SHEILA MIRANDA LEO FERREIRA

Transcrição

SHEILA MIRANDA LEÃO FERREIRA FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS À DECOMPOSIÇÃO DA SERAPILHEIRA NA SERRA DO RAMALHO, BAHIA, BRASIL. FEIRA DE SANTANA 2009 UNIVERSIDADE ESTADUAL DE FEIRA DE SANTANA
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BOTÂNICA
FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS À DECOMPOSIÇÃO DA
SERAPILHEIRA NA SERRA DO RAMALHO, BAHIA, BRASIL.
SHEILA MIRANDA LEÃO FERREIRA
Dissertação
apresentada
ao
Programa de Pós-Graduação em Botânica,
Departamento de Biologia da Universidade
Estadual de Feira de Santana, como parte
dos requisitos para obtenção do título de
Mestre em Botânica.
Orientador: Prof. Dr. Luís Fernando Pascholati Gusmão (UEFS).
FEIRA DE SANTANA
2009
ii
iii
“Teremos de encarar as espécies do modo que aqueles naturalistas
encaram os gêneros, admitindo que não passem de combinações artificiais,
arranjados em função da conveniência. Pode não ser uma perspectiva das
mais animadoras, mas há de servir pelo menos para nos libertar da inglória
pesquisa relativa à indecifrável essência da palavra espécie. A distinção entre
espécie e variedades é que estas últimas são interligadas por gradações
intermediárias enquanto as espécies o eram outrora”.
(Charles Darwin)
“Dedico a todo cidadão que, mesmo sem o
saber, vem custeando toda minha formação acadêmica”.
iv
AGRADECIMENTOS
∞ À Deus (ou ao acaso aos que preferirem - risos) pela oportunidade de
conhecer um pouco da beleza e diversidade dos fungos conidiais.
∞ Aos meus queridos pais Manoel da Silva Leão e Dulcina Miranda Leão
por todo apoio e carinho com que me cercaram em todos os momentos
de minha existência.
∞ Aos irmãos, irmã, cunhados, cunhadas e sobrinhos pela compreensão
por minha ausência em muitos momentos familiares.
∞ Aos amigos cuja saudade e torcida sempre me estimularam durante esta
caminhada e em especial Agda Rocha, Ana Jôse Santos, André Costa,
Danyelle Araújo, Dênia Kieronski, Edilton Santos, Josimeire Silva,
Raniva Gomes, Ronald do Nascimento, Rosângela Marques, Sabrina
Lambert, Vinina Silva e Valdiceia Bispo.
∞ Ao Esp. Cristiano Uzêda Texeira pela confecção do mapa com os
pontos de coleta na Serra do Ramalho.
∞ À Adriana Estrela, Gardênia Aires e Helton Carneiro pelas orientações
junto à secretaria da Pós-Graduação.
∞ A Giselie Rocha pelas fotomicrografias que me ajudaram a reconhecer
pequenos detalhes fundamentais às identificações.
∞ Aos professores e colegas da Pós-Graduação que muito somaram à
minha formação durante as disciplinas.
∞ À família LAMIC: Dalila Souza e Tasciano Santa Izabel pela amizade e o
inesquecível Congresso; Alisson Cruz, Flávia (Flavícola) Barbosa e
Marcos (Marquito) Marques pelas orientações micológicas desde minha
iniciação científica; Venício Moraes pelo apoio no cultivo de “nossos
fungos”; Carolina Azevedo e Emília Valente pelos papos sérios e
amizade; e a Davi, Emerson, Jacqueline, Matheus, Thiago, Hermeson e
Paulo pelas boas risadas nos momentos de descontração.
∞ À CAPES e a UEFS pela concessão da bolsa.
∞ Aos companheiros de coleta (inesquecíveis) Sr. Edson, que nos guiou
com muita tranqüilidade e “sem emoção”; Edgar Alvim, nossa bússola
humana, pelas fotos; Maria Alice com sua tranqüilidade; e ao querido
v
Jorge Dias, a quem dedico o meu respeito enquanto ser humano,
educador e amigo.
∞ Ao pesquisador Dr. Rafael F. Castañeda Ruiz pela confirmação da
identificação de algumas espécies.
∞ Aos pesquisadores Dr. Chun J. Wang, Dr. Jin L. Chen, Dr. Sayanh
Somrithipol, Dra. Sharon A. Cantrell, Dr. Tsuneo Watanabe, Dr. Uwe
Braun e Msc. Priscila da Silva pela gentileza e rapidez com que
enviaram os artigos solicitados, que muito auxiliaram na realização deste
trabalho.
∞ Ao meu amado esposo Vitor Duarte Ferreira por estar sempre ao meu
lado, ajudando-me nos momentos de estresse, fazendo-me sorrir e
iluminando os meus dias.
∞ Ao “Mestre”, Prof. Dr. Luís Fernando P. Gusmão, a quem sou
indescritivelmente grata por me apresentar os fungos conidiais, por me
ensinar com paciência a perceber o “imperceptível”, pela tranqüilidade
nos meus momentos de ansiedade, pela competência que me deu muita
segurança, pelas brincadeiras e companheirismo que fazem dele muito
mais do que um orientador.
vi
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS………………………………..…………..……..............……..x
LISTA DE QUADROS......................……………………..…………..........…...…xii
LISTA DE TABELAS….......................…………………..…………..........…...…xiii
INTRODUÇÃO...................…………………………..………….….......….......….15
1. INTRODUÇÃO GERAL.................................................................................15
1.2. REFERENCIAL TEÓRICO.........…………….…………….………..…......…20
1.2.1. Fungos conidiais...........................……................................................…20
1.2.2. Nomenclatura e Taxonomia dos fungos conidiais.................................. 21
1.2.3. Sistematização dos fungos conidiais...................................................…22
1.2.4. Estruturas reprodutivas............................................................................26
1.2.4.1. Conidióforos..........................................................................................26
1.2.4.2. Células conidiogênicas.........................................................................27
1.2.4.3. Conídios................................................................................................28
1.2.5. Conidiogênese.........................................................................................29
1.2.6. Estudo dos fungos conidiais.................................................................…30
1.3. ÁREA DE ESTUDO....................................................................................33
1.4. MATERIAL E MÉTODOS...........................................................................36
1.5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..........................................................38
CAPÍTULO I: Fungos conidiais da Caatinga. Novos registros para o Continente
Americano e América do Sul ……….................................................................48
RESUMO…………………………………………………………………..…...48
ABSTRACT...............................................................................................50
INTRODUÇÃO……..………...…………………………………………..........51
MATERIAL E MÉTODOS…….………………………………….……..….….51
RESULTADOS E DISCUSSÃO……….……………………………………..52
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS….……………..…………………….…64
CAPÍTULO II: Rhexolobulomyces gen. nov., a new conidial fungi from the semiarid Caatinga biome of Brazil.............................................................................67
RESUMO………………………………………………………….....…….…...67
vii
ABSTRACT...............................................................................................69
INTRODUÇÃO……..………....……………………….......…………….........69
MATERIAL E MÉTODOS…….………………………………….……..……..70
TAXONOMIA.............................……….……………………………………..70
LITERATURA CITADA..…...................…………....................………….…76
CAPÍTULO
III:
New
species
of
Arachnophora,
Diplococcium
and
Hermatomyces from semi-arid Caatinga biome of Brazil………………………..77
RESUMO………………………………………………….......................…....77
ABSTRACT...............................................................................................78
INTRODUÇÃO……..……...……………………………………………..........78
MATERIAL E MÉTODOS…….………………………………….……..….....79
RESULTADOS .........................……….……………………………………..79
REFERÊNCIAS ..............................….………………………………….…..82
CAPÍTULO IV: Fungos conidiais da Caatinga. Endophragmiella tubercullata
anam. sp. nov. e novos registros do gênero para o Brasil.................................90
RESUMO………………………………………………………………......…...90
ABSTRACT...............................................................................................91
INTRODUÇÃO……..………...……………………………………………......91
MATERIAL E MÉTODOS…….……………………………….……..…….....92
PARTE TAXONÔMICA………..……….……………………………………..92
REFERÊNCIAS……………………..….…………………………………...…95
CAPÍTULO V: Vanakripa inexpectata anam. sp. nov., a new conidial fungi from
the semi-arid caatinga biome of Brazil................................…...................99
RESUMO………………………………………………………………….…….99
ABSTRACT.............................................................................................101
INTRODUÇÃO……..…………………………………………………….......101
MATERIAL E MÉTODOS…….……………………………….……..….......102
RESULTADOS………………………….………………………………........102
DISCUSSÃO………………………………………………………………….103
LITERATURA CITADA……………..….……………………………............105
viii
CAPÍTULO VI: Fungos conidiais da Caatinga. Spegazzinia flabellata anam.
sp.nov. e o primeiro registro de Dictyoarthrinium para a o Brasil....................110
RESUMO………………………………………………………………......….110
ABSTRACT.............................................................................................111
INTRODUÇÃO……..……….....…………………………………….............111
MATERIAL E MÉTODOS…….……………………………….……......…...112
PARTE TAXÔNOMICA............……….……………………...……….…....112
REFERÊNCIAS...............................….………………………….…….…...114
CONCLUSÕES GERAIS.................................................................................118
RESUMO……………………………………..……….......................………...…..119
ABSTRACT………………………….........................................................….....120
ANEXOS..........................................................................................................121
ix
LISTA DE FIGURAS
1. INTRODUÇÃO GERAL
FIGURA 1. Semi-árido brasileiro antes e após atualização..............................17
FIGURA 2. Mapa das ecorregiões da Caatinga, destacando a Serra do
Ramalho (seta)..................................................................................................18
FIGURA 3. Mapa das áreas prioritárias para conservação da Caatinga,
destacando a Serra do Ramalho (seta).............................................................19
1.3. ÁREA DE ESTUDO
FIGURA 4. Municípios onde foram realizadas as coletas................................ 33
FIGURA 5. Imagens da Serra do Ramalho...................................................... 34
1.4. MATERIAL E MÉTODOS
FIGURA 6. Técnica de lavagem, secagem e câmara-úmida............................36
CAPÍTULO I
FIGURAS 1-2. Dendryphiosphaera taiensis Lunghini & Rambelli.....................67
FIGURAS 3-5. Helicosporium nizamabadense P.Rag. Rao & D. Rao..............67
FIGURAS 6-9. Luzfridiella insignus R.F. Castañeda & W.B. Kendr..................67
FIGURAS 10-11. Memnoniella levispora Subram.............................................67
FIGURAS 12-14. Periconia jabalpurensis D.P. Tiwari & P.D. Agrawal.............67
FIGURAS 15-16. Pseudopetrakia kambakkamensis (Subram.) M.B. Ellis........67
FIGURAS 17-18. Sadasivania girisa Subram....................................................67
CAPÍTULO II
FIGURAS 1-6. Rhexolobulomyces pulcher S. M. Leão & Gusmão anam. gen. et
sp. nov...............................................................................................................75
FIGURAS 7-8. Rhexolobulomyces pulcher S. M. Leão & Gusmão anam. gen. et
sp. nov...............................................................................................................76
x
CAPÍTULO III
FIGURAS 1-6. Arachnophora polybrachiata S. M. Leão & Gusmão anam. sp.
nov.....................................................................................................................89
FIGURAS 7-15. Diplococcium multiseptatum S. M. Leão & Gusmão anam. sp.
nov.....................................................................................................................89
FIGURAS 16-20. Hermatomyces uniseriatus S. M. Leão & Gusmão anam. sp.
nov.....................................................................................................................90
CAPÍTULO IV
FIGURAS 1-7. Endophragmiella tubercullata S. M. Leão & Gusmão anam. sp.
nov.....................................................................................................................98
FIGURAS
8-10.
Endophragmiella
collapsa
(B.
Sutton)
S.
Hughes
...........................................................................................................................99
FIGURAS 11-13. Endophragmiella dimorphospora (Awao & Udagawa) S.
Hughes...............................................................................................................99
CAPÍTULO V
FIGURA 1 (a-d). Vanakripa inexpectata S. M. Leão & Gusmão anam. sp.
nov...................................................................................................................108
FIGURA 2 (a-g). Espécies de Vanakripa Bhat, W.B. Kendr. & Nag
Raj....................................................................................................................109
CAPÍTULO VI
FIGURAS 1-5. Spegazzinia flabellata S. M. Leão & Gusmão anam. sp.
nov...................................................................................................................116
FIGURAS 6-9. Dictyoarthrinium sacchari (J.A. Stev.) Damon.........................117
xi
LISTA DE QUADROS
1.2. REFERENCIAL TEÓRICO
QUADRO 1. Estruturas de reprodução em Agonomycetes, Coelomycetes e
Hyphomycetes...................................................................................................23
QUADRO 2. Divisão dos fungos conidiais em ordens de acordo com
Saccardo............................................................................................................23
QUADRO 3. Divisão em famílias segundo Saccardo........................................24
QUADRO 4. Divisão dos fungos conidiais em secções proposta por
Saccardo............................................................................................................25
QUADRO 5. Esquema proposto por Ellis......................................................... 26
QUADRO 6. Caracteres morfológicos de conídios em hifomicetos..................28
xii
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO II
TABELA 1: Synoptic table of related genera with Rhexolobulomyces..............72
CAPÍTULO III
TABELA 1: Synoptic characteristics for accepted Arachnophora species........86
TABELA
2:
Synoptic
characteristics
for
accepted
Diplococcium
species…………………………………………………….…………………………..87
TABELA
3:
Synoptic
characteristics
for
accepted
Hermatomyces
species...............................................................................................................88
CAPÍTULO IV
TABELA
1:
Sinopse
das
espécies
próximas
de
Endopragmiella
tubercullata........................................................................................................94
CAPÍTULO V
TABELA
1:
Synoptic
characteristics
for
accepted
Vanakripa
species……………………………………………………………………………….107
CAPÍTULO VI
TABELA 1: Sinopse das espécies próximas de Spegazzinia flabellata (conídios
tipo b lobados).................................................................................................113
xiii
Este
trabalho
está
baseado
no
Código
Internacional
de
Nomenclatura Botânica, Código de Saint Louis (McNeill et al., 2007).
Com base nos critérios previstos nos artigos 29-31 do mesmo,
considera-se o presente trabalho uma publicação não efetiva e não válida
para fins de prioridade taxonômica e nomenclatural.
xiv
Leão-Ferreira, S. M. 2009. Fungos conidiais associados à decomposição da serapilheira na...
1. INTRODUÇÃO
1.1. INTRODUÇÃO GERAL
Por meio de análises filogenéticas moleculares Hibbett et al. (2007),
apresentaram uma nova reestruturação para o Reino Fungi, tendo seus
representantes distribuídos em oito filos: Blastocladiomycota, Chytridiomycota,
Glomeromycota, Microsporidia, Neocallimastigomycota, Zygomycota, Ascomycota e
Basidiomycota, estes dois últimos formando um subreino (Dikarya). Apesar das
crescentes evidências moleculares de que os fungos constituem um grupo natural
(CARLILE & WATKINSON, 1997), ainda permanece uma instabilidade nas relações
filogenéticas entre os filos. Chytridiomycota e Zygomycota, por exemplo, são
considerados
polifiléticos
(ROCHA,
2006;
TRUFEM
et
al.,
2006),
sendo
Blastocladiomycota (JAMES et al., 2006) e Neocallimastigomycota (HIBBETT et al.,
2007) segregados de Chytridiomycota e Glomeromycota (SCHÜßLER et al., 2001),
que engloba as micorrizas arbusculares, segregado do filo Zygomycota. As ordens
tradicionalmente incluídas neste último filo, ainda permanecem com posição
“insertae sedis” (HIBBETT et al., 2007). Para estes autores, linhagens como os filos
Chytridiomycota e Zygomycota foram as que sofreram as modificações mais
dramáticas. Os demais filos, reconhecidamente monofiléticos, em especial os
Ascomycota e Basidiomycota, foram tratados como o subfilo Dikaryomycota por
Schüßler et al. (2001), e em Hibbett et al. (2007) foram apresentados como o
subreino Dikarya. Entretanto, mesmo diante do avanço das pesquisas moleculares,
e as diversas nomenclaturas utilizadas, o que realmente importa é que os fungos se
mantiveram em um Reino à parte ora definido como grupo irmão do Reino Animalia,
com o qual compartilha um ancestral comum (NIKOH et al., 1994).
De acordo com Alexopoulos et al. (1996), o Reino Fungi comporta organismos
eucarióticos, com nutrição absortiva, que geralmente se reproduzem sexual e
assexuadamente pela produção de esporos. Apresentam estruturas somáticas,
frequentemente filamentosas e ramificadas, as hifas, constituídas por uma parede
celular composta, principalmente, por ß-glicano e quitina. Constituem um grupo de
organismos abundante e morfologicamente diverso (HEREDIA et al., 2000),
desempenhando, na qualidade de decompositores, papel fundamental nos
ecossistemas terrestres e aquáticos, onde vivem como sapróbios, parasitas de
plantas, animais e outros fungos ou em simbiose (WHITTAKER, 1969).
15
Os fungos conidiais constituem parte de uma classificação artificial, com o
propósito de agrupar representantes das fases assexuais dos Filos Ascomycota e
Basidiomycota (KIRK et al., 2001). Sapróbios por excelência, esses fungos
apresentam papel relevante na reciclagem de nutrientes nos ecossistemas
(GRANDI, 1999b), determinando a imobilização e mineralização de nutrientes e,
consequentemente, favorecendo a produtividade primária (KNOPS et al., 2001). A
importância destes organismos não se limita à sua atuação no equilíbrio ecológico,
através da decomposição de restos orgânicos e como reguladores de populações
fitopatógenas, mas também pelo potencial de produzir enzimas e metabólitos
secundários importantes nas diversas indústrias farmacológicas e alimentícias, entre
outras (HEREDIA-ABARCA et al., 2004). Os fungos conidiais podem ser
encontrados nos mais variados ambientes como lagos, rios, oceanos e,
principalmente, no ambiente terrestre, onde os substratos são abundantes (MOORELANDECKER, 1990), destacando-se a serapilheira composta por restos vegetais
como cascas, flores, folhas, frutos e galhos. A serapilheira acumulada sobre o solo
constitui um compartimento ativo e vital do ecossistema, influenciando e regulando
muitos de seus processos funcionais (LOPES et al., 1990), apresentando-se ainda
como um reservatório natural para pesquisas de fungos conidiais.
O semi-árido brasileiro está localizado quase exclusivamente no Nordeste do
país, com aproximadamente 970 mil Km2, (Ministério da Integração Nacional, 2005)
(Figuras A e B). A Caatinga constitui o tipo de vegetação mais característico dessa
região (COSTA et al., 2002) e o domínio desse bioma abrange cerca de 900 mil
Km2, correspondendo aproximadamente a 54% da região Nordeste e 11% do
território brasileiro, envolvendo áreas dos Estados do Ceará, Rio Grande do Norte,
Paraíba, Pernambuco, Alagoas, Sergipe, o sudoeste do Piauí, partes do interior da
Bahia e do norte de Minas Gerais (ANDRADE et al., 2005). A Caatinga apresenta
atributos abióticos particulares com um período seco prolongado, que pode se
estender por vários meses, e uma estação chuvosa curta, irregular e mal distribuída
ao longo do ano (COSTA et al., 2002). Inserida na região semi-árida, mais
precisamente na ecorregião da Depressão Sertaneja Meridional (Fig. 2), Região do
Médio São Francisco, a Serra do Ramalho (13º30’S; 44º15’W) apresenta
características físicas típicas do sertão nordestino constituído, segundo Barbosa et
al. (2006), por uma extensa área com solos em geral rasos e pedregosos, com
muitos rios temporários e baixo índice pluviométrico.
16
O presente trabalho foi realizado com o objetivo de desenvolver o primeiro
estudo taxonômico de fungos conidiais associados à decomposição da serapilheira
na Serra do Ramalho, Bahia, erigida entre as 27 áreas (Fig. 3) de extrema
importância biológica (VELLOSO et al., 2002) e estabelecida pelo Programa de
Pesquisa em Biodiversidade do Semi-árido (PPBio) como uma das áreas para
estudo da biodiversidade do semi-árido brasileiro.
A
B
Figura 1. Mapas comparando a área do semi-árido antes (A) e após (B) 2005 (MINISTÉRIO DA
INTEGRAÇÃO NACIONAL, 2005).
17
Fig. 2. Mapa das ecorregiões da Caatinga, destacando a Serra do Ramalho (seta)
(Fonte: VELLOSO et al., 2002).
18
Fig. 3. Mapa das áreas prioritárias para conservação da Caatinga, destacando a
Serra do Ramalho (seta) (Fonte: VELLOSO et al., 2002).
19
1.2. REFERENCIAL TEÓRICO
1.2.1. Fungos Conidiais
Os fungos conidiais são, em geral, microscópicos que se reproduzem por
mecanismos assexuais. De acordo com Moore-Landecker (1990), esses fungos
podem apresentar, dentro dos mecanismos assexuais, o ciclo parassexual que é
uma seqüência que envolve formação de uma fase heterocariótica, a diploidização
nuclear, apresentando número desigual de cromossomos originados da não
disjunção durante a anáfase, e retorno à condição haplóide. A haploidização
somática ocorre, provavelmente, como resultado de perdas sucessivas de
cromossomos, não por meiose, como ocorre na reprodução sexuada (KENDRICK,
1992). O ciclo parassexual é extremante importante nos fungos que se reproduzem
apenas assexuadamente, pois o resultado é muito similar ao do processo sexual
(PONTECORVO, 1956) e pode até mesmo substituir a reprodução sexual
convencional (HENNEBERT, 1992), garantindo assim, a variabilidade genética.
Esses fungos podem ser referidos na literatura como fungos anamórficos,
imperfeitos, mitospóricos ou ainda deuteromicetos (PFENNING, 1996; GRANDI,
1999b), relacionando-os ao estado assexual, representado pela formação de um
esporo assexual denominado conídio. Entretanto, nenhuma dessas terminologias
reflete uma categoria taxonômica, e para Sutton (1992) nenhuma denominação é de
fato satisfatória. Os fungos conidiais representam as fases assexuais de organismos
pertencentes aos filos Ascomycota, em sua maioria, Basidiomycota e muitos outros
fungos dos quais se desconhece a fase sexuada (SUTTON, 1980; PFENNING,
1996; GRANDI, 1999a). Alguns autores consideram que entre estes fungos estão
ainda presentes representantes da fase assexual de Chytridiomycota (SUTTON,
1992) e Zygomycota (GUARRO et al., 1999).
Os fungos conidiais compreendem aproximadamente 2.900 gêneros e 16.000
espécies (KIRK et al., 2001), os quais mantêm um desenvolvimento evolutivo
independente do seu estado sexual e, acredita-se, que alguns deles perderam a
capacidade de reprodução sexuada (KENDRICK, 1992; KIRK et al., 2001). O
número de espécies conhecidas com os estados sexuais (teleomorfos) e assexuais
(anamorfos) relacionados ainda é considerado pequeno (HERRERA & ULLOA,
1998). Segundo KENDRICK (1992), apenas 10-15% dos fungos conidiais estão
conectados à sua fase sexual. A relevância destas conexões está em suas
implicações filogenéticas (HEREDIA-ABARCA et al., 2004), sendo utilizado o termo
20
“holomorfo” (teleomorfo + anamorfo) para se referir ao ciclo de vida do fungo em
toda sua plenitude (GUERRERO & SILVEIRA, 1996). Contudo, para Reynolds
(1992), a diversidade holomórfica é encontrada em três ciclos de vida básicos: o
holomorfo meiótico conhecido apenas pelo estado reprodutivo sexual, o holomorfo
mitótico conhecido apenas pelo estado mitótico e o holomorfo pleomórfico conhecido
por ambos estados, sexual (teleomorfo) e assexual (anamorfo). Para Hennebert
(1992), a presunção de que todo fungo assexual deve incluir em suas
potencialidades uma reprodução meiótica é equívoca e apresenta repercussões
significativas na tarefa de nomear e classificar estes fungos. Isso se torna mais
evidente ao se considerar os fungos conidiais conhecidos apenas em seu estado
assexual.
1.2.2. Nomenclatura e taxonomia dos fungos conidiais
Para Sutton (1992), a nomenclatura e o agrupamento artificial dos fungos
conidiais em categorias taxonômicas não teria o mesmo status nomenclatural dado
aos fungos sexuais, uma vez que seus componentes provêm de várias origens. Sua
nomenclatura segue as orientações do artigo 59 do Código Internacional de
Nomenclatura Botânica (CINB) (McNEILL et al., 2007). De acordo com Hennebert
(1992), a supremacia e proteção dadas ao nome do teleomorfo, no Artigo 59 do
CINB, em detrimento do nome anamórfico constitui um erro que dificulta a
classificação natural e está fundamentada na crença de que a sexualidade
representa um “status” superior. Até o presente, o CINB mantém o uso de uma
nomenclatura independente entre fungos anamórficos e sua fase teleomorfa
(McNEILL et al., 2007). Esta decisão é fortemente influenciada pelo fato destas
fases se desenvolverem em tempos e substratos distintos, por causa do pequeno
número de espécies conectadas aos seus teleomorfos e pela inexistência de uma
relação direta entre gêneros de fungos assexuais e gêneros correspondentes em
estados sexuais (KENDRICK, 1992).
De acordo com Guarro et al. (1999), o advento da taxonomia molecular trouxe
à tona a discussão sobre a manutenção da nomenclatura dupla destes fungos,
considerada estritamente necessária por alguns micologistas. Todavia, de acordo
com Barnett & Hunter (1998), em virtude da necessidade de reconhecer suas
identidades, com base em seu estado conidial ou não-sexual, esses fungos vêm
sendo identificados, levando em consideração que apenas o nome científico do
21
estado sexual constitui a designação taxonômica válida, enquanto o nome dado à
entidade assexual vem sendo mantido para uso convencional.
As determinações e orientações do CINB, por sua vez, não solucionam a
problemática nomenclatural de que teleomorfos relacionados geneticamente podem
ter anamorfos distintos, bem como gêneros de anamorfos podem estar relacionados
à teleomorfos de diferentes categorias (HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, 1990). Seifert
(1992) cita Acremonium Link, Phoma Sacc. e Verticillium Nees como exemplos de
gêneros anamorfos associados a muitos gêneros teleomorfos, assim como
Cordyceps (Fr.) Link, Mycosphaerella Johanson e Nectria (Fr.) Fr. como gêneros
teleomorfos associados à muitos gêneros anamorfos. Além disso, existem os fungos
que, aparentemente, perderam sua capacidade de reprodução sexual, dificultando
ainda mais o seu posicionamento entre táxons determinados por caracteres sexuais
(KIRK et al., 2001; SEIFERT & GAMS, 2001).
1.2.3. Sistematização dos fungos conidiais
Como os fungos conidiais não possuem uma classificação natural, estes
costumam ser reunidos em classe, gênero e espécie para a sistematização de sua
identificação e nomenclatura. O que, segundo Mercado-Sierra (1984), dispensa um
ordenamento sistemático tradicional. Em virtude disto e com base na morfologia de
estruturas de reprodução assexuada (Quadro 1), estes fungos costumam ser
subdivididos em três grupos: Agonomycetes, Coelomycetes e Hyphomycetes (KIRK
et al., 2001).
