Roche®), segundo o protocolo de análise nos kits comerciais, de acordo
com as instruções do fabricante.
Exame sorológico
As amostras de soro foram testadas para anticorpos anti-Leptospira spp.
pela técnica de Soroaglutinação Microscópica (SAM), segundo as normas do
Ministério da Saúde (Brasil, 1995). Foi utilizada uma bateria de antígenos vivos,
mantidos e repicados semanalmente em meio Ellinghausen-McCulloughJohnson-Harris (EMJH) (DIFCO Laboratories®), a 28°C, constituída de 24
sorovares, quatro variantes do sorovar Hardjo e uma cepa local isolada de um
cão (sorovar Canicola), totalizando 18 sorogrupos (Australis, Autumnalis,
Ballum, Bataviae, Canicola, Celledoni, Djasiman, Grippotyphosa, Hebdomadis,
Icterohaemorrhagiae,
Javanica,
Panama,
Pomona,
Pyrogenes,
Sejroe,
Shermani, Andamana e Semaranga). Cada amostra foi inicialmente diluída em
SST pH 7,6 na proporção 1:100, misturada separadamente com cada um dos
29 antígenos em placas de fundo chato (96 orifícios) e incubadas a 37°C por
17
uma hora. A leitura foi realizada em microscópio de campo escuro (Zeiss®)
com aumento de 100x. Foram consideradas positivas amostras que
apresentaram 50% ou mais de leptospiras aglutinadas. Em seguida, as
amostras reagentes foram novamente testadas – conforme anteriormente
descrito – somente para o antígeno reagente, em diluições seriadas na razão
de dois (100, 200, 400, 800 e 1600) para obter-se o título final. Como controle
negativo foi utilizada SST pH 7,6. No caso das amostras que apresentaram
reação para mais de um sorovar, foi considerado como reagente somente
aquele que apresentou maior título.
Extração de DNA
Para a extração de DNA das amostras de urina foi utilizado o kit IllustraTM
Blood Genomic Prep Mini Spin Kit (GE Healthcare®), segundo as instruções do
fabricante. As amostras foram transferidas, no volume de 200 µL, para um
microtubo estéril de 1,5mL (AXYGEN®), livre de DNAse e RNAse. Em seguida,
foi adicionado 20µL de proteinase K, homogeneizado em agitador automático do
tipo vortex (IKA®) por 10 s, e acrescentados 400 µL de tampão de lise,
incubando-se por 10 min em temperatura ambiente sob agitação constante em
agitador automático (IKA®). As amostras foram submetidas a spin por 10
segundos, e o conteúdo transferido para um filtro e seu respectivo tubo coletor.
Os tubos foram centrifugados a 11.000 rpm por 1 min, acrescentados 500 µL de
solução de tampão de lise e novamente centrifugados a 11.000 rpm por 1 min.
Em seguida foi adicionado 500 µL de tampão de lavagem e centrifugados a
11.000 rpm por 3 minutos. Os tubos coletores foram descartados e os filtros
acoplados em novos microtubos de 1,5 mL, previamente descritos. Foram
18
acrescentados 200 µL da solução de eluição a 70°C, incubados por 1 minuto a
temperatura ambiente, e os microtubos centrifugados a 11.000 rpm por 1
minuto. A amostra obtida foi armazenada em geladeira a 4°C por 24 horas, para
a estabilização do DNA, e em seguida estocada em freezer a -20°C para
posterior análise. Foi utilizado como controle negativo SST pH 7,6.
Reação em Cadeia pela Polimerase em Tempo Real (PCR-TR)
Foi realizada a PCR em tempo real para a detecção do DNA genômico
específico para o gênero Leptospira. A análise foi desenvolvida utilizando-se o
equipamento StepOne™ Plus Real Time PCR System (Applied Biosystems®) e
o sistema SYBR®Green para detecção de fluorescência. Os primers
empregados foram o Lep1 e Lep2 (Merien et al., 1992), os quais correspondem
a sequência de oligonucleotídeos 38-57 (5’GGCGGCGCGTCTTAAACATG3’) e
348-368 (5’TTCCCCCCATTGAGCAAGATT3’), da estrutura primária do gene
16 S rRNA da Leptospira interrogans sorovar Canicola, e que resultam em um
produto de 331 pb. Como controle positivo foi utilizado o mesmo antígeno
empregado na SAM, pertencente ao sorovar Hardjo, enquanto que para o
controle negativo foi utilizado a amostra de SST pH 7,6 processada na etapa
de extração de DNA.
O ensaio foi realizado em placas descartáveis (Applied Biosystems®), nas
quais foram adicionados em cada orifício 10 μL de Power SYBR®Green PCR
Master Mix (Applied Biosystems®), 7,6 μL de água MilliQ estéril, 0,2 μL de
cada primer e 2 μL da amostra a ser testada, totalizando 20 μL por reação.
Todas as amostras foram analisadas em triplicata. Em seguida a placa foi
selada, inserida no equipamento e submetida às seguintes condições: 95°C por
19
10 min, seguido de 40 ciclos de 95°C por 15 sg e 60°C por 1min, e uma etapa
final para a curva de dissociação (melting curve) de 55 min (60°C a 95°C). O
sinal de fluorescência foi obtido ao longo dos ciclos de amplificação e
analisados pelo software do equipamento. Foram consideradas positivas
amostras cuja curva de dissociação apresentou variação de até um grau
celsius em relação ao controle positivo.
Análise estatística
Frequências absolutas e relativas das diferentes variáveis foram
calculadas. Os intervalos de confiança 95% foram calculados para medidas de
prevalência como estimativas de precisão dos valores obtidos sempre que
possível. No caso de número amostral reduzido ou valores das estimativas
próximos dos extremos, o cálculo foi baseado na distribuição binomial para
evitar intervalos menores do que 0 ou maiores do que 1 (Dohoo et al., 2009).
Nos
demais
casos,
os
intervalos
foram
calculados
considerando-se
probabilidades aproximadas da distribuição normal.
Aplicou-se o teste do qui-quadrado com o objetivo de estudar possíveis
associações entre o local de origem dos animais (área urbana x mata; Fazenda
Lageado/Edgardia x Jardim Botânico) e o resultado (positivo x negativo) para
qualquer uma das técnicas (SAM ou PCR-TR). Esta análise foi realizada
somente entre indivíduos da mesma espécie, evitando-se a análise entre
exemplares de diferentes espécies. Assim, foi possível constituir grupos
homogêneos e livres de interferências intrínsecas à variável “espécie” –
considerada uma possível fonte de viés. Também foram excluídas da análise
espécies com poucos indivíduos amostrados e/ou com tendência para somente
20
um tipo de local de origem, com o objetivo de aumentar a validade do teste. O
resultado obtido na SAM e/ou PCR-TR foi utilizado como variável dependente,
