Total Testosterone

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Total Testosterone

Total Testosterone
®
Coat-A-Count Total Testosterone
English
Intended Use: Coat-A-Count Total
125
Testosterone is a solid-phase I
radioimmunoassay designed for the
quantitative measurement of testosterone
in unextracted serum or heparinized
plasma. Coupled with an acid hydrolysis
procedure, it is also suitable for assaying
urine samples. It is intended strictly for in
vitro diagnostic use as an aid in the
diagnosis and management of conditions
involving excess or deficiency of this
androgen.
Catalog Numbers: TKTT1 (100 tubes),
TKTT2 (200 tubes), TKTT5 (500 tubes).
The 100-tube kit contains less
than 4 microcuries
(148 kilobecquerels) of
125
radioactive I testosterone; the 200-tube
kit contains less than 8 microcuries
(296 kilobecquerels), and the 500-tube kit
contains less than 20 microcuries
(740 kilobecquerels).
Summary and Explanation
In the male, testosterone is mainly
synthesized in the interstitial Leydig cells
and the testis, and is regulated by the
interstitial cell stimulating hormone (ICSH),
or luteinizing hormone (LH) of the anterior
pituitary (the female equivalent of ICSH).
Testosterone is responsible for the
development of secondary sex
characteristics, such as the accessory sex
organs, the prostate, seminal vesicles and
the growth of facial, pubic and axillary hair.
Testosterone measurements have been
very helpful in evaluating hypogonadal
states. Increased testosterone levels in
males can be found in complete androgen
10
resistance (testicular feminization).
Common causes of decreased
testosterone levels in males include:
hypogonadism, orchidectomy, estrogen
therapy, Klinefelter's syndrome,
hypopituitarism, and hepatic cirrhosis.
In the female, testosterone levels are
normally found to be much lower than
those encountered in the healthy male.
Testosterone in the female comes from
2
three sources. It is secreted in small
quantities by both the adrenal glands and
the ovaries, and in healthy women
50–60% of the daily testosterone
production arises from peripheral
metabolism of prehormones, chiefly
androstenedione. Common causes of
increased serum testosterone levels in
females include polycystic ovaries (SteinLeventhal syndrome), ovarian tumors,
adrenal tumors and adrenal hyperplasia.
Virilization in women is associated with the
administration of androgens and
endogenous overproduction of
testosterone. There appears to be a
correlation between serum testosterone
levels and the degree of virilization in
women, although approximately 25% of
women with varying degrees of virilism
have serum testosterone levels that fall
within the female reference range.
Principle of the Procedure
The Coat-A-Count procedure is a
solid-phase radioimmunoassay, based on
testosterone-specific antibody immobilized
to the wall of a polypropylene tube.
125
I-labeled testosterone competes for a
fixed time with testosterone in the patient
sample for antibody sites. The tube is then
decanted, to separate bound from free,
and counted in a gamma counter. The
amount of testosterone present in the
patient sample is determined from a
calibration curve.
Reagents to Pipet: 1
Total Incubation Time: 3 Hours
Total Counts at Iodination:
approximately 60,000 cpm
Warnings and Precautions
For in vitro diagnostic use.
Reagents: Store at 2–8°C in a refrigerator
designated for incoming radioactive
materials. Dispose of in accordance with
applicable laws.
Do not use reagents beyond their
expiration dates.
Some components supplied in this kit may
contain human source material and/or
Coat-A-Count Total Testosterone (PITKTT-8, 2010-10-21)
other potentially hazardous ingredients
which necessitate certain precautions:
Follow universal precautions, and handle
all components as if capable of
transmitting infectious agents. Source
materials derived from human blood were
tested and found nonreactive for syphilis;
for antibodies to HIV 1 and 2; for hepatitis
B surface antigen; and for antibodies to
hepatitis C.
Sodium azide, at concentrations less than
0.1 g/dL, has been added as a
preservative. On disposal, flush with large
volumes of water to prevent the buildup of
potentially explosive metal azides in lead
and copper plumbing.
Water: Use distilled or deionized water.
Radioactivity
A copy of any radioisotope license
certificate (Specific or General) issued to a
US customer must be on file with Siemens
Healthcare Diagnostics before kits or
components containing radioactive
material can be shipped. These
radioactive materials may be acquired by
any customer with the appropriate Specific
license. Under a General license these
radioactive materials may be acquired
only by physicians, veterinarians in the
practice of veterinary medicine, clinical
laboratories and hospitals — and strictly
for in vitro clinical or laboratory tests not
involving external or internal
administration of the radioactive material
or its radiation to human beings or other
animals. Its acquisition, receipt, storage,
use, transfer and disposal are all subject
to the regulations and a (General or
Specific) license of the U.S. Nuclear
Regulatory Commission or a State with
which the NRC has entered into an
agreement for the exercise of regulatory
control.
Handle radioactive materials according to
the requirements of your General or
Specific license. To minimize exposure to
radiation, the user should adhere to
guidelines set forth in the National Bureau
of Standards publication on the Safe
Handling of Radioactive Materials
(Handbook No. 92, issued March 9, 1964)
and in subsequent publications issued by
State and Federal authorities.
Wipe up spills promptly and
decontaminate affected surfaces. Avoid
generation of aerosols. Dispose of solid
radioactive waste according to license
requirements. General licensees (holders
of NRC Form 483) may dispose of solid
radioactive waste as nonradioactive
waste, after removing labeling. Specific
licensees (NRC Form 313) should refer to
Title 10, Code of Federal Regulations,
Part 20. Licensees in Agreement States
should refer to the appropriate regulations
of their own state. General licensees may
dispose of liquid radioactive waste of the
type contained in this product through a
laboratory sink drain. Licensees must
remove or deface labels from empty
containers of radioactive materials before
disposal of solid waste. Specific licensees
may dispose of small quantities of liquid
radioactive waste of the type used in this
product through a laboratory sink drain.
Refer to the appropriate regulations
applicable to your laboratory.
Materials Supplied:
Initial Preparation
It has been found that testosterone
adsorbs to rubber surfaces; hence rubber
containers and caps should be avoided in
handling the reagents supplied.
Total Testosterone Ab-Coated Tubes
(TTT1)
Polypropylene tubes coated with
antibodies to testosterone and packaged
in zip-lock bags. Store refrigerated and
protected from moisture, carefully
resealing the bags after opening. Stable at
2–8°C until the expiration date marked on
the bag. Color: yellow.
TKTT1: 100 tubes. TKTT2: 200 tubes.
TKTT5: 500 tubes.
125
I Total Testosterone (TTT2)
105 mL of Iodinated testosterone. Stable
at 2–8°C for 30 days after opening, or until
the expiration date marked on the vial.
The tracer must be at room temperature
(15–28°C) and thoroughly mixed by gentle
inversion before use.
TKTT1: 1 vial. TKTT2: 2 vials.
TKTT5: 5 vials.
Total Testosterone Calibrators
(TTC3–8)
Six vials of testosterone calibrators, ready
to use. The zero calibrator A contains
4.0 mL, and the remaining calibrators B
3
through F contain 1.0 mL each. Stable at
2–8°C for 30 days after opening, or for
6 months (aliquotted) at –20°C.
TKTT1: 1 set. TKTT2: 1 set.
TKTT5: 2 sets.
The calibrators contain, respectively, 0,
20, 100, 400, 800 and 1,600 nanograms
of testosterone per deciliter (ng/dL) in
processed human serum; equivalently: 0,
0.7, 3.5, 14, 28 and 55 nanomoles per liter
(nmol/L). Intermediate calibration points
may be obtained by mixing calibrators in
suitable proportions.
EDTA plasma yields results which are on
average about 10% lower.
The use of an ultracentrifuge is
recommended to clear lipemic samples.
Hemolyzed samples may indicate
mistreatment of a specimen before receipt
by the laboratory; hence the results should
be interpreted with caution.
Gamma counter – compatible with
standard 12x75 mm tubes
Blood collection tubes from different
manufacturers may yield differing values,
depending on materials and additives,
including gel or physical barriers, clot
activators and/or anticoagulants. Coat-ACount Total Testosterone has not been
tested with all possible variations of tube
types. Consult the section on Alternate
Sample Types for details on tubes that
have been tested.
Vortex mixer
Volume Required: 50 µL per tube.
Materials Required But Not
Provided
Urine Hydrolysis
See the Sample Preparation: Urine
Hydrolysis section.
Radioimmunoassay
Plain 12x75 mm polypropylene tubes —
for use as NSB tubes, available from
Siemens Healthcare Diagnostics (catalog
number: PPO)
Micropipets: 50 µL and 1.0 mL
Waterbath — capable of maintaining 37°C
— neither an oven nor a heat block is
suitable
Foam decanting rack – available from
Siemens Healthcare Diagnostics (catalog
number: FDR)
Logit-log graph paper
A tri-level, human serum-based
immunoassay control, containing
testosterone as one of over 25 assayed
constituents, is available from Siemens
Healthcare Diagnostics (catalog number:
CON6).
Specimen Collection
Serum and Heparinized Plasma:
The patient need not be fasting, and no
special preparations are necessary.
8
Collect blood by venipuncture into plain
(without anticoagulant) or heparinized
tubes, noting the time of collection, and
separate the serum or heparinized plasma
from the cells by centrifugation.
4
Storage: 2–8°C for 7 days, or 2 months at
9
–20°C.
Before assay, allow the samples to come
to room temperature (15–28°C) and mix
by gentle swirling or inversion. Aliquot, if
necessary, to avoid repeated thawing and
freezing. Do not attempt to thaw frozen
specimens by heating them in a
waterbath.
Urine:
Obtain a 24-hour sample, keeping the
specimen refrigerated during collection.
Record the total volume. Unless the
analysis is to be carried out immediately,
reserve a well-mixed aliquot after adding
1.0 gram of boric acid per 100 mL urine.
Volume Required: 1.0 mL (for hydrolysis
procedure).
Storage: 7 days at 2–8°C or 1 month at
–20°C.
Sample Preparation:
Urine Hydrolysis
1
Label one glass or plastic uncoated
tube for each urine sample.
Do not use antibody-coated tubes.
2
Pipet 1.0 mL of each urine sample
into the appropriate tube.
If the sample is cloudy, or if a
precipitate has formed, first centrifuge
the urine and work with the clear
supernatant.
3
4
Add 200 µL of concentrated HCl (12N,
not supplied) to every tube. Loosely
cap and incubate in a boiling water
bath for 15 minutes.
Calibrators
ng/dL
A (MB)
0
0
B
20
0.7
Dilute each hydrolyzed sample 1-in-25
with the zero calibrator: for example,
add 10 µL of hydrolyzed sample to
240 µL of zero calibrator.
C
100
3.5
D
400
14
E
800
28
F
1,600
55
Do not use water to dilute the
hydrolyzates; the zero calibrator must
be used.
2
Proceed with the radioimmunoassay
procedure, as described below in the
Radioimmunoassay Procedure section. If
not assayed immediately, the hydrolyzates
should be stored tightly capped at –20°C
for no more than 7 days. Volumes may be
scaled up, if desired, providing the
proportions specified in the hydrolysis
procedure remain unchanged.
1
Plain Tubes: Label four plain
(uncoated) 12x75 mm polypropylene
tubes T (total counts) and NSB
(nonspecific binding) in duplicate.
3
125
Add 1.0 mL of I Total Testosterone
to every tube. Vortex.
Laboratories equipped with a reliable
pipettor-diluter may handle steps 2
and 3 simultaneously, but care should
be taken to avoid carryover from
sample to sample. No more than 10
minutes should elapse during the
dispensing of the tracer. Set the T
tubes aside for counting (at step 6);
they require no further processing.
4
Incubate for 3 hours at 37°C.
5
Decant thoroughly.
Removing all visible moisture will
greatly enhance precision. Using a
foam decanting rack, decant or
aspirate the contents of all tubes
(except the T tubes) and allow them to
drain for 2 or 3 minutes. Then strike
the tubes sharply on absorbant paper
to shake off all residual droplets.
Because nonspecific binding in the
Coat-A-Count procedure is
characteristically low, the NSB tubes
may be safely omitted without
compromising accuracy or quality
control.
Coated Tubes: Label twelve Total
Testosterone Ab-Coated Tubes A
(maximum binding) and B through F in
duplicate. Label additional
antibody-coated tubes, also in duplicate,
for controls and patient samples.
Pipet 50 µL of the zero calibrator A
into the NSB and A tubes, and 50 µL
of each remaining calibrator, control
and patient sample (serum or
heparinized plasma) into the tubes
prepared. Pipet 50 µL of each urinary
hydrolyzate into appropriately labeled
tubes. Pipet directly to the bottom.
Patient samples expected to contain
testosterone concentrations greater
than the highest calibrator
(1,600 ng/dL) should be diluted in the
zero calibrator.
Radioimmunoassay Procedure
A single calibration curve provides the
basis for determining testosterone
concentrations in serum (or heparinized
plasma) and in urine. Accordingly, both
urinary hydrolyzates and untreated serum
samples may be processed in the same
assay. The calibrators are ready to use;
only urine samples must be subjected to
hydrolysis, as described in the Sample
Preparation: Urine Hydrolysis section. All
components must be at room temperature
(15–28°C) before use.
nmol/L
6
Count for 1 minute in a gamma
counter.
Calculation and Quality Control
To calculate total testosterone
concentrations from a logit-log
representation of the calibration curve, first
calculate for each pair of tubes the
5
average NSB-corrected counts per
minute:
Net Counts = (Average CPM) minus (Average
NSB CPM)
Then determine the binding of each pair of
tubes as a percent of maximum binding
(MB), with the NSB-corrected counts of
the A tubes taken as 100%:
Percent Bound = (Net Counts / Net MB Counts)
× 100
The calculation can be simplified by
omitting the correction for nonspecific
binding; samples within range of the
calibrators yield virtually the same results
when Percent Bound is calculated directly
from Average CPM.
Using logit-log graph paper, plot Percent
Bound on the vertical (probability) axis
against Concentration on the horizontal
(logarithmic) axis for each of the nonzero
calibrators, and draw a straight line
approximating the path of these points.
Results for the unknowns may then be
read from the line by interpolation.
Although other approaches are
acceptable, data reduction by the logit-log
method just described has certain
advantages in this context – for example,
in allowing easier recognition of deviant
calibration points – since the
Coat-A-Count Total Testosterone
procedure has been optimized for linearity
in that representation.
Urine Samples: Divide the result in
"ng/dL" as read from the calibration curve
by 100, to convert to ng/mL; then multiply
by 30, to obtain the testosterone
concentration, in ng/mL, of the original,
unhydrolyzed urine sample. (A factor of 30
is used, because the urine samples are
diluted 1-in-1.2 with the hydrochloric acid,
then 1-in-25 with the zero calibrator.)
Multiply by the total volume in liters to
report the 24-hour testosterone output in
micrograms per day.
Dilute patient serum and heparinized
plasma samples expected to contain
testosterone concentrations greater than
the highest calibrator (1,600 ng/dL) with
the zero calibrator before assay. All
samples, including the calibrators and
controls, should be assayed in duplicate. It
is good practice to use a disposable-tip
micropipet, changing the tip between
samples, in order to avoid carryover
contamination. Pairs of control tubes may
be spaced throughout the assay to help
verify the absence of significant drift.
Inspect the results for agreement within
tube pairs, and take care to avoid
carryover from sample to sample.
It has been found that testosterone
adsorbs to rubber surfaces; hence rubber
containers and caps should be avoided in
handling the reagents supplied.
Controls: Controls or serum pools with at
least two total testosterone concentration
levels (low and high) should routinely be
assayed as unknowns, and the results
charted from day to day as described in
Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981;27:493501. Repeat samples are a valuable
additional tool for monitoring interassay
precision.
Data Reduction: It is good practice to
construct a graph of the calibration curve
as a visual check on the appropriateness
of the transformation used, even where
the calculation of results is handled by
computer. See further Davis SE et al.
Radioimmunoassay data processing with
a small programmable calculator. J
Immunoassay 1980;1:15-25; and Dudley
RA, et al. Guidelines for immunoassay
data reduction. Clin Chem 1985;31:126471.
Q. C. Parameters:
We recommend keeping track of these
performance measures:
T = Total Counts (as counts per minute)
Record Keeping: It is good laboratory
practice to record for each assay the lot
numbers of the components used, as well
as the dates when they were first
reconstituted or opened.
%NSB = 100 × (Average NSB Counts / Total
Counts)
Sample Handling: The instructions for
handling and storing patient samples and
components should be carefully observed.
20% = Concentration at 20 Percent Bound, etc.
6
%MB = 100 × (Net Counts / Total Counts)
And the 20, 50 and 80 percent
"intercepts," where
Example Run: For illustration only, not for
calculating results from another run. (See
“Example Run” table.)
Expected Values
In a reference range study, 87 male serum
samples and 81 female serum samples
were assayed by the Coat-A-Count Total
Testosterone procedure, with the following
results in ng/dL.
Median Central 95%
n (ng/dL)
Range
Absolute
Range
Females
Ovulating
41
24
ND–80
ND–81
Oral
13
contraceptives
15
—
ND–28
Postmenopausal
27
20
4.0–62
4.0–74
20–49 yrs
68
630
262–1,593
245–1,836
> 50 years
19
427
181–758
181–772
Males
ND: not detectable
Comparison of the Coat-A-Count 50 µL
Total Testosterone procedure with its
predecessor suggests the following
urinary testosterone reference ranges: 25
to 125 µg/day (with a median of
approximately 75 µg/day) for adult males,
and 5 to 35 µg/day (with a median of
approximately 15 µg/day) for adult
females.
Intraassay Precision (Within-Run): A
precision-dose profile is displayed, based
on 17 to 21 degrees of freedom per point
and depicting the CVs to be expected for
samples assayed in duplicate. (See
“Precision Profile” graph.)
Interassay Precision (Run-to-Run):
Statistics were calculated for each of
seven samples from the results of pairs of
tubes in 20 different assays. (See
“Interassay Precision” table.)
Specificity: The Coat-A-Count Total
Testosterone antiserum is highly specific
for testosterone. Percent crossreactivity
was calculated on a weight-per-weight
basis at approximately 50% binding. (See
"Specificity" table for representative data.)
Linearity: Samples were assayed under
various dilutions. (See "Linearity" table for
representative data.)
End-of-Run Effect: None up to
approximately 300 tubes. (See "End-ofRun Effect" table.)
Recovery: Samples spiked 1 to 19 with
three Testosterone solutions (5,000,
10,000 and 20,000 ng/dL) were assayed.
(See "Recovery" table for representative
data.)
Bilirubin: Presence of bilirubin in
concentrations up to 200 mg/L has no
effect on results, within the precision of the
assay.
Laboratories should consider these results
as guidelines only. Each laboratory should
establish its own reference ranges.
Hemolysis: Presence of packed red blood
cells in concentrations up to 30 µL/mL has
no effect on results, within the precision of
the assay.
Performance Data
Lipemia: The high calibrator (1,600 ng/dL)
was serially diluted with a lipemic serum
pool. This causes the degree of lipemia to
increase as the testosterone concentration
(due primarily to the contribution of the
calibrator) decreases. These dilutions
were assayed along with the unspiked
lipemic pool. The results show that even
severe lipemia has no clinically significant
effect on the assay.
See Tables and Graphs for data
representative of the Coat-A-Count Total
Testosterone kit's performance. Total
testosterone results in the sections below
are expressed as ng/dL. Unless otherwise
specified, the results in the following
sections have been generated on serum
samples.
Conversion Factor:
ng/dL × 0.03467 → nmol/L
Reportable Range: 4 – 1,600 ng/dL.
Calibration Range: 20 – 1,600 ng/dL
(0.7 – 55 nmol/L).
Analytical Sensitivity: 4 ng/dL
(0.14 nmol/L).
Alternate Sample Type: To determine
whether anticoagulants interfere with the
assay, blood was collected from 23
volunteers into plain, heparinized and
EDTA vacutainer tubes. All samples were
assayed by the Coat-A-Count Total
Testosterone procedure. By linear
regression.
7
(Heparin) = 1.02 (Serum) – 1.0 ng/dL
r = 0.998
Means:
273 ng/dL (Heparin)
270 ng/dL (Serum)
(EDTA) = 0.91 (Serum) + 3.0 ng/dL
r = 0.997
Means:
250 ng/dL (EDTA)
270 ng/dL (Serum)
The results show that heparinized plasma
yields virtually the same results as serum
in the Coat-A-Count Total Testosterone
procedure, whereas EDTA plasma yields
results which are on average about 10%
lower.
SHBG Effect: To determine whether the
procedure is affected by variations in the
endogenous sex hormone-binding globulin
(SHBG) level, the calibrators from IRMACount SHBG kit were each spiked 1-in201 with a testosterone spiking solution,
and then assayed, both spiked and
unspiked, by the Coat-A-Count Total
Testosterone procedure. The fourth
column shows the apparent testosterone
values (in ng/dL) of the spiked SHBG
calibrators after correction for the
observed testosterone concentrations of
the unspiked calibrators. The final column
was calculated taking as 100% the
average corrected apparent testosterone
concentration of the spiked SHBG
calibrators. (See "SHBG Effect" table for
representative data.)
Protein Effect: To simulate various
protein concentrations, experiments were
performed in which 2.0 mL aliquots of a
human serum pool were freeze-dried and
then reconstituted with various volumes of
water (1.3, 2.0 and 3.0 mL). Each
reconstituted aliquot was then assayed by
the Coat-A-Count Total Testosterone
procedure. (The factor to correct for
reconstitution volume is tabulated.)
Observed and expected total testosterone
values are tabulated in ng/dL. (See
"Protein Effect" table for representative
data.)
Method Comparison: In a patient
comparison study, Coat-A-Count Total
Testosterone kit was compared with two
commercially available testosterone
radioimmunoassays, one a doubleantibody assay (Kit A), and the other a
coated-tube assay (Kit B). Results from 37
8
male and 46 female serum samples were
combined, yielding the following
relationships.
(TKTT) = 1.10 (Kit A) + 19 ng/dL
r = 0.981
Means:
269 ng/dL (TKTT)
227 ng/dL (Kit A)
(TKTT) = 1.23 (Kit B) + 16 ng/dL
r = 0.987
Means:
269 ng/dL (TKTT)
206 ng/dL (Kit B)
References
1) Abraham GE, editor. Handbook of
radioimmunoassay. Marcel Dekker, 1977. 2)
DeGroot LJ, editor. Endocrinology. Grune and
Stratton, 1980. 3) Jaffe BM, Behrman NR,
editors. Methods of hormone
radioimmunoassay. Academic Press, 1974. 4)
Yen SSC, Jaffe RB, editors. Reproductive
endocrinology. W.B. Saunders, 1978. 5)
Testosterone. Slide/Seminar Program –
Bioeducational Publications, 1980. 6)
Testosterone. Mini-Seminar. Diagnostic
Products Corporation, 1982;5(2). 7) Ismail AAA,
et al. The role of testosterone measurements in
the investigation of androgen disorders. Ann Clin
Biochem 1986;23:113-34. 8) National
Committee for Clinical Laboratory Standards.