Nos Agonomycetes estão os fungos que não apresentam conídios.
Produzem, por sua vez, clamidósporos, esclerócios e outras estruturas somáticas de
resistência (KIRK et al., 2001). Nos Coelomycetes ocorre a produção de conídios em
acérvulos ou picnídios, freqüentemente desenvolvidos sob o substrato vegetal,
subcuticular ou intra-epidermal (KENDRICK, 1992). Os acérvulos se caracterizam
pela presença de conidióforos curtos e fortemente agregados, originados de hifas
estromáticas pulvinadas. Os picnídios se apresentam em forma de pequenas
garrafas, no geral, com um poro apical para liberação dos conídios, e delimitadas
por uma parede interiormente recoberta de conidióforos (GUERRERO & SILVEIRA,
1996). Os Hyphomycetes, por sua vez, reúnem os fungos que produzem
conidióforos livres sobre o micélio (ALEXOUPOULOS et al., 1996).
22
Quadro 1: Estruturas de reprodução em Agonomycetes, Coelomycetes e
Hyphomycetes (Ilust.: a-b. GUERRERO & SILVEIRA, 1996; c. GUSMÃO et al., 2006)
Estruturas de reprodução nos fungos conidiais
Agonomycetes (a)
Clamidósporos
Coelomycetes (b)
Acérvulos
Picnídios
Hyphomycetes (c)
Mononemático
De
acordo
Esporodóquio
com
Mercado-Sierra
(1984), as
Sinema
primeiras
tentativas
de
classificação dos fungos assexuais eram baseadas principalmente em caracteres
morfológicos superficiais ou na aparente preferência por determinados substratos.
Uma das mais importantes contribuições foi a de Saccardo (1886), que propôs um
sistema baseado no arranjo e pigmentação dos conidióforos e morfologia dos
conídios. Saccardo classificou os fungos conidiais, dentro de três Ordens como
demonstrado no quadro a seguir (Quadro 2):
Quadro 2: Divisão dos fungos conidiais em ordens de acordo com Saccardo (Adaptado de
Mueller et al., 2004).
Ordem
Conidióforos
Sphaeropsidales Lév.
Em receptáculos saculiformes (picnídios)
Melanconiales Berk.
Em forma de pires (acérvulos)
Hyphomycetales Mart.
Livres na superfície do substrato
Ilustração
23
Além da divisão em Ordens, Saccardo (1886) utilizando a coloração e arranjo
dos conidióforos, propõe uma divisão em “famílias-forma” para a ordem
Hyphomycetes como apresentado no quadro abaixo (Quadro 3).
Quadro 3: Divisão dos fungos conidiais em famílias dentro da Ordem Hyphomycetales segundo a
proposta de Saccardo (Ilust.: BARNETT & HUNTER, 1998).
Famílias
Características
Ilustração
Mucedinaceae Link
Hifas e conídios hialinos ou com coloração
clara
Dematiciaceae Fries
Hifas e conídios, ou ambos, castanhos à
negros
Tuberculariaceae
Ehnrenb.
Stilbaceae Fries
Conidióforos
curtos
e
agregados
(esporodóquio)
Conidióforos longos e agregados (sinema)
Para Mercado-Sierra (1984), o sistema de Saccardo é considerado artificial,
visto que a cor, septação, agrupamento ou não de conidióforos são caracteres
secundários que podem estar mais relacionados à idade do fungo ou ao substrato
onde estes se desenvolvem, entre outros fatores, apresentando assim, variações em
todos os gêneros. Entretanto, em alguns táxons, o arranjo dos conidióforos são
filogeneticamente informativos como em Acrostroma annellosynnema Seifert e
Stromatographium stromaticum (Berk.) Höhn., por não apresentarem variações em
seus arranjos (SEIFERT & SAMUELS, 2000).
De acordo com Subramanian (1983) as famílias propostas por Saccardo
foram divididas em seis secções, com base na septação ou forma dos conídios,
como apresentado no quadro a seguir (Quadro 4).
24
Quadro 4: Divisão dos fungos conidiais em secções proposta por Saccardo (Ilust.: Mueller et
al., 2004).
Secções
Conídios
Amerosporae
Unicelular
Didymosporae
Duas células
Phragmosporae
Dois ou mais septos
Dictyosporae
Septos transversais, oblíquos ou longitudinais
Staurosporae
Em forma de garfo ou estrela
Scolecosporae
Longos, delgados, septados ou não
Ilustração
A partir de 1888, com a obra de Costatin Lês Mucédinées simples, onde mais
de 200 gêneros de hifomicetos foram organizados em quatro categorias, foi proposta
uma classificação onde a produção dos conídios possuía mais importância do que a
sua morfologia e coloração, permitindo que gêneros mucedináceos e dematiáceos
fossem tratados como gêneros próximos (SUBRAMANIAN 1983). Para Subramanain
(1983), a proposta de Costatin influenciou Vuillemin que, a partir de 1910 utilizou
seus conceitos e contribuiu significativamente para um melhor entendimento da
conidiogênese, utilizando um sistema baseado na produção dos conídios: talósporos
e “conidia vera”.
Os sistemas de classificação mais relevantes, segundo Mercado-Sierra
(1984), são: o de Hughes (1953) baseado nos diferentes tipos de conidiogênese,
distribuindo-as em oito secções (I à VIII); Tubaki (1958; 1963) que subdividiu as
secções III, IV e VII propostas por Hughes (1953) e adicionou uma nova secção;
Subramanian (1962) onde foram apresentadas seis famílias, com base em tipos
25
morfológicos de conídios e sua conidiogênese; Barron (1968) que considerou a
existência de 10 seções baseadas em Hughes (1953) e Tubaki (1958; 1963); e Ellis
(1971) que apresentou um esquema mais detalhado com base na ontogenia tálica e
blástica (Quadro 5).
Quadro 5: Esquema proposto por Ellis (1971) (Ilust.: ELLIS, 1971).
Aspectos da conidiogênese
Tálica
Blástica
Não
1
meristemático
1
1
Meristemático
1
Basáuxico
Acroáuxico
2
Holoblástico
2
Enteroblástico
Trético
1
Fialídico
2
Obs: refere-se ao desenvolvimento dos conidióforos; refere-se à formação dos conídios
A introdução da conidiogênese como base para a ordenação dos fungos
conidiais, estabilizou os critérios de identificação dos esquemas anteriores onde
existem problemas de ambigüidade (CASTAÑEDA RUIZ, 2001). A conidiogênese
tem revelado características constantes, as quais, normalmente, não se modificam
durante o cultivo dos fungos axenicamente (HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, 1990). Por
isso, atualmente, esta vem sendo utilizada na sistematização dos fungos conidiais,
com o propósito de alcançar um sistema mais natural para o grupo. Para Carmichael
(1971), mesmo considerando arbitrário o agrupamento dos fungos conidiais com
base na conidiogênese sua utilização é necessária para a ordenação destes fungos.
De acordo com Seifert (1992), os trabalhos de Tubaki (1958, 1963) e Subramanian
(1962)
comparando
demonstraram
que
espécies
alguns
de
anamorfos
caracteres
aos
respectivos
ontogenéticos
são
teleomorfos
provavelmente
monofiléticos, o que podem auxiliar significativamente na classificação do grupo.
1.2.4. Estruturas reprodutivas
1.2.4.1. Conidióforos
O conidióforo é uma hifa diferenciada que surge a partir de uma hifa somática
e porta uma ou mais células produtoras de conídios. Possui grande diversidade
morfológica, podendo ainda, apresentar-se semelhante à hifa somática ou estar
26
ausente em alguns táxons (ALEXOUPOULOS et al., 1996; ELLIS, 1971). Termos
empregados por Saccardo (1886) como micronemáticos ou macronemáticos são
muito utilizados na descrição dos fungos conidiais. Micronemático se refere à
conidióforos morfologicamente semelhantes às hifas somáticas e macronemático se
refere àqueles que são distintos ou diferenciados (ELLIS, 1971; WU & ZHUANG,
2005). Conidióforos acroáuxicos são mais comuns e se desenvolvem a partir de uma
zona apical, enquanto os basáuxicos, presente em um pequeno grupo de fungos,
caracteriza-se por seu crescimento basal (ELLIS, 1971; SUBRAMANIAN, 1991;
SOMRITHIPOL, 2007). Os conidióforos podem se apresentar simples, ramificados,
solitários, agregados em fascículos, formando esporodóquios ou sinemas. Nos
esporodóquios os conidióforos surgem de um estroma pseudoparenquimatoso,
enquanto nos sinemas os conidióforos, geralmente unidos da base até a parte
superior, apresentam-se muito mais desenvolvidos em comprimento do que nos
esporodóquios (ALEXOPOULOS et al., 1996).
1.2.4.2. Células conidiogênicas
As células conidiogênicas são células especializadas na produção dos
conídios (ALEXOPOULOS et al., 1996). De acordo com Ellis (1971), estas células
podem se apresentar dispostas terminal ou intercalarmente, sendo denominadas de
integradas quando estão incorporadas ao eixo do conidióforo ou de suas
ramificações, ou como evidentes quando apresentam formas distintas do conidióforo
(ampuliforme, lageniforme, esférica, entre outras), ou seja, não constituem o eixo
principal ou das ramificações.
De modo geral, as células conidiogênicas são consideradas determinadas
quando seu crescimento cessa durante a produção dos conídios, ou indeterminadas
quando continuam crescendo e produzindo novos conídios. De acordo com o tipo de
crescimento apresentado, estas células podem ser anelídicas, quando as
proliferações são curtas e em forma de anéis, ou simpodiais quando ocorre
deslocamento subapical do “locus” conidiogênico. Em relação à presença de um ou
mais “loci” em cada célula, costuma-se empregar os prefixos mono- ou poli-,
respectivamente, acrescido das terminologias que se referem ao tipo de
conidiogênese
apresentada
(blástica,
fialídica,
trética).
Algumas
células
conidiogênicas apresentam cicatrizes nos “loci” conidiogênicos após a secessão
conidial, outras apresentam anelações, colaretes, dentículos ou poros, que podem
27
ser aplanadas ou protuberantes (ALEXOPOULOS et al., 1996; CASTAÑEDA-RUIZ,
2001; ELLIS, 1971).
1.2.4.2. Conídios
Charmichael (1971) define conídio como esporos produzidos por processos
de fragmentação, fissão e/ou extrusão, incluindo todos os esporos de fungos
assexuais, exceto os que são produzidos em esporangióforos. O conídio pode ser
definido como um propágulo produzido em uma célula especializada onde não
ocorreu meiose, estes são imóveis, especializados e frequentemente caducos (KIRK
et al., 2001). Os conídios, unidades de reprodução e dispersão, possuem grande
variedade quanto à forma, coloração, ornamentações, septação e ramificação. Os
conídios podem apresentar extensões celulares denominadas apêndices que são
chamados de sétulas quando possuem aspecto filiforme; outros apresentam
protuberâncias celulares cilíndricas (semelhantes a chifres), esféricas, lobuladas ou
tuberculadas; conídios estrelados apresentam estruturas associadas às suas células
centrais denominadas de braços ou células satélites (Quadro 6).
Quadro 6: Caracteres morfológicos de conídios em hifomicetos (Ilust.: a-d, h. Charmichael et
al. (1980); e. Matsushima (1980); f. Rao & de Hoog (1986); g. este trabalho).
Conídios
Apendiculados
Apêndices (a)
Estrelados
Sétulas (b)
Braços (c)
Células satélites (d)
Com protuberâncias
Cilíndricas (e)
Esféricas (f)
Lobuladas (g)
Tuberculadas (h)
28
Os conídios dos hifomicetos são freqüentemente secos e a presença de
apêndices ou braços pode estar relacionada ao meio de dispersão ou de sua adesão
ao substrato (JONES, 2006). Algumas espécies produzem conídios acumulados em
massas úmidas que podem ser dispersos através da água, ou por animais, enquanto
outras
produzem
conídios
secos
dispersos
eficientemente
pelo
vento
(ALEXOPOULOS et al., 1996). A presença de células de separação em alguns
gêneros como Beltrania Penz., Beltraniella Subram. e Beltraniopsis Bat. & J. L.
Bezerra, Vanakripa Bhat et al., Berkleasmium Zobel, Canalisporium Nawawi &
Kuthub., Oncopodium Sacc., pode estar relacionada a adaptações para a dispersão
e flutuação dos conídios (Tsui et al., 2003).
1.2.5. Conidiogênese
Conidiogênese ou ontogenia do conídio se refere ao processo de formação do
conídio, de acordo com os diferentes métodos pelo qual se desenvolve a partir da
célula conidiogênica, além de como esta célula se modifica antes, durante e depois
do conídio ser produzido (KIRK et al., 2001). Alexopoulos et al. (1996) descrevem
como hologênica, o tipo de conidiogênese onde ambas as paredes de uma célula
conidiogênica são contínuas com as do conídio durante sua formação; e como
enterogênica quando apenas a parede interna da célula conidiogênica é contínua
com a parede externa do conídio.
São consideradas duas formas básicas para a ontogenia dos conídios: a
tálica e a blástica (KENDRICK, 1971). A tálica é caracterizada pela formação do
septo no conídio inicial, em uma hifa pré-existente, antes de ocorrer seu crescimento
ou desenvolvimento. Na blástica o conídio se desenvolve antes de ser delimitado por
um septo (ELLIS, 1971; KIRK et al., 2001). Podem-se utilizar as terminologias holo e
entero para conídios de origens tálica (holotálica ou enterotálica) ou blástica
(holoblástica ou enteroblástica), de acordo com a proposta de Hughes (1953)
consolidada por Ellis (1971). Segundo Mercado-Sierra (1984), a maioria dos
hifomicetos apresenta conidiogênese blástica. Holoblástica (ou simplesmente
blástica) faz referência à participação da parede interna e externa da célula durante
a formação do conídio, enquanto enteroblástica (trética ou fialídica) se refere a
participação apenas da parede interna da célula na formação do conídio (ELLIS,
1971; CASTAÑEDA-RUIZ, 2001; KIRK et al., 2001). Moore-Landecker (1990) relata
que conídios de origem enterotálica são relativamente incomuns, enquanto os de
29
origem enteroblástica são muito mais freqüentes, a exemplo os de origem trética e
fialídica.
Na conidiogênese enteroblástica fialídica os conídios são produzidos através
de uma abertura geralmente terminal onde apenas uma parte de sua parede é
contínua com o conídio produzido. Nestas células é comum a permanência de
resquícios da parede externa, após a formação do primeiro conídio, denominado de
colarete. Enquanto na enteroblástica trética os conídios surgem através de um
canal, induzidos de maneira secundária pela parede externa da célula conidiogênica,
na qual se observa pequenos poros (CASTAÑEDA-RUIZ, 2001).
Dentre as formas enteroblásticas fialídica e trética, esta última tem recebido
bastante atenção de pesquisadores. De acordo com Mercado-Sierra (1989), estudos
de microscopia eletrônica indicam que o desenvolvimento conidial não é realmente
enteroblástico. Carrol (1972) também apresenta exemplos de gêneros e espécies
cuja conidiogênese era considerada trética e, após estudos de microscopia
eletrônica de transmissão, demonstraram serem holoblásticas. Entretanto, neste
mesmo trabalho há exemplos de táxons que tiveram sua conidiogênese trética
confirmada.
Além das formas básicas de desenvolvimento dos conídios, a forma pela qual
estes são liberados (secessão) também possui caráter relevante na taxonomia
(HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, 1990). A secessão esquizolítica ocorre quando o conídio
se separa no septo que o delimita da célula conidiogênica, enquanto na secessão
rexolítica esta liberação se dá pela ruptura de um ponto abaixo do septo que o
delimita da célula conidiogênica, ou dos conídios quando estes se apresentam em
cadeias, permanecendo aderido à base do conídio um fragmento da estrutura à qual
estava ligado (KENDRICK, 1971; CASTAÑEDA-RUIZ, 2001; KIRK et al., 2001).
A conidiogênese pode ser considerada uma característica estável na
taxonomia de hifomicetos e uma chave fundamental na classificação dos fungos
conidiais, no entanto, não dispensa novos conhecimentos e interpretações
(HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, 1990; HERRERA & ULLOA, 1998) apesar de não
corresponder ainda à uma classificação natural.
1.2.6. Estudo dos fungos conidiais
A América do Norte e a Europa apresentam o maior número de registros de
hifomicetos no mundo, em torno de 33.000 e 10.500, respectivamente (FARR et al.,
2008). Heredia et al. (1997) destacam os trabalhos realizados por Hughes e Sutton
30
na África, Matsushima, Rao e De Hoog na Ásia e Hughes e Matsushima na
Austrália. Nas zonas tropicais das Américas, os autores ressaltam a colaboração
dos pesquisadores como Mercado-Sierra, Mena-Portales, Holubová-Jechová,
Castañeda Ruiz e Kendrick, especialmente para a micobiota de Cuba. O México
possui poucas publicações, sendo divulgados trabalhos em áreas tropicais e
semitropicais do estado de Veracruz (HEREDIA et al. 1995, 1997, 2000; MERCADOSIERRA et al. 1995, 1997). Em verdade, estes últimos vêm somando conhecimento
sobre a diversidade dos fungos conidiais e de sua distribuição geográfica, para os
países mega-diversos do mundo, localizados no neotrópico, a exemplo do Brasil,
México e Venezuela (RODRÍGUEZ et al., 2005), cujas pesquisas ainda são tímidas.
O estudo taxonômico dos fungos conidiais no Brasil teve início no final do
século XIX, como resultado do trabalho de coletores Europeus, como E.H.G. Ule e
A. Puttemans, tendo enviado grande quantidade de material ao micologista P.
Hennings (1841-1908) na Alemanha (DIANESE et al., 1997; GUSMÃO et al., 2006).
Após o trabalho de Viégas (1946), a primeira grande colaboração ao conhecimento
destes fungos foi realizada por A. C. Batista e colaboradores, nas décadas de 50 a
70 (SILVA & MINTER, 1995), podendo ser considerado, portanto, pioneiro em
pesquisas sobre fungos no país. Sutton (1975), Sutton & Hodges (1975a, b; 1976a,
b, c; 1977; 1978) e Castañeda Ruiz et al. (2001; 2003; 2006; 2007; 2008) publicaram
outros espécimes oriundos do Brasil, caracterizando o conhecimento da micobiota
de fungos conidiais no país de forma esparsa e fragmentada. Outras contribuições,
segundo Maia (2003), foram as do Instituto de Botânica de São Paulo e do,
atualmente denominado, Departamento de Micologia da Universidade Federal de
Pernambuco, sendo descritas, aproximadamente 1.000 espécies para cada um dos
estados (GRANDI, 1999b; MAIA et al., 2002). Recentemente foram catalogadas
mais de 200 espécies de hifomicetos para o estado do Ceará (FREIRE, 2005) e, de
acordo com Gusmão et al. (2006), Pernambuco é um dos estados incluídos na
região semi-árida, que mais contribuiu para o conhecimento destes fungos (178
táxons), seguido pelo estado da Bahia (146 táxons) e Paraíba (82 táxons).
Na Bahia esses estudos vêm crescendo a partir de pesquisas desenvolvidas
na região da Chapada Diamantina, na Serra da Jibóia, em áreas integradas ao
Programa de Pesquisa em Biodiversidade (PPBio) como Senhor do Bonfim, Reserva
Ecológica do Raso da Catarina e Dunas do Médio São Francisco, reunindo um total
de 47 novos registros para o país e 7 novas espécies (BARBOSA, 2007; BARBOSA
& GUSMÃO, 2005; CASTAÑEDA-RUIZ et al., 2006; 2007, 2008; CRUZ et al., 2007a,
31
b; GUSMÃO, 2003; GUSMÃO & BARBOSA, 2005; GUSMÃO et al., 2008; LEÃOFERREIRA et al., 2008; MARQUES, 2007; MARQUES et al., 2007).
A maior parte dos dados publicados sobre fungos conidiais no Brasil se refere
aos estudos desenvolvidos em biomas de cerrado, como demonstrado por Dianese
et al. (1997) e Grandi (1999b), e em mata atlântica (GRANDI, 1998b; 1999; 2004;
GRANDI & GUSMÃO, 2002a; 2002b; GUSMÃO, 1998), enquanto o conhecimento
da diversidade dos fungos conidiais no semi-árido é bastante restrita (FREIRE,
2005; GUSMÃO et al., 2006; MAIA et al., 2002). A Caatinga, que apresenta o menor
número e a menor extensão de áreas protegidas dentre todos os biomas brasileiros
(LEAL et al., 2005), vem ganhando mais atenção a partir de 2004, com o
desenvolvimento de pesquisas associadas ao PPBio, que tem oferecido suporte à
ampliação do conhecimento da micodiversidade do semi-árido brasileiro.
32
1.3. ÁREA DE ESTUDO
A Serra do Ramalho é um extenso manto de calcário que cobre a região
centro-sul da Bahia, compreendendo os municípios de Cariranha, Coribe, Feira da
Mata e Serra do Ramalho, ocupando uma área de aproximadamente 2mil Km²
(RUBBIOLI, 2003). Fazem parte ainda os municípios de Cocos e São Félix do
Coribe, sendo que este último foi recentemente incluído na região do semi-árido
(Ministério da Integração Nacional, 2005). As coletas dos fungos conidiais foram
realizadas nas imediações dos municípios de Coribe, São Félix do Coribe e Serra do
Ramalho (Fig. 4). Sua vegetação é caracterizada por formações de Floresta
estacional decidual e semidecidual (SEI, 2001), com período chuvoso entre os
meses de novembro a janeiro (IBGE, 2001), pluviosidade variando entre 1200600mm e altitudes entre 600-800m, apresentando picos de até 1000m (MORENO,
2006). Apresenta vegetação, com adaptações à deficiência hídrica, entre elas perda
das folhas na estação seca, presença de herbáceas anuais, plantas suculentas, com
acúleos e espinhos e cobertura descontínua de copas que, de acordo com Sampaio
& Rodal (2002), são características típica da Caatinga (Fig. 5).
Fig. 4: Municípios onde foram realizadas as coletas na área prioritária Serra do
Ramalho (Fonte: Laboratório de Sensoriamento Remoto/UEFS).
33
1
3
5
2
4
6
Fig.5: 1-6. Imagens da Serra do Ramalho: 1-2. Estrada para São Félix do Coribe e vista
do paredão calcário; 3-4. Locais de coleta em Coribe; 5-6. Estrada para o município de
Serra do Ramalho e localidade do Caldeirão verde (Fotos: Edgar Alvim).
34
Dentre as oito ecorregiões propostas por Velloso et al. (2002), a Depressão
Sertaneja Meridional, onde está inserida a Serra do Ramalho, é a segunda mais
ameaçada, tanto no que diz respeito ao impacto da ação antrópica quanto pelo baixo
número de áreas protegidas (ASSOCIAÇÃO PLANTAS DO NORDESTE, 2001).
Atividades econômicas relacionadas à pecuária, agricultura, extração de lenha e
madeira para fins econômicos estão entre as principais causas da devastação das
áreas cobertas pela Caatinga, a despeito do imenso desconhecimento sobre o
bioma (SANTANA & SOUTO, 2006). Resquícios destas atividades foram
freqüentemente observados na Serra do Ramalho, durante as expedições de coleta.
Anteriormente desabitada, a região abrigou um projeto de assentamento rural, na
década de 70, sendo criadas 23 agrovilas no Município de Serra do Ramalho
(ESTRELA, 2006). Sua área é alvo de explorações espeleológicas, não
apresentando ainda levantamentos florísticos nem micológicos.
35
1.4. MATERIAL E MÉTODOS
Foram realizadas duas coletas em quatro pontos distintos da região de Serra
do Ramalho, em novembro de 2007 e fevereiro de 2008. A primeira no início da
estação chuvosa (novembro) e a segunda ao final (início fevereiro). As coletas foram
realizadas nos municípios de Coribe (13°62,1’75”S; 44°37,3’92”W e 13°35’37”S;
44°18’30”W), São Félix do Coribe (13°23’10,5”S; 44° 04’55,3”W) e Serra do Ramalho
(13°32’65”S; 43°47’30,6”W). Em cada ponto foram dem arcadas cinco parcelas
(adaptado de MARQUES, 2007), onde foram coletados os materiais vegetais
folícolas (flores, folhas e pecíolos) e lignícolas (cascas, frutos e galhos) em
decomposição. O material coletado foi acondicionado em sacos de papel Kraft,
levados ao laboratório, onde foi confeccionada uma amostra composta a partir das
cinco parcelas de cada ponto. As amostras compostas foram submetidas à técnica
de lavagem em água corrente (CASTAÑEDA-RUIZ, 2005) que consistiu em
depositá-las em escorredor plástico (tipo doméstico), acondicionado em uma
bandeja com água até submergir a serapilheira. O fluxo da água sobre a bandeja foi
mantido pelo período de uma hora (Fig. 6.1). Posteriormente, o substrato foi
colocado para secar sobre papel toalha em cima de uma bancada por 20 minutos
(Fig. 6.2). Após a secagem, o material foi acondicionado em câmaras-úmidas
confeccionadas em caixas plásticas, completamente forradas com papel toalha e
umedecido, onde os fragmentos vegetais foram sobrepostos aleatoriamente, de
modo a simular a deposição no ambiente natural (Fig. 6.3). Foram utilizadas oito
câmaras-úmidas, sendo duas para cada ponto, tendo sido subdivididos em
substratos lignícolas e foliares. A umidade das câmaras foi mantida com o
borrifamento de água, periodicamente, e a aeração pela abertura das câmaras por
um período de 15 minutos diários. Durante 45 dias foi observado o crescimento e
produção de estruturas de reprodução dos fungos conidiais.
Fig. 6: Técnica de lavagem (1), secagem (2) e câmara-úmida (3).
36
As estruturas de reprodução foram coletadas sob estereomicroscópio,
utilizando agulhas (tipo insulina), e montadas em lâminas semi-permanentes com
meio composto por Resina PVL (álcool polivinílico + ácido lático + fenol) (TRAPPE &
SCHENCK, 1982). O estudo morfológico dos fungos conidiais foi realizado através
de microscopia óptica (Axioscop 40, Carls Zeiss), sendo registradas as
características e medidas referentes às estruturas de importância taxonômica. A
identificação foi realizada com o auxílio de bibliografia especializada, comparando os
especimens obtidos com àqueles descritos na literatura.
Paralelamente a coleta dos fungos e montagem em lâminas semipermanentes, conídios dos espécimes encontrados foram transferidos para meios
de cultura, para obtenção de cultura pura. Após o crescimento e esporulação dos
fungos em cultura pura, estes foram transferidos para tubos de ensaio e preservados
em óleo mineral (MENEZES & SAYONARA 2004). Os espécimes em que se obteve
sucesso no cultivo foram encaminhados à Coleção de Cultura de Microrganismos da
Bahia (CCMB), na Universidade Estadual de Feira de Santana (UEFS). As amostras
do substrato contendo os espécimes foram acondicionadas em envelopes de papel
vegetal, identificados e secos. Todos os espécimes montados em lâminas semipermanentes e material seco, foram depositados no Herbário da UEFS.