enquanto que o local de origem como variável independente. Em casos de
significância estatística (P < 0.05), valores de odds ratio e seus limites de
confiança para o intervalo de 95% foram calculados para designar o tamanho
do efeito observado. As análises foram conduzidas no software R (Crawley,
2013).
21
RESULTADOS
22
RESULTADOS
Animais
No total foram amostrados 309 animais, incluídos em 16 espécies: gambá
de orelha branca (Didelphis albiventris, n=195), quati (Nasua nasua, n=56),
ouriço
cacheiro
(Sphiggurus
villosus,
n=13),
tamanduá
bandeira
(Myrmecophaga tridactyla, n=6), furão (Galictis cuja, n=6), tamanduá mirim
(Tamandua tetradactyla, n=5), veado catingueiro (Mazama gouazoubira, n=5),
tatu galinha (Dasypus novencinctus, n=4), raposa (Lycalopex vetulus, n=4),
cachorro do mato (Cerdocyon thous, n=4), lobo guará (Chrysocyon brachyurus,
n=3), onça parda (Puma concolor, n=2), macaco prego (Sapajus nigritus, n=2),
lebre europeia (Lepus europaeus, n=2), mão pelada (Procyon cancrivorus, n=1)
e irara (Eira barbara, n=1).
Exame sorológico
Na SAM foram positivos 50 animais, correspondendo a uma prevalência
de 16,1% (95% IC: 12,0 – 20,2). As espécies que apresentaram maior
positividade foram: furão (83,3%; 95% IC: 35,8 – 99,5), cachorro do mato (75%;
95% IC: 19 – 99), lobo guará (66,6%; 95%: 9 – 99) e raposa (50%; 95% IC: 6 –
93). Também apresentaram alta positividade irara (100%) e mão pelada
(100%), mas como somente um exemplar de cada espécie foi amostrado, estes
resultados possuem baixa validade. Os sorogrupos reagentes foram:
Semaranga
(n=18),
Djasiman
(n=9),
Australis
(n=7),
Sejroe
(n=5),
Icterohaemohrragiae (n=5), Grippotyphosa (n=3), Canicola (n=3), Autumnalis
(n=3), Shermani (n=2) e Panama (n=1), conforme indica a tabela 1. Quatro
23
animais foram positivos para mais de um sorogrupo. Os títulos apresentados
foram 100 (n=16), 200 (n=21), 400 (n=5), 800 (n=5) e 1600 (n=3). Os demais
resultados obtidos na SAM estão sumarizados na tabela 2.
Reação em Cadeia pela Polimerase em Tempo Real (PCR-TR)
Foram positivos na PCR-TR 17 animais, correspondendo a uma
prevalência de 5,5% (95% IC: 2,9 – 8,0). Cada uma das amostras positivas
apresentou curva de amplificação e de dissociação nos três ensaios. As
espécies que apresentaram positividade foram: gambá de orelha branca (3,5%;
95% IC: 0,9 – 6,2), macaco prego (100%; 95% IC: não calculado), ouriço
cacheiro (15,3%; 95% IC: 1,9 – 45,4), quati (8,9%; 95% IC: 1,4 – 16,4) e tatu
galinha (25%; 95% IC: 0,6 – 80,5). Os resultados estão sumarizados na tabela
1.
Associação da SAM e PCR-TR
Ao considerar as duas técnicas de diagnóstico como complementares, 64
animais foram positivos, correspondendo a uma prevalência total de 20,7%
(95% IC: 16,1 – 25,2). Dessa forma, as prevalências de indivíduos positivos
para cada espécie foram semelhantes às obtidas considerando-se somente a
SAM, conforme indica a tabela 1. Entre os 64 animais positivos pela
associação de técnicas, somente três foram positivos tanto pela SAM como
pela PCR-TR.
24
Avaliação do estado de saúde dos animais e exames complementares
No exame físico não foram encontrados sinais clínicos característicos da
leptospirose, tanto nos animais positivos como negativos. Em alguns indivíduos
foram observados sintomas inespecíficos compatíveis com enfermidades de
natureza infecciosa ou parasitária. Como exemplo, em 11 animais foi
observado aumento (de discreto a acentuado) de linfonodos inguinais e/ou
poplíteos. Destes, três animais (dois gambás e um furão) foram positivos na
SAM com baixos títulos (100 ou 200), enquanto que um indivíduo (gambá) foi
positivo na PCR-TR. Os sete animais restantes com aumento de linfonodos
não apresentaram positividade para nenhuma das técnicas de diagnóstico. Em
alguns animais também foram observados variados graus de caquexia, mas
estes estavam associados, em sua grande maioria, a traumas físicos principalmente decorrentes de atropelamentos. Não foram observados outros
sinais clínicos inespecíficos que poderiam estar associados à leptospirose.
Os exames complementares foram analisados em 25 animais, os quais
apresentaram resultado positivo na PCR-TR (n=17) ou com títulos ≥ 800 na
SAM (n=8), parâmetros estes considerados como indicativos de infecção
recente (Levett, 2001). Não foram observadas alterações significativas
compatíveis com leptospirose nos exames complementares. Somente um
animal – lobo guará – apresentou alterações compatíveis com leptospirose:
intensa leucocitose com neutrofilia (30.000 leucócitos/µL; 29.100 neutrófilos/µL)
25
Análise estatística
As frequências absolutas e relativas das diferentes variáveis, valores da
estatística de qui-quadrado (χ2), graus de liberdade (GL), significância exata
em P (two-tailed), e valores de Odds Ratio (OR) com limites superior (LS95%)
e inferior (LI95%) do intervalo de confiança 95% são expressas na tabela 1, 2,
3 e 4.
As espécies gambá e quati, devido à maior representatividade de
indivíduos amostrados, foram selecionadas para comparar o local de origem
dos animais com a positividade em pelo menos uma das técnicas. No caso dos
gambás, foi observada uma maior prevalência nos indivíduos provenientes da
mata em relação aos da área urbana, com uma razão de chances de 3,87,
conforme indica a tabela 3. Em relação aos quatis, embora todos os animais
amostrados fossem provenientes da mata (e nenhum da área urbana), o
mesmo tipo de análise foi realizada adotando-se como critério de classificação
as localidades onde não havia sobreposição de território ocupado pelos
animais, objetivando investigar se havia diferença na prevalência de infecção
em
quatis de
regiões distintas, mas
com características ambientais
semelhantes. Assim, os locais de origem dos quatis foram classificados em (1)
Jardim Botânico e (2) Fazenda Lageado/Edgardia, localizados a uma distância
aproximada de 7 km e separados pela área urbana de Botucatu. Não foi
observada diferença significativa na positividade entre os diferentes locais de
origem dos quatis (P=0,88), conforme indica a tabela 4.
26
Tabela 1. Frequência absoluta, relativa (%) e prevalência de animais positivos - com limites superior (LS95%) e inferior (LI95%) do