Procedures for the collection of diagnostic blood
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4th ed. NCCLS Document H3-A4, Wayne, PA:
NCCLS, 1998. 9) Demetriou JA. Testosterone.
In: Pesce AJ, Kaplan LA, editors. Methods in
clinical chemistry. St. Louis: The C. V. Mosby
Company, 1987: 268. 10) Wilson JD, Foster
DW, editors. Williams textbook of endocrinology.
Philadelphia: Saunders, 1992: 923-6.
Technical Assistance
In the United States, contact Siemens
Healthcare Diagnostics Technical
Services department. Tel: 877.229.3711.
To place an order: Tel: 800.255.3232.
Outside the United States, contact your
National Distributor.
www.siemens.com/diagnostics
The Quality System of Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. is certified to ISO 13485:2003.
Interassay Precision (ng/dL)
Tables and Graphs
Example Run
Tube
1
T7
NSB8
Total
Duplicate Average
Percent Testo.
2
3
4
5
CPM
CPM Net CPM Bound ng/dL6
62,509
62,875
298
300
A
20,453
(MB)9 20,529
62,692
299
0
20,491 20,192
100%
0
B
17,659
17,755
17,707 17,408 86.2%
20
C
13,483
13,697
13,590 13,291 65.8%
100
D
8,168
8,100
8,134
7,835
38.8%
400
E
5,868
5,960
5,914
5,615
27.8%
800
F
4,138
4,128
4,133
3,834
78
X2
9,075
9,195
9,135
8,836
43.8%
320
X3
6,315
6,127
6,221
5,922
29.3%
750
Quality Control Parameters:11
T7 = 62,692 cpm
%NSB8 = 0.5%
%MB9 = 32%
20% Intercept12 = 1,390 ng/dL
50% Intercept = 230 ng/dL
80% Intercept = 40 ng/dL
11%
1
76
8.7
2
93
11
12%
3
264
17
6.4%
4
401
27
6.7%
5
594
35
5.9%
6
672
40
6.0%
7
1,300
95
7.3%
1
31
29
38
37
28
2
116
112
116
118
112
3
164
174
164
167
159
4
306
292
294
307
300
5
429
439
420
447
416
6
738
726
733
737
724
7
839
811
831
836
830
Dilution1 Observed2 Expected3
%O/E4
Linearity (ng/dL)
1
2
Precision Profile
3
4
CV3
Tubes Tubes Tubes Tubes
Tubes1 110– 190– 270– 348–
361
283
203
30–43 123
Unknowns10
X1
SD2
End-of-Run Effect (ng/dL)
19.0% 1,600
14,465
14,544 14,245 70.5%
14,623
Mean1
8 in 8
730
—
—
4 in 8
349
365
96%
2 in 8
170
183
93%
1 in 8
78
91
86%
8 in 85
732
—
—
4 in 8
346
366
95%
2 in 8
174
183
95%
1 in 8
83
92
90%
8 in 8
797
—
—
4 in 8
378
399
95%
2 in 8
189
199
95%
1 in 8
87
100
87%
8 in 8
1,582
—
—
4 in 8
855
791
108%
2 in 8
401
396
101%
1 in 8
183
198
92%
9
Recovery (ng/dL)
Protein Effect
Spiking
Solution1 Observed2 Expected3
1
2
3
4
5
%O/E4
Approx Observed Expected
Expt. Factor1 g/dL2 ng/dL2
ng/dL4 O/E5
—
44
—
—
1.50× ~ 10.5
71
83
A
294
292
101%
1.00× ~ 7.0
55
—
—
B
512
542
95%
0.67× ~ 4.7
40
37
108%
91%
1
86%
C
1,001
1,042
96%
1.50× ~ 10.5
350
383
—
165
—
—
1.00× ~ 7.0
255
—
—
A
418
407
103%
0.67× ~ 4.7
200
171
117%
87%
2
B
665
657
101%
1.50× ~ 10.5
577
660
C
1,111
1,157
96%
1.00× ~ 7.0
440
—
—
—
287
—
—
0.67× ~ 4.7
355
295
120%
A
512
523
98%
B
762
773
99%
C
1,247
1,273
98%
—
512
—
—
A
697
736
95%
B
1,008
986
102%
C
1,471
1,486
99%
—
636
—
—
A
872
854
102%
B
1,063
1,104
96%
C
1,494
1,604
93%
3
SHBG Effect
CAC Total Testosterone (ng/dL)
IRMACount
SHBG
Spiked1
Calibrator Unspiked Observed Corrected
%
nmol/L2
ng/dL3
ng/dL4
ng/dL5 Corr./Avg. 6
A–0
0
404
404
96%
B – 1.0
0
434
434
103%
C – 3.0
2.0
438
436
104%
D – 30
14
448
434
103%
E – 90
40
465
425
101%
F – 180
88
473
385
92%
Avg: 420
10
Specificity
Compound1
ng/dL
Added2
Apparent % Crossng/dL3 reactivity4
Aldosterone
800,000
ND
0
5β-Androstan-3α,17βdiol
200,000
740
0.4%
Androstenedione
100,000
490
0.5%
5α-Androstan-3β,17βdiol
100,000
38
0.04%
5-Androsten-3β,17β-diol
25,000
57
0.2%
5α-Androstan-3,17-dione 100,000
54
0.05%
Androsterone
10,000,000
430
0.004%
Corticosterone
500,000
9.0
0.002%
Cortisol
800,000
43
0.005%
Cortisone
800,000
150
0.02%
Danazol
20,000
17
0.09%
11-Deoxycortisol
100,000
ND
0
Dexamethasone
800,000
26
0.003%
1,000,000
15
0.002%
100,000
6.0
0.006%
5,000
164
3.3%
2,500
77
3.1%
1,250
35
2.8%
625
21
3.4%
DHEA
DHEA-sulfate
5α-Dihydrotestosterone
Estradiol
100,000
18
0.02%
5(10)-Estren-17α-ethinyl17β-ol-3-one
5,000
11
0.2%
4-Estren-7α-methyl-17βol-3-one
100,000
1,100
1.1%
4-Estren-17-ol-3-one
10,000
2,000
20%
(19-Nortestosterone)
5,000
1,000
20%
1,000
220
22%
Estrone
50,000
7.0
0.01%
Ethisterone
5,000
37
0.7%
500,000
67
0.01%
2,000
2.0%
Fluoxymesterone
("Halotestin")
19100,000
Hydroxyandrostenedione
11-Ketotestosterone
1,300
210
16%
Methyltestosterone
3,000
52
1.7%
Norethindrone
5,000
5.0
0.1%
Norethyrodrel
5,000
13
0
Prednisone
80,000
ND
0
Progesterone
100,000
ND
0
Spironolactone
100,000
ND
0
11β-Hydroxytestosterone 200,000
1,600
0.8%
100,000
1,200
1.2%
5,000
11
0.2%
Triamicinolone
ND: not detectable5
Deutsch. Example Run: 1Röhrchen, 2Duplikat
CPM, 3Mittelwert CPM, 4Netto CPM, 5Prozent
Bindung, 6Ca. Gesamt Testosteron, ng/dl, 7Total,
8
%NSB, 9%MB, 10Unbekannte,
11
Qualitätskontrollparameter, 1220% Intercept.
End-of-Run Effect: 1Röhrchen. Interassay
Precision: 1Mittelwert, 2SD (Standardbereich),
3
CV (Variationskoeffizient). Linearity:
1
Verdünnung, 2Beobachten (B), 3Erwarten (E),
4
% B/E, 58 in 8. Recovery: 1Lösung,
2
Beobachten (B), 3Erwarten (E), 4% B/E.
Specificity: 1Verbindung, 2zugesetzte Menge, 3
Ausgewiesene Konzentration, 4%
Kreuzreaktivität, 5NN: Nicht nachweisbar.
Protein Effect: 1Rekonstitution, 2Ca.
Konzentration, 3Beobachten (B), 4Erwarten (E),
5
% B/E. SHBG Effect: 1Versetzt, 2Kalibrator,
3
Ohne Zugabe von, 4Beobachten, 5Korrigiert,
6
% Korrigiert./ Mittelwert.
Español. Example Run: 1Tubo, 2Duplicado
CPM, 3Media CPM, 4 CPM Netas, 5Porcentaje
de unión, 6Testosterona Total, aprox., ng/dl,
7
Total, 8%NSB, 9%MB, 10Desconocido,
11
Parámetros del control de calidad, 12Corte al
20%. End-of-Run Effect: 1Tubos. Interassay
Precision: 1Media, 2DS, 3CV. Linearity:
1
Dilución, 2Observado (O), 3Esperado (E),
4
%O/E, 58 en 8. Recovery: 1Solución,
2
Observado (O), 3Esperado (E), 4%O/E.
Specificity: 1Compuesto, 2Cantidad añadida,
3
Concentración aparente, 4% Reacción cruzada,
5
ND: no detectable. Protein Effect:
1
Reconstitución, 2Concentración Aprox.,
3
Observado (O), 4Esperado (E), 5%O/E. SHBG
Effect: 1Cargadas, 2Calibrador, 3Sin añadir,
4
Observado, 5Corregidos, 6% Corregidos/ Media.
Français. Exemple Série: 1Tube, 2Duplicate
CPM, 3 CPM moyen, CPM corrigé,
5
Pourcentage lié, 6Approx. Testostérone Totale,
ng/dl, 7Total, 8%NSB, 9%MB, 10Patients,
11
Paramètres Contrôle de Qualité, 1220%
Intercept. Effet de la position des tubes
1
Tubes. Interassay Precision: 1Moyenne, 2SD,
3
CV. Linearity: 1Dilution, 2Observé (O), 3Attendu
(A), 4%O/A, 58 dans 8. Recovery: 1Solution,
2
Observé (O), 3Attendu (A), 4%O/A. Specificity:
1
Composé, 2ajouté, 3 Concentration apparente,
4
Réaction croisée%. 5ND: non détectable.
Protein Effect: 1Reconstitution, 2Concentration
environ, 3Observé (O), 4Attendu (A), 5%O/A.
SHBG Effect: 1Chargés, 2Calibrateur, 3Non
chargés, 4Observé, 5Corrigés, 6% Corrigés/
moyen.
Italiano. Seduta Esemplificativa: 1Provetta,
CPM in duplicato, 3CPM Medio, 4CPM Netti,
5
Percentuale di Legato, 6Appross. Testosterone
Totale, ng/dL, 7Totale, 8%NSB, 9%MB,
10
Campioni Non Noti, 11Parametri per il Controllo
di Qualità, 12Intercetta al 20%. Effetto fine
Seduta: 1Provette. Interassay Precision:
1
Media, 2SD (Deviazione Standard), 3CV
(Coefficiente di Variazione). Linearity:
1
Diluizione, 2Osservato (O), 3Atteso (A), 4%O/A,
5
8 in 8. Recovery: 1Soluzione, 2Osservato (O),
3
Atteso (A), 4%O/A. Specificity: 1Composto,
2
11
2
quantità aggiunta, 3 Concentrazione apparente,
Percentuale di Crossreattività, 5ND: non
determinabile. Protein Effect: 1Ricostituzione,
2
Concentrazione ca., 3Osservato (O), 4Atteso
(A), 5%O/E. SHBG Effect: 1Aggiunta,
2
Calibratore, 3Semplice, senza, 4Osservato,
5
Corretti, 6% Corretti/ Medio.
4
Português. Example Run: 1Tubo, 2Duplicado
CPM, 3Média de CPM, 4Net CPM, 5Percentagem
de Ligação, 6Aprox. Testosterona Total ng/dL,
7
Total, 8%NSB, 9%MB, 10Desconhecidas,
11
Parâmetros do controlo de qualidade, 1220%
Intercepção. Efeito fim-de-série: 1Tubos.
Interassay Precision: 1Média, 2Desvio padrão,
3
Coeficiente de variação. Linearity: 1Diluição,
2
Observado (O), 3Esperado (E), 4%O/E, 58 em 8.
Recovery: 1Solução, 2Observado (O),
3
Esperado (E), 4%O/E. Specificity: 1Composto,
2
Quantidade adicionada, 3Apparent
Concentration, 4Percentagem de reacção
cruzada, 5ND: não detectável. Protein Effect:
1
Reconstituição, 2Aproximadamente
Concentration, 3Observado (O), 4Esperado (E),
5
% O/E. SHBG Effect: 1Adicionadas,
2
Calibrador, 3Não adicionada, 4Observado,
5
Corrigidos, 6% Corrigidos/Média.
Deutsch
Coat-A-Count Gesamt
Testosteron
Anwendung: Festphasen
Radioimmunoassay (beschichtete
Röhrchen) zur direkten quantitativen
Bestimmung des Testosterons im nicht
extrahierten Serum oder Heparin-Plasma.
Nach saurer Hydrolyse ist die Bestimmung
im Urin ebenfalls möglich. Der Assay ist
ausschließlich in der in-vitro Diagnostik
zur Diagnose und Beurteilung von
Zuständen, die mit Überschuss oder
Mangel dieses Androgens einhergehen,
einzusetzen.
Artikelnummern: TKTT1 (100 Tests),
TKTT2 (200 Tests), TKTT5 (500 Tests).
Die Packung mit 100 Röhrchen
enthält weniger als 4 Microcurie
(148 Kilobequerel) an
125
radioaktivem I-markiertem Testosteron;
die Packung mit 200 Röhrchen enthält
weniger als 8 Microcurie
(296 Kilobecquerel) und die Packung mit
500 Röhrchen enthält weniger als 20
Microcurie (740 Kilobecquerel).
12
Klinische Relevanz
Beim Mann wird Testosteron hautsächlich
in den interstitiellen Leydig-Zellen des
Hodens gebildet. Die Synthese wird durch
das Interstitialzellen stimulierende Hormon
(ICSH) oder Luteinisierende Hormon (LH,
dem weiblichen Äquivalent des ICSH) der
Hypophyse reguliert. Testosteron ist
verantwortlich für die Entwicklung der
männlichen sekundären Geschlechtsmerkmale, der akzessorischen Sexualorgane, der Prostata, Samenblase, sowie
für die Entwicklung der Gesichts-, Schamund Achselbehaarung. Die Bestimmung
des Testosterons ist von Bedeutung bei
der Beurteilung von Hypogonadismus.
Erhöhte Testosteronspiegel können bei
Männern mit Androgenresistenz gefunden
10
werden (testikuläre Feminisierung). Beim
Mann können folgende Ursachen für
erniedrigte Testosteronspiegel
verantwortlich sein: Hypogonadismus,
Orchidectomie, Östrogentherapie,
Klinefelter Syndrom, HypophysenUnterfunktion und Leberzirrhose.
Bei Frauen werden normalerweise sehr
viel niedrigere Testosteronspiegel als bei
Männern gefunden. Bei Frauen stammt
das Testosteron aus drei Quellen. Es wird
in geringen Mengen von den Nebennieren
und den Ovarien synthetisiert. Bei
gesunden Frauen stammen 50–60% der
täglichen Testosteron-Produktion von der
Metabolisierung der Vorstufen und zwar
hauptsächlich des Androstendions.
Häufige Ursachen für erhöhte
Testosteronspiegel bei Frauen sind
Polyzystische Ovarien (Stein-Leventhal
Syndrom), Ovariatumoren, Nebennierentumoren und Nebennierenhyperplasien.
Virilisierungserscheinungen bei Frauen
sind assoziiert mit Androgengaben und
endogener Testosteronüberproduktion.
Der Serum-Testosteronspiegel scheint mit
dem Virilisierungsgrad bei Frauen zu
korrelieren, obwohl 25% der Frauen mit
unterschiedlich stark ausgeprägter
Virilisierung einen Testosteronspiegel
innerhalb des Referenzbereiches für
Frauen haben.
Methodik
Im Coat-A-Count RIA zur Bestimmung des
125
Gesamt Testosteron konkurriert Imarkiertes Testosteron eine vorgegebene
Zeit mit dem Testosteron im
Patientenserum um die Bindung an
Testosteron-Antikörper, die auf die
Innenwand von Polypropylen-Röhrchen
fest aufgebracht sind. Um die freie von der
gebundenen Fraktion zu trennen, wird das
Röhrchen dekantiert. Anschließend erfolgt
die Messung im Gamma-Counter. Die
Konzentration des Testosteron in der
Patientenprobe wird an einer
Standardkurve bestimmt.
Zu pipettierende Reagenzien: 1
Testdauer: 3 Stunden
Totalaktivität zum Zeitpunkt der
Markierung: ca. 60 000 cpm
Hinweise und
Vorsichtsmaßnahmen
Zur In-vitro-Diagnostik.
Reagenzien: Die Packung mit den
Reagenzien sollte bei 2–8°C in einem
Kühlschrank gelagert werden, der für
radioaktives Material ausgewiesen ist. Die
Entsorgung muss nach den jeweils
gültigen Gesetzen erfolgen.
Die Reagenzien dürfen nur bis zum
Verfallsdatum verwendet werden.
Einige Komponenten des Kits können
Material humanen Ursprungs und/oder in
anderer Weise gefährliche Inhaltsstoffe
enthalten, die es unbedingt notwendig
machen die folgenden Vorsichtsmaßnahmen einzuhalten:
Die generell geltenden
Vorsichtsmaßnahmen sind einzuhalten
und alle Komponenten als potenziell
infektiös zu behandeln. Alle aus
menschlichem Blut gewonnenen
Materialien wurden auf Syphilis,
Antikörper gegen HIV-1 und HIV-2,
Hepatitis-B-Oberflächenantigen und
Hepatitis-C-Antikörper untersucht und
negativ befundet.
Bestimmten Komponenten wurde
Natriumazid (<0,1 g/dl) hinzugefügt. Um
die Bildung von explosiven Metallaziden in
Blei- und Kupferrohren zu vermeiden,
sollten die Reagenzien nur zusammen mit
großen Wassermengen in die Kanalisation
gespült werden.
Wasser: Destilliertes bzw. deionisiertes
Wasser benutzen.
Radioaktivität
Der Umgang mit radioaktivem Material ist
in Deutschland genehmigungspflichtig.
Deshalb muss der Siemens Healthcare
Diagnostics eine Kopie der aktuellen
gültigen Umgangsgenehmigung des
Kunden vorliegen, bevor radioaktive
Reagenzien versendet werden dürfen. Die
Strahlenschutzverordnung ist zu
beachten.
Das radioaktive Material ist gemäß der
jeweiligen Umgangsgenehmigung zu
handhaben.
Die Strahlenexposition ist zu minimieren.
Spritzer sind sofort aufzuwischen und die
betroffene Oberfläche zu dekontaminieren. Aerosolbildung ist zu vermeiden.
Flüssiger und fester radioaktiver Abfall
sind unter Beachtung der gültigen
Richtlinien zu entsorgen.
Bestandteile der Testpackung:
Vorbereitung
Es wurde gezeigt, dass Testosteron an
Gummi-Oberflächen adsorbiert. Behälter
und Stopfen aus Gummi sollten deshalb
bei der Handhabung der gelieferten
Reagenzien nicht verwendet werden.
Gesamt Testosteron Antikörper
beschichtete Röhrchen (TTT1)
Polypropylen-Röhrchen beschichtet mit
Antikörpern gegen Testosteron, verpackt
in wiederverschließbaren Plastikbeuteln.
Kühl lagern, vor Feuchtigkeit schützen und
nach dem Öffnen wieder sorgfältig
verschließen. Lagerung bei 2–8°C bis zum
Verfallsdatum. Farbe: gelb.
TKTT1: 100 Röhrchen.
125
I Gesamt Testosteron (TTT2)
105 ml jodiertes Testosteron. Lagerung
bei 2–8°C. Haltbar bis 30 Tage nach dem
Öffnen oder bis zum Verfallsdatum auf der
Flasche. Den Tracer vor Gebrauch auf
Raumtemperatur bringen (15–28°C) und
durch vorsichtiges Umdrehen mischen.
TKTT1: 1 Flasche. TKTT2: 2 Flaschen.
TKTT5: 5 Flaschen.
Gesamt Testosteron Standards
(TTC3–8)
6 Flaschen mit Testosteron Standards,
gebrauchsfertig. Der Nullstandard (A)
13
enthält 4,0 ml während die Standards B F je1,0 ml enthalten. 30 Tage nach dem
Öffnen bei 2–8°C haltbar oder 6 Monate
bei –20°C (aliquotiert).
TKTT1: 1 Set. TKTT2: 1 Set.
TKTT5: 2 Sets.
Die Standards enthalten 0, 20, 100, 400,
800 und 1 600 ng/dl Testosteron in
humanem Serum; bzw.: 0; 0,7; 3,5; 14; 28
und 55 nmol/l. Weitere
Standardkurvenpunkte können durch
mischen der Standards hergestellt
werden.
Erforderliche Laborgeräte und
Hilfsmittel
Gammacounter – kompatibel mit
12x75 mm Röhrchen
Wirbelmischer
Urin Hydrolyse
Siehe Probenvorbereitung: Urin Hydrolyse
Radioimmunoassay
Unbeschichtete 12x75 mm PolyprophylenRöhrchen - für T und NSB Röhrchen,
erhältlich bei Siemens Healthcare
Diagnostics (Artikelnummer: PPO)
Mikropipetten: 50 µl und 1,0 ml.
Wasserbad – bei 37°C – Heizöfen oder
Heizblöcke dürfen nicht verwendet
werden.
Dekantierständer – erhältlich bei Siemens
Healthcare Diagnostics (Artikelnummer:
FDR).
Logit-Log-Papier
Immunoassay-Kontrolle (> 25 Parameter,
3 Konzentrationen) (Artikelnummer:
CON6).
Probengewinnung
Serum und Heparin Plasma:
Es ist keine besondere Vorbereitung der
Patienten nötig. Blutentnahme durch
8
Venenpunktion in Röhrchen ohne
Zusätze (ohne Antikoagulantien) oder
Heparin-Röhrchen, Trennung des Serums
oder Heparin-Plasma von den Blutzellen,
Abnahmezeitpunkt notieren.
EDTA Plasma liefert Ergebnisse, die
durchschnittlich 10% niedriger sind.
14
Der Einsatz einer Ultrazentrifuge wird zur
Klärung von lipämischen Proben
empfohlen.
Bei hämolysierten Proben besteht die
Möglichkeit einer unsachgemäßen
Handhabung vor Eintreffen im Labor,
daher sind die Ergebnisse mit Vorsicht zu
interpretieren.