A presente dissertação está formatada em capítulos, na forma de artigos, que
são apresentados a seguir: Capítulo I - Fungos conidiais da Caatinga. Novos
registros para o Continente Americano e América do Sul; Cap. II Rhexolobulomyces
gen. nov., a new conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil; Cap. III New species of Arachnophora, Diplococcium and Hermatomyces from semi-arid
Caatinga biome of Brazil; Cap. IV - Fungos conidiais da Caatinga. Uma nova espécie
e novos registros de Endophragmiella para o Brasil; Cap. V - Vanakripa inexspectata
anam. sp. nov., a new conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil;
Cap. VI - Fungos conidiais da Caatinga. Spegazzinia flabellata anam. sp. nov. e o
primeiro registro de Dictyoarthrinium para o Brasil. As novas referências são
descritas, acompanhadas da distribuição geográfica mundial, materiais examinados,
comentários taxonômicos e ilustrações. Os demais táxons encontrados e já referidos
para o Brasil são apresentados no Capítulo I, em outras espécies identificadas na
região da Serra do Ramalho, estando sumarizados juntamente com as demais
espécies encontradas no Anexo I. Os espécimes depositados na CCMB estão
listados no Anexo II.
A apresentação de cada capítulo seguiu as normas dos
respectivos periódicos aos quais serão submetidos (Anexo III).
37
5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALEXOPOULOS, C.J, MIMS, C.W., BLACKWELL, M. 1996. Introductory Mycology.
John Wiley & Sons. New York.
ANDRADE, L. A.; PEREIRA, I. M.; LEITE, U. T. & BARBOSA, M. R. V. 2005. Análise
da cobertura de duas fitofisionomias de Caatinga com diferentes históricos de uso no
município de São João do Cariri, Estado da Paraíba. Cerne, Lavras 11(3): 253-262.
ASSOCIAÇÃO PLANTAS DO NORDESTE (APNE). 2001. Ecorregiões propostas
para o bioma Caatinga: resultados do seminário de planejamento ecorregional da
Caatinga. Disponível em http://www.plantasdonordeste.org, acesso em março de
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CAPÍTULO I
Fungos conidiais da Caatinga. Novos registros para o Continente Americano e
América do Sul
Artigo a ser submetido para publicação na Acta Botanica Brasílica
RESUMO: Expedições realizadas em novembro/2007 e fevereiro/2008, na Serra do
Ramalho, Bahia, amostras de serapilheira foram coletadas para a verificação da
presença de fungos conidiais. Foram encontradas 47 espécies, destas duas
constituem novos registros para o Continente Americano, Dendryphiosphaera
taiensis e Helicosporium nizamabadense, e cinco para a América do Sul, Luzfridiella
insignus,
Memnoniella
levispora,
Periconia
jabalpurensis,
Pseudopetrakia
kambakkamensis e Sadasivania girisa, São apresentadas descrições, comentários
taxonômicos, ilustrações e distribuição geográfica mundial para as novas
ocorrências e uma listagem das demais espécies encontradas.
Palavras-chave: Bahia, diversidade, fungos anamorfos, Serra do Ramalho.
48
Fungos conidiais da Caatinga. Novos registros para o Continente Americano e América
do Sul.
Sheila Miranda Leão-Ferreira ¹,²
Luís Fernando Pascholati Gusmão¹
¹ Universidade Estadual de Feira de Santana, Departamento de Ciências Biológicas,
Laboratório de Micologia, Km 03, Av. Transnordestina s/n, bairro Novo Horizonte, CEP
44.036- 900, Feira de Santana, Bahia, Brasil. ([email protected])
² Bolsista CAPES
49
RESUMO: (Fungos conidiais da Caatinga. Novos registros para o Continente Americano e
América do Sul). Expedições realizadas em novembro/2007 e fevereiro/2008, na Serra do
Ramalho, Bahia, amostras de serapilheira foram coletadas para a verificação da presença de
fungos conidiais. Foram encontradas 47 espécies; destas duas constituem novos registros para
o Continente Americano, Dendryphiosphaera taiensis Lunghini & Rambelli e Helicosporium
nizamabadense P. Rag. Rao & D. Rao, e cinco para a América do Sul, Luzfridiella insignus
R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Memnoniella levispora Subram., Periconia jabalpurensis
D.P. Tiwari & P.D. Agrawal, Pseudopetrakia kambakkamensis (Subram.) M.B. Ellis e
Sadasivania girisa Subram. São apresentadas descrições, comentários taxonômicos,
ilustrações e distribuição geográfica mundial para as novas ocorrências.
Palavras-chave: Bahia, diversidade, fungos anamorfos, Serra do Ramalho.
ABSTRACT: (Conidial fungi from Caatinga. New records for American Continent and
South America). Expeditions realized on November/2007 and February/2008, in “Serra do
Ramalho”, State of Bahia, leaf litter samples were collected for the study of conidial fungi
associates to its decomposition 47 species were founded and for these. Two are new records
from American Continent, Dendryphiosphaera taiensis Lunghini & Rambelli and
Helicosporium nizamabadense P. Rag. Rao & D. Rao, and five for South America,
Luzfridiella insignus R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Memnoniella levispora Subram.,
Periconia jabalpurensis D.P. Tiwari & P.D. Agrawal, Pseudopetrakia kambakkamensis
(Subram.) M.B. Ellis and Sadasivania girisa Subram. Descriptions, taxonomical comments,
illustrations and geographic distribution are presented to new records.
Keywords: anamorphic fungi, diversity, “Serra do Ramalho”, State of Bahia.
50
Introdução
O semi-árido brasileiro está localizado quase exclusivamente no Nordeste do país, e
apresenta uma área aproximada de 970 mil Km² (Ministério da Integração Nacional 2005),
onde a Caatinga constitui a vegetação mais característica (Costa et al. 2002). À exemplo das
demais regiões do Brasil, o semi-árido possui um conhecimento limitado em relação aos
fungos conidiais. Até o presente foram registrados 407 táxons (excluído os sinônimos)
pertencentes a 176 gêneros de fungos conidiais, (Gusmão et al. 2006). Mesmo estando entre
os países megadiversos do mundo, o conhecimento da micodiversidade do Brasil, ainda é
considerado tímido, assim como o de outros de países da América do Sul somando,
aproximadamente, 3000 registros de fungos conidiais (Farr et al. 2008).
Considerada uma das 57 áreas prioritárias para conservação no quesito vegetação, a
Serra do Ramalho, Bahia, está inserida na Depressão Sertaneja Meridional (Velloso et al.
2002) e foi estabelecida pelo Programa de Pesquisa em Biodiversidade do semi-árido
(PPBio/MCT), como uma das áreas para estudo da biodiversidade. Apresenta características
físicas típicas do Sertão nordestino constituído, segundo Barbosa et al. (2006), por uma
extensa área com solos rasos e pedregosos, com muitos rios temporários e baixo índice
pluviométrico.
O presente trabalho teve como objetivos o estudo taxonômico e o conhecimento dos
fungos conidiais associados à serapilheira na região da Serra do Ramalho, ampliando assim o
conhecimento e a distribuição geográfica dos fungos encontrados em parte da região semiárida.
Materiais e métodos
Foram realizadas duas expedições para coleta de serapilheira na Caatinga da Serra do
Ramalho em novembro/2007 e fevereiro/2008, nos municípios de Coribe (13°62,1’75”S;
44°37,3’92”W e 13°35’37”S; 44°18’30”W), São Félix do Coribe (13°23’10,5”S;
44°04’55,3”W) e Serra do Ramalho (13°32’65”S; 43°47’30,6”W). Folhas, galhos, cascas,
entre outros, constituintes da serapilheira foram coletados e colocados em sacos de papel (tipo
Kraft), levados ao laboratório e submetidos à técnica de lavagem em água corrente
(Castañeda-Ruiz 2005). Após a lavagem, o material foi acondicionado em câmaras úmidas
por 45 dias, período de crescimento e coleta de estruturas de reprodução. Os espécimes foram
coletados sob estereomicroscópio, utilizando agulhas (tipo insulina) e montados em lâminas
com meio semi-permanente (Resina PVL - álcool polivinílico + ácido lático + fenol) (Trappe
& Schenck 1982). Estruturas de importância taxonômica foram mensuradas (20 vezes cada) e
comparadas com literatura pertinente. O material seco (substrato + fungo) e lâminas semi51
permanentes foram depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana
(HUEFS).
Resultados e discussão
Foram verificadas 47 espécies de fungos conidiais na serapilheira na região semi-árida
da Serra do Ramalho. Destas, sete constituem novos registros, sendo dois para o Continente
Americano e cinco para a América do Sul. Todos são descritos e ilustrados, acompanhados de
um breve comentário e distribuição geográfica mundial. As demais espécies já registradas
para o Brasil são apresentadas acompanhadas do material examinado.
Dendryphiosphaera taiensis Lunghini & Rambelli, G. bot. ital.. 112(3): 186. 1978.
Fig. 1-2
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, simples, retos à flexuosos, septados,
lisos, castanhos 139,5–262,5 × 4,5–6 µm; células conidiogênicas poliblásticas, evidentes,
percorrentes, verticiladas, globosas, lisas, castanho-claras 3,5–4,5 µm diâm.; conídios
solitários, 2-septados, cilíndricos, simples, secos, lisos, castanho-claros, 10,5–15 × 4–6 µm.
Secessão esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Coribe, 05/III/2008, sobre galho em
decomposição de dicotiledônea não identificada, S. M. Leão-Ferreira (HUEFS-136879).
Distribuição geográfica: Costa do Marfim (Lunghini & Rambelli 1978).
O gênero Dendryphiosphaera foi proposto por Lunghini & Rambelli (1978) e,
atualmente, é composto por quatro espécies: D. minuta Vasant Rao & de Hoog (Rao & de
Hoog 1986), D. parvula Nawawi & Kuthubutheen (Nawawi & Kuthubutheen 1988), D.
taiensis Lunghini & Rambelli (Lunghini & Rambelli 1978) e D. uniseptata Castañeda Ruiz
& Guarro (Castañeda et al. 1998). Dendryphiosphaera minuta e D. parva diferem de D.
taiensis pela presença de conídios obovóides, com 2 septos não eqüidistantes. Enquanto D.
uniseptata apresenta conídios clavados à cuneados, 1-septados. Dendryphiosphaera taiensis é
facilmente distinguida dentre as demais espécies por produzir conídios com as maiores
dimensões no gênero. Este constitui o segundo registro da espécie para o mundo e o primeiro
para o Continente Americano.
Helicosporium nizamabadense P.Rag. Rao & D. Rao, Mycopathol. Mycol. Appl. 24: 32.
1964.
Fig. 3-5
52
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, ramificados, retos à flexuosos,
septados, lisos, castanho-claros, 63–154 × 2–3,5 µm; Células conidiogênicas poliblásticas,
intercalares, integradas, determinadas, cilíndricas, lisas, castanho-claras, denticuladas, 1,5–17
× 1,5–3 µm; Conídios solitários, septados, helicóides, simples, secos, lisos, hialinos, não coplanado, 15–24 µm diâm., filamentos 1–3 µm de larg., enrolados 3–4,5 vezes. Secessão
esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Serra do Ramalho, 07/I/2008, sobre folha em
Distribuição geográfica: Índia (Rao & Rao 1964).
Helicosporium Nees (1817) é constituído por 21 espécies (Zhao et al. 2007), sendo H.
nizamabadense descrita pela primeira vez associada à decomposição de Bambusa sp. na Índia
(Rao & Rao 1964). O material coletado apresenta colônias brancas e conídios produzidos a
partir de dentículos nas células conidiogênicas, como observado em H. dentophorum G.Z.
Zhao et al., H. sympodiophorum G.Z. Zhao et al. e H. talbotii Goos (Goos 1989; Zhao et al.
2007). Helicosporium dentophorum difere de H. nizamabadense pela presença de
conidióforos pequenos e conídios maiores. Enquanto H. sympodiophorum apresenta
conidióforos, conídios e filamentos maiores e H. talbotii apresenta filamentos menores.
Dentre as espécies do gênero, H. gracille também produz conidióforos castanho-claros à
subhialinos com dentículos subhialinos, sendo facilmente diferenciado da H. nizamabadense
por apresentar conídios e dentículos menores (Zhao et al. 2007). O material examinado
apresenta conidióforos, conídios e dentículos levemente maiores que a descrição do tipo (Rao
& Rao 1964). Este constitui o primeiro registro da espécie para o Continente Americano.
Luzfridiella insignus R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Univ. Waterloo Biol. Ser. 35: 69. 1991.
Fig.: 6-9
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, fasciculados, simples ou ramificados,
retos, septados, lisos, ápice verrucoso, castanho-amarelados 55,5–139,5 × 3–6 µm; células
conidiogênicas politréticas, intercalares, integradas, determinadas, cilíndricas, lisas, castanhoamareladas, 9–11,5 × 3–6 µm; conídios solitários, 1-septados, elipsóides à ovóides, simples,
secos, verrucosos, mamilado, castanho-escuros 10–12,5 × 6,5–7,5 µm. Secessão esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Coribe, 06/III/2008, sobre fruto em
decomposição de dicotiledônea não identificada, S. M. Leão-Ferreira (HUEFS-136882);
Coribe, 26/III/2008, sobre fruto em decomposição de dicotiledônea não identificada, S. M.
Leão-Ferreira (HUEFS-136883).
Distribuição geográfica: Cuba (Castañeda Ruiz & Kendrick 1991).
53
Luzfridiella R.F. Castañeda & W.B. Kendr. é um gênero monotípico, encontrado
associado à decomposição de folhas de Stigmaphyllon sp., em Cuba, tendo sido estabelecido
como espécie tipo L. insignus. Luzfridiella difere de outros gêneros politréticos como
Acroconidiellina Ellis (Ellis 1971b), Diplococcium Grove (1885) e Luxuriomyces R.F.
Castañeda (Castañeda 1988), por apresentar conidióforos fasciculados verrucosos ou
tuberculados e conídios com uma projeção basal estreita (mamilo). O material examinado
apresenta as características típicas da espécie, segundo a descrição de Castañeda Ruiz &
Kendrick (1991), entretanto, apresenta conidióforos e conídios ligeiramente menores. Este
constitui o primeiro registro da espécie para a América do Sul e o segundo para o mundo.
Memnoniella levispora Subram., J. Indian bot. Soc. 33: 40. 1954.
Fig.: 10-11
verrucosos, oliváceos à castanhos no ápice, hialinos na base, 36–80 × 3–4 µm; células
conidiogênicas monofialídicas, terminais, evidentes, determinadas, claviformes, lisas,
subhialinas à oliváceas, 6–9 × 2–4 µm; conídios 0-septados, subesféricos, simples, secos,
catenados, lisos, castanho-escuros, 2,5–6 µm. Secessão esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia: São Félix do Coribe, 12/XII/2007, sobre
pecíolo em decomposição de dicotiledônea não identificada, S. M. Leão-Ferreira (HUEFS136884); Coribe, 28/XII/2007, sobre folha em decomposição de dicotiledônea não
identificada, S. M. Leão-Ferreira (HUEFS-136885).
Distribuição geográfica: Cuba (Mena-Portales & Mercado-Sierra 1987; MercadoSierra 1981; Mercado-Sierra et al. 1997b), Índia e Paquistão (Ellis 1971a).
Memnoniella Höhn. (Höhnel 1924) tem uma larga distribuição mundial (Jong & Davis
1976), contudo M. levispora não é uma espécie freqüente, apesar de ter sido encontrada várias
vezes em Cuba, associadas à diversos substratos (Mercado-Sierra et al. 1997b). A principal
característica de M. levispora são os conídios com paredes lisas, característica marcante
utilizada para distingui-la das demais espécies (Ellis 1971a; Mercado-Sierra et al. 1997b). O
espécime estudado apresenta conidióforos maiores e conídios ligeiramente menores que os
apresentados por Ellis (1971a) e Mercado-Sierra et al. (1997b), respectivamente. A espécie
está sendo referida pela primeira vez para a América do Sul.
Periconia jabalpurensis D.P. Tiwari & P.D. Agrawal, Curr. Sci. 41(12): 463. 1972.
Fig.: 12-14
54
levemente verrucosos, castanho-escuros, 462,5–985 × 17,5–32,5 µm, ápice 10–17,5 µm;
células conidiogênicas poliblásticas, terminais, globosas, determinadas, lisas, castanhas;
conídios solitários, 0-septados, esféricos, simples, secos, verrucosos, castanhos, 8–13,5 µm
diâm. Secessão esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia, Coribe, 22/I/2008, sobre fruto em
Distribuição geográfica: Cuba (Mercado-Sierra et al. 1997a), Índia (Ellis 1976), Kenia
(Caretta et al. 1999) e Tailândia (Farr et al. 2008).
Periconia jabalpurensis foi descrita pela primeira vez para o Ocidente associada à
ramos em decomposição de Bambusa vulgaris Schrad. ex J.C. Wendl. O material examinado
por Mercado-Sierra et al. (1997a) apresentava colônias difusas no substrato natural. Periconia
jabalpurensis apresenta similaridades com P. byssoides Pers. e P. cookei E.W. Mason & M.B.
Ellis, todas possuem conidióforos longos não ramificados e apicalmente fértil, entretanto
ambas apresentam conídios maiores que os conídios produzidos por P. jabalpurensis. O
material examinado possui conidióforos mais estreitos no ápice e conídios menores que os
apresentados por Ellis (1976) e Mercado-Sierra et al. (1997a), respectivamente. Este constitui
o primeiro registro da espécie para a América do Sul.
Pseudopetrakia kambakkamensis (Subram.) M. B. Ellis, Mycol. Pap. 125: 4. 1971.
Fig.: 15-16
≡ Petrakia kambakkamensis Subram., Sydowia Beih.(Petrak-Festschrift): 14. 1957.
Conidióforos semi-macronemáticos, mononemáticos, simples, retos, septados, lisos,
castanho-claros, 7,5–18 × 3–4,5µm; células conidiogênicas monoblásticas, terminais,
integradas, determinadas, lisas, castanho-claras; conídios solitários, muriformes, elipsóides à
subglobosos, simples, secos, lisos, castanhos, 36–52,5 × 10,5–30 µm, espinhos apicais em
número de 0–8 (1–2), castanho-escuros, 7,5–27 × 3–6 µm. Secessão esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia: São Félix do Coribe, 15/XII/2007, sobre casca
em decomposição de dicotiledônea não identificada, S. M. Leão-Ferreira (HUEFS 136887).
Distribuição geográfica: Cuba (Holubová-Jechová & Mercado-Sierra 1984; 1989;
Delgado-Rodríguez & Mena-Portales 2004); Índia (Ellis 1971b) e México (Heredia et al.
2000).
Inicialmente descrita no gênero Petrakia Syd. & P. Syd. (Sydow & Sydow 1913) a
espécie foi transferida para o novo gênero por não apresentar conidióforos em esporodóquios
55
e conídios rexolíticos (Ellis 1971a). Pseudopetrakia kambakkamensis é uma espécie lignícola,
coletada pela primeira vez associada à decomposição de madeira em Kambakkam, Índia
(Heredia et al. 2000). Sutton & Alcorn (1984) descreveram uma segunda espécie, P. magna
B. C. Sutton & Alcorn que apresenta conídios mais largos, pigmentados e lisos. A ocorrência
de células conidiogênicas com proliferações percorrentes em P. kambakkamensis foi
observada por Holubová-Jechová & Mercado-Sierra (1989) e Delgado-Rodríguez & MenaPortales (2004), entretanto, no material examinado esta característica não foi observada, assim
como no material estudado por Ellis (1971b) e Heredia et al. (2000). O espécime coletado no
Brasil apresenta conídios mais largos, conidióforos e espinhos mais estreitos em relação ao
material examinado por Ellis (1971b). Este constitui o primeiro registro da espécie para a
América do Sul.
Sadasivania girisa Subram., J. Indian Bot. Soc. 36: 66. 1957.
Fig.: 17-18
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, simples, retos à flexuosos, 0-septados,
lisos, castanho-escuros; células conidiogênicas monoblásticas ou poliblásticas, terminais,
determinadas, subesféricas à esféricas, paredes espessas e lisas na base, castanho à castanhoescuras, paredes delgadas e verrucosas no ápice, castanho-claras 6–7 µm diâm., em cadeias
acrópetas, 21–45 µm compr.; conídios solitários, 0-septados, esféricos, simples, secos,
echinulados, castanho-escuros, 8–9,5 µm diâm. Secessão esquizolítica.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Coribe, 15/I/2008, sobre folha em
Distribuição geográfica: Índia (Ellis 1971a), México (Heredia Abarca et al. 2004).
Sadasivania foi proposta por Subramanian com S. girisa como espécie-tipo
(Subramanian 1957). O gênero é muito similar a Periconia Tode (Rao & Rao 1964). No
entanto, Sadasivania difere de Periconia por formar células conidiogênicas catenadas, com
paredes dimórficas e conídios simples (Sundberg & Wicklow 1973). Atualmente o gênero é
composto por três espécies, S. girisa, S. aristidae Rao & Rao e S. bhustha Rao & Rao.
Sadasivania girisa difere de S. aristidae por apresentar células conidiogênicas e conídios
menores, enquanto S. bhustha possui células conidiogênicas obpiriformes e conídios maiores
(Rao & Rao 1964). O material coletado no Brasil não apresentou número suficiente de
conidióforos para aferição das medidas, entretanto sua descrição é compatível com a de Ellis
(1971a) em relação ao diâmetro dos conídios, diferindo apenas pela produção de cadeias de
células conidiogênicas mais longas. Este constitui o primeiro registro para a América do Sul.
56
Outras espécies identificadas na região da Serra do Ramalho:
Alternaria alternata (Fr.) Keissl., Beih. bot. Zbl., Abt. 1 29(2): 434. 1912.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de São Félix do Coribe, sobre folha em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 11/XII/2007 (HUEFS-136896).
Beltrania rhombica Penz., Michelia 2 (no. 8): 474. 1882.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe, sobre folha em decomposição,
S. M. Leão-Ferreira, 13 XII 2007 (HUEFS-136897). Idem: Município de Serra do Ramalho,
sobre fruto em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 18/XII/2007 (HUEFS-136898). Idem:
sobre pecíolo em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 21/XII/2007 (HUEFS-136899). Idem:
sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 25/XII/2007 (HUEFS 136900).
Beltraniella portoricensis (F. Stevens) Piroz. & S.D. Patil, Can. J. Bot. 48(3): 575. 1970.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe, sobre casca em decomposição,
S. M. Leão-Ferreira, 19/II/2008 (HUEFS-136901).
Curvularia intermedia Boedijn, Bull. Jard. Bot. Buitenz, 3 Sér. 13(1): 126. 1933.
S. M. Leão-Ferreira, 11/XII/2007 (HUEFS-136904).
Curvularia lunata (Wakker) Boedijn, Bull. Jard. Bot. Buitenz, 3 Sér. 13(1): 127. 1933.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre casca em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 19/XII/2007 (HUEFS-136902). Idem: Município de São
Félix do Coribe, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 03/I/2008 (HUEFS136903).
Dactylaria botulispora R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Univ. Waterloo Biol. Ser. 32: 13.
1990.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre folha em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 22/XII/2007 (HUEFS 136905).
Dendryphiopsis atra (Corda) S. Hughes, Can. J. Bot. 31: 655 (1953)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre casca em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 20/XII/2007 (HUEFS-136906). Idem: Município de
Coribe, sobre galho em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/III/2008 (HUEFS-136907).
57
Dictyochaeta britanica (M.B. Ellis) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde, Fungal Diversity 4:
137. 2000.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe, sobre fruto em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 19/II/2008 (HUEFS-136909).
Diplocladiella scalaroides G. Arnaud ex M.B. Ellis More Dematiaceous Hyphomycetes
(Kew): 229. 1976.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre galho em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 11/I/2008 (HUEFS-136911).
Fusariella concinna (Syd.) Hughes, Mycol. Pap. 28: 8. 1949.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre pecíolo em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 05/I/2008 (HUEFS-136914). Idem: sobre galho em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 08/I/2008, (HUEFS-136912). Idem: Município de
Coribe, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 18/II/2008 (HUEFS-136913).
Gonytrichum chlamidosporium G.L. Barron & G.C. Bhatt, Mycopath. Mycol. appl. 32: 126.
1967.
S. M. Leão-Ferreira, 28/XII/2007 (HUEFS-136918). Idem: sobre galho em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 28/XII/2007, (HUEFS-136919). Idem: sobre folha em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 03/III/2008, (HUEFS-136915). Idem: sobre casca em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 03/III/2008, (HUEFS-136916). Idem: sobre fruto em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 14/III/2008, (HUEFS-136917).
Gonytrichum macrocladum (Sacc.) S. Hughes, Trans. Br. mycol. Soc. 34: 565. 1951.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre fruto em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 05/I/2008 (HUEFS 137820).
Gyrothrix circinata (Berk. & M.A. Curtis) S. Hughes, Can. J. Bot. 36: 771. 1958.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 15/XII/2007 (HUEFS-137821); Idem: sobre casca em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/XII/2007 (HUEFS-137822); Idem: sobre galho em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/XII/2007 (HUEFS-137823); Idem: Município de São
Félix do Coribe, sobre casca em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 03/III/2008 (HUEFS58
137824); Idem: Município de Coribe, sobre pecíolo em decomposição S. M. Leão-Ferreira,
07/II/2008 (HUEFS-137825); Idem: sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira,
15/II/2008 (HUEFS-137826).
Gyrothrix hughesii Piroz. Mycol. Pap. 84: 22. 1962.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de são Félix do Coribe, sobre galho em
decomposição S. M. Leão-Ferreira, 20/XII/2007 (HUEFS-137827); Idem: Município de
Coribe, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/II/2008 (HUEFS-137828).
Idem: Município de Coribe, sobre galho em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 07/III/2008
(HUEFS-137829).
Gyrothrix microsperma (Höhn.) Piroz., Mycol. Pap. 84: 14. 1962.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de São Félix do Coribe, sobre fruto em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 15/XII/2007 (HUEFS-137830); Idem: sobre galho em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 20/XII/2007 (HUEFS-137832); Idem: Município de
Serra do Ramalho, sobre fruto em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/XII/2007 (HUEFS
137829); Idem: sobre galho em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 20/XII/2007 (HUEFS137831).
Helicosporium aureum (Corda) Linder, Ann. Mo. bot. Gdn 16: 279. 1929.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe, sobre galho em decomposição,
S. M. Leão-Ferreira, 08/XII/2007 (HUEFS-137834); Idem: sobre fruto em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 17/II/2008 (HUEFS-137835); Idem: sobre fruto em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 07/XII/2008 (HUEFS-137842); Idem: sobre fruto em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 17/II/2008 (HUEFS-137839); Idem: Município de Serra do Ramalho, sobre
fruto em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 11/I/2008 (HUEFS-137836); Idem: sobre galho
em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 06/III/2008 (HUEFS-137837); Idem: sobre fruto em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/II/2008 (HUEFS-137839); Idem: sobre fruto em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 19/II/2008 (HUEFS-137840).
Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3 (XXVI): 51. 1874.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe, sobre fruto em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 05/III/2008 (HUEFS-137843).