intervalo de confiança 95%* - para as técnicas de Soroaglutinação Microscópica (SAM), PCR em tempo real (PCR-TR) e a combinação de
ambas (SAM + PCR-TR) realizadas em animais silvestres da região de Botucatu, SP.
ESPÉCIE
Cachorro do mato (Cerdocyon thous)
Furão (Galictis cuja)
Gambá de orelha branca (Didelphis albiventris)
Irara (Eira barbara)
Lebre (Lepus europaeus)
Lobo guará (Chrysocyon brachyurus)
Macaco prego (Sapajus nigritus)
Mão pelada (Procyon cancrivorus)
Onça parda (Puma concolor)
Ouriço cacheiro (Sphiggurus villosus)
Quati (Nasua nasua)
Raposa (Lycalopex vetulus)
Tamanduá bandeira (Myrmecophaga tridactyla)
Tamanduá mirim (Tamandua tetradactyla)
Tatu galinha (Dasypus novencinctus)
Veado catingueiro (Mazama gouazoubira)
TOTAL
N
SAM (%)
LI95%
LS95%
PCR-TR
(%)
LI95%
LS95%
SAM + PCR-RT (%)
LI95%
LS95%
4
6
195
1
2
3
2
1
2
13
56
4
6
5
4
5
309
3 (75,0)
5 (83,3)
16 (8,2)
1 (100,0)
0 (0,0)
2 (66,6)
0 (0,0)
1 (100,0)
0 (0,0)
0 (0,0)
17 (30,3)
2 (50,0)
0 (0,0)
1 (20,0)
1 (25,0)
1 (20,0)
50 (16,1)
0,1941
0,3588
0,0435
0,0943
0,1831
0,0676
0,0051
0,0063
0,0051
0,1207
0,9937
0,9958
0,1206
0,9916
0,4240
0,9324
0,7164
0,8059
0,7164
0,2029
0 (0,0)
0 (0,0)
7 (3,5)
0 (0,0)
0 (0,0)
0 (0,0)
2 (100,0)
0 (0,0)
0 (0,0)
2 (15,3)
5 (8,9)
0 (0,0)
0 (0,0)
0 (0,0)
1 (25,0)
0 (0,0)
17 (5,5)
0,0098
0,0192
0,0146
0,0063
0,0296
0,0620
0,4545
0,1640
0,8059
0,0804
3 (75,0)
5 (83,3)
22 (11,2)
1 (100,0)
0 (0,0)
2 (66,6)
2 (100,0)
1 (100,0)
0 (0,0)
2 (15,3)
21 (37,5)
2 (50,0)
0 (0,0)
1 (20,0)
1 (25,0)
1 (20,0)
64 (20,7)
0,1941
0,3588
0,0684
0,0943
0,0192
0,2482
0,0676
0,0051
0,0063
0,0051
0,1619
0,9937
0,9958
0,1572
0,9916
0,4545
0,5018
0,9324
0,7164
0,8059
0,7164
0,2523
N: Número de animais amostrados de cada espécie;
*Intervalos de confiança foram calculados considerando-se aproximações da distribuição normal para resultados de gambás de orelha
branca, quatis e para o total de animais. O cálculo dos intervalos de confiança das medidas de prevalência das demais espécies foi
baseado em probabilidades exatas derivadas da distribuição binomial.
27
Tabela 2. Frequência absoluta de animais reagentes para diferentes
sorogrupos de Leptospira spp. pela técnica de Soroaglutinação Microscópica
(SAM) realizada em animais silvestres capturados na região de Botucatu, SP.
ESPÉCIE
Cachorro do mato
Furão
Gambá
Irara
Lebre
Lobo guará
Macaco prego
Mão pelada
Onça
Ouriço cacheiro
Quati
Raposa
Tamanduá bandeira
Tamanduá mirim
Tatu galinha
Veado catingueiro
TOTAL
SOROGRUPO*
Australis (n=2), Djasiman (n=1)
Shermani (n=2), Semaranga (n=2), Djasiman (n=1),
Australis (n=1), Canicola (n=1)
Semaranga (n=14), Autumnalis (n=1),
Grippotyphosa (n=1), Canicola/Ictero (n=1)
Djasiman (n=1)
Canicola (n=1), Djasiman (n=1)
Icterohaemohrragiae (n=1)
Australis (n=4), Sejroe (n=4), Icterohaemohrragiae (n=3),
Djasiman (n=2), Grippotyphosa (n=2), Autumnalis (n=2),
Panama (n=1), Semaranga (n=1)
Djasiman (n=2)
Sejroe (n=1)
Djasiman (n=1)
Semaranga (n=1)
Semaranga (n=18), Djasiman (n=9), Australis (n=7), Sejroe (n=5),
Icterohaemohrragiae (n=5), Grippotyphosa (n=3), Canicola
(n=3), Autumnalis (n=3), Shermani (n=2), Panama (n=1)
*Número de animais positivos
Tabela 3. Frequência absoluta e frequência relativa (%) de gambás positivos
para o diagnóstico de leptospirose (SAM e PCR-TR) capturados na região de
Botucatu, SP, de acordo com o local de origem, bem como os valores de quiquadrado (χ2), grau de liberdade (GL), significância exata em P (two-tailed), e
valores de Odds Ratio (OR) com limites superior (LS95%) e inferior (LI95%)
do intervalo de confiança 95%.
Resultado
Urbano
%
Mata
%
Positivo
9
6.7
13
21.7
Negativo
126
93.3
47
78.3
χ2
GL
P
OR
LS95%
LI95%
9.338
1
0.002
3.87
1.553
9.654
28
Tabela 4. Frequência absoluta e frequência relativa (%) de quatis positivos
para o diagnóstico de leptospirose (SAM e PCR-TR) capturados na região de
Botucatu, SP, de acordo com o local de origem, bem como os valores de quiquadrado (χ2), grau de liberdade (GL), significância exata em P (two-tailed), e
valores de Odds Ratio (OR) com limites superior (LS95%) e inferior (LI95%)
do intervalo de confiança 95%.
Resultado
L/E*
%
JB**
%
Positivo
14
36.8
7
38.8
Negativo
24
63.2
11
61.2
χ2
GL
P
OR
LS95%
LI95%
0.022
1
0.883
-
-
-
*Fazendas Lageado e Edgardia
**Jardim Botânico
29
DISCUSSÃO
30
DISCUSSÃO
Foi observada uma grande diversidade de animais silvestres infectados
por Leptospira spp. na região de Botucatu, SP, corroborando com estudos
previamente realizados no Brasil, tanto em espécies domésticas (Miraglia et al.,
2008; Fornazari et al., 2012; Miraglia et al., 2012; Oliveira et al., 2014) como
silvestres (Pimentel et al., 2009; Silva et al., 2010; Jorge et al., 2011; Pinna et
al., 2012; Ullmann et al., 2012a; Ullmann et al., 2012b). O presente estudo
destacou-se pela grande amostragem de animais e pela utilização de técnicas
moleculares, visto que, até o momento, a literatura nacional limita-se à
amostragem de um número reduzido de indivíduos analisados e somente por
técnicas sorológicas. Assim, a detecção de DNA em amostras de urina indica
não somente a infecção por leptospiras, mas também o papel dos animais
como reservatórios, uma vez que eliminam o agente no ambiente.
Vários sorogrupos foram detectados como responsáveis pela infecção,
demonstrando a diversidade de leptospiras na região estudada, bem como
múltiplos ciclos epidemiológicos da enfermidade. Foi observada uma maior
positividade do sorogrupo Semaranga em gambás, revelando uma alta
prevalência da infecção para este sorogrupo, o qual é considerado saprófita
(Levett, 2001). Porém, no caso particular do sorogrupo Semaranga, reações
cruzadas com outros sorogrupos patogênicos podem ocorrer com frequência
(Mauermann et al., 1993), contestando a verdadeira identidade das leptospiras
responsáveis pela evidência sorológica. Mais estudos devem ser realizados
para elucidar a causa da alta positividade do sorogrupo Semaranga nos
gambás, visto que outras espécies foram capturadas nos mesmos locais e
apresentaram resultados distintos. Ademais, observou-se que gambás
31
localizados na mata apresentam maiores chances de se infectar em relação
aos gambás provenientes da área urbana, havendo uma alta prevalência do