Blutentnahmeröhrchen von verschiedenen
Herstellern können differierende Werte
verursachen. Dies hängt von den
verwendeten Materialien und Additiven
(Gel oder physische Trennbarrieren,
Gerinnungsaktivatoren und /oder
Antikoagulantien) ab. Coat-A-Count
Gesamt Testosteron sind nicht mit allen
möglichen Röhrchenvariationen
ausgetestet worden. Details der
getesteten Röhrchenarten sind dem
Kapitel "Alternative Probenarten" zu
entnehmen.
Erforderliche Menge: 50 µl pro
Röhrchen.
Lagerung: Bei 2–8°C für 7 Tage, oder für
9
2 Monate bei –20°C.
Die Proben vor Testbeginn auf
Raumtemperatur (15–28°C) bringen und
vorsichtig durchmischen. Um wiederholtes
Einfrieren und Auftauen zu vermeiden bei
Bedarf portionieren. Gefrorene Proben
dürfen nicht durch Erhitzen im Wasserbad
aufgetaut werden.
Urin:
Die Probe sollte während des
Sammelzeitraums (24 Stunden) gekühlt
gehalten werden. Notieren Sie das
Gesamtvolumen. Wenn sich die
Bestimmung nicht sofort anschließt, ist
dem Urin 1,0 g Borsäure pro 100 ml Urin
als Konservierungsmittel zuzusetzen.
Erforderliche Menge: 1,0 ml (für das
Hydrolyse-Verfahren).
Lagerung: 7 Tage bei 2–8°C oder für 1
Monat bei –20°C.
Probenvorbereitung: UrinHydrolyse
1
Beschriften Sie für jede Urin Probe ein
unbeschichtetes Glas oder
Plastikröhrchen.
Keine Antikörper-beschichtete
Röhrchen verwenden.
2
Jeweils 1,0 ml Urin in die
vorbereiteten Röhrchen pipettieren
Falls die Probe ausflockt oder sich ein
Niederschlag gebildet hat, sollte der
Urin vorher zentrifugiert werden und
der klare Überstand zur Bestimmung
herangezogen werden.
3
4
Jeweils 200 µl konzentrierte
Salzsäure (HCl 12N, nicht im
Lieferumfang) in jedes Röhrchen
pipettieren. Die Röhrchen locker
verschließen und im kochenden
Wasserbad 15 Minuten erhitzen.
deshalb auch auf das Mitführen der
NSB-Röhrchen verzichtet werden.
Beschichtete Röhrchen: Jeweils 2
Testosteron Antikörper-beschichtete
Röhrchen mit A (maximale Bindung, 0Standard) und von B bis F beschriften.
Jeweils 2 weitere Antikörper-beschichtete
Röhrchen für Kontrollen und
Patientenproben beschriften.
Jede hydrolysierte Probe 1 : 25 mit
dem Nullstandard verdünnen: z. B.,
10 µl des Hydrolysats und 240 µl
Nullstandard.
Für diese 1 : 25 Verdünnung
unbedingt Nullstandard und kein
Wasser verwenden.
2
Mit der Durchführung des
Radioimmunoassays fortfahren, so wie in
dem Abschnitt RadioimmunoassayVerfahren beschrieben. Schließt sich die
Bestimmung nicht sofort an, sollten die
Hydrolysate fest verschlossen maximal 7
Tage bei –20°C eingefroren werden.
Wenn gewünscht können die Volumina
erhöht werden, vorausgesetzt das
Verhältnis, wie in der Hydrolyseprozedur
beschrieben, bleibt unverändert.
1
Unbeschichtete Röhrchen: Jeweils
2 unbeschichtete 12x75 mm
Polypropylen-Röhrchen mit T (Totalaktivität) und NSB (unspezifische
Bindung) beschriften.
Da die unspezifische Bindung im
Coat-A-Count RIA normalerweise
niedrig ist hat sie keinen signifikanten
Einfluss auf die Messwerte. Es kann
ng/dl
A (MB)
0
nmol/l
0
B
20
0,7
C
100
3,5
D
400
14
E
800
28
F
1 600
55
Jeweils 50 µl des 0-Standards A in die
NSB und A Röhrchen und jeweils
50 µl der restlichen Standards,
Kontrollen und Patientenproben
(Serum oder Heparin-Plasma) in die
vorbereiteten Röhrchen pipettieren.
Jeweils 50 µl Urinhydrolysate in die
entsprechend beschrifteten Röhrchen
pipettieren. Direkt auf den Boden
des Röhrchens pipettieren.
Patientenproben mit Konzentrationen
oberhalb des Messbereichs
(1 600 ng/dl) müssen mit dem 0Standard verdünnt werden.
Testansatz und Durchführung
Die Testosteronkonzentrationen im Serum
(oder Heparin-Plasma), sowie im Urin
können an der gleichen Standardkurve
ermittelt werden. Dementsprechend
können Urin-Hydrolysate und
Serumproben im gleichen Testansatz
eingesetzt werden. Die Standards sind
gebrauchsfertig; nur Urinproben müssen
vorher der im Kapitel „Urin-Hydrolyse“
beschriebenen Prozedur unterzogen
werden. Alle Testkomponenten vor
Testbeginn auf Raumtemperatur (15–
28°C) bringen.
Standards
3
125
Jeweils 1,0 ml I Testosteron
hinzufügen. Mischen.
Mit Hilfe eines Pipettor-Dilutors
können die Schritte 2 und 3 auch
gleichzeitig durchgeführt werden.
Dabei sollte aber darauf geachtet
werden, dass es zu keiner
Verschleppung von Probe zu Probe
kommt. Das Verteilen des Tracers
sollte nicht länger als 10 Minuten
dauern. Die T-Röhrchen bis zur
Messung (siehe Schritt 6) beiseite
stellen; sie bedürfen keiner weiteren
Behandlung.
4
Für 3 Stunden bei 37°C inkubieren.
5
Vollständig dekantieren.
Vollständiges Entfernen der
Flüssigkeit verbessert die Präzision
deutlich. Mit Hilfe eines
Dekantierständers alle Röhrchen
15
(außer die T-Röhrchen) dekantieren
oder absaugen und 2–3 Minuten
umgedreht stehen lassen.
Anschließend werden die Röhrchen
kräftig auf Fließpapier ausgeklopft, um
alle restlichen Tröpfchen zu entfernen.
6
Alle Röhrchen 1 Minute im GammaCounter messen.
Berechnung und
Qualitätskontrolle
Um die Konzentrationen aus der Logit-Log
Darstellung der Standardkurve zu
berechnen, werden zunächst die
Mittelwerte der Röhrchenpaare, bereinigt
um den Mittelwert der NSB Counts pro
Minute (cpm) berechnet:
Netto Counts = (Mittelwert CPM) minus
(Mittelwert NSB CPM)
Anschließend wird die Bindung jedes
Röhrchenpaars als Prozent der
Maximalbindung (MB, B0) bestimmt.
Hierzu werden die mittleren CPM des AStandards korrigiert um die mittlere NSB
als 100% gesetzt:
Prozentbindung = (Netto Counts / Netto MB
Counts) × 100
Die Berechnung kann durch weglassen
der Korrektur um die NSB vereinfacht
werden. Für Proben innerhalb des
Standardbereichs werden nahezu
identische Konzentrationen berechnet,
wenn B/B0 direkt aus den CPM ermittelt
wird.
Die so ermittelten B/B0 aller Standards
außer des 0-Standards werden auf der yAchse auf Logit-Log Papier gegen die
Konzentration auf der x-Achse
(logarithmisch) aufgetragen. Die Punkte
werden mit bestmöglicher Annäherung
durch eine gerade Linie verbunden. Die
Ergebnisse der unbekannten Proben
können dann durch Interpolation an der
Kurve abgelesen werden.
Obwohl andere Berechnungsverfahren
prinzipiell ebenfalls möglich sind, ist
dennoch der oben beschriebenen
Berechnung nach der Logit-Log Methode
der Vorzug zu geben, da diese einige
Vorteile aufzuweisen hat. Beispielsweise
können abweichende Kurvenpunkte
einfacher erkannt werden, da der
Testosteron Coat-A-Count RIA für einen
16
linearen Standardkurvenverlauf in dieser
Darstellung optimiert wurde.
Urin Proben: Dividieren Sie die von der
Kurve abgelesenen Werte in ng/dl durch
100, um die Werte in ng/ml umzurechnen.
Diese Werte werden mit 30 multipliziert,
um die Konzentrationen in ng/dl für die
ursprüngliche, unhydrolysierte Urinprobe
zu erhalten. (Ein Faktor von 30 ergibt sich
durch die 1:1,2 Verdünnung der Urinprobe
mit HCl und die anschließende 1:25
Verdünnung mit dem 0-Standard). Zur
Berechnung der Testosteron
Ausscheidung in µg/24 Stunden ist
anschließend mit dem 24-StundenUrinvolumen (in Litern) zu multiplizieren.
Dokumentation: Es ist gute Laborpraxis
die Chargennummern, sowie das Datum
der ersten Öffnung bzw. Rekonstitution
der verwendeten Komponenten zu
protokollieren.
Proben-Handhabung: Die Anweisungen
zur Handhabung und Lagerung von
Proben und Komponenten müssen
beachtet werden. Patientenproben mit
erwarteten Konzentrationen über dem
höchsten Standard (1 600 ng/dl) müssen
vor dem Einsatz in den Test mit 0Standard verdünnt werden. Alle Proben,
inklusive Standards und Kontrollen, sollten
in Doppelbestimmung gemessen werden.
Es ist gute Laborpraxis Pipetten mit
Einmalspitzen zu verwenden und die
Spitze von Probe zu Probe zu wechseln
um Verschleppung zu vermeiden.
Kontrollpaare sollten an verschiedenen
Stellen des Testansatzes platziert werden,
um eine eventuelle Drift zu erkennen. Die
Einzelergebnisse der Duplikate sollten auf
Übereinstimmung überprüft und
Verschleppung von Probe zu Probe
vermieden werden.
Es wurde gezeigt, dass Testosteron an
Gummi-Oberflächen adsorbiert. Behälter
und Stopfen aus Gummi sollten deshalb
bei der Handhabung der gelieferten
Reagenzien nicht verwendet werden.
Kontrollen: Kontrollen mit mindestens 2
Gesamt Testosteron Konzentrationen
(niedrig und hoch) sollten routinemäßig als
unbekannte Proben eingesetzt und von
Tag zu Tag protokolliert werden.
Wiederholungsmessungen von Proben
sind ein wertvolles Hilfsmittel in der
Beurteilung der Interassay Präzsion.
Datenberechnung: Es ist gute
Laborpraxis die Standardkurve grafisch
darzustellen (auch wenn die eigentliche
Berechnung durch ein
Computerprogramm erfolgt) um visuell zu
überprüfen, ob für die Standardkurve die
geeignete Transformation verwendet
wurde und um eventuell abweichende
Standardkurvenpunkte zu entdecken.
Siehe auch: Davis SE et al.
Qualitätskontroll-Parameter: Es wird
empfohlen die folgenden Parameter zu
protokollieren:
T = Totalaktivität (als Counts pro Minute)
%NSB = 100 × (Mittelwert NSB Counts / Total
Counts)
%MB = 100 × (Netto Counts / Total Counts)
und die 20, 50 und 80 Prozent
"intercepts," wobei
Im Labor sollten diese Ergebnisse
lediglich als Richtwerte betrachtet werden.
Jedes Labor sollte seine eigenen
Referenzbereiche etablieren.
Leistungsdaten
Im folgenden Abschnitt sind Daten
gezeigt, die für die Leistung des Gesamt
Testosteron Coat-A-Count RIA
repräsentativ sind. Die Ergebnisse sind in
ng/dl angegeben. Wenn keine anderen
Angaben gemacht werden, wurden die
nachfolgenden Ergebnisse in
Serumproben gemessen.
Umrechnungsfaktor:
ng/dl × 0,03467 → nmol/l
Messbereich: 4 – 1 600 ng/dl
20% = Konzentration bei 20 Prozent Bindung,
etc.
Auswertebeispiel: Dieses Beispiel dient
nur zur Veranschaulichung und ist nicht
dazu geeignet Werte aus einem anderen
Testansatz damit zu ermitteln. (siehe
Tabelle "Example Run").
Referenzwerte
In einer Referenzbereichsstudie wurden
87 Serumproben von Männern und 81
Serumproben von Frauen mit dem
Testosteron Coat-A-Count RIA mit den
nachfolgenden Ergebnissen in ng/dl
gemessen.
n
Ein Vergleich des Coat-A-Count 50 µl
Testosteron Verfahrens mit dem
Vorgänger lässt folgende
Referenzbereiche im Urin erwarten: 25 bis
125 µg/Tag (Median ca. 75 µg/Tag) für
erwachsene Männer und 5 bis 35 µg/Tag
(Median ca. 15 µg/Tag) für erwachsene
Frauen.
Median Zentraler
Absoluter
(ng/dl) 95% Bereich Bereich
Frauen
Ovulation
41
24
NN–80
NN–81
Orale
Kontazeptiva
13
15
—
NN–28
Postmenopausal
27
20
4,0–62
4,0–74
20–49 Jahre
68
630
262–1 593
245–1 836
> 50 Jahre
19
427
181–758
181–772
Männer
Standardbereich: 20 – 1 600 ng/dl
(0,7 – 55 nmol/l).
Analytische Sensitivität: 4 ng/dl
(0,14 nmol/l).
Intraassay-Präzision: Das gezeigte
Präzisionsprofil basiert auf 17 bis 21
Freiheitsgraden pro Punkt und zeigt die zu
erwartenden VK´s für Proben in
Doppelbestimmung. (Siehe Diagramm
“Precision Profile”.)
Interassay-Präzision: Statistische
Berechnung der Ergebnisse von 7
Proben, die in 20 Röhrchenpaaren in
mehreren Ansätzen gemessen wurden.
(Siehe Tabelle “Interassay Precision”.)
Spezifität: Das Coat-A-Count GesamtTestosteron Antiserum ist hochspezifisch
für Testosteron. Die Kreuzreaktivität in %
wurde auf Basis der Konzentrationen bei
ca. 50% Bindung ermittelt.
(Repräsentative Daten siehe Tabelle
„Specificity“)
Linearität: Proben wurden in
verschiedenen Verdünnungen getestet.
„Linearity“.)
NN: Nicht nachweisbar
17
"End of Run" Effekt: Tritt bis ca.
300 Röhrchen nicht auf. (Siehe Tabelle
"End-of-Run Effect").
Wiederfindung: Proben wurden 1:19 mit
3 Testosteron Lösungen (5 000, 10 000
und 20 000 ng/dl) versetzt und gemessen.
(Repräsentative Daten entnehmen Sie
bitte der Tabelle „Recovery“.)
Bilirubin: Bilirubin hat in Konzentrationen
bis zu 200 mg/l keinen Einfluss auf die
Ergebnisse, der größer als die Impräzision
des Assays selbst ist.
Hämolyse: Erythrozytenkonzentrate
haben in Konzentrationen bis zu 30 µl/ml
keinen Einfluss auf die Messung, der
größer als die Impräzision des Assays
selbst ist.
Lipämie: Der Standard mit der höchsten
Konzentration (1 600 ng/dl) wurde seriell
mit einem lipämischen Serumpool
verdünnt. Dies führt zu einem Anstieg des
Lipämie-Grades während die Testosteron
Konzentration (primär durch den
geringeren Anteil des Standards bedingt)
abfällt. Die Verdünnungen wurden
zusammen mit dem nativen lipämischen
Serumpool gemessen. Die Ergebnisse
zeigen, dass selbst eine starke Lipämie
keinen klinisch signifikanten Einfluss auf
den Assay hat.
Einfluss von Antikoagulantien: Um den
Einfluss von Antikoagulantien zu
überprüfen, wurde 23 Freiwilligen Blut in
Röhrchen ohne Zusatz, Heparinröhrchen
und EDTA-Vacutainer-Röhrchen
entnommen. Alle Proben wurden im
Gesamt-Testosteron Coat-A-Count
Verfahren gemessen. Durch lineare
Regression:
(Heparin) = 1,02 (Serum) – 1,0 ng/dl
r = 0,998
Mittelwerte:
273 ng/dl (Heparin)
270 ng/dl (Serum)
(EDTA) = 0,91 (Serum) + 3,0 ng/dl
r = 0,997
Mittelwerte:
250 ng/dl (EDTA)
270 ng/dl (Serum)
Die Ergebnisse zeigen, dass HeparinPlasma im Gesamt-Testosteron Coat-ACount RIA praktisch die gleichen
Resultate ergibt wie Serum, während
EDTA-Plasma zu im Mittel 10%
niedrigeren Werten führt.
18
SHBG Einfluss: Um zu überprüfen, ob
unterschiedliche endogene
Konzentrationen an
Sexualhormonbindendem Globulin
(SHBG) das Verfahren beeinflussen,
wurden die Standards des SHBG IRMACount jeweils 1:201 mit einer Testosteron
Lösung versetzt und anschließend nativ,
sowie mit Zusatz im Gesamt-Testosteron
Coat-A-Count RIA gemessen. In der 4.
Spalte sind die Testosteron Werte (in
ng/dl) in den SHBG Standards mit Zusatz
nach Korrektur um die Testosteron
Konzentration in den Standards ohne
Zusatz aufgelistet. Zur Berechnung der
Werte in der letzten Spalte wurde die
mittlere, korrigierte Testosteron
Konzentration der SHBG Standards mit
Zusatz als 100% gesetzt. (Repräsentative
Daten siehe Tabelle "SHBG Effect")
Protein Einfluss: Um unterschiedliche
Proteinkonzentrationen zu simulieren,
wurden 2,0 ml Portionen von einem
humanem Serumpool gefriergetrocknet
und in unterschiedlichen Volumina (1,3;
2,0 und 3,0 ml) mit Wasser aufgelöst.
Jede aufgelöste Portion wurde
anschließend im Gesamt-Testosteron
Coat-A-Count RIA gemessen. (Der
jeweilige Faktor, um das Auflösevolumen
zu korrigieren, ist in der Tabelle
aufgelistet.) Die beobachteten und
erwarteten Gesamt-Testosteron
Konzentrationen sind in ng/dl angegeben.
"Protein Effect")
Methodenvergleich: In einer
Vergleichstudie mit Patientenseren wurde
der Testosteron Coat-A-Count RIA mit
zwei kommerziell verfügbaren Testosteron
Radioimmunoassays verglichen, einem
Doppelantikörper Assay (Kit A) und einem
Assay mit beschichteten Röhrchen (Kit B).
Die Ergebnisse von 37 männlichen und 46
weiblichen Serumproben wurden
kombiniert und ergaben die folgenden
Korrelationen.
(TKTT) = 1,10 (Kit A) + 19 ng/dl
r = 0,981
Mittelwerte:
269 ng/dl (TKTT)
227 ng/dl (Kit A)
(TKTT) = 1,23 (Kit B) + 16 ng/dl
r = 0,987
Mittelwerte:
269 ng/dl (TKTT)
206 ng/dl (Kit B)
Anwendungsberatung
Bei Rückfragen wenden Sie sich bitte an
Ihre Niederlassung.
Das Qualitätsmanagement-System der Siemens
Healthcare Diagnostics Inc. ist zertifiziert nach
DIN EN ISO 13485:2003.
Español
Coat-A-Count
Testosterona Total
Utilidad del análisis: El kit Coat-A-Count
Testosterona Total es un
125
radioinmunoensayo ( I) en fase sólida,
diseñado para la determinación
cuantitativa de testosterona en suero o
plasma heparinizado, sin extracción.
Acoplado con un procedimiento de
hidrólisis ácida, también es adecuado
para analizar muestras de orina. Su uso
es estrictamente para diagnóstico in vitro,
como una ayuda en el diagnóstico y
manejo de las enfermedades en las que
hay exceso o deficiencia de este
andrógeno.
Referencia: TKTT1 (100 tubos),
TKTT2 (200 tubos), TKTT5 (500 tubos).
El kit de 100 tubos contiene
menos de 4 microcurios (148
kilobequerelios) de testosterona
125
marcada con I radioactivo; El kit de 200
tubos contiene menos de 8 microcurios
(296 kilobequerelios); y el kit de 500 tubos
contiene menos de 20 microcurios (740
kilobequerelios).
Resumen y Explicación del
Test
En los hombres, la testosterona se
sintetiza principalmente en las células
intersticiales de Leydig en los testículos, y
está regulada por la hormona estimulante
de las células intersticiales (ICSH), o por
la hormona luteinizante (LH) de la
pituitaria anterior (el equivalente femenino
a la ICSH). La testosterona es la
responsable del desarrollo de los
caracteres sexuales secundarios, como
los órganos sexuales accesorios, la
próstata, las vesículas seminales y el
crecimiento del vello facial axilar y púbico.
Las determinaciones de testosterona son
muy útiles en la evaluación de los
estadíos hipogonadales. Niveles elevados
de testosterona en los hombres se
pueden observar en la resistencia
androgénica completa (feminización
9
testicular). Las razones más comunes de
niveles bajos de testosterona en hombres
son: hipogonadismo, orquidectomía,
terapia con estrógenos, síndrome de
Klinefelter, hipopituitarismo, y cirrosis
hepática.
En las mujeres, los niveles de
testosterona son normalmente mucho
más bajos que los encontrados en los
hombres sanos. La testosterona en las
mujeres procede de tres fuentes. Es
secretada en pequeña cantidad por las
glándulas adrenales y los ovarios, y en las
mujeres sanas el 50–60% de la
producción diaria de testosterona se debe
al metabolismo periférico de
prehormonas, principalmente la
androstenediona. Las causas más
comunes de niveles elevados de
testosterona en mujeres son ovarios
poliquísticos (síndrome de SteinLeventhal), tumores ováricos, tumores
adrenales e hiperplasia adrenal. La
virilización en las mujeres está asociada
con la administración de andrógenos y la
sobreproducción endógena de
testosterona. Parece que hay una
correlación entre los niveles séricos de
testosterona y el grado de virilización en
las mujeres, aunque aproximadamente el
25% de las mujeres con diferentes grados
de virilización poseen niveles séricos de
testosterona dentro de los valores
normales femeninos.
Principio del análisis
El procedimiento Coat-A-Count es un
radioinmunoensayo en fase sólida,
basado en un anticuerpo específico para
testosterona que está inmovilizado en la
pared de un tubo de polipropileno. La
125
testosterona marcada con I compite,
durante un periodo de tiempo
determinado, con la testosterona de la
muestra del paciente por los sitios de
unión de los anticuerpos. Luego el tubo se
decanta para separar la testosterona
unida de la libre, y se cuenta en un
contador gama. La cantidad de
testosterona presente en la muestra del
19
paciente se determina a partir de una
curva de calibración.