59
Hyphodiscosia jaipurensis Lodha & K.R.C. Reddy, Trans. Br. mycol. Soc. 62 (2): 421. 1974.
S. M. Leão-Ferreira, 12/II/2007 (HUEFS-137844); Idem: sobre galho em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 19/II/2007 (HUEFS-137845).
Junewangia globulosa (Tóth) W.A. Baker & Morgan-Jones, Mycotaxon 81: 308. 2002.
S. M. Leão-Ferreira, 15/II/2008 (HUEFS-13783948); Idem: sobre casca em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 19/II/2008 (HUEFS-137849); Idem: sobre casca em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 10/III/2008 (HUEFS-137846); Idem: sobre galho em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 10/III/2008 (HUEFS-137847).
Lobatopedis longistriatum A.C. Cruz, Gusmão, S.M. Leão-Ferreira & R.F. Castañeda.
Mycotaxon 102: 37. 2007.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 18/XII/2007 (HUEFS-137850); Idem: sobre folha em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 21/XII/2007 (HUEFS 137851).
Memnoniella echinata (Rivolta) Galloway, Trans. Br. mycol. Soc. 18(2): 165. 1933.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Serra do Ramalho, sobre pecíolo em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 25/XII/2007 (HUEFS-137852); Idem: sobre folha em
Menisporopsis theobromae S. Hughes, Mycol. Pap. 48: 59. 1952.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 03/I/2008 (HUEFS-137854); Idem: sobre fruto em
Mycoenterolobium platysporum Goos, Mycologia 62(1): 172. 1970.
S. M. Leão-Ferreira, 07/III/2008 (HUEFS-137856); Idem: sobre casca em decomposição, S.
60
Myrothecium indicum Pavgi, R.A. Singh & Dular, Mycopatol. 30(3-4): 258. 1966.
Myrothecium leucotrichum (Peck) M.C. Tulloch, Mycol. Pap. 130: 12. 1972.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 11/XII/2007 (HUEFS-137859); Idem: sobre pecíolo em
Serra do Ramalho, sobre pecíolo em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 15/XII/2007,
(HUEFS-137861).
Periconia hispidula (Pers.) E.W. Mason & M.B. Ellis, Mycol. Pap. 56: 112. 1953.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 18/XII/2007 (HUEFS-137862). Idem: sobre folha em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 19/XII/2007 (HUEFS-137863). Idem: Município de
Coribe, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 19/XII/2007 (HUEFS-137864).
Periconia tirupatiensis Subram., J. Indian bot. Soc. 34: 356. 1955.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe, sobre fruto em decomposição de
dicotiledônea não identificada, S. M. Leão-Ferreira, 15/II/2008 (HUEFS-136895).
Pithomyces chartarum (Berk. & M.A. Curtis) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 76: 13. 1960.
Material examinado: BRASIL. Bahia: Município de Coribe sobre pecíolo em decomposição,
S. M. Leão-Ferreira, 07/XII/2007 (HUEFS-137865); Idem: sobre folha em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 15/XII/2007 (HUEFS-137868); Idem: sobre casca em decomposição, S. M.
Leão-Ferreira, 29/XII/2007 (HUEFS-137867); Idem: Município de São Félix do Coribe,
sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 11/XII/2007 (HUEFS-137866); Idem:
sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 12/XII/2007 (HUEFS-137869); Idem:
Município de Serra do Ramalho, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira,
15/XII/2007 (HUEFS-137870); Idem: sobre galho em decomposição, S. M. Leão-Ferreira,
19/XII/2007 (HUEFS-137871).
Pithomyces maydicus (Sacc.) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 76: 15. 1960.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 11/XII/2007 (HUEFS 137874); Idem: Município de
61
Serra do Ramalho, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 04/III/2008 (HUEFS137873).
Pseudobotrytis terrestris (Timonin) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B. Biol. Sci.
43: 277. 1956.
S. M. Leão-Ferreira, 13/II/2008 (HUEFS-137875); Idem: sobre galho em decomposição, S.
Sarcopodium circinatum Ehrenb., Sylv. mycol. berol. (Berlin): 23. 1818.
S. M. Leão-Ferreira, 07/III/2008 (HUEFS-137877); Idem: sobre folha em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 15/IV/2008 (HUEFS-137878).
Scolecobasidium tshawytschae (Doty & D.W. Slater) McGinnis & Ajello, Trans. Br. mycol.
Soc. 63(1): 202. 1974.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 03/I/2008 (HUEFS-137879); Idem: Município de Serra
do Ramalho, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 14/I/2008 (HUEFS-137880).
Spegazzinia tessarthra (Berk. & M.A. Curtis) Sacc., Syll. fung. (Abellini) 4: 758. 1886.
Serra do Ramalho, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 21/XII/2007 (HUEFS137883); Idem: Município de Coribe, sobre fruto em decomposição, S. M. Leão-Ferreira,
17/II/2008 (HUEFS-137884); Idem: sobre fruto em decomposição, S. M. Leão-Ferreira,
17/II/2008 (HUEFS-137886).
Stachybotrys chartarum (Ehrenb.) S. Hughes, Can. J. Bot. 36: 812. 1958.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 21/XII/2007 (HUEFS-137887); Idem: sobre pecíolo em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 04/I/2008 (HUEFS-137889). Idem: Município de
Coribe, sobre galho em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 06/III/2008 (HUEFS-137888).
62
Stachybotrys globosa P.C. Misra & S.K. Srivast., Trans. Br. mycol. Soc. 78(3): 556. 1982.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 09/I/2008 (HUEFS-137892).
Stachybotrys nephrospora Hansf. Proc. Linn. Soc. London 155: 45. 1943.
Serra do Ramalho, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 21/XII/2007 (HUEFS137894).
Thozetella cristata Piroz. & Hodges, Can. J. Bot. 51(1): 168. 1973.
S. M. Leão-Ferreira, 17/II/2008 (HUEFS-137895); Idem: sobre fruto em decomposição, S.
M. Leão-Ferreira, 11/III/2008, (HUEFS-137896).
Torula herbarum (Pers.) Link, Magazin Ges. naturf. Freunde, Berlin 3(1-2): 19. 1809.
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 21/XII/2007 (HUEFS-137897). Idem: sobre fruto em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 07/I/2008 (HUEFS-137898); Idem: sobre folha em
decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 08/I/2008 (HUEFS-137901); Idem: Município de
Coribe, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira 19/II/2008 (HUEFS-137900);
Idem: sobre fruto em decomposição, S. M. Leão-Ferreira 03/III/2008 (HUEFS-137899).
Virgaria nigra (Link) Nees, Nat. Arr. Brit. Pl. (London) 1: 553. 1817.
S. M. Leão-Ferreira, 05/III/2008 (HUEFS-137903); Idem, sobre casca em decomposição, S.
Volutella minima Höhn., Sber. Akad. Wiss. Wien, Math.-naturw. Kl., Abt. 1 118: 1543.
1909.
Coribe, sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 17/II/2008 (HUEFS-137906);
Idem: sobre folha em decomposição, S. M. Leão-Ferreira, 09/III/2008 (HUEFS-137907).
63
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Programa de Pós-Graduação em Botânica da Universidade
Estadual de Feira de Santana (PPGBot/UEFS), e ao Programa de Pesquisa em Biodiversidade
no semi-árido brasileiro, (PPBio/MCT) pelo apoio financeiro nas expedições. A primeira
autora estende os agradecimentos à CAPES pela bolsa concedida.
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66
6
7
8
2
3
1
4
5
9
11
16
17
12
10
13
14
15
18
Figuras 1-18: 1-2. Dendryphiosphaera taiensis Lunghini & Rambelli 1. Aspecto
geral; 2. Células conidiogênicas e conídios. 3-5. Helicosporium nizamabadense
P.Rag. Rao & D. Rao 3. Conídio; 4. Dentículos; 5. Aspecto geral.
6-9. Luzfridiella insignus R.F. Castañeda & W.B. Kendr. 6. Poros; 7-8. Conídios;
9. Aspecto geral. 10-11. Memnoniella levispora Subram. 10. Aspecto geral;
11. Células conidiogênicas. 12-14. Periconia jabalpurensis D.P. Tiwari & P.D.
Agrawal 12. Ápice fértil; 13. Conídio; 14. Aspecto geral. 15-16. Pseudopetrakia
kambakkamensis (Subram.) M.B. Ellis 15. Aspecto geral; 16. Conídio com
espinho maduro; 17-18. Sadasivania girisa Subram.
17. Detalhe das células
conidiogênicas e conídios; 18. Aspecto geral. Barra = 10µm
67
CAPÍTULO II
Rhexolobulomyces gen. nov., a new conidial fungi from the semi-arid Caatinga
biome of Brazil.
Artigo a ser submetido para publicação na Mycologia
Resumo: Rhexolobulomyces pulcher anam. gen. et sp. nov. é descrito e
ilustrado com base em espécime encontrado sobre material vegetal em
decomposição. O novo gênero proposto é comparado com Acrophragmis,
Arachnophora,
caracterizado
Endophragmiella
por
apresentar
e
Uberispora.
conidióforos
Rhexolobulomyces
macronemáticos,
é
células
conidiogênicas holoblásticas, percorrentes, conídios septados, ápice lobulado
e secessão rexolítica.
Palavras- chaves: hifomicetos, serapilheira, Serra do Ramalho, taxonomia.
68
Short title: Rhexolobulomyces gen. nov.
Rhexolobulomyces gen. nov., a new conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of
Brazil.
Sheila Miranda Leão-Ferreira
Luís Fernando Pascholati Gusmão
Universidade Estadual de Feira de Santana, Depto Ciências Biológicas, Avenida
Transnordestina s/n, bairro Novo Horizonte, Feira de Santana – BA, CEP 44.036- 900, Feira
de Santana, Bahia, Brazil.
Abstract: Rhexolobulomyces pulcher anam. gen. et. sp. nov. is described and
illustrated basead on specimen found on plant litter material. The new proposed genus
is compared with Acrophragmis, Arachnophora, Endophragmiella and Uberispora.
Rhexolobulomyces is characterized by macronematous conidiophores, holoblastic,
percurrent conidiogenous cells with rhexolytic conidial secession, and conidia septate
with lobulate apex.
Key words: hyphomycetes, leaf litter, “Serra do Ramalho”, taxonomy.
Introduction
In a current survey of saprotrophic conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome
of Northeast of Brazil some interesting fungi were founded and published in a previous papers
(Barbosa et al, 2007; Cruz et al. 2007a, b; Gusmão et al, 2008; Leão-Ferreira et al, 2008). In
this contribution an undescribed dematiaceous hyphomycetes was found on decaying leaves
of unidentified dicotyledonous.
After a critical examination of the morphological characters and compared with some related
genera as, Acrophragmis Kiffer & Reisinger (1970), Arachnophora Hennebert (1963),
Endophragmiella B. Sutton (1973) and Uberispora Piroz. & Hodges (1973), the results
suggested placement the specimen in a new genus. Rhexolobulomyces is introduced and a new
species, R. pulcher is described to accommodate the unidentified fungus.
69
Material and Methods
The plant litter samples were coleted at “Serra do Ramalho” (13º30’S; 44º15W) locality near
of “São Francisco” river, State of Bahia. This area has a calcarea soil, with typical vegetation
of the semi-arid region of Brazil, named as “caatinga”. Samples of plant litter were placed in
separate paper bags and taken to the laboratory. The litter was then incubated at 25º C in Petri
dishes, within moist chambers, consisting of plastic boxes (170 L capacity) containing 200 ml
of sterile water plus 2 ml of glycerol (Castañeda-Ruiz 2005). The samples were examined at
regular intervals for the presence of conidial fungi. Mounts were prepared in polyvinyl
alcohol-glycerol (8.0 g in 100 ml of water, plus 5 ml of glycerol) and measurements made at a
magnification of ×1000. All specimens were deposited at Herbarium of State University of
Feira de Santana (HUEFS).
TAXONOMY
Rhexolobulomyces S. M. Leão & Gusmão anam. gen. nov.
Ad fungos conidiales, hyphomycetes pertinens. Teleomophosis ignota. Coloniae in
substrato naturali, effusae, pallide brunneae. Mycelium partim superficiale et partim in
substratum immersum. Conidiophora macronematosa, mononematosa, ex cellulis basilaribus
elongatis, oriunda basi lobata radiatim, gregaria, erecta, solitaria, non ramosa, recta vel
flexuosa, septata, laevia, brunneae. Cellulae conidiogenae monoblasticae, in conidiophoris
incorporatae, terminales, percurrentes. Secessio conidiorum rhexolytica. Conidia
acropleurogena, solitaria, versicoloria, septata, obovoidea, sicca, laevia; cellulae distalia atro
brunnea, apicem cum lobuli; cellulae media pallide brunneae; cellulae basilare hyalinae vel
subhyalinae.
Conidial fungi, hyphomycetes. Teleomorph unknown. Colonies on natural substratum
efffuse, palle brown. Mycelium superficial and immersed. Conidiophores macronematous,
mononematous, arising from radially lobed basal cells, erect, solitary, unbranched, straight or
flexuous, septate, smooth, brown. Conidiogenous cells monoblastic, terminals, integrated,
70
percurrent. Secession rhexolytic. Conidia acropleurogenous, solitary, versicolored, septate,
obovoid, dry, smooth, distal cells brown with lobulate apex, median cells pale brown, basal
cells hyaline to subhyaline.
Species typica: Rhexolobulomyces pulcher S. M. Leão & Gusmão
Rhexolobulomyces pulcher S. M. Leão & Gusmão anam. sp. nov.
Figs.
1–9
Conidiophora macronematosa, mononematosa, ex cellulis basilaribus elongatis,
oriunda basi lobata radiatim, gregaria, erecta, solitaria, non ramosa, recta vel leniter flexuosa,
3–7-septata, laevia, brunneae, 69–157.5 × 6–18 µm. Cellulae conidiogenae monoblasticae, in
conidiophoris incorporatae, terminales vel intercalares, percurrentes, cylindricae vel
lageniformis, laevia, dilute brunneae. Secessio conidiorum rhexolica. Conidia
acropleurogena, solitaria, versicoloria, 2–septata, obovoidea, ad apicem lobulata, sicca, laevia;
cellulae distalia atro brunnea, apicem cum 5–9 lobuli; cellulae media pallide brunneae;
cellulae basilare hyalinae vel subhyalinae 10–18.5 × 7–12 µm.
Conidiophora macronematosa, mononematosa, erect, solitary, straight vel slightly
flexuose, 3–7-septate, smooth, brown to pale brown, 69–157.5 × 6–18 µm. Conidiogenous
cells monoblastic, holoblastic, terminal, integrate, percurrent, cylindric to lageniforme,
smooth, pale brown. Secession rhexolytic. Conidia acropleurogenous, solitary, versicolored,
2–septate, obovoid, dry, smooth; distal cells brown with 5–9 lobule at apex, median cells pale
brown, basal cells hyaline to suhyaline, 10–18.5 × 7–12 µm.
Specimens examined: BRAZIL, Bahia: Coribe, on fallen leaves of unidentified
dicotyledonous plant, 18 Feb 2008, leg. S. M. Leão-Ferreira. (HOLOTYPE:
HUEFS136873).
Acrophragmis, Arachnophora and Uberispora resembled Rhexolobulomyces. Some
characteristics have been observed, such as, macronematous, mononematous, septate, smooth,
pale brown to brown conidiophores; monoblastic, integrated, percurrent proliferations
conidiogenous cells; rhexolytic secession of septate, versicolored conidia with hemispherical
71
protuberances, arms or satellite cells, respectivelly (Kiffer & Reisinger 1970, Ellis 1971,
1976, Hughes 1979, Rao & De Hoog 1986). All related genera have conidiogenesis similar to
Endophragmiella, but this genus has conidia smooth or verrucose without protuberances,
lobules, arms or satellite cells (table 1). The new genus is morphologically most related to
Acrophragmis, but the hemispherical protuberances are observed only on the brown middle
cells of conidia (Kiffer & Reisinger 1970). According Hughes (1979) the presence of the
protuberance in this genus, as observed in Rhexolobulomyces, differentiates them of
Endophragmiella. The versicolored conidia of Rhexolobulomyces are too comparable with the
conidia of Arachnophora and Uberispora, however, the conidia of these genera are
considered as staurosporous with arms or with satellite cells, respectively and these genera
produce Selenosporella-like synnanamorphs (Ellis 1971, 1976). For these strong and
conspicuous distinctions the new taxa is proposed.
TABLE I. Synoptic table of related genera with Rhexolobulomyces
Genera
Conidiophores
Conidia
Reference
Acrophragmis
unbranched
acrogenous, median cell with
hemispheric protuberances
Kiffer & Reisinger
(1970)
Arachnophora
unbranched
acrogenous, staurosporous (arms)
Ellis (1971)
Endophragmiella
unbranched/branched
acrogenous, smooth or verrucolose
Hughes (1979)
Rhexolobulomyces
unbranched, arising from
acropleurogenous, with lobule at apex
lobed basal cell
This paper
Uberispora
unbranched/branched,
arising from lobed basal
cell
Ellis (1976)
acrogenous, staurosporous (satellite
cells)
Acknowledgment
The authors thanks PPBIO (Program of Research on Biodiversity in the Brazilian semi-arid)
for financial support and Programa de Pós-Graduação em Botânica, Universidade Estadual de
Feira de Santana (PPGBot/UEFS). The first author extend the gratefully to CAPES.
72
Literature Cited
Barbosa FR, Gusmão LFP, Castaneda Ruiz RF, Marques MFO, Maia LC. 2007. Conidial
fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. New species Deightoniella rugosa &
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Castañeda Ruiz RF. 2005. Metodología en el estudio de los hongos anamorfos. In: Anais do V
Congresso Latino Americano de Micologia, Brasília, Brasil. p.182-183.
Cruz ACR, Gusmão LFP, Castañeda Ruiz RF. 2007a. Conidial fungi from the semi-arid
Caaatinga biome of Brazil. Subramaniomyces pulcher sp. nov. and notes on Sporidesmium
circinophorum. Mycotaxon 102: 25-32.
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biome of Brazil. Diplococcium verruculosum sp. nov. and Lobatopedis longistriatum sp. nov.
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Ellis MB. 1971. Dematiaceous hyphomycetes. Commonwealth Mycological Institute, UK.
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Hughes, SJ. 1979. Relocation of species of Endophragmia auct. with notes on relevant
generic names. New Zealand Journal of Botany 17: 139-188.
Kiffer, E & Reisinger, O. 1970. Contribution à l’étude de la microflore fongique du Congo. I.
Champignons observes sur débris végétaux et sur pièges de cellulose. Rev. Ecol. Biol. Sol. 7
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73
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from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Brachysporiellina fecunda sp. nov. and some
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Pirozynski, KA & Hodges, CS. 1973. New hyphomycetes from South Carolina. Canadian
Journal Botanic 51: 157-173.
Rao, V & De Hoog, GS. 1986. New or critical hyphomycetes from Índia. Studies in
Mycology 28: 1-84.
Sutton, BC. 1973. Hyphomycetes from Manitoba and Saskatchenwan, Canada. Mycological
Papers 132:1-143.
74
FIGS. 1–6. Rhexolobulomyces pulcher. 1, 2. Conidium and conidiophore. 1. Arrow
detail of conidial septation. 2. Arrow detail of the percurrent proliferation. 3.
Detail of conidia attached on conidiogenous cells. 4. Lobed basal cells of
conidiophore. 5. Rhexolytic secession (arrow). 6. Detail of the conidial lobulate
apex. Barr = 10µm.
75
8
7
FIGS. 7-8. Rhexolobulomyces pulcher. 7. Conidia and conidiophore. 8.
Rhexolytic secession (arrow). Barr = 10µm.
76
CAPÍTULO III
New species of Arachnophora, Diplococcium and Hermatomyces from semi-arid
Caatinga biome of Brazil
Artigo a ser submetido para publicação na Fungal Diversity
Resumo: Três espécimes lignícolas associados à casca em decomposição,
coletados na região semi-árida são descritas, ilustradas, comentadas e propostas
como novas. Arachnophora polybrachiata difere das espécies descritas pelo número
de ramificações nos conídios; Diplococcium multiseptatum apresenta conídios
maiores e septos numerosos; Hermatomyces uniseriatus se caracteriza pela
presença de apenas uma coluna de células nos conídios cilíndricos. Tabelas
sinópticas e chaves para todas as espécies relacionadas com os gêneros citados
estão incluídas.
Palavras- chaves: diversidade, fungos conidiais, fungos lignícolas.
77
Fungal diversity
New species of Arachnophora, Diplococcium and Hermatomyces from semiarid Caatinga biome of Brazil.
Leão-Ferreira, S.M. 1 and Gusmão L.F.P.1*
1
LAMIC – Laboratório de Micologia, Departamento de Ciências Biológicas, Universidade
Estadual de Feira de Santana (UEFS), Avenida Transnordestina s/n, bairro Novo Horizonte,
Feira de Santana – BA, CEP 44.036- 900, Feira de Santana, Bahia, Brasil.
Leão-Ferreira, S.M. and Gusmão, L.F.P. (200x). New species of Arachnophora,
Diplococcium and Hermatomyces from semi-arid Caatinga biome of Brazil. Fungal Diversity
XX: xx-xx.
Two interesting lignicolous specimens collected on decaying bark from the semi-arid region
are described, illustrate, comment and proposed as new. Arachnophora polybrachiata
differing from described species by the number of the arms on conidia; Diplococcium
multiseptatum has a bigger and multiseptate conidia than the currently species; Hermatomyces
uniseriatus is characterized by the presence of only one column on the cylindrical conidia. A
synoptic tables and a keys for all species related with the above mentioned genera are
including.
Key words: anamorphic fungi, diversity, lignicolous fungi
Article Information
Received
Accepted
Published online
*
Corresponding author: Luís F.P. Gusmão; e-mail: [email protected]
Introduction
Several species of conidial fungi associated
with plant debris in the semi-arid Caatinga
biome of Brazil were found during recent
surveys (Barbosa et al. 2007; Marques et al.
2007; Cruz et al. 2007a, b; Gusmão et al.
2008; Leão-Ferreira et al. 2008). This
contribution was carried out at the “Serra do
Ramalho”, one of the 27 areas with high
biological importance of the Caatinga biome
(Velloso et al. 2002). According to Barbosa
et al. (2006) this region has extensive areas
with a flat surface soil, several rocks and in
the major part of the semi-arid zone, as soon
as the drought months get under way, the
smaller rivers become ever more sluggish,
eventually drying up completely. The
municipality of Coribe (13°35’37”S;
44°18’30”W) is near (1.500 − 5.000 m) to
the “São Francisco” river, the largest in the
region and one of the great rivers of Brazil.
It crosses for about 2.700 km (almost 1.700
miles), a large part of Minas Gerais State
before entering Bahia State, which contains
48.2% of its river basin, bordering
Pernambuco State to its north then finally
flowing into the Atlantic Ocean further north
between the States of Sergipe and Alagoas.
78
Materials and methods
Samples of plant litter were placed in
separate paper bags and taken to the
laboratory. The litter was then incubated at
25º C in Petri dishes, within moist chambers,
consisting of plastic boxes (170 L capacity)
containing 200 ml of sterile water plus 2 ml
of glycerol (Castañeda-Ruiz 2005). The
samples were examined at regular intervals
for the presence of microfungi. Mounts were
prepared in polyvinyl alcohol-glycerol (8.0 g
in 100 ml of water, plus 5 ml of glycerol)
and measurements made at a magnification
of ×1000.
Results
Arachnophora polybrachiata S. M. Leão &
Gusmão anam. sp. nov.
(Figs. 1–6)
MycoBank:
Etymology: Latin, poly- in reference
to number of the arms at conidia; -brachiata
in reference to arms.
Conidiophores
macronematous,
mononematous, cylindrical, simple, erect,
straight 3–4-septate, smooth, pale brown,
23–50 × 2–4 µm. Conidiogenous cells
monoblastic, integrate, percurrent, terminal,
cylindric, smooth, pale brown. Secession
rhexolytic. Conidia solitary, staurospores,
complex, composed of 2–3 central cells,
irregular, smooth, brown, 13–21 × 16–23
µm and 9–14 conical 0–1-septate arms;
basal central cells tapering at base, bearing
remains of the conidiogenous cells; conical
arms with basal cells brown 3–4 × 3–5.5 µm
and distal cells hyaline 3–4.5 × 3.5–8 µm;
synanamorph Selenosporella-like present at
the tip of arms producing fusiform, hyaline,
one celled conidia, 4–5 × 0.5–1 µm.
Material examined: Holotype: HUEFS136869.
BRAZIL. Bahia: Coribe, on rotten bark. 15 II
2008, leg. S. M. Leão-Ferreira.
Teleomorph: unknown.
Habitat: saprobe.
Know distribution: Brazil.
Notes: The genus Arachnophora Hennebert
(1963) comprises five species, A. fagicola
Hennebert, A. hughesii R.F. Castañeda &
Guarro (Castañeda Ruiz & Guarro 1998), A.
polyradiata (Mercado & R.F. Castañeda)
R.F. Castañeda & W. Gams, A. pulneyensis
(Subram. & Bhat) R.F. Castañeda
(Castañeda-Ruiz et al. 1996) and A.
uberisporoides R.F. Castañeda, W. Gams &
Saikawa (Castañeda-Ruiz et al. 1997). All
species were collected from decaying plant
material, as leaves, barks and fruits
(Castañeda-Ruiz & Guarro 1998; Hughes
1979). Arachnophora is characterized by the
presence
of
conidiogenous
cells
monoblastic, integrated, with percurrent
proliferations and pigmented, complex,
multicellular, staurospores conidia, with
several radially arms (Castañeda-Ruiz &
Guarro 1998). The conidiophores of the new
proposed species are very small and paler
brown, when compared with the described
species (Castañeda-Ruiz et al. 1997;
Castañeda-Ruiz & Guarro, 1998; MercadoSierra & Castañeda-Ruiz, 1984; Wu &
Zhuang 2005). Arachnophora polyradiata
and A. hughesii are the species with several
numbers of arms, but less when compared
with A. polybrachiata. These last species
still differ for presenting arms major and
central cells smaller, respectively (Table. 1).
Arachnophora pulneyensis have the
mensurament of central cells very closely of
the specimen examined, but it is easy
differentiate by the presence of only three
arms. Arachnophora uberisporoides and A.
fagicola are too distingueshed by the
presence of the unicellular and curve arms,
respectively.
Key to accepted Arachnophora species
1. Arms with 1-celled........A. uberisporoides
1. Arms with more 1-celled..........................2
2. Arms curved.............................A. fagicola
2. Arms straight............................................3
3. Basal central cells hyaline........................4
3. Basal central cells pigmented...................5
4. Central cells 8–12 × 8–13 µm……………
79
…………………………………..A. hughesii
4. Central cells 17–23 × 12–15 µm…………
…………….............................A. polyradiata
5. Central cells with 1–3 arms………………
……………………………….A. pulneyensis
5. Central cells with 9–14 arms……………..
............................................A. polybrachiata
Diplococcium multiseptatum S. M. Leão &
Gusmão anam. sp. nov. (Fig. 7–15)
Mycobank
Etymology: Latin, multiseptatum- in
reference to number of septa at conidia.