sorogrupo Semaranga nos animais das duas procedências. É muito provável
que os gambás, independente da origem, compartilham o mesmo ciclo
epidemiológico, porém, apresentam diferentes prevalências de infecção de
acordo com o ambiente que habitam. Diversos fatores podem estar envolvidos
nesta hipótese, contudo, o contato com o solo parece ser um aspecto
importante a ser questionado, considerando a natureza saprófita do sorogrupo
em questão. Na mata há uma maior quantidade de matéria orgânica no solo do
que nas áreas urbanas e, dessa forma, as chances dos gambás se infectarem
neste ambiente são maiores. Em relação aos quatis, não foi observada
diferença estatística significativa entre os dois grupos analisados, resultado
este esperado, pois as condições ambientais entre os dois grupos são
semelhantes.
Foram amostradas três espécies da família Canidae (cachorro do mato,
raposa e lobo guará), nas quais se observou uma alta prevalência pela SAM.
Ao agrupar os indivíduos das três espécies supracitadas, obteve-se uma
prevalência total de 63,3% (7/11). Apesar do baixo número de canídeos
estudados, estes resultados não devem ser subestimados, pois nenhum viés
foi identificado no processo de amostragem – todos os 11 animais eram
provenientes de regiões distintas e foram capturados em intervalos regulares
ao longo do período do estudo. Poucos trabalhos envolvendo estas espécies
foram realizados, demonstrando basicamente a presença de anticorpos antiLeptospira spp. para diversos sorogrupos (Deem e Emmons, 2005; Jorge et al.,
2011; Scialfa et al., 2013). Um importante estudo foi publicado por Jorge et al.
32
(2011), no qual foi analisada uma quantidade expressiva de canídeos silvestres
na região do Pantanal, também se obtendo prevalências elevadas. Embora os
canídeos tenham exibido alta prevalência de animais positivos na SAM,
nenhum foi positivo pela PCR-TR. Esse fato poderia ser explicado pelo
pequeno número de animais amostrados, pela eliminação intermitente das
leptospiras pela urina ou ainda pela baixa eficiência destas espécies como
reservatórios. Capturar canídeos silvestres de vida livre envolve muitas
dificuldades de ordem prática, conforme observado no presente estudo. Ainda
assim, novos trabalhos devem ser realizados com um número mais significativo
de exemplares desta família a fim de complementar os resultados aqui
apresentados, confirmando assim a alta positividade de canídeos silvestres em
relação a outras espécies.
Quanto aos furões e iraras, espécies incluídas na família Mustelidae, é
possível extrapolar os mesmos aspectos discutidos sobre os canídeos, onde foi
observada uma alta prevalência na SAM e ausência de positivos pela PCR-TR
em um número reduzido de indivíduos amostrados. Na literatura os dados
sobre leptospirose nestas espécies são praticamente inexistentes.
Somente três animais apresentaram resultado positivo tanto pela SAM
como pela PCR-TR, indicando uma baixa concordância entre os testes de
diagnóstico. Outros estudos mostram resultados similares (Fornazari et al.,
2012; Hamond et al., 2014), o que pode ser justificado pelos diferentes
propósitos de cada técnica. Animais apresentando anticorpos anti-Leptospira
spp. não necessariamente possuem o agente em seu organismo e, assim, o
resultado da PCR-TR será negativo. Ainda, caso o animal seja soropositivo e
portador renal, a eliminação de leptospiras pela urina é intermitente,
33
dificultando assim a probabilidade de detecção do DNA na amostra. Outro fator
associado à baixa concordância dos testes de diagnóstico é o sorovar da
leptospira responsável pela infecção. Caso este sorovar não tenha sido incluído
na bateria de antígenos empregados SAM, o resultado será negativo. Apesar
desta limitação, a SAM é considerada o diagnóstico sorológico de eleição para
leptospirose (Levett, 2001; Adler e de la Peña Moctezuma, 2010; Picardeau,
2013) e, no presente trabalho, foi utilizada uma grande diversidade de
sorovares – superior a muitos estudos publicados na literatura. Em relação à
PCR-TR, esta técnica tem sido empregada com frequência para o diagnóstico
de leptospirose, apresentando alta sensibilidade e especificidade (Ahmed et al.,
2009; Wu et al., 2014). Embora a PCR-TR seja recomendada para a
amplificação de produtos de até 150 pb, em trabalhos anteriores realizados em
nosso laboratório foi constatada uma boa eficiência da PCR-TR para produtos
de 331 pb, apresentando sensibilidade maior que a PCR convencional quando
utilizados os mesmos primers e amostras (Fornazari et al., 2012).
Doenças infecciosas já foram responsáveis por causar impacto em
populações de animais selvagens em diversos países (Roelker-Parker et al.,
1996; Prager et al., 2012; Denner e Young, 2013; Olson et al., 2013). No caso
da leptospirose, ocorrem quadros clínicos muito variáveis em diversas
espécies, inclusive no homem (Greene et al., 2006). A infecção assintomática é
muito comum (Adler e de la Peña Moctezuma, 2010) e, conforme observado no
presente estudo, é provável que o mesmo desfecho ocorra nas espécies
analisadas. Outro importante fator responsável pela dificuldade em se observar
sinais clínicos em animais de vida livre – independente do agente etiológico – é
a seleção natural. Animais doentes tem dificuldade em obter alimento, escapar
34
de predadores e procurar abrigo. Como consequência, o quadro clínico
rapidamente resulta em óbito, impossibilitando a amostragem do animal. Entre
os animais estudados, um exemplar de lobo guará com título 800 na SAM
apresentou intensa leucocitose. É possível, porém incerto, que esta alteração
clínica tenha sido causada pela leptospirose, pois existem diversas causas de
leucocitose que não foram investigadas. Pelos resultados obtidos, a
leptospirose possui baixa morbidade nos animais silvestres da região de
Botucatu.
35
CONCLUSÕES
36
CONCLUSÕES
 Os animais estudados apresentaram uma soroprevalência de 16,1%
para diversos sorogrupos, havendo uma maior positividade para o
sorogrupo Semaranga;
 A presença do DNA de leptospiras na urina indica a eliminação do
agente no ambiente e, consequentemente, o papel dos animais
silvestres como reservatórios;