Reactivos a pipetear: 1
Tiempo total de incubación: 3 horas
Cuentas totales en la iodización:
aproximadamente 60 000 cpm
Advertencias y precauciones
Para uso diagnóstico in vitro.
Reactivos: Almacenar a 2–8°C en una
cámara preparada para almacenar
material radioactivo. Desechar de acuerdo
a la legislación en vigor.
No usar los reactivos después de su fecha
de caducidad.
Algunos componentes suministrados en el
kit pueden contener material de origen
humano y/o otros componentes
potencialmente peligrosos que necesiten
ciertas precauciones.
Siga las precauciones universales y
manipule todos los componentes como si
fueran capaces de transmitir agentes
infecciosos. Los materiales derivados de
sangre humana han sido analizados y son
negativos para sífilis; para anticuerpos
frente al HIV 1 y 2; para el antígeno de
superficie de hepatitis B y para los
anticuerpos de hepatitis C.
Se ha usado Azida sódica, en
concentraciones menores de 0,1 g/dl,
como conservante. Para su eliminación,
lavar con grandes cantidades de agua
para evitar la constitución de residuos de
azidas metálicas, potencialmente
explosivas, en las cañerías de cobre y
plomo.
Agua: Usar agua destilada o desionizada.
Radioactividad
Una copia de cualquier certificado de
licencia de radioisótopos (específico o
general) emitido a la aduana de los
EE.UU. se registrará en los ficheros de
Siemens Healthcare Diagnostics antes de
que se puedan enviar kits o componentes
conteniendo material radioactivo. Estos
materiales radioactivos pueden adquirirse
por cualquier cliente con la licencia
específica apropiada. Con una licencia
general, estos materiales radioactivos
pueden adquirirse solo por médicos,
veterinarios en la práctica de la medicina
veterinaria, laboratorios clínicos y
20
hospitales — y estrictamente para la
clínica in vitro o test de laboratorio que no
conlleven la administración interna o
externa de material radioactivo o su
radiación a humanos u otros animales. Su
adquisición, recepción, almacenaje, uso,
trasferencia y desecho están regulados y
se expenderá una licencia (general o
específica) de la Comisión Nuclear de
EE.UU. o de un Estado con el NRC para
su consiguiente control.
Manejar los materiales radioactivos de
acuerdo a los requerimientos de su
licencia general o específica. Para
minimizar la exposición a la radiación, el
usuario debe adherirse al cuarto conjunto
de guías publicadas por el National
Bureau of Standards con el nombre Safe
Handling of Radioactive Materials
(Handbook No. 92, issued March 9, 1964)
y en las consiguientes publicaciones de
las autoridades Federales o Estatales.
Limpiar y decontaminar rápidamente las
superficies afectadas. Evitar la generación
de aerosoles. Eliminar los residuos sólidos
radioactivos de acuerdo con los
requerimientos de su licencia. Licencias
generales (NRC Form 483) pueden
eliminar sus residuos sólidos radioactivos
como residuos no radioactivos, después
de retirar las etiquetas. Licencias
específicas (NRC Form 313) se deben
referir al Título 10, Código de
Regulaciones Federales, Parte 20. Las
licencias en Estados Asociados deben
referirse a las normativas de su
correspondiente Estado. Licencias
generales pueden eliminar sus residuos
líquidos radioactivos contenidos en este
tipo de productos como cualquier otro
material líquido, quitando las etiquetas de
los contenedores y procesándolos como
residuos sólidos. Licencias específicas
pueden eliminar pequeñas cantidades de
residuos líquidos radioactivos contenidos
en este tipo de productos como cualquier
otro material líquido. Refiérase a la
normativa aplicable a su laboratorio.
Materiales Suministrados:
Preparación Inicial
Se ha encontrado que la testosterona se
adsorbe a las superficies de goma; por lo
tanto se debe evitar el uso de recipientes
y tapas de goma en la manipulación de
los reactivos provistos.
Tubos recubiertos de anticuerpo frente
a la testosterona total (TTT1)
Tubos de polipropileno recubiertos con
anticuerpos de conejo frente a la
testosterona embalados en bolsas de
cierre hermético. Almacenar refrigerados y
protegidos de la condensación, cerrando
cuidadosamente las bolsas después de su
uso. Estable a 2–8°C hasta la fecha de
caducidad impresa en la bolsa.
Color: amarillo.
TKTT1: 100 tubos. TKTT2: 200 tubos.
TKTT5: 500 tubos.
Radioinmunoanálisis
Tubos de ensayo de polipropileno de
12 × 75 mm para su uso como tubos T y
NSB, disponibles en Siemens Healthcare
Diagnostics (Referencia: PPO).
125
Papel gráfico Logit-log
I Testosterona Total (TTT2)
105 ml de testosterona radioactiva.
Estable a 2–8°C durante 30 días después
de su apertura, o hasta la fecha de
caducidad impresa en el vial. El trazador
debe encontrarse a temperatura ambiente
(15–28°C) y mezclarse bien por inversión
suave antes de usar.
TKTT1: 1 vial. TKTT2: 2 viales.
TKTT5: 5 viales.
Calibradores de testosterona Total
(TTC3–8)
Seis viales de calibradores de
testosterona, listos para su uso. El
calibrador cero A contiene 4,0 ml, y los
calibradores restantes, B a G, contienen
cada uno 1,0 ml. Estable a 2–8°C durante
30 días después de abrir, o hasta
6 meses (alicuotados) a –20°C.
TKTT1: 1 juego. TKTT2: 1 juego.
TKTT5: 2 juegos.
Los calibradores contienen
respectivamente: 0, 20, 100, 400, 800 y
1 600 nanogramos de testosterona por
decilitro (ng/dl) en suero humano
procesado; equivalentemente: 0, 0,7, 3,5,
14, 28 y 55 nanomoles por litro (nmol/l).
Los puntos de calibración intermedios se
pueden obtener mezclando los
calibradores en las proporciones
adecuadas.
Materiales Requeridos pero no
suministrados
Contador Gamma compatible con los
tubos de 12 × 75 mm.
Vortex
Hidrólisis de orina
Ver Preparación de la muestra: Sección
Hidrólisis de orina.
Micropipetas: 50 µl y 1,0 ml.
Baño de agua capaz de mantener la
temperatura a 37°C; no es apropiado el
uso de una estufa ni de un bloque
calefactor.
Rack de decantación - disponible en
Siemens Healthcare Diagnostics
(Referencia: FDR).
Un control de inmunoanálisis, a tres
niveles, basado en suero humano, que
contiene testosterona como uno de sus 25
constituyentes, disponible en Siemens
Healthcare Diagnostics (Referencia:
CON6).
Recogida de la muestra
Suero y Plasma heparinizado:
El paciente no necesita estar en ayunas
así como tampoco cualquier otro tipo de
preparación. Recoger la sangre por
8
venipunción en tubos sin anticoagulante
o en tubos heparinizados, registrando el
tiempo que se toma la muestra, y separar
el suero o plasma heparinizado de las
células por centrifugación.
El plasma con EDTA produce resultados
que en promedio son aproximadamente
10% más bajos.
Se recomienda el uso de una
ultracentrífuga para aclarar las muestras
lipémicas.
Las muestras hemolizadas podrían indicar
una mala manipulación de la muestra
antes de ser recibida por el laboratorio; en
este caso, los resultados deben
interpretarse con precaución.
Los tubos para recoger sangre de
distintos fabricantes pueden producir
valores diferentes, dependiendo del
material del tubo y de los aditivos,
incluyendo barreras de gel o barreras
físicas, activadores de la coagulación y/o
anticoagulantes. El Testosterona Total
Coat-A-Count no ha sido analizado con
todos los distintos tipos de tubos. Para
obtener detalles sobre los tipos tubos que
se han analizado, consulte la sección de
Tipos de Muestras Alternativos.
21
Volumen requerido: 50 µl por tubo.
Conservación: 7 días a 2–8°C, o
9
2 meses a –20°C.
Antes del ensayo, llevar todas las
muestras a temperatura ambiente (15–
28°C) y mezclar por inversión. Alicuotar, si
es necesario, para evitar la repetición de
congelación y descongelación. No intentar
la descongelación de muestras
congeladas calentándolas en un baño de
agua.
Orina:
Obtener una muestra de 24 horas,
manteniendo la muestra refrigerada
durante la recolección. Registrar el
volumen total. A menos que el análisis se
haga inmediatamente, reservar una
alícuota bien mezclada después de añadir
1,0 gramos de ácido bórico por 100 ml de
orina.
Volumen requerido: 1,0 ml (para la
hidrólisis).
Conservación: 7 días a 2–8°C o 1 mes a
–20°C.
Preparación de la muestra:
Hidrólisis de orina
1
Marcar un tubo de vidrio o plástico no
recubierto para cada muestra de
orina.
No usar tubos recubiertos con
anticuerpo.
2
Pipetear 1,0 ml de cada muestra de
orina en el tubo apropiado.
Si la muestra está turbia o si se ha
formado un precipitado, primero
centrifugar la orina y trabajar con el
sobrenadante.
3
4
Añadir 200 µl de HCl concentrado (12
N, no suministrado) a cada tubo.
Tapar en forma floja e incubar en un
baño de agua hirviendo durante 15
minutos.
Diluir cada muestra hidrolizada 1 en
25 con el calibrador cero: por ejemplo,
añadir 10 µl de la muestra hidrolizada
a 240 µl del calibrador cero.
No usar agua para diluir los
hidrolizados; se debe usar el
calibrador cero.
Procedimiento del Radioinmunoanálisis.
Si los hidrolizados no se analizan
inmediatamente, guardarlos bien tapados
a –20°C, durante no más de 7 días. Si se
desea, se pueden modificar los
volúmenes a escala, siempre que no se
cambien las proporciones especificadas
en el procedimiento de hidrólisis.
Procedimiento del
Radioinmunoanálisis
La curva de calibración es la base para
determinar las concentraciones de
testosterona en suero (o en plasma
heparinizado) y en orina. Por
consiguiente, los hidrolizados urinarios y
las muestras de suero no tratadas pueden
procesarse en el mismo análisis. Los
calibradores están listos para usar; sólo
las muestras de orina deben ser
sometidas a hidrólisis, como se describe
en Preparación de la muestra: Sección
Hidrólisis de orina. Todos los
componentes deben llevarse a
temperatura ambiente (15–28°C) antes de
su uso.
1
Tubos de ensayo: Marcar cuatro
tubos de ensayo de polipropileno (sin
recubrir) 12 × 75 mm. Tubos T
(cuentas totales) y NSB (unión no
específica) en duplicado.
Al ser característicamente baja la
unión no específica en el ensayo
Coat-A-Count, los tubos NSB pueden
ser omitidos sin comprometer la
precisión y control de calidad del
ensayo.
Tubos recubiertos: Marcar doce tubos
recubiertos de anticuerpo frente a la
testosterona total: A (máxima unión) y B
hasta F por duplicado. Marcar tubos
recubiertos de anticuerpo adicionales,
también en duplicado, para controles y
muestras de pacientes.
Calibrador
ng/dl
A (MB)
0
nmol/l
0
B
20
0,7
C
100
3,5
D
400
14
E
800
28
F
1 600
55
Proseguir con el radioinmunoanálisis,
como se describe en la sección de
22
2
Pipetear 50 µl del calibrador cero A en
los tubos NSB y A, y 50 µl del resto
de los calibradores, controles y
muestras de los pacientes (suero o
plasma heparinizado) en sus
correspondientes tubos. Pipetear
50 µl de cada hidrolizado de orina en
tubos adecuadamente marcados.
Pipetear directamente en el fondo
del tubo.
Las muestras de los pacientes que se
espera que contengan
concentraciones de testosterona
mayores que la del calibrador más
alto (1 600 ng/dl) se deberán diluir con
el calibrador cero.
3
125
Añadir 1,0 ml de I Testosterona
total a todos los tubos. Mezclar en el
Vortex.
Los laboratorios que tengan un equipo
confiable para dilución automática
pueden hacer los pasos 2 y 3
simultáneamente, pero se deberá
tener cuidado de evitar la
contaminación por arrastre de una
muestra a otra. No se debe tardar
más de 10 minutos durante la
dispensación del trazador. Dejar los
tubos T a un lado para su contaje
(paso 6); no requieren más
procesamiento posterior.
4
Incubar durante 3 horas a 37°C.
5
Decantar.
Entonces, determinar la unión de cada
pareja de tubos como un porcentaje de la
unión máxima (MB), tomando las cuentas
corregidas con el NSB de los tubos A
como 100%:
Porcentaje de Unión = (Cuentas netas / Cuentas
MB netas) × 100
El cálculo puede simplificarse omitiendo la
corrección de las uniones no específicas;
las muestras dentro del rango de
calibración van a dar virtualmente el
mismo resultado cuando el porcentaje de
unión es calculado directamente a partir
de la media de las CPM).
Usando papel gráfico logit-log, representar
el porcentaje de unión en el eje vertical
frente a la concentración en el eje
horizontal (logarítmico) para cada
calibrador no cero y dibujar la línea que
pase por esos puntos aproximadamente.
Los resultados de las muestras pueden
ser leídos en la curva por interpolación.
Si bien se pueden usar otras
aproximaciones, la reducción de datos por
el método logit-log recientemente descrito
tiene ciertas ventajas en este contexto,
por ejemplo, permite reconocer más
fácilmente los puntos de calibración
anormales, ya que el procedimiento CoatA-Count Testosterona Total ha sido
optimizado para la linealidad en esta
representación.
Cálculo y Control de Calidad
Muestras de orina: Para convertir a
ng/ml, dividir el resultado en “ng/dl” por
100, como se leyó en la curva de
calibración; luego, multiplicar por 30 para
obtener la concentración de testosterona
en ng/ml de la muestra de orina no
hidrolizada original. (Se usa un factor de
30 porque las muestras de orina están
diluidas 1 en 1,2 con el ácido clorhídrico y
luego 1 en 25 con el calibrador cero).
Multiplicar por el volumen total en litros
para informar la producción de
testosterona de 24 horas en microgramos
por día.
Para calcular las concentraciones totales
de testosterona a partir de una
representación logit-log de la curva de
calibración, primero hay que calcular para
cada pareja de tubos las cuentas medias
por minuto corregidas con el NSB:
Registro de los ensayos: Es una buena
práctica de laboratorio registrar para cada
ensayo los números de lote de los
componentes usados, así como las fechas
en las que fueron abiertos por primera vez
y reconstituidos.
Eliminar toda la humedad visible para
mejorar la precisión. Decantar o
aspirar el contenido de todos los
tubos (excepto los tubos T) y dejar
escurrir durante 2 o 3 minutos.
Golpear los tubos contra papel
absorbente para eliminar las gotas
residuales.
6
Contar durante 1 minuto en un
contador gamma.
Cuentas netas = (Media CPM) menos
(Media NSB CPM)
Manipulación de la muestra: Se deberá
observar cuidadosamente las
instrucciones para manipular y guardar las
23
muestras de los pacientes y los
componentes. Antes de analizar, diluir las
muestras de suero y plasma heparinizado
del paciente que se espera que
contengan concentraciones de
testosterona mayores que la del calibrador
más alto (1 600 ng/dl) con el calibrador
cero. Se deberán analizar por duplicado
todas las muestras, incluyendo los
calibradores y los controles. Es una buena
práctica el uso de micropipetas con punta
desechables, cambiando las puntas entre
las muestras, para evitar la contaminación
por arrastre. Se puede espaciar los pares
de tubos controles a lo largo del ensayo
para ayudar a verificar que no haya una
desviación significativa. Inspeccionar los
resultados para comprobar la
concordancia entre los pares de tubos y
evitar el arrastre de una muestra a otra.
Se ha encontrado que la testosterona se
adsorbe a las superficies de goma; por lo
tanto, se deberá evitar el uso de
recipientes y tapas de goma en la
manipulación de los reactivos que se
suministran.
Controles: Analizar rutinariamente
controles o pools de suero de al menos
dos niveles de concentración distintos
(bajo y alto) de testosterona total, como si
fuesen desconocidos, y graficar los
resultados diarios como se describe en
Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981;27:493501. Las muestras repetidas son una
herramienta de valor adicional para
controlar la precisión interensayo.
Reducción de datos: Es una buena
práctica crear un gráfico de la curva de
calibración para poder controlar
visualmente si la transformación usada es
adecuada, incluso cuando el cálculo de
los resultados se realiza por ordenador.
Consultar Davis SE et al.
%NSB = 100 × (Media cuentas NSB / cuentas
totales)
%MB = 100 × (Cuentas netas / Cuentas totales)
Y los cortes 20, 50 y 80 por ciento, donde
20% = Concentración al 20 por ciento de unión,
etc.
Ejemplo: Sólo como ilustración, no se
puede utilizar para calcular resultados.
(Ver la tabla "Example Run").
Valores esperados
En un estudio del intervalo de referencia,
se analizaron 87 muestras de suero de
hombres y 81 muestras de suero de
mujeres mediante el procedimiento CoatA-Count Testosterona Total, obteniéndose
los siguientes resultados en ng/dl.
n
Mediana
(ng/dl)
Rango
central
95%
Rango
absoluto
Mujeres
Que ovulan
41
24
ND-80
ND-81
Anticonceptivos
13
orales
15
—
ND-28
Posmenopáus27
icas
20
4,0-62
4,0-74
Hombres
20-49 años
68
630
> 50 años
19
427
262-1 593 245-1 836
181-758
181-772
ND: no detectable
La comparación del procedimiento CoatA-Count Testosterona Total 50 µl con su
predecesor sugiere los siguientes
intervalos de referencia de testosterona
en orina: 25 a 125 µg/día (con una
mediana de 75 µg/día aproximadamente)
para los hombres adultos y 5 a 35 µg/día
(con una mediana de 15 µg/día
aproximadamente) para las mujeres
adultas.
Los laboratorios deben considerar estos
resultados sólo como una guía. Cada
laboratorio deberá establecer sus propios
intervalos de referencia.
Características analíticas
Parámetros de control de calidad:
Recomendamos mantener un registro de
los siguientes parámetros de la reducción
de datos:
T = Cuentas totales (como cuentas por minuto)
24
Para obtener datos representativos del
rendimiento del kit Coat-A-Count
Testosterona Total, ver la sección Tablas
y Gráficos. Los resultados de testosterona
total en las secciones siguientes se
expresan en ng/dl. A menos que se
especifique lo contrario, los resultados en
las secciones siguientes han sido
generados en muestras de suero.
Factor de Conversión:
ng/dl × 0,03467 → nmol/l
Intervalo de divulgación:
4 – 1 600 ng/dl.
Intervalo de calibración:
20 – 1 600 ng/dl (0,7 – 55 nmol/l),
Sensibilidad analítica: 4 ng/dl
(0,14 nmol/l),
Precisión intraensayo (dentro de una
tanda): Se muestra un perfil de precisión
de dosis basado en 17 a 21 grados de
libertad por punto, el cual representa los
CVs a esperarse para muestras
ensayadas por duplicado. (Ver el gráfico
"Precision Profile".)
Precisión entre ensayos (de una tanda
a otra): Las estadísticas se calcularon
para cada una de las siete muestras a
partir de los resultados obtenidos por
duplicado en 20 ensayos diferentes. (Ver
la tabla "Interassay Precision")
Especificidad: El antisuero Coat-A-Count
Testosterona Total es altamente
específico para la testosterona. El
porcentaje de reactividad cruzada se
calculó peso en peso a aproximadamente
un 50% de unión. (Ver la tabla
"Specificity" para resultados
representativos.)
Linealidad: Las muestras fueron
analizadas con varias diluciones. (Ver la
tabla "Linearity" para resultados
representativos.)
Efecto deriva: Ninguno hasta
aproximadamente 300 tubos. (Ver la tabla
"End-of-Run Effect").
Recuperación: Se han analizado las
muestras cargadas 1 a 19 con tres
soluciones (5 000, 10 000 y 20 000 ng/dl)
de testosterona. (Ver la tabla "Recovery"
para resultados representativos).
Bilirrubina: La presencia de bilirrubina,
en concentraciones hasta 200 mg/l, no
tiene ningún efecto sobre los resultados
en términos de precisión.
Hemólisis: La presencia de eritrocitos
hasta concentraciones de 30 µl/ml no
tiene efecto en los resultados, en lo
concerniente a la precisión del ensayo.
Lipemia: El calibrador de concentración
alta (1.600 ng/dl) se diluyó sucesivamente
con un pool de suero lipémico. Esto hace
que el grado de lipemia aumente a
medida que la concentración de
testosterona disminuye (debido
principalmente al calibrador). Estas
diluciones se analizaron junto con el pool
lipémico no cargado. Los resultados
muestran que aun una lipemia severa no
tiene un efecto significativo sobre el
análisis.
Tipo de Muestra Alternativa: Para
determinar si los anticoagulantes
interfieren con el análisis, se recogió
sangre de 23 voluntarios en tubos
vacutainer sin tratar, heparinizados y con
EDTA. Todas las muestras fueron
analizadas mediante el procedimiento
Coat-A-Count Testosterona Total. Por
regresión lineal:
(Heparina) = 1,02 (Suero) – 1,0 ng/dl
r = 0,998
Medias:
273 ng/dl (Heparina)
270 ng/dl (Suero)
(EDTA) = 0,91 (Suero) + 3,0 ng/dl
r = 0,997
Medias:
250 ng/dl (EDTA)
270 ng/dl (Suero)
Los resultados muestran que en el
procedimiento Coat-A-Count Testosterona
Total, el plasma heparinizado da
prácticamente los mismos resultados que
el suero, mientras que el plasma con
EDTA produce resultados 10% más bajos
en promedio.
Efecto de la SHBG: Para determinar si
variaciones en el nivel de las globulinas
que se unen a las hormonas sexuales
endógenas (SHBG) afecta el
procedimiento, se añadió una solución 1
en 201 de testosterona cargada a cada
uno de los calibradores del kit IRMACount SHBG y luego los calibradores
cargados y no cargados se analizaron
mediante el procedimiento Coat-A-Count
Testosterona Total. La cuarta columna
muestra los valores aparentes de
testosterona (en ng/dl) de los calibradores
SHBG cargados, después de corregir las
concentraciones observadas de
testosterona de los calibradores no
cargados. La columna final se calculó
tomando la concentración aparente
25
promedio de testosterona corregida de los
calibradores SHBG cargados como 100%.
(Para datos representativos, ver la tabla
“SHBG Effect”).