Conidiophores
macronematous,
mononematous, aggregate, simple, straight,
1–6-septate, smooth, palle brown, 10.5–36 ×
3–3.5 µm. Conidiogenous cells mono- and
polytretic,
integrate,
determinate,
cylindrical, terminal and intercalary, pale
brown, smooth, palle brown. Secession
schizolytic. Conidia catenulate, 2–13septate, cylindric, obtuse ends, branched,
dry, smooth to verrucose, palle brown, 11–
52 × 4–6 µm.
Material examined: Holotype: HUEFS136876.
BRAZIL. Bahia: Coribe, on bark. 16 IV 2008, leg.
S. M. Leão-Ferreira.
Habitat: saprobe.
Notes: Diplococcium Grove have 24 species,
world wide distributed associated with
several substrates as, root, leaf, wood, bark,
submerged or terrestre (Braun et al. 1996;
Cruz et al. 2007; Goh & Hyde 1996;
Shirouzu & Harada 2008; Wang & Sutton
1998). Diplococcium is characterized by the
macronematous,
frequently
branched
conidiophores, with integrate, terminal or
intercalar polytretic conidiogenous cells and
simple or branched catenate conidia (Ellis
1963; Goh & Hyde 1996). Diplococcium
asperum Piroz. (Pirozynski 1972) and D.
verruculosum A. C. Cruz et al. (Cruz et al.
2007) are the two species with ornamented
conidia, difering from D. multiseptatum by
the conidia 1-septate and 1–4-septate,
respectivelly (Table 2). The concolor
cylindric conidia of D. stoveri (M. B. Ellis)
R. C. Sinclair et al. (Sinclair et al. 1985), D.
varieseptatum Goh & Hyde (Goh & Hyde
1998) and D. verruculosum are too similar
with D. multiseptatum. However, the conidia
of D. stoveri and D. varieseptatum are
smooth, thick walled and has less number of
septa. Diplococcium verruculosum has
verrucose conidia and the largest similar
with D. multiseptatum, but it is easy
separeted by the smaller conidia and number
of septa.
Key to accepted Diplococcium species
(after Goh & Hyde 1998)
1. Conidia rough…………………………...2
1. Conidia smooth…………...…………….4
2. Conidia 1-septate……….……D. asperum
2. Conidia more 1-septate………………....3
3. Conidia 1–4-septate, 9–25 µm
….……………...………….D. verruculosum
3. Conidia 2–13-septate, 11–52 µm ………..
..…………..…………...….D. multiseptatum
4. Conidia versicolor………………………5
4. Conidia concolor……………………....13
5. Conidia 0-septate, 8.5–13 µm ….……......
……………………………….…..D. parcum
5. Conidia 1–3-septate……………………..6
6. Conidia 1-septate......................................7
6. Conidia 2–3-septate……………………10
7. Conidia ellipsoid...........................…..….8
7. Conidia obclavate.....................................9
8. Conidia ellipsoid to piryform, 5–13 × 4–5
µm.....................………………D. aquaticum
8. Conidia ellipsoid to clavate, 9–16.5 × 4.5
– 6 µm........................................D. laurencei
9. Conidia obclavate to lageniform, 11–20 ×
4–5.5 µm........................................D. bicolor
9. Conidia obclavate to obpyriform, 11–15 ×
3–4.5 µm..............................D. graminearum
10. Conidia 2-septate.................................11
10. Conidia 2–3-septate..............................12
11. Conidia obclavate to ellipsoid, 9.5–22 ×
8–11 µm......................................D. insolitum
11. Conidia subellipsoid, 17–25 × 7–9
µm...........................................D. laxusporum
12. Conidia 2–3-septate, 20–40 × 8–10
µm...........................................D. constrictum
80
12. Conidia 3-septate, 16–26 × 8–13
µm...................................................D. grovei
13. Conidia 0-septate..................................14
13. Conidia 0–7-septate..............................15
14. Conidia cylindric to ellipsoid, 7.5–12 ×
2.5–5.5 µm.................................D. capitatum
14. Conidia subglobose, oval to oblong, 7–
12 × 5–7 µm…………….………D. hughesii
15. Conidia 0–1-septate..............................16
15. Conidia with up to more 1-septate.......19
16. Conidia up to 10 µm…..……………...17
16. Conidia with up to more 10 µm….…..18
17. Conidia elliptical, obovate, 4.5–10 ×
2.5–4 µm…...…………….D. heterosporum
17. Conidia oblong, ends rounded, 6–9 × 3–
4 µm…...………………………D. spicatum
18. Conidia ellipsoid, ovoid, subcylindric,
fusiform, 8–23 × 4–7 µm…D. atrovelutinum
18. Conidia ellipsoid, clavate to obclavate,
13–29 × 6–9 µm….......…….D. clavariarum
19. Conidia 0–3-septate……....………......20
19. Conidia with up to more 3-septate…...24
20. Conidia 0–3-septate, 8–40 × 4.5–6
µm....………...…………...……..D. pandani
20. Conidia 1–3-septate…………………..21
21. Conidia 1–2-septate ………………….22
21. Conidia 1–3-septate, 16–32 × 5.6–9 µm
………...………………………….D. clarkii
22. Conidia smaller, 12–17 × 6–9
µm.......................................D. dendrocalami
22. Conidia longer .....................................23
23. Conidia elliptic to subcylindric, 12–30 ×
5–7.5 µm..................................D. pulneyense
23. Conidia fusiform to ovate, 12–34 × 7–
10.5 µm..........................D. peruamazonicum
24. Conidia 1–5-septate, 11–55 × 5–15 µm
……………………………D. varieseptatum
24. Conidia 1–7 septate, 14–33 × 6–9
µm……………………………….. D. stoveri
Hermatomyces uniseriatus S.M. Leão &
Gusmão anam. sp. nov.
(Figs. 16–20)
MycoBank:
Etymology: Latin, uniseriatus in
reference to number of columns in
cylindrical conidia.
Conidiophores
macronematous,
mononematous, simple, straight or flexuous,
septate, smooth, olivaceous to hyaline 10.5–
30.5 × 1.5–6 µm. Conidiogenous cells
monoblastic,
terminal,
integrated,
determinated, cylindrical, smooth, hyaline.
Secession schizolytic. Conidia solitary, with
two kinds: type a, lenticular, muriform,
subespheric, smooth, brown, peripherical
cells subhyaline to pale brown 27–36 µm
diam; 15.5–24 µm thickness; type b,
cylindrical, one column composed with 3–4
cells, septate, constrict at septa, apical cell
verrucose, olivaceous 19–34 × 10–12.5 µm;
Material
examined:
Holotype:
HUEFS136871. BRAZIL. Bahia: Coribe, on
rotten bark, 13 II 2008, leg. S.M. LeãoFerreira. Additional material examined:
HUEFS136872. BRAZIL. Bahia: Coribe, on
rotten bark, 20 II 2008, leg. S.M. LeãoFerreira;
Hermatomyces
tucumanensis
Speg., ARGENTINA. Tucuman, Parque
Roca, on Smilax campestris, 10 IV 1906.
leg. Spegazzini. (Holotype LPS15823)
Habitat: saprobe.
Notes: Lignicolous substrats are preferred by
three
Hermatomyces
species,
H.
amphisporus R.F. Castañeda & Heredia, H.
dimorphus Vasant Rao & de Hoog, H.
tucumanensis Speg.; only one, H.
sphaericum (Sacc.) S. Hughes was
collelected on dead leaves (Castañeda-Ruiz
& Heredia Abarca 2000; Chang 1995; Ellis
1971; Heredia-Abarca et al. 1997; HerediaAbarca & Mercado-Sierra 1998; HolubováJechová
&
Mercado-Sierra
1989;
Matsushima 1993; Mercado-Sierra 1984;
Rao & De Hoog 1986). Hermatomyces
Speg. (1910) is characterized by presence of
conidiophores
macronematous,
with
conidiogenous cells monoblastics, integrate,
terminal and conidia with tow kind: type a,
are lenticular muriform, with peripherals
cells subhyaline to pale brown, and central
cells dark bronw; type b, are cylindrical and
irregular pigmented. The productions of the
two kinds of conidia are presente in three
species. Hermatomyces amphisporus and H.
dimorphus, the cylindrical conidia are
formed with four columns composed by 6–
11 and 7 cells, respectively (Castañeda-Ruiz
81
& Heredia-Abarca 2000); H. tucumanensis
only two columns with 2–3 cells was
observed (Chang 1995; Ellis 1971;
Matsushima 1993; Rao & De Hoog 1986).
The lenticular conidia of H. uniseriatus are
similar with H. amphisporus and H.
dimorphus (Castañeda-Ruiz & Heredia
2000; Rao & De Hoog, 1986), but the
accepted species can be separate by the size
and shape of the cylindrical conidia (Table
3).
The cylindrical conidia could be considered
as a sterile structure. Rao & De Hoog (1986)
described
this
conidia/structure
as
“paraphyses”, suggesting the possible
function in Hermatomyces. However, the
greater part of authors considers this
structure as a conidia (Ellis 1971; MercadoSierra 1984; Heredia-Abarca et al. 1997;
Heredia-Abarca & Mercado-Sierra 1998;
Holubová-Jechová & Mercado-Sierra 1989;
Matsushima 1993; Chang 1995; CastañedaRuiz & Heredia-Abarca 2000).
Key to accepted Hermatomyces species
1. One kind of conidia..............H. sphaericus
1. Two kinds of conidia................................2
2. Conidia cylindrical with 4 columns of
cells..............................................................3
2. Conidia cylindrical with 1–2 columns of
cells..............................................................4
3. Columns with 6–11 cells............................
..............................................H. amphisporus
3. Columns with 7 cells............H. dimorphus
4. Conidia with two columns………….........
…………………………….H. tucumanensis
4. Conidia with one column....H. uniseriatus
Acknowledgements
Part of the support for this work came from the
Program of Research of Biodiversity in the Brazilian
Semi-arid (PPBIO Semi-arid/Ministry of Technology
and Science). The authors L.F.P. Gusmão and S.M.
Leão-Ferreira thank the CAPES and “Programa de
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84
Table 1. Synoptic characteristics for accepted Arachnophora species.
Species
Arachnophora fagicola
Central cells of conidia
N°
size (µm)
2
15–20 × 10–13
N°
1–3
Arms
size (µm)
10–25 × 1–3
Arachnophora hughesii
1–2
8–12 × 8–13
2–5
5–17 × 5–8
Arachnophora polybrachiata
2(-3)
12–21 × 14–22
9–14
7–10 × 4–7
Arachnophora polyradiata
2
17–23 × 12–15
5–6(-7)
Arachnophora pulneyensis
2
15–25 × 8–12
1–3
Arachnophora uberisporoides
2
17–20 × 12–15
4–6
15–20 × 6.5–7.5
5–10 × 3–6
3–5 × 2.5–5
85
Table 2. Synoptic characteristics for accepted Diplococcium species.
Species
D. aquaticum
D. asperum
D. atrovelutinum
D. bicolor
D. capitatum
D. clarkii
D. clavariarum
D. constrictum
D. dendrocalami
D. graminearum
D. grovei
D. heterosporum
D. hughesii
D. insolitum
D. laurencei
D. laxusporum
D. multiseptatum
D. pandani
D. parcum
D. peruamzonicum
D. pulneyense
D. spicatum
D. stoveri
D. varieseptatum
D. verruculosum
Conidia
colour
shape
wall
ellipsoid, pyriform
ellipsoid, obclavate
ellipsoid, ovoid,
subcylindric, fusiform
obclavate, lageniform
short cylindric, broadly
ellipsoid
ellipsoid, subcylindric,
obclavate
ellipsoid, clavate,
obclavate
obovate, clavate
oblong, ellipsoid
narrowly obpyriform,
obclavate
obovate, clavate
elliptisoid, obovate
subglobose, ovate to
oblong
broadly obclavate,
ellipsoid
ellipsoid, clavate
subellipsoid
cylindric, ends obtuse
ellipsoid, cylindric
ovate, ellipsoid,
obpyriform
broadly fusiform, ovate
elliptic, subcylindric
oblong, ends rounded
cylindric, obclavate
cylindric, ellipsoid
oblong, cylindric
smooth
rough
smooth
Size (µm)
versiconcon-
N°
septa
1
1
0 (-1)
5–13 × 4–5
15–20 × 5.5–7
8–23 × 4–7
smooth
smooth
versicon-
1
0
11–20 × 4–5.5
7.5–12 × 2.5–5.5
smooth
con-
1–3
16–32 × 5.6–9
smooth
con-
0–1
13–29 × 6–9
smooth
smooth
smooth
versiconversi-
2–3
1–2
1
20–40 × 8–10
12–17 × 6–9
11–15 × 3–4.5
smooth
smooth
smooth
versiconcon-
3
0–1
0
16–26 × 8–13
4.5–10 × 2.5–4
7–12 × 5–7
smooth
versi-
2
9.5–22 × 8–11
smooth
smooth
rough
smooth
smooth
versiversiconconversi-
1
2
2–13
0 (-1–3)
0
9–16.5 × 4.5–6
17–25 × 7–9
11–52 × 4–6
8–40 × 4.5–6
8.5–13 × 5.5–8
smooth
smooth
smooth
smooth
smooth
rough
conconconconconcon-
1–2
1–2
1
1–7
1–5
1–4
12–34 × 7–10.5
12–30 × 5–7.5
6–9 × 3–4
14–33 × 6–9
11–55 × 5–15
9–25 × 4.5-6
86
Table 3. Synoptic characteristics for accepted Hermatomyces species.
Species
H. amphisporus
H. dimorphus
H. sphaericum
H. tucumanensis
H. uniseriatus
Lenticular conidia
diâm.
width (µm)
(µm)
28–35
12–15
35–55
15–20
24–30
15–21
31–42
14–16
27–36
15.5–24
Cylindrical conidia
size (µm)
Nº columns (cells)
30–38 × 20–26
15–40 × 10–15
Absent
31–46 × 17–28
19–34 ×10–12
4 (6–11 cells)
4 (7 cells)
Absent
2 (2–3cells)
1 (3–4 cells)
87
3
1
5
2
4
6
Fig. 1-6. Arachnophora polybrachiata. 1. General aspect. 2. Detail of the
percurrent proliferation. 3. Conidium secession. 4-5. Conidia. 6. Detail of
the arms. barr = 10µm.
8
10
9
13
14
7
11
12
15
Fig. 7-15. Diplococcium multiseptatum. 7. General aspect. 8-10. Tretic
development and secession. 11. Branched conidia. 12-15. Detail of
conidia. barr = 10µm.
88
17
16
18
19
20
Fig. 16-20. Hermatomyces uniseriatus. 16. Lenticular conidia. 17. Cylindric
and lenticular conidia. 18. Lenticular conidia with lateral view. 19-20.
Cylindric conidia verrucose apex. barr = 10µm.
89
CAPÍTULO IV
Fungos conidiais da Caatinga. Endophragmiella tubercullata anam. sp. nov. e novos
registros do gênero para o Brasil.
Artigo a ser submetido para publicação na Mycotaxon
Resumo–Três espécimens interessantes foram encontrados durante investigação
de fungos conidiais no semi-árido brasileiro. Uma nova espécie, Endophragmiella
tubercullata, e dois novos registros, E. collapsa para o Neotrópico e E.
dimorphospora para a América do Sul são apresentadas com comentários,
ilustrações e uma chave para as espécies próximas de E. tubercullata.
Palavras-chave– hifomicetos, semi-árido, serapilheira
90
MYCOTAXON
Mycotaxon Styles 2008
August 18, 2008, revision
Fungos conidiais da Caatinga. Endophragmiella
tubercullata anam. sp. nov. e novos registros do gênero
para o Brasil
SHEILA MIRANDA LEÃO-FERREIRA
[email protected]
&
LUÍS FERNANDO PASCHOLATI GUSMÃO
[email protected]
Departamento de Ciências Biológicas,Laboratório de Micologia
Universidade Estadual de Feira de Santana
Av. Transnordestina s/n, bairro Novo Horizonte, Feira de Santana – BA, CEP
44.036- 900, Feira de Santana, BA, Brasil.
Abstract–Three interesting specimens was found during investigation of
the conidial fungi from Brazilian semi-arid. A new species,
Endophragmiella tubercullata, and two new records, E. collapsa to
Neotropic and E. dimorphospora to South America are presented with
commentaries, illustrations and a key for the related species to E.
tubercullata.
Key words – hyphomycetes, semi-arid, serapilheira
Introdução
Endophragmiella Sutton foi proposto para acomodar duas espécies
hiperparasitas, E. pallescens B. Sutton e E. canadensis (Ellis & Everth.)
B. Sutton com secessão rexolíticas dos conídios (Sutton 1973).
Atualmente, este gênero congrega 75 espécies e uma variedade (Wu &
Zhuang 2005) e se caracteriza pela presença de conidióforos
macronemáticos, mononemáticos, células conidiogênicas integradas,
percorrentes, conídios solitários, euseptados ou dictioseptados com
secessão rexolítica (Sutton 1973; Hughes 1979). As espécies de
Endophragmiella são encontradas tanto em áreas temperadas quanto
tropicais (Wu & Zhuang 2005). Até o presente, foram registradas três
espécies do gênero para o Brasil: E. boewei (J.L. Crane) S. Hughes,
associadas à decomposição de folhas de Miconia cabussu Hoehne
(Gusmão et al. 2001); E. quadrilocularis Matsush. (Marques et al. 2008)
e E. rigidiuscula R.F. Castañeda (Leão-Ferreira et ac. 2008) associadas à
decomposição de pecíolos de dicotiledônea não identificada.
91
A região da Serra do Ramalho (13º30’S; 44º15’W), inserida no semiárido brasileiro, ocupa uma área de 2mil Km², compreendendo os
municípios de Cariranha, Coribe, Feira da Mata, Serra do Ramalho
(Rubbioli 2003), Cocos e São Félix do Coribe (Ministério Da Integração
Nacional 2005). Apresenta altitudes que variam entre 600-800m, com
picos de até 1000m, e pluviosidade entre 1200-600mm (Moreno 2006),
composta por formações de Floresta estacional decidual e semidecidual
(SEI 2001), apresentando grande disponibilidade de serapilheira.
Material e Método
Amostras de serapilheira foram coletadas em novembro de 2007 e
fevereiro de 2008, nos municípios de Coribe, São Félix do Coribe e Serra
do Ramalho. Os substratos vegetais coletados foram embalados em sacos
de papel Kraft, levados ao laboratório onde foram submetidos à técnica
de lavagem em água corrente e acondicionados em câmaras-úmidas
(Castañeda-Ruiz 2005). As amostras foram observadas durante 45 dias e
os espécimes coletados sob estereomicroscópio foram montados em
lâminas com meio composto por Resina PVL (álcool polivinílico + ácido
lático + fenol) (Trappe & Schenck 1982), sendo depositadas no Herbário
da Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS).
Parte Taxonômica
Endophragmiella tubercullata S. M. Leão & Gusmão anam. sp. nov.
Figs. 1–7
MYCOBANK
COLONIAE effusae, brunneae. MYCELIUM plerumque in substrato
immersum. HYPHAE septate, ramosae, laeviae, brunneae. CONIDIOPHORA
solitaria, macronemata, mononemata, erecta, simplicia vel ramificata,
recta, septata, laevia, 12,5−106 × 3.5−5,5 µm. CELLULAE CONIDIOGENAE
monoblasticae, terminales et intercalares in conidiophoris incorporatae,
cum proliferationibus percurrentes, cylindricae, laeviae, pallide
brunneae. CONIDIA solitária, 1-septata, obovoidea, simplicia, sicca,
cellula distalis 8,5−12 µm, cellulae proximalis 6−7µm, tubercullate,
brunneae 14,5−19 ×10,5−18,5µm. TELEOMORPHOSIS ignota.
HOLÓTIPO: HUEFS 136870. BRASIL. Bahia: Coribe, sobre casca em
decomposição de dicotiledônea não identificada, 19 III 2008, col. S. M.
Leão-Ferreira.
ETIMOLOGIA: tubercullata em referência à presença de conídios
tuberculados.
COLÔNIAS efusas, castanhas. MICÉLIO imerso no substrato. HIFAS
septadas, ramificadas, lisas, castanhas. CONIDIÓFOROS macronemáticos,
mononemáticos, simples ou ramificados, retos, septados, lisos, castanhos
12,5–106 × 3,5–5,5 µm; CÉLULAS CONIDIOGÊNICAS monoblásticas,
terminais ou intercalares, integradas, com proliferações percurrentes,
anelídicas, cilíndricas, lisas, castanho-claras; CONÍDIOS solitários, 1septados, obovóides, simples, secos, célula distal 8,5–12 µm, célula
92
proximal 6–7 µm, tuberculados, castanhos 14,5–19 × 10,5–18,5 µm.
Secessão rexolítica. Teleomorfo desconhecido.
COMENTÁRIOS: Endophragmiella dingleyae S. Hughes (Hughes 1978a) e
E. unisetulata (Matsush.) S. Hughes (Hughes 1979) são as únicas
espécies do gênero que apresentam conídios verrucosos. No entanto, são
facilmente distinguidas pela presença de conídios esféricos, 0-septados e
conídios obclavados, 2-septados, respectivamente. Considerando as
espécies que apresentam conídios obovóides 1-septados, temos E.
globulosa (B. Sutton) S. Hughes (Hughes 1978c), E. pinicola (M.B.
Ellis) S. Hughes (Hughes 1979), E. resinae P. M. Kirk (Kirk 1981), E.
taxi (M.B. Ellis) S. Hughes (Hughes 1979) e E. uniseptata (M.B. Ellis) S.
Hughes (Hughes 1979). Dentre as espécies acima citadas, E. taxi e E.
uniseptata apresentam conídios com as células distais e proximais do
mesmo tamanho, enquanto E. pinicola apresenta células distais
levemente maiores (Tabela 01). Os resquícios oriundos da secessão do
conídio nestas três espécies e em E. resinae são inconspícuos, em E.
globulosa são conspícuos com dimensões muito próximas aos do
material ora examinado (Hughes 1979). Morfologicamente, E. globulosa
é a espécie mais próxima de E. tubercullata, por apresentar conídios
obovóides à subglobosos, diferindo na pigmentação das células distais e
proximais e por apresentar conídios com paredes lisas. A pigmentação
castanho-amarelada, bem como a ornamentação peculiar observada nos
conídios de E. tubercullata são argumentos fortes para proposição de
uma nova espécie.
Tabela 1. Sinopse das espécies próximas de E. tubercullata
Espécies
E. globulosa
E. pinicola
E. resinae
E. taxi
E. uniseptata
E. tubercullata
Conídios
Forma
Tamanho (µm)
obovóide à subgloboso 15,3–20 × 12,5–16,2
obovóide à piriforme
11–14,4 × 5,4–7,2
obovóide à piriforme
17–22 × 9–13
obovóide à elipsóide
14,4–16,2 × 8,5–10
obovóide à elipsóide
16–25 × 9–12,5
obovóide
15–19, 5 × 10,5–18,5
Referências
Hughes (1979)
Hughes (1979)
Hughes (1979)
Hughes (1979)
Hughes (1979)
Este trabalho
Chave para as espécies próximas de E. tubercullata (conídios
obovóides 1-septados).
1a. Célula distal igual à célula proximal......................................................... 2
1b. Célula distal maior que célula proximal.................................................... 3
2a. Conídios 14,4–16,2 × 8,5–10 µm...................................................... E. taxi
2b. Conídios 16–25 × 9–12,5 µm................................................. E. uniseptata
3a. Célula distal levemente maior que a proximal........................... E. pinicola
3b. Célula distal maior que a proximal............................................................ 4
4a. Cicatriz inconspícua ................................................................... E. resinae
4b. Cicatriz conspícua .................................................................................... 5
93
5a. Conídios lisos, 15,3–20 × 12,5–16,2 µm................................. E. globulosa
5b. Conídios verrucosos, 15–19, 5 × 10,5–18,5 µm.................. E. tubercullata
Endophragmiella collapsa (B. Sutton) S. Hughes, Fungi Canadenses,
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Figs. 8–10
= Endophragmia collapsa B. Sutton, Mycological Papers 132: 54. 1973.
CONIDIÓFOROS
macronemáticos,
mononemáticos, simples ou
ramificados, retos à flexuosos, septados, lisos, castanhos 100–236 × 3–5
µm; CÉLULAS CONIDIOGÊNICAS monoblásticas, terminais, integradas,
percurrentes, cilíndricas, lisas, castanho-claras; CONÍDIOS solitários, 2septados, septos escuros, elipsóides à ovóides, simples, secos, lisos,
células apical castanho-escuras, células basais hialinas à castanho-claras,
freqüentemente colapsadas, 14–17 × 7–9 µm. Secessão rexolítica.
MATERIAL EXAMINADO: HUEFS 136880. BRASIL. Bahia: Coribe,
sobre casca em decomposição de dicotiledônea não identificada, 06 I
2008, col. S. M. Leão-Ferreira.
DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA: Canadá (Sutton 1973), Czechoslovakia
(Holubová-Jechová 1986).
COMENTÁRIOS: Dentre as espécies do gênero que apresentam conídios
elipsóides e 2-septados E. biseptata (Peck) Hughes (Hughes 1978b), E.
hughesii D. Hawksw. (Hawksworth 1979) e E. oblonga (Matsush.) S.
Hughes (Hughes 1979) possuem conídios maiores e mais largos que E.
collapsa. Uma característica marcante é a célula basal do conídio que se
apresenta tipicamente colapsada (Holubová-Jechová 1986; Hughes 1979;
Sutton 1973). O material examinado apresenta conidióforos maiores e
conídios com septos mais espessos e escuros do que os relatados até o
momento. Os conídios se apresentam mais estreitos quando comparados
à descrição de Ellis (1976) e maiores que o material tipo (Sutton 1973).
Este constitui o primeiro registro da espécie para o hemisfério sul e para
América do Sul.
Endophragmiella dimorphospora (Awao & Udagawa) S. Hughes, New
Zealand Journal of Botany 17(2): 149. 1979.
Figs. 11–13
= Endophragmia dimorphospora Awao & Udagawa, Transactions of the
Mycological Society of Japan 15: 99. 1974.
CONIDIÓFOROS
macronemáticos,
mononemáticos, simples ou
ramificados, retos à flexuosos, septados, lisos, castanhos 28,5–273 × 3–
4,5 µm; CÉLULAS CONIDIOGÊNICAS monoblásticas, terminais, integradas,
percurrentes, cilíndricas, lisas, castanho-claras; CONÍDIOS solitários, 1septados, obclavados, simples, secos, lisos, células apicais castanhoescuras, células basais castanho-claras, base truncada, 19,5–31 × 13,5–
19,5 µm. Secessão rexolítica.
MATERIAL EXAMINADO: HUEFS 137808. BRASIL. Bahia: São Félix do
Coribe, sobre galho em decomposição de dicotiledônea não identificada,
20 XII 2007, col. S. M. Leão-Ferreira.
94
DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA: Austrália (Matsushima 1989), Cuba
(Castañeda et al. 1998), Estados Unidos (Hughes 1979), Hong Kong e
Japão (Farr et al. 2008), Ilhas Maurício (Dulymamode et al. 2001), Kenia
(Caretta et al. 1999), México (Heredia et al. 1997), Taiwan (Matsushima
1980).