A infecção por Leptospira spp. apresentou baixa morbidade nos animais
silvestres;
 Há uma grande diversidade de espécies infectadas por Leptospira spp.
na região de Botucatu, SP;
 Existem diferenças significativas na prevalência de infecção entre
espécies, havendo maior positividade em indivíduos das famílias
Canidae e Mustelidae;
 Os gambás apresentaram alta prevalência de infecção por leptospiras
saprófitas;
 Fatores ambientais estão envolvidos na maior prevalência da infecção
em gambás provenientes da mata em relação aos localizados em áreas
urbanas;
37
REFERÊNCIAS
BIBLIOGRÁFICAS
38
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ADLER, B.; De La PEÑA MOCTEZUMA, A. Leptospira and leptospirosis. Vet.
Microbiol., v.140, n.3-4), p.287-296, 2010.
AHMED, A.; ENGELBERTS, M.F.M.; BOER, K.R.; AHMED, N.; HARTSKEERL,
R.A. Development and validation of a real-time PCR for detection of pathogenic
Leptospira species in clinical materials. PLoS ONE, v.4, n.9, p.e7093, 2009.
ATLAS, R.M. One Health: its origin and future. Curr. Top. Microbiol. Immunol.,
v.365, p.1–13, 2012.
BEGOSSI, A.; De ÁVILA PIRES, F.D. WSSD 2002, Latin America and Brazil:
biodiversity and indigenous people. Environ. Develop. Sustain., v.5, n.1-2,
p.179-195, 2003.
CORRÊA, S.H.; VASCONCELLOS, S.A.; MORAIS, Z.; TEIXEIRA, A.A.; DIAS,
R.A.; BARROS, M.A.; GUIMARÃES, V.; FERREIRA, F.; FERREIRA NETO, J.S.
Epidemiologia da leptospirose em animais silvestres da Fundação Parque
Zoológico de São Paulo. Braz. J. Vet. Res. Anim. Sci.,, v.41, n.3, p.189-193,
2004.
CRAWLEY, M.J. The R book. Chichester, UK: Wiley, 2013. 1076p.
CUBAS, Z.S.; SILVA, J.C.R.; CATÃO-DIAS, J.L. Tratado de Animais
Selvagens. 1ª ed. São Paulo: ROCA, 2006. 1040p.
DEEM, S.L.; EMMONS, L.H. Exposure of free-ranging maned wolves
(Chrysocyon brachyurus) to infectious and parasitic disease agents in the Noël
Kempff Mercado National Park, Bolivia. J. Zoo Wildl. Med., v.36, n.2, p.192-197,
2005.
39
DELANEY, M.A.; COLEGROVE, K.M.; SPRAKER, T.R.; ZUERNER, R.L.;
GALLOWAY, R.L.; GULLAND, F.M. Isolation of Leptospira from a phocid: acute
renal failure and mortality from leptospirosis in rehabilitated Northern elephant
seals (Mirounga angustirostris), California, USA. J. Wild. Dis., v.50, n.3, p.621627, 2014.
DENNER, J.; YOUNG, P.R. Koala retroviruses: characterization and impact on
the life of koalas. Retrovirology, v.10, n.108, 2013.
DOHOO, I.; MARTIN, W.; STRYHN, H. Veterinary epidemiologic research.
Charlottetown, Prince Edward Island, Canada: VER Inc., 2009. 865p.
ESTEVES, F.M.; GUERRA-NETO, G.; GIRIO, R.J.S.; SILVA-VERGARA, M.L.;
CARVALHO, A.C.F.B. Detecção de anticorpos para Leptospira spp. em animais
e funcionários do zoológico municipal de Uberaba, MG. Arq. Inst Biol, v.72, n.3,
p.283-288, 2005.
FILHO, R.B.O.; MALTA K.C.; SANTANA, V.L.A.; HARROP, M.H.V.; STIPP,
D.T.;
BRANDESPIM,
D.F.;
MOTA,
R.A.;
JÚNIOR,
J.W.P.
Spatial
characterization of Leptospira spp. infection in equids from the Brejo Paraibano
micro-region in Brazil. Geospat. Health., v.8, n.2, p.463-469, 2014.
FORNAZARI, F.; Da SILVA, R.C.; RICHINI-PEREIRA, V.B.; BESERRA, H.E.O.;
LUVIZOTTO, M.C.R.; LANGONI, H. Comparison of conventional PCR,
quantitative PCR, bacteriological culture and the Warthin Starry technique to
detect Leptospira spp. in kidney and liver samples from naturally infected sheep
from Brazil. J. Microbiol. Methods, v.90, n.3, p.312-316, 2012.
GAMAGE, C.D.; KOIZUMI, N.; PERERA, A.K.; MUTO, M.; NWAFOR-OKOLI,
C.; RANASINGHE, S.; KULARATNE, S.A.; RAJAPAKSE, R.P.; KANDA, K.;
LEE, R.B.; OBAYASHI, Y.; OHNISHI, M.; TAMASHIRO, H. Carrier status of
leptospirosis among cattle in Sri Lanka: a zoonotic threat to public health.
Transbound. Emerg. Dis., v.61, n.1, p.91-96, 2014.
40
GREENE, C.E.; SYKES, J.E.; BROWN, C.A.; HARTMANN, K. Leptospirosis. In:
GREENE, C.E. Infectious diseases of the dog and cat. St. Louis, Missouri:
Elsevier, 2006. Chap. 44, p.402-417.
GUERRA, M.A. Leptospirosis: public health perspectives. Biologicals, v.41, n.5,
p.295-297, 2013.
HAMOND, C.; MARTINS, G.; LOUREIRO, A.P.; PESTANA, C.; LAWSONFERREIRA, R.; MEDEIROS, M.A.; LILENBAUM, W. Urinary PCR as an
increasingly useful tool for an accurate diagnosis of leptospirosis in livestock.
Vet. Res. Commun., v.38, n.1, p.81-85, 2014.
JORGE, R.S.; FERREIRA, F.; FERREIRA NETO, J.S.; VASCONCELLOS, S.A.;
LIMA,
E.S.;
MORAIS,
Z.M.;
SOUZA,
G.O.
Exposure
of
free-
ranging wild carnivores, horses and domestic dogs to Leptospira spp. in the
northern Pantanal, Brazil. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, v.106, n.4, p.441-444,
2011.
KO, A.I.; GALVAO REIS, M.; RIBEIRO DOURADO, C.M.; JOHNSON JR.,
W.D.; RILEY, L.W. Urban epidemic of severe leptospirosis in Brazil. Salvador
Leptospirosis Study. Group. Lancet, v.354, n.9181, p.820–825, 1999.
LEVETT, P.N. Leptospirosis. Clin. Microbiol. Rev., v.14, n.2, p.296-326, 2001.
LILENBAUM, W.; VARGES, R.; MORAES, I.A.; FERREIRA, A.M.; PISSINATTI,
A. Leptospiral antibodies in captive lion tamarins (Leontopithecus sp) in Brazil.
Vet. J., v.169, n.3, p.462-464, 2005.
MAUERMANN, U.; WIEGAND, D.; MANZ, D. Use of nonpathogenic Leptospira
strains as diagnostic antigens for detection of Leptospira infection in cattle. Berl.
Munch Tierarztl. Wochenschr., v.106, n.9, p.296-299, 1993.
41