Efecto de las proteínas: Para simular
distintas concentraciones de proteínas, se
realizaron experimentos en los cuales
alícuotas de 2,0 ml de un pool de suero
humano se liofilizaron y luego
reconstituyeron con varios volúmenes de
agua (1,3, 2,0 y 3,0 ml). Luego se analizó
cada alícuota reconstituida mediante el
procedimiento Coat-A-Count Testosterona
Total. (A continuación se tabula el factor
para corregir el volumen de
reconstitución). Los valores observados y
esperados de testosterona total se
tabulan en ng/dl. (Para datos
representativos, ver la tabla “Protein
Effect”).
Comparación de los métodos: En un
estudio de comparación de pacientes, se
comparó el kit Coat-A-Count Testosterona
Total con dos radioinmunoanálisis para
testosterona comercialmente disponibles,
siendo uno un ensayo de doble anticuerpo
(Kit A) y el otro un ensayo de tubos
recubiertos (Kit B). Los resultados de 37
muestras séricas de hombres y 46
muestras séricas de mujeres se
combinaron dando las siguientes
relaciones.
(TKTT) = 1,10 (Kit A) + 19 ng/dl
r = 0,981
Medias:
269 ng/dl (TKTT)
227 ng/dl (Kit A)
(TKTT) = 1,23 (Kit B) + 16 ng/dl
r = 0,987
Medias:
269 ng/dl (TKTT)
206 ng/dl (Kit B)
Asistencia técnica
Póngase en contacto con el distribuidor
nacional.
El Sistema de Calidad de Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. está certificado por la ISO
13485:2003.
26
Français
Coat-A-Count Testostérone
Totale
Domaine d'utilisation: La technique
Coat-A-Count Testostérone Totale est un
dosage radioimmunologique pour la
mesure quantitative de la testostérone
dans le sérum ou plasma hépariné, sans
extraction. Après une hydrolyse acide, ce
dosage peut s'appliquer à des échantillons
urinaires. Réservé à un usage
diagnostique in vitro. Cette analyse est
utile au diagnostic et surveillance des
pathologies associées à un déficit ou un
excès de sécrétion de cet androgène.
Référence catalogue : TKTT1 (100 tubes),
TKTT2 (200 tubes), TKTT5 (500 tubes).
Le coffret de 100-tubes contient
moins de 4 micro-curies
(148 kilobecquerels) de
testostérone marquée à l'iode 125. Le
coffret de 200-tubes contient moins de
8 micro-curies (296 kilobecquerels) de
testostérone marquée à l'iode 125 et le
coffret de 500-tubes contient moins de
20 micro-curies (740 kilobecquerels) de
testostérone marquée à l'iode 125.
Introduction
Chez l'homme, la testostérone est
sécrétée essentiellement par les cellules
interstitielles de Leydig et dans les
testicules. Sa régulation est effectuée
dans l'hypophyse antérieure par la
I.C.S.H. (interstitial cell stimulating
hormone), ou L.H. (luteinizing hormone)
équivalente de la I.C.S.H. chez la femme
La testostérone est responsable du
développement des caractères sexuels
secondaires, ainsi que des organes
sexuels annexes tels la prostate, les
vésicules séminales et du développement
de la pilosité. Le dosage de la
testostérone est une aide précieuse dans
l'évaluation des situations d'hypofonctionnement des gonades. Les taux
élevés de testostérone chez l'homme
peuvent être rencontrés dans les cas de
complète résistance aux androgènes
10
(testicules féminisants). Les causes les
plus fréquentes de diminution des taux de
testostérone chez l'homme sont :
l'hypogonadisme, l'orchidectomie, le
traitement par oestrogènes, le syndrome
de Klinefelter, l'hypopituitarisme, la
féminisation testiculaire et la cirrhose
hépatique.
Chez la femme, les taux de testostérone
sont normalement beaucoup plus faibles
que ceux trouvés chez l'homme dépourvu
de toute affection. L'origine de la
testostérone chez la femme est triple : elle
est sécrétée en petite quantité par les
glandes surrénales et les ovaires, et pour
50 à 60% de la production journalière, par
le métabolisme périphérique des
préhormones, principalement
l'androstènedione. Les causes les plus
courantes des augmentations des taux de
testostérone sont les ovaires
polykystiques (syndrome de SteinLeventhal), les tumeurs ovariennes, les
tumeurs ou hyperplasie des surrénales. La
virilisation de la femme est associée avec
une administration d'androgènes et une
surproduction endogène de la
testostérone. Il y aurait une corrélation
entre les taux de testostérone sérique et
le degré de virilisation chez la femme.
Toutefois, environ 25% des femmes
présentant des degrés variables de
virilisation, ont des taux de testostérone
normaux.
Principe du test
Le dosage Coat-A-Count Testostérone est
un dosage radioimmunologique en phase
solide. Au cours de l'incubation, il y a
compétition entre la testostérone marquée
à l'iode 125 et la testostérone de
l'échantillon, vis-à-vis des sites de
l'anticorps. L'anticorps étant fixé sur la
paroi des tubes en polypropylène, après
incubation, il suffit d'éliminer le surnageant
par décantation pour isoler facilement la
fraction radioactive lié à l'anticorps. Le
tube est ensuite compté sur un compteur
gamma, les cpm étant inversement
proportionnels à la concentration de
testostérone présente dans l'échantillon
qui sera déterminée à l'aide d'une courbe
standard.
Réactifs à distribuer: 1
Temps d'incubation totale : 3 heures
Activité totale en début de marquage :
environ 60 000 cpm
Précautions d'emploi
Réservé à un usage diagnostique in vitro.
Réactifs : Conserver à +2/+8°C dans un
réfrigérateur autorisé à recevoir du
matériel radioactif. Éliminer les déchets
conformément aux lois en vigueur.
Ne pas utiliser les réactifs au delà de leur
date d'expiration.
Certains composants fournis avec ce
coffret peuvent contenir des agents
humains et/ou d'autres éléments
potentiellement infectieux qui nécessitent
certaines précautions.
Respecter les précautions d'emploi et
manipuler tous les composants du coffret
comme des produits potentiellement
infectieux. Les réactifs dérivés de produits
humains et utilisés dans ce coffret ont subi
un test sérologique pour la Syphilis et des
tests de dépistage pour les anticorps antiVIH1 et 2, anti-VHC et pour l'antigène de
surface de l'hépatite B, qui se sont tous
avérés négatifs.
De l'azide de sodium à des concentrations
inférieures à 0,1 g/dl a été ajouté comme
conservateur ; lors de l'élimination,
l'évacuer avec de grandes quantités d'eau
pour éviter une accumulation d'azides
métalliques explosifs dans les
canalisations.
Eau : utiliser de l'eau distillée ou
désionisée.
Radioactivité
Ce coffret de réactif est reservé à l'usage
in vitro (Autorisation DGSNR).
Règles de base de protection contre les
rayonnements ionisants et précautions
d'emploi.
Ce produit radioactif ne peut être reçu,
acheté, détenu ou utilisé que par des
personnes autorisées à cette fin et dans
des laboratoires dotés de cette
autorisation. Cette solution ne peut en
aucun cas être administrée à l'homme ou
aux animaux. Respecter impérativement
les dates de péremption indiquées sur
l'emballage extérieur et sur les étiquettes
des différents réactifs du coffret. Tous les
réactifs, dont les tubes revêtus
d'anticorps, doivent être conservés à
+ 4/+ 8° C dans leur conditionnement
d'origine avant d'être utilisés. L'achat, la
possession, l'utilisation et l'échange de
27
matières radioactives sont soumis aux
réglementations en vigueur dans le pays
de l'utilisateur. Les règles de base de
protection contre les rayonnements
ionisants doivent être respectées selon
des procédures en vigueur. Ne pas
pipeter des solutions radioactives avec la
bouche. Eviter le contact direct avec la
peau ou les muqueuses de tout produit
radioactif en utilisant des blouses et gants
de protection. Toute manipulation de
matières radioactives se fera dans un
local ad hoc éloigné de tout passage. Les
produits radioactifs seront stockés dans
leur conditionnement d'origine dans un
local approprié. Un cahier de réception et
de stockage de produits radioactifs sera
tenu à jour. Le matériel de laboratoire et la
verrerie qui ont été contaminés doivent
être éliminés au fur et à mesure afin
d'éviter une contamination croisée de
plusieurs isotopes. Chaque contamination
ou perte de substance radioactive devra
être réglée selon les procédures établies.
Toute mise aux déchets de matière
radioactive se fera en accord avec les
réglementations en vigueur. Ne pas
manger, ni boire, ni fumer, ni appliquer
des cosmétiques dans les laboratoires où
des produits radioactifs sont utilisés. Les
réactifs radioactifs ne peuvent être vendus
qu'à des personnes habilitées à manipuler
des substances radioactives.
Matériel fourni :
Préparation Initiale
Il a été prouvé que la testostérone est
absorbée par des surfaces
caoutchoutées, aussi il est recommandé
d'éviter d'utiliser des récipients ou
bouchons de cette matière pour les
réactifs fournis avec ce coffret.
Tubes revêtus d'anticorps antiTestostérone (TTT1)
Tubes en polypropylène revêtus
d'anticorps anti-testostérone dans des
sachets à glissière. Les conserver
réfrigérés et protégés de l'humidité, bien
refermer les sachets après utilisation.
Stable à +2/+8°C jusqu'à la date
d'expiration notée sur le sachet.
Couleur: Jaune.
TKTT1: 100 tubes. TKTT2: 200 tubes.
TKTT5: 500 tubes.
Testostérone marquée à l'iode 125
(TTT2)
Chaque flacon contient 105 ml de
testostérone marquée à l'iode 125. Stable
à +2/+8°C pendant 30 jours après
ouverture, ou jusqu'à la date d'expiration
notée sur le flacon. Le traceur doit être à
température ambiante (15–28°C) et
mélangé par retournement avant emploi.
TKTT1: 1 flacon. TKTT2: 2 flacons
TKTT5: 5 flacons.
Standards Testostérone
(TTC3–8)
Six flacons de standards de testostérone
prêts à l'emploi, le standard A contient
4,0 ml, et les standards B à F contiennent
1,0 ml chacun. Stable à +2/ +8 °C pendant
30 jours après ouverture, ou 6 mois
(aliquoté) à –20 °C.
TKTT1: 1 jeu. TKTT2: 1 jeu.
TKTT5: 2 jeux.
Les standards contiennent
respectivement, 0, 20, 100, 400, 800 et
1 600 nanogrammes de testostérone par
décilitre (ng/dl) en matrice sérum humain
traité équivalents à : 0, 0,7, 3,5, 14, 28 et
55 nanomoles par litre (nmol/l). Des points
intermédiaires peuvent être obtenus en
mélangeant des standards dans des
proportions compatibles.
Matériel requis mais non fourni
Compteur Gamma – permettant
l'utilisation de tubes standards 12x75 mm
Agitateur de type Vortex
Hydrolyse des échantillons urinaires
Se reporter au paragraphe « préparation
des échantillons urinaires ».
Dosage radioimmunologique
Tubes secs en polypropylène 12x75 mm –
à utiliser comme les tubes LNS,
disponibles chez Siemens Healthcare
Diagnostics (Référence catalogue : PPO)
Micropipettes: 50 µl et 1,0 ml.
Bain-marie pouvant maintenir une
température d'incubation de 37°C. Ni
étuve ni bloc chauffant ne sont adaptés à
ce dosage.
Un portoir de décantation – disponible
chez Siemens Healthcare Diagnostics
(Référence catalogue : FDR)
Papier graphe Logit-log
28
Un contrôle immunodosage, à base de
sérum humain, à trois niveaux de
concentration, contenant de la
testostérone (parmi plus de 25
constituants dosables), est disponible
chez Siemens Healthcare Diagnostics
(Référence catalogue : CON6).
après chaque recueil. Noter le volume
total. Si le dosage n'est pas effectué
immédiatement, conserver un échantillon
bien homogène en ajoutant 1 g d'acide
borique pour 100 ml d'urine.
Recueil des échantillons
Conservation : 7 jours à 2–8°C ou 1 mois
à –20°C.
Sérum et Plasma hépariné:
Le patient n'a pas besoin d'être à jeun et
aucune préparation spéciale n'est requise.
8
Prélever le sang par ponction veineuse et
le recueillir sur tubes secs (sans anticoagulant) ou héparinés, en notant l'heure
de prélèvement. Séparer le sérum ou le
plasma des cellules, par centrifugation.
Volume nécessaire : 1,0 ml pour la
procédure d'hydrolyse.
Préparation des échantillons
urinaires:
1
Etiqueter un tube en verre ou
plastique (non coaté) pour chaque
échantillon urinaire.
2
Pipeter 1,0 ml de chaque échantillon
dans le tube approprié.
N.B.:des plasmas EDTA fourniront des
résultats sousévalués d'environ 10%.
Si l'échantillon est trouble ou s'il y a
formation de précipité, centrifuger
préalablement et utiliser le surnageant
clarifié pour le dosage.
Il est recommandé de clarifier les
échantillons hyperlipémiques par
ultracentrifugation.
Des échantillons hémolysés peuvent être
révélateurs d'une préparation inadéquate
du prélèvement avant son envoi au
laboratoire ; il faudra donc interpréter les
résultats avec prudence.
3
Ajouter 200 µl d' HCl concentré (12N,
non fourni) à chaque tube. Boucher
non hermétiquement et incuber 15
minutes dans un bain d'eau
bouillante.
Des tubes pour prélèvements sanguins
provenant de fabricants différents peuvent
donner des résultats différents, selon les
matériaux et additifs utilisés, y compris
gels ou barrières physiques, activateurs
de la coagulation et/ou anticoagulants. Le
coffret Testostérone Coat-A-Count n'a pas
été testé sur tous les types de tubes
possibles. Veuillez consulter le chapitre
intitulé Autres Types d'Échantillons pour
plus de renseignements sur les tubes qui
ont été évalués.
4
Diluer chaque échantillon hydrolysé
au 1/25 dans le standard zéro (A), par
exemple, 10 µl d'urine avec 240 µl du
standard zéro.
Volume nécessaire : 50 µl par tube.
Conservation: 7 jours à +2/+8° C ou 2
9
mois à –20°C.
Avant le dosage, laisser les échantillons
revenir à température ambiante (15–
28°C), mélanger doucement par rotations
ou retournement. Aliquoter, si nécessaire,
afin d'éviter de répéter les cycles
congélation / décongélation. Ne pas tenter
de décongeler les spécimens congelés à
l'aide d'un bain marie.
Urine:
Recueillir les échantillons urinaires sur 24
heures en les conservant au réfrigérateur
Ne pas utiliser d'eau pour cette
dilution ; seul le standard zéro doit
être utiliser.
Poursuivre le protocole de dosage
radioimmunologique ainsi qu'il est décrit
ci-après. Si le dosage n'est pas effectué
immédiatement, les hydrolysats doivent
être conservés bouchés à –20°C pour une
durée maximale de 7 jours. Les volumes
pour l'hydrolyse peuvent être modifiés
sous conditions de respecter les
proportions indiquées.
Protocole de dosage
Une courbe standard unique permet de
déterminer les concentrations de
testostérone dans le sérum (ou plasma) et
dans l'urine. En conséquences, il est
possible d'effectuer dans la même série
les dosages des hydrolysats urinaires et
des sérums (non extraits). Les standards
sont prêts à l'emploi: seuls les échantillons
urinaires doivent subir l'hydrolyse décrite
29
précédemment. Tous les composants
doivent être à température ambiante avant
leur utilisation (15–28°C).
1
Tubes secs : Etiqueter deux séries
de tubes (non revêtus) en
polypropylène 12x75 mm tubes T et
LNS (Liaison Non Spécifique) en
duplicate.
la distribution du traceur. Les tubes T
peuvent être mis de côté jusqu'au
comptage (étape 6); ils n'ont besoin
d'aucun autre traitement.
4
Incuber 3 heures à 37°C.
5
Décanter complétement.
Eliminer toute trace d'humidité pour
améliorer la précision du dosage. A
l'aide d'un portoir de décantation,
décanter ou aspirer le contenu de tous
les tubes (excepté les tubes T) et
laisser les tubes retournés pendant 2
ou 3 minutes. Puis appliquer les
fortement sur du papier absorbant afin
d'éliminer les gouttelettes résiduelles.
La valeur du LNS dans la technique
Coat-A-Count étant très faible, elle
peut être négligée sans que la
précision ou le contrôle de qualité ne
soient modifiés.
Tubes revêtus d'anticorps: Etiqueter 12
tubes revêtus d'anticorps antiTestostérone, A (liaison maximale B0) et
de B à F en duplicate. Etiqueter les tubes
revêtus d'anticorps anti- Testostérone
supplémentaires, également en duplicate,
pour les contrôles et les échantillons
patients.
2
Standards
ng/dl
A (B0)
0
nmol/l
0
B
20
0,7
C
100
3,5
D
400
14
E
800
28
F
1 600
55
Pipeter 50 µl du standard zéro A dans
les tubes de LNS et les tubes A (B0).
Pipeter 50 µl de chacun des autres
standards, contrôles et échantillons de
patients dans les tubes
correspondants préparés. Pipeter
50 µl de chaque hydrolysat urinaire
dans les tubes appropriés. Pipeter
directement au fond du tube.
Les échantillons de patients
suspectés de contenir des
concentrations de testostérone
supérieures au standard le plus élevé
(1 600 ng/dl) doivent être dilués avec
le standard zéro avant le dosage.
3
Ajouter 1,0 ml de Testostérone
marquée à l'iode 125 dans chaque
tube. Vortexer.
Les laboratoires équipés d'un
pipeteur-diluteur fiable peuvent
procéder aux étapes 2 et 3
simultanément. Pas plus de 10
minutes ne doivent s'écouler pendant
30
6
Compter 1 minute dans un compteur
gamma.
Calcul des Résultats
Afin d'obtenir des résultats en
concentrations à partir d'une
représentation logit-log de la courbe de
calibration, calculer pour chaque doublet
de tubes les coups corrigés:
CPM corrigés = (Moyenne cpm) moins
(Moyenne cpm LNS)
Puis déterminer pour chaque doublet la
capacité de liaison en pourcentage de
liaison maximale (B0), corrigée des cpm
dus au LNS des tubes A tubes considérés
à 100%:
% liaison = (cpm corrigés / cpm corrigés LM) ×
100
Les échantillons dans la gamme de
calibration donnent des résultats
pratiquement identiques quand la capacité
de liaison est calculée directement à partir
de la moyenne des CPM. : sans correction
de LNS.
En utilisant un papier logit-log, on porte en
ordonnée les pourcentages de liaison en
fonction des concentrations des standards
qui ne sont pas à zéro, en abscisse. On
trace une ligne droite passant
approximativement par ces points. Les
concentrations des échantillons inconnus
sont déterminées par interpolation sur la
courbe standard.
Bien que d'autres méthodes soient
acceptables, la représentation logit-log a
un avantage certain car la procédure
Coat-A-Count Total Testostérone a été
optimisée pour donner une droite de
calibration dans cette représentation.
Echantillons urinaires : Pour obtenir la
concentration en testostérone de
l'échantillon urinaire avant hydrolyse,
multiplier le résultat lu sur la courbe en
ng/dl, par 100 pour obtenir des ng/ml, puis
par 30 (dilution avec l'acide 1/1,2 puis
1/25 avec le standard zéro) enfin multiplier
par le volume total des urines de 24
heures en litre, pour déterminer la
production de testostérone en microgramme/jour.
Record Keeping : Il est bon d'enregistrer
pour chaque dosage les numéros de lots
des composants utilisés ainsi que la date
à laquelle ils ont été reconstitués ou
ouverts.
reporter à Davis SE et al.
Paramètres de contrôle qualité:
Nous recommandons le suivi des
paramètres suivants :
T = Activité totale (cpm)
%LNS = 100 × (Moyenne des cpm du LNS /
cpm Totaux)
%LM = 100 × (cpm corrigés LM / cpm totaux)
Et les intercepts à 20, 50 et 80 % avec
20% = Concentration à 20% de liaison, etc.
Traitement des échantillons: Les
instructions de stockage des échantillons
et des réactifs doivent être
scrupuleusement observées. Diluer les
sérums (ou plasma) des patients
supposés avoir des concentrations
élevées (supérieure à 1 600 ng/dl) avec le
standard zéro avant le dosage. Tous les
échantillons, standards et contrôles
doivent être dosés en double. Il est bon
d'utiliser des embouts de micropipettes
jetables, de changer d'embout entre les
échantillons de manière à éviter toute
contamination. Les doublets de tubes de
contrôles doivent être espacés au long de
la série de dosage afin de vérifier
l'absence de dérive significative. Vérifier la
concordance des résultats entre les
doublets de tubes.
Exemple de série : A titre d'exemple
uniquement, et non pour calculer des
résultats provenant d'une autre série. (Voir
le tableau « Example Run ».)
Phase
Ovulatoire
41
24
ND–80
ND–81
L'adsorption de la testostérone sur des
surfaces en caoutchouc a été démontré,
éviter l'utilisation de ce matériel pour
conserver ou boucher les réactifs fournis.
Sous
contraceptifs
oraux
13
15
—
ND–28
Post27
menopausées
20
4,0–62
4,0–74
De 20-49 ans 68
630
262–1 593
245–1 836
> 50 ans
427
181–758
181–772
Valeurs de référence
Dans une étude de valeurs normales, 87
sérums d'hommes et 81 sérums de
femmes ont été dosés avec la technique
Coat-A-Count Total Testostérone, pour
donner les résultats suivants, exprimés en
ng/dl.
n
Médiane Domaine
(ng/dl) 95% perc.
Femmes
Contrôles : Les contrôles (ou pools de
sérums) avec au moins deux taux de
concentration de testostérone, haut et
bas, doivent être dosés en routine comme
des échantillons inconnus, et les résultats
notés jour après jour comme décrit par
exemple dans Westgard JO, et al. A multirule chart for quality control. Clin Chem
1981;27:493-501. Noter qu'un redosage
d'échantillon peut être précieux pour
suivre la précision inter essai.
ND : non détectable
Exploitation des résultats: Il est
conseillé de représenter graphiquement la
courbe d'étalonnage, même si les
données sont traitées par ordinateur. Se
Adultes
Hommes 25 à 125 µg/jour
(Médiane 75 µg/jour)
Domaine
Absolu
Hommes
19
Par comparaison avec la méthode qui a
précédé la technique Coat-A-Count 50 µl
Total Testostérone, il est suggéré d'utiliser
les valeurs de référence urinaires
suivantes:
31
Femmes 5 à 35 µg/jour
(Médiane 15 µg/jour)
tableau « Recovery » pour des données
représentatives.)
Ces valeurs sont données à titre indicatif
uniquement.Chaque laboratoire devra
établir ses propres valeurs de référence.