COMENTÁRIOS: Endophragmiella dimorphospora foi descrita associada à
solo e decomposição de folhas e outros detritos vegetais (Farr et al. 2008,
Heredia et al. 1997). Dentre as espécies do gênero com conídios lisos, 1septados, que apresentam célula apical 1.5–3 vezes maior que a célula
basal, temos E. biconstituta (Rambelli) Matsush., E. globulosa (B.
Sutton) S. Hughes e E. resinae P.M. Kirk (Hughes 1978c; Kirk 1985;
Wu & Zhuang 2005). Endophragmiella biconstituta apresenta conídios
obpiriformes à subglobosos e castanho-escuros. Em E. globulosa e E.
resinae os conídios apresentam célula basal com base hemisférica com
cicatriz estreita, diferindo de E. dimorphospora que possui célula basal
com base truncada com cicatriz larga. O material examinado apresenta
conídios maiores do que a descrição original (Hughes, 1979) e dos
espécimes estudados por Heredia et al. (1997) e Matsushima (1975). Este
constitui o primeiro registro da espécie para a América do Sul.
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Programa de Pós-Graduação em Botânica da
Universidade Estadual de Feira de Santana (PPGBot/UEFS), e ao Programa de
Pesquisa em Biodiversidade (PPBio - semi-árido), Ministério da Ciência e
Tecnologia, por todo apoio durante as expedições. A primeira autora estende os
agradecimentos à CAPES pela bolsa concedida.
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96
4
5
3
6
1
7
2
Figuras 1-7: Endophragmiella tubercullata. 1-2. Aspecto
geral. 3. Detalhe da proliferação percorrente. 4-5. Conídios
jovens. 6. Detalhe da secessão rexolítica. 7. Detalhe da
ornamentação. Barr = 10 µm
97
8
10
11
9
12
13
Fig. 8-13: 8-9. Endophragmiella collapsa. 8. Septação do
conídio. 9. Aspecto geral. 10. Detalhe da proliferação
percorrente. 11-13. E. dimorphospora. 11. Cup. 12.
Detalhe da base truncada. 13. Aspecto geral. Barr = 10µm
98
CAPÍTULO V
Vanakripa inexpectata anam. sp. nov., um novo fungo conidial do bioma Caatinga,
semi-árido do Brasil.
Artigo a ser submetido para publicação na Mycological Progress
Resumo: Vanakripa inexpectata sp. nov. é descrita e ilustrada com base em um
espécime coletado sobre substrato vegetal lignícola em decomposição no Estado da
Bahia, Nordeste do Brasil. Esta é comparada com espécies já conhecidas e descrita
como nova. Vanakripa rhizophorae é descrita, ilustrada e constitui o primeiro registro
da espécie para a América do Sul. Vanakripa caracteriza-se pela formação de
conidióforos
micronemáticos,
em
esporodóquio,
com
células
conidiogências
indiferenciadas e conídios pigmentados com células de separação vermiformes.
Vanakripa inexpectata coletada sobre galhos em decomposição apresenta conídios
1-septados, elipsóides, diferindo de V. gigaspora pela morfologia e tamanho dos
conídios. Uma tabela sinóptica e ilustrações dos conídios de todas as espécies
conhecidas de Vanakripa são apresentadas.
Palavras-chave: hifomicetos, fungos lignícolas, Serra do Ramalho
99
Title: Vanakripa inexpectata anam. sp. nov., a new conidial fungi from the semi-arid Caatinga
biome of Brazil.
Authors: Sheila Miranda Leão-Ferreira, Alisson Cardoso Rodrigues da Cruz, Luís Fernando
Pascholati Gusmão
Affiliaton: Departamento de Ciências Biológicas, Laboratório de Micologia, Universidade
Estadual de Feira de Santana. Av. Transnordestina s/n, Novo Horizonte, 44.036-900, Feira de
Santana, BA, Brazil.
Corresponding author: Luís Fernando Pascholati Gusmão; e-mail: [email protected];
Phone: 557532248019. Fax: 557532248132
Abstract — Vanakripa inexpectata anam. sp. nov. is described and illustrated based on
specimen collected on lignicolous plant debris from Bahia State, Northeast of Brazil.
Vanakripa rhizophorae is described, illustrated and it is recorded for the first time to South
America. Vanakripa is characterized by punctiform sporodochial colonies, micronematous
conidiophores with undifferentiated conidiogenous cells and pigmented conidia with
vermiform separating cells. Vanakripa inexpectata collected on dead twigs have 1-septate,
ellipsoid conidia, differing from V. gigaspora by morphology and conidial size. A synoptic
table and a drawing of the all known Vanakripa species are provided.
Taxonomical novelties: Vanakripa inexpectata S.M. Leão & Gusmão
Key words — hyphomycetes, lignicolous fungi, “Serra do Ramalho”.
Introduction
During our continuing surveys of conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome, Northeast
region of Brazil, numerous new or noteworthy conidial fungi were encountered. Several of
these have been previously described (Barbosa et al. 2007, Cruz et al. 2007, 2008; LeãoFerreira et al. 2008, Marques et al. 2007, Gusmão et al. 2008). The “Serra do Ramalho”
mountain (13º30’S; 44º15’W), occupying an area of approximately 2.000 Km2 (Rubbioli
2003), presents physical characteristics typical this region, as land generally shallow and
100
stony, with many rivers and temporary low rainfall. In this contribution, an interesting
specimen of Vanakripa Bhat et al. (Bhat & Kendrick 1993) was collected and it is proposed
here as new.
Materials and methods
Samples of litter, including bark and twigs, were placed in separate paper bags and taken to
the laboratory. The bark and twigs were then incubated for 30 days, at room temperature in
Petri dish moist chambers, stored within a plastic boxes (170 L capacity) containing 200 ml of
sterile water plus 2 ml of glycerol. Samples were also observed with a dissecting microscope
at regular intervals, for the presence of reproductive structures. Mounts were prepared in
polyvinyl alcohol-glycerol (8.0 g in 100 ml of water, plus 5 ml of glycerol) and measurements
made at a magnification of × 1000 on a bright field (BF) and phase contrast (PH) microscope
(Axioscope 40, Carl Zeiss). Slides and dry material are deposited at Herbarium of the State
University of Feira de Santana (HUEFS).
Results
Vanakripa inexpectata S.M. Leão & Gusmão anam. sp. nov.
(Figs. 1 and 2)
MycoBank, MB 512365
Coloniae in substrato sporodochiales, sparsae, atrae. Mycelium immersum, hyphae septatae,
hyalinae. Conidiophora micronemata, simplicia, laevia, hyalina. Cellulae conidiogenae
holoblasticae in conidiophoris incorporatae, terminales, determinatae. Conidiorum secessio
rhexolytica. Cellulae separabiles obpyriformes, laevia, hyalinae, 8.5−33.5 × 3−10 µm.
Conidia acrogena, ellipsoidea, rotundata ad apicem, septa submediale praedita, laevia, cellulae
apicalis grandis, atrobrunnea vel nigra, cellulae basalis parva, 17−27 × 7−12 µm.
Teleomorphosis ignota.
Etymology: Latin–, inexpectatus, in reference to unexpected new taxon.
Holotype BRAZIL. Bahia, Coribe, on dead twigs of unidentified dicotyledonous plant, leg.
S.M. Leão-Ferreira, 06.03.2008. (HUEFS122287).
101
Additional specimen examined: BRAZIL, Bahia, Coribe on fruit of unidentified
dicotyledonous plant, 06.03.2008, leg. S. M. Leão-Ferreira (HUEFS 137890). BRAZIL,
Bahia, Coribe on bark of unidentified dicotyledonous plant, 14.03.2008, leg. S. M. LeãoFerreira (HUEFS 137891).
Conidiophores micronematous, sporodochial, aseptate, simple, cylindrical, smooth, hyaline.
Conidiogenous cells, holoblastic, integrated, terminal, determinate, smooth, hyaline. Conidial
secession rhexolytic. Separating cells obpyriform, hyaline, smooth, 8.5−33.5 × 3−10 µm.
Conidia solitary, ellipsoid, rounded at apex, with a submedian septum, smooth, apical cells
large, brown to dark, basal cells small, pale brown, 17−27 × 7−12 µm. Teleomorph unknown.
Vanakripa rhizophorae R.M. Arias, Heredia & R.F. Castañeda, Mycotaxon 106: 34. (2008)
(Fig. 2)
Conidiophores micronematous, sporodochial, aseptate, simple, smooth, hyaline.
Conidiogenous cells holoblastic, integrated, terminal, determinate, smooth, hyaline. Conidial
secession rhexolytic. Separating cells vermiform, smooth, hyaline, 10−55 × 3−7 µm. Conidia
solitary, 0-septate, ellipsoid, rounded at apex, smooth, dark brown to black, 12.5−20 × 8−15.5
µm.
Specimen examined: BRAZIL. Bahia, Coribe, on dead bark of unidentified dicotyledonous
plant, leg. S.M. Leão-Ferreira, 24.2.2008 (HUEFS 133876). BRAZIL. Bahia, Pilão Arcado,
on dead bark of unidentified dicotyledonous plant, leg. A.C.R. Cruz 14.2.2007. (HUEFS
130999).
Discussion
Vanakripa was introduced by Bhat, W.B. Kendrick & Nag Raj with the type species V.
parva (Bhat & Kendrick 1993). Currently, six species are included: V. ellipsoidea K.M. Tsui,
Goh & K.D. Hyde (Tsui et al. 2003), V. fasciata R.F. Castañeda, M. Stadler & Decock
(Castañeda-Ruiz et al. 2005), V. gigaspora Bhat, W.B. Kendr. & Nag Raj (Bhat & Kendrick
1993), V. minutiellipsoidea Pinnoi (Pinnoi et al. 2003), V. parva Bhat, W.B. Kendrick & Nag
102
Raj and V. rhizophorae R.M. Arias, Heredia & R.F. Castañeda (Arias-Mota et. al. 2008). The
genus is characterized by having punctiform sporodochial colonies, micronematous
conidiophores with undifferentiated conidiogenous cells and pigmented conidia with
vermiform to obpyriform separating cells. The separating cells are the great characteristics of
the genus and, according Tsui et al. (2003), it can be related to adaptations for conidial
dispersal and flotation in freshwater environments.
The most Vanakripa species have been described from submerged decaying wood, as
V. ellipsoidea, V. fasciata and V. minutiellipsoidea, or on lignicolous plant substrate in moist
forest, as V. gigaspora and V. parva (Tsui et al. 2003, Castañeda-Ruiz et al. 2005), or on bark
of Rhizophora mangle in mangrove ecosystem, as V. rhizophorae (Arias-Mota et al. 2008). In
contrast, the proposed new species were collected in a region with irregular and low annual
mean rainfall, characteristics of semi-arid Caatinga biome.
Vanakripa inexpectata is somewhat similar to V. gigaspora in having submedian septa
at conidia (Figs. 1, 2); however, the conidial length and shape of V. inexpectata are the great
characteristics to separate from V. gigaspora (Table 1). Vanakripa rhizophorae resembles V.
ellipsoidea and V. minutiellipsoidea (Fig. 2), but the conidia and separating cells of are longer
than those of V. rhizophorae. Vanakripa parva is too similar, except by the conidia ovoid to
fusiform and smaller (Table 1, Fig. 2). Vanakripa rhizophorae is the second record for the
word and the first time to South America.
Acknowledgements
Part of the support for this work came from the Program of Research of Biodiversity in the
Brazilian Semi-arid (PPBIO Semi-arid/Ministry of Technology and Science). The authors SM
Leão-Ferreira thank CAPES, ACR Cruz and LFP Gusmão thanks the CNPq and “Programa
de Pós-graduação em Botânica – PPGBot/UEFS”.
103
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105
Table 1. Synoptic characteristics for accepted Vanakripa species.
Species
V. ellipsoidea
V. fasciata
V. gigaspora
V. inexpectata
V. minutiellipsoidea
V. parva
V. rhizophorae
Conidia
Size(µm)
33−42 × 20−25
24−34 × 13−22
32−43 × 18−22
17−27 × 7−12
25−32.5 × 16−22.5
7.5−10.5 × 4−6
12.5−20 × 8−15.5
Shape
ellipsoid
ellipsoid to fusiform
clavate to obpyriform
ellipsoid
ellipsoid
ovoid to fusiform
ellipsoid
Separating cells (µm)
30−72 × 11−16
17−30 × 6−9
12.5−40 × 5−10
12−33.5 × 3−10
31−70 × 10−22.5
18−40 × 3−5.5
10−55 × 3−7
106
Fig. 1. Vanakripa inexpectata (from holotype). a General aspect
of conidioma; b Immature conidium (upper arrow) with detail of
the rhexolytic secession on the separating cells (lower arrow).
c Conidia septa (arrow) and separating cells. d Conidia. (Bars =
10µm)
107
Fig. 2. Vanakripa species. a V. rhizophorae; b V. ellipsoidea;
c V. fasciata; d V. gigaspora; e V. inexpectata sp. nov. (from
holotype); f V. minutiellipsoidea; g V. parva. (Bars = 10 µm)
108
CAPÍTULO VI
Fungos conidiais da Caatinga. Spegazzinia flabellata anam. sp. nov. e o primeiro
registro de Dictyoarthrinium para o Brasil
Artigo a ser submetido para publicação na Mycotaxon
Resumo–Duas
espécies
apresentando
conidióforos
com
desenvolvimento
basáuxico foram encontradas durante investigação de fungos conidiais no semiárido brasileiro. Uma nova espécie, Spegazzinia flabellata, e um novo registro para o
Brasil, Dictyoarthrinium sacchari, são apresentadas com comentários e ilustrações.
Lâminas permanentes dos espécimes foram depositadas no Herbário da
Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS).
Palavras-chave–fungos anamorfos, serapilheira, Serra do Ramalho.
109
MYCOTAXON
Mycotaxon Styles 2008
August 18, 2008, revision
Fungos conidiais da Caatinga. Spegazzinia flabellata
anam. sp. nov. e o primeiro registro de Dictyoarthrinium
para o Brasil.
SHEILA MIRANDA LEÃO-FERREIRA
[email protected]
&
LUÍS FERNANDO PASCHOLATI GUSMÃO
[email protected]
Departamento de Ciências Biológicas,Laboratório de Micologia
Universidade Estadual de Feira de Santana
Av. Transnordestina s/n, bairro Novo Horizonte, Feira de Santana – BA, CEP
44.036- 900, Feira de Santana, BA, Brasil.
Abstract– Two specimens with conidiophores development basauxic was
found during investigation a survey of the conidial fungi from Brazilian
semi-arid. A new species, Spegazzinia flabellata, and a new record from
Brazil, Dictyoarthrinium sacchari, are presented with commentaries and
illustrations. The permanent slides had been deposited in the Herbarium
of the “Universidade Estadual de Feira de Santana” (HUEFS).
Keywords– anamorphic fungi, leaf litter, “Serra do Ramalho”.
Introdução
Um pequeno grupo de fungos conidiais, aproximadamente 45-50
espécies distribuídas nos sete gêneros, os quais incluem Arthrinium
Kunze, Catenospegazzinia Subram., Cordella Speg., Dictyoarthrinium S.
Hughes, Endocalyx Berk. & Broome, Pteroconium Sacc. ex Grove e
Spegazzinia Sacc., apresentam conidióforos constituídos por uma célulamãe e um filamento extensível, com desenvolvimento basáuxicos (Ellis
1971; Subramanian 1991; Somrithipol 2007). Em Spegazzinia os
conídios são produzidos apenas no ápice do filamento e são, geralmente,
de dois tipos, enquanto em Dictyoarthrinium ocorre produção de apenas
um tipo de conídio que pode ser produzido tanto apical quanto
lateralmente (Mercado-Sierra 1984). Ambos possuem conídios solitários,
simples, septados, castanhos à castanho-escuros.
O semi-árido brasileiro tem revelado riqueza e diversidade de fungos
conidiais, através de pesquisas desenvolvidas no bioma Caatinga
110
(Barbosa et al. 2007; Cruz et al. 2007a, b; Gusmão et al. 2008; LeãoFerreira et al. 2008).
Material e Método
As coletas na região da Serra do Ramalho (13º30’S; 44°15’W) foram
realizadas nos municípios de Coribe, São Félix do Coribe e Serra do
Ramalho em novembro de 2007 e fevereiro de 2008. Os substratos
vegetais em decomposição foram coletados e embalados em sacos de
papel Kraft, levados ao laboratório onde foram submetidos à técnica de
lavagem em água corrente e acondicionados em câmaras-úmidas
(Castañeda-Ruiz 2005). As amostras foram observadas durante 45 dias
consecutivos e os espécimes coletados sob estereomicroscópio foram
montados em lâminas com meio composto por Resina PVL (álcool
polivinílico + ácido lático + fenol) (Trappe & Schenck 1982), sendo
depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana
(HUEFS).
Parte Taxonômica
Spegazzinia flabellata S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
Micobank
Figs.1−5
MYCELIUM plerumque in substrato immersum. HYPHAE septate, ramosae,
laeviae, brunneae. CONIDIOPHORA macronematosa, mononematosa,
basauxica, simplia, recta vel flexuosa, 8−42 × 2−3 µm, cellula
matricales conidiophori determinate, cupulate vel lageniformis, simplicia,
5–7 × 4–5 µm. CELLULAE CONIDIOGENAE monoblasticae, terminales, in
conidiophoris incorporatae. CONIDIA solitaria, simplicia, brunnea vel
atro-brunnea, duorum generum: a) globosa vel subglobosa, 4-cellulare,
11–14 × 8–16 µm, spinis 1,5–4 µm longis; b) complanata,
quadrangulares, 4-cellulare, latere irregularis, laeviae vel spinosas, 15–
18 × 13–18 µm. TELEOMORPHOSIS ignota.
HOLÓTIPO: HUEFS 136875. BRASIL. Bahia: Coribe, sobre fruto em
decomposição de dicotiledônea não identificada, col. S. M. LeãoFerreira, 16 III 2008.
ETIMOLOGIA: flabellata em referência ao conídio lobulado que se
assemelha a um ventilador.
MICÉLIO imerso no substrato. HIFAS septadas, ramificadas, lisas,
castanhas. CONIDIÓFOROS macronematosos, mononemáticos, basáuxicos,
simples, retos à flexuosos, lisos, castanho-claros, 8–42 × 2–3 µm,
surgindo de células-mãe, determinadas, cupuliformes à lageniformes,
não ramificadas, 5–7 × 4–5 µm; CÉLULAS CONIDIOGÊNICAS
monoblásticas, terminais, integradas; CONÍDIOS solitários, apresentando
duas formas: tipo a espinhosos, globosos à subglobosos, simples, 4células, castanhos à castanho-escuros, 11–14 × 8–16 µm; espinhos 1,5–4
µm de compr.; tipo b co-planados, 4-células, quadrangulares, bordas
irregulares, lisas à levemente espinhosas, simples, castanhos à castanhoescuros, 15–18 × 13–18 µm. Secessão rexolítica.
111
COMENTÁRIOS: Spegazzinia Sacc. apresenta 23 espécies caracterizadas,
principalmente pela presença de conidióforos basáuxicos com conídios
lisos, rugosos ou com espinhos proeminentes, castanhos à negros (Chen
& Tzean 2000). No gênero é comum a produção de dois tipos de
conídios, em geral, os conídios do tipo a apresentam aspecto globulosos
e espinhosos, enquanto os do tipo b são, na maioria das espécies, coplanados e lisos. Spegazzinia intermedia M.B. Ellis (Ellis 1976), S.
lobulata Thrower (McLennan et al. 1954) e S. sundara Subram.
(Subramanian 1971) estão entre as espécies que apresentam conídios tipo
b com quatro células e margem lobadas (Tabela 1). Spegazzinia
intermedia apresenta conídios tipo b semelhantes ao de S. flabellata,
entretanto não produz conídios tipo a (Ellis 1976). Em S. lobulata os
conídios tipo b apresentam margem lisa, enquanto em S. sundara os
conídios do tipo b são irregularmente lobados e maiores (Chen & Tzean
2000; Ellis 1976). Spegazzinia flabellata difere das espécies citadas, pela
presença de lobos bem delimitados e presença de espinhos evidentes nos
conídios do tipo b.
Tabela 1. Sinopse das espécies próximas de Spegazzinia flabellata
(conídios tipo b lobados)
Espécies
Conídios a
Diâmetro
Espinhos
Conídios b
Diâmetro
Espinhos
(µm)
(µm)
(µm)
(µm)
S. flabellata
11–14
2–4
15–18
1,5–4
S. intermedia
---
---
18–28
Ausente
S. lobulata
20
12
17–22
Ausente
S. sundara
10–30
9–12
17–25
Inconspícuos
Chave para as espécies próximas de Spegazzinia flabellata
1a. Conídios de um tipo.................................................................. S. intermedia
1b. Conídios de dois tipos................................................................................... 2
2a. Conídios tipo b lisos..................................................................... S. lobulata
2b. Conídios tipo b ornamentados...................................................................... 3
3a. Conídios irregularmente lobados, 17–25 µm................................ S. sundara
3b. Conídios com lobos bem delimitados, 11–14 µm...................... S. flabellata
Dictyoarthrinium sacchari (J. A. Stev.) Damon, Bull. Torrey bot. Club
80: 164. 1953.
Figs. 6−9
≡ Tetracoccosporium sacchari J.A. Stev., Johnston & Stevenson, J. Dept. Agric.
Porto Rico 1: 225. 1917.
112
CONIDIÓFOROS macronemáticos, mononemáticos, basáuxicos, simples,
retos à flexuosos, septados, lisos, hialinos 45–240 × 4,5–6 µm; surgindo
de células-mãe determinadas, cupuliformes, não ramificadas, verrucosas,
3–7 × 3,5–4,5 µm; CÉLULAS CONIDIOGÊNICAS poliblásticas, terminais,
intercalares, integradas, determinadas, cilíndricas, verrucosas, hialinas;
CONÍDIOS solitários, septados em cruz, quadrangulares ou subesféricos,
secos, verrucosos, castanhos, 9–15 µm diâm., 7–9 µm espessura.
Secessão esquizolítica.
MATERIAL EXAMINADO: BRASIL. Bahia: São Félix do Coribe, sobre
folha em decomposição de dicotiledônea não identificada, S. M. LeãoFerreira, 11 XII 2007, HUEFS 136891; BRASIL. Bahia: Serra do
Ramalho, sobre casca em decomposição de dicotiledônea não
identificada, S. M. Leão-Ferreira, 07 I 2008, HUEFS 136892; BRASIL.
Bahia: Serra do Ramalho, sobre flor em decomposição de dicotiledônea
não identificada, S. M. Leão-Ferreira, 11 I 2008, HUEFS 136893;
BRASIL. Bahia: Coribe, sobre fruto em decomposição de dicotiledônea
não identificada, S. M. Leão-Ferreira, 07 III 2008, HUEFS 136894.
DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA: Cuba (Mena-Portales & Mercado-Sierra
1987; Mercado-Sierra 1980; 1984), Ghana, Índia, Malasia, Porto Rico,
Venezuela, Zâmbia (Ellis 1971) e Ilhas Salomão (Matsushima 1971).
COMENTÁRIOS: Dictyoarthrinium sacchari foi descrito inicialmente no
gênero Tetracoccosporium Szabó, sendo posteriormente transferido para
o gênero atual em decorrência do desenvolvimento basáuxico de seus
conidióforos. Com larga distribuição nos trópicos (Kirk et al. 2001), o
gênero é composto por sete espécies apresentando conidióforos
mononemáticos ou sinemáticos, com células conidiogênicas integradas,
hialinas, e conídios septados, diferindo de Arthrinium Kunze (Kunze &
Schmidt 1817) que apresenta conídios 0-septados. Dentre as espécies do
gênero apenas D. africanum S. Hughes (Hughes 1952), apresenta
conídios com 16 células, as demais possuem conídios septados em cruz
(Somrithipol 2007). Dictyoarthrinium rabaulense Matsush. (Matsushima
1971) e D. synnematicum Somrith. (Somrithipol 2007) diferem de D.
sacchari pela presença de conídios com diâmetro maiores que 20 µm e
conidióforos em sinema, respectivamente. Dictyoarthrinium lilliputeum
P. Rag. Rao & D. Rao (Rao & Rao 1964) e D. microsporum P. Rag. Rao
& D. Rao (Rao & Rao 1964) possuem conidióforos curtos e conídios
menores, respectivamente. Dictyoarthrinium lilliputeum e D.
microsporum apresentam conídios tuberculados enquanto em D. sacchari
os conídios são verruculosos (Somrithipol 2007). O material examinado
apresenta conidióforos maiores em relação às medidas apresentadas em
descrições anteriores (Ellis 1971; Matsushima 1971; Mercado-Sierra
1984). Esta constitui a primeira ocorrência do gênero para o Brasil.
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Programa de Pós-Graduação em Botânica da
Universidade Estadual de Feira de Santana (PPGBot/UEFS), e ao Programa de
Pesquisa em Biodiversidade (PPBio - semi-árido), Ministério da Ciência e
113
Tecnologia, por todo apoio durante as expedições. A primeira autora estende os
agradecimentos à CAPES pela bolsa concedida.
Referências
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Trappe, JM. & Schenck. NC. 1982. Taxonomy of fungi forming endomycorrhizae (1-9). In:
Methods an principles of mycorrhizal research. St. Paul, The American
Phytopathological Society.
115
b
2
4
a
1
3
5
Fig.1-5: Spegazzinia flabellata. 1. Aspecto geral com produção
de conídios tipo a e b. 2. Conídio tipo a. 3. Aspecto geral com
conídio tipo a. 4. Conídio tipo b. 5. Aspecto geral com conídio
tipo b. Barr = 10µm.
116
7
8
9
6
Figs. 6-9: Dictyoarthrinium sacchari. 6. Aspecto geral. 7.
Conídios em vários estágios de desenvolvimento. 8. Septação
do conídio. 9. Célula-mãe do conidióforo. Barr = 10µm.
117
CONCLUSÕES GERAIS
Rhexolobulomyces constitui um novo gênero.
Arachnophora polybrachiata, Diplococcium multiseptatum, Endophragmiella
tubercullata,
Hermatomyces
uniseriatus,
Rexolobulomyces
pulcher,
Spegazzinia flabellata e V. inexpectata constituem novas espécies.
Dendryphiosphaera taiensis e Helicosporium nizamabadense constituem
novos registros para o Continente americano.
Endophragmiella
Memnoniella
collapsa,
levispora,
E.
dimorphospora,
Periconia
Luzfridiella
jabalpurensis,
insignus,
Pseudopetrakia
kambakkamensis, Sadasivania girisa e Vanakripa rhizophorae constituem
novos registros para a América do Sul.
Dictyoarthrinium sacchari constitui um novo registro para o Brasil.
O folhedo foi o substrato de maior ocorrência, seguido de casca.
Os novos táxons descritos estavam associados à decomposição de
substratos lignícolas, indicando a importância de futuras investigações
destes substratos.