MERIEN, F.; AMOURIAUX, P.; PEROLAT, P.; BARANTON, G.; SAINT
GIRONS, I. Polymerase chain reaction for detection of Leptospira spp. in
clinical samples. J. Clin. Microbiol., v.30, n.9, p.2219-2224, 1992.
Ministério da Saúde. Manual de Leptospirose. Brasília, 1995. 98p.
MIRAGLIA, F.; MATSUO, M.; MORAIS, Z.M.; DELLAGOSTIN, O.A.; SEIXAS,
F.K.; FREITAS, J.C.; HARTSKEERL, R.; MORENO, L.Z.; COSTA, B.L.;
SOUZA,
G.O.;
VASCONCELLOS,
S.A.;
MORENO,
A.M.
Molecular
characterization, serotyping, and antibiotic susceptibility profile of Leptospira
interrogans serovar Copenhageni isolates from Brazil. Diagn. Microbiol. Infect.
Dis., v.77, n.3, p.195-199, 2013.
MIRAGLIA, F.; MORENO, A.M.; GOMES, C.R.; PAIXÃO, R.; LIUSON, E.;
MORAIS,
Z.M.;
MAIORKA,
P.;
SEIXAS,
F.K.;
DELLAGOSTIN,
O.A.;
VASCONCELLOS, S.A. Isolation and characterization of Leptospira interrogans
from pigs slaughtered in São Paulo State, Brazil. Braz. J. Microbiol., v.39, n.3,
p.501-507, 2008.
NORMAN, S.A.; DIGIACOMO, R.F.; GULLAND, F.M.; MESCHKE, J.S.;
LOWRY, M.S. Risk factors for an outbreak of leptospirosis in California sea
lions (Zalophus californianus) in California, 2004. J. Wild. Dis., v.44, n.4, p.837844, 2008.
OLSON, D.H.; AANENSEN, D.M.; RONNENBERG, K.L.; POWELL, C.I.;
WALKER, S.F.; BIELBY, J.; GARNER, T.W.; WEAVER, G.; BD MAPPING
GROUP;
FISHER,
M.C.
Mapping
the
global
emergence
of Batrachochytrium dendrobatidis, the amphibian chytrid fungus. PLOs One,
v.8, n.2, p.e56802, 2013.
PICARDEAU, M. Diagnosis and epidemiology of leptospirosis. Med. Mal.
Infect., v.43, n.1, p.1-9, 2013.
42
PIMENTEL, J.S.; GENNARI, S.M.; DUBEY, J.P.; MARVULO, M.F.V.;
VASCONCELLOS, S.A.; MORAIS, Z.M.; SILVA, J.C.R.; NETO, J.E. Inquérito
sorológico para toxoplasmose e leptospirose em mamíferos selvagens
neotropicais do Zoológico de Aracaju, Sergipe. Pesq. Vet. Bras., v.29, n.12,
p.1009-1014, 2009.
PIMENTEL, J.S.; GENNARI, S.M.; DUBEY, J.P.; MARVULO, M.F.V.;
VASCONCELLOS, A.S.; MORAIS, Z.M.; SILVA, J.C.R.; NETO, J.E. Serological
survey of toxoplasmosis and leptospirosis in neotropical wild mammals from
Aracaju Zoo, Sergipe, Brazil. Pesq. Vet. Bras., v.29, n.12, p.1009-1014, 2009.
PINNA, M.H.; MARTINS, G.; PINHEIRO, A.C.; ALMEIDA, D.S.; ORIÁ A.P.;
LILENBAUM, W. Detection of anti-Leptospira antibodies in captive nonhuman
primates from Salvador, Brazil. Am. J. Primatol., v.74, n.1, p.8-11, 2012.
PINNA, M.H.; MARTINS, G.; PINHEIRO, A.C.; ALMEIDA, D.S.; ORIÁ, A.P.;
LILENBAUM, W. Detection of anti-Leptospira antibodies in captive nonhumans
primates from Salvador, Brazil. Am. J. Primatol., v.74, n.1, p.8-11, 2012.
PRAGER, K.C.; MAZET, J.A.; DUBOVI, E.J.; FRANK, L.G.; MUNSON, L.;
WAGNER, A.P.; WOODROFFE, R. Rabies virus and canine distemper virus
in wild and domestic carnivores in Northern Kenya: are domestic dogs the
reservoir? Ecohealth, v.9, n.4, p.483-498, 2012.
PROENÇA, L.M.; SILVA, J.C.; GALERA, P.D.; LION, M.B.; MARINHO-FILHO,
J.S.; RAGOZO, A.M.; GENNARI, S.M.; DUBEY, J.P.; VASCONCELLOS, S.A.;
SOUZA, G.O.; PINHEIRO JR, J.W.; SANTANA, V.L.; FRANÇA, G.L.;
RODRIGUES, F.H. Serologic survey of infectious diseases in populations of
maned wolf (Chrysocyon brachyurus) and crab-eating fox (Cerdocyon thous)
from Águas Emendadas Ecological Station Park. J. Zoo Wild. Med., v.44, n.1,
p.152-155, 2013.
43
ROELKE-PARKER,
M.E.;
MUNSON,
L.;
PACKER,
C.;
KOCK,
R.;
CLEAVELAND, S.; CARPENTER, M.; O'BRIEN, S.J.; POSPISCHIL, A.;
HOFMANN-LEHMANN, R.; LUTZ, H.; MWAMENGELE, G.L.; MGASA, M.N.;
MACHANGE, G.A.; SUMMERS, B.A.; APPEL, M.J. A canine distemper virus
epidemic in Serengeti lions (Panthera leo). Nature, v.379, n.6564, p.441-445,
1996.
SCIALFA, E.; BRIHUEGA, B.; VENZANO, A.; MORRIS, W.E.; BOLPE, J.;
SCHETTINO, M. First isolation of Leptospira interrogans from Lycalopex
griseus (South American gray fox) in Argentina shows new MLVA genotype. J
Wildl Dis., v.49, n.1, p.168-172, 2013.
SILVA, C.S.; GÍRIO, R.J.S.; GUERRA NETO, G.; BRICH, M.; SANTANA,
L.A.S.; AMÂNCIO, F.H.; MARIANI, J.R.; WESSORT, P.M.F. Anticorpos antiLeptospira spp. em animais selvagens do zoológico municipal de Ribeirão
Preto, Estado de São Paulo, Brasil. Braz. Journal of Vet. Res. Anim. Sci., v.47,
n.3, p.237-242, 2010.
SZONYI, B.; AGUDELO-FLÓREZ, P.; RAMÍREZ, M.; MORENO, N.; KO, A. An
outbreak of severe leptospirosis in Capuchin (Cebus) monkeys. Vet. J., v.188,
n.2, p.237-239, 2011.
ULLMANN, L.S.; HOFFMANN, J.L.; De MORAES, W.; CUBAS, Z.S.; Dos
SANTOS, L.C.; Da SILVA, R.C.; MOREIRA, N.; GUIMARÃES, A.M.; CAMOSSI,
L.G.; LANGONI, H.; BIONDO, A.W. Serologic survey for Leptospira spp. in
captive neotropical felids in Foz do Iguaçu, Paraná, Brazil. J. Zoo. Wildl. Med.,
v.43, n.2, p.223-228, 2012a.
ULLMANN, L.S.; NETO, R.N.D.; TEIXEIRA, R.H.F.; NUNES, A.L.V.; SILVA,
R.C.; RICHINI-PEREIRA, V.B.; LANGONI, H. Epidemiology of leptospirosis at
Sorocaba Zoo, São Paulo state, Southeastern Brazil. Pesq. Vet. Bras., v.32,
n.11, p.1174-1178, 2012b.
44
WU, Q.; PRAGER, K.C.; GOLDSTEIN, T.; ALT, D.P.; GALLOWAY, R.L.;
ZUERNER, R.L.; LLOYD-SMITH, J.O.; SCHWACKE, L. Development of a realtime PCR for the detection of pathogenic Leptospira spp. in California sea lions.
Dis. Aquat. Organ., v.11,0, n.3, p.165-172, 2014.
45
ATIVIDADES DESENVOLVIDAS DURANTE O CURSO DE DOUTORADO
(Fevereiro de 2012 a Novembro de 2014)
DISCIPLINAS CURSADAS