Bilirubine : La présence de bilirubine ne
présente aucun effet sur les résultats ni
sur la précision du dosage si la
concentration ne dépasse pas 200 mg/l.
Performances du test
Hémolyse : La présence d'agrégat
d'hématies jusqu'à une concentration de
30 µl/ml, n'a aucun effet sur les résultats
quant à la précision du dosage.
Consulter les tableaux et graphiques pour
obtenir les données représentatives des
performances de ce test. Les résultats
sont exprimés en nanogrammes de
Testostérone par décilitre (ng/dl). Tous les
résultats ont été obtenus à partir
d'échantillons sériques.
Facteur de conversion :
ng/dl × 0,03467 → nmol/l
Domaine de mesure: 4 – 1 600 ng/dl.
Intervalle de linéarité : 20 – 1 600 ng/dl
(0,7 – 55 nmol/l)
Sensibilité analytique : 4 ng/dl
(0,14 nmol/l)
Précision intra-dosage (au sein d'une
même série) : Un profil de précision,
établi sur 17 à 21 degrés de liberté par
point, montre les coefficients de variation
attendus pour chaque échantillon dosés
en double. (Voir le graphe “Precision
Profile”.)
Précision inter-dosage (entre plusieurs
séries) : Les résultats ont été calculés
pour chacun des 7 échantillons à partir
des résultats de 20 séries en duplicate.
(Voir le tableau “Interassay Precision”.)
Spécificité : L'antisérum utilisé dans le
coffret Coat-A-Count Total Testostérone
est très spécifique pour la testostérone.
Les réactions croisées ont été calculées
sur la base poids pour poids à 50% de
liaison. (Voir le tableau "Specificity")
Test de dilution : Des échantillons ont
été dosés à différentes concentrations.
(Voir le tableau « Linearity » pour des
données représentatives.)
Effet de la position des tubes : Aucun
jusqu'à 300 tubes. (Voir le tableau « Endof-Run Effect ».)
Test de récupération : 5 échantillons
sont mélangés dans la proportion 19/1
avec 3 solutions de testostérone de
concentrations (5 000, 10 000 et
20 000 ng/dl) puis dosés avec le coffret
Coat-A-Count Total Testostérone (Voir le
32
Lipémie : Des dilutions en séries du
standard (1 600 ng/dl) ont été effectuées
avec un pool de sérums lipémiques, le
taux de lipides augmentant tandis que la
concentration de testostérone provenant
du standard diminuait, le dosage de ces
dilutions et du pool lipémique a montré
que même en présence d'une lipémie
sévère, les pourcentage de récupération
restaient bons
Autres types d'échantillons: Afin de
déterminer le rôle éventuel des
anticoagulants sur la technique, le sang
de 23 volontaires a été recueilli sur tubes
vacutainers secs, héparinés et avec
EDTA. Tous les échantillons ont été dosés
avec le coffret Coat-A-Count Testostérone
Totale Les résultats analysés par
régression linéaire donnent :
(Héparine) = 1,02 (Sérum) – 1,0 ng/dl
r = 0,998
Moyennes :
273 ng/dl (Héparine)
270 ng/dl (Sérum)
(EDTA) = 0,91 (Sérum) + 3,0 ng/dl
r = 0,997
Moyennes :
250 ng/dl (EDTA)
270 ng/dl (Sérum)
Ce dosage donne les mêmes résultats sur
sérum et plasma hépariné, par contre, des
plasmas EDTA donneront des résultats en
moyenne 10% plus bas.
Effet de la SHBG: Pour déterminer si la
technique de dosage est influencée par
des variations du taux de la SHBG (Sex –
Hormon –Binding Globulin) endogène,
des standards du coffret IRMA-Count
SHBG ont été mélangés à 1/201 avec une
solution de testostérone. Cette solution et
les standards surchargés ont été dosés
avec la méthode Coat-A-Count Total
Testostérone : les résultats montrent que
même pour des concentrations de SHBG
élevées, les taux apparents de
testostérone trouvés restent inchangés
dans la limite de précision du dosage (Voir
le tableau"SHBG Effect")
Effet des protéines: Pour simuler
différentes concentrations en protéines,
des expériences ont été effectuées en
reconstituant des aliquotes de 2 ml de
sérums humains lyophilisés avec
différents volumes d'eau (1,3 ; 2 ; et 3 ml).
Chaque aliquote reconstitué a été dosé à
l'aide de la méthode Coat-A-Count
Testostérone Totale. (Se reporter au
tableau "Protein Effect" pour des données
représentatives.)
Comparaison de méthodes: La
technique Coat-A-Count Testostérone
Totale a été comparée sur 83 échantillons
sériques (37 hommes et 46 femmes) avec
un autre radio-immunodosage avec
double anticorps (Coffret A). et un coffret
B avec tubes coatés. Par régression
linéaire :
(TKTT) = 1,10 (Coffret A) + 19 ng/dl
r = 0,981
Moyennes :
269 ng/dl (TKTT)
227 ng/dl (Coffret A)
(TKTT) = 1,23 (Coffret B) + 16 ng/dl
r = 0,987
Moyennes :
269 ng/dl (TKTT)
206 ng/dl (Coffret B)
Assistance technique
Contacter votre distributeur national.
Le Système Qualité de Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. est certifié ISO 13485:2003.
Italiano
Coat-A-Count Testosterone
Totale
Uso: Il dosaggio Coat-A-Count
Testosterone Totale è un dosaggio
radioimmunologico in fase solida marcato
125
con I per la misurazione quantitativa del
testosterone in siero non estratto o in
plasma eparinizzato. In associazione con
un procedura di idrolisi in acido, può
essere utilizzato anche per dosare
campioni di urina. E' a solo uso
diagnostico in vitro quale ausilio nella
diagnosi e nella gestione di patologie
cliniche dove compare un eccesso o una
mancanza di questo androgeno.
Codice: TKTT1 (100 provette),
TKTT2 (200 provette),
TKTT5 (500 provette).
Il kit da 100 determinazioni
contiene meno di 4 microcurie
(148 kilobecquerel) di
125
testosterone marcato con I
testosterone; il kit da 200 determinazioni
contiene meno di 8 microcurie
(296 kilobecquerel), ed il kit da 500
determinazioni contiene meno di
20 microcurie (740 kilobecquerel).
Riassunto e spiegazione del
Test
Nel maschio, il testosterone viene
principalmente sintetizzato nelle cellule
intestiziali di Leydig e nei testicoli, ed è
regolato dall'ormone che stimola le cellule
interstiziali (ICSH), o dall'ormone
luteinizzante (LH) dell'ipofisi anteriore
(l'equivalente femminile dell'ICSH). Il
testosterone è responsabile dello sviluppo
dei caratteri sessuali secondari, quali gli
organi sessuali accessori, la prostata, le
vescicole seminali e la crescita della
barba, dei peli pubici ed ascellari. Le
misurazioni di testosterone si sono rivelate
utili nella valutazione dei vari stadi
dell'ipogonadismo. Un aumento nei livelli
di testosterone nei maschi viene
riscontrato nella resistenza androgenica
10
completa (feminilizzazione testicolare)
Cause comuni che provocano un
decremento nei livelli di testosterone
includono: ipogonadismo, orchidectomia,
terapia estrogenica, Sindrome di
Klinefelter, ipopituitarismo, e cirrosi
epatica.
Nella femmina, i livelli di testosterone sono
normalmente molto più bassi di quelli
riscontrati nei maschi sani. Il testosterone
nella femmina proviene da tre sorgenti
diverse. Viene secreta in piccole quantità
sia dal surrene che dalle ovaie e nelle
donne sane dal 50 al 60% della
produzione giornaliera di testosterone
proviene dal metabolismo periferico dei
preormoni, principalmente
dell'androstenedione. Tra le cause comuni
che provocano un innalzamento dei livelli
33
di testosterone sierico nelle donne vi è la
sindrome dell'ovaio policistico (sindrome
di Stein-Leventhal), tumori ovarici, tumori
ed iperplasia del surrene. La virilizzazione
nella donna è associata con la
somministrazione di androgeni e con la
superproduzione endogena di
testosterone. Sembra che esista una
correlazione tra i livelli di testosterone
sierico ed il grado di virilizzazione nelle
donne, benché circa il 25% delle donne
con vari gradi di virilizzazione presenti
livelli di testosterone sierico che rientrano
entro il range di riferimento femminile.
Procedura del Dosaggio
La procedura del dosaggio Coat-A-Count
Testosterone è costituita da un
radioimmunodosaggio in fase solida,
basato su un anticorpo specifico per il
testosterone adeso alle pareti di una
provetta di polipropilene. Il testosterone
125
marcato con I compete per i siti
anticorpali in un tempo prefissato con il
testosterone presente nel campione del
paziente. La provetta viene quindi
decantata per separare il materiale legato
da quello libero e contata in un gamma
counter. La quantità di testosterone
presente nel campione del paziente viene
determinata dalla curva di calibrazione.
Reagenti da Dispensare: 1
Tempo Totale di Incubazione: 3 ore
Conte Totali alla iodinazione:
circa 60 000 cpm
Avvertenze e precauzioni
Per uso diagnostico in vitro.
Reagenti: Conservare a 2–8°C in un
frigorifero appositamente destinato al
materiale radioattivo. Eliminare secondo le
normative di legge vigenti.
Non utilizzare reagenti oltre la data di
scadenza.
Alcuni componenti forniti in questo kit
possono contenere materiale di origine
umana e/o altri ingredienti potenzialmente
pericolosi che necessitano di precauzioni
di utilizzo:
Seguire le precauzioni universali, e
manipolare tutti i componenti come se
potessero trasmettere agenti infettivi.
Sono stati analizzati i materiali origine
umana e sono stati trovati non reattivi per
34
la sifilide; per gli anticorpi anti HIV 1 e 2;
per l'Antigene di Superficie dell'Epatite B;
e per gli Anticorpi anti-Epatite C.
E' stata aggiunta Sodio Azide a
concentrazioni inferiori a 0,1 g/dL come
conservante. Al momento
dell'eliminazione, irrorare con molta acqua
per evitare la formazione di azidi
metalliche potenzialmente esplosive nelle
tubature di piombo e di rame.
Acqua: Utilizzare solo acqua distillata o
deionizzata.
Radioattività
Una copia di tutti i certificati di
Autorizzazione per radioisotopi (Specifica
o Generica) rilasciata ad un cliente
americano deve essere conservata in file
presso la Siemens Healthcare Diagnostics
prima che i kit o i componenti contenenti
materiale radioattivo possano essere
spediti. Questi materiali radioattivi
possono essere acquisiti da qualsivoglia
cliente in possesso dell'Autorizzazione
Specifica. Con l'Autorizzazione Generica
questi materiali radioattivi possono essere
acquistati solo da medici, veterinari che
esercitino la professione, laboratori clinici
ed ospedalieri – e solo per l'esecuzione di
test clinici o di laboratorio in vitro che non
implichino somministrazione interna o
esterna del materiale radioattivo o delle
sue radiazioni alle persone o animali. La
sua acquisizione, ricevimento,
conservazione, utilizzo, trasferimento ed
eliminazione sono soggette a
regolamentazioni e ad Autorizzazione
(Generica o Specifica) della Commissione
Statunitense per il Nucleare o dello Stato
con il quale l'NRC abbia stipulato un
accordo per l'esercizio del controllo
regolatorio.
Manipolare i materiali radioattivi secondo
quanto previsto dall'Autorizzazione
Generica o Specifica. Per minimizzare
l'esposizione alle radiazioni, l'utilizzatore
deve attenersi alle linee guida stabilite dal
National Bureau of Standards publication
su “Safe Handling of Radioactive
Materials” “Norme per una corretta
manipolazione dei Materiali
Radioattivi”.(Guida N° 92, pubblicata il 9
Marzo 1964) e successive edizioni
pubblicate dallo Stato e dalle Autorità
Federali.
Assorbire immediatamente le fuoriuscite e
decontaminare le superfici contaminate.
Evitare la formazione di aerosol. Eliminare
i rifiuti solidi radioattivi secondo quanto
previsto dall'Autorizzazione. Le licenze
generiche (possessori di NRC Form 483)
possono eliminare i rifiuti radioattivi solidi
come non radioattivi, dopo aver rimosso
l'etichetta. I detentori di autorizzazioni
specifiche (NRC Form 313) devono fare
riferimento al Titolo 10, Codice delle
Regolamentazioni Federali Parte 20. I
detentori di Autorizzazioni negli Stati che
hanno stipulato un accordo con l'NRC
dovrebbero far riferimento alle
regolamentazioni idonee dei loro stati. I
detentori di Autorizzazioni Generali
possono eliminare i rifiuti radioattivi liquidi
del tipo contenuto in questo prodotto
attraverso il lavello del laboratorio. I
detentori di autorizzazione devono
eliminare o rendere illeggibili le etichette
dei contenitori vuoti di materiali radioattivi
prima di eliminare i rifiuti solidi. I detentori
di autorizzazioni specifiche possono
eliminare piccoli quantitativi di rifiuti
radioattivi liquidi del tipo utilizzato in
questo prodotto attraverso il lavello del
laboratorio. Fare riferimento alle
regolamentazioni appropriate applicabili al
Vostro laboratorio.
Materiali Forniti: Preparazione
Iniziale
E' stato riscontrato che il testosterone
viene assorbito dalle superfici in gomma;
quindi, contenitori e tappi in gomma
devono essere evitati nell'utilizzo dei
reagenti forniti.
Provette Coattate con Anticorpi antiTestosterone Totale (TTT1)
Provette di polipropilene coattate con
anticorpi anti-testosterone e confezionate
in buste a cerniera sigillate. Conservare
refrigerate al riparo dall'umidità,
richiudendole dopo l'utilizzo. Stabili a 2–
8°C fino alla data di scadenza indicata
sulla confezione. Colore: giallo.
TKTT1: 100 provette.
125
Testosterone Totale marcato con I
(TTT2)
105 mL di testosterone iodinato. Stabile a
2–8°C per 30 giorni dopo l'apertura, o fino
alla data di scadenza indicata sulla
provetta. Il tracciante deve essere a
temperatura ambiente (15–28°C) e ben
mescolato capovolgendo il flacone prima
dell'utilizzo.
TKTT1: 1 flacone. TKTT2: 2 flaconi
TKTT5: 5 flaconi.
Calibratori Testosterone Totale
(TTC3–8)
Sei flaconi di calibratori testosterone,
pronti all'uso. Il calibratore zero A contiene
4,0 mL, ed i calibratori rimanenti da B fino
ad F contengono 1,0 mL ciascuno. Stabile
a 2–8°C per 30 giorni dopo l'apertura, e
per 6 mesi (aliquotato) a –20°C.
TKTT1: 1 set. TKTT2: 1 set.
TKTT5: 2 set.
I calibratori contengono rispettivamente, 0,
20, 100, 400, 800 e 1 600 nanogrammi di
testosterone per decilitro (ng/dL) in siero
umano processato equivalente a: 0, 0,7,
3,5, 14, 28 e 55 nanomoli per litro
(nmol/L). I punti intermedi della
calibrazione possono essere ottenuti
mescolando i calibratori in proporzioni
idonee.
Materiali Richiesti Ma Non
Forniti
Gamma counter – compatibile con le
provette standard 12x75 mm
Vortex mixer
Urina Idrolizzata
Vedi Preparazione del Campione: Sezione
Idrolisi delle Urine.
Radioimmunodosaggio
Provette semplici di polipropilene da
12x75 mm— da utilizzarsi con le provette
NSB, disponibili presso Siemens
Healthcare Diagnostics (Codice: PPO).
Micropipette: 50 µL e 1,0 mL.
Bagnetto termostatato — in grado di
mantenere la temperatura 37°C — non
possono essere utilizzati forni o piastre
riscaldate.
Foam per la decantazione delle provette –
disponibile presso la Siemens Healthcare
Diagnostics (Codice: FDR).
Carta per grafici Logit-log
Un controllo a tre-livelli basato su siero
umano, contenente testosterone tra oltre
25 altri costituenti dosati, disponibile
35
presso Siemens Healthcare Diagnostics
(Codice: CON6).
Volume richiesto: 1,0 mL (per la
procedura con idrolisi).
Prelievo dei Campioni
Conservazione: 7 giorni a 2–8°C o 1
mese a –20°C.
Siero e Plasma Eparinizzati:
Non è necessario che il paziente sia a
digiuno, non sono necessarie preparazioni
8
particolari. Prelevare il sangue in provette
semplici (senza anticoagulante) o provette
eparinizzate, annotando l'ora del prelievo
e separare il siero o il plasma eparinizzati
dalle cellule attraverso centrifugazione.
Il plasma EDTA produce risultati che sono
circa il 10% più bassi.
Preparazione dei Campioni:
Idrolisi dell'Urina
1
Non utilizzare provette coattate con
anticorpo.
2
Si consiglia l'utilizzo di un'ultracentrifuga
per schiarire i campioni lipemici.
I campioni emolizzati posson indicare il
trattamento non idoneo del campione
prima dell'arrivo al laboratorio; per questo
motivo, i risultati devono essere
interpretati con prudenza.
Provette per il prelievo di sangue di
produttori diversi possono dare valori
differenti, a seconda dei materiali e degli
additivi usati, incluso gel o barriere fisiche,
attivatori di coaguli e/o anticoagulanti.
L'Coat-A-Count Testosterone Totale non é
stato verificato con tutte le possibili
variazioni di tipi di provette. Consultare la
sezione riguardante Campioni Alternativi
per dettagli sulle provette testate.
Volume richiesto: 50 µL per provetta.
Conservazione: a 2–8°C per 7 giorni, o
9
fino a due mesi congelato a –20°C.
Prima del dosaggio, consentire ai
campioni di raggiungere temperatura
ambiente (15–28°C) e mescolare
scuotendo leggermente o capovolgendo la
provetta. Aliquotare, se necessario per
evitare cicli ripetuti di congelamento e
scongelamento. Non tentare di scongelare
i campioni congelati riscaldandoli in un
bagnetto termostatato.
Urina:
Ottenere un campione nelle 24 ore,
mantenendo lo stesso refrigerato durante
il prelievo. Annotare il volume totale. Se
l'analisi non viene effettuata
immediatamente, conservare un'aliquota
ben mescolata dopo l'aggiunta di 1,0
grammi di acido borico per 100 mL di
urina.
36
Etichettare una provetta di vetro o di
plastica non coattata per ciascun
campione di urina.
Dispensare 1,0 mL di ciascun
campione di urina nella provetta
appropriata.
Se il campione risulta torbido, o se si
è verificata la formazione di
precipitato, occorre centrifugare l'urina
e lavorare con il sovranatante chiaro.
3
Aggiungere 200 µL di HCl concentrato
(12N, non fornito) ad ogni provetta.
Tappare ed incubare il un bagnetto
d'acqua bollente per 15 minuti.
4
Diluire ciascun campione idrolizzato
1:25 con il calibratore zero: ad
esempio, aggiungere 10 µL di
campione idrolizzato a 240 µL del
calibratore zero.
Non utilizzare acqua per diluire gli
idrolizzati; deve essere utilizzato il
calibratore zero.
Procedere con il radioimmunodosaggio,
come descritto più sotto nella sezione
Procedura del Dosaggio. Se non dosati
immediatamente, gli idrolizzati devono
essere sigillati e conservati a –20°C per
non più di 7 giorni. I volumi possono
essere progressivamente aumentati, se lo
si desidera, a patto che le proporzioni
specificate nella procedura di idrolisi
rimangano inalterate.
Dosaggio Radioimmunologico
Una singola curva di calibrazione fornisce
la base per determinare le concentrazioni
di testosterone nel siero (o nel plasma
eparinato) e nelle urine. In maniera
conforme, sia gli idrolizzati urinari che i
campioni di siero non trattato possono
essere processati nello stesso dosaggio. I
calibratori sono pronti all'uso; solo i
campioni di urina possono essere soggetti
ad idrolisi, come descritto nella
Preparazione dei Campioni: sezione
Idrolisi delle Urine. Tutti i componenti
devono essere a temperatura ambiente
(15–28°C) prima dell'utilizzo.
1
Provette Semplici: Etichettare con T
(conte totali) quattro provette semplici
(non coattate) 12x75 mm di
polipropilene e NSB (legame non
specifico) in duplicato.
devono passare più di 10 minuti nella
dispensazione del tracciante. Mettere
da parte le provette T per la conta (al
punto 6); non sono necessari ulteriori
passaggi.
4
Incubare per 3 ore a 37°C.
5
Decantare completamente.
Rimuovere tutta l'umidità visibile
aumentando così la precisione.
Utilizzare un foam per la
decantazione, decantare o aspirare i
contenuti di tutte le provette (ad
eccezione delle provette T) e fare in
modo che si asciughino per 2 o 3
minuti. Tamponarle su carta
assorbente per eliminare
completamente i liquidi.
Poiché il legame non specifico nel
dosaggio Coat-A-Count è
caratteristicamente basso, le provette
NSB possono essere anche omesse
senza compromettere l'accuratezza o
il controllo di qualità.
Provette Coattate: Etichettare con A
dodici Provette Coattare con Anticorpo
Testosterone Totale (legame massimo) e
da B ad F in duplicato. Etichettare altre
provette coattate con l'anticorpo,
anch'esse in duplicato, per i controlli ed i
campioni del paziente.
Calibratori
2
ng/dL
nmol/L
A (MB)
0
0
B
20
0,7
C
100
3,5
D
400
14
E
800
28
F
1 600
55
Dispensare 50 µL del calibratore zero
A nelle provette NSB ed A, e 50 µL di
ciascuno dei calibratori, dei controlli e
dei campioni rimanenti (siero o
plasma eparinizzato) nelle provette
preparate. Dispensare 50 µL di
ciascun idrolizzato urinario in provette
adeguatamente etichettate. Pipettare
direttamente al fondo.
I campioni dei pazienti con
concentrazioni attese di testosterone
superiori al calibratore più elevato
(1 600 ng/dL) devono essere diluiti
con il calibratore zero.
3
Aggiungere 1,0 mL di Testosterone
125
Totale marcato con I ad ogni
provetta. Vortexare.
I laboratori forniti di un pipettatorediluitore affidabile possono eseguire il
punto 2 e 3 simultaneamente, occorre
fare attenzione ad evitare il carryover
da campione a campione. Non
6
Contare per 1 minuto in un gamma
counter.
Calcolo e Controllo di Qualità
Per calcolare le concentrazioni di
testosterone totale da una
rappresentazione logit-log della curva di
calibrazione, calcolare inizialmente per
ogni coppia di provette la media delle
conte per minuto corrette con NSB:
Conte Nette = (Media dei CPM) Meno (Media
CPM NSB)
Quindi determinare il legame di ogni
coppia di provette come percentuale del
legame massimo (MB), con le conte
corrette-NSB delle provette A prese al
100%:
Percentuale di Legato = (Conte Nette / Conte
Nette MB) × 100
Il calcolo può essere semplificato
omettendo la correzione per il legame non
specifico; i campioni entro il range dei
calibratori producono virtualmente gli
stessi risultati quando il Legato
Percentuale viene calcolato direttamente
dalla media dei CPM.