A Serra do Ramalho apresentou diversidade de fungos conidiais, incluindo
espécies inéditas.
118
RESUMO
Os fungos conidiais constituem as fases assexuais de representantes de
Ascomycota e alguns Basidiomycota, sendo ainda pequeno o número destes
correlacionados ao estado sexual. Estes podem ser encontrados nos mais
variados ambientes, principalmente no ambiente terrestre, onde os substratos
são abundantes. O presente trabalho foi realizado com o objetivo de
desenvolver o primeiro estudo taxonômico de fungos conidiais associados à
decomposição da serapilheira na Serra do Ramalho. A Serra do Ramalho
(13°30’S; 44°15’W) é um extenso manto de calcário q ue cobre a região centrosul da Bahia, ocupando uma área de aproximadamente 2.000 Km². Foram
realizadas duas expedições, em novembro de 2007 e em fevereiro de 2008,
para coleta da serapilheira nos municípios de Coribe, São Feliz do Coribe e
Serra do Ramalho. As amostras foram submetidas à técnica de lavagem em
água corrente e câmaras-úmidas foram montadas e observadas durante 45
dias. Os fungos coletados foram transferidos diretamente para lâminas semipermanentes em meio de montagem com resina PVL e o substrato com o
fungo preservado à seco. Os espécimes foram identificados e depositados no
Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS). Foram
identificados 58 espécimes dentre os quais Dictyoarthrinium sacchari constitui
um novo registro para o Brasil, Dendryphiosphaera taiensis e Helicosporium
nizamabadense são novos registros para o Continente Americano e
Endophragmiella collapsa, E. dimorphospora, Luzfridiella insignus, Memnoniella
levispora,
Periconia
jabalpurensis,
Pseudopetrakia
kambakkamensis,
Sadasivania girisa e Vanakripa rhizophorae são novos registros para a América
do Sul. Um novo gênero, Rexolobulomyces, e as sete novas espécies
tubercullata,
Hermatomyces
uniseriatus,
Rexolobulomyces
pulcher,
Spegazzinia flabellata e Vanakripa inexpectata são propostos. Os resultados
obtidos revelam a diversidade fúngica da Serra do Ramalho, apresentando
novos registros e espécies inéditas.
Palavras-chave: Bahia, fungos conidiais, Serra do Ramalho, taxonomia.
119
ABSTRACT
The conidial fungi constitute the assexual phase of Ascomycota and some
Basidiomycota, being small the number these correlated to sexual state. These
can be found in the most varied substrate, mainly on the terrestrial environment.
The present work has aim to develop the first taxonomic study of conidial fungi
associated to decomposition of the leaf litter on “Serra do Ramalho” mountain.
The mountain (13°30’S; 44°15’W) is characterized by an extensive calcareous
rock mantle that has covered the region center-south of the Bahia state,
occupying an area of approximately 2.000 Km2. Two expeditions were realized,
in November/2007 and February/2008, to collect the leaf litter in “Coribe”, “São
Félix do Coribe” and “Serra do Ramalho” municipality. The sample composed
was washing in current water and moist chamber was mounted and observed
during 45 days. The fungi found had been transferred directly to semipermanent slides with resin PVL and the substrate were dry preserved. The
specimens had been identified and deposited at Herbarium of the “Universidade
Estadual de Feira de Santana” (HUEFS). Were identified 58 specimens,
Dictyoarthrinium sacchari constitute a new record for Brazil, Dendryphiosphaera
taiensis and Helicosporium nizamabadense are new records for American
Continent, Endophragmiella collapsa, E. dimorphospora, Luzfridiella insignus,
Memnoniella
levispora,
Periconia
jabalpurensis,
Pseudopetrakia
kambakkamensis, Sadasivania girisa and Vanakripa rhizophorae are new
records for South America. A new genus Rexolobulomyces and seven species
tubercullata,
Hermatomyces
uniseriatus,
Rexolobulomyces
pulcher,
Spegazzinia flabellata and V. inexpectata are proposed as new. These results
demonstrated the diversity of fungi at “Serra do Ramalho” mountain, presented
new records and unknown species.
Key-words: Bahia State, conidial fungi, “Serra do Ramalho”, taxonomy.
120
ANEXOS
121
Anexo I
Tabela 1: Fungos conidiais encontrados associados a substratos vegetais coletados na Serra do
Ramalho em relação à cada substrato (CA = casca, FO = folha, FL = Flor, FR = fruto, GA =
galho e PE = pecíolo).
ESPÉCIES
Alternaria alternata (Fr.) Keissl.
Arachnophora polybrachiata S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
Beltrania rhombica Penz.
Beltraniella portoricensis (F. Stevens) Piroz. & S.D. Patil
Curvalaria intermedia Boedijn
C. lunata (Wakker) Boedijn
Dactylaria botulispora R.F. Castañeda & W.B. Kendr.
Dendryphiopsis atra R.F. Castañeda & W.B. Kendr.
Dendryphiosphaera taiensis Lunghini & Rambelli
Dictyoarthrinium sacchari (J.A. Stev.) Damon
Dictyochaeta britanica (M.B. Ellis) Whitton, McKenzie & K.D.
Hyde
Diplocladiella scalaroides G. Arnaud ex M.B. Ellis
Diploccocium multiseptatum S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
Endophragmiella collapsa (B. Sutton) S. Hughes
E. dimorphospora (Awao & Udagawa) S. Hughes
E. tubercullata S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
Fusariella concinna (Syd.) S. Hughes
Gonytrichum clhamidosporium G.L. Barron & G.C. Bhatt
G. macrocladum (Sacc.) S. Hughes
Gyrothrix circinata (Berk. & M.A. Curtis) S. Hughes
G. hughesii Piroz.
G. microsperma (Höhn.) Piroz.
Helicosporium aureum (Corda) Linder
H. nizamabadense P.Rag. Rao & D. Rao
H. griseum Berk. & M.A. Curtis
Hermatomyces uniseriatus S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
Hyphodiscosia jaipurensis Lodha & K.R.C. Reddy
Junewangia globulosa (Tóth) W.A. Baker & Morgan-Jones
Lobatopedis longistriatum A.C. Cruz, Gusmão, S.M. Leão &
R.F. Castañeda
Luzfridiella insignis R.F. Castañeda & W.B. Kendr.
Memnoniella echinata (Rivolta) Galloway
M. levispora Subram.
Menisporopsis theobromae S. Hughes
Mycoenterolobium platysporum Goos
Myrothecium indicum R.A. Singh & Dular
Myrothecium leucotrichum (Peck) M.C. Tulloch
Periconia hispidula (Pers.) E.W. Mason & M.B. Ellis
P. jabalpurensis D.P. Tiwari & P.D. Agrawal
P. tirupatiensis Subram.
Pithomyces chartarum (Berk. & M.A. Curtis) M.B. Ellis
P. maydicus (Sacc.) M.B. Ellis
SUBSTRATO
CA FO FL FR GA PE
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
TO*
1
1
3
1
1
2
1
2
1
4
1
1
1
1
1
1
3
4
1
4
2
2
2
1
1
2
2
2
2
1
2
2
1
2
1
2
2
1
1
3
2
Continuação
ESPÉCIES
Pseudobotrytis terrestris (Timonin) Subram.
Pseudopetrakia kambakkamensis (Subram.) M.B. Ellis
Rhexolobulomyces pucher S. M. Leão & Gusmão gên. e sp.
nov.
Sadasivania girisa Subram.
Sarcopodium circinatum Ehrenb.
Scolecobasidium tshawytschae (Doty & D.W. Slater) McGinnis
& Ajello
Spegazzinia flabellata S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
S. tessarthra (Berk. & M.A. Curtis) Sacc.
Stachybotrys chartarum (Ehrenb.) S. Hughes
S. globosa P.C. Misra & S.K. Srivast.
S. nephrospora Hansf.
Thozetella cristata Piroz. & Hodges
Torula herbarum (Pers.) Link
Vanakripa inexpectata S. M. Leão & Gusmão sp. nov.
V. rhizophorae R.M. Arias, Heredia & R.F. Castañeda
Virgaria nigra (Link) Nees
Volutella minima Höhn
Total
TO*: Total de ocorrência para cada espécie.
SUBSTRATO
CA FO FL FR GA PE
X
X
X
X
X
X
1
1
1
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
21
X
X
X
X
31
TO*
2
1
1
01
17
18
09
1
2
3
1
1
2
2
3
1
2
1
97
Anexo II
Tabela 2: Relação de espécimes depositados na Coleção de Cultura de Microrganismos da
Bahia (CCMB)
ESPÉCIMES
Alternaria alternata (Fr.) Keissl.
Curvalaria intermedia Boedijn
C. lunata (Wakker) Boedijn
Dactylaria botulispora R.F. Castañeda & W.B. Kendr.
Dictyoarthrinium sacchari (J.A. Stev.) Damon
Dictyochaeta britanica (M.B. Ellis) Whitton, McKenzie & K.D.
Hyde
Gonytrichum macrocladum (Sacc.) S. Hughes
Helicosporium aureum (Corda) Linder
Memnoniella levispora Subram.
M. levispora Subram.
Periconia hispidula (Pers.) E.W. Mason & M.B. Ellis
Pithomyces chartarum (Berk. & M.A. Curtis) M.B. Ellis
P. maydicus (Sacc.) M.B. Ellis
Pseudopetrakia kambakkamensis (Subram.) M.B. Ellis
Stachybotrys nephrospora Hansf.
Thozetella cristata Piroz. & Hodges
Torula herbarum (Pers.) Link
Volutella minima Höhn
Total
CÓD. LAMIC
0125/07
0014/08
0075/08
0051/08
0058/08
0077/08
HUEFS
136896
136904
136903
136905
136892
136910
0034/08
0073/08
0120/07
0033/08
0026/08
0048/08
0065/08
0025/08
0123/07
0126/07
0012/08
0062/08
0070/08
0013/08
137820
137839
136884
136884
137862
137869
137874
136887
137893
137894
137894
137895
137899
137905
20
Anexo III
Instruções aos autores dos respectivos periódicos para os quais cada capítulo será enviado.
Cap. I - Acta Botânica Brasílica
Cap. II - Mycologia
Cap. III - Fungal Diversity
Cap. IV e VI - Mycotaxon
Cap. V - Mycological Progress
INSTRUÇÕES AOS AUTORES
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•
ISSN
0102-3306
impressa
ISSN
1677-941X
online
Objetivo
Normas gerais para publicação de artigos na
Acta Botanica Brasilica
versão
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A Acta Botanica Brasilica, publica artigos originais em
todas as áreas da Botânica, básica ou aplicada, em Português,
Inglês ou Espanhol. Os trabalhos deverão ser motivados por
uma pergunta central que denote a originalidade e o
potencial interesse da pesquisa, de acordo com o amplo
espectro de leitores nacionais e internacionais da Revista,
inserindo-se no debate teórico de sua área.
Normas gerais para publicação de artigos na Acta Botanic
1. A Acta Botanica Brasilica publica artigos originais em todas as áreas da Botânica,
básica ou aplicada, em Português, Espanhol ou Inglês. Os trabalhos deverão ser motivados
por uma pergunta central que denote a originalidade e o potencial interesse da pesquisa,
de acordo com o amplo espectro de leitores nacionais e internacionais da Revista,
inserindo-se no debate teórico de sua área.
2. Os artigos devem ser concisos, em quatro vias, com até 25 laudas, seqüencialmente
numeradas, incluindo ilustrações e tabelas (usar fonte Times New Roman, tamanho 12,
espaço entre linhas 1,5; imprimir em papel tamanho A4, margens ajustadas em 1,5 cm). A
critério da Corpo Editorial, mediante entendimentos prévios, artigos mais extensos
poderão ser aceitos, sendo o excedente custeado pelo(s) autor(es).
3. Palavras em latim no título ou no texto, como por exemplo: in vivo, in vitro, in loco, et
al. devem estar em itálico.
4. O título deve ser escrito em caixa alta e baixa, centralizado, e deve ser citado da mesma
maneira no Resumo e Abstract da mesma maneira que o título do trabalho. Se no título
houver nome específico, este deve vir acompanhado dos nomes dos autores do táxon,
assim como do grupo taxonômico do material tratado (ex.: Gesneriaceae, Hepaticae, etc.).
5. O(s) nome(s) do(s) autor(es) deve(m) ser escrito(s) em caixa alta e baixa, todos em
seguida, com números sobrescritos que indicarão, em rodapé, a filiação Institucional e/ou
fonte financiadora do trabalho (bolsas, auxílios etc.). Créditos de financiamentos devem
vir em Agradecimentos, assim como vinculações do artigo a programas de pesquisa mais
amplos, e não no rodapé. Autores devem fornecer os endereços completos, evitando
abreviações, elegendo apenas um deles como Autor para correspondência. Se desejarem,
todos os autores poderão fornecer e-mail.
6. A estrutura do trabalho deve, sempre que possível, obedecer à seguinte seqüência:
- RESUMO e ABSTRACT (em caixa alta e negrito) - texto corrido, sem referências
bibliográficas, em um único parágrafo e com cerca de 200 palavras. Deve ser precedido
pelo título do artigo em Português, entre parênteses. Ao final do resumo, citar até cinco
palavras-chave à escolha do autor, em ordem de importância. A mesma regra se aplica ao
Abstract em Inglês ou Resumen em Espanhol.
- Introdução (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): deve conter uma
visão clara e concisa de: a) conhecimentos atuais no campo específico do assunto tratado;
b) problemas científicos que levou(aram) o(s) autor(es) a desenvolver o trabalho; c)
objetivos.
- Material e métodos (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): deve
conter descrições breves, suficientes à repetição do trabalho; técnicas já publicadas devem
ser apenas citadas e não descritas. Indicar o nome da(s) espécie(s) completo, inclusive
com o autor. Mapas - podem ser incluídos se forem de extrema relevância e devem
apresentar qualidade adequada para impressão. Todo e qualquer comentário de um
procedimento utilizado para a análise de dados em Resultados deve, obrigatoriamente,
estar descrito no item Material e métodos.
- Resultados e discussão (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda):
podem conter tabelas e figuras (gráficos, fotografias, desenhos, mapas e pranchas)
estritamente necessárias à compreensão do texto. Dependendo da estrutura do trabalho,
resultados e discussão poderão ser apresentados em um mesmo item ou em itens
separados.
As figuras devem ser todas numeradas seqüencialmente, com algarismos arábicos,
colocados no lado inferior direito; as escalas, sempre que possível, devem se situar à
esquerda da figura. As tabelas devem ser seqüencialmente numeradas, em arábico com
numeração independente das figuras.
Tanto as figuras como as tabelas devem ser apresentadas em folhas separadas (uma para
cada figura e/ou tabela) ao final do texto (originais e 3 cópias). Para garantir a boa
qualidade de impressão, as figuras não devem ultrapassar duas vezes a área útil da revista
que é de 17,5?23,5 cm. Tabelas - Nomes das espécies dos táxons devem ser mencionados
acompanhados dos respectivos autores. Devem constar na legenda informações da área de
estudo ou do grupo taxonômico. Itens da tabela, que estejam abreviados, devem ter suas
explicações na legenda.
As ilustrações devem respeitar a área útil da revista, devendo ser inseridas em coluna
simples ou dupla, sem prejuízo da qualidade gráfica. Devem ser apresentadas em tinta
nanquim, sobre papel vegetal ou cartolina ou em versão eletrônica, gravadas em .TIF, com
resolução de pelo menos 300 dpi (ideal em 600 dpi). Para pranchas ou fotografias - usar
números arábicos, do lado direito das figuras ou fotos. Para gráficos - usar letras
maiúsculas do lado direito.
As fotografias devem estar em papel brilhante e em branco e preto. Fotografias coloridas
poderão ser aceitas a critério da Corpo Editorial, que deverá ser previamente
consultada, e se o(s) autor(es) arcar(em) com os custos de impressão.
As figuras e as tabelas devem ser referidas no texto em caixa alta e baixa, de forma
abreviada e sem plural (Fig. e Tab.). Todas as figuras e tabelas apresentadas devem,
obrigatoriamente, ter chamada no texto.
Legendas de pranchas necessitam conter nomes dos táxons com respectivos autores.
Todos os nomes dos gêneros precisam estar por extenso nas figuras e tabelas. Gráficos enviar os arquivos em Excel. Se não estiverem em Excel, enviar cópia em papel, com boa
qualidade, para reprodução.
As siglas e abreviaturas, quando utilizadas pela primeira vez, devem ser precedidas do seu
significado por extenso. Ex.: Universidade Federal de Pernambuco (UFPE); Microscopia
Eletrônica de Varredura (MEV).
Usar unidades de medida de modo abreviado (Ex.: 11 cm; 2,4 µm), o número separado da
unidade, com exceção de percentagem (Ex.: 90%).
Escrever por extenso os números de um a dez (não os maiores), a menos que seja medida.
Ex.: quatro árvores; 6,0 mm; 1,0 4,0 mm;125 exsicatas.
Em trabalhos taxonômicos o material botânico examinado deve ser selecionado de
maneira a citarem-se apenas aqueles representativos do táxon em questão e na seguinte
ordem: PAÍS. Estado: Município, data, fenologia, coletor(es) número do(s) coletor(es)
(sigla do Herbário).
Ex.: BRASIL. São Paulo: Santo André, 3/XI/1997, fl. fr., Milanez 435 (SP).
No caso de mais de três coletores, citar o primeiro seguido de et al. Ex.: Silva et al.
(atentar para o que deve ser grafado em CAIXA ALTA, Caixa Alta e Baixa, caixa baixa,
negrito, itálico).
Chaves de identificação devem ser, preferencialmente, indentadas. Nomes de autores de
táxons não devem aparecer. Os táxons da chave, se tratados no texto, devem ser
numerados seguindo a ordem alfabética. Ex.:
1. Plantas terrestres
2. Folhas orbiculares, mais de 10 cm diâm.
................................................ 2. S. orbicularis
2. Folhas sagitadas, menos de 8 cm compr.
.................................................. 4. S. sagittalis
1. Plantas aquáticas
3. Flores brancas .............................. 1. S. albicans
3. Flores vermelhas ......................... 3. S. purpurea
O tratamento taxonômico no texto deve reservar o itálico e o negrito simultâneos apenas
para os nomes de táxons válidos. Basiônimo e sinonímia aparecem apenas em itálico.
Autores de nomes científicos devem ser citados de forma abreviada, de acordo com índice
taxonômico do grupo em pauta (Brummit & Powell 1992 para Fanerógamas). Ex.:
1. Sepulveda albicans L., Sp. pl. 2: 25. 1753.
Pertencia albicans Sw., Fl. bras. 4: 37, t. 23, f. 5. 1870.
Fig. 1-12
Subdivisões dentro de Material e métodos ou de Resultados e/ou discussão devem ser
escritas em caixa alta e baixa, seguida de um traço e o texto segue a mesma linha. Ex.:
Área de estudo - localiza se ...
Resultados e discussão devem estar incluídos em conclusões.
- Agradecimentos (em caixa alta e baixa, negrito, deslocado para a esquerda): devem ser
sucintos; nomes de pessoas e Instituições devem ser por extenso, explicitando o porquê
dos agradecimentos.
- Referências bibliográficas
- Ao longo do texto: seguir esquema autor, data. Ex.:
Silva (1997), Silva & Santos (1997), Silva et al. (1997) ou Silva (1993; 1995), Santos
(1995; 1997) ou (Silva 1975; Santos 1996; Oliveira 1997).
- Ao final do artigo: em caixa alta e baixa, deslocado para a esquerda; seguir ordem
alfabética e cronológica de autor(es); nomes dos periódicos e títulos de livros devem ser
grafados por extenso e em negrito. Exemplos:
Santos, J. 1995. Estudos anatômicos em Juncaceae. Pp. 5-22. In: Anais do XXVIII
Congresso Nacional de Botânica. Aracaju 1992. São Paulo, HUCITEC Ed. v.I.
Santos, J.; Silva, A. & Oliveira, B. 1995. Notas palinológicas. Amaranthaceae. Hoehnea
33(2): 38-45.
Silva, A. & Santos, J. 1997. Rubiaceae. Pp. 27-55. In: F.C. Hoehne (ed.). Flora Brasilica.
São Paulo, Secretaria da Agricultura do Estado de São Paulo.
Para maiores detalhes consulte os últimos fascículos recentes da Revista, ou os links
da mesma na internet: www.botanica.org.br. ou ainda artigos on line por intermédio de
www.scielo.br/abb.
Não serão aceitas Referências bibliográficas de monografias de conclusão de curso de
graduação, de citações resumos simples de Congressos, Simpósios, Workshops e
assemelhados. Citações de Dissertações e Teses devem ser evitadas ao máximo; se
necessário, citar no corpo do texto. Ex.: J. Santos, dados não publicados ou J. Santos,
comunicação pessoal.
INSTRUCTIONS FOR AUTHORS 2009
Mycologia publishes papers on all aspects of fungi, including lichens. Subjects appropriate to the
journal are physiology and biochemistry, ecology, pathology, development and morphology,
systematics, cell biology and ultrastructure, genetics, molecular biology, evolution, applied aspects
and new techniques. Publication in Mycologia is for both members and nonmembers of the
Mycological Society of America. Papers appropriate for the journal are: (i) regular articles reporting
original research, (ii) notes or brief articles reporting research or new techniques, (iii) invited
papers, (iv) reviews and minireviews. Authors should consult the editor before submitting a review
manuscript.
Papers are limited to 10 printed pages, including tables and illustrations. One printed page is
equivalent to 2.8 typed pages with one-inch margins, double spacing and 12-point type. These
instructions represent 12 typed pages. Regular articles will be published in the approximate order of
their acceptance. After a manuscript has been accepted, the author will receive page proofs and a
form for publication charges. Authors will be asked to pay page charges, currently $60 per page.
However payment of page charges is not a condition of acceptance for publication.
SUBMITTING PAPERS
The Web site.— – Go to http://mycologia.allentrack.net. This page will welcome you to
Mycologia’s online manuscript submission and review system. The first time you use the system,
you will register for an account and be assigned a login name and password; you will use your login
and password every time you return to the site to check on the status of your paper or attend to a
task.
Choices.— – You will have two: One lets you submit a paper and the other provides guidelines for
authors. (Take a look at those guidelines; they will save you time and help you make the best use of
the system.) After you submit a paper, you will have a third option that links you to information
concerning your submission.
Uploading files.— – The system receives documents in up to five separate components. These are:
the file for the cover letter; the article file, which includes the text, literature cited and legends; the
table file (or files); the figure file (or files); and the file for supplemental documents such as
alignments. Before uploading please divide your manuscript into these components.
Files converted to PDF.— – Once your files are uploaded to the database, they are converted to
PDF files that can be viewed, downloaded and printed. Most word-processing formats (e.g.
MSWord, WordPerfect, text, Postscript and rich text format) are convertible. Figures can be
uploaded in JPEG, TIFF, GIF, EPS, PDF or Postscript formats. Higher resolution, publicationquality figures are not required for submission and review. However if your paper is accepted for
publication you will be asked to deliver the final version of your figures in specific formats that
ensure high quality and accurate reproduction. (The minimum standard for publication-quality
halftone photos is 300–450 dots per inch; the minimum for line art and cover art is 600 dpi.
Mycologia therefore recommends creating your figures with publication in mind.
Confirmation required.— – The system will ask you to confirm that the files have converted
correctly; check those files to ensure the system converted each element properly. (Even if you
submit your manuscript as a PDF file, you still should check to ensure that the files open correctly.)
Your paper will be considered officially submitted only after the system receives your
confirmation.
Red arrows.— – As you go through the steps, keep an eye out for red arrows. These will indicate
that you need to take action on something.
Saving time.— – Converting most files takes 5–10 min, but a large file, such as one of a complex
illustration, sometimes takes longer. Conversion time also depends on the speed of your Internet
connection. In any case the time saved by the new system makes up for any delay in uploading
files.
Ready for review.— – Once a manuscript is in the system, the Mycologia Editorial Office will
assign a tracking number and an associate editor; the manuscript then will enter the peer-review
process.
GENERAL
The guidelines for preparing a manuscript are basically the same as they were when hard copies
were submitted by mail. In brief prepare your paper as follows:
Papers are published in American English (USA). Spelling examples include: among, center, color,
flavor, gray, ocher, program, theater and toward.
Neatly typed, clean copy is required. Double space throughout (all parts, including title, addresses,
footnotes, legends, tables, literature citations, etc.). Use line-number guides (left margin) on the
original version; these should be removed in the revised version.
Identify each page (other than the first) with the first author’s name and the page number in the top
right margin.
Leave at least a 2.5 cm margin on all sides.
All text must be left aligned so that the right margin is uneven (not justified).
Do not place page breaks between sections except for tables.
Paragraph indents should be consistent throughout the file. Use the tab key or paragraph indent, not
multiple spaces.
Primary headings should be flush left.
Remove all extra vertical space above or below titles, headings or paragraphs. Do not format
additional space (6 point or 12 point) between paragraphs or sections. These will be produced by
typesetting codes at the press.
Do not use hanging indents in LITERATURE CITED. Place an extra line feed between references
for improved legibility.
Boldface, italic, small caps, subscript and superscript commands should be used. These are
normally the only word-processing commands used by the typesetter.
Distinguish among hyphens -, en dashes –, em dashes — and minus signs –. Each has a distinct use.
Hyphens are used to join words, such as Douglas-fir. Use en dashes to indicate numerical or
alphabetical ranges. Do not confused hyphen and minus signs, – and – respectively. Use em dashes
in the No. 2 heading.— and three times ——— to designate repeated authors’ names in literature
citations.
Never use commas within numbers (e.g. 1000 or 20 500).
Use small caps in the words TABLES(S), FIG(S). Each table is designated with Roman numerals;
figures with Arabic numerals. Program settings also should be small caps (e.g. MULPARS,
SUMPT, MULTREES, TBR).
Copies of DNA sequence alignments must be submitted.
Alignments will not be published in Mycologia but must be deposited in TreeBASE or similar
public database for final acceptance.
Microsoft Word is preferred. Final version should not be a PDF.
Manuscripts requiring extensive alterations by the editor will be returned to the author for
correction of the computer file.
Manuscripts and text.— – Authors should follow suggestions in the latest edition of the CBE Style
Manual and are urged to have one or more colleagues read and criticize the manuscript before
submitting it. When in doubt about style, abbreviations or punctuation, refer to recent issues of
Mycologia.
Articles include these items, in this order: short title for running head, title, author(s) name(s) and
address(es), Abstract, Key words, text (with desired headings), INTRODUCTION, MATERIALS
AND METHODS, RESULTS, DISCUSSION, ACKNOWLEDGMENTS, LITERATURE CITED,
LEGENDS and FOOTNOTES. Notes or articles of less than four printed pages, including
illustrations, ordinarily will be published as brief articles. The manuscript format should be similar
to regular articles, except that no primary headings are used other than to designate LITERATURE
CITED. Secondary headings may be used and are encouraged for clarity of organization.
DETAILS
Short title.— – An idea expressed by 3–5 words is recommended.