Clínica e cirurgia de animais silvestres (2 créditos).
Período: 1º semestre de 2012.
Conceito: A

Modelos experimentais e animais de experimentação (4 créditos).
Período: 1º semestre de 2012.
Conceito: A

Tópicos especiais – Atualização em raiva (2 créditos).
Período: 2º semestre de 2012.
Conceito: A

Defesa sanitária animal no contexto de saúde pública (3 créditos).
Período: 1º semestre de 2013.
Conceito: A

Manejo pré-abate e abate de bovinos (2 créditos).
Período: 1º semestre de 2013.
Conceito: A

Zoonoses e saúde pública (6 créditos).
Período: 2º semestre de 2013.
Conceito: A

Técnicas laboratoriais de estudo dos vírus (6 créditos).
Período: 2º semestre de 2014.
Conceito: A
46
PALESTRAS MINISTRADAS

Título: O papel dos animais selvagens como reservatórios de
zoonoses (VI Semana Acadêmica da Medicina Veterinária da UNIP – Bauru).
Local: Universidade Paulista – UNIP, Bauru, SP.
Data: 12 de setembro de 2013.

Título: Captura de mamíferos silvestres em vida livre (Grupo de
Estudos de Animais Selvagens – GEAS).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 2 de dezembro de 2013.

Título: Estudos realizados com animais silvestres encaminhados ao
CEMPAS – UNESP – Botucatu.
Local: Vigilância Ambiental em Saúde, Secretaria da Saúde, Prefeitura de
Botucatu.
Data: 7 de novembro de 2013.

Título: Raiva em animais silvestres (Grupo de Estudos de Zoonoses e
Saúde Pública – GEZOSP).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 26 de novembro de 2013.

Título: Animais silvestres como sentinelas para as zoonoses (curso
de extensão universitária comemorativo aos 20 anos do programa de
aprimoramento em zoonoses e saúde pública “Desafio no Enfrentamento das
Zoonoses”).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 11 de outubro de 2014.
47

Título: Campos de atuação do médico veterinário (Grupo de estudos
de Animais Selvagens – GEAS).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 19 de março de 2012.

Título: Principais zoonoses em animais silvestres (III Curso de
Identificação e Resgate de Animais Silvestres em Situação de Risco).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 2 de março de 2012.

Título: Principais zoonoses em animais selvagens e seus impactos
na saúde pública (Grupo de Estudos de Zoonoses e Saúde Pública –
GEZOSP).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 28 de agosto de 2012.

Título: Participação dos cães e animais silvestres na transmissão da
leishmaniose visceral canina (mesa redonda “Leishmaniose Visceral CaninaTratar ou Não?”).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 27 de março de 2013.

Título: Principais zoonoses em animais selvagens e seus impactos
na saúde pública (Grupo de Estudos de Zoonoses e Saúde Pública –
GEZOSP).
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 28 de agosto de 2012.
48
ARTIGOS PUBLICADOS

Felipe Fornazari, Rodrigo Costa da Silva, Virgínia Bodelão Richini-
Pereira, Hugo Enrique Orsini Beserra, Maria Cecília Rui Luvizotto, Helio
Langoni. 2012. Comparison of conventional PCR, quantitative PCR,
bacteriological
culture
and
the
Warthin
Starry
technique
to
detect Leptospira spp. in kidney and liver samples from naturally infected
sheep from Brazil. Journal of Microbiological Methods 90, 321-26.

Felipe Fornazari, Felipe de Freitas Guimarães, Carlos Roberto Teixeira,
Helio Langoni. 2012. Isolation of Staphylococcus epidermidis from
inflamed upper respiratory tract of an orange-spined hairy dwarf
porcupine (Sphiggurus villosus). The Journal of Venomous Animals and
Toxins Including Tropical Diseases 18, 455-458.

Helio Langoni, Felipe Fornazari, Rodrigo Costa da Silva, Elis Talita
Monti, Fausto Baptista Villa. 2013.
Prevalence of antibodies against
Toxoplasma gondii and Neospora caninum in dogs. Brazilian Journal of
Microbiology, 44, 1327-30.

Jane Megid, Carlos Roberto Teixeira, Adriana Cortez, Marcos Bryan
Heinemann, João Marcelo Azevedo de Paula Antunes, Felipe Fornazari,
Fabricio Braga Rassy, Leonardo José Richtzenhain. 2013. Canine distemper
virus infection in a lesser grison (Galictis cuja): first report and virus
phylogeny. Pesquisa Veterinária Brasileira 33, 247-50.

Felipe Fornazari, Helio Langoni. Principais zoonoses em mamíferos
selvagens. 2014. Veterinária e Zootecnia 21, 10-24.
49

Lucilene Granuzzio Camossi, Felipe Fornazari, Virgínia Bodelão Richini-
Pereira, Rodrigo Costa da Silva, Daniel Fontana Ferreira Cardia, Helio Langoni.
2014.
Immunization
of
Wistar
female
rats
with
255-Gy-
irradiated Toxoplasma gondii: Preventing parasite load and maternofoetal
transmission. Veterinary Parasitology 145, 157-63.

Daniel Fontana Ferreira Cardia, Estevam Guilherme Lux Hoppe, José
Hairton Tebaldi, Felipe Fornazari, Benedito Donizete Menozzi, Helio Langoni,
Adjair
Antônio
Redescription
do Nascimento,
and
Katia
Denise
taxonomical
Saraiva Bresciani.
considerations
2014.
about
Aonchotheca (Aonchotheca) pulchra n. comb. (Enoplida: Trichuridae), a
nematode
of
Nyctinomops spp.
Revista
Brasileira
de
Parasitologia
Veterinária 23, 499-402.
CONGRESSOS E CURSOS

Evento: XV Congresso e XXI Encontro da Associação Brasileira de
Veterinários de Animais Selvagens.
Local: hotel Praiatur, Florianópolis.
Data: 30 de setembro a 5 de outubro.