Utilizzando la carta logit-log, tracciare la
Percentuale di Legato sull'asse verticale
(probabilità) verso la Concentrazione
sull'asse orizzontale (logaritmica) per
ciascuno dei calibratori non zero e
tracciare una linea retta
approssimativamente lungo il tracciato di
questi punti. I risultati per i campioni
sconosciuti possono essere letti dalla retta
attraverso interpolazione.
37
Benché altri approcci siano accettabili, il
calcolo dei dati con un metodo logit-log
appena descritto ha alcuni vantaggi in
questo contesto – ad esempio – facilitare il
riconoscimento dei punti devianti della
calibrazione – poiché il dosaggio
Coat-A-Count Testosterone Totale è stato
ottimizzato per la linearità in questa
rappresentazione.
Campioni di Urina: Dividere il risultato
ottenuto in "ng/dL" come si legge dalla
curva di calibrazione per 100, per ottenere
il risultato in ng/mL; quindi moltiplicare per
30, per ottenere la concentrazione di
testosterone, in ng/mL, del campione
originario di urina non idrolizzata. (Viene
utilizzato un fattore di 30, poiché i
campioni di urina sono diluiti 1:1.2 con
acido idroclorico, quindi 1:25 con il
calibratore zero.) Moltiplicare per il volume
totale in litri per ottenere la produzione di
testosterone in microgrammi per giorno
nelle 24 ore.
Annotazioni: Si consiglia per ogni
dosaggio di annotare i numeri di lotto dei
componenti utilizzati, le date di
ricostituzione o di apertura dei reagenti.
Manipolazione dei Campioni: Le
istruzioni per la manipolazione e la
conservazione dei campioni e dei
camponenti devono essere
scrupolosamente seguite. Diluire i
campioni di siero e di plasma eparinizzato
che ci si attende contengano
concentrazioni di testosterone superiori al
calibratore più elevato (1 600 ng/dL) con il
calibratore zero prima del dosaggio. Tutti i
campioni inclusi i calibratori ed i controlli
devono essere dosati in duplicato. Si
consiglia di utilizzare un puntale monouso,
cambiando il puntale tra un campione e
l'altro, per evitare la contaminazione da
carryover. Coppie di provette di controllo
possono essere inserite lungo tutto il
dosaggio per aiutare nella verifica
dell'assenza di deviazioni significative.
Verificare la concordanza dei risultati
all'interno delle coppie di provette e fare
attenzione ad evitare il carryover da un
campione all'altro.
Controlli: I controlli o i pool di siero con
alMeno due livelli di concentrazione di
testosterone (basso ed alto) devono
essere dosati nella routine come campioni
sconosciuti, ed i risultati devono essere
riportati giorno dopo giorno come descritto
in Westgard JO, et al. A multi-rule chart for
quality control. Clin Chem 1981;27:493501. I campioni ripetuti sono un valido
strumento per il monitoraggio della
precisione interdosaggio.
Calcolo dei Dati: E' buona norma
costruire un grafico della curva di
calibrazione quale verifica visiva
dell'appropriatezza della trasformazione
utilizzata, anche laddove il calcolo dei
risultati venga effettuato con il computer.
Vedi Davis SE et al. Radioimmunoassay
data processing with a small
programmable calculator. J Immunoassay
1980;1:15-25; and Dudley RA, et al.
Guidelines for immunoassay data
reduction. Clin Chem 1985;31:1264-71.
Parametri di Q. C.:
Consigliamo di annotare le seguenti
modalità per stabilire le prestazioni del
dosaggio:
T = Conte Totali (conte al minuto)
%NSB = 100 × (Conte NSB Medie / Conte
Totali)
%MB = 100 × (Conte Nette / Conte Totali)
E le “intercette” al 20, 50 ed 80%, dove
20% = Concentrazione al 20% di Legato ecc.
Seduta Esemplificativa: a solo scopo
illustrativo e non per calcolare i risultati di
un'altra seduta. (vedi tabella "Example
Run").
Valori Attesi
In uno studio sui range di riferimento, sono
stati dosati 87 campioni di siero maschile
e 81 campioni di siero femminile con il
dosaggio Coat-A-Count Testosterone
Totale, con i seguenti risultati in ng/dL.
E' stato riscontrato che il testosterone
viene assorbito dalle superfici in gomma;
quindi, contenitori e tappi in gomma
devono essere evitati nell'utilizzo dei
reagenti forniti.
38
Mediana
n (ng/dL)
Range
Centrale
95%
Range
Assoluto
Femmine
Ovulazione
41
24
ND–80
ND–81
Contraccettivi
13
Orali
15
—
ND–28
Campioni
PostMenopausa
20
4,0–62
4,0–74
27
Maschi
20–49 anni
68
630
262–1 593
245–1 836
> 50 anni
19
427
181–758
181–772
ND: non determinabile
La comparazione tra il dosaggio
Coat-A-Count 50 µL Testosterone Totale
con i propri predecessori suggerisce i
seguenti range di riferimento per il
testosterone urinario: da 25 a
125 µg/giorno (con una mediana di circa
75 µg/giorno) per i maschi adulti, e da 5 a
35 µg/giorno (con una mediana di circa
15 µg/giorno) per le femmine adulte.
I laboratori devono considerare questi
risultati soltanto come linee guida. Ogni
laboratorio dovrebbe stabilire i propri
range di riferimento.
Prestazioni del Dosaggio
Vedi Tabelle e Grafici per i dati
rappresentativi delle prestazioni del kit
Coat-A-Count Testosterone Totale. I
risultati del Testosterone Totale di seguito
riportati sono espressi in ng/dL. Se non
diversamente specificato, i risultati sono
stati generati da campioni di siero.
Fattore di Conversione:
ng/dL × 0,03467 → nmol/L
Range: 4 – 1 600 ng/dL.
Range di Calibrazione: 20 – 1 600 ng/dL
(0,7 – 55 nmol/L).
Sensibilità analitica: 4 ng/dL
(0,14 nmol/L).
Precisione Intra-Dosaggio (All'interno
della stessa seduta) E' stato preparato
un profilo di precisione legato alla dose,
basato da 17 a 21 gradi di libertà per
punto che riportava i CV attesi per i
campioni dosati in duplicato. (Vedi grafico
“Precision Profile”.)
Inter-Dosaggio (Da seduta-a-Seduta):
Sono state calcolate statistiche per
ciascuno dei sette campioni dai risultati di
coppie di provette in 20 dosaggi diversi.
(Vedi tabella “Interassay Precision”.)
Specificità: L'antisiero Coat-A-Count
Testosterone Totale è altamente specifico
per il testosterone. La crossreattività
percentuale è stata calcolata peso/peso a
circa il 50% del legame. (Vedi tabella
“Specificità”) per dati rappresentativi.
Linearità: I campioni sono stati provati
sotto varie diluizioni. (Vedi tabella
“Linearity” per dati rappresentativi.)
Effetto Fine-Seduta: Nessuno fino a circa
300 provette. (vedi tabella "End-of-Run
Effect").
Recupero: Sono stati dosati campioni
1:19 cui sono state aggiunte tre soluzioni
di Testosterone (5 000, 10 000 e
20 000 ng/dL). (Vedi tabella “Recovery”
per dati rappresentativi).
Bilirubina: La presenza di bilirubina in
concentrazioni fino a 200 mg/L non ha
nessun effetto sui risultati entro il range di
precisione del dosaggio.
Emolisi: La presenza di globuli rossi
impaccati in concentrazioni fino a
30 µL/mL non ha effetto sui risultati entro il
range di precisione del dosaggio.
Lipemia: Il calibratore alto (1 600 ng/dL) è
stato diluito serialmente con un pool di
sieri lipemici. Ciò ha provocato un
incremento della lipemia in relazione al
decremento della concentrazione di
testosterone (dovuto principalmente al
calibratore). Queste diluizioni sono state
dosate con il pool lipemico non diluito. I
risultati mostrano che anche in presenza
di una lipemia grave non vi sono effetti
significativi sul dosaggio.
Tipo di Campione Alternativo: Per
determinare se gli anticoagulanti
interferiscano con il dosaggio, è stato
prelevato del sangue da 23 volontari in
provette semplici, eparinizzate e
vacutainer EDTA. Tutti i campioni sono
stati dosati con il Dosaggio Coat-A-Count
Testosterone Totale. Attraverso
regressione lineare
(Eparina) = 1,02 (Siero) – 1,0 ng/dL
r = 0,998
Valore medio:
273 ng/dL (Eparina)
270 ng/dL (Siero)
39
(EDTA) = 0,91 (Siero) + 3,0 ng/dL
r = 0,997
(TKTT) = 1,10 (Kit A) + 19 ng/dL
r = 0,981
Valore medio:
250 ng/dL (EDTA)
270 ng/dL (Siero)
Valore medio:
269 ng/dL (TKTT)
227 ng/dL (Kit A)
I risultati mostrano che i campioni di
plasma eparinizzato producono
virtualmente gli stessi risultati del siero nel
Totale, mentre il plasma EDTA produce
risultati che sono in media circa il 10% più
bassi.
(TKTT) = 1,23 (Kit B) + 16 ng/dL
r = 0,987
Effetto dell'SHBG: Per determinare se il
dosaggio subisca delle variazioni nel
livello di globulina endogena legante gli
ormoni sessuali (SHBG), ciascun
calibratore del kit IRMA-Count SHBG è
stato diluito 1:201 con una soluzione di
testosterone, quindi sono stati dosati, sia
diluiti che non diluiti con il dosaggio
Coat-A-Count Testosterone Totale. La
quarta colonna mostra i valori di
testosterone appartente (in ng/dL) dei
calibratori SHBG diluiti dopo correzione
delle concentrazioni di testosterone
osservate per i calibratori non diluiti.
L'ultima colonna è stata calcolata
prendendo al 100% la media apparente
della concentrazione corretta di
testosterone dei calibratori diluiti SHBG.
(Vedi tabella "SHBG Effect" per valori
rappresentativi).
All'estero: Si prega di contattare il proprio
Distributore Nazionale.
Effetto delle Proteine: Per simulare varie
concentrazioni proteiche, sono stati
effettuati esperimenti nei quali aliquote da
2,0 mL di pool di sieri umani sono state
liofilizzate e quindi ricostituite con diversi
volumi d'acqua (1,3, 2,0 e 3,0 mL).
Ciascuna aliquota ricostituita è stata
quindi dosata con il dosaggio
Coat-A-Count Testosterone Totale. (Il
fattore utilizzato per correggere il volume
di ricostituzione è tabulato di seguito). I
valori osservati ed attesi di testosterone
totale sono tabulati in ng/dL. (Vedi tabella
“"Protein Effect" per dati rappresentativi)
Comparazione di Metodi: In uno studio
comparativo effettuato su pazienti il
Totale è stato comparato a due
radioimmunodosaggi disponibili in
commercio, un dosaggio a doppioanticorpo (Kit A), e l'altro un dosaggio
coated-tube (Kit B). Sono stati combinati i
risultati di campioni di siero provenienti da
37 maschi e 46 femmine, con la seguente
relazione:
40
Valore medio:
269 ng/dL (TKTT)
206 ng/dL (Kit B)
Assistenza Tecnica
Il Sistema Qualità della Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. è certificato ISO 13485:2003.
Português
Testosterona Total Coat-ACount
Utilização: Testosterona Total
Coat-A-Count é um radioimunoensaio de
125
fase sólida marcado com I designado
para o doseamento quantitativo da
testosterona em soro ou plasma
heparinizado sem extracção. Associada
com um procedimento de hidrólise ácida,
o mesmo também é adequado para o
ensaio de amostras de urina. Destina-se
exclusivamente ao diagnóstico in vitro
como auxiliar do diagnóstico e tratamento
de condições envolvendo o excesso ou
deficiência deste andrógeno.
Números de catálogo:
TKTT1 (100 tubos), TKTT2 (200 tubos),
TkTT5 (500 tubos)
O Kit com 100 tubos contém
Menos que 4 microcuries
125
(148 kilobecquerels) de I
radioactivo ligado a testosterona; o Kit
com 200 tubos contém Menos que
8 microcuries (296 kilobecquerels), e o kit
com 500 tubos contém Menos que 200
microcuries (740 kilobecquerels).
Sumário e Explicação do Teste
No homem, a Testosterona é sintetizada
principalmente nas células intersticiais de
Leydig no testículo, e é regulada pelo
hormónio estimulante da célula intersticial
(ICSH) ou hormónio luteinizante (LH) da
pituitária anterior (a forma feminina
equivalente da ICSH). A testosterona é
responsável pelo desenvolvimento das
características sexuais secundárias, como
órgãos sexuais acessórios, próstata,
vesícula seminal e o crescimento dos
pêlos faciais púbicos e axilares. Os
doseamentos da Testosterona tem sido
muito úteis na avaliação dos estados
hipogonadais. Níveis elevados de
testosterona em homens podem ser
encontrados em resistência androgênica
10
completa (feminização testicular).
Causas comuns da diminuição dos níveis
de testosterona em homens incluem:
hipogonadismo, orquidectomia, terapia
estrogênica, síndroma de Klinefelter,
hipopituitarismo, e cirrose hepática.
Na mulher, os níveis de testosterona são
normalmente inferiores ao encontrado
num homem saudável. A testosterona na
mulher é proveniente de três diferentes
origens. Ela é secretada em pequenas
quantidades tanto pelas glândulas
adrenais como pelos ovários, e em
mulheres saudáveis 50–60% da produção
diária de testosterona provém do
metabolismo periférico dos préhormônios, principalmente a
androstenediona. Causas comuns do
aumento dos níveis de testosterona sérica
em mulheres incluem ovários policístico
(Síndroma de Stein Leventhal), tumores
ovarianos, tumores adrenais e hiperplasia
adrenal. A virilização na mulher está
associada com a administração de
andróginos e a superprodução endógena
da testosterona. Parece haver uma
correlação entre os níveis de testosterona
sérica e o grau de virilização na mulher,
embora aproximadamente 25% das
mulheres com graus variantes de
virilidade possuem nível de testosterona
no soro dentro dos valores de referência
feminina.
Princípio do Procedimento
O procedimento Coat-A-Count é um
radioimunoensaio fase sólida, baseado
nos anticorpos específicos à Testosterona
imobilizados nas paredes dos tubos de
polipropileno. A Testosterona marcada
125
com I compete por um período fixo de
tempo com a testosterona da amostra do
paciente para os sítios do anticorpo. O
tubo é decantado, para separar a forma
ligada da livre, e é contado em um
contador gama. A quantidade de
Testosterona presente na amostra do
paciente é determinada a partir de uma
curva de calibração.
Reagentes para Pipetar: 1
Tempo de Incubação Total: 3 horas.
Contagens Totais na Marcação com o
Iodo: aproximadamente 60 000 cpm
Precauções
Para uso de diagnóstico in vitro.
Reagentes: Conservar a 2–8°C num
frigorífico destinado para materiais
radioactivos. Eliminar de acordo com as
leis aplicáveis.
Não utilize reagentes com prazo de
validade expirado.
Alguns componentes fornecidos com este
kit podem conter matéria de origem
humana e/ou outros ingredientes
potencialmente perigosos que necessitem
de algumas precauções.
Manipule com as devidas precauções
todos os materiais capazes de transmitir
doenças infecciosas. As matérias primas,
obtidas de soro humano, foram testadas,
revelando resultados negativos para a
sífilis, para os anticorpos do vírus da
imunodeficiência humana (HIV) 1 e 2;
para o antígeno de superfície da hepatite
B (HBsAg) e para os anticorpos do vírus
da hepatite C.
Azida de sódio foi adicionada como
conservante; para evitar acumulações de
azidas metálicas explosivas em
canalizações de cobre e alumínio, os
reagentes devem ser rejeitados no esgoto
apenas se estiverem diluídos e forem
lavados com grandes volumes de água.
Água: Utilize água destilada ou
deionizada.
Radioactividade
Uma cópia da licença de uso de produtos
radioactivos (especifico ou geral) enviada
pelo cliente, deve estar em poder da
Siemens Healthcare Diagnostics antes do
envio dos kits ou componentes contendo
material radioactivo. Estes materiais
radioactivos podem ser adquiridos por
qualquer cliente que possua a necessária
licença especifica. Com uma licença
41
generalista estes produtos radioactivos só
podem ser adquiridos por médicos,
veterinários na prática de medicina
veterinária, laboratórios clínicos e
hospitais. E somente para uso clinico in
vitro ou testes laboratoriais não
envolvendo administração externa ou
interna do material radioactivo ou da sua
radiação para o ser humano ou outros
animais. A sua aquisição, receita,
armazenamento uso, transporte e
eliminação estão sujeitas aos
regulamentos e à licenciada Comissão de
Regulação Nuclear ou do Estado
respectivo de acordo com a lei em vigor.
Tratar os materiais radioactivos de acordo
com a regulamentação da sua licença,
específica ou generalista. De modo a
minimizar a exposição à radiação deve o
utilizador seguir as instruções da
publicação do Departamento Nacional de
Padrões (Utilização segura de materiais
radioactivos - Livro No. 92, publicado em
Março de 1964) e publicações seguintes
do Estado e Autoridades Federais.
Limpar os derrames prontamente e
descontamine as superfícies afectadas.
Evitar os aerossóis. Elimine os lixos
radioactivos de acordo com a
regulamentação da licença. As licenças
generalistas (portadores da licença NRC
483) podem eliminar os lixos sólidos
radioactivos como lixo não radioactivo
depois de remover os rótulos. Licenças
Especificas (Licença NRC 313) devem ter
em conta o Capitulo 10 do artigo 20, do
Código de Regulamentações Federais.
Cada Estado deve referir a legislação em
vigor aprovada para o seu território. As
licenças generalistas podem eliminar os
lixos radioactivos líquidos do tipo deste
produto para um esgoto de laboratório. Os
licenciados devem remover os rótulos dos
frascos vazios de materiais radioactivos
antes de os colocar no esgoto sólido. As
licenças especificas podem eliminar
pequenas quantidades de lixo radioactivo
deste tipo de produto para o esgoto
normal do laboratório. Ter em atenção as
regulamentações em vigor para o seu
laboratório.
Materiais fornecidos:
Preparação inicial
devem ser evitados no manuseio dos
reagentes fornecidos.
Tubos revestidos com Anticorpos de
Testosterona Total (TTT1)
Tubos de polipropileno revestidos com
anticorpos à testosterona embalados em
sacos com fecho de segurança.
Conservar refrigerado e protegido da
humidade, selar os sacos
cuidadosamente após cada abertura.
Estável a 2–8°C até à data de validade
inscrita na embalagem. Cor: Amarelo.
TKTT1: 100 tubos. TKTT2: 200 tubos.
TkTT5: 500 tubos.
125
I Testosterona Total (TTT2)
125
105 mL de testosterona marcada com I.
Estável a 2–8°C durante 30 dias depois
de aberto, ou até à data de validade
inscrita no frasco. O frasco deve estar à
temperatura ambiente (15–28C°) e ser
adequadamente misturado por inversão
antes do uso.
TKTT1: 1 frasco. TKTT2: 2 frascos.
TKTT5: 5 frascos
Calibradores de Testosterona Total
(TTC3–8)
Seis frascos de calibradores de
testosterona pronto para uso. O calibrador
zero A contém 4,0 mL, e os calibradores
remanescentes de B a F contém 1,0 mL
cada. Estável, após a abertura, durante
30 dias a 2–8°C ou por 6 meses
(aliquotado) a –20°C.
TKTT1: 1 conjunto. TKTT2: 1 conjunto.
TKTT5: 2 conjuntos
Os calibradores contém respectivamente,
0, 20, 100, 400, 800 e 1 600 nanogramas
de testosterona por decilitro (ng/dL) em
soro humano processado; equivalente a:
0, 0,7, 3,5, 14, 28 e 55 nanomoles por litro
(nmol/L). Pontos de calibração
intermediários podem ser obtidos pela
mistura dos calibradores em proporções
apropriadas.
Materiais Necessários mas não
Fornecidos
Contador Gama – compatível com os
tubos normais (12x75 mm).
Agitador Vórtex
Tem sido observado que a Testosterona é
absorvida por superfícies de borracha.
Assim tampas e recipientes de borracha
42
Hidrólise da Urina
Ver preparação de amostra: secção
Hidrólise da Urina.
variações originadas pelos tipos de tubos.
Consultar a secção Tipos de Amostras
Alternativas para obter detalhes sobre os
tubos que foram testados.
Radioimunoensaio
Tubos não revestidos de polipropileno
(12x75 mm) – para uso como tubos T e
NSB, disponíveis na Siemens Healthcare
Diagnostics (Números de catálogo: PPO).
Volume de Amostra: 50 µL por tubo.
Micropipetas: 50 µL e 1,0 mL.
Banho-maria – capaz de manter 37°C –
nem forno ou bloco de calor são
adequados.
Espuma de decantação– disponível na
Siemens Healthcare Diagnostics
(Números de catálogo: FDR)
Armazenamento: 7 dias à 2–8°C ou por
9
até 2 meses congelados à –20°C.
Deixar as amostras atingirem a
temperatura ambiente (15–28°C) e agitar
suavemente ou por inversão. Aliquotar se
necessário para evitar repetidos
congelamentos/descongelamentos. Não
descongelar as amostras por aquecimento
em banho-maria.
Controle de imunoensaios, com três
níveis, baseado em soro humano,
contendo testosterona como um dos mais
de 25 constituintes ensaiados; disponíveis
na Siemens Healthcare Diagnostics
(Números de catálogo: CON6).
Urina:
Obter uma amostra de 24 horas,
mantendo a espécime refrigerada durante
a colheita. Anotar o volume total. A Menos
que a análise não seja realizada
imediatamente, reservar uma alíquota
muito bem misturada adicionando 1,0
grama de ácido bórico por cada 100 mL
de urina.
Colheita
Volume de amostra: 1,0 mL (para cada
procedimento de hidrólise).
Papel logit-log
Soro e Plasma heparinizado:
O paciente não necessita estar em jejum
e nenhuma preparação especial é
necessária. Colher o sangue por punção
venosa em tubos comuns (sem
anticoagulante) ou tubos heparinizados,
anotando-se a hora da colheita, e separar
o soro ou plasma heparinizado das
células por centrifugação.
O plasma com EDTA gera resultados os
quais são em média por volta de 10%
mais baixos.