Title.—. Make title short but informative; inclusion of a verb to communicate a complete idea is
highly recommended (e.g. "Cytoplasmic dynein is involved in nuclear migration in Aspergillus
nidulans", not "Cytoplasmic dynein and nuclear migration in Aspergillus nidulans"). Omit names of
authors of taxa. Omit higher taxonomic categories (phylum, order, family); place these in the
abstract or key words. Do not abbreviate. Capitalize only the first word and proper nouns; the rest is
lowercase.
Authors.— – Place each name on a separate line, followed by the address on a new line. Addresses
are italicized and typed as one paragraph. Do not indent. Authors in sequence with the same
address have the address after the last author in the sequence. Provide the e-mail address of the
corresponding author in a footnote after the legends.
Abstract: Include abstract (before the text) in all articles. Abstract begins in bold italic at the left
margin with the text immediately following on the same line. The abstract should be written as a
single paragraph, presenting the salient points of the article. It must stand alone and be informative
without the need for reference to the text.
Key words: Each article must be accompanied by a listing of several key words as an aid to
abstracting journals and retrieval. Key words should supplement the title and not duplicate title
words. Insert the key words in alphabetical order immediately after the abstract on a separate
indented line beginning with the indented designation Key words: (boldface italics).
Headings.— – Primary headings should begin at the left margin. Usual primary headings are
INTRODUCTION,
MATERIALS
AND
METHODS,
RESULTS,
DISCUSSION,
ACKNOWLEDGMENTS and LITERATURE CITED. Do not combine RESULTS and
DISCUSSION sections. Other headings, such as TAXONOMY and/or taxonomic names, may be
used to suit the purposes of the paper. Start second-level headings at left margin; use only as
necessary for clarity; italicize (except scientific names) followed by a period and an em dash. Thirdlevel headings also are italicized but indented and followed by a period only.
Lists.— – Numbered lists in paragraphs should use lowercase Roman numerals in parentheses, such
as (i), (ii), (iii), etc. They should be run in a continuous paragraph, not set off as separate
paragraphs; see next paragraph.
Abbreviations.— – Abbreviations follow CBE Style Manual. Commonly used abbreviations are: (i)
time—y, mo, wk, d, h, min, s; names of months by first three letters—Jan, Feb, Mar, Apr, May,
Jun, Jul; (ii) volume—L, mL, mL; (iii) size—km, m, cm, mm, mm, nm; (iv) concentration in
molarity—M, mM, mM, nM, pM—differs from molecular amounts—mol, mmol, mmol, pmol; (v)
distinguish g (grams) from g (force of gravity) by italics for the latter; (vi) temperature—C as 28 C,
not 28°C, use the degree sign only for angular measures, latitude and longitude; (vii) P probability
(uppercase italics). Notice that singular and plural forms are identical and periods are not used for
standard abbreviations (PCP). Exceptions are FIG., FIGS. Do not abbreviate state or province
names (e.g. California, not CA; Ontario, not ON).
Marks and symbols.— – Parentheses enclose brackets in text ([]). Use the prime symbol ', as in 5'
or 3' in sequences; don’t use an apostrophe ', an accent ' or a right single quotation mark '. The
single prime denotes minutes and double prime ('') denotes seconds in latitude and longitude. Use
the times symbol x in equations; do not use x.
Scientific names.— – Italicize only generic, infrageneric (subgenus, section), specific and
infraspecific taxa. Citation of nomenclatural authorities for taxa is optional except for taxonomic
papers. When cited, authors of all specific and infraspecific taxa, except forma specialis, should be
given but only when first used in the text or in a table. If authors for taxa are cited in a table, do not
repeat in the text. For abbreviation of authors’ names, see Kirk PM, Ansell AE. (1992). Authors of
fungal
names.
Index
of
Fungi
supplement,
also
available
online
at:
http://www.indexfungorum.org/AuthorsOfFungalNames.htm.
New taxa, keys and formal descriptions.— – Place names of new taxa flush with left margin in
boldface, not italics, followed by author(s) and status (e.g. sp. nov., stat. nov.) in lightface roman.
Follow with brief but descriptive Latin diagnosis (required for all new taxa except fossil forms and
bacteria) in paragraph form. After the English description, designate the type specimen and place of
deposit. Authors are responsible for the accuracy of the Latin diagnosis; consult a Latin scholar; the
editor does not check diagnoses.
An English description, in paragraph form, follows the Latin. Record measurements as length by
width (or diam); place exceptional dimensions in parentheses: (10–)12–15(–16.5) x 3 5–6.2 mm.
Note spacing, en dashes and multiplication symbol. Dates preferably should be cited as (example)
10 Aug 1995 or 10-VIII-1995, not 8/10/95. Authors are urged to deposit voucher specimens and to
cite those specimens appropriately. Failure to do so may delay review and publication.
Scientific names for newly described species and new combinations must be submitted to
Mycobank (http://www.MycoBank.org) prior to publication. The MycoBank accession number
should be provided immediately after the new name in the protologue.
Type titles of keys in all capitals as a primary heading. Keys must be dichotomous, the couplets
numbered and block indented. Leads of first couplet begin at left margin, as do those of third, fifth,
etc. Leads of second (fourth, sixth, etc.) are tab indented equal to five spaces. Turnover lines should
be justified at left with the preceding line. Normally keys with four or fewer couplets will be set in
one column, while keys of five or more couplets will be set across two columns.
Citing collections.— – This standard format should be used:
Specimens examined. COUNTRY. STATE/PROVINCE: city/town, locality, map coordinates,
elevation. Substrate, date (e.g. 10 Aug 1995 or 10-VIII-1995), collector number (italicize or
underline collector and collector number) (HOLOTYPE, ISOTYPE, etc. designations go here when
applicable. HERBARIUM). Use the standard recommended abbreviations for herbaria (Holmgren
et al 1990. Index herbariorum, 8th ed. Regnum Vegetabile. Vol. 120). The word HERBARIUM is
omitted.
Specimens and molecular sequence data.— – Authors are urged to deposit voucher specimens and
cultures in public herbaria and culture collections, citing these in the paper. Molecular sequence
data must be deposited in a molecular sequence repository. Mycologia will not publish nucleic acid
sequences or sequence alignments other than short or unique sequences. Hard copies or electronic
copies on disk should be provided for review. Authors must deposit sequence alignments in
TreeBASE at http://herbaria.harvard.edu/treebase/ or in a similar public database and cite accession
numbers. New sequences must be submitted to GenBank or a similar public database and accession
numbers cited.
Literature cited.— – Consult The CBE Manual for Authors, Editors, and Publishers. 6th ed. Cite
references in the text by author-date (name-year system). All references must be cited in the text
and any extras deleted. Journal citations and abbreviations must follow the rules for abbreviating
titles in The CBE Manual for Authors, Editors, and Publishers. 6th ed. p 743–746. When in doubt
provide the unabbreviated title. Do not include personal communications, unpublished data, Web
page URL, manuscripts or partial page numbers from books and theses in LITERATURE CITED;
place such references in the text. Manuscripts must have been accepted for publication before they
may be cited as (In press). A copy of the letter of acceptance is required. Cite the journal name and
volume number. Type references flush left with no hanging indent. Use three em dashes to replace
repeated author(s) name(s). Use an en dash to indicate page ranges.
Consult a recent issue of Mycologia for citation style. Examples of the most common forms of
citation are below (note spacing and punctuation). Hanging indents should not be used; Allen Press
will set these. To increase readability for editors and typesetters, place an extra line feed between
citations. These are easily removed from the computer file.
Illustrations.— – Designate all illustrations (photographs, graphs, line drawings) as figures
(abbreviate FIG.) and number consecutively in Arabic numerals. A plate of drawings or
photographs may be treated as one figure with letters for each element or as several figures with
each figure numbered consecutively. The use of capital letters for each element is highly
recommended for readability. Do not place numbers on single figures that stand alone. Type
legends consecutively, in paragraph form after LITERATURE CITED. See recent issue of
Mycologia for format. Plates and figures should be planned so that the figures are numbered (with
Arabic numerals) consecutively in the order that they are referenced in the text to allow proper
placement of the figures in the published paper.
Figures must be designed to fit a maximum of 8.2 cm (3.25 inches, one column) or 17.1 cm (6.75
inches, two columns) wide by 23.4 cm (9.25 inches) high, including space for the legend after
reduction. Plan figures to use the full one- or two-column width. Figures should be less than the
maximum height to permit insertion of the legend beneath. Individual graphs usually will be
reduced to one column width. Maximum size of plate submitted, including margins, may not
exceed 30 x 43 cm (12 x 17 inches). Numbers and letters for figures, graphs and drawings should
be approximately the same style and size as those in the text of Mycologia (i.e. 12-point type [ca.
2.5 mm tall]). Times New Roman is preferred. Use uppercase and lowercase, not all capitals.
Reduction or enlargement of numbers and letters should be taken into account when planning
figures, graphs and drawings if they will not be reproduced at the original size. Graphs and
photographs preferably should be at actual size for printing.
Footnotes.— – Avoid footnotes in the text. If used number them consecutively and place at the end
of the article after the legends. Do not use your word processor footnote or endnote command. Do
not include acknowledgments, except required institutional statements, in footnotes. Lengthy
descriptions of tabular material should not be in footnotes to tables but incorporated into the text.
Footnotes to the text use superscript numbers. Footnotes to tables use superscript lowercase letters.
Tables.— – Keep them to a minimum. Before constructing a table determine whether the data
might be better treated in narrative form in the text. Almost all short tables can be put in such form.
Each table begins on a separate page. Tables are numbered in Roman numerals, and the word
TABLE with its number begins at the left margin. The title follows in paragraph form, doublespaced. Titles must be brief. Keep footnotes to a minimum, using superscript lowercase letters (not
Arabic numerals or other symbols). Omit vertical lines. See Mycologia for use of horizontal
separation lines.
LITERATURE CITED
Bennett JW, Arnold J. 2001. Genomics for Fungi. In: Howard R, Gow N, eds. Biology of the
fungal cell. Berlin, Germany: Springer-Verlag: The Mycota XIII:268–297.
Fallah PM. 1999. Ascomycetes from north temperature lakes in Wisconsin [Doctoral dissertation].
Urbana-Champaign: Univ. Illinois. 190 p.
Klich, MA. 2002. Biogeography of Aspergillus species in soil and litter. Mycologia 94(1):21–
27.[Abstract/Free Full Text]
Ridgway R. 1912. Color standards and color nomenclature. Washington, DC: Published by the
author. 43 p, 53 pl.
Xiang X, Beckwith SM, Morris NR. 1994. Cytoplasmic dynein is involved in nuclear migration in
Aspergillus nidulans. Proc Nat Acad Sci USA 91:2100–2104.[Abstract/Free Full Text]
———, Morris N. 1999. Hyphal tip growth and nuclear migration. Curr Opin Microbiol 2:636–
640.[CrossRef][Medline]
Fungal Diversity
Fungal Diversity is an international journal that publishes papers in all fields of mycology, with
preference in biodiversity, systematics, and molecular phylogeny. Review papers are welcome.
Papers should be at least seven pages in Fungal Diversity Format. Publication is open to all
persons. Corresponding authors will receive their published articles in PDF format. We do not
encourage checklists as these should normally be published in regional journals. Introduction of
new species and genera should normally be supported by molecular data.
General Instructions
• Stage one. Abstracts of Manuscripts should be submitted using our automated submissions form
and must include the exact e-mail address of the corresponding author. The Abstracts must not be
more than 1.5mb. The best way to submit is to use a word document. The authors will receive
acknowledgement through email within seven days after submitting. If there is no
acknowledgement the authors may conclude that the manuscript has not reached Fungal Diversity.
Stage two
If your abstract is sucessful the following will apply.
•You should include (i) title of the article and (ii) name, address, fax. and e-mail address of the
corresponding author
• Electronic manuscripts should be submitted in word format. For review purposes all figures and
tables should be inserted into the text. All figures, trees and plates should also be submitted as
separate jpeg or Tiff files. Excel files for Tables are not acceptable.
• The template of manuscript can be downloaded from the web site at the end of this page.
• Page size 21.6 × 28 cm (8.5 × 11 inches), leave 2 cm margin on all sides and 1.5-spaced
throughout. All paragraphs should be indented and justified aligned, except tables that should be
left
aligned.
• The content should be set out into four major sections: (i) Introduction; (ii) Materials and
methods; (iii) Results; and (iv) Discussion, in most circumstances. Acknowledgements, references,
figure legends, figures and tables should be followed in order. Commonly used abbreviations are as
follows: (i) volume: mL; (ii) length: km; (iii) concentration: M; (iv) weight: kg; (v) temperature:
°C;
(vi)
others:
Fig.,
Figs.
Months
are
not
abbreviated.
• Take all symbols from symbol (normal text) in MS Word.
• Words of non-English origin, like in vivo, et al., ibid. and scientific names should be italicised.
• Brackets are used in the following order: {level 3 [level 2 (level 1)]}.
• Citation of nomenclatural authorities for taxa is optional except for taxonomic papers. For
abbreviation of authors' names, use
http://www.indexfungorum.org/Names/AuthorsOfFungalNames.asp.
• Multiple references cited in text should be in chronological order, while multiple references from
the same year are cited in alphabetical order. Where there are three or more authors, cite the first
name only in text, adding et al. for all citations (Armstrong, 2000; Bell and Bell, 2000; Armstrong
et al., 2002a,b, 2003).
• References in reference list should be in ascending order of authors' names first, followed by year.
Journal
names
and
book
titles
should
be
spelt
in
full
form.
• Figures should be numbered consecutively with Arabic numbers, and in the order that they are
referenced in the text.
• Figures must be submitted as electronic files and they must be composed into plates. Figures must
fit a maximum of 20 cm high by 13.5 wide including space for the legend after reduction. Single
photographs that need mounting together are not acceptable. Electronic figures must be captured at
or above 600 dpi resolution.
• Sequences must be deposited in the GenBank, full alignment of datasets must be submitted to the
TreeBASE and a Mycobank number must be added for new species and taxonomic changes.
• Please note that all papers in Fungal Diversity are peer reviewed.
Home :: About the Journal :: Publications :: Indices :: How to Order :: Instructions to
Authors :: Online Resources
you are here > > home... instructions to authors
Instructions to Authors
Mycotaxon is an international journal for articles on the taxonomy and nomenclature of
fungi. Publication is open to everyone. The Editor-in-Chief receives publication-ready text
documents and illustrations that have been reviewed prior to submission by two
mycological experts. The author is responsible for providing potential peer reviewers with
a full set of instructions and for preparing concise, well-formatted, error-free copy that
accurately conveys the author's ideas in an economy of space.
No page charges are incurred for papers with fewer than one hundred (100) pages and
containing one or fewer halftone plates per ten (10) pages of text. Excess halftones cost
$40 each. (There are last-minute correction fees and modest fees for converting hard copy
to digital formats, however.)
Mycotaxon submission involves three easy steps:
[1] Peer review, in which the authors send their final manuscript text and illustrations to
two expert peer reviewers. (Peer reviewers return complete comments to the author and the
expert review comments to the Editor-in-Chief.)
[2] Nomenclature & presubmission review , in which authors send their peer-reviewed
master text clone (no graphics) to the Nomenclature Editor and, if the paper is in French, to
the French Language Editor.
[3] Final submission, in which authors send all text and illustration materials together with
their submission form to the Editor-in-Chief. The Editor-in-Chief, who is available to
answer questions at any time, will guide the authors through final submission to
publication.
Our most recent Mycotaxon Author instructions can be downloaded as a comprehensive
printer-friendly PDF. (Remember to download the free Acrobat Reader when needed.)
This file, which provides the most complete information on Mycotaxon requirements &
submission protocols, includs a sample manuscript. Authors should also download the
Word, Legend, and Table Templates formatted to fit our custom journal page size and
the Submission Form to be returned to the Editor-in-Chief with all final submission
materials. These files are available as individual downloads and as a complete authoring kit
on our file download page.
Authors who maintain datasets for regional checklists are encouraged to submit short
summaries (up to 4 pages) for publication in the print journal and to post a lengthier
database online, where it can be updated and easily searched. Please read the paragraphs
entitled "About checklists" in our Author instructions.
All authors should read detailed information on illustrations from our press before
submitting manuscripts with figures.
Authors are expected to provide prospective reviewers with copies of the Reviewer's
Guidelines and ask that the peers should return the completed comments form to both
Editor-in-Chief and authors. These Guidelines are also available from the file download
page.
Digital Art
YOUR HALFTONE PLATES AND SCANNED DRAWINGS
Photographs have a continuous tone, and when they are printed, whether in a magazine or
on your home or office printer, they need first to be transformed into what is termed a
halftone image. It consists for black and white photographs of many dots of varying size
and spacing, which you can easly see by using a hand lens. Color reproductions, again
whether in a magazine or produced on your color printer, consist of dots of several colors
(usually three plus black) and sizes, spaced to achieve the color balance needed.
You may submit true, i.e., non-digital, photographs mounted on a separate sheet from any
text material that goes on the same page. These may be all black and white or all color
photographs, or a mixture of these. The plate should be designed for reduction to final
exact size (page width: 11 cm maximum, page height: 17.6 cm maximum). Mark in pencil
on the back the percentage reduction needed to achieve the correct size.
Some recent manuscripts have been submitted to us with what we thought were glossy
photographic plates. Instead these were computer-generated images, some produced using
only black ink, but nonetheless in reality halftone images consisting of dots of various
sizes. Still others, looking for all the world like black and white images, had been printed
on a color printer, so that the dots were of at least 4 colors. All these images had to be rescanned by the printer to allow their use. Making a halftone from an existing halftone
greatly degrades the image, producing far less contrast. Worse yet, the background in
particular may consist of widely spaced dots of the 4 colors, but when made into a black
and white image for Mycotaxon those hardly visible dots now all become black dots, and
the background may become a murky, dark gray.
Our new printer, The Sheridan Press, has provided specific instructions on how
authors should prepare digital images for Mycotaxon. We strongly recommend that
you download their excellent booklet on digital art, available in web and PDF file from
the Sheridan website. It explains in detail how to prepare a TIFF file of digital images
such as scanned photographs or photographs made on a digital camera. A software
program such as Adobe Photoshop® will allow preparation of such TIFF files.
Line Drawings present another set of problems. Easiest in many cases is to paste an
original line drawing into the regular text material so that it will be reproduced in exactly
the size and placement you plan. If your drawings need a different reduction from the text,
you will need to mount the line drawing separately and mark it for the required reduction
to fit the appropriate blank space on your manuscript.
If your drawings have been produced as digital materials with vector information, they can
instead be submitted as an EPS file at 600 or 1200 dots per inch, again at the exact final
printed size. This process is explained in the Sheridan Press PDF file mentioned above.
Rarely plates consist of both photographs and line drawings. Such mixed materials
may require scanning at a different resolution. Again the Sheridan Press PDF covers this in
detail.
You can also obtain a free, pre-submission review of your TIFF or EPS materials!
Our printer has installed a file checking tool called Digital Expert that can verify your
artwork. You are strongly advised to do this before submission of your manuscript. Typical
errors are submission as RGB (red, green, blue) instead of B/W (black and white), or at
low resolution, or at the incorrect final size.
Aims and scope
Mycological Progress publishes papers on all aspects of fungi, including lichens. While
Review Papers are highly welcome, the main focus is on Research Articles on
•
•
•
•
•
•
Taxonomy and Systematics
Evolution
Cell Biology
Ecology
Biotechnology
Pathology (plants, animals, humans)
Manuscripts on current methods applied in, e.g., morphology, anatomy, ultrastructure
(TEM, SEM), genetics, molecular biology, chemistry, and physiology will also be
considered.
Manuscript Submission
Submission of a manuscript implies: that the work described has not been published
before; that it is not under consideration for publication anywhere else; that its publication
has been approved by all co-authors, if any, as well as by the responsible authorities –
tacitly or explicitly – at the institute where the work has been carried out. The publisher
will not be held legally responsible should there be any claims for compensation.
Permissions
Authors wishing to include figures, tables, or text passages that have already been
published elsewhere are required to obtain permission from the copyright owner(s) for both
the print and online format and to include evidence that such permission has been granted
when submitting their papers. Any material received without such evidence will be
assumed to originate from the authors.
Online Submission
Authors should submit their manuscripts online. Electronic submission substantially
reduces the editorial processing and reviewing times and shortens overall publication
times. Please follow the hyperlink “Submit online” on the right and upload all of your
manuscript files following the instructions given on the screen.
Title Page
The title page should include:
The name(s) of the author(s)
A concise and informative title
The affiliation(s) and address(es) of the author(s)
The e-mail address, telephone and fax numbers of the corresponding author
Abstract
Please provide an abstract of 150 to 250 words. The abstract should not contain any
undefined abbreviations or unspecified references.
Keywords
Please provide 4 to 6 keywords which can be used for indexing purposes.
Text Formatting
Manuscripts should be submitted in Word.
Use a normal, plain font (e.g., 10-point Times Roman) for text.
Use italics for emphasis.
Use the automatic page numbering function to number the pages.
Do not use field functions.
Use tab stops or other commands for indents, not the space bar.
Use the table function, not spreadsheets, to make tables.
Use the equation editor or MathType for equations.
Note: If you use Word 2007, do not create the equations with the default equation editor
but use the Microsoft equation editor or MathType instead.
Save your file in doc format. Do not submit docx files.
Word template
Manuscripts with mathematical content can also be submitted in LaTeX.
LaTeX macro package
Headings
Please use no more than three levels of displayed headings.
Abbreviations
Abbreviations should be defined at first mention and used consistently thereafter.
Footnotes
Footnotes can be used to give additional information, which may include the citation of a
reference included in the reference list. They should not consist solely of a reference
citation, and they should never include the bibliographic details of a reference. They
should
also
not
contain
any
figures
or
tables.
Footnotes to the text are numbered consecutively; those to tables should be indicated by
superscript lower-case letters (or asterisks for significance values and other statistical data).
Footnotes to the title or the authors of the article are not given reference symbols.
Always use footnotes instead of endnotes.
Acknowledgments
Acknowledgments of people, grants, funds, etc. should be placed in a separate section
before the reference list. The names of funding organizations should be written in full.
Please arrange your manuscript as follows:
• Materials and methods
•
•
•
•
•
•
Results
Discussion
Acknowledgement(s)
References
Tables
Figure legends
Abbreviations should be defined at first mention in the abstract and again in the main
body of the text and used consistently thereafter.
Symbols and units should be used in accordance with SI standards. Enzyme
nomenclature has to refer to international standards, too. For decimal values a point
and not a comma is used, e.g. ‘3.5’ not ‘3,5’.
Statistical analyses of data should be given, with the test of significance used and the
estimate of probability.
Sources of reagents, supplies, and equipment should be indicated in parentheses
(company, city, country). If the equipment has been modified or newly constructed by
the authors a detailed instruction has to be described.
Dichotomous keys have to be represented with indentations, combining all species
with the same set of main characters as one entity. Generic names in keys are
repeated with their initials. The characteristics used have to match completely.
Segregate a complex of features by a semicolon, e.g. characteristics of hyphae; of
spores; etc.
1 Spores dark brown, warty
2 Hyphae amyloid, with clamps T. incognita
2* Hyphae not amyloid, clamps lacking
3 Rhizomorphs present; crystals octahedral; hyphae brownish, 3-4 µm diam., simple
septa lacking
T. brunnea
3* Rhizomorphs lacking; crystals cubic; hyphae not brownish, 3.5-7 µm diam., simple
septa present
T. anglica
1* Spores colourless, smooth
4 Fruitbody resupinate, poroid T. poriiformis
4* Fruitbody not resupinate
5 Basidia ...
6...
6* ...
5* Basidia ...
Citation
Cite references in the text by name and year in parentheses. Some examples:
Negotiation research spans many disciplines (Thompson 1990).
This result was later contradicted (Becker and Seligman 1996).
This effect has been widely studied (Abbott 1991; Barakat et al. 1995; Kelso and Smith
1998; Medvec et al. 1993).
Reference list
The list of references should only include works that are cited in the text and that have
been published or accepted for publication. Personal communications and unpublished
works should only be mentioned in the text. Do not use footnotes or endnotes as a
substitute
for
a
reference
list.
Reference list entries should be alphabetized by the last names of the first author of each
work.
Journal
article
Gamelin FX, Baquet G, Berthoin S, Thevenet D, Nourry C, Nottin S, Bosquet L (2009)
Effect of high intensity intermittent training on heart rate variability in prepubescent
children. Eur J Appl Physiol 105:731-738. doi: 10.1007/s00421-008-0955-8
Ideally, the names of all authors should be provided, but the usage of “et al” in long
author
lists
will
also
be
accepted:
Smith J, Jones M Jr, Houghton L et al (1999) Future of health insurance. N Engl J Med
965:325–329
Article
by
DOI
Slifka MK, Whitton JL (2000) Clinical implications of dysregulated cytokine
production. J Mol Med. Doi:10.1007/s001090000086
Book
South J, Blass B (2001) The future of modern genomics. Blackwell, London
Book
chapter
Brown B, Aaron M (2001) The politics of nature. In: Smith J (ed) The rise of modern
genomics, 3rd edn. Wiley, New York, pp 230-257
Online
document
Doe J (1999) Title of subordinate document. In: The dictionary of substances and their
effects.
Royal
Society
of
Chemistry.
Available
via
DIALOG.
http://www.rsc.org/dose/title of subordinate document. Accessed 15 Jan 1999
Dissertation
Trent JW (1975) Experimental acute renal failure. Dissertation, University of California
Always use the standard abbreviation of a journal’s name according to the ISSN List of
Title Word Abbreviations, see
www.issn.org/2-22661-LTWA-online.php
Tables
All tables are to be numbered using Arabic numerals.
Tables should always be cited in text in consecutive numerical order.
For each table, please supply a table caption (title) explaining the components of the
table.
Identify any previously published material by giving the original source in the form of a
reference at the end of the table caption.
Footnotes to tables should be indicated by superscript lower-case letters (or asterisks for
significance values and other statistical data) and included beneath the table body.
Artwork Guidelines
For the best quality final product, it is highly recommended that you submit all of your
artwork – photographs, line drawings, etc. – in an electronic format. Your art will then be
produced to the highest standards with the greatest accuracy to detail. The published work
will directly reflect the quality of the artwork provided.
After acceptance
Upon acceptance of your article you will receive a link to the special Author Query
Application at Springer’s web page where you can sign the Copyright Transfer Statement
online and indicate whether you wish to order OpenChoice, offprints, or printing of figures
in
color.
Once the Author Query Application has been completed, your article will be processed and
you will receive the proofs.
Languages
Articles and abstracts must be in English or in the journal's official language(s), but the
journal accepts additional abstracts in other languages of the author’s choice (for instance
in the author’s first language, if not English or the journal's official language). Such
abstracts are optional. Authors would need to supply such abstracts themselves, certify that
they are a faithful translation of the official abstract, and they must be supplied in Unicode
(see www.unicode.org for details), especially if they are using non-roman characters.
http://www.unicode.org
Such
abstracts
in
other
languages
will
carry
a
disclaimer:
"This abstract is provided by the author(s), and is for convenience of the users only. The
author certifies that the translation faithfully represents the official version in the language
of the journal, which is the published Abstract of record and is the only Abstract to be used
for reference and citation."

SHEILA MIRANDA LEO FERREIRA

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