Evento: XVII Congresso e XXIII Encontro da Associação Brasileira
de Veterinários de Animais Selvagens.
Local: Fundação Parque Zoológico de São Paulo, São Paulo.
Data: 4 a 10 de outubro de 2014.

Evento: Workshop teórico-prático de “Sub-tipagem Molecular e
Análise de Sequências Genômicas Aplicadas a Estudos de Microorganismos Patogênicos”.
Local: Faculdade de Engenharia de Alimentos, UNICAMP, Campinas.
Data: 12 a 16 de maio de 2014.
50

Evento: Conferencia “XXIII RITA – Rabies in the Americas”.
Local: hotel Maksoud Plaza, São Paulo.
Data: 14 1 18 de outubro de 2012.
TRABALHOS APRESENTADOS EM CONGRESSOS

Felipe Fornazari, Pâmela Merlo Marson, Carlos Roberto Teixeira, Helio
Langoni. Pesquisa de anticorpos contra Leptospira spp. em canídeos
silvestres da região central do estado de São Paulo.
Evento: XV Congresso e XXI Encontro da Associação Brasileira de Veterinários
de Animais Selvagens.
Data: 30 de setembro a 5 de outubro de 2012.

Laís Moraes Paiz, Felipe Fornazari, Benedito Donizete Menozzi, Carla
Janeiro Coiro, Carlos Roberto Teixeira, Valdinei Moraes Campanucci, Gabriela
Capriogli Oliveira, Helio Langoni. Anticorpos anti-Leishmania chagasi em
mamíferos silvestres de vida livre da região de Botucatu, São Paulo.
Evento: XVII Congresso e XXIII Encontro da Associação Brasileira de
Veterinários de Animais Selvagens.
Data: 4 a 10 de outubro de 2014.

Felipe Fornazari, Pâmela Merlo Marson, carlos Roberto Teixeira,
Valdinei Moraes Campanucci da Silva, Diego Borin Nóbrega, Helio langoni.
2014. Pesquisa de novos reservatórios de Leptospira spp. na fauna
silvestre da região de Botucatu, SP.
Evento: XVII Congresso e XXIII Encontro da Associação Brasileira de
Veterinários de Animais Selvagens.
Data: 4 a 10 de outubro de 2014.
51
TRABALHOS PUBLICADOS EM ANAIS DE CONGRESSOS

Felipe Fornazari, Pâmela Merlo Marson, Carlos Roberto Teixeira, Helio
Langoni. 2012. Pesquisa de anticorpos contra Leptospira spp. em
canídeos silvestres da região central do estado de São Paulo. Anais do XV
Congresso e XXI Encontro da Associação Brasileira de Veterinários de Animais
Selvagens.

Marcella Zampoli Troncarelli, Lucilene Granuzzio Camossi, Felipe
Fornazari, Virgínia Bodelão Richini-Pereira, Rodrigo Costa da Silva, Helio
Langoni. 2013. Toxoplasma gondii: efficacy of an irradiated vaccine
against experimental infection challenge in wistar female rats. Anais do
XVI International Congress on Animal Hygiene.

Janilda Barros Santiago, Lilian Silva Catenacci, Kristel Myriam de
Vleeschouwer, Karina Rodrigues dos Santos, Leonardo de carvalho Oliveira,
Felipe Fornazari, Adriana Castaldo Colosio, Paula dos Reis, Helio Langoni.
2012. Estudos clínico-sanitários de populações selvagens de mico-leãoda-cara-dourada (Leontopihtecus chrysomelas). Anais do XV Congresso e
XXI Encontro da Associação Brasileira de Veterinários de Animais Selvagens.

Laís Moraes Paiz, Felipe Fornazari, Benedito Donizete Menozzi, Carla
Janeiro Coiro, Carlos Roberto Teixeira, Valdinei Moraes Campanucci, Gabriela
Capriogli Oliveira, Helio Langoni. 2014. Anticorpos anti-Leishmania chagasi
em mamíferos silvestres de vida livre da região de Botucatu, São Paulo.
Anais do XVII Congresso e XXIII Encontro da Associação Brasileira de
Veterinários de Animais Selvagens.
52

Lucilene Granuzzio Camossi, Felipe Fornazari, Virgínia Bodelão Richini
Pereira, Rodrigo Costa da Silva, Daniel Fontana Ferreira Cardia, Helio Langoni.
2014.
Immunization
Toxoplasma
of
gondii:
transmission. Anais
wistar
female
preventing
do
XVIII
rats
parasite
Congresso
with
load
255-gy-irradiated
and
Brasileiro
de
maternofoetal
Parasitologia
Veterinária.

Maria Regina Lucas Da Silva, Felipe Fornazari, Lucia Helena O'Dwyer.
2014. Piroplasma em Didelphis albiventris. Anais do XVIII Congresso
Brasileiro de Parasitologia Veterinária.

Daniel Fontana Ferreira Cardia, José Hairton Tebaldi, Felipe Fornazari,
Benedito Donizete Menozzi, Helio Langoni, Adjair Antônio Do Nascimento,
Katia Denise Saraiva Bresciani, Estevam Guilherme Lux Hoppe. 2014.
Pterygodermatites (Paucipectines) andyra n. sp., a new Intestinal
nematode of Neotropical molossidae bats from Brazil. Anais do XVIII
Congresso Brasileiro de Parasitologia Veterinária.
ESTÁGIOS DOCÊNCIA

Disciplina: Zoonoses.
Período: 2º semestre de 2013.
Responsável: Prof. Dr. Helio Langoni.
Créditos: 2

Disciplina: Epidemiologia e Saneamento.
Período: 2º semestre de 2014.
Responsável: Prof. Dr. José Carlos de Figueiredo Pantoja.
Créditos: 2
53
PRÊMIOS
Trabalho vencedor do 2º lugar do prêmio “Alcides Pissinatti”.
Título: Anticorpos anti-Leishmania chagasi em mamíferos silvestres de vida
livre da região de Botucatu, São Paulo.
Evento: XVII Congresso e XXIII Encontro da Associação Brasileira de
Veterinários de Animais Selvagens.
Data: 4 a 10 de outubro de 2014.
Local: Fundação Parque Zoológico de São Paulo, São Paulo.
CO-ORIENTAÇÃO
Bolsista de iniciação científica Suellen Felix Lages da Silva.
Trabalho: Papel dos animais selvagens na infecção leptospírica.
Orientador: Prof. Dr. Helio Langoni.
Processo FAPESP 2012/25126-4.
ORGANIZAÇÃO DE CURSOS
Curso de extensão universitária comemorativo aos 20 anos do programa de
aprimoramento em zoonoses e saúde pública “Desafio no Enfrentamento das
Zoonoses”.
Local: Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP, Botucatu, SP.
Data: 11 de outubro de 2014.
54