Armazenamento: 7 dias à 2–8°C ou 1
mês à –20°C.
Preparo das Amostras:
Hidrólise da Urina
1
Não utilizar tubos revestidos com
anticorpo.
2
Recomenda-se o uso de uma ultra
centrífuga para clarear amostras
lipémicas.
Amostras hemolisadas podem indicar
tratamento incorrecto de uma amostra
antes do envio para o laboratório; portanto
os resultados devem ser interpretados
com cuidado.
Os tubos para colheita sanguínea de
diferentes fabricantes, podem originar
diferentes valores, dependendo dos
materiais e aditivos, incluíndo gel ou
barreiras fisicas, activadores do coágulo
e/ou anti coagulantes. Coat-A-Count
Testosterona Total não foram ainda
testados com todas as possiveis
Rotular um tubo de vidro ou de
plástico não recoberto para cada
amostra de urina.
Pipetar 1,0 mL de cada amostra de
urina nos tubos apropriados.
Se a amostra se apresentar turva ou
se houver precipitado formado,
primeiramente centrifugar a urina e
trabalhar com o sobrenadante
límpido.
3
Adicionar 200 µL de HCl concentrado
(12N, não fornecido) a cada tubo.
Tampar firmemente e incubar em
banho de água fervente por 15
minutos.
4
Diluir cada amostra hidrolisada em
1/25 com o calibrador zero: por
exemplo, adicionar 10 µL de amostra
hidrolisada à 240 µL de calibrador
zero.
43
Não utilizar água para diluir o
hidrolisado; tem que se usar o
calibrador zero.
Continuar com o procedimento do
radioimunoensaio como descrito abaixo
no secção procedimento de
radioimunoensaio. Caso não forem
ensaiados imediatamente, os hidrolisados
devem ser armazenados fortemente
tampados à –20°C por não mais que 7
dias. Os volumes podem ser trocados, se
desejado, desde que as proporções
especificadas no procedimento de
hidrólise permaneçam as mesmas.
2
Técnica de Radioimunoensaio
Uma única curva de calibração fornece a
base para a determinação da
concentração de Testosterona no soro (ou
plasma heparinizado) e na urina. Desta
maneira, ambos, o hidrolisado urinário e
amostras de soro, não tratadas, podem
ser processados no mesmo ensaio. Os
calibradores estão prontos para uso,
somente as amostras de urinas devem ser
submetidas à hidrólises, como descrita em
preparação da amostra; Secção hidrólise
da Urina. Todos os componentes devem
estar à temperatura ambiente (15–28°C)
antes do uso.
1
3
0
nmol/L
0
B
20
0,7
C
100
3,5
D
400
14
E
800
28
F
1 600
55
Pipetar 50 µL do calibrador zero A
nos tubos NSB e A, e 50 µL de cada
calibradores remanescentes,
controles e amostra de paciente (soro
ou plasma heparinizados) nos tubos
preparados. Pipetar 50 µL de cada
hidrolisado urinário nos tubos
apropriadamente marcados. Pipetar
directamente para a base dos
tubos.
Adicionar 1,0 mL de Tetosterona
125
Total I em todos os tubos. Misturar
em vórtex.
Laboratórios equipados com um
pipetador diluidor adequado podem
manusear os itens 2 e 3
simultaneamente, mas deve Ter o
cuidado para evitar o arraste de
amostra à amostra. Adicionar o
125
marcador I no espaço de 10
minutos após pipetar os calibradores,
controles e amostras. Deixar os tubos
T para as contagens (nº 6); pois os
mesmos não necessitam mais
processamento.
Devido ao fato das ligações não
especificas no método de
Coat-A-Count serem geralmente
baixas os valores de NSB podem ser
omitidos sem comprometer a precisão
ou controle de qualidade.
4
Incubar por 3 horas a 37°C.
5
Decantar vigorosamente.
Removendo todo o líquido
remanescente melhora-se bastante a
precisão. Usar uma espuma de
decantação, decante ou aspire o
conteúdo de todos os tubos (excepto
os T) e deixar invertidos durante 2 ou
3 minutos. Eliminar todas as gotas
residuais com papel absorvente.
6
44
ng/dL
A (MB)
As amostras de pacientes das quais
se esperam conterem concentrações
de Testosterona superiores ao
calibrador mais alto (1 600 ng/dL)
devem ser diluídas com o calibrador
zero.
Tubos lisos: Rotular quatro tubos de
polipropileno (não revestidos) de
12x75 mm – T (contagens totais) e
NSB (ligações não especificas) em
duplicado.
Tubos revestidos: Rotular doze tubos
revestidos com anticorpos de testosterona
em tubos A (máxima ligação) e de B a F
em duplicado. Rotular tubos revestidos de
anticorpos adicionais também em
duplicata, para os controles e amostras de
pacientes.
Calibradores
Contar 1 minuto em contador gama.
Cálculo e Controle de
Qualidade
Para calcular os resultados de
concentrações de Testosterona Total
duma representação logit-log da curva de
calibração, deve em primeiro lugar
calcular-se para cada par de tubos a
média de NSB-contagens por minuto
corrigidas:
Contagens reais = (Média CPM) minutos (Média
NSB CPM)
Determine a ligação de cada par de tubos
como porcentagem do máximo de ligação
(MB), com o NSB-contagens por minuto
corrigidas dos tubos A tidas como 100%:
Percentagem de Ligação = (Contagens reais /
Contagens MB reais) × 100
O cálculo pode ser simplificado omitindo a
correcção para a ligação não especifica;
amostras dentro da faixa de calibração
originam virtualmente os mesmos
resultados quando a Porcentagem de
Ligação é calculada directamente da
Média de CPM.
Usando um papel milimétrico logit-log,
represente a Porcentagem de Ligação no
eixo vertical (probabilidade) contra a
Concentração no eixo horizontal
(logarítmico) para cada um dos
calibradores diferentes de zero, e
representar uma linha recta em função da
trajectória destes pontos. Resultados de
amostras desconhecidas podem então ser
lidas nessa recta por interpolação.
Apesar de outras aproximações serem
aceitáveis, o cálculo do resultado pelo
método logit-log acima descrito possui
certas vantagens neste contexto – por
exemplo, permite um fácil
reconhecimentos dos pontos de
calibração desviantes – pois o
procedimento Testosterona Total Coat-ACount foi optimizado para a linearidade
nesta representação.
Amostras de Urina: Divida o resultado
em ng/dL, como lida na curva de
calibração por 100 para converter à ng/ml;
então multiplique por 30 para obter a
concentração de Testosterona em ng/ml,
da amostra original de urina não
hidrolisada. (Um factor de 30 é usado em
razão das amostras de urina serem
diluídas em 1,2 ácido hidrocloridrico, e
então em 1 para 25 com o calibrador
zero). Multiplique pelo volume total em
litros para reportar a Testosterona de 24
horas como sendo em microgramas por
dia.
Manutenção dos Registros: È boa
prática laboratorial registrar para cada
ensaio o número de lote dos
componentes usados, bem como as datas
de quando foram inicialmente
reconstituídas ou abertas.
Manuseio da Amostra: As instruções
para manuseio e armazenagem das
amostras dos pacientes e dos
componentes devem ser cuidadosamente
observadas. Diluir as amostras de soro do
paciente e as amostras de plasma
heparinizado dos quais se esperam
conterem concentrações de Testosterona
superiores ao calibrador mais alto
(1 600 ng/dL) com o calibrador zero antes
do ensaio. Todas as amostras incluindose os calibradores e controles devem ser
ensaiadas em duplicata. É uma boa
prática o uso de micropipetas com
ponteiras descartáveis, trocando as
mesmas entre as amostras, de maneira a
evitar a contaminação. Pares de tubos
controles podem ser espaçados ao longo
do ensaio para auxiliar a verificação da
ausência de queda significante.
Inspeccionar os resultados para a sua
concordância dentro dos pares de tubos,
e evitar o arraste entre as amostras.
Tem se demonstrado que a Testosterona
pode ser absorvida por superfícies de
borracha, assim recipientes de borracha e
suas tampas devem ser evitados para o
manuseio dos reagentes fornecidos.
Controles: Controles (ou pools de soros)
com pelo Menos dois níveis de
concentração de Testosterona Total
(baixo e alto) devem ser rotineiramente
ensaiados como desconhecidos, e os
resultados devem ser plotados dia a dia
como descrito por Westgard JO, et al. A
multi rule chart for quality control. Clin
Chem 1981;27-493-501). A repetição das
amostras é uma ferramenta adicional
disponível para a monitoração da precisão
interensaio.
Cálculo dos Resultados: É uma boa
prática a construção de um gráfico da
curva de calibração como um
acompanhamento visual das
transformações usadas, ainda que os
cálculos sejam feito por computador. Ver
45
Davis Se et al, (Processamento dos dados
de Radioimunoensaio com um pequeno
calculador programável. J Immunoessay
1980; 1: 15-25; and Dudley RA, et al.
Guidelines for immunoassay data
reduction. Clin Chem 1985;31:1264-71.
Parâmetros de Q.C.
Nós recomendamos o acompanhamento
destas medidas de performance:
T = Contagens Totais (como contagens por
minuto)
%NSB = 100 × (Média Contagens NSB /
Contagens Totais)
%MB = 100 × (Contagens reais / Contagens
Totais)
E os 20, 50 e 80 porcento "intercept,"
onde
20% = Concentração a 20 por cento de Ligação,
etc.
Exemplo de Ensaio: Apenas para
ilustração, não para calcular resultados de
outro ensaio. (Ver tabela “Exemplo de
Ensaio”.)
Valores de Referência
Como um estudo de faixa de referência,
amostras de soro de 87 homens e
amostras de soro de 81 mulheres foram
ensaiadas pelo procedimento de
Testosterona Total Coat-A-Count, com os
seguintes resultados em ng/dL.
n
Mediana Faixa Central Faixa
(ng/dL)
de 95%
Absoluta
Mulheres
Ovulantes
41
24
ND–80
ND–81
Contraceptivos Orais
13
15
—
ND–28
PósMenopausa
27
20
4,0–62
4,0–74
20–49 anos
68
630
> 50 anos
19
427
Homens
262–1 593 245–1 836
181–758
181–772
ND: não detectável
A comparação do procedimento de
Testosterona Total Coat-A-Count 50 µL
com o seu predecessor sugere as
seguintes faixas de referência para
Testosterona Urinária: 25 a 125 µg/dia
(com uma mediana de aproximadamente
75 µg/dia) para homens adultos, e 5 a
35 µg/dia (com uma mediana de
46
aproximadamente 15 µg/dia) para
mulheres adultas.
Os laboratórios devem considerar estes
resultados apenas como directrizes. Cada
laboratório deve estabelecer os seus
próprios valores de referência.
Características do Ensaio
Ver tabelas e gráficos para os dados
representativos do performance do kit de
Testosterona Total Coat-A-Count. Os
resultados de Testosterona Total nas
secções abaixo estão expressos como
ng/dL. A não ser de outra maneira
especificado os resultados das secções
abaixo foram gerados em amostras de
soro.
Factor de conversão:
ng/dL × 0,03467 → nmol/L
Faixa reportável: 4 – 1 600 ng/dL
Calibração:
20 – 1 600 ng/dL (0,7 – 55 nmol/L).
Sensibilidade Analítica: 4 ng/dL
(0,14 nmol/L).
Precisão Intra-ensaio (dentro do
ensaio): Um perfil de precisão da dose
está mostrado, baseado em 17 a 21 graus
de liberdade por ponto e descreve os CVs
que são esperados para as amostras
ensaiadas em duplicata. (Ver gráfico Perfil
de Precisão).
Precisão Inter-ensaio (ensaio a ensaio):
As estatísticas foram calculadas para
cada 7 amostras dos resultados de pares
de tubos em diferentes ensaio (Ver tabela
Precisão Interensaio).
Especificidade: O antisoro da
Testosterona Total Coat-A-Count é
altamente específico para a Testosterona.
A porcentagem de reacção cruzada foi
calculada em base peso a peso para
aproximadamente 50% de ligação. (Ver
tabela Especificidade para os dados
representativos.
Linearidade: As amostra foram doseadas
sob várias diluições. (Consulte a tabela
“Linearidade” para dados representativos).
Efeito fim-de-série: Nenhum até
aproximadamente 300 tubos. (Ver tabela
“Efeito fim-de-série”).
Recuperação: Amostras misturadas na
proporção de 1 para 19 com 3 soluções
de Testosterona (5 000, 10 000 e
20 000 ng/dL), foram ensaiadas. (Ver
tabela de Recuperação para dados
representativos).
Bilirrubina: A presença de bilirrubina em
concentrações até 200 mg/L não tem
efeito em resultados, dentro da precisão
do ensaio.
Hemólise: A presença de eritrócitos em
concentrações até 30 µL/mL não tem
efeito no resultado, dentro da precisão do
ensaio.
Lipemia: O calibrador mais alto
(1 600 ng/dL) foi diluído em série com um
“pool” de soro lipêmico. Isto causa um
grau crescente de lipemia como um
decréscimo na concentração de
Testosterona (devido primariamente a
contribuição do calibrador). Estas
diluições foram ensaiadas ao longo de um
“pool” lipêmico não misturado. Os
resultados mostraram que lipemia severa
não possui efeito clinicamente significante
no ensaio.
Tipo de amostra alternativa: Para
determinar o quanto os anticoagulantes
interferem com o ensaio, foi colectado
sangue de 23 voluntários em tubos lisos,
heparinizados e a vácuo com EDTA.
Todas as amostras foram ensaiadas pelo
procedimento Coat-A-Count. Por
Regressão Linear.
(Heparina) = 1,02 (Soro) – 1,0 ng/dL
r = 0,998
Médias:
273 ng/dL (Heparina)
270 ng/dL (Soro)
(EDTA) = 0,91 (Soro) + 3,0 ng/dL
r = 0,997
Médias:
250 ng/dL (EDTA)
270 ng/dL (Soro)
Os resultados mostram que o plasma
heparinizado gera virtualmente os
mesmos resultados que o soro no
procedimento Testosterona Total Coat-ACount, enquanto que o plasma com EDTA
gera resultados que são me média por
volta de 10% inferiores.
Efeitos da SHBG: Para verificar o quanto
este procedimento é afectado pela
variação no nível endógeno da globulina
ligadora dos hormónios sexuais (SHBG),
os calibradores do kit de SHBG IRMA
Count foram, cada um deles, misturados
em 1 em 201 com soluções de
Testosterona, e ensaiados, ambos
misturados e não misturados, pelo
procedimento Testosterona Total Coat-ACount. A quarta coluna mostra os valores
aparentes de Testosterona (em ng/dL)
dos calibradores de SHBG misturados,
após a correcção para as concentrações
observadas de Testosterona nos
calibradores não misturados. A coluna
final foi calculada tomando-se como 100%
a média corrigida de concentração
aparente de Testosterona dos
calibradores de SHBG misturados. (Ver
tabela Efeito do SHBG para os dados
representativos).
Efeito de Proteína: Para simular várias
concentrações de proteína, foram
realizados experimentos nos quais 2,0 mL
de alíquotas de “pools” de soro humano
foram congelados e secos, sendo então
reconstituídos com vários volumes de
água (1,3, 2,0, 3,0 mL). Cada alíquota
reconstituída foi então ensaiada pelo
procedimento Testosterona Total Coat-ACount. (O factor de correcção para o
volume de reconstituição está tabulado
abaixo). Os valores observados e
esperados de Testosterona Total estão
tabulados em ng/dL. (Ver tabela Efeito de
Proteína para dados representativos).
Comparação de Métodos: Em um
estudo de comparação de pacientes, o kit
de Testosterona Total Coat-A-Count, foi
comparado à dois kits de Testosterona
por radioimunoensaio comercialmente
disponíveis, um é um ensaio duploanticorpo (Kit A) e o outro um ensaio com
tubo revestido (Kit B). Os resultados de 37
amostras de soro de homens, e 46 de
mulheres foram combinados, gerando as
seguintes relações.
(TKTT) = 1,10 (Kit A) + 19 ng/dL
r = 0,981
Médias:
269 ng/dL (TKTT)
227 ng/dL (Kit A)
(TKTT) = 1,23 (Kit B) + 16 ng/dL
r = 0,987
Médias:
269 ng/dL (TKTT)
206 ng/dL (Kit B)
Assistência Técnica
Por favor contacte o seu Distribuidor
Nacional.
47
O Sistema da Qualidade da Siemens Healthcare
Diagnostics Inc. está registado sob a norma ISO
13485:2003.
Coat-A-Count® and IRMA-Count® are
trademarks of Siemens Healthcare Diagnostics.
©2010 Siemens Healthcare Diagnostics Inc. All
rights reserved.
Origin: US
Siemens Healthcare Diagnostics Inc.
Los Angeles, CA 90045 USA
Siemens Healthcare Diagnostics Ltd.
Sir William Siemens Sq.
Frimley, Camberley, UK GU16 8QD
2010-10-21
PITKTT – 8
Changes in this Edition:
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Provided section, added FDR catalog number
for foam decanting rack and PPO catalog
number for polypropylene tubes; removed
“available from Siemens” claim for graph paper
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aparecer en la etiqueta del producto: / Les
symboles suivants peuvent apparaître sur les
étiquettes des produits : / Sull'etichetta del
prodotto possono essere presenti i seguenti
simboli: / Os seguintes símbolos podem
aparecer no rótulo dos produtos:
48
Symbol Definition
En: In vitro diagnostic medical
device
De: Medizinisches Gerät zur
In-vitro Diagnose
Es: Dispositivo médico para
diagnóstico in vitro
Fr: Dispositif médical de
diagnostic in vitro
It: Dispositivo medico per
diagnostica in vitro
Pt: Dispositivo médico para
diagnóstico in vitro
En: Catalog Number
De: Katalog-Nummer
Es: Número de referencia
Fr: Numéro de référence
catalogue
It: Numero catalogo
Pt: Número de catálogo
En: Manufacturer
De: Hersteller
Es: Fabricante
Fr: Fabricant
It: Produttore
Pt: Fabricante
En: Authorized Representative in
the European Community
De: Autorisierte Vertretung in der
Europäischen Union
Es: Representante autorizado en
la Unión Europea
Fr: Représentant agréé pour
l’Union européenne
It: Rappresentante autorizzato
nella Comunità europea
Pt: Representante Autorizado na
Comunidade Europeia
En: CE Mark
De: CE-Kennzeichen
Es: Símbolo de la CE
Fr: Marque CE
It: Marchio CE
Pt: Marca CE
En: CE Mark with identification
number of notified body
De: CE-Kennzeichen
Identifikationsnummer der
benannten Stelle
Es: Marca de la CE con número
de identificación del organismo
notificado
Fr: Marque CE avec numéro
d’identification du corps notifié
It: Marchio CE con numero
identificativo dell'ente notificato
Pt: Marca CE, com número de
identificação do órgão notificado
Symbol Definition
En: Consult instructions for use
De: Bedienungshinweise
beachten
Es: Consulte las instrucciones de
uso
Fr: Consulter le mode d’emploi
It: Consultare le istruzioni per
l'uso
Pt: Consulte as instruções de
utilização
Symbol Definition
En: Lower limit of temperature
(≥2°C)
De: Mindesttemperatur (≥2°C)
Es: Temperatura maxima (≥2°C)
Fr: Limite inférieure de
température (≥2°C)
It: Limite inferiore di temperature
(≥2°C)
Pt: Limite inferior de temperatura
(≥2°C)
En: Caution! Potential Biohazard
De: Vorsicht! Biologisches
Risikomaterial
Es: ¡Precaución! Peligro Biológico
Potencial
Fr: Avertissement ! Risque
biologique potentiel
It: Attenzione! Potenziale Pericolo
Biologico
Pt: Precaução! Potenciais Riscos
Biológicos
En: Do not freeze (> 0°C)
De: Nicht einfrieren (> 0°C)
Es: No congelar (> 0°C)
Fr: Ne pas congeler (> 0°C)
It: Non congelare (> 0°C)
Pt: Não congele (> 0°C)
En: Keep away from sunlight
De: Vor Sonneneinstrahlung
schützen
Es: Mantener protegido de la luz
solar
Fr: Maintenir hors de portée de la
lumière du soleil
It: Non esporre alla luce del sole
Pt: Manter protegido da luz solar
En: Radioactive Materials
De: Radioaktives Material
Es: Materiales radiactivos
Fr: Matériaux radioactifs
It: Materiali radioattivi
Pt: Materiais Radioactivos
En: Caution
De: Vorsicht
Es: Precaución
Fr: Avertissement
It: Attenzione
Pt: Precaução
En: Temperature limitation
(2–8°C)
De: Temperaturgrenze (2–8°C)
Es: Limitación de la temperatura
(2–8°C)
Fr: Limites de température
(2–8°C)
It: Limiti di temperatura (2–8°C)
Pt: Limites de temperatura
(2–8°C)
En: Upper limit of temperature
(≤ -20°C)
De: Obere Temperaturgrenze
(≤ -20°C)
Es: Limitación superior de la
temperatura (≤ -20°C)
Fr: Limite supérieure de
température (≤ -20°C)
It: Limite superiore di temperatura
(≤ -20°C)
Pt: Limite máximo de temperatura
(≤ -20°C)
LOT
En: Batch code
De: Chargenbezeichnung
Es: Código de lote
Fr: Numéro de code du lot
It: Codice lotto
Pt: Código de lote
En: Contains sufficient for (n)
tests
De: Es reicht für (n) tests
Es: Contiene material para (n)
pruebas
Fr: Suffisant pour (n) tests
It: Contiene materiale sufficiente
per (n) test
Pt: Contém o suficiente para (n)
testes
2008-01
En: Date format (year-month)
De: Datumsformat (Jahr-Monat)
Es: Formato de fecha (año-mes)
Fr: Format de la date
(année-mois)
It: Formato data (anno-mese)
Pt: Formato de data (ano-mês)
En: Use by
De: Verwendbar bis
Es: Fecha de caducidad
Fr: A utiliser avant
It: Usare entro
Pt: Use até
49
Symbol Definition
En: Harmful
De: Gesundheitsschädlich
Es: Nocivo
Fr: Nocif
It: Nocivo
Pt: Nocivo
En: Corrosive
De: Ätzend
Es: Corrosivo
Fr: Corrosif
It: Corrosivo
Pt: Corrosivo
En: Toxic
De: Giftig
Es: Tóxico
Fr: Toxique
It: Tossico
Pt: Tóxico
En: Dangerous for the
environment
De: Umweltgefährlich
Es: Peligroso para el medio
ambiente
Fr: Dangereux pour
l'environnement
It: Pericoloso per l'ambiente
Pt: Perigoso para o ambiente
50

Total Testosterone

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